Manual de Laboratorio de Investigación Formativa V · 2019-08-13 · SISTEMA DE GESTIÓN DE LA...

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO FACULTAD

DE ESTUDIOS SUPERIORES ZARAGOZA

Carrera de Biología

Ciclo Intermedio

Manual de Laboratorio de Investigación

Formativa V

M, en C. Becerril Cruz Florencia M. en C. Juárez Barrera Fabiola Biól. Guzmán Cruz Leonardo Ulises Biól. Romero Arredondo Juan M. en C. Vázquez Benítez Balbina Biól. Galindo Galindo Cristóbal M. en C. García Vázquez Uri Omar Dra. Rosas Acevedo Hortensia Dra. Sánchez y García Figueroa Francisca Leonora Biól. Cristóbal Guzmán Roberto Dr. Castillejos Cruz Carlos Biól. García Santos Elvia M. en C. Juan Carlos Peña Becerril

Aprobación por el Comité Académico de Carrera, PENDIENTE.

SISTEMA DE GESTIÓN DE LA CALIDAD DE LOS LABORATORIOS DE DOCENCIA

MANUAL DEL LABORATORIO DE INVESTIGACIÓN FORMATIVA V

Código Fecha de elaboración o revisión

Versión Página

SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 2/84

CONTENIDO

INTRODUCCIÓN 4

OBJETIVOS 5

UNIDAD DE APRENDIZAJE 1. BIOGEOGRAFÍA Y ECOLOGÍA 6

Práctica 1. Cartografía, Climatología y caracterización de localidades 7 Práctica 2. Tipos de muestreo y manejo de datos de poblaciones y comunidades biológicas. Parte 1 11 Práctica 2. Tipos de muestreo y manejo de datos de poblaciones y comunidades biológicas. Parte 2 20 Práctica 3. Estimación de la riqueza de especies (diversidad alfa, beta y gamma) 22

UNIDAD DE APRENDIZAJE 2. MORFOGÉNESIS Y FISIOLOGÍA DE PLANTAS CON SEMILLA 27

Práctica 1. Morfología de semillas 28 Práctica 2. Germinación y latencia. Parte 1. 33 Práctica 3. Germinación y latencia. Parte 2. 41

UNIDAD DE APRENDIZAJE 3. DIVERSIDAD DE INVERTEBRADOS TERRESTRES 48

Práctica 1. Organismos edáficos 49 Práctica 2. Insectos asociados a plantas 53

UNIDAD DE APRENDIZAJE 4. HERRAMIENTAS BIOTECNOLÓGICAS 57 Práctica 1. Actividad alelopática de las partes aéreas de especies vegetales 59

UNIDAD 5 PROYECTO DE DOCENCIA-INVESTIGACIÓN 62



CRITERIOS DE EVALUACIÓN 77

REGLAMENTO DE LABORATORIO 79

MANEJO DE RESIDUOS 83


Versión Página





Versión Página


INTRODUCCIÓN

El Laboratorio de Investigación Formativa V del ciclo intermedio cuyo núcleo temático es la investigación en sistemas biológicos II, plantea conocer y analizar temas de las unidades de aprendizaje en Biogeografía y Ecología, Morfogénesis y Fisiología de Plantas con Semilla, Diversidad de Invertebrados Terrestres y Herramientas Biotecnológicas, a través de una serie de prácticas obligatorias en las que el alumno adquirirá las herramientas metodológicas científicas, que le permitan plantear y desarrollar un proyecto de investigación en las disciplinas antes mencionadas.

En la unidad de aprendizaje de Biogeografía y Ecología, se hace énfasis en la distribución de taxones de flora y fauna. La biogeografía ecológica estudia la biodiversidad en el tiempo y el espacio, en esta disciplina se basan las prácticas que se realizarán en este manual, ya que esta disciplina usa técnicas como la determinación de la riqueza de especies y la tolerancia ecológica, que se basa más en la distribución espacial de los seres vivos en el momento actual. A partir de la aplicación de las prácticas de muestreo y caracterización ecológica en laboratorio y en campo, el alumno aprenderá a manejar datos, describir y caracterizar zonas de estudio con la finalidad de que se familiarice con algunos patrones biogeográficos primarios, los cuales se utilizan con más frecuencia para la valoración de la biodiversidad, enfocándose en la estimación de su tamaño (Diversidad alfa) y diferencia (Diversidad Beta).

El propósito de la unidad de aprendizaje de Morfogénesis y Fisiología de Plantas con Semilla, es que el alumno sea capaz de comprender y explicar mecanismos y procesos fisiológicos que regulan el desarrollo y crecimiento de plantas con semilla, a través de la aplicación de técnicas y métodos en laboratorio y campo. El desarrollo vegetal inicia con la formación de un cigoto. Una serie de procesos ontogénicos convierte a ese cigoto en un embrión, evento paralelo a la formación de una semilla, estructura que representa en tiempo y espacio, cápsulas de vida. A partir de la semilla se originan las diferentes etapas del desarrollo vegetal. Cada una de ellas puede ser delimitada desde un punto de vista morfofisiológico. Así, en este manual se pretende que el alumno relacione las características morfológicas de la semilla con procesos fisiológicos de germinación, latencia, dispersión y desarrollo plántular; asimismo, conecta la estructura seminal con los eventos del desarrollo vegetal temprano.

En la unidad de aprendizaje de Diversidad de Invertebrados Terrestres se presenta un primer acercamiento al estudio de estos organismos con énfasis en el grupo de artrópodos, reconociendo las características básicas del grupo que les permiten colonizar diferentes tipos de hábitat, o explorar conductas diurnas y nocturnas, específicamente, las prácticas de este manual aluden a aquellas




Versión Página


especies y organismos relacionados a ambientes fitófagos y edáficos. Aunque el estudio de los artrópodos puede abordarse en una vasta gama de posibilidades, aquí se ha hecho una selección que pretende reflejar la importancia de estos organismos en la estructura y función de las comunidades terrestres.

Las herramientas biotecnológicas, se definen como la aplicación y la optimización de sistemas biológicos y productos de los mismos, para generar bienes y servicios (Sobti y Pachouri, 2009; Thieman y Paladino, 2010). En la actualidad la biotecnología está presente en diferentes campos de la ciencia: en el área de alimentos (nutraceúticos y aditivos alimentarios) en agricultura ha permitido la obtención de nuevas variedades de cultivos y biopesticidas, en el campo de la salud la producción de fármacos y vacunas; en el área ambiental la remediación de sitios contaminados, el tratamiento y reutilización de aguas residuales, así como eliminación de gases y residuos tóxicos; en el sector pecuario se ha logrado la obtención de nuevas razas de ganado y el uso de animales para la producción de medicamentos y en el sector industrial obtención de colorantes, fragancias y cosmeceúticos, y en el sector energético ha permitido la generación de combustibles renovables como biogas, bioetanol y biodiesel. En este manual se proponen prácticas que le permitirán al estudiante tener un panorama de las aplicaciones vanguardistas de la biotecnología.

OBJETIVOS Al finalizar el Laboratorio de Investigación Formativa V el alumno podrá:

Distinguir los diferentes tipos de muestreo para flora y fauna, así como las diferentes técnicas para la estimación de la biodiversidad.

Definir e identificar a través de la experimentación los procesos fisiológicos y de morfogénesis de las diferentes etapas del desarrollo vegetal.

Reconocer la importancia ecológica del Phyllum Arthropoda en la estructura y función de las conformaciones vegetales.

Conocer y aplicar herramientas biotecnológicas como una alternativa en la elaboración de productos útiles para la vida.




Versión Página


UNIDAD DE APRENDIZAJE 1

BIOGEOGRAFÍA Y ECOLOGÍA




Versión Página


PRÁCTICA 1. CARTOGRAFIA, CLIMATOLOGIA Y CARACTERIZACIÓN DE LOCALIDADES OBJETIVOS Conocer e interpretar cartas topográficas (mapas) a diferentes escalas, con el fin de describir patrones de variación del medio físico.

Conocer los diferentes tipos de climas en la República Mexicana y su relación con los diferentes ecosistemas. Reconocer las características y elementos de una localidad en una comunidad ecológica. FUNDAMENTO TEÓRICO La caracterización de localidades y áreas de estudio tiene como finalidad recabar datos para relacionar la biodiversidad con disciplinas como la biogeografía, ecología y sistemática. Para describir una localidad o zona de estudio se requiere inicialmente de una referencia física cartográfica, definida como un reticulado o una cuadricula que tiene por objeto la ubicación geográfica de los datos espaciales, ya sea en coordenadas geográficas o en coordenadas proyectadas (Ramírez-Granados, 2011). La cartografía tiene por objetivo reunir y analizar datos y medidas de las diversas regiones de la Tierra y representar éstas gráficamente a una escala reducida, pero de tal modo que todos los elementos y detalles sean claramente visibles a fin de poner de manifiesto la configuración de la superficie terrestre (Raisz, 1985).

Un mapa es una representación geométrica plana simplificada y convencional, de toda la superficie terrestre o de parte de ella, dentro de una relación de similitud conveniente a la que se le llama escala. Es una representación de la superficie terrestre, a partir de una superficie curva hacia una superficie plana. Un mapa reproduce una imagen incompleta y simplificada del terreno. Es una construcción selectiva y representativa que implica el empleo de símbolos y signos apropiados.

La zona de estudio se delimita en función de los objetivos planteados en una determinada investigación. En cualquier caso, es necesario delimitar geográficamente el espacio de interés y la escala. Una vez definida el área geográfica, se realiza una revisión de literatura correspondiente a la zona en relación con el medio físico y biológico. En esta revisión se incorpora información sobre clima, geología, suelos, vegetación y uso de suelos. Para estudios que abarcan una gran extensión como las de dimensión regional, las imágenes de satélite con escalas pequeñas menores de 1: 100 000 son las más apropiadas, en cambio, si el estudio es local, se recomiendan escalas mayores de 1:100 000. Más allá de una simple relación matemática, la escala es un factor de aproximación o de enfoque al fenómeno estudiado o por representar que incluye un significado científico y técnico (Ramírez-Granados, 2011).




Versión Página


La consulta de cartografía, ya sean cartas temáticas o examen de imágenes de sensores remotos es recomendable para decidir dónde realizar los muestreos biológicos de acuerdo a la variabilidad ecológica (paisaje) y también es necesaria para para planear el trabajo de campo. Un mapa temático refleja la heterogeneidad ecológica del área que es la base para establecer unidades de paisaje y por consiguiente diseñar el muestreo del proyecto.

Para caracterizar el clima de una región es necesario estudiar los fenómenos meteorológicos que se presentan en la misma en un lapso no menor de 10 años, a fin de poder determinar el estado medio atmosférico y conocer los factores y elementos que lo determinan. En México, el clima se define de acuerdo a la modificación que Enriqueta García hizo en 1964 para ajustar el sistema de Clasificación Climática de Köppen (García, 2004). Los valores y cálculos en que se fundamenta pueden no corresponder exactamente a las condiciones de un país como México, en el que los cambios esenciales del clima no son debidos solamente a la latitud, sino en gran parte, a las grandes variaciones de la altitud que crean condiciones muy especiales en los cambios y distribución de los elementos climáticos. Entre las modificaciones de mayor importancia está la subdivisión de algunos de los tipos climáticos fundamentales de Köppen en subtipos, lo cual se hizo con objeto de que hubiera correspondencia entre ellos y las condiciones reales del clima. Para establecer las subdivisiones, se utilizaron métodos de cálculo estadístico, empleándose series de valores formadas por cocientes que relacionan a dos elementos del clima: temperatura y precipitación (P/T), o índice de Lang (García, 2004).

El desarrollo económico y el crecimiento poblacional producen no sólo una demanda constante de territorio sino una creciente presión sobre el medio biofísico. Ante el desafío de planificar una región, la cartografía ambiental es una herramienta fundamental para alcanzar un desarrollo sustentable, integrando información biofísica y social. Asimismo, la planificación ecológica del territorio permite identificar las tendencias del uso y ocupación territorial.

La caracterización de una zona de estudio incluye los factores bióticos y abióticos de una determinada superficie terrestre. También incorpora el estudio de las relaciones espaciales, temporales y funcionales entre los componentes del paisaje. Las áreas de superficie terrestre, como paisajes, pueden estudiarse desde un punto de vista de su composición, es decir, de su diversidad y abundancia en términos de los tipos de fragmentos o de su estructura si se considera la organización espacial de los fragmentos del paisaje.




Versión Página


Caracterización de una comunidad vegetal. La clasificación de la vegetación de México propuesta por Rzedowski (1978) es una de las más utilizadas por los científicos en el país, agrupa a los principales tipos de vegetación de nuestro país de acuerdo con sus características fisiográficas, climáticas, edafológicas y fisonómicas. En México, de acuerdo a Rzedowski (1978), el 38 por ciento del territorio pertenece a matorral xerófilo, seguido por bosques de coníferas y encinos (19%) y el bosque tropical caducifolio (14%).

Cualquier estudio detallado de vegetación está basado en su descripción y análisis cualitativo y cuantitativo de las comunidades vegetales o de segmentos de vegetación que deben ser reconocidos en el campo. Los cuales serán muestreados a través del análisis de sub-áreas representativas dentro de dichas comunidades (Quiñonez, 2009).

El estudio de la vegetación requiere del conocimiento de las especies presentes, la distribución y la abundancia relativa de cada una de ellas, así como indicar el hábito de crecimiento y los rasgos morfológicos de las especies más importantes y las características ambientales de la zona (Quiñonez, 2009). Por lo tanto, un estudio de vegetación incorpora los siguientes elementos:

• Composición florística. Consiste en un inventario de las especies presentes. • Composición de formas biológicas. Consiste en las distintas expresiones

adaptativas de las plantas, en respuesta a su medio ambiente. • Estructura de la vegetación. Se define por el arreglo espacial de las especies y

por la abundancia de cada una de ellas. Uno de los problemas que a menudo afrontan las personas que trabajan con la

vegetación o con las comunidades vegetales de México, es que hasta la fecha no existe un sistema de clasificación y nomenclatura de las comunidades vegetales que sea de uso común, esto ha traído como consecuencia que los estudiosos de esta disciplina haga su propia interpretación del sistema que están usando y frecuentemente se hace una mezcla de los diferentes sistemas de clasificación, lo que origina ambigüedades.




Versión Página


MATERIAL Y REACTIVOS Libreta de laboratorio Lápiz, papel, goma y color rojo Mapas topográficos, de vegetación y clima de la Republica Mexicana escala 1: 50000 Mapas topográficos de algunos estados de la republica a escala 1:50000 Guía para la realización de la práctica, proporcionada por el profesor

EQUIPO Computadora portátil Cámara fotográfica GPS

SERVICIOS Energía eléctrica

PROCEDIMIENTO Se elige una localidad o conjunto de localidades hipotéticas o reales en un gradiente geográfico o ambiental en la que se pretenda realizar el estudio. Se imponen límites imaginarios o reales de la zona de estudio para analizar las entradas o salidas potenciales de organismos y de energía. El ambiente puede ser tan grande o pequeño como se defina y dependerá de los objetivos planteados. Se contesta la guía proporcionada por el profesor. En los diferentes mapas topográficos, se localiza la escala, la simbología y el titulo del mapa. Ubicar en un mapa topográfico las georeferencias del estado de la república a la que pertenece el área de estudio y después indicar las georeferencias de la zona de estudio. En un mapa climático y en un mapa de vegetación de México, localizar el tipo de clima y el tipo de vegetación que predomina en el área de estudio.

RESULTADOS Presentar un informe de un mapa topográfico con los siguientes datos:

• Características principales de un mapa. • Coordenadas geográficas de dos sitios en el área de estudio. • Guía de caracterización de la localidad correspondiente resuelta.

BIBLIOGRAFÍA CITADA García, E. (2004). Modificaciones al sistema de Clasificación Climática de Koppen. Ciudad de México, México: Instituto de Geografía UNAM. Quinta Edición.

Raisz, E. 1985. Cartografía General. Barcelona, España: Omega S.A.

Ramírez-Granados, P. (2011). Elementos de Cartografía Matemática y su aplicación en la elaboración de las cartas geográficas. Revista Geográfica de América Central, 46,15-36.




Versión Página


PRÁCTICA 2. TIPOS DE MUESTREO Y MANEJO DE DATOS DE POBLACIONES Y COMUNIDADES BIOLÓGICAS. Parte 1

OBJETIVOS

Conocer y aplicar la técnica de muestreo con área, empleando el cuadrante al azar en comunidades biológicas. Conocer y aplicar las técnicas de muestreo sin área, para determinar en forma cuantitativa la abundancia de cada especie, mediante la densidad, dominancia y frecuencia en comunidades vegetales en campo Determinar el valor de importancia para cada una de las especies.

FUNDAMENTO TEÓRICO En Biología el concepto de diversidad se aplica en dos sentidos: (1) ecológico, como una propiedad de la estructura de una comunidad a nivel local, y (2) biogeográfico, como un ensamble de organismos cuya presencia en un lugar es producto de una historia evolutiva conjunta (Halffter y Moreno, 2005). Ambos conceptos se basan en diferentes supuestos sobre la naturaleza de los datos y los coeficientes para analizarlos (Moreno, 2001).

A nivel ecológico, las medidas de diversidad se basan en el supuesto de que todos los individuos presentes en un lugar tienen la misma probabilidad de ser seleccionados en una muestra. Por lo tanto, el diseño de muestreo para medirla debe considerar la selección aleatoria de los individuos dentro de una muestra. Esta condición vuelve el muestreo paramétrico.

