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1 Patrones y procesos que condicionan la biodiversidad en ambientes naturales y modificados por la actividad humana en la ecorregión Pampeana: estrategias para mitigar problemáticas ambientales basadas en estudios ecológicos y genéticos 6- PLAN DE TRABAJO 6.1. Objetivo general Evaluar mediante un enfoque polifacético el impacto antropogénico sobre distintos niveles de organización biológica con el propósito de proponer estrategias orientadas a solucionar problemáticas socio-ambientales. En el proyecto se abordan las principales problemáticas ambientales de la ecorregión “Pampeana”, las que se asocian fundamentalmente con la expansión de las actividades agrícolo-ganaderas y el crecimiento de la urbanización. Entre las problemáticas ecológicas más importantes se cuentan la degradación de sistemas acuáticos por contaminación y eutroficación, las pérdidas y/o cambios en la diversidad en sistemas terrestres y acuáticos, la proliferación de especies indeseables y las enfermedades emergentes de origen animal. Dadas las fortalezas de los grupos de investigación del IEGEBA que participan del presente proyecto, el objetivo general apunta a analizar estas problemáticas ambientales con un enfoque que combina estudios ecológicos y genómicos. En este sentido, la propuesta es superadora respecto a las líneas que desarrollan los distintos grupos individualmente, ya que permite un abordaje más integrado de los distintos problemas ecológicos de la región. 6.2. Objetivos específicos 1- Analizar el impacto antrópico sobre ecosistemas acuáticos urbanos y proponer medidas de manejo orientadas a mitigar el creciente deterioro ambiental. Se analizará el impacto de diferentes condicionantes urbanos sobre la diversidad microbiana, la persistencia, características y naturalización de bacterias y patógenos de origen fecal, y se evaluarán intervenciones in situ tendientes a la rehabilitación ecológica de estos sistemas. 2- Identificar los impactos de las actividades humanas sobre la diversidad taxonómica y funcional. Se analizará la congruencia de patrones espaciales de diversidad de organismos terrestres y acuáticos en un gradiente de uso agrícola de la tierra. Esto permitirá identificar bioindicadores de distintos grados de disturbio con el fin de contribuir a generar pautas para la conservación de la biodiversidad. 3- Caracterizar poblaciones de especies de roedores y mosquitos de importancia sanitaria y económica en ambientes con distinto grado de intervención antrópica en la ecorregión Pampeana desde un enfoque ecológico, parasitológico y genómico-poblacional para contribuir a la planificación de estrategias de prevención, control y manejo.
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Patrones y procesos que condicionan la biodiversidad en ambientes naturales y modificados por la actividad humana en la ecorregión Pampeana: estrategias para mitigar problemáticas ambientales basadas en estudios ecológicos y genéticos
6- PLAN DE TRABAJO
6.1. Objetivo general
Evaluar mediante un enfoque polifacético el impacto antropogénico sobre distintos niveles de organización
biológica con el propósito de proponer estrategias orientadas a solucionar problemáticas socio-ambientales.
En el proyecto se abordan las principales problemáticas ambientales de la ecorregión “Pampeana”, las que se
asocian fundamentalmente con la expansión de las actividades agrícolo-ganaderas y el crecimiento de la
urbanización. Entre las problemáticas ecológicas más importantes se cuentan la degradación de sistemas
acuáticos por contaminación y eutroficación, las pérdidas y/o cambios en la diversidad en sistemas terrestres y
acuáticos, la proliferación de especies indeseables y las enfermedades emergentes de origen animal. Dadas las
fortalezas de los grupos de investigación del IEGEBA que participan del presente proyecto, el objetivo general
apunta a analizar estas problemáticas ambientales con un enfoque que combina estudios ecológicos y
genómicos. En este sentido, la propuesta es superadora respecto a las líneas que desarrollan los distintos grupos
individualmente, ya que permite un abordaje más integrado de los distintos problemas ecológicos de la región.
6.2. Objetivos específicos
1- Analizar el impacto antrópico sobre ecosistemas acuáticos urbanos y proponer medidas de manejo
orientadas a mitigar el creciente deterioro ambiental. Se analizará el impacto de diferentes condicionantes
urbanos sobre la diversidad microbiana, la persistencia, características y naturalización de bacterias y
patógenos de origen fecal, y se evaluarán intervenciones in situ tendientes a la rehabilitación ecológica de
estos sistemas.
2- Identificar los impactos de las actividades humanas sobre la diversidad taxonómica y funcional. Se analizará
la congruencia de patrones espaciales de diversidad de organismos terrestres y acuáticos en un gradiente de
uso agrícola de la tierra. Esto permitirá identificar bioindicadores de distintos grados de disturbio con el fin
de contribuir a generar pautas para la conservación de la biodiversidad.
3- Caracterizar poblaciones de especies de roedores y mosquitos de importancia sanitaria y económica en
ambientes con distinto grado de intervención antrópica en la ecorregión Pampeana desde un enfoque
ecológico, parasitológico y genómico-poblacional para contribuir a la planificación de estrategias de
prevención, control y manejo.
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3.a Determinar la estructuración poblacional y la cohesividad genética interpoblacional de Ae. aegypti en
un gradiente urbano- rural y de dos especies de roedores de importancia económico-sanitaria, Rattus
norvegicus y Oligoryzomys flavescens, en sistemas con distinto grado de intervención antrópica (áreas
urbanas, parques urbanos, sistemas de producción intensiva, agroecosistemas y parques nacionales) por
medio de estudios genómico-poblacionales
3.b. Identificar posibles vías de dispersión pasiva o activa dentro del gradiente urbano-rural en Ae.
aegypti y la relación entre la estructura del paisaje y el patrón de dispersión de R. norvegicus y O.
flavescens en sistemas con distinto grado de intervención antrópica.
3.c. Estimar a partir del análisis de la variabilidad genómica el área mínima de dispersión activa de Ae.
aegypti y de los roedores, R. norvegicus y O. flavescens, con el fin de establecer para cada caso, la escala
espacial que debiera considerarse en la implementación de acciones efectivas de prevención (ej.
cantidad de manzanas libres de criaderos de mosquitos o de roedores; o control focal de vectores o de
roedores).
3.d. Describir las comunidades y características poblacionales de roedores en distintos ambientes y
detectar la presencia de anticuerpos o de patógenos que impliquen riesgo para la salud humana o de
animales de cría (leptospirosis, toxoplasmosis, brucelosis, trichinella, hantavirus).
3.e. Establecer si el origen geográfico de las poblaciones de Ae. aegypti introducidas en la ecorregión, es
único o responde a múltiples poblaciones fuentes.
3.f. Analizar la correspondencia entre la variabilidad molecular y morfológica, con el fin de validar los
agrupamientos observados para poblaciones de Buenos Aires de Ae. aegypti mediante estudios de
morfometría geométrica.
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6.3. Introducción, conocimientos existentes y resultados previos
6.3.a) Introducción general
Los profundos cambios que están teniendo lugar en el planeta debido a las actividades humanas dieron lugar al
término “Antropoceno” para referirnos al período actual, en el cual las condiciones de la Tierra y sus procesos
están siendo fuertemente modificados por las actividades antrópicas (e.g. Monastersky 2015). Los seres
humanos han transformado entre un 40 y un 50% de la superficie libre de hielo del planeta, cambiando
pastizales, bosques y humedales por sistemas agrícolas, forestales y urbanos (e.g. Chapin et al., 2000; Hanski,
2005), con variado impacto sobre la biodiversidad. Los efectos más importantes están asociados a cambios en el
uso de la tierra, cambio climático, deposición de nitrógeno, intercambio biótico y aumentos en el dióxido de
carbono per se (Sala et al., 2000). El impacto de las modificaciones ambientales de origen antrópico sobre la
biodiversidad es tan relevante que ha desencadenado el sexto mayor evento de extinción masiva de especies en
la historia de la vida, siendo el cambio climático uno de los factores más críticos (e.g. Chapin et al., 2000; Thomas
et al., 2004; Urban, 2015). A su vez, los cambios en la diversidad influyen sobre los servicios ecosistémicos con
perjuicio para el propio ser humano.
Los efectos de las actividades humanas sobre la biodiversidad abarcan todos los niveles de organización
biológicos: genético, poblacional, comunitario, ecosistémico y de paisaje. En este escenario, la Genómica y la
Bioinformática son áreas que pueden complementarse con la Ecología para contribuir a evaluar los cambios
provocados por las actividades humanas, así como a generar herramientas que permitan mitigar sus efectos
adversos. En los últimos años estas áreas han experimentado un desarrollo explosivo, tanto conceptual como
metodológico, abriendo nuevos campos de investigación que llevaron a la obtención de los genomas de especies
representativas de todos los dominios de la vida. Estos logros estimularon el desarrollo de nuevas metodologías
(secuenciación masiva de genomas y transcriptomas, metagenómica) y técnicas (genotipificación por
secuenciación), promoviendo nuevas perspectivas para el estudio de la biodiversidad, la conservación, el manejo
sustentable y la salud humana.
En Argentina la ecorregión Pampeana (que será el área focal en este proyecto) es una de las que ha sufrido
mayores transformaciones, con un gran incremento de la agricultura y espacios urbanos (Viglizzo et al., 2006).
En este contexto, los objetivos apuntan a abordar en forma integrada y polifacética el estudio del impacto
antropogénico sobre distintos niveles de organización biológica y a diferentes escalas de análisis.
Una de las problemáticas en la región es el deterioro de ambientes acuáticos (eutrofización y contaminación).
Esto implica empobrecimiento de la calidad del agua, cambios en la diversidad e incremento en la abundancia de
especies indeseables (cianobacterias tóxicas y bacterias patógenas) (Moss, 2010; Havens & Pearl, 2015;
Vörösmarty et al., 2010). Para analizar esta problemática se propone un abordaje ecológico-genómico. Las
tecnologías denominadas Next Generation Sequencing (NGS), entre ellas la plataforma Illumina, han
incrementado enormemente los rendimientos de secuenciación. En la última década, el uso de NGS ha
permitido un gran avance en el conocimiento de la ecología microbiana (Schuster, 2007; Metzker, 2010),
destacando su utilidad en el biomonitoreo de aguas y suelos (Baird y Hajibabaei, 2012), la evaluación de
proyectos de restauración de ecosistemas (Montoya et al., 2012; Williams et al., 2014; Mijangos et al., 2015), la
determinación del origen de contaminantes biológicos (source tracking analysis) (Santo Domingo et al., 2007;
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Unno et al., 2010; Cao et al., 2013), así como la caracterización de comunidades microbianas en ambientes
naturales diversos.
Otro abordaje que permite entender el impacto de cambios de origen antrópico sobre la biodiversidad es
analizar patrones de biodiversidad a macroescala a lo largo de gradientes de paisajes con diferente grado de
modificación. A esta escala de análisis, entre los componentes esenciales de la biodiversidad se incluyen la
diversidad taxonómica (alfa), el cambio en la composición de especies entre hábitats (beta), la diversidad de
rasgos funcionales y las funciones que las especies cumplen en los ecosistemas (ej. Magurran 2004; Verhoef &
Morin 2010). En la última década, diferentes trabajos sobre ecología de comunidades, tanto terrestres como
acuáticas, han abordado el análisis conjunto de las diversidades taxonómica, funcional y filogenética (Devictor et
al. 2010, Meynard et al. 2011, Corbelli et al. 2015; Izaguirre et al., 2015). Algunos de ellos han analizado
conjuntamente los efectos del uso de la tierra (e.g., Flynn 2009) o la eutrofización de lagos sobre los diferentes
componentes de la diversidad (e.g. Izaguirre et al., 2012).
