Odontóloga - UCE...Yo, Dr. Roberto Xavier Romero Cazares, en mi calidad de tutor del trabajo de...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

EFECTO DE LA TERAPIA FOTODINÁMICA ASOCIADA AL

HIPOCLORITO DE SODIO EN LA REDUCCIÓN DE ENTEROCOCCUS

FAECALIS.

Proyecto de Investigación presentado como requisito parcial para

aprobar el trabajo de titulación, para optar por el Título de:

Odontóloga

AUTORA:

Joseline Zosiry Zambonino Esquivel

TUTOR:

Roberto Xavier Romero Cazares

Quito, Octubre, 2018

ii

© DERECHOS DE AUTOR

Yo, ZAMBONINO ESQUIVEL JOSELINE ZOSIRY, en calidad de autora del

trabajo de investigación: “EFECTO DE LA TERAPIA FOTODINÁMICA

ASOCIADA AL HIPOCLORITO DE SODIO EN LA REDUCCIÓN DE

ENTEROCOCCUS FAECALIS”, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a

hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o partes de esta obra, con fines

estrictamente académicos o de investigación. Los derechos que como autora me

corresponden, con excepción de la presente autorización, seguirán vigentes a mi

favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8,19 y demás

pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento. También, autorizo

a la Universidad Central del Ecuador a realizar la digitalización y publicación de

este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto

en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

Atentamente,

iii

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE

TITULACIÓN

Yo, Dr. Roberto Xavier Romero Cazares, en mi calidad de tutor del trabajo de

titulación, modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por Joseline Zosiry

Zambonino Esquivel, cuyo título es: “EFECTO DE LA TERAPIA

FOTODINÁMICA ASOCIADA AL HIPOCLORITO DE SODIO EN LA

REDUCCIÓN DE ENTEROCOCCUS FAECALIS”, previo a la obtención de

grado de Odontóloga, considero que el mismo reúne los requisitos y méritos

necesarios en el campo metodológico y epistemológico, para ser sometido a la

evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo que lo

APRUEBO, a fin de que el trabajo investigativo sea habilitado para continuar con

el proceso de titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador. En la

ciudad de Quito, a los 28 días del mes de Septiembre del año 2018.

Atentamente,

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL

El Tribunal constituido por la Dra, Silvana Teran y la Dra. Daniela Hidalgo. Luego

de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la obtención del

título de Odontóloga presentado por la señorita ZAMBONINO ESQUIVEL

JOSELINE ZOSIRY. Con el título: “EFECTO DE LA TERAPIA

FOTODINÁMICA ASOCIADA AL HIPOCLORITO DE SODIO EN LA

REDUCCIÓN DE ENTEROCOCCUS FAECALIS”. Emite el siguiente

veredicto: Fecha: Martes 23 de Octubre del 2018. Para constancia de lo actuado

firman.

Nombre Apellido Calificación Firma

Presidente. Dra. Daniela Hidalgo _______________ _______________

Vocal. Dra. Silvana Terán _______________ _______________

v

DEDICATORIA

Quiero dedicar este trabajo a mi padre José Luis, mi

mentor, quien estuvo conmigo a pesar de la distancia,

apoyándome incondicionalmente en el camino,

brindándome palabras de aliento y consuelo cuando

más lo necesité; a él quien hacia suyas mis

preocupaciones y desatinos y nunca me juzgó, que

sigue creyendo en mí y viendo con ilusión y

esperanza un futuro prometedor.

Joseline.

vi

AGRADECIMIENTO

Agradezco especialmente a Dios por guiar mis pasos

y a todos quienes estuvieron conmigo en el camino

creyendo en mí y brindándome su apoyo,

principalmente a mi familia y a las personas que me

encontré en este recorrido, maestros, amigos y todos

quienes me inspiraron a seguir adelante, no decaer y

cultivarme.

Joseline.

vii

ÍNDICE

© DERECHOS DE AUTOR ............................................................................... II

APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN ............ III

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL ................... IV

DEDICATORIA .................................................................................................... V

AGRADECIMIENTO ........................................................................................ VI

ÍNDICE .............................................................................................................. VII

LISTA DE TABLAS ........................................................................................ XIV

LISTA DE GRÁFICOS ..................................................................................... XV

LISTA DE FIGURAS ...................................................................................... XVI

LISTA DE ANEXOS..................................................................................... XVIII

RESUMEN .......................................................................................................... XX

ABSTRACT ..................................................................................................... XXII

INTRODUCCIÓN......................................................................................... XXIV

CAPITULO I ......................................................................................................... 1

PROBLEMA .................................................................................................. 1

1.1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ................................................ 1

1.2. JUSTIFICACIÓN ..................................................................................... 2

viii

1.3. OBJETIVOS .............................................................................................. 3

1.3.1. OBJETIVO GENERAL ....................................................................... 3

1.3.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS .............................................................. 3

1.4. HIPÓTESIS ............................................................................................... 4

1.4.1. HIPÓTESIS DE LA INVESTIGACIÓN ............................................ 4

1.4.2. HIPÓTESIS NULA ............................................................................... 4

CAPITULO II........................................................................................................ 5

REVISIÓN DE LA LITERATURA ............................................................ 5

MICROBIOLOGÍA EN ENDODONCIA................................................... 5

3.1.1. VÍAS DE CONTAMINACIÓN ............................................................ 5

3.1.1.1. EXPOSICIÓN PULPAR DIRECTA ................................................... 5

3.1.1.2. TÚBULOS DENTINARIOS ................................................................ 6

3.1.1.3. ENFERMEDAD PERIODONTAL ..................................................... 6

3.1.1.4. RESTAURACIONES DEFECTUOSAS ............................................. 6

3.1.1.5. EXTENSIÓN ......................................................................................... 7

3.1.1.6. ANACORESIS....................................................................................... 7

3.1.2. TIPOS DE INFECCIONES ENDODÓNTICAS ................................ 7

3.1.2.1. INFECCIONES INTRARADICULARES .......................................... 7

ix

3.1.2.1.1. INFECCIONES INTRARADICULARES PRIMARIAS .............. 7

3.1.2.1.2. INFECCIONES INTRARADICULRES SECUNDARIAS ........... 8

3.1.2.1.3. INFECCIONES INTRARADICULRES PERSISTENTES .......... 8

3.1.2.2. INFECCIONES EXTRARADICULARES ......................................... 8

3.1.3. BIOFILMS ............................................................................................. 8

3.1.3.1. BIOFILMS EN EL CANAL RADICULAR ....................................... 9

3.1.3.2. FORMACIÓN DEL BIOFILM DENTRO DEL CANAL

RADICULAR ........................................................................................................ 9

3.1.3.2.1. ADHERENCIA INICIAL A LAS SUPERFICIES ...................... 10

3.1.3.2.2. COLONIZADORES SECUNDARIOS ......................................... 10

3.1.3.2.3. DESARROLLO Y MADURACIÓN ............................................. 11

3.1.3.3. COMPOSICIÓN BACTERIANA DEL BIOFILM

ENDODÓNTICO ................................................................................................ 11

3.1.4. MICROFLORA RESISTENTE ........................................................ 11

3.2. IRRIGANTES EN ENDODONCIA ...................................................... 12

3.2.1. CARACTERÍSTICAS DEL IRRIGANTE IDEAL ......................... 13

3.2.2. TIPOS DE IRRIGANTES MÁS USADOS EN ENDODONCIA ... 13

3.2.2.1. HIPOCLORITO DE SODIO ............................................................. 13

A. HIPOCLORITO DE SODIO AL 1% ........................................................ 14

x

B. HIPOCLORITO DE SODIO AL 2,5% ..................................................... 14

C. HIPOCLORITO DE SODIO AL 5,25% ................................................... 15

3.2.2.2. GLUCONATO DE CLORHEXIDINA ............................................. 15

3.2.2.2.1. CLORHEXIDINA AL 0,12 – 0,2% ............................................... 15

3.2.2.2.2. CLORHEXIDINA AL 2% ............................................................. 16

3.2.2.3. ÁCIDO ETILENDIAMINOTETRACÉTICO (EDTA) .................. 16

3.3. LÁSER EN ENDODONCIA .................................................................. 17

3.3.1. TIPOS DE LÁSER .............................................................................. 17

LÁSER ULTRAVIOLETA ................................................................................ 17

LÁSERES VISIBLES ......................................................................................... 17

LÁSERES DEL INFRARROJO CERCANO .................................................. 17

LÁSERES INFRARROJOS MEDIANOS ........................................................ 18

LÁSERES DE INFRARROJO LEJANO ......................................................... 18

LÁSERES PARA TEJIDOS BLANDOS .......................................................... 18

LÁSERES PARA TEJIDOS DUROS Y BLANDOS ....................................... 18

LÁSERES PARA TERAPIA DE BAJO NIVEL.............................................. 18

LÁSER PARA DIAGNÓSTICO ....................................................................... 18

3.3.1.1. PRINCIPALES TIPOS DE LÁSER UTILIZADOS EN

ENDODONCIA ................................................................................................... 18

xi

3.3.2. APLICACIONES DE LÁSER EN ENDODONCIA ........................ 18

3.3.2.1. EFECTOS DE LA LUZ LÁSER SOBRE LA BACTERIA ............ 19

3.3.2.2. EFECTOS DE LA LUZ LÁSER SOBRE LA DENTINA ............... 19

3.3.2.3. EFECTOS DE LA LUZ LÁSER SOBRE LOS IRRIGANTES ..... 19

3.3.2.4. EFECTOS DE LA LUZ LÁSER SOBRE LOS

FOTOSENSIBILIZADORES ............................................................................ 20

3.4. TERAPIA FOTODINÁMICA (PDT) ................................................... 20

3.4.1. LUZ....................................................................................................... 20

3.4.2. FOTOSENSIBILIZADORES ............................................................ 21

3.4.3. REACCIÓN FOTODINÁMICA ....................................................... 22

CAPITULO III .................................................................................................... 24

METODOLOGÍA ....................................................................................... 24

4.1. DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN .................................................... 24

4.2. POBLACIÓN Y MUESTRA .................................................................. 24

4.2.1. SELECCIÓN Y TAMAÑO DE LA MUESTRA .............................. 24

4.3. CRITERIOS DE SELECCIÓN ............................................................. 25

4.3.1. CRITERIOS INCLUSIÓN ................................................................ 25

4.3.2. CRITERIOS DE EXCLUSIÓN ......................................................... 25

4.4. CONCEPTUALIZACIÓN DE LAS VARIABLES.............................. 25

xii

4.4.1. VARIABLE INDEPENDIENTE ....................................................... 25

4.4.2. VARIABLE DEPENDIENTE ............................................................ 25

4.5. DEFINICIÓN OPERACIONAL DE LAS VARIABLES .................... 26

4.6. ESTANDARIZACIÓN ........................................................................... 29

4.7. MANEJO Y MÉTODOS DE RECOLECCIÓN DE DATOS ............. 29

TOMA DE RARIOGRAFÍAS ........................................................................... 29

PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS ........................................................... 30

ACTIVACIÓN DE LAS CEPAS BACTERIANAS Y PREPARACIÓN DE

LA SUSPENSIÓN BACTERIANA ................................................................... 33

TOMA DE LA PRIMERA MUESTRA (S1) .................................................... 38

PREPARO Y DESINFECCIÓN QUÍMICO – MECÁNICA.......................... 40

TOMA DE LA SEGUNDA MUESTRA (S2) .................................................... 43

APLICACIÓN DEL LÁSER ............................................................................. 46

TOMA DE LA TERCERA MUESTRA (S3) .................................................... 47

ELIMINACIÓN DE DESECHOS ..................................................................... 50

4.8. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS ................................................................. 51

CAPITULO IV .................................................................................................... 52

ANÁLISIS ESTADÍSTICO DE LOS RESULTADOS ............................ 52

xiii

4.1. DEMOSTRAR EL EFECTO ANTIBACTERIANO DE LA TERAPIA

FOTODINÁMICA ACTUANDO SINÉRGICAMENTE JUNTO AL

HIPOCLORITO DE SODIO AL 1% EN LA REDUCCIÓN DE

ENTEROCOCCUS FAECALIS. ......................................................................... 52


FOTODINÁMICA ACTUANDO SINÉRGICAMENTE JUNTO AL

HIPOCLORITO DE SODIO AL 2.5% EN LA REDUCCIÓN DE

ENTEROCOCCUS FAECALIS .......................................................................... 55


FOTODINÁMICA ACTUADO SINÉRGICAMENTE JUNTO AL

HIPOCLORITO DE SODIO AL 5.25% EN LA REDUCCIÓN DE

ENTEROCOCCUS FAECALIS .......................................................................... 57

4.4. COMPARAR EL EFECTO BACTERICIDA DE LA TERAPIA

FOTODINÁMICA ACTUANDO SINÉRGICAMENTE CON LOS

DIFERENTES PORCENTAJES DE IRRIGANTES ...................................... 59

CAPITULO V ...................................................................................................... 67

DISCUSIÓN, CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................ 67

5.1. DISCUSIÓN............................................................................................. 67

5.2. CONCLUSIONES ................................................................................... 69

5.3. RECOMENDACIONES ......................................................................... 70

BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................. 71

REFERENCIAS .................................................................................................. 71

ANEXOS .............................................................................................................. 76

xiv

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Resultados de la prueba in-vitro: .................................................... 52

Tabla 2. Efecto antibacteriano del hipoclorito al 1%, actuando con la terapia

fotodinámica:................................................................................................. 53

Tabla 3. Rangos con signo Wilcoxon hipoclorito de sodio al 1% e

Hipoclorito al 1% más PDT: ......................................................................... 54

Tabla 4. Prueba de Rangos con signo de Wilcoxon para la relación entre

hipoclorito de sodio al 1% e Hipoclorito al 1% más PDT: ........................... 54

