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JURADO EXAMINADOR

Esta tesis fue realizada por Elizabeth Revilla González, dirigida por el Dr. Marcos

Miguel González Peña y asesorada por la Dra. Ma. Antonieta Goytia Jiménez. Ha

sido revisada y aprobada por el siguiente comité revisor y jurado examinador:

PRESIDENTE Dr. Marcos Miguel González Peña SECRETARIO Dra. Amparo Máxima Borja De la Rosa VOCAL M. C. Mario Fuentes Salinas SUPLENTE Ing. Gonzalo de Jesús Novelo González SUPLENTE M. C. Alejandro Corona Ambriz

Texcoco, Estado de México, abril de 2011

iii

RECONOCIMIENTOS

Al Dr. Marcos Miguel González Peña por su colaboración directa en la redacción

de esta tesis con la realización del cálculo de los polisacáridos, el análisis

estadístico, y la interpretación de los espectros del infrarrojo, además de absorber

los gastos que se presentaron durante la realización de este trabajo.

iv

AGRADECIMIENTOS

Quiero agradecer a todas las personas que de forma directa o indirecta apoyaron

en la realización de esta tesis:

Dra. Ma. Antonieta Goytia Jiménez por las facilidades otorgadas para hacer uso

del cromatógrafo de gases y al personal del laboratorio de Jóvenes Investigadores

que de forma amable nos auxiliaron cuando lo necesitamos.

A la Dra. Amparo Borja de la Rosa, encargada del Laboratorio de Anatomía de la

Madera en donde se llevó a cabo esta tesis, por su apoyo durante la realización de

este trabajo. También agradezco al personal del área de Anatomía de la Madera

profesores y trabajadores porque su compañía hizo de este tiempo un buen

momento para hacer grandes amistades.

A mi comité revisor, por el tiempo que le dedicaron a este trabajo y por sus

acertados consejos para mejorarlo.

Al Instituto de Química de la UNAM, al Laboratorio Central Universitario (UACh), y

al Colegio de Postgraduados, por el acceso a los instrumentos y facilidades

prestadas.

Agradezco de forma especial al Dr. Marcos Miguel González Peña por darme la

oportunidad de trabajar en esta tesis, por la libertad de equivocarme y de intentarlo

de nuevo, porque todo lo aprendido en este periodo se lo debo en gran medida a

su enseñanza. Así también agradezco a su querida esposa por brindarme

cariñosamente su amistad y su ayuda en los momentos difíciles.

A mi escuela, la Universidad Autónoma Chapingo y en especial a la División de

Ciencias Forestales por ofrecerme esta carrera de Ingeniero Forestal Industrial a

la que tanto amo y de la que tanto espero.

v

DEDICATORIA

A mi familia, a todos sin excepción por todo su amor.

A mi madre Irma González Santos, que sin queja no solo me ha dado su amor

también su esfuerzo y trabajo para apoyarme durante toda mi etapa de

estudiante y más.

A mi padre Arnulfo Revilla Bautista, porque lo admiro como persona, por su

buen humor y por su fortaleza.

A mis hermanos y hermanas porque siempre me brindaron su ayuda, porque

aun estando lejos siempre los he sentido cerca.

A ti Ursula por tu compañía y todas las lecciones de vida que compartimos,

porque juntas aprendimos que la familia siempre será lo más importante.

A mis amigos, porque hay personas que me han acompañado durante mi

larga estancia en esta escuela, porque no me he equivocado en llamarlos así

pues me han demostrado ser grandes personas. Además agradezco a otra

gran persona que me ha acompañado y apoyado durante mucho tiempo,

porque he aprendido tanto de la vida gracias a él.

vi

CONTENIDO

JURADO EXAMINADOR.......................................................................................... ii

RECONOCIMIENTOS ............................................................................................. iii

AGRADECIMIENTOS ............................................................................................. iv

CONTENIDO ........................................................................................................... vi

INDICE DE CUADROS ........................................................................................... ix

INDICE DE FIGURAS ............................................................................................. x

INDICE DE ANEXOS ............................................................................................. xii

RESUMEN ............................................................................................................ xiii

SUMARY ............................................................................................................... xiv

1. INTRODUCCIÓN .......................................................................................... 1

2. OBJETIVOS ................................................................................................. 2

2.1. Objetivo general ...................................................................................... 2 2.2. Objetivos específicos .............................................................................. 2

3. REVISIÓN DE LITERATURA ....................................................................... 3

3.1. Introducción general ............................................................................... 3 3.2. Celulosa .................................................................................................. 4 3.3. Hemicelulosas ......................................................................................... 5 3.4. Lignina .................................................................................................... 7 3.5. Compuestos extraíbles ........................................................................... 8 3.6. Compuestos minerales ........................................................................... 9 3.7. Descripción de las especies estudiadas ............................................... 10