A nivel biogeográfico, los datos proceden directa o indirectamente de colecciones biológicas y son resultado del inventario de floras y faunas o de la colecta realizada en campo. Ello implica una selección sesgada de los individuos, determinados por el acceso a las áreas de estudio, los intereses del recolector y las artes de recolecta utilizadas. Por ello, el tratamiento de los datos requiere de un conjunto de procedimientos para reducir ese sesgo, es decir, volver aleatorio lo que de principio es sesgado. Los coeficientes utilizados con estos datos son preferentemente no paramétricos.

En esta práctica, se describen técnicas aplicadas al estudio ecológico, primero a nivel de población y, después, a nivel de comunidad. Una vez determinada la taxocenosis de estudio (plantas terrestres, avifauna, lepidopterofauna, entre otros), las primeras etapas que hay que realizar para un muestreo en comunidades son: (1) delimitación del área de estudio, (2) subdividir el área de estudio en estratos (biotopos) o sub-áreas de muestreo, (3) determinar el tamaño y forma de la unidad de muestreo y, finalmente, (4) el tamaño de la muestra (número de réplicas de la unidad de muestreo).




Versión Página


Para la vegetación, existen al menos dos tipos de muestreo: con área y sin área. Ya sea que la colecta sea invasiva (se extraiga material) o no, se requiere establecer una unidad de muestreo. Distribuir muestras y unidades de muestreo, depende del estrato de la vegetación que se quiera estudiar. Se puede trazar un cuadrado de 1 m2 si la vegetación a estudiar es el estrato herbáceo. Se colocan estacas en los cuatro vértices del cuadrado y se delimita con hilo cáñamo. Si la vegetación es arbustiva, el tamaño del cuadrado puede ser de 100 a 200 m2 metros cuadrados y si es arbórea, con una superficie mínima de 100 m2 (Cox, 1967). La forma más precisa de medir los atributos de cada especie vegetal en la comunidad (abundancia, frecuencia y dominancia) es la utilización de los métodos con área. En ese caso, la decisión a tomar consiste en definir el tamaño, forma (cuadros, rectángulos, círculos, bandas) y distribución de las unidades de muestreo.Uno de los muestreos con area más utlizados es el de muestreo por cuadrantes, en donde el tamaño del área se debe de determinar basándose en el tamaño y densidad de las plantas de la muestra. El área no debe ser tan grande que contenga a todos los individuos de la muestra ni tan pequeño que los individuos presentes puedan separarse. La vegetación está caracterizada principalmente por su fisonomía, estructura y composición. El estudio de estos parámetros es indispensable para la comprensión de su naturaleza y distribución (Bautista, 2004). En ciencias biológicas, la mayor parte de las investigaciones son cuantitativas, con observaciones de hechos numéricos llamados datos. En la ecología de comunidades, los organismos son contados y medidos. Dada la imposibilidad de hacer un censo total de ellos, es necesario que existan métodos para tomar, presentar y analizar estos datos, en una muestra del universo total de estudio. Hay una distinción entre observaciones y experimentos. Las observaciones generan datos obtenidos sin manipulación del sistema y son utilizadas principalmente para describir regularidades biológicas, es decir, patrones. Los experimentos producen datos obtenidos mediante el control artificial de las variables, con el fin de someter a prueba la influencia de alguna de ellas en la generación de un cierto patrón.

La estimación de algún parámetro de una población involucra tres elementos principales:

• El parámetro de interés. • La población que está siendo muestreada. • El método de muestreo.

Los parámetros de una población son valores numéricos que resumen información del conjunto de organismos que integran una población. Los métodos de muestreo permiten estimar parámetros poblacionales a partir del estudio de una fracción (muestra) de la población. Existen diferentes métodos de muestreo, y la preferencia de uno sobre otro dependerá del objetivo del estudio, del parámetro a estimar y de la población a estudiar (Mostacedo y Fredericksen, 2000).




Versión Página


Muestreo de vegetación. Muestrear vegetación resulta una tarea relativamente sencilla si se tiene en cuenta que las plantas, a diferencia de la mayoría de las especies animales, no se mueven ni se esconden. La planificación de un muestreo de vegetación requiere la consideración de diferentes condiciones que pueden afectar a los resultados del muestreo. En el diseño de un muestreo de vegetación hay que tomar una serie de decisiones sobre: 1) El tipo de medida a realizar, 2) La forma y el tamaño de las unidades de muestreo, 3) el número de unidades de muestreo (el tamaño de la muestra), y 4) dónde y cómo situar las unidades de muestreo (el tipo de muestreo propiamente dicho). Una parte considerable para definir el tipo de vegetación se centra en los métodos para caracterizar la cubierta vegetal de comunidades vegetales; por ello es importante definir el concepto de comunidad vegetal. Una comunidad de plantas es un conjunto de especies vegetales creciendo juntas en un lugar concreto que muestran una asociación o afinidad entre ellas. La idea de asociación implica que ciertas especies se encuentran creciendo juntas en unas localidades y ambientes determinados con mayor frecuencia de lo que sería esperable por puro azar. La mayoría de los ambientes en el mundo sustentan ciertas especies asociadas que pueden, por tanto, ser caracterizadas como una comunidad vegetal.

Existen varias técnicas de muestreo de vegetación que utilizan la medida de la distancia entre plantas o la distancia entre plantas y un punto elegido al azar para conocer la distribución espacial de las plantas y su abundancia en un área. Estos métodos fueron desarrollados por el Laboratorio de Ecología Vegetal de Wisconsin (WPEL) y perfeccionados principalmente para el estudio del estrato arbóreo de las comunidades vegetales. La ventaja principal de estimar números de individuos por su distancia media, en vez de contarlos en cuadrados o bandas (como se haría en un muestro con área), es que no se necesita delimitar zonas lo cual, sobre todo en los estratos arbóreos puede resultar muy costoso por el tiempo requerido.

Una de las técnicas más utilizadas con base en las medidas de la distancia es el método de los Cuadrantes Centrados en un Punto: Esta técnica es útil para muestrear comunidades en las que los individuos se encuentran relativamente espaciados, como en las comunidades en las que dominan árboles o arbustos (Mostacedo y Fredericksen 2000.




Versión Página


MATERIAL Y REACTIVOS Bitácora o libreta de campo Papel milimétrico Cuerdas o lazos Palos o estacas de madera Lápiz y goma

EQUIPO Calculadora GPS Brújula Cámara fotográfica o digital

SERVICIOS Energía eléctrica PROCEDIMIENTO MUESTREO CON ÁREA La figura 1 representa un modelo idealizado de una comunidad vegetal. A partir de los datos de plantas que se muestran en la figura 1 y utilizando la técnica de muestreo por cuadrante, determina los valores de densidad, dominancia, frecuencia y valor de importancia. Cada especie de planta está representada con diferente símbolo y cada individuo tiene su propio diámetro a la altura del pecho.

Para seleccionar los números al azar, se teclea el botón “random” de una calculadora científica, se eligen dos números, el primero para la coordenada de las x y el segundo para la coordenada de las y. De esta manera, se elige el cuadrante resultante. Este procedimiento se repite hasta que el muestreo esté completo. En cada cuadrante, determinar primero la densidad, dominancia y frecuencia de cada especie. Se dan a continuación las fórmulas para cada una de estas medidas. Se requiere establecer además un tamaño mínimo de muestra, esto se hace mediante la construcción de una curva de acumulación de especies. El eje de las x representa el tamaño del área y el de las y el número de especies acumuladas. Para construir la curva de acumulación se determina el número de especies del primer cuadrante elegido al azar y se grafica. Se duplica el área y se cuentan las nuevas especies no encontradas en el primer cuadrante. Este procedimiento se hace iterativamente hasta que la curva de acumulación se vuelva asintótica. De esta manera, se establece el área del tamaño mínimo de muestra que representa el universo muestreal.

Fórmulas para calcular el valor de importancia utilizando el método de cuadrantes

Densidad = No. De individuos por especie / área de muestreo



Densidad relativa = densidad para una especie / densidad para todas las especies X 100

Dominancia = área total basal o valores de cobertura-área / área muestreada

Dominancia relativa = dominancia de una especie / dominancia por todas las especies X 100

Frecuencia = No. De cuadrantes en que se presenta una especie / No. Total de cuadrantes muestreados

Frecuencia relativa = Valor de frecuencia para una especie / valor total de frecuencia para todas las especies

Valor de importancia = Densidad relativa + dominancia relativa + frecuencia relativa

PROCEDIMIENTO MUESTREO SIN AREA En un tipo de vegetación determinado, seleccionar dos puntos al azar y unirlos para formar un transecto. En algunos casos es conveniente escoger puntos a lo largo de una serie de líneas transecto que crucen el área que se describe, utilizando para esto la cinta métrica para establecer puntos equidistantes. Cada línea transecto será la directriz. El punto localizado se señala con una estaca. La zona que rodea al punto de muestreo se divide en 4 partes iguales o cuadrantes. Estos no tienen límites. Se asigna a cada punto de muestreo y cuadrantes números y letras respectivamente, de manera que pueda formar series identificables en los cálculos. En cada cuadrante se busca el árbol más cercano al punto central, se identifica la especie y se mide la distancia entre éste y el punto. Se mide también el diámetro del tronco en cm a la altura del pecho (DAP o también conocido como diámetro normal) con la cinta métrica; si son varios tallos se suman sus medidas. Esto significa que se está midiendo el área basal (A.B.), dato del individuo para conocer su dominancia espacial en la comunidad. El procedimiento se finalizara, cuando la curva de acumulación sea estable. Una vez obtenidos los valores se pueden calcular los siguientes parámetros:

Distancia total = suma de las distancias de todos los individuos.


Versión Página





Versión Página


Distancia media= promedio de las distancias de todos los individuos.

Área media = (distancia total / número de individuos muestreados)²

Densidad absoluta total (# de árboles por unidad de área) = Unidad de Área deseada a estimar / Distancia media²

Dominancia absoluta = A.B. media de la especie x Número de árboles de la especie donde A.B. = Área basal = Diámetro del tronco (D.A.P.)

Frecuencia absoluta = (Número de puntos con la especie / Total de puntos muestreados) x 100

Densidad relativa = (Número de individuos de la especie / Número de individuos de todas las especies) x 100

Dominancia relativa = (Dominancia absoluta de la especie / Dominancia absoluta de todas las especies) x 100

Frecuencia relativa = (Frecuencia absoluta de la especie / Frecuencia absoluta de todas las especies) x 100

Valor de importancia (V.I.) = Densidad relativa + Dominancia relativa + Frecuencia relativa

RESULTADOS

Con base a lo anterior, llenar el cuadro al final de la práctica con los valores obtenidos para cada especie de la figura 1. En la salida al campo o en los espacios verdes de la facultad realizar un muestreo de la vegetación mediante el método de punto en el cuadrante para muestreos sin área. Con los datos obtenidos del muestreo con y sin área realizados en campo, calcular los parámetros mencionados en el procedimiento para estos muestreos. Contestar el cuestionario que proporciono el profesor al inicio de la práctica.




Versión Página


Figura 1. Diferentes tipos de plantas hipotéticas en un área.




Versión Página


Completar el cuadro con los valores obtenidos para cada especie de figura1.

Especie Densidad Densidad relativa

Dominancia Dominancia relativa

Frecuencia Frecuencia relativa

Valor de importancia




Versión Página


BIBLIOGRAFÍA CITADA Bautista, Z. F. (ed.). (2004). Técnicas de Muestreo para Manejadores de Recursos Naturales. Ciudad de México, México: Universidad Nacional Autónoma de México. González-Medrano, F. (2003). Las comunidades Vegetales de México. INE. SEMARNAT.

Flores, M. J. Jiménez L., X. Madrigal S., F. Moncayo R y F. Takak T. (1971). Memoria del mapa de tipos de vegetación de la República Mexicana. Ciudad de México. México: Secretaría de Recursos Hidráulicos.

Miranda, F. y Hernández X., E. (1963). Los tipos de vegetación de México y su clasificación. Boletín de la Sociedad Botánica de México. Ciudad de México, México, 28, 29-179.

Mostacedo, T y Fredericksen, S. (2000). Manual de Métodos Básicos de Muestreo y Análisis en Ecología Vegetal. Santa Cruz, Bolivia: El País. (pp. 12-15)

Quiñonez Martinez, M. (2009). Manual de prácticas de ecología de comunidades. Ciudad Juárez, México: Universidad Autónoma de Ciudad Juárez.

Rzedowski, J. (1978). Vegetación de México. Ciudad de México, México: Limusa.




Versión Página


PRÁCTICA 2. TIPOS DE MUESTREO Y MANEJO DE DATOS DE POBLACIONES Y COMUNIDADES BIOLÓGICAS. Parte 2

OBJETIVO Conocer y aplicar un método directo de captura y recaptura en comunidades biológicas

FUNDAMENTO TEÓRICO Son varias las razones que dificultan llevar a cabo un censo de una población, es decir, la enumeración completa de todos los individuos que componen esa población. Es por ello que la mayoría de los ecólogos se ven forzados a evaluar el tamaño de la población mediante técnicas de muestreo, es decir, recurren a estimar el tamaño de la población con base a una enumeración incompleta de los individuos que componen la población total.

Para muchas poblaciones de animales, la estimación del tamaño de la población se puede obtener contando directamente el número por unidad de área o por el volumen de unidad de área. Para el caso de animales con formas móviles o silenciosas es difícil obtener directamente la densidad de individuos (Cox, 1967). La selección intencionada o muestreo por conveniencia consiste en un muestreo no aleatorio, por lo que suele presentar sesgos. El muestreo aleatorio puede realizarse de varias maneras. El muestreo aleatorio simple consiste en elegir cada uno de los individuos al azar mediante números aleatorios. El muestreo sistemático consiste en elegir el primer individuo al azar y el resto de manera sistemática. El muestreo aleatorio estratificado consiste en dividir la población en grupos en función de una característica determinada y realizar a continuación el muestreo proporcionalmente. Finalmente, el muestreo por conglomerados consiste en definir grupos de características semejantes e incluir en la muestra varios de estos grupos (Ramírez, 2006).

Una alternativa a los censos es estimar el tamaño de la poblacional en una parte de la misma, es decir, en una muestra. Trabajar con una muestra de la población tiene la ventaja de que es más rápido, más barato y los resultados obtenidos pueden ser más precisos, de modo que, si la muestra se elige correctamente, la información que se obtiene permite una estimación razonable de la situación de la población (Casal y Mateu, 2003).

Existen algunos factores que afectan el muestreo como: • Efecto de la disposición espacial y/o variación temporal de la población. • Efectos metodológicos instrumentales y personales. Una de las técnicas más usadas es la de marcaje con una recaptura también conocida

como la de Peterson o Lincoln Index. Esta técnica consiste en que una muestra de la población es capturada (M), marcada y regresada a la población original, estableciendo un cierto índice del total de los animales en la población. Se lleva un segundo muestreo (C), y el número de animales marcados recapturados en el segundo muestreo (R), el tamaño de la población se representa con una (N). La fórmula es la siguiente:




Versión Página


N= MC/R

Este método asume que la muestra extraída en la primera ocasión se reintegra y mezcla con el resto de la población antes del segundo muestreo. Es importante que la muestra no infiera en el comportamiento o desarrollo del organismo (Cox, 1967).

MATERIAL Y REACTIVOS Frijoles de dos colores diferentes Calculadora científica Bolsas de plástico obscuras Libreta

EQUIPO No aplica

SERVICIOS Energía eléctrica Agua

PROCEDIMIENTO Mediante el método de marcaje con una recaptura realizar un muestreo hipotético para poder estimar el tamaño poblacional, para ello a partir de una muestra X de frijoles (que el asesor asignará), color negro, colocarlos en una bolsa negra, sacar una muestra aleatoria y contar el número de frijoles (=individuos) obtenidos, ese será el valor de (M), sustituir los frijoles de esa muestra por los de otro color (color pardo), volver a introducirlos dentro de la bolsa negra. Realiza un segundo muestreo y volver a contar cuántos frijoles son los que se obtuvieron, ese será el valor de (C), cuenta cuántos frijoles de otro color se registraron y ese será el valor de (R). N será el tamaño de la población, el cual se estimará a partir de la siguiente fórmula: N= MC/R

RESULTADOS Una vez obtenido el tamaño de la población de la muestra hipotética anotar el número total de la población y discutir si la estimación del tamaño se acercó a la muestra real de los frijoles que el profesor proporcionó y cuáles son las ventajas y desventajas de este tipo de muestreo.

BIBLIOGRAFÍA CITADA Casal, J. y Mateu, E. (2003). Tipos de Muestreo. Revista de Epidemiología y de Medicina Preventiva, 1, 3-7.

Cox G. W. (1967). Laboratory Manual of General Ecology. Chicago, USA: Brown Company Publishers. Ramírez A. (2006). Ecología: métodos de muestreo y análisis de poblaciones y comunidades. Bogotá, Colombia: Editorial Pontificial Universidad Javeriana.




Versión Página


PRÁCTICA 3. ESTIMACIÓN DE LA RIQUEZA DE ESPECIES (DIVERSIDAD ALFA, BETA Y GAMMA)

OBJETIVO Determinar la diversidad alfa, beta y gama a partir de la matriz de datos adjunta en esta práctica.

FUNDAMENTO TEORICO La diversidad biológica se define como la variabilidad de organismos vivos de cualquier fuente, incluidos los ecosistemas terrestres, marinos y otros ecosistemas acuáticos, así como los complejos ecológicos de los que forman parte. La noción incluye diversidad dentro de una especie (diversidad genética), entre especies y entre ecosistemas.