Por otro lado, las perturbaciones ambientales pueden afectar muchos procesos ecológicos involucrados en la
emergencia de enfermedades infecciosas (Suzan et al. 2015), particularmente las de origen animal (Taylor et al.
2001). En ambientes con mayor grado de intervención antrópica, los roedores y los mosquitos se encuentran
entre los principales organismos responsables de la transferencia de agentes infecciosos causantes de
enfermedades como dengue, fiebre amarilla, Síndrome Pulmonar por hantavirus y leptospirosis en humanos
(Glass, 1997; Webster et al., 1995). El riesgo para la salud pública depende de las características del ambiente ya
que éstas determinan tanto la abundancia de los reservorios, vectores y sus patógenos como las actividades del
hombre en esos ambientes. Por lo tanto, los planes de prevención y control deberán ser desarrollados en forma
específica para cada tipo de ambiente. La transmisión y expansión de los patógenos depende de características
ecológicas de los hospedadores, tales como su estructura poblacional y rango de movimientos. La dispersión se
traduce en flujo génico dentro y entre poblaciones, por lo que el estudio de la estructuración genética es una
herramienta fundamental para conocer el grado de conectividad entre distintos sitios y, por ende, las
probabilidades de transmisión y expansión de los patógenos, contribuyendo a mejorar las estrategias de
prevención de enfermedades (Gonzalez Ittig et al. 2016; McCallum & Dobson 2002, Taylor et al., 2008). En este
proyecto evaluaremos la estructura poblacional de vectores de enfermedades valiéndonos de uno de los
avances más notorios que se dio en la genómica poblacional de los últimos años, que es la implementación de la
Secuenciación Masiva Asociada a Sitios de Restricción (Restriction site-associated DNA sequencing (RAD- Seq)
(Peterson et al., 2012). RAD-Seq es un método que permite descubrir SNP (Single Nucleotide Polymorphisms) y
muestrear de forma económica, miles de sitios genómicos en muchos individuos. Esto lo convierte en el método
de elección en estudios genéticos poblacionales a distintas escalas geográficas y ambientales, como los que se
plantean en este proyecto.
En conjunto, este proyecto apunta al fortalecimiento de la capacidad técnica y científica de nuestro país,
incorporando un análisis multifacético de la problemática ambiental de la región y aportando prácticas concretas
de mitigación o rehabilitación asociadas a las mismas.
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6.3. b) Principales contribuciones de otros al problema o interrogante
El área focal del proyecto es una de las que ha sufrido las mayores transformaciones antropogénicas de la
Argentina, con la consecuente degradación de los ecosistemas, tanto por la expansión de las actividades
agrícolo-ganaderas como por el crecimiento de las zonas urbanas.
En lo que respecta a centros urbanos, el Área Metropolitana de Buenos Aires (AMBA) comprendida en la
ecorregión, presenta graves problemas de degradación ambiental (Herrero, 2004). Un ejemplo es la aceleración
de la eutrofización de sus cuerpos de agua como resultado de varios factores antrópicos, entre ellos el cambio
en el uso de la tierra (Capítulo et al., 2010). En las últimas décadas se ha revalorizado tanto la importancia de las
funciones ecosistémicas de los ambientes acuáticos-terrestres como el papel primordial de los mismos en el
bienestar humano (Millenium Ecosystem Assesment, 2005). Uno de los problemas que enfrentan en la
actualidad los centros urbanos es el deterioro de sus cuerpos de agua, los cuales han sido sometidos a fuertes
presiones antropogénicas como resultado de su uso y transformación por las necesidades humanas (Paul &
Meyer, 2001). Meyer (2005) denominó al conjunto de efectos el “síndrome del arroyo urbano”, distinguiéndose
una serie de síntomas que afectan a procesos característicos de estos ecosistemas (Walsh et al., 2009): mayor
escurrimiento superficial por la impermeabilización del suelo asociada a una aceleración de la velocidad con la
que el exceso de agua drena sobre el cauce; elevados niveles de nutrientes y materia orgánica, presencia de
sustancias tóxicas tales como metales pesados y agroquímicos; mayor simplicidad en la estructura del canal; y a
nivel biológico, una mayor eutrofización de las aguas, mayor abundancia de especies tolerantes y pérdida de las
más sensibles, y una menor captación de nutrientes y materia orgánica (Paul & Meyer, 2001; Walsh et al., 2009).
En este contexto, la restauración de ecosistemas es un área de gran expansión en el mundo (Palmer et al., 2007;
Aronson y Alexander, 2013) y en particular en Latinoamérica y Argentina (Arnesto et al., 2007; Zuleta et al.,
2015), siendo una de las prioridades reconocidas en el Plan Nacional Argentino de Ciencia y Técnica y por la
Secretaría de Ambiente de la Nación. En particular, la restauración o rehabilitación de ambientes acuáticos
urbanos ha tomado renovado impulso en Argentina desde distintas entidades de gestión ambiental (ACUMAR,
2010), y es un área en activo crecimiento (Zuleta et al., 2012; Faggi & Breuste, 2015). Desde hace ya varias
décadas se han implementado diversas estrategias para la restauración y mejoramiento de ríos y arroyos
urbanos (Palmer et al., 2007). Una de las estrategias de rehabilitación biológica, tanto en sistemas lóticos como
en lénticos es el trasplante y establecimiento de macrófitas nativas debido a sus diversas funciones
ecosistémicas (Larned et al., 2006; Riis et al., 2009). La vegetación acuática puede mejorar la retención de
nutrientes de manera directa, incorporando nutrientes a su biomasa desde los sedimentos o la columna de
agua, o indirectamente, incrementando la superficie disponible para el crecimiento de algas epífitas que
absorban nutrientes (Riis et al., 2012; Peipoch et al., 2014); a su vez puede afectar a otros factores tales como la
velocidad de la corriente, el metabolismo ecosistémico, la remoción de materia orgánica, además de generar
nuevos hábitats para organismos autótrofos, macroinvertebrados y otros organismos acuáticos (Allan y Castillo,
2007). Las experiencias citadas en literatura de re-inserción de macrófitas en sistemas lóticos han evidenciado
resultados promisorios en cuanto a la recolonización de las macrófitas (Larned et al., 2006; Riis et al., 2009).
Asimismo, el proyecto se enfoca en los cambios en patrones de biodiversidad como consecuencia de las
actividades humanas. En este sentido, cabe señalar que a nivel global la pérdida de la biodiversidad es una de las
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principales consecuencias de la transformación del hábitat por el hombre (Olden & Poff, 2004). Muchas
actividades humanas contribuyen a la degradación de ambientes naturales, pero la urbanización (McKinney
2006), la agricultura (Donald, 2004; Fearnside, 2001), la forestación (Lindenmayer & Hobbs, 2004; Zurita et al.,
2006) y la ganadería (Petit et al., 1999) son los responsables principales en los últimos 50 años (Myers et al.,
2000). La respuesta de las especies a los disturbios humanos dependerá de sus requerimientos particulares, las
características ecológicas y sus asociaciones con el hábitat (Dormann et al., 2007). En los inicios de la ecología
como ciencia formal la diversidad fue estudiada fundamentalmente en ambientes naturales o seminaturales. La
gran expansión a nivel global de las actividades humanas que implican un uso extensivo de la tierra ocurrida en
las últimas décadas, resultó en la modificación y reemplazo de grandes extensiones de ambientes naturales.
Consecuentemente, han aumentado los trabajos que documentan las diferencias entre ensambles de diferentes
taxa entre ambientes naturales (o seminaturales) y ambientes modificados por las actividades humanas. No
obstante, son pocos los trabajos que analizan explícitamente las diferencias en la diversidad entre ambientes
naturales y ambientes modificados por el uso antrópico de la tierra que ocurren a lo largo de gradientes
ambientales (e.g. Clergeau et al. 2006, Mastrangelo & Gavin 2012);
El tercer objetivo del proyecto se focaliza en las enfermedades emergentes de origen animal más importantes
de la región. En este sentido, el estudio de la ecología de roedores recibió gran atención en nuestro país
especialmente a partir de la vinculación de roedores silvestres con la transmisión de la Fiebre Hemorrágica
Argentina (Maiztegui & Sabattini 1977, Maiztegui et al. 1986, Kravetz & Polop 1983). En los últimos años ha
surgido como enfermedad emergente el Síndrome Pulmonar por Hantavirus (SPH), cuyos principales reservorios
en la zona central de la Argentina son roedores del género Oligoryzomys (López et al. 1996, Levis et al. 1997,
1998, Padula et al. 2000, Palma et al. 2012, Gonzalez-Ittig et al. 2014). La leptospirosis, brucelosis y triquinosis
son otras zoonosis comunes de incidencia mundial (World Health Organization 2011) transmitidas por roedores
como Rattus norvegicus. En esta especie estudios genético-poblacionales mostraron una estructuración
poblacional compleja ligada a la heterogeneidad del paisaje urbano (Kajdacsi et al. 2013)
Otro de los vectores de importancia sanitaria para el país es el mosquito Aedes (Stegomyia) aegypti, que es el
principal transmisor de arbovirus. El transporte pasivo de huevos a través de mercaderías constituye el
mecanismo que explica las vías de colonización a las principales ciudades tropicales, subtropicales y templadas.
Los movimientos dispersivos activos por la actividad de ovipostura de las hembras son de crucial importancia
para la evaluación y control de los focos de transmisión. Estudios genético-poblacionales han permitido
determinar que las hembras de Ae. aegypti suelen dispersarse a distancias muy cortas desde sus sitios de cría
originales (Getis et al. 2003). Estudios realizados en la región reconocieron tres grupos de haplotipos
mitocondriales (Rondan Dueñas et al. 2009), dos de los cuales definen dos rutas bien diferenciadas -una por el
NEA con origen desde Brasil y Paraguay y otra por el NOA con origen desde Bolivia-, y un tercer grupo, que
mostró altos niveles de diversidad de haplotipos que podrían tratarse de poblaciones relictuales del periodo de
erradicación vectorial (1954-1963). Estudios más recientes combinando morfometría geométrica de las alas y
marcadores moleculares mostraron variaciones estacionales en su estructura genética y variaciones temporales
pronunciadas en la conformación de las alas (Louise et al. 2015).
6.3.c) Principales contribuciones al tema por parte del grupo del proyecto
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Los investigadores que conforman el grupo del presente proyecto han llevado a cabo numerosos estudios
previos vinculados con los distintos aspectos que se abordan en la propuesta.
En lo que respecta a la degradación de sistemas acuáticos urbanos (Objetivo 1), varios trabajos han encarado el
estudio de la calidad de agua en arroyos y ríos pampeanos, estudiándose las comunidades microbianas a través
de aproximaciones múltiples de experimentación combinadas con relevamientos a campo. En particular, en la
cuenca del Río Luján se trabajó con distintas escalas espaciales y temporales para evaluar la contaminación del
cauce principal y tributarios con un enfoque ecológico a nivel de cuenca (O’Farrell et al. 2002, Maidana et al.