3.7.1. Descripción general ........................................................................ 10 3.7.2. Pinus cembroides (Zuccarini) ......................................................... 11 3.7.3. Pinus johannis (M.-F. Robert) ......................................................... 12 3.7.4. Pinus maximartinezii (Rzedowski) .................................................. 13 3.7.5. Pinus pinceana (Gordon) ................................................................ 14

4. MATERIALES Y MÉTODOS ...................................................................... 15

4.1. Colecta de muestras ............................................................................. 16 4.2. Preparación de la muestra .................................................................... 17 4.3. Determinación de la densidad básica ................................................... 18 4.4. Determinación del peso seco de cada espécimen analizado................ 19 4.5. Determinación del contenido y composición de las cenizas ................. 20 4.6. Determinación de extractivos en agua caliente ..................................... 22

vii

4.7. Determinación de extractivos en etanol – tolueno ................................ 24 4.8. Determinación de extractivos totales .................................................... 25 4.9. Determinación de lignina Klason ........................................................... 26 4.10. Determinación de la lignina soluble en ácido ........................................ 27 4.11. Composición de carbohidratos por cromatografía de gases ................. 28 4.12. Cuantificación de holocelulosa .............................................................. 35 4.13. Cuantificación de α-celulosa ................................................................. 36 4.14. Contenido de lignina y hemicelulosas después de la deslignificación .. 39 4.15. Espectroscopía de infrarrojo de la madera ........................................... 39 4.16. Análisis de los datos ............................................................................. 40

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................... 41

5.1. Densidad básica ................................................................................... 41 5.2. pH ......................................................................................................... 43 5.3. Extractivos ............................................................................................ 44

5.3.1. Extractivos en agua caliente ........................................................... 45 5.3.1.1. En albura ................................................................................... 45 5.3.1.2. En duramen .............................................................................. 47

5.3.2. Extractivos en etanol-tolueno ......................................................... 49 5.3.2.1. En albura ................................................................................... 49 5.3.2.2. En duramen .............................................................................. 51

5.3.3. Extractivos totales .......................................................................... 53 5.3.3.1. En albura ................................................................................... 53 5.3.3.2. En duramen .............................................................................. 54

5.3.4. Resumen de extractivos ................................................................. 55 5.4. Contenido de cenizas y composición de inorgánicos ............................ 58 5.5. Lignina .................................................................................................. 61

5.5.1. Lignina Klason ................................................................................ 61 5.5.2. Lignina soluble en ácido ................................................................. 62 5.5.3. Lignina total .................................................................................... 64

5.6. Cuantificación de carbohidratos por cromatografía de gases ............... 66 5.6.1. Holocelulosa ................................................................................... 66 5.6.2. Celulosa ......................................................................................... 67 5.6.3. Hemicelulosas ................................................................................ 69

5.6.3.1. Glucomanana ............................................................................ 69 5.6.3.2. Glucuronoxilana ........................................................................ 70 5.6.3.3. Hemicelulosas totales ............................................................... 71

5.6.4. Monosacáridos ............................................................................... 71

viii

5.7. Cuantificación de los polímeros mediante la deslignificación ................ 73 5.8. Análisis sumativo .................................................................................. 76 5.9. Espectroscopía del infrarrojo ................................................................ 78

6. CONCLUSIONES ....................................................................................... 80

7. RECOMENDACIONES ............................................................................... 82

8. LITERATURA CITADA ............................................................................... 83

9. ANEXOS ..................................................................................................... 88

   

ix

INDICE DE CUADROS

Cuadro 1. Individuos muestreados, todos en estado fenológico de árbol ............. 17

Cuadro 2. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de pH de albura y duramen (prueba HSD de Tukey) ....................................................... 43

Cuadro 3. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos de albura en agua caliente (prueba HSD de Tukey) ........................... 46

Cuadro 4. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos de duramen en agua caliente (prueba HSD de Tukey) ....................... 48

Cuadro 5. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos en etanol-tolueno del duramen (prueba HSD de Tukey) ..................... 51

Cuadro 6. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos totales de albura (prueba HSD de Tukey) ........................................... 54

Cuadro 7. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos totales de duramen (prueba HSD de Tukey) ....................................... 54

Cuadro 8. Resumen del contenido de extractivos ................................................. 55

Cuadro 9. Contenido de metales en las cenizas de las especies estudiadas ....... 60

Cuadro 10. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos para contenido de lignina Klason (prueba HSD de Tukey) ............................................ 62

Cuadro 11. Contenido de lignina soluble en ácido ................................................ 63

Cuadro 12. Resumen del contenido de lignina para cada especie ........................ 64

Cuadro 13. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de lignina total (prueba HSD de Tukey) ..................................................................... 65

Cuadro 14. Contenido medio de polisacáridos en la madera de cuatro pinos piñoneros, en % del peso seco de la madera extraída .......................................... 66

Cuadro 15. Medias para los grupos en subconjuntos homogéneos, holocelulosa (prueba HSD de Tukey) .................................................................... 67

Cuadro 16. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos, glucomanana (prueba HSD de Tukey) .................................................................. 70