Tabla 5. Efecto antibacteriano del hipoclorito al 2.5%, actuando con la

terapia fotodinámica: ..................................................................................... 55

Tabla 6. Rangos con signo Wilcoxon hipoclorito de sodio al 2.5% e

Hipoclorito al 2.5% más PDT: ...................................................................... 56


hipoclorito de sodio al 2.5% e Hipoclorito al 2.5% más PDT: ..................... 56


terapia fotodinámica: ..................................................................................... 57


Hipoclorito al 5.25% más PDT: .................................................................... 58


hipoclorito de sodio al 5.25% e Hipoclorito al 5.25% más PDT .................. 58

Tabla 11. Prueba de Kruskal Wallis para el hipoclorito de sodio en sus

diferentes proporciones: ................................................................................ 61

Tabla 12. Muestras del rango promedio de muestras del Grupo de análisis

comparadas con hipoclorito de sodio: ........................................................... 62

Tabla 13. Prueba de Kruskal Wallis para el hipoclorito de sodio más PDT en

sus diferentes proporciones: .......................................................................... 64

xv

LISTA DE GRÁFICOS

Gráfico 1: Efecto antibacteriano del hipoclorito al 1%, actuando con la

terapia fotodinámica .................................................................................. 53

Gráfico 2: Efecto antibacteriano del hipoclorito al 2.5%, actuando con la




Gráfico 4: Prueba de normalidad para el hipoclorito de sodio.................. 59

Gráfico 5: resultados de la prueba de normalidad del hipoclorito de sodio

................................................................................................................... 60

Gráfico 6: Prueba de normalidad para el hipoclorito de sodio más terapia

fotodinámica. ............................................................................................. 60


más terapia fotodinámica. ......................................................................... 61

Gráfico 8: comparaciones entre parejas del Grupo de análisis ................. 62

Gráfico 9: Prueba de Kruskal Wallis para hipoclorito de sodio en

diferentes concentraciones ........................................................................ 63

Gráfico 10: comparaciones entre parejas del Grupo de análisis ............... 64

Gráfico 11: Prueba de Kruskal Wallis para hipoclorito de sodio en

diferentes concentraciones ........................................................................ 65

xvi

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Toma de radiografías periapicales ......................................... 29

Figura 2. Accesos Camerales ................................................................ 30

Figura 3. Instrumentación ..................................................................... 31

Figura 4. Sellado del foramen apical con resina epoxi ......................... 32

Figura 5. Montaje de los dientes en bloques de yeso ............................ 32

Figura 6. Cepa Bacteriana ..................................................................... 33

Figura 7. Cultivos para activación de la cepa bacteriana ...................... 34

Figura 8. Activación de la cepa bacteriana ........................................... 34

Figura 9. Activación de la cepa bacteriana ........................................... 35

Figura 10. Colocación de los cultivos en la incubadora....................... 35

Figura 11. Preparación de la suspensión bacteriana ............................. 36

Figura 12. Determinación de turbidez en 0,5 en Escala McFarland .... 36

Figura 13. Inoculación de la suspensión bacteriana en los conductos

radiculares ............................................................................................. 37


radiculares ............................................................................................. 37

Figura 15. Incubación de las muestras ................................................. 38

Figura 16. Toma de la Primera Muestra............................................... 38

Figura 17. Sembrado de la Primera Muestra ........................................ 39

Figura 18. Colocación de las Placas de la Primera Muestra en la Jarra

Gaspak e Incubación ............................................................................. 39

Figura 19. Conteo de Unidades Formadoras de Colonias de la Primera

Muestra a las 24 Horas .......................................................................... 40

Figura 20. Material usado en el preparo y desinfección químico -

mecánica de las muestras ...................................................................... 41

Figura 21. Soluciones usadas el preparo y desinfección químico -


Figura 23. Uso de los irrigantes en preparo y desinfección químico -


Figura 24. Toma de la Segunda Muestra posterior al preparo y

desinfección químico - mecánica .......................................................... 43

xvii

Figura 25. Colocación de las Placas de la Segunda Muestra en la Jarra


Figura 27. Conteo de Unidades Formadoras de Colonias de la Segunda

Muestra de G2 a las 24 Horas ............................................................... 45



Figura 29. Colocación de Azul de Metileno en las Muestras

Preirradiación ........................................................................................ 46

Figura 30. Fuente de Luz – Laser DMC - Whitening Premium........... 47

Figura 31. Irradiación de las Muestras de G1, G2, y G3 ..................... 47

Figura 32. Toma de la Tercera Muestra de G1, G2, y G3.................... 48

Figura 33. Colocación de las Placas de la Tercera a Muestra en la Jarra


Figura 34. Conteo de Unidades Formadoras de Colonias de la Tercera






Figura 37. Tratamiento de los Desechos Anatomopatológicos ............. 51

xviii

LISTA DE ANEXOS

ANEXO A. Certificado de donación de dientes ............................... 76

ANEXO B: Aprobación para el uso de la Clínica de Radiología de

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador ..... 77

ANEXO C: Aprobación para el uso del Laboratorio de Prótesis de

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador ..... 78

ANEXO D: Aprobación para el uso del Laboratorio Clínico

Bacteriológico de Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad

Central del Ecuador ........................................................................... 79

ANEXO E. Certificado de haber realizado la investigación

Laboratorio Clínico Bacteriológico de Facultad de Ciencias Químicas

de la Universidad Central del Ecuador.............................................. 80

ANEXO F. Factura de compra de la cepa bacteriana ....................... 81

ANEXO G. Certificado de autenticidad de la cepa de Enterococcus

Faecalis ATCC 29212 ...................................................................... 82

ANEXO H. Certificado de esterilización del material e instrumental

utilizado ............................................................................................. 84

ANEXO I. Autorización para la eliminación de desechos infecciosos

en el Laboratorio Clínico Bacteriológico de la Facultada de Ciencias

Químicas de la Universidad Central del Ecuador ............................ 85

ANEXO J: Protocolo de manejo de desechos infecciosos del

Laboratorio Clínico Bacteriológico de Facultad de Ciencias Químicas

de la Universidad Central del Ecuador.............................................. 86

ANEXO K: Autorización para la eliminación de desechos

anátomopatologicos en las Clínicas de Facultad de Odontología de la

Universidad Central del Ecuador ...................................................... 87

ANEXO L. Tabla de recolección de datos ........................................ 88

ANEXO M: Cartas de Idoneidad ética y experticia del investigador y

del tutor ............................................................................................. 89

ANEXO N: Cartas de Confidencialidad del investigador y del tutor 91

ANEXO Ñ: Declaración de Conflicto de Intereses del investigador y

del tutor ............................................................................................. 93

xix

ANEXO O. Certificado de autenticidad de tema otorgado por la

biblioteca ........................................................................................... 95

ANEXO P. Certificado de Viabilidad Ética otorgado por el

Subcomité de Ética de Investigación en Seres Humanos de la

Universidad Central del Ecuador ...................................................... 96

ANEXO Q. Certificado de renuncia a los derechos de autor y

propiedad intelectual del trabajo estadístico ..................................... 98

ANEXO R: Resultados de análisis de URKUND ............................. 99

ANEXO S: Autorización de Publicación en el Repositorio............ 100

ANEXO T: Certificado de Traducción del Resumen ..................... 102

xx

TEMA: “Efecto de la terapia fotodinámica asociada al hipoclorito de sodio en la

reducción de enterococcus faecalis.”

Autora: Joseline Zosiry Zambonino Esquivel

Tutor: Roberto Xavier Romero Cazares

RESUMEN

El objetivo del siguiente trabajo fue determinar el efecto de la terapia fotodinámica

(PDT) asociada al hipoclorito de sodio a diferentes concentraciones (1%, 2.5% y

5.25%) en la reducción de Enterococcus faecalis.

Se utilizaron treinta dientes humanos uniradiculares, los cuales fueron preparados,

infectados con Enterococcus faecalis, e incubados durante 21 días para conseguir

un biofilm maduro; se dividieron en tres grupos (n=10), de acuerdo al protocolo de

desinfección usado, Grupo1: NaOCl 1% + PDT, Grupo2: NaOCl 2.5% + PDT,

Grupo3: NaOCl 5.25% + PDT.

Se tomaron tres muestras dentro de los conductos con conos de papel estériles: S1:

se tomó antes del preparo químico - mecánico como control, S2: posterior a la

preparación químico – mecánica más el uso de los irrigantes y S3: después del uso

de la terapia fotodinámica como coadyuvante; las muestras fueron sembradas en

agar Mueller Hinton sangre y analizadas a través del contaje de unidades

formadoras de colonias (UFC) a las 24 horas, con la finalidad de determinar la

combinación con la que se obtuvieron mejores resultados en la eliminación del

microorganismo.

Se utilizaron las pruebas de Wilcoxon en el caso de variables relacionadas

(hipoclorito de sodio en diferentes concentraciones actuando solo e hipoclorito de

sodio en diferentes concentraciones + PDT) consideradas intra-grupos y Kruskal

Wallis, para muestras independientes y determinar las diferencias entre-grupo;

xxi

además, se estableció si se trata de variables paramétricas o no paramétricas,

mediante la prueba de Kolmogorov-Smirnov.

El resultado de la prueba de rangos de Wilcoxon para variables relacionadas de la

terapia fotodinámica actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio a sus

diferentes concentraciones en la cual el p-valor 0.05 (5% de error permitido); lo

que significa que los valores de la prueba antibacteriana del hipoclorito de sodio

son estadísticamente diferentes a los del hipoclorito de sodio más terapia

fotodinámica, con lo cual se demuestra el mayor efecto antibacteriano de la terapia

fotodinámica como coadyuvante al hipoclorito de sodio.

Mediante la prueba de Kolmogorov-Smirnov, se demostró que las variables son no

paramétricas.

Finalmente se procedió a realizar la prueba de y Kruskal Wallis, para muestras

independientes, obteniendo un p-valor (sig. Ajust.) 0.05 (5% de error permitido)

con lo que se demostró que las distribuciones de las tres muestras de hipoclorito de

sodio son diferentes entre sí y que el más efectivo es aquel con una concentración

del 5,25% actuando sinérgicamente con la terapia fotodinámica.

De esta manera se puede concluir que, la terapia fotodinámica como coadyuvante

del hipoclorito de sodio tiene un efecto desinfectante efectivo y que la terapia

fotodinámica actuando como coadyuvante al hipoclorito de sodio en

concentraciones altas, tiene mayor efecto antibacteriano en reducción de un biofilm

maduro de Enterococcus faecalis.

PALABRAS CLAVES: TERAPIA FOTODINÁMICA, ENTEROCOCCUS

FAECALIS, LÁSER, HIPOCLORITO DE SODIO.

xxii

TOPIC: “Effect of the photodynamic therapy associated to sodium hypochlorite in

the reduction of enterococcus faecalis.”

Author: Joseline Zosiry Zambonino Esquivel

Tutor: Roberto Xavier Romero Cazares

ABSTRACT

The purpose of this work was to determine the effect of the Photodynamic Therapy

(PDT) associated to sodium hypochlorite at different concentrations (1%, 2.5% y

5.25%) in the reduction of the Enterococcus faecalis. Thirty single-rooted human

teeth were used, which were prepared, infected with Enterococcus faecalis, and

incubated during 21 days to obtain mature biofilm. These were divided into three

groups of ten, and the protocol used was: group 1 - NaOCl 1% + PDT, group 2:

NaOCl 2.5% + PDT, and group3: NaOCl 5.25% + PDT. Three samples were taken

from the roots with sterile paper cones. The first sample was taken before the

chemical – mechanical preparation as a control group; the second sample was taken

after the chemical – mechanical preparation with the use of irrigating solutions; and

the third sample was taken after the use of photodynamic therapy as enhancer. All

samples were put in blood Mueller Hinton agar and analyzed by counting the

colony-forming units (CFU) after 24 hours, in order to determine the combination

that provided better results eliminating the microorganism. The tests Wilcoxon

were used for related variables (sodium hypochlorite in different concentrations

alone and sodium hypochlorite at different concentrations + PDT), considered to be

intra-group. The Kruskal Wallis test was used for independent variables and

determining the differences inter-group. It was also determined if these were

parametric or non-parametric variables, through the test Kolmogorov-Smirnov. The

result of the Wilcoxon test for related variables of the photodynamic therapy acting

together with the sodium hypochlorite at different concentrations was 0.05 (5%

error allowed), which means that the values of the antibacterial test of sodium

hypochlorite are statistically different to those of the sodium hypochlorite with the

photodynamic therapy. This shows a greater antibacterial effect of the

photodynamic therapy as enhancer of the sodium hypochlorite. The test

xxiii

Kolmogorov-Smirnov demonstrated that the variables are not parametric. The

result of test Kruskal Wallis was (adjust.) 0.05 (5% error allowed), which showed

that the distributions of the three samples of sodium hypochlorite are different

among themselves, and that the most effective is the concentration at 5.25%, acting

together with the photodynamic therapy. It can be concluded that the photodynamic

therapy as complement of the sodium hypochlorite has an effective disinfectant

effect and that this combination with high concentrations of sodium hypochlorite

has a greater antibacterial effect reducing a mature biofilm of Enterococcus

faecalis.