2005, Pizarro et al. 2007, Lombardo et al. 2010, Gómez & O’Farrell 2014, Padulles, 2014). Por otro lado, se ha
trabajado en arroyos contaminados del Área Metropolitana de Buenos Aires (AMBA). Una de estas
investigaciones se realizó en el arroyo San Francisco (Pdo. Almte. Brown), en el cual se ha detectado una elevada
contaminación orgánica y microbiológica con una alta frecuencia de bacterias indicadoras de contaminación
fecal (Efron et al., 2014). En este curso de agua se ha evaluado la posibilidad de implementar estrategias de
restauración a través de la reintroducción de plantas acuáticas nativas. Otras investigaciones se focalizaron en la
eutroficación de lagunas y lagos urbanos de la región; particularmente, se estudiaron los estados avanzados de
eutroficación en algunos lagos urbanos de la ciudad de Buenos Aires, proponiéndose de manera preliminar
estrategias de manejo (Fazio & O´Farrell, 2005; Sinistro et al., 2013). Por otro lado, varios trabajos previos
analizaron distintos aspectos vinculados con la eutroficación de lagunas pampeanas, en los que se evidenció la
recurrencia de floraciones de cianobacterias potencialmente tóxicas en algunos sistemas (Izaguirre et al., 2015;
O´Farrell et al., 2015)
En relación a estudios focalizados en el análisis de patrones espaciales de diversidad a distintas escalas
geográficas (Objetivo 2), existen varios trabajos previos realizados por investigadores del IEGEBA que participan
del presente proyecto. Algunos de ellos se han centrado en los procesos ecológicos que causan los patrones de
diversidad y en cómo éstos son modificados por las actividades humanas (particularmente el uso extensivo de la
tierra). Estos trabajos abordan el estudio de los patrones espaciales de diversidad que se expresan a lo largo de
gradientes ambientales generados por actividades humanas, investigándose las causas que los generan, y
utilizando una variedad de modelos biológicos (aves, artrópodos, plantas herbáceas). Algunas investigaciones
involucraron el análisis conjunto de los patrones de diversidad taxonómica, funcional y filogenética (Corbelli et
al. 2015), contribuyendo a analizar el impacto del uso de la tierra según el bioma en el cual la actividad se
desarrolla (e.g. Filloy et al., 2010; Bellocq et al. 2012). Análogamente a lo que se ha mencionado para patrones
de diversidad en ecosistemas terrestres, otros investigadores del Instituto han llevado a cabo estudios a
macroescala en sistemas acuáticos continentales, analizándose gradientes de biodiversidad taxonómica,
funcional y genética (cuyos modelos de estudio fueron microorganismos planctónicos) en lagos a lo largo de
gradientes latitudinales (e.g. Schiaffino et al. 2011; Izaguirre et al., 2016), y evidenciándose el efecto del estado
trófico en la biodiversidad de productores primarios y heterótrofos microbianos.
En lo que respecta al objetivo 3, en el IEGEBA se estudian las comunidades de roedores en sistemas urbanos,
agroecosistemas y ambientes naturales desde hace más de 20 años. Se ha descrito la composición de las
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comunidades en distintos ambientes, aspectos de dinámica poblacional, transmisión de enfermedades y fauna
parasitaria (Busch et al. 1992 a y b, Busch et al. 2000, 2001, Suárez et al. 1999, Busch et al. 2004, Gómez
Villafañe et al. 2004, Miño et al. 2007, Miño 2008, Cavia et al. 2009; León et al. 2010, Vadell et al. 2014, Lovera
et al. 2016). Se identificaron los roedores Oligoryzomys flavescens, O. nigripes y Akodon azarae como reservorios
de hantavirus (Suárez et al. 2003, Vadell et al. 2011; Vadell et al. 2016; Vadell & Gómez Villafañe 2016, Maroli et
al. 2015), y se detectaron Leptospira, Trichinella y Brucella en roedores comensales en sistemas de cría intensiva
de ganado y aves (Castaño et al. 2014, Lovera 2016). Se estudió la estructuración genética de M. musculus (León
et al. 2010) en granjas avícolas y de R. norvegicus en ciudad y granjas (Cueto et al. 2009, Gómez Villafañe et al.
2011).
Asimismo, investigadores del IEGEBA han estudiado la ecología de Ae. aegypti en regiones templadas. Estos
estudios han demostrado que las condiciones ambientales más favorables para la dinámica poblacional se dan
en zonas alejadas al Río de la Plata (Schweigmann et al., 2002), y en viviendas bajas con jardín y depósitos
(Carbajo et al., 2004). Durante los inviernos las poblaciones de Ae. aegypti suelen mantenerse casi
exclusivamente como huevos y su dinámica constituye el factor clave que puede determinar el endemismo o la
extinción (Schweigmann et al., 2002, Fischer et al., 2011; De Majo et al. 2013). También se han abordado
estudios relacionados a colonizaciones (Zanotti et al. 2015). El estudio de los movimientos de las hembras para
la ovipostura desde bordes urbanizados ha mostrado que las distancias de dispersión activa son muy bajas (15-
35 mts.) y compatibles con los límites de una manzana (Bergero et al., 2013). La conclusión principal de estos
estudios es que la percepción del riesgo, el grado de conocimiento y actitudes de la población humana para la
prevención de enfermedades vectoriales requieren de hábitos ambientales saludables en los ambientes de
residencia, trabajo o estudio (Schweigmann et al., 2009).
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6.3.d) Resultados preliminares
En lo que respecta al objetivo 1, los estudios previos realizados en arroyos del AMBA revelaron niveles elevados
de contaminación orgánica y microbiológica (Efron et al., 2014) y se comenzaron a ensayar estrategias de
restauración a través de la reintroducción de plantas acuáticas nativas (Graziano y col. en curso). Por otro lado,
algunas investigaciones en lagos urbanos (e.g. Sinistro et al., 2013) mostraron el grado de deterioro de estos
sistemas y se evaluó la posibilidad de desarrollar metodologías para el manejo y control de la eutrofizacion
(Sinistro y col., en curso). En este contexto, la aplicación de métodos moleculares (metagenómica) para el
análisis de la diversidad bacteriana permitirá realizar, por un lado, un análisis detallado del origen, estructura y
grado de patogenicidad de la contaminación microbiana (Cao et al., 2013), y por otro, analizar los cambios en la
comunidad microbiana asociados a técnicas de restauración aplicadas en lo que respecta a la diversidad
estructural y funcional de las poblaciones microbianas, lo que es fundamental para establecer la relevancia de la
restauración llevada a cabo (Montoya et al., 2012).
En relación al objetivo 2, investigadores de nuestro Instituto han evaluado las respuestas de la diversidad en
diferentes taxa (aves, artrópodos y plantas) a gradientes en el uso de la tierra agrícola (Filloy & Bellocq 2007,
Bellocq et al. 2008, Bellocq et al. 2011), urbano (Garaffa et al. 2009, Filloy et al. 2015, Leveau et al. 2015) y
forestal (Zurita & Bellocq, 2010, 2012). Otras investigaciones se enfocaron en el análisis de la biodiversidad de
microorganismos en lagos a lo largo de gradientes geográficos (Schiaffino et al., 2011; Izaguirre et al., 2016),
climáticos (Izaguirre et al., 2015), o de trofismo (Izaguirre et al., 2012). Sin embargo, aún no se han encarado
investigaciones que evalúen la congruencia de los patrones de diversidad en sistemas terrestres y acuáticos
simultáneamente y en distintos modelos biológicos. La covarianza en la estructura de las comunidades tiene
implicancias para la conservación, porque permite la selección de grupos bioindicadores que podrían ser
utilizados en el seguimiento de las tendencias de la biodiversidad e identificar prioridades de conservación. Dado
que los ecosistemas terrestres y acuáticos están vinculados a través de los flujos de organismos y materia, los
enfoques más recientes apuntan a estudios integrados en sistemas terrestres y acuáticos (e.g. Soininen et al.,
2015).
Con respecto al objetivo 3, resultados preliminares en ambientes urbanos y rurales mostraron que las distintas
especies de roedores difieren en el número y tipo de hábitats usados. Mientras que algunas especies están
ampliamente distribuidas, otras están localizadas en parches relativamente aislados que se conectarían a través
de ambientes lineales que actuarían como corredores (León et al. 2010, Fraschina et al. 2014), por lo que se
espera que el grado de conectividad génica difiera entre especies y hábitats (especialmente para R. norvegicus y
O. flavescens). Recientes estudios detectaron mamíferos silvestres portadores de los patógenos responsables de
la Leptospirosis, Brucelosis y Triquinosis en establecimientos productivos relevados en el NE de la Pcia. de
Buenos Aires (Lovera et al. datos no publicados). A su vez, otros estudios mostraron la infección con Leptospira
en Rattus norvegicus en CABA (Suárez et al. datos no publicados). Asimismo, muestreos áreas silvestres,
agrícolas, y espacios verdes de CABA revelaron la presencia de Oligoryzomys flavescens portando anticuerpos
anti-hantavirus (Suárez et al. datos no publicados). Por otro lado, los estudios más recientes en el mosquito Ae.
aegypti han utilizado la técnica de morfometría geométrica para investigar la variación morfológica y la
diferenciación en áreas urbanas de la CABA (Garzón et al. 2012, Ocampo et al. 2012). Estos trabajos sugieren un
significativo patrón de estructuración poblacional entre barrios (Garzón et al., 2016).
10
6.4. Actividades, cronogramas y metodología
Objetivo 1
1.1) Área de estudio y selección de sitios de muestreo: Se seleccionarán sitios de muestreo en arroyos, ríos y
lagunas urbanas de la región del AMBA con diferencias en lo que respecta a densidad de urbanización, sistemas
de recolección de efluentes cloacales, grado de modificación geomorfológica, y se los comparará con sistemas
acuáticos de la región pampeana con un mínimo impacto urbano (Feijoo & Lombardo, 2007). Se realizarán
muestreos en cada uno de los sitios siguiendo protocolos estandarizados para el estudio de sus características
fisico-químicas, limnológicas y microbiológicas (APHA, 2005).
1.2) Análisis de la diversidad bacteriana taxonómica y funcional: Se obtendrán muestras de ADN ambiental de los
sitios seleccionados en 1.1 y se utilizarán técnicas de secuenciación masiva de regiones hipervariables del ADN
ribosomal 16S acoplada al análisis bioinformático para identificar las especies bacterianas presentes en cada sitio
(Staley et al., 2013). Se analizará el patrón funcional metabólico de la comunidad microbiana a través de la
tecnología BiologEcoplateTM (Garland y Mills, 1991). A partir de los resultados obtenidos se analizará la
diversidad taxonómica y funcional de cada sitio respecto al grado de urbanización (estimado a través del %
cobertura impermeabilizada; Arnold et al., 1996) y se realizará una comparación entre sitios con condicionantes
urbanos distintivos (presencia/ausencia de sistema cloacal; entubados vs no entubados, etc.). Se analizará
también la presencia y ubicuidad de distintas bacterias indicadoras de origen fecal (FIB) y patógenos asociados.