Cuadro 17. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos, glucuronoxilana (prueba HSD de Tukey) .............................................................. 71

Cuadro 18. Contenido medio de monosacáridos de la madera de cuatro pinos piñoneros ..................................................................................................... 72

Cuadro 19. Determinación de la composición de la madera de las especies estudiadas por el método de deslignificación ........................................................ 74

Cuadro 20. Análisis sumativo de la composición total de la madera libre de extraíbles; mezcla de 50% albura y 50% duramen ............................................... 77

x

INDICE DE FIGURAS

Figura 1. Esquema general de los componentes químicos de la madera (Fengel y Wegener, 1989) ....................................................................................... 3

Figura 2. Molécula de celobiosa en la cadena de celulosa (Rodríguez-García, 2006) .......................................................................................................... 4

Figura 3. Estructura de los principales monosacáridos encontrados en las hemicelulosas (Fengel y Wegener, 1989) ............................................................... 6

Figura 4. Estructura de los alcoholes p-hidroxicinamílicos precursores de la lignina (Rencoret-Pazo, 2007) ................................................................................. 8

Figura 5. Ruta general para la realización del presente trabajo ............................ 15

Figura 6. Ubicación del Pinetum “Maximino Martinez” referenciado al campus universitario ........................................................................................................... 16

Figura 7. a) Imagen de las cenizas de P. johannis al microscopio electrónico de barrido. El área enmarcada es el área de donde se tomó el espectro de Rayos X. b) El espectro correspondiente; el elemento (pico) no etiquetado se eliminó del cálculo porque pertenece al oxigeno ................................................... 22

Figura 8. Conversión de una aldosa a acetato de alditol ....................................... 29

Figura 9. Cromatograma del análisis de los acetatos de alditol de los azúcares de la madera de P. pinceana ................................................................. 33

Figura 10. Densidad básica por tipo de madera y media ...................................... 42

Figura 11. Densidad básica de albura en los pinos estudiados, en comparación con otros pinos. Las barras oscuras son los pinos del presente estudio ................................................................................................................... 42

Figura 12. Valores de pH de albura y duramen de las especies estudiadas ......... 44

Figura 13. Contenido medio de extractivos en agua caliente en albura ................ 45

Figura 14. Extractivos de albura en agua caliente de los pinos estudiados en comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser 1975). Las barras negras son las especies de este estudio ............................................................... 46

Figura 15. Contenido medio de extractivos en agua caliente en duramen ............ 47

Figura 16. Extractivos de duramen en agua caliente de los pinos estudiados en comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser, 1975). Las barras negras son las especies de este estudio .................................................... 48

Figura 17. Extractivos de albura en solventes de los pinos estudiados en comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser, 1975). Las barras negras son las especies de este estudio ............................................................... 49

Figura 18. Contenido medio de extractivos en etanol-tolueno en albura ............... 50

Figura 19. Grafico de cajas de extractivos en etanol-tolueno en albura ................ 50

xi

Figura 20. Contenido medio de extractivos en etanol-tolueno del duramen .......... 52

Figura 21. Extractivos de duramen en solventes de los pinos estudiados en comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser, 1975). Las barras negras son las especies de este estudio ............................................................... 52

Figura 22. Contenido medio de extractivos totales en albura ................................ 53

Figura 23. Contenido medio de extractivos totales en duramen ............................ 55

Figura 24. Resumen del contenido de extractivos por tipo de extracción, en % del peso seco antes de la extracción ................................................................ 56

Figura 25. Contenido medio de cenizas, en % del peso seco de la madera ......... 59

Figura 26. Contenido de metales en las cenizas de las especies estudiadas, en % del peso seco de las cenizas ....................................................................... 60

Figura 27. Grafico de cajas del contenido de lignina Klason (n=4) ....................... 61

Figura 28. Contenido medio de lignina Klason ...................................................... 62

Figura 29. Espectro UV de lignina soluble de las especies estudiadas ................. 63

Figura 30. Contenido medio de lignina total en cuatro pinos piñoneros ................ 65

Figura 31. Contenido de celulosa en cuatro pinos piñoneros ................................ 68

Figura 32. Grafico de cajas del contenido de celulosa (%) en cuatro pinos piñoneros............................................................................................................... 68

Figura 33. Contenido medio de glucomanana en cuatro pinos piñoneros ............. 69

Figura 34. Contenido medio de glucuronoxilana en cuatro pinos piñoneros ......... 70

Figura 35. Contenido medio de monosacáridos en la madera de cuatro pinos piñoneros............................................................................................................... 72

Figura 36. Componentes de la madera de las especies estudiadas por el método de deslignificación y corrección por ligninas (LK y LSA) .......................... 74