El estudio de la diversidad a diferentes escalas de análisis se ha venido desarrollando desde hace más tiempo del que se ha reconocido explícitamente. En Biogeografía, el objeto de estudio ha sido la variación en la riqueza de especies entre grandes unidades biogeográficas y sus procesos.

Existe la idea más o menos generalizada de la necesidad de integrar factores que operan a distintas escalas para entender la diversidad local de especies (Ricklefs y Schluter, 1993). Se ha marcado el entendimiento de las interrelaciones entre las distintas escalas de análisis y su integración en una teoría unificada de la diversidad (Azovsky, 2000; Hubbell, 2000; Bell, 2001).

El conocimiento de la distribución de las especies puede contribuir a identificar las características ecológicas de ecosistemas y proponer estrategias que contribuyan a recuperar y mantener hábitats propicios para la recolonización. Los estudios sobre biodiversidad resultan útiles en la caracterización de comunidades ecológicas, ya que muestran la forma en que una comunidad se reparte los recursos ambientales, convirtiéndose en una herramienta de comparación y medición del efecto de las actividades humanas en los ecosistemas (Rodríguez y Vázquez-Domínguez, 2003).

La diversidad está integrada por tres componentes, alfa, beta y gamma, que esquematizan jerárquicamente la diversidad e incorporan el factor escala (Whittaker et al., 2001).

La diversidad gamma es el número de especies a nivel regional, la diversidad alfa se define como el número de especies a nivel local y la diversidad beta es, en su definición más general, la diferencia en composición de especies entre comunidades.




Versión Página


La diversidad puede expresarse como cantidad (riqueza) o cambio (diferencia). Ambas expresiones son importantes para estimar la biodiversidad de un determinado paisaje, región o comunidad (Gaston, 2013). La diversidad expresada como número o cantidad suele dividirse en escala local (diversidad alfa) y regional (diversidad gamma). La diversidad beta es una medida de cambio, medida como heterogeneidad, reemplazo o pérdida de especies (Koleff, 2005).

Uno de los indicadores de la diversidad biológica más ampliamente estudiados es

el número de especies que habitan una región específica, el número de especies presentes en una región se le conoce como diversidad alfa, y a partir de esto podemos obtener:

• Diversidad alfa puntual. Es el número de especies de un taxón indicador que se encuentra en un determinado punto o sitio de recolecta o muestreo.

• Diversidad alfa promedio. Es el promedio de valores puntuales con el mismo tipo de comunidad dentro de un paisaje.

• Diversidad alfa acumulada. Es la suma del número de especies encontradas en un mismo sitio, entre dos límites de tiempo.

MATERIAL Y REACTIVOS Calculadora Colección de datos

EQUIPO No aplica Computadora portatil


PROCEDIMIENTO Con base en el cuadro 2, que contiene especies de aves registradas en cinco localidades (a, b, c, d y e), con recolectas en diferentes tiempos (e. g. a1, a2, a3, a4, a5), calcula la diversidad alfa acumulada de cada sitio, la diversidad alfa promedio, la diversidad gamma (global) y la diversidad beta de Whittaker.

Para calcular los diferentes índices: Alfa acumulada: es la riqueza presente en el conjunto de muestra de una localidad

Alfa promedio: valor medio de la riqueza presente en el conjunto de las muestras

Diversidad gama: riqueza total de conjuntos de localidades

Diversidad beta: β=Ɣ/alfa promedio




Versión Página


Cuadro 2. Matriz de datos de registros de especies de aves distribuidas en cinco localidades (a, b, c, d y e) y 25 muestras de diferentes tiempos.

Especie a 1

a 2

a a 3 4

a 5

b 1

b 2

b 3

b 4

b 5

c 1

c 2

c 3

c 4

c 5

d 1

d 2

d 3

d 4

d 5

e 1

e 2

e 3

e 4

e 5

e 6

Aphelocoma ultramarina

2

0

1

3

5

0

0

0

0

0

2

1

0

1

3

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

0

Campilorhync us megalopterus

5 5 4 4 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 3 2 1 2 0 0 0 0 0

Campilorhync us simplex

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0

Conthopus mexicanus

1 1 0 0 0 1 0 0 1 1 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 1 1 0 0 0 1

Dendroica rugosa

0 0 0 0 0 0 0 0 2 1 1 1 1 0 0 0 0 0 0 0 3 2 0 0 1 0

Dendrortix macroura

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 5 4 0 0 0 3

Empidonax agrestes

1 1 2 3 1 0 0 0 0 0 2 5 2 3 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1

Eugenes fulgens

2 2 1 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 2 1 0 0

Icterus pustulatus

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Icterus sclateri

0 0 0 0 0 0 4 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Junco phaenotus

0 0 0 0 0 0 1 1 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 1 0

Melanerpes formicivorus

6 6 7 8 3 0 0 0 0 0 2 8 9 3 7 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Momotus mexicanus

3 5 2 1 1 1 1 4 6 3 3 9 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Myadestes aurifrons

4 4 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 7 7 3 2 2 0 0 2 2 0 0

Picoides chrysogenis

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 5 0 0 0 0 0 1 2 0 0

Picoides robustus

1 1 1 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0




Versión Página


Piranga ludoviciana

0 0 0 0 0 0 0 3 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Piranga rubra 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Psitta ludoviciana

2 0

2 1 1 5 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Psitta madrensis

0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0

RESULTADOS Registrar en el informe de la práctica los valores de diversidad alfa, beta y gama y discutirlos con los compañeros.

BIBLIOGRAFÍA CITADA Azovsky, A. I. (2000). Concept of scale in marine ecology; linking the ords or the words or the worlds? Web Ecology, 1, 28-34.

Bell, G. (2001). Neutral macroecology. Science, 293, 2413-2419.

Cody, M. L. y Diamond, J. M. (1975). Ecology and evolution of communities. Harvard, USA: University Press.

Gaston, K. J. (2013). Biodiversity: an introduction. Oxford, USA: John Wiley & Sons.

Godfray, H.C. y Lawton, J. (2001). Scale and species number. TREE, 16, 400-404.

Hubbell, S. P. (2000). The unified neutral theory of biodiversity and bigeography. London, England: Princeton University Press.

Koleff, P. (2005). Conceptos y medidas de la diversidad beta. En: G.H. Halffter, J. Soberón, P. Koleff y A. Melic (Eds.), Sobre diversidad biológica: el significado de las diversidades alfa, beta y gamma (pp. 19-40). Zaragoza, España: Monografías Tercer Milenio.

Ricklefs, R. E. y Schluter, D. (1993). Species diversity in ecological communities, historical and geographical perspectives. Chicago, USA: University of Chicago Press.

Rodríguez, P. y Vázquez-Domínguez, E. (2003). Escala y diversidad de especies. En: Morrone J.J. y J. Busts (eds). Una perspectiva latinoamericana de la biogeografía. (pp.109-114). Ciudad de México, México: Facultad de Ciencias, UNAM.




Versión Página


Whittaker, R. J.Willis, K. J. y Field R. (2001). Scale and species richness: Towards a general, hierarchical theory of species diversity. Journal of Biogeography. 28, 453-470




Versión Página



MORFOGÉNESIS Y FISIOLOGÍA DE PLANTAS CON SEMILLA




Versión Página


OBJETIVOS

PRÁCTICA 1. MORFOLOGÍA DE SEMILLAS

Caracterizar los rasgos morfológicos cuantitativos y cualitativos de una muestra de semillas.

Distinguir las estructuras externas que constituyen una semilla. Conocer las

diferencias entre una semilla botánica y una diáspora.

FUNDAMENTO TEÓRICO Las semillas son estructuras que contienen un embrión protegido por una cubierta y representan el medio más desarrollado en la evolución de las plantas para la reproducción y dispersión (Kessler y Stuppy, 2006). Por su capacidad para permanecer vivas una vez que se han dispersado, y los diversos mecanismos que han desarrollado para desplazarse, las semillas viajan a través del tiempo y el espacio. Su presencia en los ecosistemas es el indicador potencial del inicio de una nueva generación de plantas que determinará la estructura primaria de los ecosistemas terrestres.

Una semilla verdadera o botánica es un óvulo maduro fecundado, constituida por un embrión, un tejido de nutrición, y cubierta seminal. El embrión inicia su formación cuando un núcleo espermático proveniente de un grano de polen fecunda a la célula huevo u oosfera para originar un cigoto diploide (2n) (McCauley, Jiménez-Durán y Márquez-Guzmán, 2013). Los procesos de división celular, diferenciación y crecimiento que continúan después de la fecundación constituyen en conjunto la embriogénesis. Un embrión contiene una radícula, una plúmula, un hipocótilo y uno o dos cotiledones. En el ápice de la plúmula se encuentra el tejido meristemático a partir del cual se formará la parte aérea de la planta, la radícula representa a la raíz embrionaria y dará lugar al sistema radical. El hipocótilo es la zona de transición entre la raíz embrionaria y el brote aéreo. Los cotiledones son las hojas embrionarias que en algunas especies almacenan reservas nutricionales y que en otras son fotosintéticas. Las plantas monocotiledóneas desarrollan un cotiledón mientras que en las dicotiledóneas se encuentran dos o más.

El endospermo es un tejido de almacenamiento que generalmente es triploide (Bell,1991). Es el resultado de la unión de un núcleo espermático proveniente del grano de polen con dos núcleos polares de la célula central del saco embrionario (McCauley et al., 2013). En especies de Poaceae este tejido suele representar el mayor volumen de la semilla, mientras que en otras especies está ausente, debido a que se agotó durante el desarrollo del embrión. Además del endospermo, existen otros tejidos que contribuyen en el almacenamiento de reservas para el desarrollo vegetal temprano como los cotiledones o el perispermo. Este último tejido es derivado de la nucela.

La cubierta seminal o episperma se origina de tejido materno y se desarrolla de los tegumentos del óvulo. También pueden participar en su formación partes del fruto y el nombre de la estructura es pericarpio. Su función es proteger al embrión de la desecación, daños mecánicos y evita la entrada de parásitos. Generalmente la cubierta




Versión Página


la cubierta seminal está constituida por dos capas, la externa llamada testa y la interna llamada tegmen. La testa externa o exotesta puede ser lisa, rugosa, de aspecto agujerado, peluda o alada. Los colores más frecuentes de esta estructura son pardo obscuros a negro.

La cubierta seminal puede influir en los procesos de latencia por la dureza o impermeabilidad de sus tejidos o presencia de inhibidores en la misma. Las estructuras asociadas a ella como alas, arilos, carúnculas, estrofíolos, mucílagos y pelos determinan el tipo de dispersión. La latencia y la dispersión a la vez impactan en la germinación.

El ala es una prolongación membranácea de las células de la testa, el arilo es un crecimiento externo derivado del funículo o del tegumento que puede cubrir parcial o totalmente a la semilla. Los colores rojizos y anaranjados de los arilos se relacionan con dispersión por aves. Ciertos arilos se especializan en almacenar aceites para atraer hormigas como dispersores y la estructura se denomina eleosoma. Algunas semillas están recubiertas por una fibra soluble de consistencia viscosa llamada mucílago que ayuda a mantener la humedad alrededor de la semilla durante el proceso de germinación y por su naturaleza adhesiva permite que las semillas se enganchen a animales y se dispersen a través de ellos. La carúncula es una excrecencia sobre el micrópilo también relacionada con la dispersión por semillas. El estrofíolo es una proliferación glandulosa que se forma sobre el rafe (Stuppy, 2012).

En algunos casos, la unidad de dispersión, germinación y latencia no es la semilla botánica, sino estructuras fusionadas conocidas como diásporas que contienen partes o la totalidad del fruto. Las diásporas son de diferente tipo como aquenios, cariópsides, drupas, mericarpos, nueces y sámaras entre otros.

El micrópilo es una abertura de los tegumentos del óvulo que prevalece en la cubierta seminal. El funículo es la estructura con un haz vascular que se presenta en los óvulos no sésiles para unirlos con la placenta. El hilo es una cicatriz visible exteriormente que señala la posición que tenía el óvulo con el ovario a través del funículo.

Las semillas determinan la dinámica y regeneración de las comunidades vegetales, el estudio de su morfología es esencial para implementar programas de conservación, reforestación, manejo y restauración de ecosistemas (Orozco-Segovia y Sánchez- Coronado, 2013). Asimismo, las características de la semilla presentan un valor taxonómico potencial (Buxbaum, 1953) y es conocido que los rasgos seminales cualitativos y cuantitativos brindan información para la circunscripción e identificación de especies (Stuppy, 2012).

MATERIAL Y REACTIVOS Diversos tipos de semillas y/o frutos Cajas Petri Vasos de precipitados Pinzas de relojero Agujas de disección




Versión Página


Papel milimétrico Vernier

EQUIPO Microscopio estereoscópico Cámara fotográfica

SERVICIOS Agua Energía eléctrica

PROCEDIMIENTO Con base a observaciones al microscopio estereoscopio y apoyados en la clasificación de la caracterización morfológica propuesta por Martin (1946), Barthlott y Hunt, (2000) y Kirkbride y colaboradores (2003), entre otros, se identificarán las estructuras externas de semillas y diásporas que serán dibujadas a mano alzada.

A partir de una muestra de 20 semillas se registrarán los datos cuantitativos de las longitudes de largo, ancho y grosor de las semillas. De tratarse de semillas botánicas se incluirá la longitud de la región hilo-micropilar (RHM). De la RHM, se medirán sus estados de carácter tanto cuantitativos (largo, ancho y grosor) como cualitativos (simetría, forma, orientación, disposición hilo-micropilo) basándose en Barthlott y Hunt (2000). Asimismo, se registrará y documentarán con una cámara fotográfica digital, las principales características externas cualitativas (simetría, forma, color, lustre, escultura externa, apéndices y estructuras sobresalientes).

RESULTADOS Se registrarán las características cuantitativas de la muestra de 20 semillas, indicando el valor promedio y los valores mínimos y máximos. Para los rasgos cualitativos se señalarán el tipo de forma y color así como sus variaciones.

Se anexarán los dibujos elaborados en la parte de resultados del informe de la práctica. En cada dibujo se indicarán los nombres de las estructuras externas que fueron observadas.

Se registrarán los datos obtenidos en la práctica, siguiendo la estructura del cuadro 1.




Versión Página


Cuadro 1. Características de las especies estudiadas

Especie 1 Especie 2 Especie 3 Especie4

Cubierta seminal

Apéndices

Color

Simetría

Forma

Lustre

Escultura externa

BIBLIOGRAFÍA CITADA Bell, A. D. (1991). Plant Form. Oxford, England: Oxford University Press.

Barthlott, W. y Hunt, D. R. (2000). Seed-diversity in the Cactaceae subfamily Cactoideae. Milborne Port, England: dhBooks.

Buxbaum, F. (1953). Morphology of Cacti. Section III. Fruits and Seeds. Pasadena, USA: Abey Garden Press.

Kesseler, R. y Stuppy, W. (2006). Seeds. Time capsules of life. London, England: Papadakis Publisher & Kew.

Kirkbride, J. H., Gun, C.R. y Weitzman, A. L. (2003). Fruit and seeds of genera in thesubfamily Faboideae (Fabaceae). Technical Bulletin No. 1890. Washington, USA: USDA.

Martin, A. C. (1946). The Comparative Internal Morphology of Seeds. The American M Marquéz-Guzmán, M. Collazo-Ortega, idland Naturalist, 36, 513-660.

McCauley, R, Jiménez-Durán, K. y Márquez-Guzmán, J. (2013). Doble fecundación. En: J. M. Martínez Gordillo, A. Orozco-Segovia, S.




Versión Página


Vázquez-Santana. (eds.). Biología de Angiospermas (pp. 118-123). Ciudad de México, México: UNAM.

Orozco-Segovia, A. y Sánchez-Coronado, M.E. (2013). Germinación. En J. Marquéz- Guzmán, M. Collazo-Ortega, M. Martínez Gordillo, A. Orozco-Segovia y S. Vázquez- Santana. (eds.). Biología de Angiospermas (pp. 209-240). Cd. de México, México: UNAM. Stuppy, W. (2012). An Introduction to the Morphology and Anatomy of Seeds. A training course. London, England: KEW.




Versión Página


PRÁCTICA 2. GERMINACIÓN Y LATENCIA (Parte 1)

OBJETIVOS Conocer los principios básicos de las pruebas de viabilidad de semillas.

Comparar diferentes técnicas para evaluar la viabilidad y capacidad de un lote de semillas para generar nuevas plantas (Germinación directa, Prueba de tetrazolio, Prueba colorimétrica).

FUNDAMENTO TEÓRICO En la última etapa del proceso de formación de la semilla, esta alcanza su madurez fisiológica y pierde agua para disminuir su metabolismo y mantenerse viva hasta la germinación. Para que se inicie el proceso de germinación son necesarias que se den tres condiciones:

a) Que la semilla este viva es decir que sea viable. b) Que esté madura morfológica y fisiológicamente y sin latencia y, c) Condiciones ambientales adecuadas (agua, temperatura, oxígeno y en algunos

casos luz). Por lo tanto, para que una semilla germine lo primero que debe de asegurarse es

que la semilla sea viable, esto es que el embrión este vivo y tenga la capacidad de germinar (Hartman, Kester, Davies y Geneve, 2013).