1.3) Análisis de la supervivencia y naturalización de Escherichia coli en ambientes urbanos: A partir del muestreo
general (1.1) se realizará un experimento en microcosmos con muestras de agua de cada sitio para estimar la
tasa de crecimiento o decaimiento de E. coli (bacteria ampliamente utilizada como FIB) siguiendo la metodología
descripta en Surbeck et al. (2009). Se manipulará la concentración de nutrientes inicial y la presencia de
predadores (zooplancton) para analizar sus implicancias en relación al control ecológico y estrategias de
rehabilitación asociadas. La hipótesis de trabajo es que las condiciones de los cuerpos de agua influenciados por
los condicionantes urbanos afectan la mortalidad de E. coli. Se predice que E. coli presentará una tasa de
crecimiento positiva en cuerpos de agua con nutrientes elevados. Luego se aislarán cepas de E. coli de diferentes
sitios y se realizará un análisis filogenético para identificar los subtipos más ubicuos (Multiplex PCR; Clermont et
al., 2012), procediéndose a la secuenciación del genoma completo de distintos aislamientos. Se evaluarán los
clados principales en cada subcuenca y las adaptaciones individuales de E. coli a partir de la comparación
genómica de las cepas secuenciadas con la cepa de referencia y otras de origen ambiental (Luo et al., 2011),
incluyendo la pérdida o ganancia de genes metabólicos y su implicancia para la rehabilitación de estos sistemas.
1.4) Evaluación de estrategias de manejo para la rehabilitación de ambientes urbanos: Se trabajará a escala local
en un tramo del arroyo San Francisco (Prov. Bs. As.) y un área específica del Lago Lugano (CABA), con el objetivo
de evaluar prácticas de intervención que puedan extenderse a otras zonas y sistemas urbanos similares. El
abordaje experimental consta de 2 partes: a) manipulaciones experimentales en mesocosmos y arroyos
artificiales, b) su aplicación posterior in situ en los sitios previamente mencionados. Se analizará el efecto del
incremento en la heterogeneidad de hábitat (reintroducción de plantas sumergidas y arraigadas, creación de
remansos, áreas de turbulencia (arroyo); y se evaluará el efecto de arcillas modificadas para el secuestro de P de
la columna de agua junto a plantas acuáticas flotantes/sumergidas (lago). Las intervenciones in-situ se realizarán
en un tramo del arroyo San Francisco y en clausuras en el Lago Lugano, y se implementará un diseño BACI, que
es utilizado en la evaluación de proyectos de restauración (Michener et al., 1997), estimando los indicadores
11
seleccionados durante un período anterior y posterior al comienzo de la intervención, tanto en el sitio
intervenido (impacto) como un sitio control. En todos los casos se evaluará el efecto de las
manipulaciones/intervenciones sobre la diversidad taxonómica y funcional bacteriana (detallado en 1.2) y la
capacidad de supervivencia de E. coli (detallado en 1.3).
Objetivo 2
En la región Pampeana se seleccionarán 12 paisajes a lo largo de un gradiente de agricultura, desde una zona
más impactada (NO de Buenos Aires, SE de Santa Fe y Córdoba), hacia una zona con menor impacto (sur de la
Pcia. de Buenos Aires). Cada uno de estos paisajes estará integrado por una laguna y su entorno terrestre. Se
realizarán muestreos durante la primavera tardía y verano los dos primeros años del proyecto, en los cuales se
estudiarán los gradientes de biodiversidad en relación al impacto de la agricultura, utilizándose distintos
modelos biológicos, de comunidades terrestres y acuáticas. Entre los taxa terrestres se incluirán aves, arañas,
hormigas y plantas herbáceas y leñosas dado que muestran sensibilidad a la actividad humana, son diversos,
cumplen funciones fundamentales en el ecosistema (Holldobler & Wilson 1990, Prieto-Benítez & Méndez 2011,
Sekercioglu 2012) y su taxonomía es relativamente bien conocida en la región bajo estudio. En las lagunas se
analizará la biodiversidad de macrófitas, fitoplancton, zooplancton, invertebrados pleustónicos y
microorganismos (picoplancton), dado que también existe información previa (e.g. Allende et al., 2009; Silvoso
et al., 2011; Diovisalvi et al., 2015; Sánchez et al., 2015). Se registrarán las principales variables ambientales
terrestres y acuáticas (APHA, 2005; Filloy et al., 2013) y se evaluarán los agroquímicos presentes en los cuerpos
de agua por HPLC masa-masa.
Como variables respuesta se utilizarán la diversidad a escala local (diversidad alfa) y la disimilitud en la
composición de especies entre ensambles (diversidad beta). Se evaluará tanto la diversidad taxonómica
(especies) como la diversidad funcional o diversidad de rasgos funcionales. Para ello se utilizará información
sobre diferentes aspectos de la biología de los organismos: rasgos morfológicos, fisiológicos, ecológicos y
comportamentales de las especies que conforman los ensambles. Se emplearán índices adecuados (Swenson
2014) o clasificaciones funcionales (ej. Reynolds et al., 2002; Kruk et al., 2010). La selección y asignación de los
rasgos funcionales forman parte del desarrollo del proyecto. En el caso de los microorganismos acuáticos se
trabajará la biodiversidad molecular.
Relevamientos de aves: Se realizarán mediante el método de conteo por puntos de radio fijo (Bibby et al. 1998).
En cada sitio (terrestre y acuático) se establecerán la cantidad de puntos de observación adecuados separados
500 m entre sí para evitar el doble conteo. En cada punto de observación se registrarán todas las aves vistas u
oídas dentro de un radio de 100 m, durante un período de 5 minutos durante la primavera.
Muestreo de artrópodos caminadores del suelo: Se utilizarán trampas de caída. Los grupos de interés son las
hormigas y las arañas. Se seguirá el protocolo descripto en Schauff (2004). Las trampas permanecerán abiertas
desde fines de la primavera hasta fines del verano. Se recolectará el material caído cada 3 semanas
aproximadamente y renovará el líquido contenido. Los individuos colectados serán colocados en alcohol 80%
para su posterior identificación
Plantas terrestres y acuáticas: Para la vegetación terrestre se usarán parcelas de superficie conocida, las que se
ubicarán equidistantes a una distancia a establecer in situ y se relevará la vegetación herbácea y arbustiva. En el
12
caso de las plantas acuáticas se utilizarán cuadrados de madera flotantes y se relevarán las macrófitas
emergentes, flotantes y sumergidas siguiendo transectas desde la zona litoral hacia la pelágica de cada laguna.
Las plantas serán identificadas hasta el nivel de especie siempre que su estado fenológico lo permita.
Fitoplancton, zooplancton e invertebrados pleustónicos: Se obtendrán muestras en las lagunas mediante
colectores adecuados y redes de tamaño de poro apropiados. La diversidad del fitoplancton se evaluará
mediante el análisis al microscopio común e invertido (método de Utermöhl). El zooplancton se analizará
mediante microscopio y lupa, usando cámaras de recuento apropiadas, y los invertebrados pleustónicos bajo
lupa. Los detalles metodológicos fueron descriptos en trabajos previos (e.g. Izaguirre et al., 2012; Sinistro et al.
2007).
Microorganismos planctónicos: Se tomarán muestras de agua de cada laguna y se obtendrá el ADN ambiental
para analizar la fracción microbiana. La diversidad del picoplancton (eucariota y procariota) se analizará por
métodos moleculares (DGGE para la diversidad de los taxa más abundantes) e Illumina para obtener también las
especies raras (ver por ejemplo Schiaffino et al., en arbitraje).
Objetivo 3
Se realizarán estudios sobre la ecología y estructura genómica-poblacional de pequeños mamíferos y mosquitos,
y su rol como plagas, hospedadores y vectores de agentes causales de enfermedades que padecen el hombre,
los animales domésticos y los animales de cría. Se estudiarán sistemas con distinto grado de intervención
antrópica tales como áreas naturales protegidas, sistemas de producción intensiva, agroecosistemas y
ambientes urbanos.
Muestreos
Roedores: Se realizarán muestreos estacionales en los distintos tipos de ambiente mediante trampas de captura
viva. Se caracterizarán los individuos capturados según especie, sexo, peso, tamaño y estado reproductivo. Se
tomarán muestras biológicas para detectar presencia de anticuerpos o patógenos y para la caracterización
genética
Aedes aegypti: Entre febrero y abril se recolectarán huevos de poblaciones naturales de esta especie mediante
la técnica de ovitrampas (Fay & Eliason, 1966). Cada lugar de colecta consistirá en dos sitios separados por 100
metros, y se colectará en cinco lugares distanciados entre sí por aproximadamente a 0; 0,5; 1; 10 y 100
kilómetros en dos transectas (CABA hacia el sur y CABA hacia el sur-oeste). Los huevos serán conservados en el
laboratorio hasta mayo-junio, cuando se inducirá su eclosión y desarrollo. Entre julio y agosto las alas de las
hembras serán descamadas, fotografiadas y analizadas por morfometría geométrica. Los cuerpos serán
conservados en alcohol hasta la extracción de ADN para estudios genómicos-poblacionales.
Preparación de librerías y Secuenciación: Una vez extraídos los ADNs genómicos de cada individuo, se utilizará el
método ddRAD-Seq para genotipificar todos los individuos e identificar SNPs de alta confianza. Para la
preparación de las librerías para NGS se usará el protocolo de Peterson et al. (2012) que consta de los siguientes
pasos: se digerirá el ADN de cada individuo con dos enzimas de restricción (ej.: SbfI-Sau3AI) y los fragmentos
resultantes se ligarán a adaptadores indexados de doble cadena (“barcodes”) que contienen identificadores
13
moleculares únicos (UMIs); luego, las muestras se agruparán, se seleccionarán por tamaños (390–440 bp), se
amplificarán por PCR usando los cebadores específicos de cada muestra agrupada, los productos de
amplificación se agruparán en una única muestra basada en cálculos de molaridad; finalmente, esta librería se
secuenciará en un equipo IlluminaHiSeq 2000 lane (o similar) usando lecturas de 100 pares de bases de
extremos parejos (“100-bp paired-end reads”).
Análisis Bioinformático: Se utilizará el paquete Stacks y el protocolo sugerido por Catchen et al. (2011, 2013),
para determinar los genotipos de los RAD-loci (SNPs) y construir una matriz que se utilizará en los distintos
análisis poblacionales.
Análisis poblacional y de genética del paisaje: El análisis de estructuración poblacional se hará mediante el
método de agrupamiento Bayesiano implementado en el programa Structure v2.3.2 (Pritchard et al., 2000) con
el fin de identificar el número de clusters (K) que maximizan la función de verosimilitud en cuanto al número de
poblaciones panmícticas. Asimismo, se utilizará el programa GENELAND
(http://www2.imm.dtu.dk/~gigu/Geneland/) que emplea datos geográficos e información genética para estimar
el número de poblaciones en el dataset y delinear su organización espacial (Guillot et al. 2012). Este programa
permitirá inferir la cohesividad genética de las poblaciones, y la migración entre clusters. Además, se llevarán a
cabo estudios de filogeografía aplicando métodos coalescentes bayesianos, como los implementados en BEAST
(Drummond y Rambaut (2007), los que permitirán inferir el origen de las poblaciones introducidas y rutas de
dispersión.
