Anexo 4: Técnicas coproparasitoscópicas para la detección e identificación de parásitos

gastrointestinales

Técnica de Flotación-Centrifugación usando solución sobresaturada de azúcar

Preparación de Solución de flotación: solución sobresaturada de azúcar

Combinar 355 mL de agua y 454 de azúcar

Disolver el azúcar en el agua, se puede usar calor indirecto

Después de disolver el azúcar, agregar 10 mL de formol al 40%

Procedimiento:

Mezclar 3 gr. de heces en 42mL de agua, agitar hasta que las heces estén en

suspensión.

Verter la mezcla a través de un capa de gasa colocada en un colador, dentro de dos

tubos de 15 mL de capacidad.

Enjuagar la gasa y el colador y verter el líquido en los tubos.

Centrifugar a 1000 o 1200 rpm por 5 min.

Decantar el sobrenadante y llenar con solución de flotación la mitad del tubo,

remover el sedimento y homogenizar con la solución de flotación usando un

aplicador. Luego agregar más solución de flotación hasta que el tubo este lleno y

forme un menisco.

Colocar una laminilla sobre el menisco e inmediatamente centrifugar a 1000 o 1200

rpm por 3 a 5 min.

Después de centrifugar retirar cuidadosamente la laminilla y colocarla en una

lámina portaobjeto conteniendo una gota de lugol.

Observar en el microscopio a 10x y confirmar a 40x.

Técnica de Baermann modificado en copa

Colocar un colador sobre una copa y llenar con agua la mitad de la copa.

Colocar 5 a 10 gramos de heces sobre una capa de gasa.

Colocar la gasa con la muestra sobre el colador.

Llenar la copa con agua hasta cubrir la muestra. Dejar en reposo 24 horas.

Después de las 24 horas:

Si es para la detección de huevos se recoge, con un gotero, 1 a 2 mL de líquido del

fondo de la copa y se coloca en una placa Petri. Y se observa al microscopio a 4 ó

10x y se confirma a 40x.

Si es para la identificación de larvas se recoge de 1 a 2 mL de líquido, hasta

completar todo el líquido, y se coloca en una placa Petri, luego se observa al

microscopio a 4 0 10x y se confirma a 40x.

Coprocultivo

Disgregar las heces usando un aplicador, para un buen cultivo las heces deben ser

húmedas pero no acuosas, las heces muy secas deben mojarse con agua; si son

acuosas deben añadirse heces estériles, turba o carbón animal hasta obtener la

consistencia correcta.

Esta mezcla se coloca en placas de vidrio y se mantienen en una estufa regulada a

27°C, donde permanecen durante 7 o 10 días, momento en el que las larvas han

alcanzado el estado infectivo. Si no se dispone de una estufa adecuada, puede

dejarse el cultivo a la temperatura del laboratorio durante 10 a 20 días.

Se remueve el cultivo diariamente para favorecer el aireamiento de las capas

profundas y evitar el desarrollo de hongos.

Después del tiempo establecido se recuperan las larvas a través de la técnica de

Baermann modificado en copa.

Esporulación de ooquistes

Se prepara un cultivo sencillo emulsionando una pequeña cantidad de heces en una

solución de dicromato de potasio al 2%.

Se deja que los ooquistes esporulen a temperatura ambiente por 4 a 7 días.

Luego se procede a realizar la técnica de flotación - centrifugación para recuperar

los ooquistes.

Técnica cuantitativa de Kato Katz

Preparación de la solución de glicerina:

Glicerina pura 30 mL

Agua destilada 30 mL

Verde de malaquita al 3% 1 mL

(Solución acuosa)

Mezclar bien en frasco de boca ancha con tapadera e introducir los cuadrados de celofán

para sumergir en esta solución 24 horas o más antes de usar. (El verde de malaquita no

es indispensable en caso que no se cuente con él).

Procedimiento:

Extender el papel periódico sobre la mesa de trabajo.

Identificar el porta-objetos con la muestra a examinar. Colocar sobre éste el

templete de plástico (Un templete de 9 mm X 1 mm entrega 50 mg de heces. El

factor de multiplicación para determinar huevos por gramo será de 20. Un templete

de 6 mm de diámetro X 1.5 mm de grosor entrega 41.7 mg de heces. El factor de

multiplicación será de 24).

Con una espátula de plástico o de madera tomar una cantidad de heces y colocarla

sobre una superficie plana (tapadera del frasco, papel periódico).

Colocar sobre estas heces un cuadrado de tela metálica o nylon que hace las veces

de colador.

Raspar la superficie de la tela con la espátula plástica o palo de chupete tomando

suficientes heces coladas para llenar el agujero del templete. Descartar la espátula si

es de madera.

Remover el templete, descartar éste y la tela en desinfectante y cubrir el redondel

de heces con un cuadrado de celofán empapado en glicerina, con una espátula

plástica o de madera extender la muestra hasta homogenizar en toda el área del

celofán.

Colocar sobre una superficie protegida de insectos (mosca, cucaracha) y agua.

Esperar que aclare. Esto dependerá de la temperatura y humedad del ambiente,

entre 30 min. y 45 min. Si se desea interrumpir el aclaramiento, invertir la lámina

sobre una superficie plana lo necesario hasta continuar el proceso.

Observar al microscopio y realizar el recuento por tipo de huevo de nematodo, en

toda el área del celofán, a 10x y confirmar a 40x.

Multiplicar el número de huevos encontrados por el factor (en este caso 24), para

obtener el número de huevos por gramo de heces (nhpg).