PRUEBAS DE VIABILIDAD La viabilidad está representada por el porcentaje de germinación, el cual expresa el número de plántulas que puede producir un número dado de semillas. Para realizar una prueba de viabilidad se recomienda usar por lo menos 400 semillas tomadas al azar y formar lotes de 100 semillas. Si cualquiera de esos lotes varía en más de un 10% se debe repetir la prueba, de otro modo el promedio de los cuatro lotes es el porcentaje de germinación.

La viabilidad puede determinarse por medio de varias técnicas, entre las cuales se evaluarán:

1) Germinación directa 2) Prueba de tetrazolio 3) Prueba colorimétrica

1) Germinación directa El proceso de germinación se divide para su estudio en tres etapas (Hartman et al., 2013; Orozco y Sánchez, 2013):

1) ACTIVACIÓN: Este estadio puede completarse en minutos o en horas e incluye

los siguientes procesos fisiológicos:




Versión Página


a) Imbibición. La semilla absorbe agua, lo que provoca la hidratación del protoplasma, el hinchamiento de la cubierta seminal y el rompimiento de la cubierta seminal. Es un proceso físico, por lo que puede efectuarse aún en semillas no viables.

b) Síntesis de proteínas: El sistema de síntesis de proteínas se activa, la energía necesaria para ello se obtiene de las ligaduras de gran energía del ATP que se encuentran en las mitocondrias. Se inicia la producción de enzimas. Se restablece la respiración aerobia.

2) DIGESTIÓN Y TRASLOCACIÓN: Las enzimas digieren las substancias de

reserva (grasas, proteínas, carbohidratos) contenidas en los tejidos de almacenamiento convirtiéndolos en compuestos químicos más sencillos que son translocados a los puntos de crecimiento del embrión para usarse en el crecimiento y desarrollo de las nuevas partes de la planta. Las grasas y aceites se convierten por acción de las enzimas en ácidos grasos y después en azúcares. Las proteínas son la principal fuente de nitrógeno para la plántula en crecimiento. El almidón se convierte en azúcar.

3) DIVISIÓN CELULAR (Alargamiento celular y emergencia de la radícula):

Consiste en la división celular en las zonas meristemáticas del eje embrionario seguida por la expansión de las estructuras de la planta, provocando un aumento en el peso fresco y peso seco de la plántula y disminuye el peso de los tejidos de almacenamiento. Aumenta la respiración. El primer síntoma visible de que una semilla ha germinado es la emergencia de la radícula.

2) Prueba de tetrazolio

Es un método bioquímico en el cual se demuestra la viabilidad por el color rojo que adquieren los tejidos vivos de la semilla cuando es remojada en una solución de cloruro de 2,3,5 trifeniltetrazolio (TTC). El TTC, compuesto soluble en agua e incoloro, es absorbido por las células vivas y reducido por el proceso de respiración de la célula a un compuesto insoluble en agua y de color rojo llamado trifenil formazán.




Versión Página


LUZ

TTC FORMAZÁN PROCESODERESPIRACIÓN

2H+2e

La prueba debe realizarse en la obscuridad y no debe de prolongarse más de 48 horas o se corre el riesgo que los tejidos no vivos también se tiñan de rojo debido a la actividad respiratoria de hongos y bacterias ( Davies, Sacco y Newton, 2015; Meyr, 2010).

2). Prueba colorimétrica

Durante la etapa de activación se reinicia la respiración aerobia, por lo que hay desprendimiento de dióxido de carbono. Esta prueba se basa en hacer reaccionar el dióxido de carbono desprendido con una solución al 2% de carbonato de potasio para producir ácido carbónico, lo que disminuye el pH de la solución. Si se utiliza un indicador como la fenolftaleína, este cambio puede evaluarse por cambios de coloración de la solución que rodea a la semilla (López, Márquez y Murguía, 2005).

MATERIAL Y REACTIVOS Material biológico (por equipo): 100 semillas de lenteja secas, 100 semillas de lenteja remojadas (ponerlas a remojar la noche anterior a la práctica).

Material de vidrio 2 Cajas de Petri 1 pipeta de 5 mL 1 Probeta de 100 mL 4 vasos de precipitado de 250 mL 4 goteros o pipetas Pasteur Pinzas de disección (2 por persona) Agujas de disección (2 por persona) 1 espátula Bisturi o navaja de un filo 1 charola de plástico para hacer cubos de hielo de color blanco Reactivos 2 L de agua destilada 0.5 g de cloruro de trifenil tetrazolio




Versión Página


0.5 L de etanol 96 % 2 g de K2CO3 0.2 g de fenolftaleína

Material diverso 1 rollo de papel aluminio extrarreforzado 1 rollo de plástico auto adherente (egapack) 1 paquete de algodón 1 litro de cloro comercial 1 rollo de papel absorbente (servitoallas) 1 caja de unicel con tapa o 1 recipiente de plástico con tapa 1 aspersor

EQUIPO 1 Balanza granataria 2 Parrillas con agitación


PROCEDIMIENTO 1) Germinación directa

a) Desinfestar 100 semillas con una solución de cloro comercial diluido 1:4 durante 5 minutos. b) Enjuagar en tres ocasiones con agua destilada c) Limpiar la caja de unicel o el recipiente de plástico con la solución de cloro. d) Colocar en la caja o recipiente tres capas de algodón y 1 capa de papel absorbente. e) Humedecer perfectamente y escurrir el exceso de agua. f) Colocar las semillas, con ayuda de las pinzas, en el recipiente, cubrirlas con una capa de papel absorbente y tapar (Fig. 1). g) Revisar diariamente el recipiente, mantener la humedad adecuada asperjando agua si es necesario. Contar las semillas germinadas (Fig. 2).




Versión Página


Figura 1. Semillas colocadas en el recipiente con capas de algodón y papel absorbente.

Figura 2. Semillas germinadas.

2) Prueba de tetrazolio (Fig. 3)

a) Humedecer las semillas previamente a la prueba (12 horas). b) Eliminar las cubiertas seminales y exponer el embrión con ayuda de la navaja. c) Con las pinzas, colocar en 1 caja de Petri 50 semillas y añadir 5 mL de la solución de

TTC al 0.5% (0.5g en 100 mL de agua), asegurándose que el embrión entre en contacto con la solución.

d) Cubrir (con el papel aluminio), la caja de Petri e incubar 2 horas. e) Revisar los embriones, considerando vivos aquellos que se tiñan de rojo, establecer

previamente los parámetros a evaluar.




Versión Página


Figura 3. Etapas de la prueba de viabilidad con TTC.

2). Prueba colorimétrica (Fig. 4) a) En cada hueco de la charola para hielo agregar 5-10 mL de agua destilada. b) Añadir, en cada hueco, 1-2 gotas de una solución de K2CO3 al 2% (2 g en 100 mL de agua) y 1-2 gotas de fenolftaleína (0.1 g disuelto en 60 mL de etanol al 96 % y aforar a 100 mL), mezclar perfectamente hasta obtener un color fucsia homogéneo en cada hueco. c) Colocar 15 semillas secas en el primer hueco, en los huecos restantes colocar una semilla, dejando un hueco sin semilla, el cual será el color final de referencia. d) Evaluar los resultados a las 2 horas. Se considerará semilla viable aquella donde la solución se vuelva incolora o levemente fucsia.




Versión Página


Figura 3. Etapas de la prueba colorimétrica.

RESULTADOS Elaborar una secuencia fotográfica que registre la metodología de la práctica y los resultados.

1. Germinación directa Anotar el número de semillas germinadas. Expresar los resultados en porcentaje de germinación.

% de germinación = No. de semillas germinadas

No. total de semillas

2. Prueba de tetrazolio Determinar el porcentaje de viabilidad usando la fórmula:

% de germinación = No. de semillas teñidas

No. total de semillas

X 100

X 100




Versión Página


3. Prueba colorimétrica

Determinar el porcentaje de viabilidad.

% de viabilidad = No. de huecos con semilla donde hubo cambio No. total de semillas

Comparar las diferentes técnicas para evaluar la viabilidad.

Indicar ventajas y desventajas de cada las técnicas empleadas.

Contestar cuestionario proporcionado en clase.

BIBLIOGRAFÍA CITADA Davies, R., Sacco, A. Di, y Newton, R. (2015). Germination testing : procedures and evaluation. Recuperado de: https://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=2&cad=rja&uact =8&ved=0ahUKEwj6_LeI6dTMAhUs7IMKHZxAA3EQFgglMAE&url=http%3A%2F%2Fasse ts.kew.org%2Ffiles%2FGermination%2520testing%2520procedures%2520- %2520FINAL%2520online%2520version.pdf&usg=AFQjCNEJl7UEPJLmzDWCu6B6Q0Od iRLl6g

Hartman, H. T., Kester, D. E., Davies, F. T., Geneve, R. (2013). Hartmann and Kester’s Plant Propagation: Pearson New International Edition: Principles and Practices. 8th ed. Englewood Cliffs, USA :Pearson Education, Limited.

López, C. M., Márquez, G. y Murguía, S. G. (2005). Técnicas para el estudio del desarrollo en angiospermas. Ciudad de México, México: Facultad de Ciencias, UNAM.

Meyr, A. (2010). ISTA working sheets on tetrazolium testing, volumen 1. Agricultural, vegetable & horticultural species. International seed testing association. Recuperado de: URL: http://ransomseedlab.com/aboutus/TZtest/TZtest.pdf

Orozco, S. A. y Sánchez, C. M. E. (2013). Germinación. En J. Marquéz-Guzmán, M. Collazo-Ortega, M. Martínez Gordillo, A. Orozco-Segovia, y S. Vázquez-Santana. (Eds.). Biología de Angiospermas (pp. 209-240). Ciudad de México, México: UNAM.




Versión Página


PRÁCTICA 3. GERMINACIÓN Y LATENCIA (Parte 2)

OBJETIVOS Identificar la presencia o ausencia de latencia en un lote de semillas.

Aplicar diferentes tratamientos pregerminativos para eliminar la latencia a un lote de semillas.

FUNDAMENTO TEÓRICO La función de una semilla es originar una nueva planta, pero, ya que el proceso de germinación es irreversible, solo tiene una oportunidad para lograrlo. La latencia proporciona una estrategia para que la germinación se realice y reducir el riesgo de muerte prematura en un entorno desfavorable (Bewley, Bradford, Hilhorst y Nonogaki, 2013).

Si una semilla no germina debido a que las condiciones ambientales (p. ej. humedad, oxigenación, luz y temperatura), no son adecuadas se dice que es quiescente. Este estado desaparece cuando estos requerimientos ambientales se cubren y entonces la semilla germina. Se considera que una semilla presenta latencia, también llamada dormancia, cuando, a pesar de estar en condiciones ambientales idóneas para germinar, no lo hace. La palabra latencia (del latin latentia, significa "cualidad del que está presente, pero oculto”), puede ser definida como un fallo temporal de una semilla (viable) para completar la germinación en condiciones favorables (Orozco y Sánchez, 2013; Ruiz, 2010). Clasificación de latencia de las semillas Varios sistemas de clasificación de latencia de las semillas han sido publicados. De acuerdo con Nikolaeva, citado por Baskin y Baskin (2014b), hay dos tipos generales de latencia de la semilla: endógena y exógena. En la latencia endógena algunas de las siguientes características impiden la germinación: (1) embriones inmaduros, (2) inhibidores químicos, y (3) limitaciones fisiológicas. Mientras que en la latencia exógena algún producto químico o característica de alguna estructura, incluyendo el endospermo (algunas veces perispermo), cubiertas seminales o de las paredes del fruto que cubren el embrión, evitan la germinación. Las siguientes son posibles efectos en la germinación de los tejidos que cubren el embrión: (1) la interferencia con la absorción de agua, (2) interferencia con el intercambio de gas, (3) la prevención de la salida de los inhibidores del embrión, y (4) la restricción mecánica (Baskin y Baskin, 2014b).

Cada tipo de latencia contiene varias categorías. Para dar cabida a las diferentes categorías se ha desarrollado, un sistema jerárquico de clasificación para la latencia de las semillas. El sistema cuenta con seis niveles jerárquicos (división, subdivisión, clase, subclase, nivel y tipo), con la división siendo el más alto y el tipo de ser más bajo. Este sistema cuenta con cinco clases de latencia. El nivel proporciona información adicional acerca de la latencia en sí, como las respuestas a la temperatura para romper la latencia y / o para la germinación (Baskin y Baskin, 2014a).




Versión Página


En la actualidad existe una gran discusión acerca de lo que debe considerarse como latencia, cuáles son sus categorías y los tipos que incluye cada una de ellas (Busso, 2013; Orozco y Sánchez, 2013). Tratamientos pregerminativos para eliminar la latencia Después de que se determine que las semillas presentan algún tipo de latencia, el siguiente reto es romperla y germinar las semillas.

La latencia endógena es la más difícil de eliminar. Las siguientes técnicas se han utilizado con éxito:

1. Separación de los embriones. Se utiliza cuando existe incompatibilidad embrión- endospermo.

2. Sólo unos pocos casos de latencia causada por inhibidores químicos han sido examinados en detalle, pero en aquellos que la presentan, dos factores parecen estar implicados: (1) los cotiledones y (2) inhibidores de la germinación. La amputación de los cotiledones a menudo permite que el eje embrionario del embrión en estado latente para germinar y crecer. Por ejemplo, la latencia del embrión en la cebada puede eliminarse mediante la eliminación del escutelo (que es un cotiledón modificado), mientras que la latencia de embriones de manzana se reduce progresivamente a medida que el aumento de cantidades de tejido cotiledonar se cortan. Estos resultados sugieren la presencia de sustancias inhibidoras en los cotiledones que se transportan a la radícula donde el crecimiento es inhibido (Bewley et al., 2013).

3. Estratificación: En términos generales consiste en poner las semillas en un sustrato húmedo (arena, turba, agrolita, o vermiculita) en un envase bien cerrado y colocarlas en un ambiente frio (Estratificación en frío), por ejemplo, en la parte baja del refrigerador donde se tienen temperaturas entre 5°C y 8°C, o en un ambiente cálido, estratificación cálida (25°C-30°C) durante diferentes periodos de tiempo dependiendo de la especie vegetal (Hartman, Kester, Davies y Geneve, 2013; Baskin y Baskin 2014c).

4. Aplicación de sustancias químicas a semillas con cubiertas permeables: Una lista seleccionada de productos químicos que pueden romper la latencia se muestra en el cuadro 1. Sólo unos pocos de ellos se encuentran disponibles en los ambientes naturales, sin embargo, son de gran interés, ya que pueden ayudar a proporcionar una comprensión del mecanismo de interrupción de la latencia. La posible acción de muchas de estas sustancias ha dado lugar a hipótesis relativas a los mecanismos de regulación y de ruptura de la latencia (Bewley et al., 2013).




Versión Página


Cuadro 1. Sustancias empleadas para romper la latencia en semillas (Bewley et al., 2013). Clase de compuesto

Inhibidores de la respiración Cianuro Azida Acetato de yodo Dinitrofenol Compuestos sulfhidrilo Ditiotreitol

2-mercaptoetanol Oxidantes Oxígeno

Hipoclorito Nitrito Tiourea Reguladores del crecimiento vegetal Etileno

Giberelinas Citoquininas Varios Etanol

Azul de metileno Éter etílico Fusicoccina

La latencia exógena es provocada por la cubierta seminal, por lo que para eliminar este tipo de latencia solo hay que modificar, quitar, dañar o debilitar la cubierta seminal, lo cual se logra con la técnica de escarificación. Existen varios tipos de escarificación (Hartman et al., 2013):

1. Escarificación mecánica. Esta técnica se utiliza para modificar de manera mecánica las cubiertas duras o impermeables. Para lotes pequeños las semillas se pueden frotar con papel lija, rayarlas con una lima, golpearlas con un martillo. Para operaciones a gran escala se utilizan escarificadoras especiales. La escarificación no debe hacerse hasta el punto que quede expuesto el embrión. Esta técnica es sencilla y efectiva para muchas especies. Se recomienda que una vez escarificadas las semillas sean sembradas.

2. Escarificación con ácido. El remojo en ácido sulfúrico o clorhídrico concentrado es el tratamiento más comúnmente empleado. Debe realizarse con cuidado ya que el ácido es muy corrosivo y reacciona violentamente con el agua, elevando la temperatura y produciendo salpicaduras (recordar que nunca hay que dar de beber al ácido). Las semillas secas se colocan en recipientes de vidrio y se cubren con ácido sulfúrico concentrado en proporción de una parte de semilla por dos de ácido de 1 a 3 minutos dependiendo el tipo de semilla. Para cantidades pequeñas de semillas se recomienda el uso de embudos de separación ya que permiten separar con facilidad el ácido. Debe de agitarse a intervalos convenientes de manera suave. Al final del tratamiento se escurre el ácido y las semillas se lavan




Versión Página


de inmediato con agua en abundancia durante 10-15 minutos. Se sugiere sembrar las semillas de inmediato.

3. Escarificación con agua. El remojo en agua modifica las cubiertas duras, remueve inhibidores, ablanda las semillas y reduce el tiempo de germinación. La duración del tratamiento varía dependiendo del tipo de semilla y va de 2 a 48 horas. Algunas especies requieren que las semillas se remojen en agua caliente (60°C- 100°C), retirándolas del calor una vez alcanzan la temperatura requerida dejándolas en el agua que se va enfriando gradualmente durante 12-24 horas. Se recomienda sembrar inmediatamente después del tratamiento.

Combinación de dos o más tratamientos pregerminativos Combinar dos o más tratamientos tiene el objetivo de eliminar una latencia doble o combinada, que es cuando la semilla presenta latencia endógena y exógena. Se pueden usar combinaciones de cualquier tratamiento.