Cronograma
Actividades AÑO 1 AÑO 2 AÑO 3 AÑO 4 AÑO 5
Diseño y selección de sitios de muestreo en sistemas lóticos y lénticos (Obj. 1)
X
Selección de paisajes en gradiente de agricultura (Obj.2) X
Muestreo preliminar en ambientes terrestres y acuáticos en gradiente agrícola (Obj. 2)
X
Diversidad bacteriana y condicionantes urbanos (Obj. 1) X X X
Muestreos de primavera y verano (Obj. 2) X X X
Muestreos de roedores y detección de patógenos (Obj. 3) X X X X
Colecta de huevos y cría hasta adultos de Ae. aegypti (Obj.3) X X X
Naturalización E. coli en ambientes urbanos (Obj. 1) X X X
Procesamiento de muestras de artrópodos y plantas (Obj.2) X X
Identificación y cuantificación de especies de los ambientes terrestres y acuáticos (Obj.2)
X X X
Análisis de la diversidad microbiana de lagunas por métodos moleculares (Obj. 2)
X X
Análisis genéticos de roedores (Obj 3) X X X
Análisis genético y morfométrico de mosquitos (Obj. 3) X X X
Rehabilitación de sistemas lóticos y lénticos (Obj.1) X X X
Análisis de datos, elaboración de manuscritos y difusión de resultados (Obj. 1, 2 y 3)
X X X X
14
6.5. Resultados esperados
Se espera que el proyecto contribuya a profundizar el conocimiento del impacto antrópico sobre la
biodiversidad, aportando estrategias de prevención, mitigación y/o rehabilitación. En lo que respecta al objetivo
1, el proyecto aportará información sobre la biodiversidad microbiana en sistemas acuáticos urbanos con
distinto grado de deterioro, y permitirá la evaluación de estrategias de manejo que contribuyan a recomponer
las funciones ecosistémicas y mejorar la calidad del habitat acuático.
Los estudios de biodiversidad a macroescala a lo largo de gradientes de paisajes con distinto grado de impacto
agrícola permitirán evaluar la congruencia en los patrones de diversidad entre distintos taxa, así como entre
organismos acuáticos y terrestres, con el fin de identificar bioindicadores de distinto grado de perturbación y
generar pautas para la conservación.
Respecto a los estudios de vectores y transmisores de enfermedades (mosquitos y roedores), se espera generar
conocimiento acerca de los riesgos de transmisión en distintos ambientes, y sobre los mecanismos de dispersión
de las enfermedades que contribuyan a elaborar medidas de prevención y control a una escala de paisaje.
También se espera establecer si el origen geográfico de las poblaciones de Ae. aegypti introducidas en la
ecorregión, es único o responde a múltiples poblaciones fuentes
6.6. Difusión de los resultados
Los resultados de este proyecto serán difundidos a través de contribuciones en congresos nacionales e
internacionales de las distintas temáticas abordadas, de publicaciones en revistas científicas de la especialidad
tanto nacionales como internacionales, por medio de su inclusión en tesis de licenciatura, maestría y doctorado
y como contenido de los cursos de grado y posgrado que se dictan en la FCEN (UBA) y en otras instituciones
académicas. Por otro lado, difundiremos nuestras conclusiones y recomendaciones en programas de extensión
al público: radios y periódicos nacionales y locales (correspondientes a los municipios relacionados a la
producción de los resultados). Además, consideramos de particular importancia contribuir especialmente con
aquellos organismos nacionales, provinciales o municipales que tengan interés en los datos obtenidos. Esto se
realizará en forma de informes técnicos, jornadas de difusión en relación a temas de salud, medio ambiente, de
producción responsable y otros aspectos que nos requirieran. Si correspondiera, participaríamos de audiencias
públicas para informar a la sociedad el conocimiento necesario para la gestión de los recursos naturales.
6.7. Protección de los resultados
No corresponde
15
6.8. Actividades de transferencia
Las actividades a realizar en este proyecto tienen importantes implicancias a nivel de la gestión ambiental y del
ordenamiento territorial de la región Pampeana, en particular en lo que respecta al alcance territorial
desarrollado por distintos actores municipales de la región. A través de investigaciones en curso se han iniciado
contactos con el Municipio de Almte. Brown (Arroyo San Francisco) y con la Agencia de Protección Ambiental del
GCBA (Lago Lugano, Arroyo Cildañez, etc.) en lo que respecta a la evaluación de estrategias de manejo y
rehabilitación de arroyos y lagos urbanos y la presencia de E. coli y diversos patógenos (obj. 1). Por otro lado, las
investigadores que se llevarán a cabo en sistemas de La Pampa podrán transferirse a distintos actores
municipales de la Prov. de Bs. As. (Junin, Chascomús, etc.) referidas a la protección y conservación de ambientes
acuáticos (obj. 2), lo cual podrá ser integrado con los resultados que se obtendrán respecto a la prevención de
enfermedades por roedores en este tipo de ambientes (obj 3). A su vez, se cuenta con amplia experiencia en la
transferencia de resultados referidos al control y prevención de enfermedades transmisibles por vectores
urbanos (roedores y mosquitos) a través de un contacto fluido con el GCBA. En ese sentido las actividades
propuestas referidas a la dispersión de vectores se encuentran orientadas a responder distintas necesidades de
gestión observadas en trabajos realizados anteriormente (obj. 3). A continuación presentamos un listado de los
principales convenios o asesorías con distintas instituciones, empresas u organismos de gestión y control
vigentes o realizados en temáticas vinculadas con el proyecto: Convenio FCEN-UBA y Ministerio de Ambiente y
Espacio Público (GCBA); Monitoreo de Aedes aegypti en la ciudad de Buenos Aires" ResponsableTécnico: Dr. N.
Schweigmann; Programa de prevención y control de roedores en la Ciudad de BuenosAires" Responsable
Técnico: Dra. O. Suarez; Convenio I+D CEAMSE-Laboratorio de Ecología de Poblaciones. “Uso del hábitat y
caracterización de las comunidades de roedores y aves en rellenos sanitarios clausurados” (2005-
2007).Responsable Técnico: Dra. María Busch.; Convenio de cooperación técnica entre la Universidad de Buenos
Aires y la Municipalidad de Exaltación de la Cruz. Responsable técnica: Dra. María Busch. Fecha: 21/5/2001.
Expediente: 446.102/00.; Asesoría permanente a subcomisiones de Calidad de Agua de la Comisión
Administradora del Río Uruguay (Res 17/14 28 de marzo 2014). Responsables: Dras. Irina Izaguirre e Inés O’
Farrell.; Convenio de cooperación técnica entre la Univ. de Buenos Aires y la Administración de Parques
Nacionales. Expediente: 448.523/94 resolución: 3284/96.Responsable técnica: Dra. María Busch; Convenios y
Asistencias Técnicas a empresas forestales en Misiones, Corrientes y en el Delta del río Paraná (por ejemplo,
Arauco Argentina S.A. Forestal Argentina S.A., Papel Prensa S.A.). Responsable: María Isabel Bellocq.
7. Viabilidad y Factibilidad técnica
El IEGEBA y los distintos grupos de investigación que lo integran cuentan con los recursos necesarios para
realizar las tareas tanto de campo como de laboratorio planteadas en el proyecto.
Trabajos de laboratorio: Se dispone de laboratorios (5) equipados para realizar análisis moleculares (uno general
del Instituto y cuatro laboratorios de los distintos grupos de investigación) que cuentan con los equipos
(Termocicladores, Espectrofotómetros, cubas de electroforesis, balanzas de precisión, microcentrífugas y
centrífugas de placa, transiluminadores, heladeras, etc.) y la infraestructura necesaria para realizar los análisis
previstos en el proyecto. Además en el Instituto existe una Unidad de Secuenciación y Genotipificado (USyG-
16
FCEyN), que cuenta con un Secuenciador (ABI 3130xl GeneticAnalyzer de AppliedBiosystems). Se cuenta también
con microscopios ópticos directos, invertidos y de epifluorescencia equipados con sistemas fotográficos
asociados a programas para análisis de imágenes, dos equipos de agua MiliQ, espectrofotómetros de campo y
de mesada, un sistema de Microdisección Láser (LEICA AS LMD) un Freezer -80 para el depósito de muestras,
una cámara fría y numerosos freezers y heladeras y un equipo purificador de agua.
Para realizar los trabajos de campo se dispone de: vehículos (4) preparados tanto para el traslado de los
investigadores como para el transporte de muestras con riesgo biológico; material de trampeo, equipos de
bioseguridad necesarios para trabajar con especies potencialmente portadores de patógenos; equipos de
posicionamiento global (GPS) y de radiotraking; material óptico (binoculares y un telescopio) y handies (4);
sensores de campo multiparamétricos, turbidímetro y radiómetro sumergible.
Además se dispone de 3 laboratorios en el Bioterio Central de la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales (UBA)
habilitados para: Lavado, desinfección y depósito de muestras, equipado con una campana para trabajar con
sustancias tóxicas.
Procesamiento de datos: El instituto cuenta con licencias de paquetes estadísticos (Infostat) y de análisis de
datos genómicos (Geneious v.9.1.5), y también programas para procesar datos georreferenciados (Arg Gis).
Además la Universidad de Buenos Aires tiene acceso a más de 17.000 títulos de revistas científico-técnicas
suscriptas por la Secretaría de Ciencia, Tecnología e Innovación Productiva (SeCyT)
El instituto cuenta con personal de apoyo para análisis genético, trabajo de campo y procesamiento de muestras
e informática
8. Autorizaciones correspondientes
Para la colecta de material biológico se cuenta con las medidas de bioseguridad necesarias para la manipulación,
transporte y depósito de las distintas muestras. El IEGEBA cuenta con protocolo de trabajo para cada especie. En
el caso de los roedores y la manipulación de sus muestras se cuenta con el equipo de bioseguridad indispensable
para trabajar. El personal abocado a esta tarea tiene experiencia y conoce detalladamente los protocolos a
seguir.
Los permisos de colecta necesarios serán tramitados en las dependencias que correspondan. En colectas dentro
de parques nacionales, los permisos serán tramitados en la Delegación de APN que corresponda. En colectas
dentro de las áreas protegidas de la provincia de Buenos Aires, los permisos se tramitarán en OPDS (Organismo
Provincial para el Desarrollo Sostenible). Cuando las colectas sean dentro de las provincias serán tramitados los
permisos en cada una de ellas (Secretaría de Ambiente de Córdoba, Secretaría de Medio Ambiente de Santa Fe).
17
Referencias
Allan JD. & Castillo MM. (2007). Stream ecology: structure and function of running waters. Springer Science+ Business Media BV.
Allende L., Tell G., Zagarese H., Torremorell A. Perez G., Bustingorry J., Escaray R. &. & Izaguirre I. (2009). Phytoplankton and primary production in clear and turbid shallow lakes from the Pampa Plain (Argentina). Hydrobiologia, 624(1):45-60.
APHA (2005). Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 21th Edition Environmental Protection Agency. American Public Health Association.
Armesto JJ., Bautista S., Del Val E., Ferguson B., García X., Gaxiola A., .. & Williams-Linera, G. (2007). Towards an ecological restoration network: Reversing land degradation in Latin America. Frontiers in Ecology and the Environment, 5(4), w1-w4.
Arnold Jr CL. & Gibbons CJ. (1996). Impervious surface coverage: the emergence of a key environmental indicator. Journal of the American planning Association, 62(2), 243-258.
Aronson J. & Alexander S. (2013). Ecosystem restoration is now a global priority: time to roll up our sleeves. Restoration Ecology, 21(3), 293-296.
Baird DJ. & Hajibabaei M. (2012). Biomonitoring 2.0: a new paradigm in ecosystem ssessment made possible by next‐generation DNA sequencing. Molecular Ecology, 21(8), 2039-2044.
Bellocq MI., Filloy J. & Garaffa PI. (2008). Response of the raptor Milvago chimango (Chimango caracara) to agriculture and urbanization Annales Zoologici Fennici, 45: 128-134.