KEY WORDS: PHOTODYNAMIC THERAPY, ENTEROCOCCUS FAECALIS,

LASER, SODIUM HYPOCHLORITE.

xxiv

INTRODUCCIÓN

El tratamiento endodóntico tiene como objetivo eliminar las baterías de los

conductos radiculares infectados a través de la instrumentación mecánica

combinada con agentes químicos antimicrobianos. Sin embargo, muchas de las

ocasiones a pesar de estos esfuerzos mecánicos - químicos y los mecanismos de

defensa innata y adaptativa del huésped, la eliminación completa de

microorganismos del sistema de conductos radiculares parece ser una tarea

imposible. (4) (5)

Desde otro punto de vista Sirvent en el 2010 indico que, la esterilización completa

del sistema de conductos es uno de los objetivos del tratamiento endodóntico pero,

al día de hoy, es más un objetivo académico que realista, ya que existen factores

que impiden dicha esterilización. (6)

Varios autores refirieron que, el hipoclorito de sodio, constituye el irrigante más

utilizado en la terapia endodóntica por su espectro antimicrobiano y su capacidad

de disolver el tejido orgánico remanente (7); Arneiro (3) en el 2014 indicó que, el

mismo actúa directamente sobre las bacterias diana, y que varios factores como las

complejidades anatómicas de los conductos radiculares, la invasión profunda de

microorganismos en los túbulos dentinarios, y la formación de biopelícula en la

superficie del ápice de la raíz hace que sea difícil eliminar por completo los

microorganismos de los conductos radiculares y lesiones periapicales.

El Enterococcus faecalis en ocasiones suele ser altamente resistente a

medicamentos e irrigantes antimicrobianos durante el tratamiento endodóntico,

además, está asociado comúnmente con periodontitis crónica (3), y descrita como

la especie más frecuente mente aislada en el tratamiento fallido del conducto

radicular 77% según Siddiqui (2) y 90% según Hoedke (7). Por consiguiente se

han descrito protocolos modificados o complementarios para mejorar la

desinfección.

La terapia fotodinámica antibacteriana (PDT) es un procedimiento de dos pasos que

incluye la aplicación de un fotosensibilizador (paso 1: fotosensibilización del tejido

infectado) que es seguido por una iluminación ligera de este tejido (paso 2:

xxv

irradiación del tejido fotosensibilizado) resultando en fotoquímica tóxica y lisis

celular. (7)

Por este motivo y con base en la afirmación de Trindade (5) quien sostiene que,

recientemente varios estudios in vitro e in vivo demostraron resultados

prometedores sobre el uso de la terapia fotodinámica durante la desinfección del

sistema de conductos radiculares, surgió la idea de asociar la preparación químico

- mecánica empleado este frecuentemente utilizado irrigante, con el posterior uso

de terapia fotodinámica para determinar los potenciales beneficios, en cuanto a

desinfección del conducto radicular, y la acción coadyuvante de PDT al tratamiento

convencional.

1

CAPITULO I

Problema

1.1. Planteamiento del problema

Se ha demostrado que la preparación químico - mecánica no produce una

desinfección ideal del conducto radicular debido a diversas causas, el Enterococcus

faecalis es un agente patógeno humano oportunista, habitualmente ligado a

infecciones nosocomiales y persistencia de infecciones endodónticas.

Chávez de Paz (8) en el 2011, menciona que la habilidad del E. faecalis para

adheriste y desarrollar biofilms en los tejidos del huésped y para sobrevivir bajo

condiciones adversas se cree que contribuye a su patogénesis durante infecciones

crónicas. Por otro lado Hoedke (7) en el 2018, apunta que el E. faecalis, ha sido

descrito como la especie más frecuentemente encontrada en casos de retratamiento

con una prevalencia superior al 90%. Por lo tanto el objetivo fundamental del

tratamiento endodóntico sería la amplia reducción o eliminación de los tejidos

vitales o necróticos en conjunto con las biopelículas del sistema de conductos

radiculares.

Es consecuencia se ha descrito en la literatura actual un procedimiento capaz de

aumentar el éxito en la reducción de este microrganismo resistente, la terapia

fotodinámica (PDT), que envuelve una interacción entre la luz y un

fotosensibilizante en presencia de oxígeno, como lo describió Siddiqui (2) en el

2013; que sinérgicamente con una solución irrigante que ofrezca una excelente

actividad en contra de la bacteria como lo es el hipoclorito de sodio, lograría

resultados superiores a la terapia endodóntica convencional.

Así se formulan las siguientes preguntas:

2

¿La terapia fotodinámica actúa como coadyuvante de la terapia convencional con

hipoclorito de sodio?

¿Existen mayores efectos bactericidas contra biofilm maduro de E. faecalis en

conductos radiculares infectados?

1.2. Justificación

Debido a que el E. faecalis es un microrganismo que se encuentra presente en

diferentes patologías de origen pulpar, es un patógeno altamente resistente aislado

en infecciones persistentes y protagonista de los fracasos en los tratamientos de

conductos radiculares. (5) (7)

Es fundamental encontrar los mecanismos adecuados para la reducción

intraconducto de este microorganismo; Arneiro (3) en el 2014 manifestó que la

preparación químico - mecánica es el paso más importante en el control de la

infección del conducto radicular; agentes antimicrobianos especialmente el

hipoclorito de sodio es muy efectivo en la reducción de poblaciones bacterianas,

puntualizo de Oliveira (1) en el 2015, sin embargo, muchos autores han concluido

que la terapia fotodinámica puede ser una terapia coadyuvante a la terapia

endodóntica convencional pudiendo optimizar la reducción microbiana al interior

del conducto.

Por lo tanto el presente trabajo se realizó con la finalidad de, determinar la

efectividad de la terapia fotodinámica junto con la irrigación con hipoclorito de

sodio a diferentes concentraciones en la reducción intraconducto de E. faecalis; y

establecer la concentración de NaOCl con la que se obtienen mejores resultados,

junto con la activación de laser de baja intensidad.

3

1.3. Objetivos

1.3.1. Objetivo general

Determinar el efecto de la terapia fotodinámica como coadyuvante al hipoclorito de

sodio en la reducción de Enterococcus faecalis.

1.3.2. Objetivos específicos

i. Demostrar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica actuando

sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 1% en la reducción de

Enterococcus faecalis.

ii. Demostrar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica actuando

sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 2.5% en la reducción de


iii. Demostrar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica actuado

sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 5.25% en la reducción de


iv. Comparar el efecto bactericida entre los diferentes porcentajes de

irrigantes actuando sinérgicamente con la terapia fotodinámica.

4

1.4. Hipótesis

1.4.1. Hipótesis de la investigación

H1: La terapia fotodinámica como coadyuvante del hipoclorito de sodio en

concentraciones altas tiene mayor efecto antibacteriano en reducción de un biofilm

maduro de Enterococcus faecalis.

1.4.2. Hipótesis nula

H0: La terapia fotodinámica como coadyuvante del hipoclorito de sodio en

concentraciones bajas tiene igual o mayor efecto antibacteriano en reducción de un

biofilm maduro de Enterococcus faecalis

5

CAPITULO II

Revisión de la literatura

Microbiología en endodoncia

El tratamiento de conductos pretende prevenir y/o curar la patología periapical. (3)

El papel que cumplen los microorganismos en el origen de las patologías

endodónticas ha sido ampliamente estudiado. Zambrano (9) en el 2016, afirmó que

existen bacterias en suspensión que se reparten por todo el sistema de conductos

radiculares, y biofilms bacterianos en las superficies de los conductos y en zonas de

difícil acceso cuya investigación y análisis se ha profundizado los últimos años.

(10) (11)

3.1.1. Vías de contaminación

El tejido pulpar y las estructuras circundantes periapicales son elementos estériles,

de tal manera que la presencia de microorganismos, determinan la instauración de

patologías. (12)

Las vías por las que los microorganismos pueden llegar a la pulpa dental son las

siguientes:

3.1.1.1. Exposición pulpar directa

Liébana (13) en 2002, afirmó que, la exposición de la pulpa puede deberse a

diversas causas como: caries, traumatismos que generen facturas dentales de corona

o raíz, grietas o fisuras en el esmalte debidas a traumatismos continuos, así como,

atricción por bruxismo, oclusión traumática, abrasión, reabsorción interna o externa

6

y iatrogenias que rompen la berrera física impuesta por las estructuras dentales;

como lo mencionó también Narayanan (10).

Siqueira (14), mencionó que es la vía más clara para infecciones endodónticas.

3.1.1.2. Túbulos dentinarios

El motivo principal por el que la pulpa dental llega a infectarse es la comunicación

con la dentina cariada a través de los túbulos dentinales, esto puede suceder antes

de que la pulpa quede expuesta al medio oral, por contaminación directa de

bacterias, por toxinas o por productos derivados del metabolismo bacteriano,

sugirió Siqueira (14), por otro lado Narayanan (10) indicó que, las bacterias

obtienen acceso a la pulpa cuando la distancia dentinaria entre el borde de la lesión

cariosa y la pulpa es de 0.2 mm.

3.1.1.3. Enfermedad periodontal

La cavidad pulpar puede ser alcanzada por microorganismos presentes en las

películas subgingivales asociadas a enfermedad periodontal indicó Siqueira (14), a

través del ligamento periodontal utilizando como vía de acceso un conducto lateral

o uno en el techo de la furca en dientes multiradiculares; la susceptibilidad de que

los microorganismos utilicen esta vía aumenta cuando se instauran bolsas

periodontales. (10) (13)

3.1.1.4. Restauraciones defectuosas

Liébana (13) expresó que, se produce por la interfase que existe entre el material de

restauración y el tejido dental, además Narayanan (10) en 2010 declaró que, los

estudios han demostrado que la contaminación salival de aspecto oclusal puede

alcanzar el área periapical en menos de 6 semanas en canales obturados con

gutapercha y sellador, además si el sello temporal se rompe o si la estructura del

diente se fractura antes de la restauración final, o si la restauración final es

inadecuada, las bacterias pueden obtener acceso al tejido periapical y provocar una

infección.

7

3.1.1.5. Extensión

Los procesos infecciosos adyacentes al tejido pulpar como, infección en dientes

adyacentes, afecciones óseas como osteítis y osteomielitis y la presencia de quistes

en áreas apicales del propio diente, pueden extenderse e infectar la pulpa dental.

(10) (13)

3.1.1.6. Anacoresis

Siqueira exhortó que las bacterias pueden invadir la pulpa dental a través del

torrente sanguíneo (14). Narayanan (10) apuntó que las bacterias se sentirían

atraídas a la pulpa después que se instaura un proceso inflamatorio por cualquier

motivo que inhabilite la capacidad de defensa del tejido y favorezca las condiciones

para irrumpir en la pulpa indicó también Liébana (13).

3.1.2. Tipos de infecciones endodónticas

Pueden clasificarse en intraradiculares o extraradiculares, según su localización

anatómica: (14)

3.1.2.1. Infecciones intraradiculares

Los microorganismos que colonizan los conductos radiculares son capaces de

ocasionar infecciones intraradiculares, que pueden ser primarias, secundarias o

persistentes. (14)

3.1.2.1.1. Infecciones intraradiculares primarias

Conocida también como infección inicial o virgen, es en la que los

microorganismos invaden y colonizan inicialmente el tejido pulpar necrosado.

Estos microrganismos pueden haber intervenido en las fases anteriores de la

invasión pulpar que culmino en inflamación y necrosis pulpar o pueden aparecer

posteriormente aprovechando las condiciones del tejido necrosado. Se caracterizan

por tener una microflora mixta con predominio de anaerobios. (14)

8

3.1.2.1.2. Infecciones intraradiculres secundarias

Son causadas por microrganismo que no estaban presentes durante la infección

primaria y ha sido capaces de acceder al conducto después de la intervención

profesional, las bacterias pueden acceder al conducto radicular durante el

tratamiento, entro una sesión y otra o posterior a la obturación. Se encuentran

microorganismos intraorales o extraorales según la cauda de la infección. (14)

3.1.2.1.3. Infecciones intraradiculres persistentes

Las infecciones intraradiculares persistentes o recurrentes, son ocasionada por

microrganismos que pueden resistir los tratamientos antimicrobianos

intraradiculares y soportar periodos de privación de nutrientes, encontramos

microrganismos restantes de una infección primaria o secundaria con predominio

de baterías Gram positivas facultativas o anaerobias. Es difícil distinguir una

infección persistente de una secundaria. (14)

3.1.2.2. Infecciones extraradiculares

Generalmente son la secuela de una infección intraradicular, caracterizándose por

la invasión y proliferación de microorganismos en los tejidos periradiculares

infamados. (14)

3.1.3. Biofilms

Los microrganismos pueden vivir en la naturaleza como células flotantes

independientes en estado planctónico o como parte de comunidades organizadas

adheridas una superficie llamadas biofilms, mencionó Chávez de Paz (11) en 2015;

por su parte Narayanan (10) en el 2010, enunció que la biopelícula es un modo

dinámico de crecimiento microbiano donde las comunidades sésiles de células

interactúan y se unen entre sí, y de manera irreversible a un sustrato sólido, y se

incrustan en su propia matriz extracelular de polisacáridos.

En importante señalar que las biopelículas están constituidas por colonias unitarias

separadas por canales de agua por donde pasan nutrientes y se expulsan desechos,

9

todo esto inmerso en una matriz de polisacáridos, a esto se le conoce como

mushroom shape. (3)

Según la OMS, el biofilm se puede definir también como un ecosistema bacteriano

proliferante y enzimáticamente activo. (3)

3.1.3.1. Biofilms en el canal radicular

Chávez de Paz (15) en el 2018, expresó que, la formación de biopelículas es un

mecanismo clave vinculado a la supervivencia microbiana, determinar su existencia

dentro del sistema de conductos radiculares ha llevado a la comprensión de su

participación en infecciones endodónticas. Sirvent (3) por su parte mencionó que,

la capacidad de resistencia es la característica principal del biofilm y no la

virulencia, aunque no carece de ella.