MATERIAL Y REACTIVOS 100 semillas (p.ej. dos sobres de semillas certificadas de cactáceas) Cloro comercial Agua destilada Gasa Hilo de algodón Nitrato de potasio al 1% Ácido sulfúrico o clorhídrico concentrado 80 mL 100 mL de ácido giberélico (100-500 mgL-1) Probeta de 50-100 mL Pinzas de disección Lima o lija Termómetro 2 Vaso de precipitados de 100 mL

El material y equipo dependerá del pretratamiento que se elija aplicar

1 frasco de vidrio o de plástico de 200 mL (Se usará para fabricar un mini escarificador).

EQUIPO Parrilla de calentamiento


PROCEDIMIENTO Se empleará un lote de 100 semillas de la especie elegida. Si las semillas no son certificadas, se lavarán con agua y jabón, posteriormente se desinfestarán con una solución de cloro comercial 1:4 (1mL de cloro comercial- 4mL de agua) durante 15 minutos. Al cabo de este tiempo, las semillas se enjuagarán con agua destilada en tres ocasiones. Se formarán 2 grupos de semillas. Un grupo fungirá como el




Versión Página


testigo sin ningún tratamiento posterior para germinar. Al grupo restante se le aplicará un tratamiento pregerminativo.

Cada integrante del equipo realizará un pretratamiento diferente y en el informe conjuntarán los resultados del equipo para realizar el análisis de resultados.




Versión Página


Escarificación mecánica. Construir un mini escarificador con el recipiente de vidrio o plástico y la hoja de lija. Colocar las semillas dentro del mini escarificador y agitar vigorosamente de 1 a 3 minutos, dependiendo el tipo de semillas.

Remojo en agua. Las semillas se remojan de 12 a 24 horas.

Remojo en agua caliente. Las semillas se sumergen en agua a 70°C por 1 a 4 minutos, dependiendo del tipo de semilla.

Tratamiento con ácido. Se utiliza para semillas con cubiertas muy duras. Las semillas secas se colocan en recipientes de vidrio y se cubren con ácido sulfúrico o clorhídrico concentrado, durante segundos o minutos, dependiendo del grosor de la cubierta. Después las semillas se escurren y lavan.

Nitrato de potasio. Se emplea una solución de nitrato de potasio al 1% durante 24 horas.

Ácido giberélico. Se emplea una solución de ácido giberélico de 100 a 500 mgL-1, en donde se sumergen las semillas durante un periodo de 12 a 24 horas.

Estratificación. Colocar las semillas a temperaturas altas o bajas. La temperatura puede variar desde 0 a 10 ºC, cuando se trata de estratificación fría, y de 22 a 30 ºC, cuando se trata de estratificación cálida. El periodo de estratificación puede ir desde una semana hasta cuatro meses, según la especie.

Una vez, seleccionado el pretratamiento, las semillas se colocarán en cajas Petri esterilizadas que contengan algodón con un espesor de 5 mm, y después una capa de papel filtro. Se regarán con agua destilada y se registrará la germinación cada tercer día, durante 15 días.




Versión Página


RESULTADOS Elaborar una secuencia fotográfica que registre la metodología de la práctica y los resultados.

Se graficará la germinación en el tiempo para cada uno de los tratamientos. Determinar el porcentaje y velocidad de germinación.

Determinar si existen diferencias significativas entre los tratamientos aplicados. De haberlas indicar que tratamientos son diferentes estadísticamente (ANDEVA de un factor y prueba de Tukey de comparación de medias, pueden utilizar EXCELL para realizarlo). Contestar cuestionario proporcionado en clase.

BIBLIOGRÁFIA CITADA Baskin, C. C. y Baskin, J. M. (2014a). Germination Ecology of Seeds with Physical Dormancy. Recuperado de: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/B9780124166776000068.

Baskin, C. C. y Baskin, J. M. (2014b). Types of Seeds and Kinds of Seed Dormancy. Recuperado de: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/B9780124166776000032.

Baskin, C. C. y Baskin, J. M., 2014c. Variation in Seed Dormancy and Germination within and between Individuals and Populations of a Species, Recuperado de: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/B9780124166776000081.

Bewley, J.D., Bradford K., Hilhorst, H. y Nonogaki, H. (2013). Seeds Physiology of Development, Germination and Dormancy. 3rd ed., New York, USA: Springer.

Busso, C. A., 2013. From Seed Germination to Young Plants : Ecology, Growth and Environmental Influences. Hauppauge, N.Y.: Nova Science Publishers, Inc.

Hartman, H. T., Kester, D. E., Davies, F. T. y Geneve, R., (2013). Hartmann and Kester’s Plant Propagation: Pearson New International Edition: Principles and Practices. 8th ed. Englewood Cliffs, USA:Pearson Education, Limited.

Orozco, A. y Sánchez, M.E. (2013). Quiescencia y latencia. En J. Marquéz-Guzmán, J, Collazo-Ortega M, Martínez Gordillo M, Orozco-Segovia A, Vázquez-Santana S. (eds.). Biología de Angiospermas. (pp. 223-232). Ciudad de México, México: UNAM.

Ruiz, P.A. (2010). Latencia: Cuando las Semillas Duermen. Muebles y maderas, (67), pp.12–19. Recuperado de: www.revista-mm.com/ediciones/rev67/forestal_latencia.pdf.



UNIDAD DE APRENDIZAJE 3 DIVERSIDAD DE INVERTEBRADOS

TERRESTRES


Versión Página





Versión Página


PRÁCTICA 1. ORGANISMOS EDÁFICOS

OBJETIVOS Determinar la diversidad (riqueza y abundancia) de taxones en diferentes tipos de suelo

Determinar y comparar la distribución de la fauna registrada en los horizontes edáficos.

Identificar los diferentes Phylum de Macroinvertebrados terrestres que habitan en el suelo.

FUNDAMENTO TEÓRICO El suelo es la base de la que dependen todos los seres vivos ya que los fotosintetizadores (autótrofos) obtienen los elementos necesarios para su desarrollo, que sirven de sostén para todos los demás organismos que al consumirlos y metabolizarlos obtienen energía que utilizan para cubrir sus necesidades tales como: mantenimiento de tejidos, reproducción y crecimiento. El suelo es dinámico, ya que constantemente se esta desgastando y formando. El desgaste esta dado por la extracción de nutrimentos y otros elementos, los cuales deben de ser sustituidos para mantener invariables sus características bióticas y abióticas. La velocidad de formación y mantenimiento edáfico están en función de diferentes factores (e.g. el tipo de material parental, climáticos, temporales). Bajo la compleja interacción de estos factores, el suelo se va diferenciando en estratos con características físicas, químicas y biológicas particulares. En términos generales una de las principales funciones de los organismos edáficos (bacterias, hongos, protozoos, túrbelaríos, nematodos, rotíferos, anélidos, tardígrados, anélidos, moluscos y artrópodos entre otros), es la degradación de la materia orgánica del suelo y conversión en nutrimentos aprovechables para las plantas (Lavelle, 2000).

Para la mejor comprensión de la actividad de la fauna edáfica se ha intentado su subdivisión ecológica con base en dos aspectos: su situación en el suelo y su permanencia. Por su situación en el suelo se clasifican en: epiedafones (habitan en la superficie del suelo, zona epigea), hemiedafones (ocupan la primera capa del suelo, abundante materia orgánica, zona hemiedafica) y euedafones (capa profunda de suelo mineral, zona euedafica). Por su permanencia en el tiempo se han dividido en: geobiontes (pasan toda su vida en el suelo), y geofilos (pasan solo una parte de su ciclo de vida en el suelo). Por otra parte, tradicionalmente han sido separados en cuatro grupos con base a su tamaño y microhábitat: microfauna (organismos no mayores a 100 micras), mesófauna (el tamaño va de 100 a 2000 micras), macrofauna (animales de mas de 2000 micras) y megafauna (vertebrados).

La importancia de la fauna edáfica quedo demostrada por Doran y Zeiss (2000) quienes manifiestan que estos organismos frecuentemente son utilizados como indicadores de la salud y calidad de los suelos. Para reconocer estos dos parámetros es necesario cuantificar algunas de las propiedades ecológicas tales como: su riqueza específica, diversidad, abundancia, distribución y estabilidad de la comunidad. Lo anterior parte del hecho que estos animales son muy susceptibles a las perturbaciones causadas al suelo por problemas climáticos y sobre todo por influencia antropogénica. En este




Versión Página


sentido, al analizar los parámetros ecológicos señalados, las variaciones de organismos edáficos indicarán diferentes grados de calidad o deterioro del suelo (Brown et al., 2001). Bajo esta perspectiva, esta práctica tiene como finalidad que los alumnos determinen abundancia y diversidad de animales edáficos, que reconozcan y apliquen métodos de extracción (campo-laboratorio) y se actualicen en el manejo de claves científicas de identificación taxonómica.

MATERIAL Y REACTIVOS Palas de jardinería Bolsas herméticas de plástico Marcadores indelebles Pinzas de punta fina Lupa Embudos de aluminio Foco de 20 W Etanol 70% Cernidores de diferente malla 3 frascos de vidrio de boca ancha de 200 ml.

EQUIPO Microscopio estereoscópico Mueble para montar los embudos


PROCEDIMIENTO Trabajo de campo. En el suelo se encuentran insectos u otros organismos que se desplazan por la superficie y los que viven dentro a profundidades variables. Para realizar la práctica se seleccionarán un área de suelo de 50 cm2. En primera instancia y de forma manual y/o con ayuda de pinzas de disección se recolectarán todos los organismos invertebrados epiedafones representantes de la macrofauna edáfica. Los ejemplares recolectados serán sacrificados en una solución de etanol al 70%. En el caso de organismos hemiedafones y euedafones resulta indispensable la extracción de las muestras de suelo. Posterior a la colecta de los organismos epiedafones, para cada área se recolectarán dos muestras de suelo a los 0-10 y 11-20 cm de profundidad y serán colocadas en bolsas de plástico de cierre hermeticodon. Cada recipiente será etiquetado con los datos de localidad, fecha y profundidad. Además, se indicará el nombre de los colectores, procedencia de la muestra y profundidad. Cada bolsa será marcada con un código previamente establecido para su traslado al Laboratorio de la Facultad.




Versión Página


Trabajo de laboratorio. Las muestras de suelo serán procesadas en proporciones equivalentes para cada uno de los métodos de extracción de organismos, que se clasifican en dos grupos: mecánicos y dinámicos.

Mecánicos Cernido seco. Los animales pueden separarse en tamaños con la ayuda de cernidores de diferente luz de malla. Lavado de suelo. Se usa en combinación con métodos de flotación o sedimentación, para esto la muestra de suelo se lava a través de una malla y luego se favorece la flotación de los organismos mediante el agregado de soluciones (detergente) que dan alta gravedad específica.

Dinámicos Los insectos son obligados a abandonar sus microhábitats del suelo por la aplicación de algún agente externo, tales como el calor o la humedad, en ambos casos se recomienda, que el incremento (temperatura) y pérdida de agua (desecación) se lleve a cabo gradualmente, de tal manera que les permita a los organismos escapar hacia los recipientes en donde serán colectados. Sin embargo, este procedimiento a pesar de ser uno de los más empleados ya que permite el procesamiento de una gran cantidad de material, tiene el inconveniente del comportamiento del insecto y de su resistencia al calor y desecación. Cernidor. El procedimiento más simple consiste en expandir la muestra de suelo sobre una bandeja y calentarla por debajo en baño maría, esto obliga a los insectos a subir a la superficie en donde serán colectados o contados. Embudo de Berlesse. Es uno de los métodos más adecuados para extraer micro, meso y macrofauna del suelo, hojarasca, musgos, líquenes y guano. Los embudos (plástico o metal) se colocan sobre soportes de madera o bien sobre un tripié cuando la muestra de suelo es poca. En el extremo superior del embudo se coloca un foco de 20 o 40 W. La muestra de suelo se coloca en la parte media del embudo sostenida por una pequeña malla de alambre. La punta del embudo se introduce en la tapa de un frasco el cual contiene alcohol al 70%, que servirá como fijador de los organismos. El foco va calentando gradualmente la muestra de suelo, los organismos empiezan a desplazarse hacia partes más profundas de la muestra de suelo en busca de mayor humedad y menor temperatura, terminan cayendo por el cuello del embudo al frasco colector. Identificación. Una vez recolectados los organismos, estos serán identificados y separados por Phylum con ayuda de un microscopio estereoscópico y las siguientes claves taxonómicas para la identificación de principales Phylum de Macroinvertebrados terrestres: 1a. Con exoesqueleto de quitina ................................................................... Artrópodos

1b. Sin exoesqueeto de quitina (cuerpo blando) ............................................................. 2

2a. Cuerpo segmentado .................................................................................................. 3

2b. Cuerpo sin segmentar ............................................................................................... 4




Versión Página


3a. Cuerpo plano ............................................................................................ Platelmintos

3b. Cuerpo anillado .............................................................................................. Anélidos

4a. Cuerpo cilindrico ......................................................................................... Nematodos

4b. Cuerpo dividido en tres regiones .................................................................... Moluscos

Finalmente, para cada Phylum se determinará el número de morfoespecies recolectadas. Una vez identificados los organismos, el alumno comparara las muestras provenientes de los diferentes tipos de suelo y estratos.

RESULTADOS El alumno elaborara una base de datos en la cual registrara para cada organismo, Región, Phylum y método de colecta/extracción. A partir de la base de datos, el alumno reportara por medio de una tabla la riqueza y abundancia relativa de los organismos edáficos invertebrados por Phylum, estrato y por método de extracción.

BIBLIOGRAFÍA CITADA Brown, G. G., Fragoso, C., Baroisi, I., Rojas, P., Patrón, J. C., Bueno, L., Moreno, A. G., Lavelle, P., Ordaz V. y Rodriguez, C. (2001). Diversidad y rol funcional de la macrofauna edáfica en los ecosistemas tropicales mexicanos. Acta Zoológica Mexicana, 1, 1-31.

Doran, J. W. y Zeiss, M. R. (2000). Soil health and sustainability: managing the biotic component of soil quality. Applied Soil Ecology, 15, 3–11.

Lavelle, P. (2000). Ecological challenges for soil science. Science, 165, 73-86.




Versión Página


PRÁCTICA 2. INSECTOS ASOCIADOS A PLANTAS

OBJETIVOS

Identificar y analizar los ensambles de macroinvertebrados acuáticos asociados a especies de la familia de Pontederiaceacea.

FUNDAMENTO TEORICO

Las macrófitas acuáticas libres o arraigadas están presentes en remansos de arroyos y ríos (Ringuelet, 1962). Su presencia en estos cuerpos lenticos aumenta la complejidad del hábitat aportando una mayor riqueza y densidad de invertebrados asociados a estas plantas en relación con la fauna asociada a los sedimentos. Lo anterior se debe a que la estructura de esta vegetación como su sistema radicular, hojas y flores dan soporte, refugio contra depredadores, alimento y reproducción para una gran variedad de taxones, especialmente los organismos epifitos que las colonizan (Lot y Novelo, 2005). Los organismos heterótrofos que ocupan estos hábitats pueden clasificarse por su tamaño en microfauna (menores a 1 mm, e.g. protozoos, rotíferos y microcrustáceos), macroinvertebrados (mayores a 1 mm) representados por caracoles, insectos, arácnidos, anfípodos, plenarias sanguijuelas, oligoquetos, moluscos, crustáceos entre otros (Laduera-Fernández, 2002; Roldan y Ramírez 2008). Sin embargo, el grupo más ampliamente distribuido en las aguas continentales son insectos (por ejemplo efemerópteros, plecópteros, odonatos, hemípteros, coleópteros, trocópteros y dípteros (Fernández, 2002; Brendonck et al., 2003). Los estudios relacionados con la composición especifica de organismos epifitos asociados a plantas de la familia Pontederiaceae no se ha explorado ampliamente en nuestro país, sin embargo se reconoce que la especie Eichhornia crassipes ocupa un lugar importante entre las comunidades hidrófilas de agua dulce. Este lirio invasor es una macrofita flotante con una amplia distribución en la zona centro, la vertiente del Pacífico y del Golfo de México, en zonas templadas y subtropicales, principalmente de las cuencas hidrológicas de los ríos Lerma-Chapala-Santiago, Balsas, Pánuco y Bravo (CONABIO, 2015). Su alto potencial adaptativo (altas tasas de reproducción sexual y asexual) ha desplazado a otras plantas nativas y endémicas ya que en sus áreas de distribución son escasos o no están presentes depredadores naturales. Por estas características y su amplia distribución la especie a sido objeto de algunos estudios en donde se abordan diferentes tópicos ecológicos (Salcedo, 1978; Santacruz-Barrera, 2011; Ramírez-Rojas, 2002). Actualmente los remanentes de la cuenca lacustre en la ciudad de México están representados por canales de los antiguos lagos de Xochimilco y Chalco en donde E. crassipes desplazó a plantas nativas y ocupa un lugar importante en el ecosistema. La gran abundancia de la especie en la mayoría de los canales se explica en parte por la ausencia de depredadores naturales por lo que es considerada como una plaga. A pesar de ello, en algunos canales es la única planta hidrofítica y representa el principal refugio para el mantenimiento y funcionalidad de las comunidades zooplancton y macrofaunisticas del antiguo lago de Xochimilco (Rocha-Ramírez et al., 2014). Bajo esta perspectiva la presente práctica tiene finalidad que los alumnos determinen la diversidad organismos de epifitos y sus interacciones interespecificas, utilicen algunos indicadores de diversidad alfa, que conozcan y apliquen los métodos de extracción (campo y laboratorio) y se familiaricen en el uso de claves para identificación taxonómica.