Bellocq MI., Filloy J., Grosso S. & Dalia AV. (2012). Comunidades de aves en ambientes urbanos: patrones espaciales a múltiples escalas. I Congreso Latinoamericano de Ecología Urbana, Buenos Aires, 12-13 junio.
Bellocq MI., Filloy J., Zurita G.A. & Apellaniz M. (2011). Responses in the abundance of generalist birds to environmental gradients: the Rufous-collared Sparrow (Zonotrichia capensis) in the southern Neotropics. Ecoscience, 18: 354-362.
Bergero PE., Ruggerio CA., Lombardo R., Schweigmann N., Solari HG. (2013). Dispersal of Aedes aegypti: field study in temperate areas using a novel method. Journal of Vector Borne Diseases 50: 163-170.
Bibby CJ., Marsden S. & Jones,M. (1998). Bird surveys. Expedition Advisory Centre.
Busch M. & Kravetz FO, (1992b). Competitive interactions among rodents (Akodon azarae, Calomys laucha, Calomys musculinus and Oligoryzomys flavescens) in a two habitat system. II. Effect of species removal. Mammalia, 56 : 541-554.
Busch M., Cavia R., Carvajo A. & Padula P. (2004). Spatial and temporal analysis of the distribution of hantavirus pulmonary syndrome in Buenos Aires Province, and its relation to rodent distribution, agricultural and demographic variables. Tropical Medicine & International Health 9(4):508-19.
Busch M., Miño M.,Dadon J. & Hodara K. (2000). Habitat selection by Calomys musculinus (Muridae, Sigmodontinae) in crop areas of the pampean region, Argentina. Ecología Austral, 10(1):15-26.
Busch, M. & Kravetz FO. (1992a). Competitive interactions among rodents (Akodon azarae, Calomys laucha, Calomys musculinus and Oligoryzomys flavescens) in a two-habitat system. I. Spatial and numerical relationships. Mammalia, 56 : 45-56.
Cao Y., Van De Werfhorst LC., Dubinsky EA., Badgley BD., Sadowsky MJ., Andersen, GL., .. & Holden, PA. (2013). Evaluation of molecular community analysis methods for discerning fecal sources and human waste.Water research, 47(18), 6862-6872.
18
Capítulo AR., Gómez N., Giorgi A. & Feijoó, C. (2010). Global changes in pampean lowland streams (Argentina): implications for biodiversity and functioning. Hydrobiologia, 657(1), 53-70.
Carbajo AE., Gómez SM., Curto SI., Schweigmann NJ. (2004). Variación espacio-temporal del riesgo de transmisión de dengue en la Ciudad de Buenos Aires. Medicina (Buenos Aires) 64 (3): 231-234.
Castaño Zubieta R., Ruiz M., Morici G., Lovera R., Fernández M., Caracostantogolo,
Catchen JM., Amores A., Hohenlohe P., Cresko W., Postlethwait JH. (2011). Stacks: Building and Genotyping Loci De Novo From Short-Read Sequences. G3 1: 171-82.
Catchen JM., Hohenlohe PA., Bassham S., Amores A., Cresko WA. (2013). Stacks: an analysis tool set for population genomics. Mol. Ecol. 22: 3124-40.
Cavia R. (2014). Trichinella spiralis isolated from Didelphis albiventris and Lutreolina crassicaudata trapped in rural areas of Buenos Aires province. Helminthologia (2014) 51, 3: 198 – 202.
Cavia R., Cueto G, and Suarez O. (2009). Introduced and native rodents in an urban landscape. Landcape and Urban planning, 90: 11-19.
Chapin FS., Zavaleta ES., Eviner VT., Naylor RL., Vitousek PM., Reynolds HL., Lavorel S., Sala O., Hobbie SE., Mack MC., Díaz S. (2000). Consequences of changing diversity, Nature, 405: 234-242.
Clergeau P., Croci S., Jokimäki J., Kaisanlahti-Jokimäki ML. & Dinetti M. (2006). Avifauna homogenization by urbanization: Analysis at different European latitudes. Biological Conservation, 127:336-344.
Clermont O., Christenson JK., Denamur E., & Gordon, DM. (2013). The Clermont Escherichia coli phylo‐typing method revisited: improvement of specificity and detection of new phylo‐groups. Environmental microbiology reports, 5(1), 58-65.
Corbelli JM., Zurita GA., Filloy J. & Bellocq MI. (2015). Integrating taxonomic, functional and phylogenetic beta diversities: interactive effects with the biome and land use across taxa. Plos One, 10(5).
Cueto G., Guzman N., Lia V., Cavia R. & Suarez O. (2009). Genetic structure and dispersal in brown rats (Rattus norvegicus) in an urban ecosystem. 10 th International Mammalogical Congreso. Mendoza, Argentina.
De Majo MS., Fischer S., Otero M., Schweigmann N. (2013). Effects of thermal heterogeneity and egg mortality on differences in the population dynamics of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) over short distances in temperate Argentina. Journal of Medical Entomology 50 (3): 543-551.
De Majo MS., Fischer S., Otero M., Schweigmann N. (2013). Effects of thermal heterogeneity and egg mortality on differences in the population dynamics of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) over short distances in temperate Argentina. Journal of Medical Entomology 50 (3): 543-551.
Devictor V., Mouillot D., Meynard C., Jiguet F., Thuiller W. & Mouquet N. (2010). Spatial mismatch and congruence between taxonomic, phylogenetic and functional diversity: the need for integrative conservation strategies in a changing world. Ecol. Lett., 13:1030–1040.
Diovisalvi, N., Salcedo-Echeverry, G.E., Lagomarsino, L., Zagarese, H. (2015). Seasonal patterns and responses to an extreme climate event of rotifers community in a shallow Pampean Lake. Hydrobiologia 752: 125-138.
Donald PF. (2004). Biodiversity impacts of some agricultural commodity production systems. Conserv. Biol., 18, 17-37.
Dormann CF., McPherson JM., Araújo MB., Bivand R., Bolliger J., Carl G., Davies RG., Hirzel A., Jetz W., Kissling D., Kühn I., Ohlemüller R., Peres-Neto PR., Reineking B., Schröder B., Schurr & Wilson R. (2007). Methods to account for spatial autocorrelation in the analysis of species distributional data: a review. Ecography 30: 609-628.
Drummond AJ & Rambaut A. (2007). BEAST: Bayesian evolutionary analysis by sampling trees. BMC Evol Biol 7:214.
19
Dueñas JR., Llinas GA., Panzetta-Dutari GM., & Gardenal CN. (2009). Two different routes of colonization of Aedes aegypti in Argentina from neighboring countries. Journal of medical entomology, 46(6), 1344-1354.
Dupouy-Camet J. (2000). Trichinellosis: a worldwide zoonosis. Veterinary Parasitology, 93(3), 191-200.
Efron ST., Aquino J., de Cabo L., dos Santos Afonso M., Graziano M. (2014). Evaluación de la capacidad de auto-depuración de un arroyo urbano y el uso de macrófitas nativas como estrategia de restauración. Biología Acuática. 30, 275-285.
Faggi A., & Breuste J. (2015). La Cuenca Matanza Riachuelo: una mirada ambiental para recuperar sus riberas. Ed. Universidad de Flores, Buenos Aires, Argentina.
Fay RW & Eliason DA. (1966). A preferred oviposition site as a surveillance method for Aedes aegypti. Mosq. News 26:531-535.
Fazio A., & O’Farrell I. (2005). Phytoplankton and water quality in a shallow lake: a response to secondary salinization (Argentina). Wetlands, 25(3), 531-541.
Fearnside PM. (2001). Soybean cultivation as a threat to the environment in Brazil. Enviromental Conservation, 28:23-38.
Feijoó CS. & Lombardo RJ. (2007). Baseline water quality and macrophyte assemblages in Pampean streams: a regional approach. Water Research. 41(7), 1399-1410.
Filloy J. & Bellocq MI. (2007). Patterns of bird abundance along the agricultural gradient of the Pampean region. Agriculture, Ecosystem and Environment, 120: 291-298.
Filloy J., Grosso S. & Bellocq MI. (2015). Urbanization altered latitudinal patterns of bird diversity-environment relationships in the southern Neotropics. Urban Ecosystems, 18: 777-791.
Fischer S., Alem IS., De Majo MS., Campos RE., Schweigmann N. (2011). Cold season mortality and hatching behavior of Aedes aegypti L. (Diptera: Culicidae) eggs in Buenos Aires City, Argentina. Journal of Vector Ecology: 36 (1): 94-99.
Flynn DF., Gogol-Prokurat M., Nogeire T., Molinari N., Richers BT., Lin BB., Simpson N., Mayfield MM & DeClerck F. (2009). Loss of functional diversity under land use intensification across multiple taxa. Ecology letters, 12(1), 22-33.
Garaffa PI., Filloy J. & Bellocq MI. (2009). Bird community responses along urban-rural gradients: does town size matter? Landscape and Urban Planning 90: 33-41.
Garland JL., Mills AL. (1991). Classification and characterization of heterotrophic microbial communities on the basis of patterns of community level sole-carbon-source utilization. Applied and Environmental Microbiology v.57, p. 2351-2359.
Getis A. (2003). Geographically weighted regression: The analysis of spatially varying relationships.
Glass GE. Hantaviruses. Current Opinion in Infectious Diseases 1997;10:362-6.
Gómez N. & O'Farrell I. (2014). Phytoplankton from urban and suburban polluted rivers. Advances in Limnology 65 : 127-142.
Gómez Villafañe I.E, Guzmán N, León V y Busch M. 2011. Conectividad entre poblaciones de ratas noruegas (Rattus norvegicus) que habitan granjas avícolas de Exaltación de la Cruz, Buenos Aires, Argentina. XXIV Jornadas Argentinas de mastozoología.
20
Gómez Villafañe IE., Miñarro F., Ribichich AM., Rossetti CA., Rossotti D. & Busch M. (2004). Assessment of the risks of rats (Rattus norvegicus) and opossums (Didelphis albiventris) in different poultry-rearing areas in Argentina. Brazilian Journal of Microbiology, 35:359-363.
González-Ittig RE, Polop FJ, Andreo VC, Chiappero MV, Levis S., Calderón G., Provensal MC, Polop JJ & Gardenal CN. (2015). Temporal fine-scale genetic variation in the zoonosis-carrying long-tailed pygmy rice rat in Patagonia, Argentina. Journal of Zoology, 296 (2015): 216-224.
González‐Ittig RE., Rivera PC., Levis SC., Calderón G. E. & Gardenal CN. (2014). The molecular phylogenetics of the genus Oligoryzomys (Rodentia: Cricetidae) clarifies rodent host–hantavirus associations. Zoological Journal of the Linnean Society, 171(2):457-474.
Guillot G., Renaud S., Ledevin R., Michaux J. & Claude J. (2012). A unifying model for the analysuis of phenotypic, genetic, and geographic data. Systematic Biology, 61:897-911.
Hancke D., Navone G. and Suarez OV. (2011). Endoparasites community of Rattus norvegicus captured in an urban area of Argentina. Helminthologia, 48: 167-173.
Hanski I. (2005). The Shrinking World: Ecological Consequences of Habitat Loss. In O. Kinne, Ed. Excellence in Ecology, 14. International Ecology Institute, Oldendorf/Luhe, Germany 334 pp.
Havens KE., Pearl HW. (2015). Climate Change at a Crossroad for Control of Harmful Algal Blooms. Environmental Science and Technology 49(21):12605-12606.