Figura 37. Espectro de infrarrojo (FTIR) de cuatro especies de pinos piñoneros............................................................................................................... 79

xii

INDICE DE ANEXOS

Anexo 1. Análisis de varianza para las variables estudiadas ................................ 88

xiii

RESUMEN

Por su abundancia y muchas veces su dominio en diferentes tipos de comunidades vegetales, el género Pinus representa un recurso forestal y genético muy importante para el país, sin que a la fecha exista un estudio detallado de la química de la madera de las especies de este grupo. En este trabajo se caracterizó químicamente la madera de cuatro pinos mexicanos de la subsección Cembroides: P. maximartinezii, P. cembroides, P. johannis y P. pinceana. Se determinó la densidad básica en pequeños cubos de albura y duramen, y se prepararon muestras de madera molida para cada especie. La caracterización en albura y duramen incluyó: pH, contenido de cenizas, contenido de extraíbles en agua caliente y en etanol-tolueno, y extractivos totales. En mezclas de albura y duramen libre de extractivos, se determinó lignina, holocelulosa, celulosa, hemicelulosas, y monosacáridos. La cuantificación de los principales polímeros se realizó mediante el método de hidrólisis de carbohidratos; adicionalmente se exploró su cuantificación por el método de deslignificación con clorito de sodio. En general, los rangos de las medias encontrados fueron: densidad básica, de 0.501 a 0.752 g cm-3; pH, de 4.26 a 5.63; cenizas, de 0.39 a 0.52%; y contenido de extractivos en agua caliente, etanol-tolueno y totales, de 3.5 a 26.4%, de 4.4 a 23.0%, y de 11.5 a 33.7%, respectivamente. El contenido de lignina varió de 28.8 a 31.5% por el método de hidrólisis, y de 32.6 a 36.4% por el método del clorito de sodio, mientras que el contenido de celulosa fue de 35.5 a 37.9% y de 34.8 a 37.1%, en el mismo orden. La cuantificación de los monosacáridos arrojó: glucosa, 39.9 a 42.8%; manosa, 11.5 a 15.1%; xilosa, 5.3 a 7.6%; galactosa, 3.5 a 5.5%; arabinosa, 1.8 a 2.5%; y ramnosa, 0.2 a 0.3%. El contenido de hemicelulosas se calculó de acuerdo a las concentraciones molares de sus monosacáridos constituyentes, determinadas en estudios previos de otros pinos. La glucomanana fue de 15.6 a 20.6%, y la glucuronoxilana de 7.2 a 10.2%. El contenido total de hemicelulosas por el método de hidrólisis (incluyendo ramnana y arabinogalactana), varió de 29.4 a 32.2%, mientras que por el método de deslignificación, el contenido total de hemicelulosas fue de 28.8 a 30.3%. En el análisis elemental de las cenizas se detectó la presencia de Ca, K, Mg, Na, Si, P, Fe y Al, en ese orden de importancia, donde los primeros tres elementos suman más del 87% en peso del material inorgánico. Una comparación cualitativa del contenido de polímeros y extractivos, sugiere que la química de la madera de P. cembroides se parece más a la de P. pinceana que a la de P. johannis, mientras que la de P. maximartinezii destaca por ser diferente a la de los otros tres pinos. En conclusión, los pinos estudiados se caracterizan por su alto contenido de lignina, bajo contenido de celulosa, y alto contenido de extractivos, principalmente en el duramen -en especial en P. maximartinezii y P. cembroides.

Palabras clave: composición química, extractivos, madera, Pinus, piñoneros

xiv

SUMARY

Pines (Pinus) represent a vast forest resource and an important source of genetic information as the largest extant genus of conifers, as species of this group are a major, often dominant component in various vegetation types in Mexico. To date, there is however no detailed study on the chemical composition of various wood species of this genus, looking to unlock the full potential of this resource. In this work, we characterized the wood substance of four Mexican pines of subsection Cembroides: P. maximartinezii, P. cembroides, P. johannis and P. pinceana. The basic density of small blocks of sapwood and heartwood was obtained, and then milled samples were prepared for each tissue. Characterization of sapwood and heartwood included: pH, ash content, extractive content in hot water and in organic solvents, and total extractive content. Lignin, holocellulose, cellulose, hemicelluloses, and monosaccharides contents were subsequently determined for extractive-free mixtures of milled sapwood and heartwood. Quantification of the main polymers of wood was performed by the carbohydrate-hydrolysis method; the sodium-chlorite-delignification method was also explored to quantify wood components. In general, means intervals for the parameters analyzed were: basic density: 0.501-0.752 g cm-3, pH: 4.26-5.63, and ash content: 0.39-0.52%. Extractive content in hot water, in ethanol-toluene, and total extractive content were 3.5-26.4%, 4.4-23.0%, and 11.5-33.7%, respectively. Lignin content ranged from 28.8 to 31.5% when it was determined by the carbohydrate-hydrolysis method, whilst it was 32.6-36.4% when it was measured using the sodium-chlorite method. Cellulose content, in the same order as above, was 35.5-37.9% and 34.8-37.1%. Monosaccharide analysis gave: glucose, 39.9-42.8%; mannose, 11.5-15.1%; xylose, 5.3-7.6%; galactose, 3.5-5.5%; arabinose, 1.8-2.5%; and rhamnose, 0.2-0.3%. The contents of the main hemicellulose types were calculated based on known molar concentrations of its monosaccharide constituents, as determined in previous studies on pines. Glucomannan content varied from 15.6 to 20.6%, and glucuronoxylan content went from 7.2 to 10.2%. Total hemicellulose content (including rhamnan and arabinogalactan) was 29.4-32.2% by the carbohydrate-hydrolysis method, whilst it was 28.8-30.3% when it was determined by the second method. Ca, K, Mg, Na, Si, P, Fe and Al were all detected during elemental analysis of ash, in the same order of importance, where the first three elements comprised more than 87% (w/w) of the inorganic material. A qualitative comparison of polymers and extractive contents suggests that the chemical composition of P. cembroides wood resembles more the one of P. pinceana than that of P. johannis; the makeup of P. maximartinezii stand out by being different from that of the other three pines. In summary, pines studied in this work are characterized by high lignin content, low cellulose content, and very high extractive content in heartwood, specially so in P. maximartinezii and P. cembroides. Keywords: chemical composition, extractives, wood, Pinus, pinyon pines