El biofilm del conducto radicular, no es diferente al resto de biofilms

microbiológicos; está constituido por microorganismos inmersos en una matriz de

exopolisacáridos. (3)

Ramírez (16) indicó que, la matriz consiste en polisacáridos que son responsables

de las interacciones de cohesión y adherencia, las proteínas sirven como fuente de

energía y carbono, y el ADN extracelular que juega un papel importante en el

establecimiento estructural del biofilm, protegen a los microorganismos de las

defensas inmunológicas del huésped, anticuerpos y fagocitos, y los hace menos

susceptibles a la acción de los antibióticos, lo que contribuye en el desarrollo de

entidades crónicas y recaídas. (15)

El necesario indicar que se estima que del 65 al 80% las infecciones humanas en el

mundo son infecciones causadas por biofilms. (17)

3.1.3.2. Formación del biofilm dentro del canal radicular

Los mecanismos detrás de la formación de biopelículas en los conductos radiculares

no han sido bien establecidos. Como la mayoría de las especies que se encuentran

en los conductos radiculares también son encontradas en la cavidad oral, es

razonable especular que la formación de biofilms microbianos en los conductos

radiculares pueden tener mecanismos similares a los de la vía oral. (15)

10

Chávez de Paz (15) en 2018 citó que, varios estudios han descrito la presencia de

biofilms formados en conductos radiculares infectados. Se ha informado que las

estructuras del biofilm se forman junto a las paredes del canal, dentro de los túbulos

dentinarios, los deltas apicales y las áreas periapicales. La presencia de estas

estructuras microbianas se ha asociado con diferentes estados clínicos, incluidas las

infecciones endodónticas posteriores al tratamiento.

3.1.3.2.1. Adherencia inicial a las superficies

Durante esta fase inicial se configura una película adhesiva sobre la pared destinaria

impulsada por la acumulación de proteínas y otros compuestos derivados de las

bacterias en suspensión, del proceso necrosis y/o inflamación. (3)

La presencia de constituyentes plasmáticos, que aumentan de forma exponencial

debido a la transudación inflamatoria, puede formar la película de

acondicionamiento activa allanando el camino para la posterior colonización

microbiana. Los constituyentes del plasma, como el plasminógeno, pueden dotar de

receptores primarios para la adhesión en las superficies de los conductos radiculares

(15). Sobre esa película viscosa, se incrustan algunas bacterias específicas con

capacidad de adhesión, de todas las que están en suspensión. (3)

La película de acondicionamiento puede no solo influir la adhesión inicial de las

células colonizadoras, lo hará también influyen en la producción de moléculas de

señalización que controlan la fisiología celular y la resistencia a los

antimicrobianos. (15)

3.1.3.2.2. Colonizadores secundarios

Sievent (3) en 2010, indicó que, a primera capa de bacterias ya adherida, secreta

mediadores que, por un lado van incorporando cada vez más bacterias, de esa

estirpe o de otras, y por otro, va formando la matriz extracelular de polisacárido,

primera barrera defensiva característica del biofilm.

Los recién llegados formarán estrechas relaciones metabólicas con las células

adheridas, desarrollando microambientes para el establecimiento de bacterias con

requerimientos especiales tales como anaerobios estrictos. (15)

11

3.1.3.2.3. DESARROLLO Y MADURACIÓN

La biopelícula madura paulatinamente y crea sistemas de defensa cada vez más

complejos; en este punto, la matriz del biofilm esta principalmente compuesta de

polisacáridos, proteínas, ácidos nucleicos y lípidos y es una característica clave de

la maduración. La matriz constituye la columna vertebral de la estructura

tridimensional de la biopelícula que permitirá la libre circulación de metabolitos y

desechos entre células y microcolonias. Al mismo tiempo, se expulsan bacterias al

exterior que cronifican la respuesta inflamatoria del huésped. (3) (15)

3.1.3.3. Composición bacteriana del biofilm endodóntico

Según Narayanan (10) en 2010, la microflora endodóntica se establece para ser

menos diversa en comparación con la microbiota oral.

Los estudios de microbiología molecular y de cultivo independientes han

identificado más de 1.000 especies / filotipos bacterianos diferentes en la cavidad

oral, específicamente, la diversidad de la microbiota endodóntica también ha sido

desentrañada por numerosos estudios de cultivo y moleculares. Colectivamente, se

han identificado más de 400 especies / filotipos microbianos diferentes en muestras

endodonticas de dientes con diferentes formas de patologías pulpares. (17)

La progresión de la infección altera el estado nutricional y ambiental dentro del

conducto radicular, lo que lo hace más anaeróbico y con niveles nutricionales más

reducidos (10). Zambrano (9), hizo a observación de que, en el biofilm endodóntico

se han detectado tipos de microrganismos como, cocos, bacilos, filamentos y

raramente espiroquetas.

3.1.4. Microflora resistente

Chávez de Paz (11) indicó que, se ha encontrado que los grupos de células persisten

después la exposición a dosis letales de antibióticos y nuevas poblaciones en

crecimiento aparecen en el cultivo, por su parte Narayanan (10) expresó que, existen

microorganismos altamente resistentes a agentes antimicrobianos e incluso pueden

resistir después de la preparación biomecánica.

Estas células persistentes pueden, representar células en alguna parte protegida de

su ciclo celular, talvez son capaces de una adaptación rápida, quizás están inactivas

12

o no pueden iniciar la muerte celular programada en respuesta al estímulo, como

afirmó Chávez de Paz (11) en 2015.

Así las células que no muren, pueden formar una nueva población de células

persistentes que exhiben resistencia a múltiples fármacos. (11)

Los anaerobios Gram negativos más comunes son: Fusobacterium nucleatum,

Prevotella spp., y Campylobacter rectus. (10)

Entre los Gram positivos más comunes tenemos: Estreptococos (Streptococcus

mitis, Streptococcus gordonii, Streptococcus anginosus, Streptococcus oralis),

Lactobacilos (Lactobacillus paracasei y Lactobacillus acidophilus), Estafilococos,

E. faecalis, Olsenella uli, Parvimonas micra, Pseudoramibacter alactolyticus,

Propionibacterium spp., Actinomyces spp. Bifidobacterium spp. y Eubacterium

spp. (10)

En ocasiones hongos levaduriformes cono Cándida albicans se encuentran en

pequeñas proporciones. (10)

3.2. Irrigantes en endodoncia

Van der Sluis (18) en 2016 aseguró que, durante la irrigación del canal, el objetivo

es la disolución o desorganización química o separación mecánica y remisión del

tejido pulpa, debris dentinario y barrillo dentinario, microorganismos plantónicos o

biofilm y sus productos fuera del sistema de conductos.

Shen (19) en 2015, indicó que la irrigación es considerada por muchos autores la

parte más importante en el tratamiento de los conductos radiculares, Miliani en

2012 (20) mencionó que, se debe irrigar el sistema ce conductos antes durante y

después de la preparación biomecánica para limpiar y desinfectar, asegurando el

éxito del tratamiento, ya que como Balandrano (21) en 2007 aludió, la

instrumentación mecánica de los conductos por sí sola no es capaz de eliminar

adecuadamente las bacterias y los residuos pulpares por la compleja anatomía del

sistema de conducto.

13

3.2.1. Características del irrigante ideal

La irrigación tiene varias finalidades y actúa de diferentes maneras según el tipo de

irrigante utilizado: reduce la fricción entre el instrumento y la dentina, mejora la

eficacia de corte de las limas y disuelve la materia orgánica e inorgánica; también

enfría el diente y la lima, tiene un efecto de lavado, elimina partículas sueltas y

bacterias del canal y actúa contra las biopelículas del conducto radicular, resaltó

Shen (19). No obstante ninguno de los irrigantes puede cubrir por si solo las

necesidades del conducto radicular, es decir, ninguno cumple con las características

ideales. (20) (22)

3.2.2. Tipos de irrigantes más usados en endodoncia

Entre las soluciones irrigantes habitualmente utilizadas en endodoncia tenemos:

Hipoclorito de sodio (NaOCl), Ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) y

Clorhexidina (CHX). Como se expresó anteriormente, no se encuentra disponible

un irrigante que cumpla con todos los requisitos ideales que son: ser antibacteriano,

disolver tejido orgánico e inorgánico, actuar en sustantividad, lubricar

correctamente las paredes dentinarias y no ser citotóxico. (20) (21)

A continuación describiremos detalladamente cada tipo de irrigante, sus ventajas y

desventajas y las características a diferentes concentraciones.

3.2.2.1. Hipoclorito de sodio

El hipoclorito de sodio es la sustancia irrigante más ampliamente conocida y

utilizada en el mundo. (20) (23) (24)

Miliani y Balandrano, apuntaron que, es un compuesto químico resultante de la

mezcla de cloro, hidróxido de sodio y agua, es decir está compuesto de cloro activo

y se usa en varias concentraciones de 0.5% a 5.25% (21) (20).

Ventajas

La acción del hipoclorito de sodio se centra en las siguientes propiedades:

Saponificación, constituye la capacidad del irrigante para disolver el tejido orgánico

y graso degradando los ácidos grasos y transformándolos en sales de ácidos grasos

14

(jabón) y glicerol (alcohol), reduciendo la tensión superficial de la solución restante.

(21) (23) (25)

Cloraminación consiste en una reacción entre el cloro y el grupo amino formando

cloraminas que interfieren en el metabolismo celular, el cloro inhibe enzimas

bacterianas por oxidación. (21) (23)

PH elevado >11, en el que basa su efectividad antimicrobiana ya que interfiere en

la integridad de la membrana citoplasmática. (23) (24)

Además de ser blanqueador y desodorizante. (25)

Desventajas

La principal desventaja de este irrigante es que presenta alta toxicidad a los tejidos

y no elimina la capa de barrillo dentinario, aludieron Miliani y Castro. (20) (24)

Balandrano en 2007 además de Castro en 2017, indicaron que, la actividad

antimicrobiana y en cuanto a la disolución de tejidos del hipoclorito de sodio, se ve

afectada por los siguientes factores: concentración, temperatura, pH, tiempo de

exposición, etcétera. (21) (24)

Basrani (23) mencionó que, el NaOCl puede ser utilizado en una concentración que

varía de 0.5 a 6%.

A. Hipoclorito de sodio al 1%

También conocido como solución de Milton, se considera como la más utilizada;

en el estudio realizado por Siqueira Jr. en el 2000, encontró que la irrigación con

NaOCl al 1%, de conductos radiculares infectados con E. faecalis, se logró una

reducción del 56.8%. (26) (27)

B. Hipoclorito de sodio al 2,5%

Denominado además, licor de Labarraque, en el mismo estudio anteriormente

citado, se encontró una reducción del 59.5%, con irrigación de NaOCl al 2.5% en

conductos infectados con E. faecalis. (26) (27)

15

C. Hipoclorito de sodio al 5,25%

Leonardo (26) indicó que, tiene poder germicida de acción rápida; y de la misma

manera Siqueira Jr. (17), indicó una reducción significativa del 65.9%, en los

conductos radiculares infectados con E. faecalis, después de ser irrigados con

NaOCl a este porcentaje.

3.2.2.2. Gluconato de clorhexidina

Balandrano (21) mencionó que, la clorhexidina es un antiséptico bisguanídico,

inicialmente utilizado para desinfectar la boca.

Es considerado un antimicrobiano de amplio espectro, en bajas concentraciones

actúa como un agente bacteriostático, mientras que en altas como un agente

bactericida. (20) (24)

Ventajas

Miliani (20) en 2012, expresó que, es efectiva contra bacterias Gram positivas y

Gram negativas; debido a que, como Basrani (23) anotó la clorhexidina, posee

cargas catiónicas, por lo que es capaz de unirse electrostáticamente a las superficies

cargadas negativamente de las bacterias, dañando las capas externas de la pared

celular y la hacen permeable.

La clorhexidina absorbida gradualmente es liberada durante más de 24 horas, a lo

que se le llama efecto residual o sustantividad; además, es una sustancia

biocompatible, no toxica. (20) (21)

Desventajas

Al contrario que el hipoclorito de sodio no es disolvente de tejido orgánico, y

tampoco elimina la capa de barrillo dentinario. (21) (23)

La clorhexidina la encontramos en diferentes concentraciones:

3.2.2.2.1. Clorhexidina al 0,12 – 0,2%

Son las concentraciones comúnmente comercializadas en presentaciones como

colutorios, estudios in vivo indicaron que el uso de CHX en bajas concentraciones

16

como solución irrigante es menos efectiva que si se usa en concentraciones

mayores. (28)

3.2.2.2.2. Clorhexidina al 2%

Gomes (28) indico que, es la concentración utilizada en endodoncia, generalmente

es preparada bajo prescripción en farmacias en presentación líquida o gel;

además,varios trabajos in vitro que utilizan una prueba de dilución en caldo han

demostrado que el 2.0% de CHX y el 5.25% de NaOCl tienen un desempeño

antimicrobiano similar contra los microorganismos mientras que otros han

demostrado la superioridad de 2% CHX sobre 5,25% de NaOCl utilizando el

método de difusión en agar.

3.2.2.3. Ácido etilendiaminotetracético (EDTA)

Es un ácido aminopolicarboxílico y un sólido incoloro soluble en agua, se sugiere

como un irrigante ya que tiene la capacidad de quelar y eliminar la porción

mineralizada de smear layer o barrillo dentinario. (20) (23) (24)

Su propiedad quelante surge de su capacidad para secuestrar iones metálicos di y

tricatiónicos tales como Ca 2+ y Fe 3+. Después de estar unido a EDTA, los iones

metálicos permanecen en solución, pero muestran una reactividad disminuida,

indicó Basrani en 2015. (23)

Sus concentraciones más usadas en endodoncia son 17% y 18%.

Ventajas

Castro (24) en 2017 advirtió que, la ventaja más relevante del EDTA es su

capacidad de disolver la porción inorgánica de los residuos que deja la

instrumentación, de esta manera dice Miliani (20) se previene el bloqueo apical y

contribuye a la desinfección, dejando los túbulos dentinarios abiertos y previenendo

su bloqueo.

Desventajas

El EDTA es incapaz de disolver el tejido orgánico. (20) (23)

También está la posibilidad de que si se excede el tiempo dentro del conducto se

produzca erosión (24).