Herrero AC. (2004). La problemática ambiental urbana. En: Ecología de la ciudad. Editores: di Pace, M. y Caride Bartrons H. 1era Edición. Buenos Aires, Universidad Nacional de General Sarmiento.
Holldobler B. & Wilson E. (1990). The Ants. Harvard Belknap, Cambridge.
Horner-Devine MC., Leibold MA., Smith VH., Bohannan BJM. (2003). Bacterial diversity patterns along a gradient of primary productivity. Ecology Letters, 6: 613–622.
Izaguirre I., Sánchez ML., Schiaffino MR., O¨Farrell I., Huber P., Ferrer N., Zunino J., Lagomarsino L., Mancini M. (2015). Which environmental factors trigger the dominance of phytoplankton species across a moisture gradient of shallow lakes?. Hydrobiologia, 752(1):47-64.
Izaguirre I., Allende L., Escaray R., Bustingorry J., Pérez G., Tell G. (2012). Comparison of morpho-functional phytoplankton classifications in human-impacted shallow lakes with different stable states. Hydrobiologia, 698(1):203-216.
Izaguirre I., Saad JF., Schiaffino MR., Vinocur A., Tell G., Sánchez ML., Allende L., Sinistro R. (2016). Drivers of phytoplankton diversity in Patagonian and Antarctic lakes across a latitudinal gradient (2150 km): the importance of spatial and environmental factors. Hydrobiologia, 764(1):157-170.
Joint FAO/WHO Expert Comitee on Brucellosis. (1986). Sixth Report. Technical Report Series 740, Geneva: World Health Organization.
Kajdacsi B., Costa F., Hyseni C., Porter F., Brown J., Rodrigues G., Farias H., Reis MG., Childs JE., Ko AI., Caccone, A. (2013). Urban population genetics of slum-dwelling rats (Rattus norvegicus) in Salvador, Brazil. Mol Ecol, 22: 5056–5070.
Kravetz FO & Polop JJ. 1983. Comunidades de roedores en agroecosistemas del departamento de Río Cuarto, Cordoba. Ecosur 10:1-18
Kruk C. (2010). Morphology Captures Function in Phytoplankton: A large-scale analysis of phytoplankton communities in relation to their environment. Thesis Wageningen University.
21
Larned ST., Suren, AM., Flanagan M. et al. (2006). Macrophytes in urban stream rehabilitation: establishment, ecological effects, and public perception. Restoration Ecology, 14(3), 429-440.
León V., Fraschina J. & Busch M. (2010). Population subdivision of house mice (Mus musculus) in an agrarian landscape. Consequences for control. Canadian Journal of Zoology 88: 427-435.
Leveau LM., Islas FI. & Bellocq MI. (2015). Urbanization and the temporal homogenization of bird communities: a case study in central Argentina. Urban Ecosystems, 18: 1461-1476.
Levis S, Rowe JE, Morzunov S, Enria DA, St. Jeor S. New hantaviruses California: evidence for reassortment in nature among viruses related causing hantavirus pulmonary syndrome in central Argentina [letter]. to hantavirus pulmonary syndrome. Virology 1995;206:973–83. Lancet 1997;349:998–9.
Levis S., Morzunov SP., Rowe JE., Enria D., Pini N., Calderon G., Sabattini M. & St. Jeor SC. (1998). Genetic diversity and epidemiology of hantaviruses in Argentina. Journal Infectious Diseases, 177: 529-38.
Lindenmayer DB. & R. Hobbs. (2004). Fauna conservation in Australian plantation forests – a review. Biological Conservation 119:151-168.
Lombardo R J., O’Farrell I., dos Santos Afonso M. (2010). Spatial and Temporal Ion Dynamics on a Complex Hydrological System: The Lower Luján River (Buenos Aires, Argentina). Aquatic Geochemistry, 16:293-309.
López N, Padula P, Rossi C, Lazaro ME, Franze-Fernández MT. Genetic identification of a new hantavirus causing severe pulmonary syndrome in Argentina. Virology. 1996;220:223-6.
Louise C., Vidal PO., & Suesdek L. (2015). Microevolution of Aedes aegypti. PloS one, 10(9), e0137851.
Lovera R. (2016). Estudios sobre la ecología de roedores y su rol como hospedadores en sistemas de producción intensiva de bovinos lecheros y porcinos en el centro de la Región Pampeana Tesis doctoral. Universidad de Buenos Aires.
Luo C., Walk ST., Gordon DM., Feldgarden M., Tiedje JM. & Konstantinidis KT. (2011). Genome sequencing of environmental Escherichia coli expands understanding of the ecology and speciation of the model bacterial species. Proceedings of the National Academy of Sciences, 108(17), 7200-7205.
Magurran AE. (2004). Measuring Biological Diversity. Wiley, 256 p.
Maidana N., O’Farrell I., González C., Lombardo R., dos Santos Afonso M. (2005). Short term ecological implications of the diversion of a highly polluted lowland river: a case study. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology, 75(6):1176-1184.
Maiztegui J., Feuillade M. & Briggiler, A. (1986). Progressive extension of the endemic area and changing incidence of Argentine hemorrhagic fever. Medical microbiology and immunology, 175(2), 149-152.
Maiztegui JI. & Sabattini MS. (1977). Extensión progresiva del área endémica de fiebre hemorrágica argentina. Medicina (Buenos Aires), 37(Suppl 3), 162-166.
Maroli M., Vadell MV., Iglesias A., Padula P., Gómez Villafañe IE. (2015). Daily movements and microhabitat selection of hantavirus reservoirs and other sigmodontine rodent species that inhabit a protected natural area of Argentina. Ecohealth, 12(3):421-431.
Mastrangelo ME. & Gavin MC. (2012). Trade-offs between cattle production and bird conservation in an agricultural frontier of the Gran Chaco in Argentina. Conservation Biology 26: 1040-1051.
McCallum H. & Dobson A. (2002). Disease, habitat fragmentation and conservation. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences, 269(1504), 2041-2049.
McKinney ML. (2006). Urbanization as a major cause of biotic homogenization. Biological Conservation, 127: 247-260.
22
Metzker, ML. (2010). Sequencing technologies - the next generation. Nat. Rev. Genet. 11, 31 e 46.
Meyer JL., Paul MJ. & Taulbee WK. (2005). Stream ecosystem function in urbanizing landscapes. Journal Information, 24(3).
Meynard CN., Devictor V,, Mouillot D,, Thuiller W,, Jiguet F. & Mouquet N. (2011). Beyond taxonomic diversity patterns: how do α, ß and γ components of bird functional and phylogenetic diversity respond to environmental gradients across France? Global Ecol. Biogeography 20(6):893-903.
Michener WK. (1997). Quantitatively evaluating restoration experiments: research design, statistical analysis, and data management considerations. Restoration ecology, 5(4):324-337.
Mijangos JL., Pacioni C., Spencer P. & Craig MD. (2015). Contribution of genetics to ecological restoration. Molecular ecology, 24(1), 22-37.
Millenium Ecosystem Assessment. (2005). Ecosystems and human well-being. Washington, DC: Island Press, 2005.
Miño M. (2008). Diversity of the helminth community of the Pampean grassland mouse (Akodon azarae) on poultry farms in central Argentina. Journal of Helminthology 82(2):153-8.
Miño M., Cavia R., Gomez Villfañe I & Busch M. (2007). Seasonal abundance and distribution among habitats of small rodents on poultry farms. A contribution for their control. International Journal of Pest Management 12(4):1-6.
Monastersky R. (2015). Anthropocene: The human age. Nature News, 519: 144-147.
Montoya D., Rogers L. & Memmott, J. (2012). Emerging perspectives in the restoration of biodiversity-based ecosystem services. Trends in ecology & evolution, 27(12), 666-672.
Moss B. (2010). Ecology of Fresh Waters: A View for the Twenty-First Century. Wiley-Blackwell.
Myers N., Mittermeier RA., Mittermeier CG., Da Fonseca GAB. & Kent J. (2000). Biodiversity hotspots for conservation priorities. Nature, 403:853-858.
O’Farrell I., Lombardo R., de Tezanos Pinto P., Loez C. (2002). The assessment of water quality in the Lower Luján River (Buenos Aires, Argentina): phytoplankton and algal bioassays. Environmental pollution, 120/2: 207-218.
O’Farrell I., Vinocur A., & de Tezanos Pinto P. (2015). Long-term study of bloom-forming cyanobacteria in a highly fluctuating vegetated floodplain lake: a morpho-functional approach. Hydrobiologia, 752(1), 91-102
Olden JD. & Poff N. (2004). Toward a mechanistic understanding and prediction of biotic homogenization. The American Naturalist, 162: 442-460.
Padula PJ, Colavecchia SB, Martínez VP, Gonzalez Della Valle MO, Edelstein A, Miguel SD, et al. Genetic diversity, distribution, and serological features of hantavirus infection in five countries in South America. J Clin Microbiol. 2000;38:3029-35.
Padulles ML. (2014). Impacto de las condiciones ambientales en la biodiversidad de las euglenofitas del arroyo Carabassa, cuenca del río Luján, Buenos Aires. Directoras: V. Conforti & O’Farrell. Dpto. de Ciencias Biológicas, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Buenos Aires.
Palma RE., Polop JJ., Owen RD. & Mills JN. (2012). Ecology of rodent-associated hantaviruses in the southern cone of South America: Argentina, Chile, Paraguay, and Uruguay. Journal of wildlife diseases, 48(2):267-281.
Palmer M., Allan JD., Meyer J. & Bernhardt ES. (2007). River restoration in the twenty-first century: data and experiential knowledge to inform future efforts. Restoration Ecology, 15(3), 472-481.
Paul MJ., Meyer JL. (2001). Streams in the Urban Landscape. Annual Review of Ecology and Systematics Vol. 32 pp. 333-365.
23
Peipoch M., Garcia E., Blesa A., Ribot et al. (2014). Contrasts among macrophyte riparian species in their use of stream water nitrate and ammonium. Aquatic Sciences, 76(2), 203-215.
Peterson BK., Weber JN., Kay EH., Fisher HS., Hoekstra HE. (2012). Double Digest RADseq: An Inexpensive Method for De Novo SNP Discovery and Genotyping in Model and Non-Model Species. PLoS ONE 7(5):e37135.
Petit LJ., Petit DR., Christian DG. Powell HDW. (1999). Bird communities of natural and modified habitats in Panama. Ecography 22: 292-304.
Pizarro H., Rodríguez P., Bonaventura SM., O’Farrell I., Izaguirre I. (2007). The “sudestadas”: a hydrometeorological phenomenon that affect river pollution (River Luján, South America). Hydrological Science Journal, 52 (4): 702-712.
Prieto-Benítez S. & Méndez M. (2011). Effects of land management on the abundance and richness of spiders (Araneae): A meta-analysis. Biological Conservation, 144, 683-691.
Pritchard JK., Stephens M., Donnelly P. (2000). Inference of population structure using mulilocus genotype data. Genetics 155: 945-59.
Reynolds C., Huszar V., Kruk C., Naselli-Flores L. & Melo, S. (2002). Towards a functional classification of the freshwater phytoplankton. Journal of Plankton Research 24(5): 417-428.
Riis T., Schultz R., Olsen HM. & Katborg, C. K. (2009). Transplanting macrophytes to rehabilitate streams: experience and recommendations. Aquatic Ecology, 43(4), 935-942.