1

1. INTRODUCCIÓN

La madera es una sustancia orgánica formada por diferentes componentes,

estructurales y no estructurales. La presencia de cada compuesto, en mayor o

menor medida, es un factor importante a considerar al definirle un uso potencial o

su importancia como un recurso genético, por lo que el estudio de la composición

química de la madera representa una necesidad para darle el uso más racional a

este material.

El género Pinus cuenta con al menos 110 especies reconocidas por diversos

autores, haciéndolo el género más abundante de las coníferas (Gernandt et al.,

2005). De éstas, al menos 43 subsisten en México y América Central, y 9 de éstas

son nativas de México, lo que hace que México sea el país con más especies de

pinos que ningún otro (Farjon et al., 1997).

Los pinos son ecológicamente importantes como el componente principal, a veces

dominante, de los bosques boreales, subalpinos, templados y tropicales, así como

bosques de zonas áridas. Los pinos son también un recurso económicamente

importante, ya que son fuente de madera, papel, resina, carbón vegetal, alimento

(particularmente semillas) y ornamentales (Gernandt et al., 2005).

Las especies de pinos piñoneros han sido reconocidas por su importancia como

fuente de alimentación desde siempre. Hoy en día, los pinos piñoneros

representan una fuente de variación genética de insustituible valor científico,

técnico y económico, además de que sus semillas son un producto forestal de muy

alto valor económico (Escoto-Cervantes, 1998).

A pesar de la importancia ecológica, económica y genética de los pinos, hay pocos

estudios sobre la química de la madera de los pinos mexicanos. Con este trabajo

se contribuye al conocimiento sobre la química de la madera de este género,

específicamente de la subsección Cembroides, iniciando con el estudio de cuatro

especies de pino: P. cembroides, P. johannis, P. maximartinezii y P. pinceana.

2

2. OBJETIVOS

2.1. Objetivo general

• Determinar cuantitativamente los componentes químicos de la madera de

Pinus maximartinezii, P. cembroides, P. johannis y P. pinceana

2.2. Objetivos específicos

• Determinar los valores densidad básica y de pH de la madera

• Cuantificar gravimétricamente el contenido de extractivos y cenizas

• Determinar el contenido de celulosa, hemicelulosas y lignina mediante el

método de la hidrólisis de carbohidratos, y por el método de la

deslignificación con clorito de sodio

• Comparar cualitativamente las determinaciones a las que se llegue

mediante los dos métodos antes señalados

• Comprobar si existen diferencias estadísticamente significativas en los

principales parámetros de la composición química de la madera de las

cuatro especies bajo estudio

• Establecer cualitativamente las similitudes entre especies en términos de la

composición química de la madera, en particular entre P. cembroides y P.

johannis

• Examinar si existe correspondencia entre la información en los espectros de

infrarrojo de la madera, y las cuantificaciones que se realicen mediante los

dos métodos de química húmeda antes mencionados

3

3. REVISIÓN DE LITERATURA

3.1. Introducción general

La madera y otros materiales lignocelulósicos representan la mayor fuente de

energía y materia orgánica renovables de la biósfera. La madera es el más

abundante de los materiales lignocelulósicos y representa la principal materia

prima en la industria de pasta de papel (Rencoret-Pazo, 2007).

La madera está formada por células individuales, que juntas determinan su

morfología. Las paredes celulares pueden comprender hasta un 95% de la masa

de las plantas leñosas, mientras que el 5% restante se compone de sustancias

extraíbles (Goldstein, 1991). En la Fig. 1 se puede observar un esquema general

de la composición química de la madera.