17

3.3. Láser en endodoncia

La palabra láser es el acrónimo de “luz amplificada por emisión estimulada de

radiación” (light amplified stimulated emission of radiation) constituye un proceso

en el cual se obtiene energía lumínica gracias a la conversión de energía eléctrica,

que se genera por la excitación de los átomos de un material láser, dando lugar a la

emisión espontánea de fotones citó Briceño (29).

El uso del Laser en Endodoncia se ha estudiado desde 1970, Olivi en 2011 indicó

que, la tecnología láser se introdujo a la endodoncia con el objetivo de mejorar los

resultados obtenidos con procedimientos tradicionales, que debido a la compleja

anatomía del conducto radicular y la capacidad limitada de irrigantes químicos para

limpiar y desinfectar tridimensionalmente todo el espacio endodóntico, profundizó

en mismo autor en 2013. (30) (31).

Arnabat (32) en el año 2015 declaró que, la aplicación del láser, en la actualidad, es

una aplicación que complementa las técnicas convencionales que se utilizan en el

tratamiento endodóntico y nunca como sustituto de la técnica convencional. Se ha

demostrado mediante estudio in vitro que diferentes longitudes de onda son

efectivas para reducir significativamente las bacterias en los canales infectados,

enunció Olivi (30).

3.3.1. Tipos de láser

Los láseres en Odontología se pueden dividir dependiendo de su posición en el

espectro electromagnético o la longitud de onda a la cual pertenecen: láser en el

espectro violeta, láser en el espectro visible y, láser invisibles cerca, medio o lejanos

al Infrarrojo. (29) (30) (33)

Láser ultravioleta, Olivi (33) mencionó dentro de este grupo al laser Eximer de

308nm.

Láseres visibles, Briceño en 2016 expuso que, a este grupo pertenecen los de argón

y KTP (potasio titanil fosfato). (29) (30)

Olivi (33) enunció que, dentro de esta categoría se encuentran láser de diodo azul

de 445nm, láser de argón, láser verde de 514 nm, verde KTP de 532nm y laser de

diodo rojo de entre 635 – 675 mn.

Láseres del infrarrojo cercano (de 803nm a 1340nm), mencionó Olivi fueron los

primeros en ser utilizados para las descontaminación de las raíces pertenecen los

18

láser de diodo de 810, 940, 970 y 1064 nm; Neodimio: Itrio Aluminio y Granate

Nd:YAG ; y Neodimio: Itrio Aluminio y Perovskita Nd:YAP. (29) (30) (33)

Láseres infrarrojos medianos (2780nm y 2940nm) los de Erbium, ErCr:YSGG de

2780nm y Er:YAG de 2940nm. (29) (30) (33)

Láseres de infrarrojo lejano, encontramos los de CO2 de 9300 hasta 10600nm, el

primero en ser utilizado en endodoncia para la descontaminación y la fusión de

dentina apical en cirugía retrógrada, ya no se usa en este campo. (29) (30)

Otra clasificación identifica la aplicación principal de láseres específicos en: (33)

Láseres para tejidos blandos, dentro de este grupo se pueden mencionar laser de

Diodo de 445 > 1064 nm, laser de Nd:YAG, Nd: YAP, y de CO2. (33)

Láseres para tejidos duros y blandos, entre los que se pueden mencionar Er,

Cr:YSGG, Er:YAG, y CO2 de 930nm. (33)

Láseres para terapia de bajo nivel (LLLT), donde se encientra el láser de Diodo de

445 > 1064 nm. (33)

Láser para diagnóstico 405 mn y 665nm. (33)

3.3.1.1. Principales tipos de láser utilizados en endodoncia

Existen diferentes tipos de láseres que pueden ser empleados en endodoncia, los

más habituales actualmente son: Nd:YAG, KTP, de Diodo, o los de Erbio: Er:YAG

y el Er,Cr:YSGG. (32)

3.3.2. Aplicaciones de láser en endodoncia

Olivi (34) en el 2016, aseguró que, los láseres han sido usados en Endodoncia con

diferentes técnicas para mejorar el porcentaje de éxito en el sellado pulpar, o

procedimientos de cirugía apical en dientes permanentes inclusive pulpotomías en

dientes primarios. Sin embargo, el objetico principal del láser en Endodoncia es

mejorar la descontaminación y limpieza del sistema de conductos radiculares en

dientes permanentes.

El láser puede ejercer dos tipos de efectos diferentes en Endodoncia.

El efecto terapéutico del láser se produce, debido a la interacción de diferentes

longitudes de onda en diferentes objetivos ya sean bacterias, dentina o irrigantes,

mediante absorción o difusión de la luz; generando efectos biológicos que son

19

encargados de diferentes acciones terapéuticas: efectos fototérmicos, efectos

fotoquímicos, efectos fototérmicos que inducen fotomecánica y efectos

fotoacústicos. (29) (31)

Se emplea el láser por su efecto bactericida con el cual se puede disminuir el número

de bacterias y lograr una mejor desinfección en el interior de los conductos

radiculares, puede producir efectos en la pared dentinaria del conducto radicular,

además de interactuar con las sustancias irrigantes. (29) (31) (32)

3.3.2.1. Efectos de la luz láser sobre la bacteria

Independientemente de la longitud de onda, se pueden destruir las bacterias

diferentes con niveles de potencia, debido al efecto fototérmico, que destruye la

pared celular; los primeros daños se producen en la pared celular por cambios en el

gradiente osmótico que llevan a la hinchazón y muerte celular, por otro lado, las

bacterias Gram negativas son más fáciles de destruir que las Gram positivas ya que

se requiere menos energía y radiación. (30) (31)

3.3.2.2. Efectos de la luz láser sobre la dentina

Olivi previno que, aparte de los pros que encontramos con la utilización de láser, el

efecto fototérmico puede dar lugar a daños en las paredes de la dentina como

secuelas colaterales de limpieza y reducción bacteriana (31). Los láseres de

infrarrojo cercano Nd:YAG y diodo pueden producir una fusión de los túbulos

dentinarios dentina produciendo el cierre de las paredes dentinarias; por su parte los

láseres infrarrojos medios de Er:YAG y Er,Cr:YSGG producen la evaporación del

barrillo dentinario dejando unas paredes libres de restos y los túbulos dentinarios

abierto. (30) (32)

3.3.2.3. Efectos de la luz láser sobre los irrigantes

Olivi (31) mencionó que, Investigaciones sobre irrigación activada por láser,

indicaron que los Láseres de erbio pulsado pueden originar un movimiento a alta

velocidad de los fluidos a través de un efecto de cavitación.

Arnabat (32), argumentó que al irradiar con el láser los conductos radiculares

rellenos con alguna solución se produce un efecto fotoacústico al que se ha

denominado como técnica PIPS “Photon Induced Photoacoustic Streaming”.

20

3.3.2.4. Efectos de la luz láser sobre los fotosensibilizadores

Las longitudes de onda de láser en el espectro rojo e infrarrojo cercano del espectro

electromagnético actúan como fotoactivadores de un compuesto especifico lo que

desencadena una reacción química que libera elementos tóxicos sobre el objetivo.

Las sustancias fotosensibilizadoras, como el azul de metileno, azul de toluidina,

cloruro de tolonio e indocianina verde aumentan la sensibilidad de las bacterias

cuando se activan con luces de laser de diodo, declaró Olivi en 2016. (34)

3.4. Terapia fotodinámica (PDT)

Terapia de fotoradiación, fototerapia, o fotoqimioterapia (35), envuelve la

interacción entre un fotosensiblizante y la luz a determinada longitud de onda, en

presencia de oxígeno (6), las aplicaciones de esta terapia en Odontología han tenido

una progresión exponencial, estudios han reportado efectividad en el tratamiento

del cáncer oral, terapias de infección bacteriana y fúngica, tratamiento de lesiones

periodontales, tratamiento de lesiones orales premalignas y diagnóstico

fotodinámico de la malignización de lesiones orales (6) (35).

Zand (36) mencionó que, constituye una modalidad terapéutica biológica que utiliza

agentes fotoactivos no tóxicos que son colocados selectivamente en los tejidos.

Dando lugar a la formación especies de oxigeno altamente reactivo como, iones de

oxígeno, radicales libres que pueden matar a los microrganismos por diversos

mecanismos. (37)

Zand (36) aludió además que, este método puede matar bacterias organizadas en un

biofilm y minimizar la ocurrencia de resistencia bacteriana.

3.4.1. Luz

Anteriormente se utilizaron láseres de alta potencia con la finalidad de lograr una

desinfección completa, lo que conllevaba un 99% de la eliminación bacteriana por

el aumento de la temperatura y la desnaturalización de las proteínas; sin embargo,

daños a tejidos dentales y circundantes, como anquilosis, y la fusión o

carbonización del cemento o la dentina, la reabsorción de la raíz y necrosis

periradicular, asociaron con la alta potencia de los láser. (2)

21

En la actualidad, se usan los laser de baja potencia, que debido a su muy bajo

aumento de temperatura, 0.5 oC, no promueven cambios morfológicos en la

estructura dental, y tampoco promueven la desinfección cuando se usan solos, si

no, cuando se asocian con fotosensibilizadores exógenos (PS), comienza una

cascada de eventos fotoquímicos que da como resultado la eliminación bacteriana.

(2)

Konopka (35) puntualizó que, a terapia fotodinámica requiere una fuente de luz que

active el fotosensibilizador a través de la exposición a la luz visible de baja potencia

a una longitud de onda específica. El tejido humano transmite la luz roja de manera

eficiente, y la activación del fotosensibilizador con una longitud de onda más larga

da como resultado una penetración de luz más profunda.

La mayoría de fotosensibilizadores se activan con luz roja entre 630 y 700 nm, que

corresponde a una profundidad de penetración de luz de 0,5 cm (a 630 nm) a 1,5

cm (a ~ 700 nm). (35)

3.4.2. Fotosensibilizadores

Las características deseables de las sustancias fotosensibilizantes son fotofísicas,

químicas y biológicas, y propiedades como baja citotoxicidad, debe mostrar la

toxicidad local solo después de la activación mediante iluminación, rápida

eliminación de la piel y el epitelio, fotosensibilidad a corto plazo, simplicidad en la

formulación, reproducibilidad, alta estabilidad y alta afinidad, y penetración en

células bacterianas en lugar de tejidos sanos, disponibilidad comercial, alta

solubilidad en agua, soluciones de inyección y sustitutos de sangre. (35) (2)

Un amplio rango de fotosensibilizadores han sido usados en contra de organismos

patógenos, estos incluyen los tintes de fenotiazinas, ftalocianinas, clorinas,

porfirinas, xantenos y monoterpenos. (38)

Los fotosensibilizantes más utilizados en Endodoncia son los derivados de la

fenotiazinas (azul de metileno y azul de toluidina) que muestran una intensa

absorción de luz a una longitud de onda de 600 - 660 nm, considerada por Trindade

como la ventana terapéutica eficiente en tejidos biológicos (2) o entre 635 – 675 nm

desde el punto de vista de Olivi. (38)

22

3.4.3. Reacción fotodinámica

Como se puntualizó anteriormente la terapia fotodinámica envuelve tres

componentes: la luz, la sustancia fotosensible y el oxígeno tisular. (38)

Olivi (34) precisó que, el mecanismo de acción de la terapia fotodinámica es

diferente de otras terapias basadas en luz o láser, como la terapia láser de bajo nivel,

y la terapia láser de alta potencia, en el sentido de que estos últimos no requieren

fotosensibilizador. La fuente de luz láser en PDT tiene efecto sobre el tejido o la

bacteria fotoactivando un compuesto específico que libera elementos tóxicos al

objetivo.

El mecanismo de acción de la terapia fotodinámica se basa en la aplicación de un

fotosensibilizante no tóxico, con la posterior administración de una dosis baja de

irradiación con luz visible a una longitud de onda adecuada. (27) (30)

La absorción de la luz permite que el fotosensibilizador experimente una excitación

que, al reaccionar con el oxígeno conlleva a una cascada de efectos fotoquímicos

que resulta en la producción de especies altamente reactivas de oxígeno (oxígeno

singlete) que son tóxicas para las células tumorales, las bacterias y los hongos, al

dañar moléculas, incluidas proteínas, lípidos de membrana y ácidos nucleicos

causando una destrucción rápida y selectiva del tejido diana. (27) (30)

En los párrafos siguientes se describe a detalle la reacción fotodinámica.

Los fotosensibilizadores son usualmente moléculas aromáticas que son eficientes

en la formación de estados excitados de un triplete, cuando son excitados por una

luz con longitud de onda específica. (38)

Olivi y Konopca coinciden en que, tras la irradiación con luz de una longitud de

onda específica, el fotosensibilizador experimenta una transición de un estado

fundamental de baja energía a un estado singlete excitado. Este estado singelte

puede sufrir una trasformación a un estado triplete de menor energía pero de mayor

duración que luego puede reaccionar por una o ambas vías conocidas como proceso

de Tipo I o Tipo II, ambos requieren de oxígeno. (35) (38)

El Tipo I conlleva la trasferencia de electrones desde el fotosensibilizador en estado

triplete con la participación de un substrato para producir iones radicales (radicales

libres), que reaccionan con el oxígeno para producir especies de oxígeno altamente

reactivas o citotóxicas (superóxido, hidroxilo radicales, peróxido de hidrógeno).

(35) (38)

23

El Tipo II envuelve la trasferencia de energía desde el fotosensibilizador en estado

triplete al oxígeno molecular en estado fundamental (triplete), para producir un

estado exitado u oxígeno singlete, que puede oxidar muchas moléculas biológicas,

tales como proteínas, ácidos nucleicos y lípidos, conduciendo a la citotoxicidad.

(35) (38)

En PDT, es difícil distinguir entre los dos mecanismos de reacción y el mecanismo

de daño depende de la tensión de oxígeno y concentración de fotosensibilizador.