Sala O., Chapin III., Armesto J., Berlow E., Bloomfield J., Dirzo R., Huber-Sanwald E., Huenneke L., Jackson R., Kinzig A., Leemans R., Lodge D., Mooney H., Oesterheld M., Poff NL., Sykes M., Walker B., Walker M., Wall D. (2000). Global Biodiversity Scenarios for the year 2100. Science, 287 (5459): 1770-1774.
Sánchez ML., Lagomarsino L., Allende L., & Izaguirre I. (2015). Changes in the phytoplankton structure in a Pampean shallow lake in the transition from a clear to a turbid regime. Hydrobiologia, 752(1), 65-76.
Santo Domingo JW., Bambic DG., Edge TA. & Wuertz S. (2007). Quo vadis source tracking? Towards a strategic framework for environmental monitoring of fecal pollution. Water Research, 41(16), 3539-3552.
Schauff ME. (2004). Collecting and preserving insects and mites: techniques and tools. USDA Online: http://www.sel.barc.usda.gov/selhome/collpres/collpres.pdf. 68 pp.
Schiaffino MR., Unrein F., Gasol J., Massana R., Balagué V., Izaguirre I. (2011). Bacterial community structure in a latitudinal gradient of lakes: the roles of spatial versus environmental factors. Freshwater Biology. 56: 1973-1991.
Schuster SC. (2007). Next-generation sequencing transforms today’s biology. Nature, 200(8), 16-18.
Schweigmann N., Orellano P., Kuruc J., Vera MT., Vezzani D., Méndez A. (2002). Distribución y abundancia de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) en la ciudad de Buenos Aires. In OD Salomón, Actualizaciones en Artropodología Sanitaria Argentina, Fundación Mundo Sano, Buenos Aires, p. 155-160.
Schweigmann N., Rizzotti A., Castiglia G., Gribaudo F., Marcos E., Burroni N., Freire G., D´Onofrio V., Oberlander S., Schillaci H., Gómez S., Maldonado S., Serrano C. (2009). Información, conocimiento y percepción sobre el riesgo de contraer el dengue en Argentina: Dos experiencias de intervención para generar estrategias locales de control. Cadernos de Saúde Pública 25 Sup 1: 137-148.
Sekercioglu, C. (2012). Bird functional diversity and ecosystem services in tropical forests, agroforests and agricultural areas. Journal of Ornithology, 153,153-161.
Silvoso J., Izaguirre I., Allende L. (2011). Picoplankton structure in clear and turbid eutrophic shallow lakes: A seasonal study. Limnologica, 41: 181-190.
24
Sinistro R., Buitrago Giraldo S., Rennella AM., Mamani A., Izaguirre I. (2013). Limnological changes in two shallow lakes from an urban reserve throughout a complete hydrological cycle: proposals for restoration and management. International Journal of Environment and Health, 6(4):381-397
Sinistro R., Sánchez ML., Marinone MC., Izaguirre I. (2007). Experimental study of the zooplankton impact on the trophic structure of the microbial assemblages in a temperate wetland (Argentina). Limnologica, 37: 88-99.
Soininen J., Bartels P., Heino J., Luoto M, Hillebrand H. (2015). Toward More Integrated Ecosystem Research in Aquatic and Terrestrial Environments. BioScience, 14:1-9
Staley C., Unno T., Gould TJ., Jarvis B., Phillips J., Cotner JB. & Sadowsky MJ. (2013). Application of Illumina next-generation sequencing to characterize the bacterial community of the Upper Mississippi River. Journal of applied microbiology, 115(5), 1147-1158.
Suárez OV., Cueto GR., Cavia R., Gómez Villafañe IE., Bilenca DN., Edelstein A., Martínez P., Miguel S., Bellomo C., Hodara K., Padula PJ. &Busch M. (2003). Prevalence of infection with hantavirus in rodent populations of Central Argentina. Memórias do Instituto Osvaldo Cruz, 98: 727-732.
Surbeck CQ., Jiang SC. & Grant SB. (2009). Ecological control of fecal indicator bacteria in an urban stream. Environmental science & technology, 44(2), 631-637.
Suzan G., Garcıa-Peña GE., Castro-Arellano I., Rico O., Rubio A., Tolsá M., Roche B., Hosseini P., Rizzoli A., Murray K., Zambrana-Torrelio C., Vittecoq M, Bailly X., Alonso Aguirre A., Daszak P., Prieur-Richard AH, Mills J. & Guegan J. (2015). Metacommunity and phylogenetic structure determine wildlife and zoonotic infectious disease patterns in time and space. Ecology and Evolution, 5(4): 865–873.
Swenson N. (2014). Functional and Phylogenetic Ecology in R. Springer-Verlag New York.
Taylor PJ., Arntzen L.,Hayter M., Iles M.,Frean J & Belmain S. (2008). Understanding and managing sanitary risks due rodents zoonoses in an African city: beyond the Boston Model. Integrative Zoology, 3, 38-50.
Taylor, L.H., Latham S.M., & Woolhouse M.E.(2001). Risk factors for human disease emergence. Philos. Trans. R. Soc. B 356:983–989.
Thomas C., Cameron A., Green R., Bakkenes M., Beaumont L., Collingham Y., Erasmus B., Ferreira de Siqueira M., Grainger A., Hannah L., Hughes L., Huntley B., Van Jaarsveld A., Midgley G., Miles L., Ortega-Huerta M., Townsend Peterson A., Phillips O. & Williams S. (2004). Extinction risk from climate change. Nature, 427 (8): 145-148.
Tilman D., Reich PB., Knops J., Wedin D., Mielke T. & Lehman, C. (2001). Diversity and productivity in a long-term grassland experiment. Science, 294, 843-845.
Unno T., Jang J., Han D., Kim JH., Sadowsky MJ., Kim O-S., Chun J., Hur H-G. (2010). Use of barcoded pyrosequencing and shared OTUs to determine sources of fecal bacteria in watersheds. Environmental Science & Technology 44 (20), 7777e7782.
Urban MC. (2015). Accelerating extinction risk from climate change. Science, 348 (6234), 571-573.
Vadell MV., Bellomo C., San Martín A., Padula P., Gómez Villafañe I. (2011). Hantavirus ecology in rodent populations of three protected areas of Argentina. Tropical Medicine and International Health. Trop Med Int Health 16(10):1342-52.
Vadell MV., García Erize F., Gómez Villafañe IE. (2016). Evaluation of habitat requirements of small rodents and effectiveness of an ecologically-based management in a hantavirus-endemic natural protected area in Argentina. Integrative Zoology.
Vadell MV., Gómez Villafañe IE. (2016). Environmental variables associated with hantavirus reservoirs and other small rodent species in two national parks in the Paraná delta, Argentina. Implications for disease prevention.Ecohealth.
25
Vadell MV., Gómez Villafañe IE., Cavia R. (2014). Are life history strategies of Norway rats (Rattus norvegicus) and House mice (Mus musculus) dependent on environmental characteristics? Wildlife Research 41:172-184.
Verhoef HA. & Morin PJ. (2010). Community Ecology. Oxford University Press 264 p.
Viglizzo E., Frank FC. & Carreño L. (2006). Situación ambiental en las Ecorregiones Pampa, Campos y Malezales. En: Brown, A., Martínez Ortíz, U., Acerbi, M. & Corcuera, J. (Eds.): La Situación Ambiental Argentina, Fundación Vida Silvestre Argentina 2005, 261-278.
Vörösmarty CJ., McIntyre PB., Gessner MO., Dudgeon D., Prusevich A., Green P., Glidden S., Bunn SE., Sullivan CA., Liermann CR., Davies PM. (2010). Global threats to human water security and river biodiversity. Nature 467, 555-561.
Walsh CJ., Roy AH., Feminella JW., Cottingham PD., Groffman PM. & Morgan II, R. P. (2009). The urban stream syndrome: current knowledge and the search for a cure. J. N. Am. Benthol. Soc. 24(3), 706-723.
Webster JP., Ellis WA. & MacDonald DW. (1995). Prevalence of Leptospira and other zoonoses in wild brown ratson UK farms. Mammalia, 59 (4):615-622.
Williams AV., Nevill PG. & Krauss, SL. (2014). Next generation restoration genetics: applications and opportunities. Trends in plant science,19(8), 529-537.
World Health Organization (2011). Report of the second meeting of the Leptospirosis Burden Epidemiology Reference Group.
Zanotti G., De Majo MS., Alem I., Schweigmann N., Campos RE., Fischer S. (2015). New records of Aedes aegypti at the southern limit of its distribution in Buenos Aires province, Argentina. Journal of Vector Ecology 40 (2): 408-411.
Zuleta G., Rovere AE., Pérez D., Campanello PI., Guida Johnson B., Escartín C., .. & Aronson J. (2015). Establishing the ecological restoration network in Argentina: from Rio1992 to SIACRE2015. Restoration Ecology, 23(2), 95-103.
Zuleta GA., Guida Johnson B., Lafflitto CM., Faggi AM., DeMagistris AA. & Tchilinguirian P. (2012). Rehabilitación de ambientes perdidos en megaciudades: el caso de la cuenca Matanza-Riachuelo. Buenos Aires, la historia de su paisaje natural, 445-459.
Zurita GA & Bellocq MI. (2010). Spatial patterns of bird community similarity: responses to landscape composition and configuration in the Atlantic Forest. Landscape Ecology 25:147-158.
Zurita GA & Bellocq MI. (2012). Bird assemblages in anthropogenic habitats: identifying a suitability gradient for native species in the Atlantic Forest. Biotropica, 44: 412-419.
Zurita GA., Rey N., Varela DM., Villagra M., Bellocq MI. (2006). Conversion of the Atlantic forest into native and exotic tree plantations: effects on bird communities from the local and regional perspectives. Forest Ecol. Manag., 235:164-173.
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Justificación del presupuesto
Equipamiento:
En el primer y segundo año del proyecto se planifica comprar dos equipos pequeños que complementan el
equipamiento general del IEGEBA y se justifican en el marco de las investigaciones proyectadas. El primer año
está prevista la compra de una cámara de bioseguridad para poder trabajar en condiciones de esterilidad y con
patógenos, cuyo precio es aproximadamente de 200.000 $. En el segundo año se proyecta comprar un
documentador de geles que se utilizará en todos los análisis moleculares para verificar la calidad y cantidad de
los ADNs genómicos, cuyo precio es de aproximadamente 100.000 $.
Insumos:
En lo que respecta a este rubro, el dinero solicitado será utilizado para compra de reactivos y material de
laboratorio para las tecnicas moleculares (Productos para purificación de ADN, PCR y preparación de librerías
genómicas), enzimas de restricción, magnetic beads. Placas para secuenciación), drogas y reactivos para análisis
químicos, insumos de computación y de librería, material descartable para usar en campañas, etc.
Servicios de terceros:
Se requiere solventar gastos de secuenciación, análisis especializados, citometría de flujo, reparación de
equipos, análisis informáticos.
Viajes y viáticos:
Están previstos 4 viajes para realizar estancias temporales de los becarios del proyecto en centros del país y del
exterior para especialización.
Otros:
En este rubro se incluyen principalmente los montos necesarios para los viajes de campaña que están previstos
en el marco de cada uno de los objetivos específicos del proyecto. Estos viajes se realizarán a distintos lugares de
la Pcia. de Buenos Aires y Área Metropolitana de Buenos Aires.