Versión Página


MATERIAL Y REACTIVOS Red de cuchara para pesca Bolsas de plástico Botes de plástico (20Litros) Charolas de disección Cajas de Petri Agujas de disección Pinzas de disección Tres frascos de 100 ml Etanol (70%) Bisturí (o navaja) Calculadora

EQUIPO Microscopio estereoscópico


PROCEDIMIENTO Trabajo de campo. Para esta práctica se obtendrán tres organismos por equipo del lirio E. crassipes que serán colectados en los canales de Xochimilco; para tal objeto se recomienda realizar recorridos en las orillas de uno de los canales para seleccionar tres sitios diferentes con abundancia de lirios y fácil recuperación. En cada sitio se colectará un individuo con ayuda de una red de cuchara para pesca, cuidando que la planta este completa, de buen tamaño y con la mayor cantidad de raíces posibles. Las muestras se guardarán temporalmente en bolsas de plástico junto con el agua del canal de donde se extrajeron. Para su traslado al laboratorio de la facultad se recomienda colocar las muestras en contenedores (botes de plástico de 20 L) con agua en donde permanecerán hasta concluir la práctica. Trabajo de laboratorio. En el laboratorio los organismos de E. crassipes serán colocadas en charolas de disección; con la ayuda de bisturí (o navaja) la planta será seccionada en partes manipulables. Con ayuda de pinzas y agujas de disección, las partes de la planta obtenidas serán colocadas en cajas de Petri donde se extraerán los invertebrados más grandes y que pueden ser observados a simple vista, estas mismas muestras serán procesadas con el esteroscopio. Todos los ejemplares obtenidos se guardarán y fijarán en frascos con alcohol al 70%. Durante todo este periodo de trabajo se recomienda la toma de fotografías de los animales epifitos ya que algunos varían su color al contacto con el alcohol. Una vez recolectados los organismos, estos serán identificados y separados a nivel de orden y si es posible hasta familia con ayuda de un microscopio estereoscópico y claves taxonómicas especializadas (McGavin, 2000). Finalmente para cada Orden se determinara el número de morfoespecies recolectados, así como el número de organismos por morfoespecie..




Versión Página


RESULTADOS El alumno elaborará una base de datos en la cual registrará todas las morfoespecies de macroinvertebrados colectadas e indicará el número de individuos encontrados de cada una de las tres plantas. En otra tabla comparativa se indicará la riqueza específica de macroinvertebrados de cada lirio y el índice de diversidad alfa de Shannon-Wiener. Finalmente se estimará la similitud entre las muestras con base en el coeficiente de similitud de Sorensen (índice de diversidad Beta). Discutir los resultados en función de las similitudes y diferencias de macroinvertebrados entre los lirios colectados y compararlos con otros trabajos de investigación relacionados.

BIBLIOGRAFÍA CITADA

CONABIO, 2015. Método de Evaluación Rápida de Invasividad (MERI) para especies exóticas en México. Eichhornia crassipes (Mart.) Solms, 1883. Ficha técnica, CONABIO. 1-15 p. Disponible en: http://sivicoff.cnf.gob.mx/ContenidoPublico/MenuPrincipal/07Fichas%20tecnicas_OK/02Fichas%20tecnicas/Fichas%20t%C3%A9cnicas%20CONABIO_especies%20ex%C3%B3ticas/Fichas%20plantas%20invasoras/D_E/Eichhornia%20crassipes.pdf

Brendonck, L., Maes, J., Rommens, W., Dekezas, N. y Nhiwatiwa T. 2003. The impact of wather hyacinth (Eichhornia cassipes) in a eurphic subtropical. II Species Diversity. Archiv für Hydrobiologie, 158(3), 389-405.

Fernández, L. R. 2012. Los macroinvertebrados acuáticos como indicadores del estado ecológico de los ríos. Páginas de Información Ambiental. Universidad de Salamanca. España. 39: 24-29.

Lot, A. y Novelo, A. 2005. Iconografía y estudio de plantas acuáticas de la Ciudad de México y sus alrededores. UNAM. Instituto de Biología. 206p.

McGavin, G. C, 2000. Manuales de identificación de insectos arañas y otros artrópodos terrestres. Ed. OMEGA. Barcelona. 256 p.

Ramírez-Rojas, J. 2002. Invertebrados asociados al sistema radicular de lirio acuático durante Octubre 2000 a Marzo 2001 en el Sistema Lagunar de Alvarado Veracruz. Tesis de Licenciatura.

Ringuelet, R. A. 1962. Promoción de los recursos ícticos de las aguas continentales de la Argentina. Diana, Buenos Aires Argentina, año 21 (250, octubre), 118-130 p.




Versión Página


Rocha-Ramírez A., Robles-Valderrama, E. y Ramírez-Flores, E. 2014. Invasive alien species water hyacinth Eichhornia crassipes as abode for macroinvertebrates in hypertrophic Ramsar Site, Lake Xochimilco, Mexico. Journal of Environmental Biology, 35(6), 1071-1080.

Salcedo, S. V. 1978. Fluctuación de las poblaciones de fauna asociadas a lirio acuático y su relación con contaminación en el lago de Xochimilco. México D.F. Tesis de Licenciatura (Biologo) Facultad de Ciencias UNAM. 53p.

Santacruz-Barrera, J. R. 2011. Invertebrados Asociados a Eichhornia crassipes, en el lago de Xochimilco. México D.F. Tesis de Licenciatura (Biólogo) UNAM. FES Iztacala, 51p.




Versión Página



HERRAMIENTAS BIOTECNOLÓGICAS




Versión Página


PRÁCTICA 1. ACTIVIDAD ALELOPÁTICA DE LAS PARTES AÉREAS DE ESPECIES VEGETALES

OBJETIVO Evaluar la actividad alelopática del extracto de las partes aéreas de la especie asignada

FUNDAMENTO TEÓRICO La alelopatía es un proceso por medio del cual las plantas se proporcionan a sí mismas una ventaja competitiva colocando fitotoxinas en su ambiente cercano. La definición formal de alelopatía es “cualquier efecto directo o indirecto dañino o beneficioso que ejerce una planta sobre otra a través de la producción de compuestos químicos que escapan al ambiente” (Birkett et al., 2001; Tran Dang et al., 2005).

Una planta con potencial alelopático es la planta “donadora” mientras que la planta en la vecindad a la que afectan los compuestos alelopáticos de la planta donadora es la “planta receptora”. Las plantas donadoras y receptoras pueden afectarse una a la otra a través de la alelopatía y la competencia. Los efectos combinados de estas dos interacciones se nombran “interferencia”. En las interacciones alelopáticas, las plantas donadoras sueltan substancias fitotóxicas en el ambiente para afectar el crecimiento de las plantas receptoras, mientras que, en interacciones competitivas, una fuente de crecimiento se remueve del ambiente por una planta de manera que las fuentes de crecimiento accesibles se reducen para las otras plantas (Wu et al., 2001).

Para encontrar sustancias alelopáticas se han utilizado lixiviados de hojas, tallos y raíces que se liberan compuestos químicos al contacto con el agua, aunque también se puede hacer uso de disolventes orgánicos como metanol.

Los bioensayos se definen como la evaluación de la potencia de un compuesto por medio de su aplicación-respuesta inducida al sujeto. En alelopatía los bioensayos son necesarios en cada paso del proceso de aislamiento, purificación e identificación de los compuestos activos. A partir de los años 1940s y 1950s, se han realizado numerosos bioensayos para checar la actividad alelopática de diferentes compuestos. El más usado es la germinación de semillas, que se lleva a cabo en cajas Petri, con papel filtro como soporte. La mayor parte de los bioensayos de alelopatía evalúan la bioactividad por el efecto en la germinación y en el crecimiento de la plántula. Se aceptan estos parámetros como medidas indirectas de otros procesos fisiológicos afectados por la interacción química (Zamorano, 2006).




Versión Página


MATERIAL Y REACTIVOS 550 semillas de lechuga, 400 g de hojas de la especie seleccionada, estereoscopio, matraz balón esmerilado con junta 24/40 con refrigerante Soporte universal Pinzas de 3 dedos con nuez, perlas de ebullición cristalizadores Matraces Erlenmeyer de diferentes capacidades, 2 mangueras de látex para agua y una para vacío, matraz Kitazato Embudo Büchner, papel filtro Tina de plástico, Metanol, agua destilada, 2,3,5 cloruro de trifeniltetrazolio EQUIPO Balanza analítica, balanza granataria, rotavapor, incubadora, bomba recirculadora de agua Placa de calentamiento

SERVICIOS Vacío, agua Energía eléctrica

PROCEDIMIENTO PRUEBA DE VIABILIDAD CON TETRAZOLIO (CLORURO DE 2,3,5-TRIFENIL TETRAZOLIO). Tomar una muestra de 50 semillas de lechuga, las cuales se colocan en un frasco ámbar pequeño, se agregan 3 mL de la solución de cloruro de tetrazolio al 1%, proteger de la luz y mantener a temperatura ambiente durante 24 horas. Transcurridas las 24 h remover la solución, lavar las semillas y mantener en agua durante la evaluación. Registrar el número de semillas teñidas y calcular el porcentaje de viabilidad.




Versión Página


EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD ALELOPÁTICA Las partes aéreas de la planta se secan a la sombra y a temperatura ambiente, posteriormente se muelen; 100 g del material vegetal molido se extraen a reflujo por 30 minutos con 300 mL de metanol. Se separan los tejidos vegetales por filtración a vacío y se concentra el extracto en el rotavapor. Para evaluar la actividad alelopática del extracto metanólico de hojas se usan semillas de lechuga. Estas se desinfectan con hipoclorito de sodio al 5% (v/v) por 5 min y se lavan con agua destilada. Para evaluar el efecto del extracto sobre la germinación de las semillas se preparan soluciones de extracto en agua destilada en concentraciones de 0.0 (testigo) 5, 10 y 20 mg/mL. Se colocan 25 semillas en cada caja de Petri sobre papel filtro, se adicionan 12 mL de cada concentración. Las cajas (5 por tratamiento) se incuban 24, 48 y 72 h en la oscuridad a 25 °C y se registran las semillas germinadas para cada tratamiento. ANÁLISIS ESTADÍSTICO El diseño experimental es completamente al azar con cinco repeticiones por tratamiento y la variable de respuesta es la germinación de semillas. Se realiza un análisis de varianza y una comparación de medias con la prueba de Tukey (p≤0.05).

RESULTADOS 1. Los resultados se registrarán de acuerdo al formato del cuadro 1.

Cuadro 1. Observaciones registradas durante el experimento

Caja Número de semillas germinadas

24 h 48 h 72 h 1 2 3 4 5

Media + ES Media + ES

2. Graficar los resultados de germinación, se presentan las medias + ES y se indica si existen diferencias estadísticas con respecto al control.

3. Describir los resultados con base al análisis estadístico.

4. Incluir los resultados de la prueba de

viabilidad. Se pueden incluir las fotografías

pertinentes.

5. Incluir los resultados del rendimiento del extracto.




Versión Página


Previo a la realización de la práctica el alumno debe resolver el cuestionario siguiente:

Cuestionario

1. Dé la descripción botánica de lechuga. 2. Dé la descripción botánica de la especie utilizada 3. ¿Qué es un metabolito secundario? 4. ¿Qué es un metabolito primario? 5. Describa el proceso de germinación. 6. ¿Qué es una semilla? 7. ¿Cuáles son las diferencias entre metabolito primario y metabolito secundario? 8. ¿Qué compuestos se han aislado de las hojas de la especie seleccionada? 9. ¿Qué usos medicinales se le han dado a su planta? 10. ¿Por qué se usan como modelo las semillas de lechuga? 11. ¿Qué es un herbicida? 12. ¿Cuál es el fundamento científico de la prueba del cloruro de tetrazolio? 13. ¿Qué son las fitoalexinas? ¿Qué las diferencias de las sustancias alelopáticas? 14. Elabore un esquema del equipo que se utiliza para calentar a reflujo y explique

cómo funciona. 15. ¿Cuál es la utilidad del calentamiento a reflujo? 16. ¿Qué es la ecología química? 17. ¿Para que se utiliza el rotavapor y cuáles son las ventajas de usarlo?

BIBLIOGRAFÍA CITADA Abdel-Sattar, E., Zaitoun, A.A., Farag, M.A., Gayed, S.H., Harraz, F.M.H. (2010). Chemical composition, insecticidal and insect repellent activity of Schinus molle L. leaf and fruit essential oils against Trogoderma granarium and Tribolium castaneum. Natural Product Research, 24(3): 226-235.

Birkett, M.A., Chamberlain, K., Hooper, A.M., Pickett, J.A. (2001) Does allelopathy offer real promise for practical weed management and for explaining rhizosphere interactions involving higuer plants? Plant and soil, 232: 31-39.

CONABIO (2016). Recuperado de: http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/anacardiaceae/schinus- molle/fichas/ficha.htm. Consultada 26/09/2016.

Tran Dang, X., Tawata, S., Tran Dang, K. y Chung, M. (2005). Biological control of weeds and plant pathogens in paddy rice by exploiting plant allelopathy: an overview. Crop Protection, 24:197–206.

Wu, H., Pratley, J., Lemerle, D., Haig, T. y An, M. (2001). Screening methods for the evaluation of crop allelopathic potential. The Botanical Review, 67: 403-415.

Zamorano, C. (2006). Alelopatía: Un Nuevo Reto en la Ciencia de las Arvenses en el Trópico. Agronomía, 14: 7-15.



Código Fecha de elaboración

o revisión Versión Página


UNIDAD 5 PROYECTO DE DOCENCIA-INVESTIGACIÓN




Versión Página


UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓMOMA DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES ZARAGOZA

CARRERA DE BIOLOGÍA

LABORATORIO DE INVESTIGACIÓN FORMATIVA V

ESTUDIOS MORFOFISIOLÓGICOS, USOS, PRODUCTOS Y DISTRIBUCIÓN

ESPACIAL Y ECOLÓGICA DE PLANTAS Y ARTROPODOS EN LAS SERRANÍAS MERIDIONALES

Junio 2019




Versión Página


MARCO TEÓRICO

De acuerdo con Rzedowski (2006), las Serranías Meridionales (SM) están incluidas en una sola provincia florística que incluye varios sistemas montañosos, entre ellos, la Faja Volcánica Transmexicana, la Sierra Madre del Sur y el Complejo Montañoso del Norte de Oaxaca. Todas ellas han sido consideradas como provincias biogeográficas independientes. predominan los bosques de pino (Pinus) y encino (Quercus). Presenta las elevaciones más altas de México y de Norteamérica al sur de Alaska.

Por su longitud y diversidad es de las más importantes del país, pues abarca 11 estados. Presenta además la mayor actividad volcánica con manifestaciones recientes (Paricutín y Popocatépetl).

Sin embargo, la definición de Rzedowski refleja la complejidad biótica de esta área. Diferentes sub-áreas de ésta fueron tomadas como referencia para delimitar a las regiones Neártica y Neotropical. Se trata de una gran área de transición biótica compuesta, a su vez, por cordilleras donde se observa un fuerte reemplazo de especies y cambios abruptos en la diversidad y composición de las mismas, tanto del medio templado, como tropical. Dentro de estas serranías quedan contenida la provincia del Balsas e interactúan fuertemente con otras provincias vecinas, como la Costa del Pacífico (al sur), el Altiplano (al norte), y en sus extremos converge con la Sierra Madre Occidental y la Sierra Madre Oriental.

Debido a la altitud y a las condiciones climáticas, se encuentran diversas asociaciones florísticas: en las vertientes de entre 1500 y 2000 msnm. se forma un cinturón de bosque neblinoso con especies de roble y helechos arborescentes. Las elevadas llanuras interiores contienen pastizales, yucas, agaves y cactos además de otros arbustos y árboles pequeños. En las pendientes montañosas hay bandas de robles, pinos, encinos y abetos. Existen algunos géneros endémicos como Achaenopodium, Hintonella, Microspermum, Omiltemia, Peyritschia y Salvia.

Entre los mamíferos, se presenta una variedad de tuzas, así como algunas especies endémicas de tipo relicto como el conejo y el ratón de los volcanes (Romerolagus diazi y Neotomodon alstoni).

Las serranías meridionales representan un modelo de estudio muy heterogéneo lo que las hace excelentes objetos de estudio para analizar la morfofisiología, usos, productos y distribución espacial y ecológica de plantas y artrópodos.




Versión Página


PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

La ubicación latitudinal de nuestro país, aunada a su gran diversidad topográfica y

geológica, origina una amplia variedad de climas y esto, consecuentemente, se refleja en una considerable riqueza biológica. Aun cuando México ocupa el décimo cuarto lugar en cuanto a extensión territorial, su diversidad biológica lo sitúa en el tercero más rico del mundo (Rzedowski, 1978).

México no sólo es considerado como uno de los países más ricos en cuanto a número de especies se refiere, también presenta una gran cantidad de formas de vida no presentes en ninguna otra parte del mundo. Existen alrededor de 30,000 especies de plantas con flores en el país, de las cuales del 50-60% son endémicas. Datos similares se presentan con respecto a nuestra fauna. Esta megadiversidad justifica el desarrollo de diversas estrategias para proteger el patrimonio natural de la nación (Halffer,1988).

Los ambientes naturales representativos de las diferentes regiones biogeográficas, los ecosistemas, así como la diversidad genética de las especies silvestres, conforman el patrimonio natural de México. Su aprovechamiento sustentable y conservación hacen posible la supervivencia de los grupos humanos (Challenger,1998).