(35)

24

CAPITULO III

Metodología

4.1. Diseño de la investigación

El estudio es de tipo experimental, in vitro; ya que fue desarrollado en órganos

dentales humanos extraídos, donde fueron inoculados Enterococcus Faecalis, se

realizó una preparación químico – mecánica utilizando como irrigantes tres grupos

G1: hipoclorito de sodio al 1%, G2: hipoclorito de sodio al 2.5% y G3: hipoclorito

de sodio al 5.25% y finalmente se realizó una desinfección con láser de baja

potencia. Esta investigación es de tipo comparativo debido a que se tomaron

muestras antes de la desinfección químico - mecánica, después de la misma y

posterior al uso del láser; y se evaluó la capacidad bactericida de los irrigantes a

diferentes concentraciones y del subsiguiente uso del láser, por conteo de unidades

formadoras de colonias

4.2. Población y muestra

La muestra utilizada en este estudio es de tipo no probabilístico por conveniencia,

debido a que los componentes seleccionados son a juicio del investigador.

El estudio se realizó en 30 dientes humanos extraídos, debido a diversas

indicaciones, recolectados y donados, en el periodo de marzo a mayo del 2018; es

preciso mencionar que los pacientes conocen el destino de los dientes y su uso para

investigación, lo que consta en el consentimiento informado en su respectiva

historia clínica. (ANEXO A)

4.2.1. Selección y tamaño de la muestra

La muestra elegida fue de 30 piezas dentales que cumplieron con los criterios de

inclusión y exclusión, que fueron divididas en tres grupos de diez cada uno.

25

GRUPO 1: NaOCl 1% + PDT

GRUPO 2: NaOCl 2.5% + PDT

GRUPO 3: NaOCl 5.25% + PDT

4.3. Criterios de selección

4.3.1. Criterios inclusión

Dientes uniradiculares

Dientes con conducto único

Dientes sin tratamiento de conducto

Dientes sin presencia de fracturas radiculares

Dientes sin calcificaciones

Conducto permeable

Longitud de 20 a 25 mm

4.3.2. Criterios de exclusión

Dientes con lesiones cariosas extensas

Dientes con enanismo radicular

Dientes con dilaceraciones o curvaturas mayores a 20º según Shneider

4.4. Conceptualización de las variables

4.4.1. Variable independiente

Hipoclorito de sodio al 1%, 2.5% y 5.25%

4.4.2. Variable dependiente

Efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica

26

4.5. Definición operacional de las variables

27

VARIABLE DEFINICIÓN

OPERACIONAL

TIPO CLASIFICACIÓN INDICADOR

CATEGORICO

ESCALAS DE

MEDICIÓN

Hipoclorito de sodio

al 1%

Sustancia

desinfectante,

antimicrobiana, de

baja concentración.

Independiente Cualitativa Mayor efecto

antibacteriano

Menor efecto

antibacteriano

Unidades formadoras

de colonias


al 2,5%

Sustancia

desinfectante,

antimicrobiana, de

concentración media.


antibacteriano

Menor efecto

antibacteriano

Unidades formadoras

de colonias

28


al 5,25%

Sustancia

desinfectante,

antimicrobiana, de alta

concentración.


antibacteriano

Menor efecto

antibacteriano

Unidades formadoras

de colonias

Efecto

antibacteriano de la

terapia

fotodinámica

PDT puede mejorar los

resultados obtenidos

con los

procedimientos

tradicionales, posterior

a una preparación

químico – mecánica

logra la desinfección

Dependiente Cualitativa Mayor efecto

antibacteriano

Menor efecto

antibacteriano

Unidades formadoras

de colonias

29

4.6. Estandarización

La estandarización de las muestras fue ejecutada por la investigadora quien estuvo

presente durante el desarrollo de toda la investigación, con la asistencia y guía del

Dr. Roberto Romero tutor de la tesis, docente de la Facultad de Odontología de la

Universidad Central del Ecuador, quien acondicionó y prepararó a la investigadora

para la preparación de los dientes, preparo químico - mecánico, protocolo de láser,

toma de muestras y uso del laboratorio; en conjunto la Dra. Rachide Acosta

encargada del Laboratorio Clínico Bacteriológico de la Facultad de Ciencias

Químicas de la Universidad Central del Ecuador.

4.7. Manejo y métodos de recolección de datos

La parte experimental de la investigación se llevó a cabo en las instalaciones de las

Facultades de Odontología y Ciencias Químicas de la Universidad Central del

Ecuador, para lo que se gestionaron los permisos pertinentes.

El protocolo se estableció y modificó con base en la investigación realizada por

Souza. (37)

TOMA DE RARIOGRAFÍAS

Se utilizaron 30 dientes uniradiculares de conducto único, lo que fue comprobado

mediante radiografías periapicales tomadas en dos angulaciones distintas, mesio -

distal y buco – lingual, que fueron realizadas en la Clínica de Radiología de la

Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador. (ANEXO B)

Figura 1. Toma de radiografías periapicales

Fuente: Clínica de Imagenología FOUCE, Quito 2018

Autor: Joseline Zambonino

30

PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS

Los dientes fueron preparados en el Laboratorio de Prótesis de la Facultad de

Odontología de la Universidad Central del Ecuador. (ANEXO C)

El acceso cameral de cada diente se realizó con fresas de diamante redondas #1014

y fresas Endo Z.

Figura 2. Accesos Camerales

Fuente: Laboratorio de Prótesis FOUCE, Quito 2018


Se determinó la longitud de trabajo con la ayuda de una lima Tipo K #10, y se

realizó una instrumentación manual 1 mm antes del foramen apical.

Determinación de las longitudes de trabajo:

31

No. De Diente

Longitud Total

Longitud de Trabajo

No. De Diente

Longitud Total

Longitud de Trabajo

1 21 20 16 24 23

2 23 22 17 22,5 21,5

3 22 21 18 24 23

4 23 22 19 23 22

5 25 25 20 25 24

6 25 24 21 25 24

7 24 23 22 25 24

8 22 21 23 24 23

9 25 24 24 22 21

10 24 23 25 23,5 22,5

11 25 24 26 22 21

12 21,5 20,5 27 23 22

13 21 20 28 21 20

14 21 20 29 25 24

15 21,5 20,5 30 22 21

El conducto fue instrumentado hasta llegar a una lima Tipo K #20, bajo irrigación con agua corriente.

Figura 3. Instrumentación



32

Utilizando resina epoxi de fraguado rápido se selló el foramen apical.

Figura 4. Sellado del foramen apical con resina epoxi



Se montaron los dientes de manera vertical en bloques de yeso hasta la región

cervical.

Figura 5. Montaje de los dientes en bloques de yeso



Los bloques que contenían los dientes fueron autoclvados a 121ºC por 1 hora.

33

ACTIVACIÓN DE LAS CEPAS BACTERIANAS Y PREPARACIÓN DE LA

SUSPENSIÓN BACTERIANA

La parte microbiológica de la investigación se llevó a cabo en el Laboratorio Clínico

Bacteriológico de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del

Ecuador, todo dentro de una Cámara de Flujo Laminar. (ANEXO D) (ANEXO E)

La cepa de bacterias Gram positivas anaerobias facultativas Enterococcus Faecalis

ATCC 29212, fue adquirida en laboratorio MEDIBAC. (ANEXO F) (ANEXO G)

La cepa bacteriana fue activada siguiendo las especificaciones del fabricante, en

Tripticasa Soya Caldo (TSB) y además en Agar Mueller Hinton Sangre.

Figura 6. Cepa Bacteriana

Fuente: Laboratorio Clínico Bacteriológico Facultad de Ciencias Químicas UCE, Quito 2018


34

Figura 7. Cultivos para activación de la cepa bacteriana



Figura 8. Activación de la cepa bacteriana



35

Figura 9. Activación de la cepa bacteriana



Figura 10. Colocación de los cultivos en la incubadora



La suspensión bacteriana fue preparada añadiendo cultivo de esta cepa en caldo de

soja tripticasa fresco a 0,5 en la escala de turbidez de McFarland, utilizando un

testigo visual.

36

Figura 11. Preparación de la suspensión bacteriana



Figura 12. Determinación de turbidez en 0,5 en Escala McFarland



Se llenó cada conducto con la suspensión de Enterococcus faecalis usando jeringas

de insulina estériles de 1 ml sin desbordamiento.

Se utilizaron limas Tipo K #15 estériles para transportar la suspensión bacteriana a

toda la longitud del trabajo del conducto.

37


radiculares




radiculares



Los bloques de yeso se colocaron en una caja metálica y fueron incubados a 37ºC

por 21 días, después del inoculo inicial cada tres días se añadió cultivo fresco al

canal.

38

Figura 15. Incubación de las muestras



Las muestras fueron divididas en tres grupos de manera aleatoria, los tres grupos

experimentales fueron los siguientes: Grupo1: NaOCl 1% + PDT, Grupo2: NaOCl

2.5% + PDT, Grupo3: NaOCl 5.25% + PDT.

TOMA DE LA PRIMERA MUESTRA (S1)

Se tomaron cuatro muestras secuenciales usando conos de papel estériles medidos

a la longitud de trabajo, se llenó cada conducto con 1 ml de solución salina estéril

al 0.85% cada punta de papel se sembró en un cuadrante sobre una placa de agar

Mueller Hinton Sangre.

Figura 16. Toma de la Primera Muestra



39

Figura 17. Sembrado de la Primera Muestra



Todas las placas de agar que contenían las muestras de cada diente se colocaron

dentro de un Jarra Gaspak, con la finalidad de obtener un ambiente anaerobio para

el crecimiento de los microorganismos, las mismas fueron incubadas a 37ºC durante

24 horas. Posterior a ello se contaron las unidades formadoras de colonias.

Figura 18. Colocación de las Placas de la Primera Muestra en la Jarra

Gaspak e Incubación



40

Figura 19. Conteo de Unidades Formadoras de Colonias de la Primera

Muestra a las 24 Horas



PREPARO Y DESINFECCIÓN QUÍMICO – MECÁNICA

Los conductos radiculares de G1,G2, y G3 se prepararon de la siguiente manera:

los segmentos coronal y medio del canal se prepararon manualmente usando una

lima Protaper SX, posteriormente se utilizaron instrumentos Protaper universal para

preparar el canal hasta la longitud de trabajo, siguiendo secuencialmente hasta

llegar a la lima Protaper F3, después del uso cada de instrumento los conductos de

G1 se irrigaron con 10 ml NaOCl al 1%, de G2 con 10 ml de NaOCl al 2,5% y G3

con 10 ml de NaOCl al 5,25%, con agujas Navitip 30-G adaptadas jeringas de

plástico desechable, la aguja fue colocada 3mm antes de la longitud de trabajo.

41

Todos los dientes se irrigaron con 5 ml de EDTA al 17% que permaneció en el

canal durante tres minutos para eliminar la capa de barrillo dentinario, se realizó

una irrigación final de G1: con NaOCl al 1%, G2: con NaOCl al 2,5%. G3: con

NaOCl al 5,25%.

Se utilizó tiosulfato de sodio al 5% para neutralizar el hipoclorito de sodio y se

enjuagó el canal con 1 ml de solución salima estéril al 0.85%.

Cabe resaltar que cada muestra fue instrumentada e irrigada con material e

instrumental, limpio, desinfectado y estéril. (ANEXO H)

Además las soluciones fueron preparadas en Botica Alemana, especialmente para

este propósito.

Figura 20. Material usado en el preparo y desinfección químico - mecánica

de las muestras



42

Figura 21. Soluciones usadas el preparo y desinfección químico - mecánica

de las muestras



Figura 22. Uso secuencial de las limas en preparo y desinfección químico -

mecánica de las muestras



43

Figura 23. Uso de los irrigantes en preparo y desinfección químico -

mecánica de las muestras



TOMA DE LA SEGUNDA MUESTRA (S2)

Se llenó cada conducto de G1, G2, y G3 con 1 ml de solución salina estéril al 0.85%

y se tomaron cuatro muestras secuenciales en cada diente usando conos de papel

estériles medidos a la longitud de trabajo, cada punta de papel se sembró en un

cuadrante sobre una placa de agar Mueller Hinton Sangre.

Figura 24. Toma de la Segunda Muestra posterior al preparo y desinfección

químico - mecánica



Todas las placas de agar que contenían las muestras de cada diente de G1, G2, y G3

se colocaron dentro de un Jarra Gaspak, con la finalidad de obtener un ambiente

44

anaerobio para el crecimiento de los microorganismos, las mismas fueron incubadas

a 37ºC durante 24 horas.

Figura 25. Colocación de las Placas de la Segunda Muestra en la Jarra




Posterior a ello se contaron las unidades formadoras de colonias.

Grupo 1. Hipoclorito de sodio al 1%


Muestra de G1 a las 24 Horas



45

Grupo 2. Hipoclorito de sodio al 2,5%










46

APLICACIÓN DEL LÁSER

Se empleó azul de metileno al 0.005%, para llenar los canales radiculares tanto de

G1, G2, como de G3, con la ayuda de una jeringa de insulina sin desbordamiento

(MedicLive). La solución de agitó con una lima Tipo K #15 y se dejó en el conducto

sin agitación durante 5 minutos preirradianción.

Figura 29. Colocación de Azul de Metileno en las Muestras Preirradiación



La fuente de irradiación fue un Laser de baja intensidad (DMC - Whitening

Premium), con luz roja, a una longitud de onda de 660 nm +/- 10 nm. Inicialmente

la fibra se colocó a la longitud de trabajo con movimientos en espiral de apical a

cervical que se realizaron para permitir una adecuada distribución de la luz en el

conducto. El tiempo a irradiar fue de 1 minuto y 30 segundos. Posteriormente los

canales se enjuagaron y llenaron con solución salina estéril al 0.85%, para la toma

de la tercera muestra.