Figura 1. Esquema general de los componentes químicos de la madera (Fengel y Wegener, 1989)

Se puede hacer una distinción entre los principales componentes macro-

moleculares de la pared celular como la celulosa, las poliosas (hemicelulosas) y la

lignina, los cuales están presentes en todas la maderas, y los componentes de

menor peso molecular (extraíbles y sustancias minerales), los cuales están

generalmente más relacionados a las especies de madera en tipo y cantidad. La

proporción y composición química de la lignina y poliosas difiere en maderas duras

Madera

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sin embargo, incluyendo los ácidos y bases fuertes, soluciones de sal

concentradas y varios complejos de metal son capaces de disolver la celulosa

(Goldstein, 1991).

El conocimiento de la estructura de la celulosa es necesario para interpretar las

propiedades de madera y de papel. Los filamentos cristalinos, largos y delgados

(microfibrillas) de celulosa dominantes en la capa S2 se orientan más o menos

paralelos al eje de la fibra y son la causa principal de la anisotropía de la mayoría

de los materiales a base de madera, por ejemplo, la madera y las fibras son más

fuertes en la dirección de la fibra y más débiles en el sentido transversal. El mismo

comportamiento anisotrópico se observa en la contracción de la madera y en otras

propiedades importantes. La naturaleza cristalina de la celulosa también la hace

resistente al ataque químico, por lo que la mayoría de hemicelulosas y lignina

pueden ser removidas durante la fabricación de pasta química dejando tras de sí

una fibra rica en celulosa, que es la base de muchos productos de papel (Walker,

2006).

3.3. Hemicelulosas

Las hemicelulosas, también llamadas poliosas, se encuentran estrechamente

asociadas con la celulosa en la pared celular. Los principales componentes de las

hemicelulosas son 5 azucares neutrales, las hexosas D-glucosa, D-manosa, D-

galactosa y las pentosas D-xilosa y L-arabinosa. Algunas hemicelulosas contienen

adicionalmente ácidos urónicos (Fig. 3). La cadena molecular es mucho más corta

que en el caso de la celulosa. En las madera de coníferas las hemicelulosas

representan entre un 25 y un 30% de su peso seco, mientras que en las especies

frondosas representan del 20 a más del 40% (Rencoret-Pazo 2007). Además de la

cantidad, la composición de los azucares también es diferente; en maderas

blandas, la galactoglucomanana es la hemicelulosa principal, y representa

aproximadamente el 20% del peso seco de la madera; las coníferas contienen

además una pequeña cantidad de arabinoglucuronoxilana (5-10%). En maderas

6

duras o latifoliadas, la arabinoglucuronoxilana (15-30%) es más abundante, con

muy poca cantidad de glucomanana (2-5%) (Goldstein, 1991).

Figura 3. Estructura de los principales monosacáridos encontrados en las

hemicelulosas (Fengel y Wegener, 1989)

La galactoglucomanana puede ser dividida en dos fracciones teniendo diferente

contenido de galactosa. En la fracción donde se tiene un menor contenido de

galactosa, la relación galactosa:glucosa:manosa es de 0.1:1:4 y representa de un

10 a 15% del peso seco de la madera; mientras que en la fracción donde se tiene

un mayor contenido de galactosa corresponde a una relación de 1:1:3 y

representa de 5 a 8% del peso seco de la madera (Sjöström, 1981).

Aunque las hemicelulosas son, con algunas excepciones insolubles en agua,

estas se pueden disolver con un álcali fuerte. Las hemicelulosas son también más

fácilmente hidrolizables por el ácido que la celulosa. Su mayor solubilidad y

susceptibilidad a la hidrólisis es resultado de sus estructuras amorfas y bajo peso

molecular (Goldstein, 1991).

7

3.4. Lignina

Después de la celulosa, la lignina es el compuesto orgánico más abundante en la

tierra. Representa entre un 25 y un 33% del peso seco de la madera de coníferas,

y entre un 18 y un 34% en frondosas. La lignina da soporte estructural a los tejidos

de las plantas e impermeabilidad a los elementos vasculares, y proporciona

resistencia frente al ataque de microorganismos y el estrés mecánico (Rencoret-

Pazo, 2007).

La lignina es una sustancia aromática que es casi totalmente insoluble en la

mayoría de los solventes. No se puede dividir a las unidades monoméricas

porque, cuando se hidrolizan, son muy susceptibles a la oxidación y fácilmente

son sometidas a reacciones de condensación. Por esta razón, los estudios de la

estructura de la lignina y la química se han basado en fragmentos modificados

extraídos de la madera en partículas muy finas, la llamada lignina de la madera

molida (Walker, 2006).

La lignina es un polímero tridimensional de unidades fenilpropano con muchos

vínculos entre los diferentes monómeros que conducen a una estructura

complicada que sólo puede ser definido por la frecuencia de la ocurrencia de los

diversos vínculos. Esta estructura surge al azar durante la iniciación enzimática del

proceso de polimerización de los precursores de la lignina en forma de alcoholes

p-hidroxicinamílicos (Fig. 4) (Goldstein, 1991).