El desarrollo industrial, agropecuario y urbanístico en las últimas décadas se ha realizado en una forma desordenada y ha causado graves daños al patrimonio natural del país, provocando que algunos ecosistemas sufran perturbaciones y que numerosas especies estén en peligro de desaparecer; esta situación amenaza la posibilidad de continuar obteniendo los beneficios y recursos que la naturaleza proporciona, los cuales son la base de la economía y del bienestar social del país (Challenger y Soberón, 2008).

La deforestación a nivel nacional muestra una tendencia creciente que repercute en la disminución de la superficie de los ecosistemas naturales. Entre 1976 y 1980 la pérdida forestal anual nacional fue de 160,000 ha/año (Masera, Ordoñez y Dirzo,1997) y actualmente la media de la cubierta arbolada per capita nacional está por debajo de lo esperado: 0.5 ha, de las 0.7 ha recomendadas. Se estima que se transforman alrededor de 50,000 ha de vegetación semiárida por año (Challenger, 1998).

El aprovechamiento inadecuado y el tráfico ilegal de especies han ocasionado un grave deterioro de estos ecosistemas, que se manifiesta principalmente con la pérdida de la biodiversidad y erosión de los suelos, procesos naturales que promueven la marginación de poblaciones humanas (Toledo y Ordoñez, 1993). Ante esta problemática es indispensable realizar investigaciones que permitan, por un lado, conocer la biodiversidad de los organismos, su distribución geográfica y ecológica, así como las diferentes adaptaciones que han desarrollado, a la par de establecer los usos potenciales y los productos que se pueden obtener. Pero, sobre todo, atender conservar y restaurar las zonas perturbadas por actividades antrópicas, como es el caso del centro del país (Rzedowski de Calderón y Rzedowski, 1991).




Versión Página

SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 66/84 En las serranías meridionales habitan un variado número de especies biológicas; sin

embargo, no existe información exacta sobre cuáles especies están distribuidos en ellas y es escaso el conocimiento sobre aspectos de su biología básica. Debido en parte a esta escasez de información, los planes de manejo no garantizan la supervivencia, a largo plazo, de las poblaciones silvestres, ni de su biodiversidad en conjunto. Por otro lado, la amplia transformación de los ecosistemas naturales ha repercutido drásticamente en las poblaciones silvestres, provocando en ocasiones su extinción local. Por lo tanto, es relevante generar información al respecto. OBJETIVO GENERAL Al finalizar el LIFV el alumno adquirirá las herramientas metodológicas para plantear, delimitar y analizar datos generados mediante la realización de un proyecto de investigación en las áreas de Biogeografía y ecología, Morfofisiología vegetal, Diversidad de invertebrado terrestres y Herramientas biotecnológicas en las Serranías Meridionales de México, ejercitará su sentido de responsabilidad mediante el cumplimiento de actividades y tareas, aprenderá nuevos contenidos y habilidades y comprenderá la problemática social que enfrentan las sociedades contemporáneas.

OBJETIVOS PARTICULARES POR UNIDAD DEL CONOCIMIENTO

Biogeografía El estudiante desarrollará un proyecto de investigación para la determinación de la riqueza de especies y la tolerancia ecológica, con base en la distribución espacial de los seres vivos en el momento actual a través de técnicas de muestreo y caracterización ecológica para definir patrones biogeográficos primarios y valorar la biodiversidad en escala alfa y beta. Morfogénesis y fisiología de plantas con semilla El estudiante desarrollará un proyecto de investigación para comprender y explicar mecanismos y procesos fisiológicos que regulan la morfogénesis, desarrollo y adaptaciones de las plantas con semilla a las condiciones ambientales de las zonas secas y semiáridas. Diversidad de invertebrados terrestres El estudiante desarrollará un proyecto de investigación que le permita reconocer las características básicas del grupo de los artrópodos que les permiten colonizar diferentes tipos de hábitat, así como establecer la importancia de estos organismos en la estructura y función de las comunidades terrestres. Herramientas biotecnológicas

El estudiante desarrollará un proyecto de investigación donde conozca y aplique herramientas biotecnológicas como una alternativa en la elaboración de productos útiles para la vida.





SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 67/84 MATERIAL Y MÉTODO Zona de estudio. En el contexto anterior, y dada su complejidad tectónica y biótica las serranías meridoniales representan áreas de interés para el estudio de la biodiversidad mexicana. Se proponen tres zonas de trabajo con la finalidad que los profesores elijan, por grupo, una de ellas para realizar los proyectos de docencia-investigación.

1. El estado de Hidalgo se encuentra inmerso en tres provincias fisiográficas las cuales incluyen la Faja Volcánica Transmexicana, Llanura Costera del Golfo de México y la Sierra Madre Oriental. El Eje Volcánico Transverso y la Sierra Madre Oriental ocupan prácticamente el 93% del territorio y solamente un 7% en la parte noreste la Planicie Costera del Golfo. Específicamente la zona de estudio que se propone (Tolantongo) se ubica en la provincia del Eje Neovolcánico, específicamente el municipio del Cardonal se ubica en la Subprovincia de las Llanuras de la Sierra de Querétaro e Hidalgo, la cual se extiende desde el oeste de la Ciudad de Queretaro hasta Pachuca, Hidalgo con una superficie en Hidalgo de 7,841.3 km2 que representa el 37.4% de todo el




Versión Página

SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 68/84 estado. Engloba totalmente 16 municipios destacando Tecozautla, Nopala de Villagrán, Tetepango y Metepec, y una parte de 39 municipios e.g. Zimapán, Tasquillo, Ixmiquilpan, Tula de Allende, Mixquihuala, Actopan, Pachuca, Minera del Chico, Totonilco el Grande, Mezquititlan, Zacualtipan de Ángeles, Molango, Cardonal. Generalmente la altitud de poniente oriente se encuentra por debajo de los 2000 msnm (INEGI, 1992; Ramírez-Bautista, Sánchez-González, Sánchez-Rojas y Cuevas-Cardona, 2017).

En la Subprovincia dominan las rocas lávicas basálticas. Así mismo casi toda la subprovincia con los ríos San Juan, Tula y Tulancingo y están comprendidos dentro de la Cuenca del Pánuco. La mitad de esta subprovincia se encuentra dentro del estado de Hidalgo, hacia el oeste dominan los sistemas de lomeríos de rocas volcánicas intermedias, interrumpidos por sierras volcánicas aisladas e.g. Nopala-Caldera de Huichapan que limita al occidente por la llanura de piso rocoso (duripan) de Ixmiquilpan (Palacio-Prieto, 1986).

Específicamente el municipio de Cardonal se ubica dentro de esta subprovincia (20°25´ y 20° 47´ N 98° 55´ y 99° 11´ W, DE 900 A 2900 msnm). Sus colindancias al Norte con Nicolas Flores y Tlahuitelpa, al este con Eloxochitlan, Metztitlan y Santiago de Anaya, al sur con Santiago de Anaya e Ixmiquilpan, al oeste con los municipios de Ixmiquilpan y Nicolas Flores. El Cardonal ocupa el 2.85% de la superficie del estado. En cuanto a su fisiografía



el 96% se ubica en la provincia de la Sierra Madre Oriental y un 4% en el Eje Neovolcánico transversal, así mismo pertenece a la subprovincia del Carso Huasteco con 96% y 4 % a Llanuras de Sierra de Queretaro e



SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 69/84 Hidalgo. En cuanto al sistema de topoformas la sierra cubre un 96% y 4% de lomeríos. En

cuanto al rango de temperasur cone los 12 a 22°C y un rango de precipitación 300 a 1100mm por lo que los climas van de templado subhúmedo, semi seco-semicálido siendo la mayor parte del municipio los templados subhúmedos, los semicálido-semiseco y seco-semicálido cubre cada uno el 1%. En cuanto a la edafología el 68% son leptosoles, 12.5% phaeozem, 8.5% castañozem, vertizol 5% principalmente. En cuanto a la hidrografía corresponde a la región hidrológica del Panuco, a la cuenca del rio Moctezuma, subcuenca Amajac y Rio Actopan. En cuanto al uso del suelo la agricultura corresponde a un 33% y zona urbana 5% y la vegetación 29% de bosque, 20% de pastizal y 18% de matorrales.

La zona que se propone son las Grutas de Tolantongo que corresponde a un área turística, se ubica a 45 km al noreste de Ixmiquilpan. Se ubica en la porción baja del rio que da nombre a las grutas que se desarrolla en el contacto entre las provincias de la Altiplanicie meridional y la Sierra Madre Oriental lo que explica los fuertes contrastes geomorfológicos del sitio. Aproximadamente el rio recibe 800 a 1200mm de lluvia anual. La zona cubre una superficie aproximada de 4 hectárea (0.4 km2) y se ubica entre los 1260 y 1400 msnm y posee una pendiente media de 4 a 5° y con altitudes que fluctúan de 1600 a 1900m. Geológicamente se aprecia el dominio de rocas sedimentarias de diferentes edades. Otras unidades geológicas los constituyen los bloques de caliza de hasta 3m de diámetro y finalmente depósitos aluviales recientes (INEGI, 2009; Ramírez-Bautista, Sánchez-González, Sánchez-Rojas y Cuevas-Cardona, 2017). El clima es seco estepario con lluvias que predominan en verano, la temperatura media anual es inferior a 18° y en algunos sitios es superior. La vegetación es de selva baja caducifolia donde destacan especies del género Bursera, Cephalocereus senilis, Prosopis, Acacias y huamúchil, que circundan al rio Tolantongo, en algunos sitios la vegetación se encuentra virtualmente ausente debido a la intensidad de los procesos fluviales y gravitacionales. Las actividades agrícolas dadas las condiciones topográficas y geomorfológicas se restringen únicamente a una pequeña área de un banco aluvial en el extremo oriente (maíz, plátano, mango, aguacate, nogal, zapote, naranja, entre otros.) (Ramírez-Bautista, Sánchez-González, Sánchez-Rojas y Cuevas-Cardona, 2017). 2. El valle de Tecozautla propuesto como zona de estudio, se encuentra a tres horas y media de viaje en automóvil, con dos rutas principales de acceso, la que se localiza por la autopista México- Querétaro y la ruta de Actopan –Huichapan por la autopista a Pachuca, lo cual hace que la zona sea de fácil acceso.




Versión Página


3. Sierra de Taxco: El Naranjo (región perturbada) se localiza al centro oeste del estado entre las coordenadas geográficas 18°24´04.00 de latitud Norte, y 99°32´04.00 de longitud Oeste; a una altura promedio de 270 metros del mar, Cascada de Cacalotenango, (región semi perturbada) coordenadas 18°33´20.97´´ Norte y 99°39´39.47´´ Oeste en una altura de 1895 metros, El Parque Huixteco (región conservada) en un intervalo altitudinal de 1300 a 2380 metros. Estas localidades se localizan en la región terrestre prioritaria 120 “Sierra de Taxco-Huautla”, entre las coordenadas 18°38´24.36´´ Norte y 99°38´09.41´´ Oeste.

Esta región se caracteriza por su alta riqueza biológica e integridad ecológica, que constituye un reservorio de especies endémicas con una alta representatividad ecosistémica. (Arriaga et al 2000). Los tipos de vegetación dominantes corresponden a bosques de encino-pino en el Huixteco, selva baja caducifolia en el Naranjo y fragmentos de bosque mesófilo de montaña en la Cascada de Cacalotenango.



Tipos de vegetación. ●Bosque de Encino-Pino: Este tipo de vegetación es el mejor distribuido en la zona,

ocupa 257 km cuadrados. Se desarrolla en sitios que se encuentran desde los 1220 hasta los 2600 metros. Los encinares de zonas secas se ubican entre los 1200 y 1900 metros sobre el nivel del mar.

●Selva baja caducifolia. Se localiza en lugares de poca humedad en las partes bajas de la Sierra. Se distribuye predominantemente en un intervalo altitudinal que va de 1300 a 1400 metros sobre el nivel del mar y ocupa aproximadamente 98.32 km cuadrados. ●Bosque mesófilo de montaña: Está dominado por árboles en varios estratos, con abundancia de helechos y epífitas. El follaje del 50% de sus especies de árboles se pierde durante alguna época del año. Comparten lluvias frecuentes, nubosidad, neblina

y humedad atmosférica altas durante todo el año.


Versión Página







La Sierra Norte de Puebla se localiza entre los 19° 45’ y 20° 50’ N y 97° 10’ y 98° 17’ O. Es una zona que presenta gran diversidad ambiental, biológica y cultural, comprende un intervalo altitudinal entre los 100 y 2300 m que genera un gradiente climático cálido y semicálido húmedo en las partes bajas y templado húmedo en las zonas de mayor altitud. Los tipos de vegetación responden a este gradiente: bosque tropical perennifolio, bosque mesófilo de montaña y bosques de encino, de pino y mezclas de ambos, con amplias zonas de ecocline entre los tipos de vegetación contiguos. La zona forma parte de las provincias morfotectónicas de la Sierra Madre Oriental, del Eje Transvolcánico Mexicano y de la Llanura Costera del Golfo (Martínez et al 2007), presenta una orografía bastante accidentada, que en temporada de lluvias ocasiona zonas inundables y deslaves a consecuencia de altas precipitaciones que alcanza los 2,500 mm anuales y en algunas zonas hasta 3,500 (Anonimo, 2017). Los municipios de trabajo que se proponen son: Jonotla, Cuetzalan, Zapotitlan de Mendez, Amixtlan y Zacapoaxtla.

El municipio de Jonotla se localiza en la parte noreste del estado de Puebla. Sus

coordenadas geográficas son los paralelos 20o 01' 24" y 20o 09' 12" de latitud norte y 97o 26' 54" y 97o 36' 00" de longitud occidental. Tiene una superficie de 73.99 kilómetros cuadrados que lo ubica en el lugar 144 con respecto a los demás municipios del Estado. El municipio se ubica en la transición climática de los templados de la sierra norte y los cálidos del declive del golfo, presenta dos climas: Clima semicálido subhúmedo con lluvias todo el año, se localiza en la parte sud-occidental.

Clima cálido húmedo con lluvias todo el año, se identifica en la zona nor-oriental. Principales ecosistemas La flora está compuesta por especies como el chalahuite, jonote, sangre de grado, encino, carboncillo, cedro, caoba y una gran variedad de arbustos de hoja perenne. Se cuenta con una variedad abundante de helechos, inclusive arborescentes, orquídeas, camelias, azucenas y tulipanes. La mayor parte del territorio presenta cafetales, así como áreas reducidas de pastizal cultivado y áreas aún mas pequeñas donde se siembra maíz. Jonotla cuenta con una amplia variedad de especies como son: armadillo, jabalí, zorrillo, marto, coyote, tejón, conejo, ardilla, palomas, chachalacas, pájaros varios y de vistosos colores, reptiles como: coralillo, nauyaca, mazacuate, voladora, acuática, trucha, bagre, langostino, pez bobo, acamaya, entre otros (Anonimo 2005).