47

Figura 30. Fuente de Luz – Laser DMC - Whitening Premium



Figura 31. Irradiación de las Muestras de G1, G2, y G3



TOMA DE LA TERCERA MUESTRA (S3)

Cada conducto de G1, G2, y G3, fue llenado con 1 ml de solución salina estéril al

0.85% y se tomaron cuatro muestras secuenciales en cada diente usando conos de

papel estériles medidos a la longitud de trabajo, cada punta de papel se sembró en

un cuadrante sobre una placa de agar Mueller Hinton Sangre.

48

Figura 32. Toma de la Tercera Muestra de G1, G2, y G3



Todas las placas de agar que contenían las muestras de cada diente irradiado de G1,

G2, y G3 se colocaron dentro de un Jarra Gaspak, con la finalidad de obtener un

ambiente anaerobio para el crecimiento de los microorganismos, las mismas fueron

incubadas a 37ºC durante 24 horas.

Figura 33. Colocación de las Placas de la Tercera a Muestra en la Jarra




49

Posteriormente se contaron las unidades formadoras de colonias.

Grupo 1. Hipoclorito de sodio al 1% + PDT










50






ELIMINACIÓN DE DESECHOS

Los desechos infecciosos fueron eliminados en el Laboratorio Clínico

Bacteriológico de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del

Ecuador, siguiendo los protocolos de eliminación de desechos correspondientes.

(ANEXO I) (ANEXO J)

Los desechos anatomopatológicos (dientes), fueron eliminados en la Clínica

Integral de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del Ecuador,

siguiendo los protocolos de eliminación de desechos correspondientes. (ANEXO

K)

51

Figura 37. Tratamiento de los Desechos Anatomopatológicos



4.8. Análisis estadísticos

Para determinar el efecto de la terapia fotodinámica como coadyuvante al

hipoclorito de sodio en la reducción de Enterococcus faecalis, se ha realizado el

presente estudio que tiene carácter experimental, in vitro; ya que ha sido

desarrollado en órganos dentales humanos extraídos, los mismos que han sido

inoculados con Enterococcus faecalis, y posterior a esto, se realizó una desinfección

químico – mecánica con hipoclorito de sodio al 1%, 2.5% y 5.25% y una

desinfección con láser de baja potencia; se han tomado las muestras antes de la

desinfección químico - mecánica y después de la misma y posterior al uso del láser;

y se evaluó la capacidad bactericida de los irrigantes en diferentes concentraciones

y del subsiguiente uso del láser por conteo de unidades formadoras de colonias, los

resultados del experimento han sido procesados y analizados mediante la estadística

descriptiva con la generación de tablas y gráficos utilizando las herramientas

tecnológicas como el Excel 2016 de Microsoft que permiten evidenciar los datos

encontrados (ANEXO L ) y también el software estadístico SPSS V 24, con la

estadística inferencial o probabilidad, para aplicar las pruebas de Wilcoxon en el

caso de variables relacionadas (hipoclorito actúa solo e hipoclorito + PDT)

considerada intra-grupos y Kruskal Wallis, para muestras independientes y

determinar las diferencias entre-grupo; previamente se establecerá si se trata de

variables paramétricas o no paramétricas, mediante la prueba de Kolmogorov-

Smirnov.

52

CAPITULO IV

Análisis estadístico de los resultados

Inicialmente se presentan los resultados de la prueba en el laboratorio:

Tabla 1. Resultados de la prueba in-vitro:

GRUPO 1 GRUPO 2 GRUPO 3

S1 S2 S3 S1 S2 S3 S1 S2 S3

MUESTRA CONTROL POSITIVO

NaOCl 1% NaOCl

1 % +PDT

CONTROL POSITIVO

NaOCl 2,5%

NaOCl 2,5 % +PDT

CONTROL POSITIVO

NaOCl 5,25%

NaOCl 5,25% +PDT

1 > 300 300 20 > 300 23 10 > 300 29 4 2 > 300 253 8 > 300 232 24 > 300 9 0 3 > 300 300 55 > 300 252 36 > 300 2 1 4 > 300 217 12 > 300 255 15 > 300 3 0 5 > 300 190 8 > 300 38 21 > 300 18 4 6 > 300 300 21 > 300 67 3 > 300 12 2 7 > 300 300 250 > 300 198 39 > 300 5 2 8 > 300 286 24 > 300 47 1 > 300 11 1 9 > 300 300 63 > 300 21 2 > 300 2 0 10 > 300 235 41 > 300 117 3 > 300 1 0

Fuente: Investigación de Campo

Elaboración: Ing. Fernando Guerrero (2018)

La tabla 1 permite observar de modo general el resultado obtenido en las pruebas

de laboratorio en la cual se destaca que existe una abundante contaminación de las

piezas dentarias antes de ser sometidas a la prueba.

4.1. Demostrar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica

actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 1% en la

reducción de Enterococcus faecalis.

53

Tabla 2. Efecto antibacteriano del hipoclorito al 1%, actuando con la terapia

fotodinámica:

N° 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

S1 CONTROL POSITIVO > 300 > 300 > 300 > 300 > 300 > 300 > 300 > 300 > 300 > 300

S2 NaOCl 1% > 300 253 > 300 217 190 > 300 > 300 286 > 300 235

S3 NaOCl 1 % +PDT 20 8 55 12 8 21 250 24 63 41

Fuente: Investigación de Campo


Gráfico 1: Efecto antibacteriano del hipoclorito al 1%, actuando con la

terapia fotodinámica

Dentro de la estadística descriptiva se tiene la tabla 2 y el gráfico 1, en el cual se

evidencia con claridad que los valores obtenidos en la prueba inhibitoria con

hipoclorito al 1% (NaOCl 1%) y luego el grupo con NaOCl 1 % +PDT, son

sumamente diferentes siendo los más bajos aquellos con hipoclorito mas terapia

fotodinámica con lo que se puede demostrar el efecto antibacteriano de la terapia

fotodinámica actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 1%.

Existe la necesidad de demostrar estadísticamente esta diferencia, para ello se aplica

la prueba de rangos de Wilcoxon para muestras relacionadas que se aplica a

variables no paramétricas, cuya prueba se presenta más adelante.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

300

253

300

217190

300 300 286 300

235

20 8

55

12 8 21

250

24

6341

Efecto antibacteriano del hipoclorito al 1%, actuando con la


NaOCl 1%

NaOCl 1 %+PDT

54

Tabla 3. Rangos con signo Wilcoxon hipoclorito de sodio al 1% e Hipoclorito

al 1% más PDT:

N Rango

promedio Suma de rangos

NaOCl 1 % +PDT -

NaOCl 1%

Rangos negativos

5a 3.00 15.00

Rangos positivos

0b 0.00 0.00

Empates 5c

Total 10

Fuente: Investigación de Campo Elaboración: Ing. Fernando Guerrero (2018)

a. NaOCl 1 % +PDT < NaOCl 1% b. NaOCl 1 % +PDT > NaOCl 1% c. NaOCl 1 % +PDT = NaOCl 1%

Los rangos obtenidos de operaciones algebraicas de ambas variables nos dan como

resultado que 5 variables de NaOCl 1 % +PDT son menores que otras 5 de NaOCl

1% y además que 5 de NaOCl 1 % +PDT son iguales a 5 de NaOCl 1%; con estos

datos se realiza la prueba de Wilcoxon.


hipoclorito de sodio al 1% e Hipoclorito al 1% más PDT:

NaOCl 1 % +PDT -

NaOCl 1% Z -2.023b

Sig. asintótica (bilateral) 0.043

a. Prueba de rangos con signo de Wilcoxon b. Se basa en rangos positivos.


En la tabla 4 se presenta el resultado de la prueba de rangos de Wilcoxon para

variables relacionadas como es el caso de la terapia fotodinámica actuando

sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 1%, en la cual el p-valor = 0.043

0.05 (5% de error permitido), esto significa que los valores de la prueba

antibacteriana del hipoclorito de sodio al 1% son estadísticamente diferentes a los

del hipoclorito de sodio al 1% más terapia fotodinámica con lo cual se demuestra

el mayor efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica.

55

4.2. Demostrar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica

actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 2.5% en la

reducción de Enterococcus faecalis

Tabla 5. Efecto antibacteriano del hipoclorito al 2.5%, actuando con la terapia

fotodinámica:

N° 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10


S2 NaOCl 2,5% 23 232 252 255 38 67 198 47 21 117

S3 NaOCl 2,5 % +PDT 10 24 36 15 21 3 39 1 2 3




Dentro de la estadística descriptiva se tiene la tabla 5 y el gráfico 2, en el cual se

demuestra claramente que los valores obtenidos en la prueba inhibitoria con

hipoclorito al 2.5% (NaOCl 2.5%) y luego el grupo con NaOCl 2.5 % +PDT, son

totalmente diferentes, siendo los más bajos aquellos con hipoclorito al 2.5% más

terapia fotodinámica, con lo que se puede demostrar el efecto antibacteriano de la

terapia fotodinámica actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 2.5%.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

23

232252 255

38

67

198

47

21

117

1024

3615 21

3

39

1 2 3

Efecto antibacteriano del hipoclorito al 2.5%, actuando con

la terapia fotodinámica

NaOCl 2,5%

NaOCl 2,5 %+PDT

56

Igualmente existe la necesidad de demostrar estadísticamente esta diferencia, para

ello se aplica la prueba de rangos de Wilcoxon para muestras relacionadas que se

aplica a variables no paramétricas, cuya prueba se presenta más adelante.

Tabla 6. Rangos con signo Wilcoxon hipoclorito de sodio al 2.5% e Hipoclorito

al 2.5% más PDT:

N Rango


NaOCl 2,5 % +PDT -

NaOCl 2,5%

Rangos negativos

10d 5.50 55.00

Rangos positivos

0e 0.00 0.00

Empates 0f

Total 10


d. NaOCl 2,5 % +PDT < NaOCl 2,5% e. NaOCl 2,5 % +PDT > NaOCl 2,5% f. NaOCl 2,5 % +PDT = NaOCl 2,5%


resultado que 10 variables de NaOCl 2.5 % +PDT son menores que otras 10 de

NaOCl 2.5%, con estos datos se realiza la prueba de Wilcoxon


hipoclorito de sodio al 2.5% e Hipoclorito al 2.5% más PDT:

NaOCl 2,5 % +PDT - NaOCl

2,5%

Z -2.803b




También en la tabla 7, se observa el resultado de la prueba de rangos de Wilcoxon

para variables relacionadas como es el caso de la terapia fotodinámica actuando

sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 2.5%, en la cual el p-valor = 0.005

0.05 (5% de error permitido), esto significa que los valores de la prueba

antibacteriana del hipoclorito de sodio al 2.5% son estadísticamente diferentes a los

57

del hipoclorito de sodio al 2.5% más terapia fotodinámica, con lo cual se demuestra

el mayor efecto antibacteriano de la segunda variable.

4.3. Demostrar el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica actuado

sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 5.25% en la reducción

de Enterococcus faecalis


terapia fotodinámica:

N° 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10


S2 NaOCl 5,25% 29 9 2 3 18 12 5 11 2 1

S3 NaOCl 5,25% +PDT 4 0 1 0 4 2 2 1 0 0




Finalmente, en lo referente a la estadística descriptiva, en la tabla 8 y el gráfico 3,

se muestra con mucha claridad que los valores obtenidos en la prueba inhibitoria

con hipoclorito al 5.25% (NaOCl 5.25%) y luego el grupo con NaOCl 5.25% +

PDT, son completamente diferentes, siendo los más bajos aquellos con hipoclorito

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

29

9

23

18

12

5

11

21

4

01

0

42 2

10 0

Efecto antibacteriano del hipoclorito al 5.25%, actuando con la


NaOCl 5,25%

NaOCl 5,25%+PDT

58

más terapia fotodinámica, con lo que se puede demostrar el efecto antibacteriano

de la terapia fotodinámica actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al

5.25%.

También es posible demostrar estadísticamente esta diferencia, para ello se aplica

la prueba de rangos de Wilcoxon para muestras relacionadas que se aplica a

variables no paramétricas.


Hipoclorito al 5.25% más PDT:

N Rango


NaOCl 5,25% +PDT - NaOCl 5,25%

Rangos negativos 10g 5.50 55.00

Rangos positivos 0h 0.00 0.00

Empates 0i

Total 10


g. NaOCl 5,25% +PDT < NaOCl 5,25% h. NaOCl 5,25% +PDT > NaOCl 5,25% i. NaOCl 5,25% +PDT = NaOCl 5,25%


resultado que 10 variables de NaOCl 5.25% + PDT son menores que las 10 de

NaOCl 5.25%; con estos datos se realiza la prueba de Wilcoxon.


hipoclorito de sodio al 5.25% e Hipoclorito al 5.25% más PDT

NaOCl 5,25% +PDT -

NaOCl 5,25% Z -2.809b




59

Así también, en la tabla 10 se presenta el resultado de la prueba de rangos de

Wilcoxon para variables relacionadas como es el caso de la terapia fotodinámica

actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 5.25%, en la cual el p-valor

= 0.005 0.05 (5% de error permitido), esto significa que los valores de la prueba

antibacteriana del hipoclorito de sodio al 5.25% son estadísticamente diferentes a

los del hipoclorito de sodio al 5.25% más terapia fotodinámica, con lo cual se

demuestra el mayor efecto antibacteriano de la variable que acciona con la terapia

fotodinámica.

4.4. Comparar el efecto bactericida de la terapia fotodinámica actuando

sinérgicamente con los diferentes porcentajes de irrigantes

Para realizar las comparaciones entre grupos de las variables hipoclorito de sodio

(NaOCl) y la variable hipoclorito de sodio más láser (NaOCl + PDT) en diferentes

proporciones (al 1%, 2,5% y al 5,25%) se realiza la prueba de normalidad de

Kolmogórov-Smirnov, para determinar si son o no paramétricas.