La polimerización de los alcoholes p-hidroxicinamílicos se desencadena por la

acción de una (o varias) peroxidasas (o lacasas) de la pared vegetal. Continúa por

una serie de reacciones de condensación de radicales aromáticos y nuevas

oxidaciones enzimáticas de los dímeros (dilignoles) y oligómeros hasta la

formación del polímero de lignina. La acción de la peroxidasa sobre cada uno de

los precursores fenólicos (alcoholes p-hidroxicinamílicos) da lugar a la formación

de un radical fenoxilo (oxidación de un electrón) (Rodríguez-García, 2006).

8

Figura 4. Estructura de los alcoholes p-hidroxicinamílicos precursores de la lignina

(Rencoret-Pazo, 2007)

El carácter aromático y fenólico de la lignina se debe a su origen, al igual que su

contenido de metoxilo. Más de dos tercios de las unidades de fenilpropano están

unidos por enlaces éter, y el resto por enlaces carbono-carbono. Esto explica las

condiciones rigurosas necesarias para su depolimerización y la imposibilidad de

lograr la reversión a los monómeros (Goldstein, 1991).

Puesto que no ha sido posible el aislamiento o su remoción de la madera sin

alguna degradación, el peso molecular de cualquier ejemplo de lignina estudiada

dependerá de su método de aislamiento, al igual que sus propiedades químicas

variarán de acuerdo a éste (Goldstein, 1991).

3.5. Compuestos extraíbles

Los extractivos son componentes externos a la madera que pueden ser separados

del material insoluble de la pared celular por su solubilidad en agua o solventes

orgánicos. A menudo son específicos de cada género o especie, y es posible

utilizar su presencia en esquemas taxonómicos basados en su composición

química. La clasificación de los extractivos resulta difícil debido a su gran variedad

(Goldstein, 1991).

En general, las coníferas tienen un mayor contenido de extractivos que las

maderas de latifoliadas. La mayoría de los extractivos en ambas (coníferas y

9

latifoliadas) están localizados en el duramen, y algunos son responsables del

color, olor y durabilidad de la madera (Rowell et al., 2005).

Los extractos se encuentran en la madera en pequeña cantidad, pero su presencia

puede interferir en la deslignificación. Los extractivos cubren una gama amplia,

desde los de bajo peso molecular, monoterpenos volátiles, hasta sustancias de

peso molecular más alto, tales como triterpenos y esteroles, y de los hidrocarburos

a las complejas estructuras de polifenoles. La cantidad y la composición de los

extractos varían según la especie considerada (Walker, 2006).

Dentro de la planta, los compuestos extraíbles sirven para proteger contra

patógenos. Sin embargo, durante el aprovechamiento industrial de la biomasa

originan problemas, en particular de contaminación de efluentes (Rodríguez-

García, 2006; Rencoret-Pazo, 2007), y pueden ocasionar los depósitos

problemáticos de ‘pitch’ en la pasta para papel.

Los extractivos pueden ser aislados con el propósito de un examen detallado de la

estructura y composición de uno o más de sus componentes (Fengel y Wegener,

1989). El estudio de los extraíbles es de gran importancia, ya que hasta hoy han

sido la materia prima para la obtención de otros productos, ya sea de uso

industrial o farmacéutico (Bautista-Hernández, 1999).

3.6. Compuestos minerales

La parte inorgánica de la madera, también conocidos como compuestos

minerales, son analizados como cenizas después de la incineración de la madera.

La cantidad de cenizas varía entre 0.2 y 0.5% en el caso de maderas de zonas

templadas, pero puede ser más alto en maderas tropicales. Los principales

componentes de las cenizas que se obtienen de la madera son K, Ca, y Mg, así

como Si en algunas maderas tropicales (Fengel y Wegener, 1989).

El contenido de los minerales en la madera es determinado fundamentalmente por

las condiciones ambientales que rodearon al árbol durante su crecimiento, es decir

el sitio y el clima, además también influye la especie y tipo de madera. La

10

presencia de estos minerales al igual que los extractivos, afecta durante el

aprovechamiento industrial de la biomasa, por ejemplo en el secado o el

maquinado de la madera (Bautista-Hernández, 1999).

La cantidad de materia inorgánica es pequeña (generalmente menos de un 1% del

total de la madera), pero indispensable para el crecimiento del árbol (Rencoret-

Pazo, 2007).

3.7. Descripción de las especies estudiadas

3.7.1. Descripción general

Pinus (Pinaceae), con más de 100 especies ampliamente reconocidas, es el

género existente más abundante de las coníferas. Los pinos son ecológicamente

importantes como el componente principal, a veces dominante, de los bosques

boreales, subalpinos, templados y tropicales, así como de los bosques de zonas

áridas. Los pinos son también un recurso económicamente importante, ya que son

fuente de madera, papel, resina, carbón vegetal, alimento (particularmente

semillas) y ornamentales. La distribución natural del género está confinada al

hemisferio norte a excepción de Pinus merkusii (Gernandt et al., 2005).