Zapotitlan de Mendez se localiza en la parte Norte del Estado de Puebla, sus

coordenadas geográficas son los paralelos 19º 58' 10" y 20º 01' 36" de latitud Norte y los meridianos 97º 38' 36" y 97º 44' 24" de longitud Occidental. Tiene una superficie de 20.30 kilómetros cuadrados, el municipio se localiza en la transición de los climas templados de la Sierra Norte, y los cálidos del declive de Golfo; presenta un solo clima: Semicálido subhúmedo con lluvias todo el año. El municipio ha perdido la mayor parte de su vegetación original; sólo la conserva al suroeste y al oeste, donde se localiza un área reducida de bosques mesofilo de montaña, predominando las especies alíes, liquidámbar,




Versión Página

SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 73/84 ayacahuite, cedro y ocote. En cuanto a la fauna existen zorras, tejones, mapaches,

onza (felino), puerco espín y tlacuache; variedad de reptiles y aves canoras; animales en extinción: tigrillo y temazate por el exceso de caza (http://www.inafed.gob.mx/work/enciclopedia/EMM21puebla/municipios/21210a.html)

Cuetzalan del Progreso el municipio de Cuetzalan del Progreso se localiza en la parte

noreste del estado. Sus coordenadas geográficas son los paralelos 19º 57'00" y 20º 05'18" de latitud norte y los meridianos 97º 24'36" y 97º 34'54" de longitud occidental. El municipio ha perdido la mayor parte de las áreas boscosas; aún conserva bosques mesófilo de montaña, con especies arbóreas de liquidámbar y jaboncillo en la rivera del río Apulco. Un lugar importante lo ocupan las flores entre las más importante podemos mencionar: las orquídeas, alcatraces, azalias, hortencias y gachupinas cuyo nombre auténtico se desconoce. La Fauna ll igual que en otras zonas, la depredación ha extinguido numerosas especies por lo cuál actualmente solo es posible encontrar; aves canoras como: primavera, clarín, jilguero, dominicos, esmeraldas, azules, calandrias, huitlacoches; en roedores; ardillas, tejones, tuza y cuautuza; de reptiles: serpientes como coralillo, voladoras, nauyaca, mazacuate, chirrioneras y huehuetzin; así como también: zorrillo, tlacuache, marta, armadillo, mapachín, zorra, perro de agua, cacomixtle y escasamente el tucán entre otros. (http://siglo.inafed.gob.mx/enciclopedia/EMM21puebla/municipios/21043a.html)

El municipio de Zacapoaxtla se localiza en la parte norte del estado de Puebla sus

coordenadas geográficas son los paralelos 19º 44'18" y 19º 59'18", de latitud Norte y los meridianos 97º 31'42" y 97º 37'54" de longitud Occidental. El Municipio se localiza en la zona de transición entre los templados de la Sierra Norte y los cálidos del declive del golfo; presenta una gran variedad de climas dispuestos en franjas latitudinales y van de sur a norte; son los siguientes: clima templado subhúmedo, con lluvias en verano. Se localiza en un área reducida al extremo sur del municipio. Clima templado subhúmedo con lluvias de verano. Se presenta en la zona sur del municipio. Clima templado húmedo con abundante lluvia en verano. Es el clima predominante se identifica en la parte central. Clima templado húmedo con lluvias todo el año. Se presenta en la parte septentrional del municipio. Clima semicálido subhúmedo, con lluvias todo el año. Se identifica en las márgenes del río Apulco. El municipio ha perdido una buena parte de su vegetación original; sin embargo, aún subsisten grandes zonas boscosas: al norte, a lo largo del río Apulco cuenta con áreas considerables de bosque mesófilo de montaña, constituido por especies arbóreas tales como jaboncillo, liquidámbar, la haya; al oriente y al centro presenta áreas dispersas de asociaciones de pino-encino, principalmente de pino colorado, encino doble y pino lacio. En cuanto a fauna existen variedades silvestres existiendo especies tales como: conejo, mapache, tlacuache, ardilla, zorro, cacomixtle, liebre, tuza, rata de campo, ratón, zorrillo, armadillo, entre las aves encontramos: búho, lechuza, gavilán, gorrión, zahuate, jilguero, paloma, colibrí, mirto y tordo, entre otros; reptiles como: Lagartija, escorpión, ajolote y víbora. (http://www.inafed.gob.mx/work/enciclopedia/EMM21puebla/municipios/21207a.html)




Versión Página

SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 74/84 El municipio de Amixtlan se localiza en la parte Norte del estado de Puebla. Sus

coordenadas geográficas son: los paralelos 20º 01'30" y 20º 05'48" de latitud norte y los meridianos 97º 43'46" y 97º 49' 4" de longitud occidental. Sus colindancias son al Norte con San Felipe Tepatlán y Hermenegildo Galeana, al Sur con Tepango de Rodríguez, al Oeste con Camocuautla y al Poniente con Ahuacatlán. El municipio se ubica en la zona detransición de los templados de la Sierra Norte a los cálidos del declive del Golfo; se identifica un sólo clima. Clima cálido subhúmedo con lluvias todo el año; temperatura media anual mayor de 22ºC; temperatura del mes más frío mayor de 18ºC; porcentaje de lluvias invernales con respecto a la anual es menos de 18; precipitación del mes más seco mayor de 60 mm. El municipio presenta algunas áreas reducidas con bosques de pinos al poniente y al sur; últimos vestigios de la vegetación original, que ha sido sustituído por pastizal inducido por cafetales (http://www.inafed.gob.mx/work/enciclopedia/EMM21puebla/municipios/21014a.html).

En el Plan de estudios se indica que el proyecto de investigación debe ser planteado

por los alumnos, por lo que se presenta un método general para el desarrollo de los subproyectos:

- En la primera salida a campo se determinará, de acuerdo con los objetivos

planteados, el área y el tema de los subproyectos de investigación mediante recorridos de la zona y entrevistas a los pobladores. Se iniciarán los subproyectos. En esta salida también se realizarán las prácticas indicadas en el manual que requieren hacerse en campo.

- Con base en búsquedas de información especializadas, se llevarán a cabo revisiones bibliográficas para sustentar los proyectos.

- Se elaborarán los anteproyectos de investigación, que serán revisados por los profesores para determinar su pertinencia en tiempo, recursos físicos y que cumplan con los objetivos particulares de cada área.

- En las siguientes salidas se realizará la colecta de material (si es requerido) y/o de datos necesarios para cada subproyecto.

- Los resultados de cada subproyecto se presentarán en un informe final escrito que será entregado a la jefatura de carrera como evidencia para el sistema de gestión de calidad, así como la exposición oral de cada uno.

- El material biológico colectado o generado durante la investigación se integrará a las colecciones de la FES Zaragoza.




Versión Página


- Se exhortará a los alumnos a presentar su proyecto en el Foro de Investigación Escolar en Biología, organizado por la FES Zaragoza.

Los métodos y técnicas particulares serán aplicados según el tipo de proyecto propuesto

por los estudiantes.

REFERENCIAS Challenger, A. (1998). Utilización y conservación de los ecosistemas terrestres de México: pasado, presente y futuro. México, D.F. México: Comisión Nacional para la Biodiversidad-Instituto de Biología UNAM Agrupación Sierra Madre.

Challenger, A., y Soberón, J. (2008). Los ecosistemas terrestres. En: Capital natural de México, vol. I: Conocimiento actual de la biodiversidad. (pp. 87-108). México, D.F., México: CONABIO.

Halffter, G. (1988). El concepto de reserva de la biosfera. Estudio Integrado de los Recursos Vegetación, Suelo y Agua en la Reserva de la Biosfera Mapimí. I. Ambiente Natural y Humano. Publicaciones del Instituto de Ecología AC, México, 19-44.

INEGI. (1992). Síntesis geográfica del Estado de Hidalgo. Recuperado de: http://internet.contenidos.inegi.org.mx/contenidos/productos/prod_serv/contenidos/espanol/bvinegi/productos/historicos/2104/702845220945/702825220945_13.pdf INEGI. (2009). Prontuario de información geográfica municipal de los Estados Unidos Mexicanos. Cardonal, Hidalgo. Recuperado de: http://www3.inegi.org.mx/contenidos/app/mexicocifras/datos_geograficos/13/13015.pdf Masera, O.R.M, Ordoñez, M.J., y Dirzo R. (1997). Carbon emissions from Mexican Forest: current situation y long-term scenarios, Climate change, 35: 265-295.

Palacio-Prieto, J.L., Martínez-Aréchiga, M., Rivera-Carbo, E., Hernández-Briones, A., Pérez-Quintanar, M. y Román-Antúnez, H. (1986). Geomorfología aplicada al reordenamiento de las actividades turísticas en el ejido San Cristobal, Tolantongo, Hidalgo. Instituto de Geografía. UNAM. Colegio de Geografía. Facultad de Filosofía y Letras. UNAM. Recuperado de: http://www.investigacionesgeograficas.unam.mx/index.php/rig/article/view/59401/52581 Ramírez Bautista Aurelio, Sánchez González Arturo, Sánchez Rojas Gerardo y Cuevas Cardona Consuelo. (2017). Biodiversidad del estado de Hidalgo. Consejo Editorial. Tomo II. Pachuca de Soto, Hidalgo, México. 304 pp.




Versión Página

SGC-FESZ-BIO-ML05 14 de junio de 2019 3 76/84 Rzedowski, J. (2006). Vegetación de México. 1ra. Edición digital, Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad, México, 504 pp. Rzedowski, J. (1978). Vegetación de México. México, D.F, México: Limusa

Rzedowski de Calderón G. y Rzedowski J. (1991). Presentación. Guía para los autores y

normas editoriales. Flora del Bajío y de Regiones Adyacentes. Fascículo complementario I.

Instituto de Ecología A.C. Centro Regional del Bajío, Pátzcuaro.

Toledo V.M. y Ordoñez M.J. (1993). The biodiversity scenario of México: a review of

terrestrial habitats. En: Ramamoorthy T.P., Bye R., Lot A. y Fa. J. Eds. Biological Diversity

of Mexico: Origins and Distribution, pp. 757-777, Oxford University Press, Nueva York.




Versión Página


CRITERIOS DE EVALUACIÓN

Unidad 1. Biogeografía y ecología 10%

Unidad 2. Morfogénesis y fisiología de plantas con semilla. 10%

Unidad 3. Diversidad de invertebrados terrestres. 10%

Unidad 4. Herramientas biotecnológicas. 10%

Proyecto de investigación enfocado en algún tema de las unidades de aprendizaje. 60%

El alumno deberá acreditar todas las unidades y proyecto para aprobar el Laboratorio de Investigación Formativa V

FORMATO DEL INFORME DE LA PRÁCTICA Y PROYECTO

PRÁCTICA

1. Título de la práctica realizada 2. Introducción

a. Una cuartilla máxima y debe ser diferente a la de la práctica y sin subtemas 3. Hipótesis 4. Objetivos

a. Los mismos de la práctica 5. Materiales y método

a. Se redactará en prosa y en tiempo verbal pasado. b. No se incluirán listas de materiales y reactivos.

6. Resultados a. Incorporar los elementos recomendados en la práctica. b. Todos los cuadros deberán llevar un encabezado. c. Las figuras deberán tener un pie de figura. d. Todos los cuadros y figuras deberán estar citados en el texto. e. Los resultados deberán ser descritos en el texto.

7. Análisis de resultados a. Se debe explicar el por qué de los resultados (explicación científica)

8. Conclusiones a. Deberán ser redactadas con base en los objetivos e hipótesis planteada.




Versión Página


9. Literatura citada a. Las referencias citadas en el texto serán colocadas en ésta sección. Se

utilizará el formato APA.

PROYECTO

Con base en el criterio del profesor el informe final del proyecto podrá ser desarrollado con dos criterios

Siguiendo el mismo formato para el informe de la práctica

En formato de artículo científico con base en las normas editoriales de una revista especializada en el área del tema del proyecto, previamente definida por el profesor y que cubra al menos los siguientes puntos: título, autores y adscripción, resumen, palabras claves, introducción, métodos, resultados, discusión y literatura citada.




Versión Página


REGLAMENTO DE LABORATORIO

I. NORMAS DE TRABAJO O CONDICIONES GENERALES

1. El uso de batas durante las prácticas es obligatorio.

2. Queda estrictamente prohibido fumar, introducir y/o consumir alimentos y/o bebidas.

3. Muestras o material biológico que se coloquen en anaqueles, mesas, refrigeradores y estufas, deberán ser etiquetados correctamente.

4. Soluciones preparadas, colorantes, reactivos, etc., deben ser etiquetados con todas sus especificaciones (nombre de la sustancia, concentración, fecha de preparación, caducidad, práctica o técnica, nombre del asesor y del alumno que lo preparó).

5. Durante la primera semana de cada mes se hará una revisión de mesas, anaqueles, refrigeradores y estufas, las muestras que no tengan identificación serán desechadas.

6. Los reactivos sobrantes de las prácticas se entregarán al interlaboratorio o se colocarán en la mesa lateral debidamente etiquetados para ser llevados al centro de acopio.

7. El sitio de trabajo debe quedar limpio después de la práctica.

8. Antes de salir del laboratorio, asegurarse de que no estén abiertas las llaves de agua o gas.

9. Se usará la campana de extracción cuando sean manejados ácidos o sustancias tóxicas volátiles.

10. NO deberán guardarse los reactivos que se proporcionen para el desarrollo de la práctica ya que el uso es para todos.

11. Prohibida la entrada a los INTERBLABORATORIOS a toda persona ajena.

12. El material devuelto al interlaboratorio, deberá estar limpio y seco.

13. El material deteriorado por los alumnos deberá reponerse en una semana, de lo contrario, el comodato será remitido a la Secretaria Técnica para la sanción correspondiente.

14. El horario de servicio de los interlaboratorio se encontrará expuesto en las ventanillas de cada laboratorio, en caso de que el servicio se encuentra suspendido se deberá informar al Técnico Académico o a la Secretaría Técnica, quién procederá a reanudar el servicio.




Versión Página


15. En caso de que el equipo de laboratorio no funcione, deberá reportarse de inmediato al asesor o al Técnico Académico para su revisión.

16. El equipo de laboratorio y campo se usará hasta que se esté seguro de su manejo o con la ayuda del asesor, en caso contrario, solicitar ayuda del técnico académico.

17. Cada grupo de trabajo deberá contar con el material básico que se enlista al final, éste no será proporcionado por el interlaboratorio.

18. Para el material y equipo de campo deberá hacerse la solicitud por lo menos con 24 horas de anticipación con un horario de 10:00 a 14:00 y de 16:00 a 18:00 hrs.

19. El material y equipo de campo se deberá entregar limpio a más tardas 24 horas después de la práctica, en caso contrario, el alumno se hará acreedor a una suspensión temporal del servicio.

20. Al término del semestre se tendrá acceso a los laboratorio solamente las dos semanas siguientes al termino del mismo, después de esa fecha el laboratorio se mantendrá cerrado hasta el inicio de clases del siguiente semestre (excepto el L- 302).

21. Al inicio del semestre, el técnico académico asignará gavetas a los equipo de alumnos de cada grupo. Los que se harán responsables de ellas hasta el final del semestre.

22. Cada equipo de trabajo mantendrá únicamente la gaveta que le fue asignada y no podrá tomar ninguna otra aunque esté desocupada.

23. Se deberán desocupar y dejar limpias las gavetas a más tardar al finalizar la segunda vuelta de exámenes finales del semestre respectivo, en caso contrario se abrirán y el material que se encuentra pasará a formar parte de la Carrara (excepto los alumnos de séptimo semestre).

24. Durante el inventario, no se dará servicio de préstamo de material, para lo cual 8 días antes se colocará un letrero comunicando el período de inventario para que sea prevista cualquier necesidad.

25. El alumno está obligado a tener su seguro de vida antes de cualquier salida a campo, en caso contrario no podrá asistir a la práctica.

26. Los profesores y los laboratoristas están autorizados a reprender a los alumnos que comentan desmanes o hagan mal uso de las instalaciones.

27. No se prestará material ni quipo a los alumnos en ausencia del profesor correspondiente.




Versión Página


28. Se verá trabajar únicamente en el horario asignado al grupo. Cuando la práctica requiera de más tiempo, el profesor informará a la Secretaría Técnica.

29. Se podrá proporcionar material extra sólo en 3 ocasiones durante la práctica.

II. NORMAS PARA EL PRÉSTAMO DE MATERIAL

1. Se tramitará la credencial de laboratorio al inicio de semestre, la convocatorio se publicará con 15 días de anticipación. No habrá prórroga.

2. El préstamo será personal, nadie podrá solicitar material con credencial de otra persona.

3. El préstamo de material, quipo y reactivos para los alumnos, será EXCLUSIVAMENTE CON LA CREDENCIAL DE LABORATORIO y con el comodato debidamente autorizado.

4. La solicitud de préstamo de reactivos, material y de reactivos ESPECIALES, deberán contener todos los requisitos que indica el comodato.

5. Solicitud que no presente datos completos, no será atendida (Nota: en la sección de reactivos, favor de colocar la cantidad real de consumo).

6. Al recibir material, verificar que se encuentre en buenas condiciones y en caso contrario, hacer las aclaraciones.

7. La autorización del material, equipo y reactivos será de la siguiente forma:

a. Autorización por un plazo no mayor a 12 horas con firmar del profesor responsable del grupo o la práctica.

b. Autorización por un plazo mayor a 24 horas con firma del profesor responsable del grupo o la práctica y del Secretario Técnico e indicar la fecha de entrega.

8. El préstamo de material a los profesores será por medio de comodato y credencial. Si los profesores son externos se requiere autorización de la Secretaría Técnica. En ambos casos se especificará la fecha de entrega y el área de ubicación.




Versión Página


MATERIAL QUE NO PROPORCIONA EL INTERLABORATORISTA

• Espátula

• Manguera para mechero y vacío.

• Estuche de disección.

• Papel seda para lentes de microscopios.

• Varilla de vidrio. Diferentes tamaños (agitadores)

• Portaobjetos

• Cubreobjetos

• Brocha pequeña

• Etiquetas

• Botellas de plástico de 1000 y 500 ml

• Rejilla con tela de asbesto.

III. REFERENTE A LAS SANCIONES

1. El comodato se remitirá a la Secretaría Técnica y se suspenderá el servicio por una semana cuando:

a. Sobrepasen la fecha de entrega de material y no hayan solicitado su autorización.

b. Cuando no realicen su trámite de credencial en las fechas establecidas y no pasen a tiempo a recogerla.

c. El material de campo no se hay entregado después de 24 horas de haber regresado de la práctica.

d. Cuando el alumno no ha devuelto los reactivos el mismo día que los solicito.

2. Se suspenderá el servicio totalmente cuando el alumno sea reincidente.

La finalidad de este Reglamento es proporcionar un mejor aprovechamiento de los recursos existentes en la formación académico y seguridad de todos, por lo que si existe alguna anormalidad en el servicio no considerada en este Reglamento, favor de comunicarla a la Secretaría Técnica o a la Jefatura de Carrera.




Versión Página


MANEJO DE RESIDUOS

Los residuos químicos derivados de las prácticas deben etiquetarse como lo muestra la siguiente figura, además de colocarlos en el área de color amarillo destinada en cada laboratorio.

El sobrante de semillas, vegetales o plantas no contaminados deberá colocarse en el área de composteo. Los materiales contaminados o tóxicos serán colocados en bolsas y sellados. La bolsa deberá estar etiquetada señalando su procedencia.




Versión Página


El confinamiento de los residuos punzocortantes será de acuerdo a la presente figura, los contenedores rojos deben mantenerse en el área de residuos en la sección roja. Las bolsas rojas y amarillas deben solicitarse al interlaboratorio y en su defecto a la coordinación del ciclo.

Manual de Laboratorio de Investigación Formativa V · 2019-08-13 · SISTEMA DE GESTIÓN DE LA...

Documents

Transcript of Manual de Laboratorio de Investigación Formativa V · 2019-08-13 · SISTEMA DE GESTIÓN DE LA...