Gráfico 4: Prueba de normalidad para el hipoclorito de sodio.

60


En los gráficos 4 y 5 se observan los resultados de la prueba de Kolmogórov-

Smirnov para establecer la normalidad de la variable hipoclorito de sodio, en la cual

se obtiene un p-valor (sig.) = 0.000 0.05 (5% de error permitido) esto se interpreta

como que la variable no tiende a ser normal por lo tanto no es paramétrica.

Gráfico 6: Prueba de normalidad para el hipoclorito de sodio más terapia

fotodinámica.

61


más terapia fotodinámica.

En los gráficos 6 y 7 se observan los resultados de la prueba de Kolmogórov-

Smirnov esta vez para establecer la normalidad de la variable hipoclorito de sodio

más terapia fotodinámica (NaOCl + PDT), en la cual se obtiene un p-valor (sig.) =

0.000 0.05 (5% de error permitido) esto se interpreta como que la variable no

tiende a ser normal por lo tanto también es no es paramétrica.

A continuación, se realiza la prueba estadística de Kruskal Wallis, la misma que

permitirá establecer el nivel de relación dentro de los grupos de análisis para

determinar si existe una diferencia estadísticamente significativa, se aplica esta

variable ya que se considera a cada una de las variables como independientes.

Tabla 11. Prueba de Kruskal Wallis para el hipoclorito de sodio en sus

diferentes proporciones:

Supuesto Prueba Sig. Decisión La distribución de Hipoclorito de Sodio es la misma entre las categorías de Grupo de Análisis (1%, 2,5% y 5,25%).

Prueba de Kruskal-Wallis para muestras independientes

0.000 Rechazar el supuesto.

El nivel de significación es de 0.05 Fuente: Investigación de Campo


62

Comparación entre parejas:

Gráfico 8: comparaciones entre parejas del Grupo de análisis Tabla 12. Muestras del rango promedio de muestras del Grupo de análisis

comparadas con hipoclorito de sodio:


El análisis de la tabla 12 se basa en que cada fila presenta una comparación entre

pares del grupo de análisis, en donde se demuestra que al comparar el resultado del

hipoclorito de sodio al 5,25% con el concentrado de éste al 2,5%, se obtiene un p-

valor (sig. Ajust.) = 0.021 0.05 (5% de error permitido), esto indica que los

resultados son totalmente diferentes; así también, se compara el hipoclorito de sodio

al 5,25% con el concentrado al 1%, se obtiene un p-valor (sig. Ajust.) = 0.000

0.05 (5% de error permitido), esto indica nuevamente que los resultados son

diferentes y por tanto son estadísticamente significativos; al comparar el resultado

del hipoclorito de sodio al 2,5% con el concentrado del mismo al 1% se obtiene un

p-valor (sig. Ajust.) = 0.110 0.05 (5% de error permitido), esto indica que los

resultados no son muy diferentes, esto es que no hay una diferencia estadísticamente

significativa. Así se demuestra que las distribuciones de las tres muestras de

63

hipoclorito son diferentes entre sí y que el más efectivo es aquello con una

concentración del 5,25%.

Gráfico 9: Prueba de Kruskal Wallis para hipoclorito de sodio en diferentes

concentraciones

El gráfico 9 permite observar de modo más claro la diferencia entre el compuesto

de hipoclorito de sodio en sus tres concentraciones, el diagrama de caja y bigote

indica la diferencia entre cada distribución, lo cual permite verificar la efectividad

del hipoclorito de sodio al 5,25% con la de menor contaminación.

64

Tabla 13. Prueba de Kruskal Wallis para el hipoclorito de sodio más PDT en

sus diferentes proporciones:

Supuesto Prueba Sig. Decisión La distribución de Hipoclorito de

Sodio más Láser es la misma entre las categorías de Grupo de Análisis

(1%, 2,5% y 5,25%).

Prueba de Kruskal-Wallis para muestras

independientes

0.000 Rechazar el supuesto.

El nivel de significación es de 0.05 Fuente: Investigación de Campo


Comparación entre parejas:

Gráfico 10: comparaciones entre parejas del Grupo de análisis

Tabla 14. Muestras del rango promedio de muestras del Grupo de análisis

comparadas con hipoclorito de sodio más terapia fotodinámica:


65

El análisis de la tabla 14 se basa en que cada fila presenta una comparación entre

pares del grupo de análisis, en donde se demuestra que al comparar el resultado del

hipoclorito de sodio más terapia fotodinámica al 5,25% con el concentrado de éste

al 2,5% más terapia fotodinámica, se obtiene un p-valor (sig. Ajust.) = 0.026 0.05

(5% de error permitido), esto indica que los resultados son totalmente diferentes;

así también, se compara el hipoclorito de sodio al 5,25% más terapia fotodinámica

con el concentrado al 1% más terapia fotodinámica, se obtiene un p-valor (sig.

Ajust.) = 0.000 0.05 (5% de error permitido), esto indica nuevamente que los

resultados son diferentes y por tanto son estadísticamente significativos; al

comparar el resultado del hipoclorito de sodio al 2,5% más láser con el concentrado

del mismo al 1% + PDT se obtiene un p-valor (sig. Ajust.) = 0.419 0.05 (5% de

error permitido), esto indica que los resultados no son muy diferentes, esto es que

no hay una diferencia estadísticamente significativa. Así se demuestra que las

distribuciones de las tres muestras de hipoclorito son diferentes entre sí y que el

más efectivo es aquello con una concentración del 5,25%.

Gráfico 11: Prueba de Kruskal Wallis para hipoclorito de sodio en diferentes

concentraciones

66

Finalmente, el gráfico 11 permite observar también la diferencia entre el compuesto

de hipoclorito de sodio en sus tres concentraciones más terapia fotodinámica, el

diagrama de caja y bigote indica nuevamente la diferencia entre cada distribución,

lo cual permite verificar una vez la efectividad del hipoclorito de sodio al 5,25%

más terapia fotodinámica con la mínima contaminación más terapia fotodinámica.

Luego de realizado el análisis de los resultados de la investigación se puede afirmar

que, la terapia fotodinámica como coadyuvante del hipoclorito de sodio tiene un

efecto desinfectante efectivo y que la terapia fotodinámica actuando como

coadyuvante al hipoclorito de sodio en concentraciones altas, tiene mayor efecto

antibacteriano en reducción de un biofilm maduro de Enterococcus faecalis.

67

CAPITULO V

Discusión, conclusiones y recomendaciones

5.1. Discusión

Este estudio utilizó tres grupos con una muestra de 10 órganos dentarios en cada

uno, en los que se inoculó una cepa bacteriana de Enterococcus faecalis que se

incubó durante 21 días, la desinfección se llevó a cabo empleando en G1: NaOCl

1% + PDT, G2: NaOCl 2.5% + PDT, y en G3: NaOCl 5.25% + PDT, se tomaron

tres muestras una antes de cualquier manobra, otra posterior a la desinfección

quimico – mecanica y la última después del uso de PDT.

Uno de los propósitos fundamentales de esta investigación fue conseguir un biofilm

maduro de 21 días de Enetrococcus faecalis, para tener resultados más fehacientes

y objetivos cercanos a la realidad, sabiendo que un biofilm maduro posee mayor

capacidad defensiva, por ende es más difícil de eliminar y que el microorganismo

es considerado uno de los más resistentes y asociado a fallas en el tratamiento de

conductos.

Nuestros resultados sugieren que el uso de la terapia fotodinámica como un

coadyuvante al tratamiento endodóntico convencional conduce a una reducción

adicional estadísticamente significativa del biofilm bacteriano (P <0.05), y que

mientras mayor es la concentración del irrigante la desinfección es superior.

A la fecha no encontramos estudios in vitro análogos realizados en biopelículas

maduras de Enterococcus faecalis, sin embargo encontramos estudios similares al

presente, como el realizado por Soukos (39), donde utilizaron 48 dientes de raíz

única en los que se incubó el inoculo de Enterococcus faecalis por 3 días para

conseguir el biofilm que fue usado en los estudios de PDT, cabe mencionar que en

este estudio se realizó una preparación químico - mecánica previa a la colocación

68

del inoculo dentro de los canales radiculares, mas no antes del uso de PDT, su

análisis arrojó una reducción significativa de células viables (P < 0,005).

Del mismo modo podemos citar a Souza (37), quien realizó un estudio similar al

nuestro en el que incubó 26 dientes ulterior a la contaminación de sus canales con

Enterococcus faecalis durante 7 días, posterior a ello, realizó una desinfección

químico – mecánica con NaOCl al 2,5% y de manera subsiguiente usó PDT,

tomando muestras antes de la instrumentación, después de la misma y al finalizar

el uso de PDT; en este caso se realizaron análisis intragrupales para examinar la

capacidad de cada procedimiento en la reducción los recuentos bacterianos en

comparación con las condiciones previas; se encontró una reducción

estadísticamente significativa en el número de UFC de S1 a S2, así como de S1 a

S3 (P < 0,001).

Por otro lado Olivera (8), estudió la eficacia de desinfección de NaOCl 1% asociado

con PDT y de NaOCl 5.25% asociado con PDT en 10 dientes uniradiculares por

cada grupo, incubando los dientes colmados del inóculo de Enterococcus faecalis

por 72 horas, realizo en conteo de las UFC, con muestras tomadas antes y después

de la desinfección final; determinando que la reducción en el número de UFC de

S1 a S2 fue estadísticamente significativa para los dos grupos (P < 0,001) y además

que en el grupo donde se usó NaOCl 5,25% asociado con PDT, se verificó una

reducción significativa del microorganismo.

Como se pudo observar en los párrafos anteriores, existen estudios que respaldan y

elevan la trascendencia y veracidad de nuestro estudio cuyos resultados que

cumplen con los propósitos de la investigación.

Se puede aseverar que el estudio realizado es relevante y constituye una valiosa

ayuda en la instrucción endodóntica, debido a que se determinó el efecto

coadyuvante que proporciona la terapia fotodinámica a la instrumentación químico

– mecánica utilizando hipoclorito de sodio en diferentes concentraciones como

irrigante.

69

5.2. Conclusiones

i. Se logró determinar que la terapia fotodinámica actúa eficazmente como

coadyuvante al hipoclorito de sodio en la reducción de Enterococcus

faecalis

ii. Se demostró el efecto antibacteriano de la terapia fotodinámica actuando

sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 1% en la reducción de


iii. Se concluye que de la terapia fotodinámica tiene efecto antibacteriano

coveniente actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al 2.5%

en la reducción de Enterococcus faecalis.

iv. Queda demostrado el considerable efecto antibacteriano de la terapia

fotodinámica actuando sinérgicamente junto al hipoclorito de sodio al

5.25% en la reducción de Enterococcus faecalis.

v. Se comparó el efecto bactericida entre los diferentes porcentajes de

irrigantes actuando sinérgicamente con la terapia fotodinámica y se logró

demostrar que a mayor concentración del irrigante mayor es la desinfección

y la acción sinérgica de la terapia fotodinámica es favorable.

70

5.3. Recomendaciones

i. Se recomienda el uso de irrigantes con mayor concentración para la

desinfección químico -mecánica del sistema de conductos, principalmente

en casos asociados a biofilm y el uso a la par de PDT.

ii. Se recomienda realizar un estudio de terapia fotodinámica actuando

sinérgicamente con irrigación ultrasónica en la desafección de conductos

radiculares.

iii. Se recomienda realizar estudios similares in vivo, para determinar el

pragmatismo de PDT.

iv. Podemos recomendar realizar estudios similares con el uso de biofilm

multiespecies.

v. Recomendamos realizar estudios de este tipo con microorganismos aislados

del conducto radicular.

71

BIBLIOGRAFÍA

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76

ANEXOS

ANEXO A. Certificado de donación de dientes

77

ANEXO B: Aprobación para el uso de la Clínica de Radiología de Facultad

de Odontología de la Universidad Central del Ecuador

78

ANEXO C: Aprobación para el uso del Laboratorio de Prótesis de Facultad

de Odontología de la Universidad Central del Ecuador

79

ANEXO D: Aprobación para el uso del Laboratorio Clínico Bacteriológico de

Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador

80

ANEXO E. Certificado de haber realizado la investigación Laboratorio

Clínico Bacteriológico de Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad

Central del Ecuador

81

ANEXO F. Factura de compra de la cepa bacteriana

82

ANEXO G. Certificado de autenticidad de la cepa de Enterococcus Faecalis

ATCC 29212

84

ANEXO H. Certificado de esterilización del material e instrumental utilizado

85

ANEXO I. Autorización para la eliminación de desechos infecciosos en el

Laboratorio Clínico Bacteriológico de la Facultada de Ciencias Químicas de

la Universidad Central del Ecuador

86

ANEXO J: Protocolo de manejo de desechos infecciosos del Laboratorio

Clínico Bacteriológico de Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad

Central del Ecuador

87

ANEXO K: Autorización para la eliminación de desechos

anátomopatologicos en las Clínicas de Facultad de Odontología de la

Universidad Central del Ecuador

88

ANEXO L. Tabla de recolección de datos

89

ANEXO M: Cartas de Idoneidad ética y experticia del investigador y del

tutor

91

ANEXO N: Cartas de Confidencialidad del investigador y del tutor

93

ANEXO Ñ: Declaración de Conflicto de Intereses del investigador y del tutor

95

ANEXO O. Certificado de autenticidad de tema otorgado por la biblioteca

96

ANEXO P. Certificado de Viabilidad Ética otorgado por el Subcomité de

Ética de Investigación en Seres Humanos de la Universidad Central del

Ecuador

98

ANEXO Q. Certificado de renuncia a los derechos de autor y propiedad

intelectual del trabajo estadístico

99

ANEXO R: Resultados de análisis de URKUND

100

ANEXO S: Autorización de Publicación en el Repositorio

102

ANEXO T: Certificado de Traducción del Resumen

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