Los pinos han sido sujetos de varias clasificaciones, siendo las más reconocidas

las de Farjon y Styles (1997), Price et al. (1998) y Malusa (1992). Recientemente

Gernandt et al. (2005) realizaron una clasificación de los pinos basándose en la

inferencia filogenética mediante secuencias de DNA. Además de ser la

clasificación más reciente, ésta es quizás la más completa y trata de conciliar las

clasificaciones basadas en caracteres tradicionales con información genética. Por

esta razón, para el presente trabajo se sigue la clasificación de Gernandt et al.

(2005), según la cual P. cembroides, P. johannis, P. maximartinezii y P. pinceana

están ubicados en el género Pinus, subgénero Strobus, sección Parrya,

subsección Cembroides. Esta subsección incluye los pinos denominados

comúnmente piñoneros (Gernandt et al., 2005).

11

Los pinos piñoneros de América del Norte comprenden unas 12 especies de

árboles de baja estatura o a veces arbustos distribuidos entre el oeste de los

Estados Unidos hasta el centro y sur de México. Estos presentan semillas

grandes, los piñones, que carecen de alas funcionales por estar adaptadas para

su dispersión por vertebrados (Gernandt et al., 2007).

Las especies de pinos piñoneros han sido reconocidas por su importancia, desde

tiempos remotos, pues estos se encontraban sobre las rutas de migración usadas

por nuestros ancestros, a los cuales les sirvieron como fuente de alimentación

(Escoto-Cervantes, 1998). Hoy en día los pinos piñoneros representan una fuente

de variación genética de insustituible valor científico, técnico y económico, además

de que sus semillas son un producto forestal de muy alto valor (Escoto-Cervantes,

1988).

3.7.2. Pinus cembroides (Zuccarini)

Es una especie ampliamente distribuida en México, en la Sierra Madre Occidental

que va desde la frontera de Estados Unidos hacia el sur, en los estados de

Chihuahua, Durango, Zacatecas, Aguascalientes y Jalisco. Se extiende desde el

Este, en los estados de Guanajuato, San Luis Potosí, Querétaro e Hidalgo. En la

Sierra Madera Oriental se distribuye desde la frontera de los Estados Unidos

hacia el sur, en los estados de Coahuila, Nuevo León y Tamaulipas (Perry, 1991).

Esta especie se caracteriza por árboles pequeños, de 5 a 10 m de altura, que

ocasionalmente llegan a rebasar los 15 m, con diámetro de 30-60 cm. En arboles

maduros la copa esta ramificada de forma irregular mientras que en árboles

jóvenes la ramificación es regular y espaciada, en forma piramidal. La corteza en

árboles jóvenes es delgada y suave, en los árboles más viejos es de color marrón

oscuro, con profundos surcos longitudinales y horizontales que divide la corteza de

forma geométrica. La corteza presenta placas escamosas en la parte inferior del

tronco, mientras que en la parte superior es delgada y suave. Presenta de 2 a 3

acículas por fascículo, mayormente de 3, caducas, rígidas, a veces curveadas, de

3 a 7 cm de largo y de 1.2 a 1.6 mm de ancho (Perry, 1991).

12

El cono de esta especie es globoso, dehiscente, simétrico, de 3 a 4 cm de largo y

de 3 a 6 cm de ancho, crece solitario o en grupos de 2 a 5 piezas. El pedúnculo

del cono, de 2 a 5 mm de longitud, cae con el cono. Los conos maduros son de

color rojizo brillante a marrón amarillento, y maduran a finales de otoño a invierno;

la apertura del cono se da en el momento de la maduración. La semilla es

comestible, de color café y mide cerca de 14 mm de largo y 7 mm de ancho. La

madera es de grano fino, suave, con albura ligeramente resinosa. De acuerdo con

Perry (1991), el duramen es de color amarillo pálido, pero los cilindros de madera

colectados para el presente estudio presentaban el duramen de color café rojizo,

con abundante resina.

Localmente la madera se usa como estructuras de construcción de minas, casas

pequeñas, cobertizos, puertas, postes y por supuesto para leña (Perry, 1991). Al

igual que el resto de los pinos piñoneros, no existe información disponible sobre la

composición química de la madera de esta especie.

3.7.3. Pinus johannis (M.-F. Robert)

Esta especie ha sido identificada como una variedad de Pinus cembroides,

específicamente como sinónimo de Pinus cembroides subsp. cembroides var.

bicolor (Farjon et al., 1997).

Originalmente fue descrita como una especie que se encontraba en áreas muy

limitadas cerca de las ciudades de Concepción de Oro y Mazapil, estado de

Zacatecas. Más recientemente, se ha reportado en pequeñas poblaciones en el

oeste de Coahuila, y en la zona entre las ciudades de Miquilhuana y Aramberri,

Nuevo León (Perry, 1991).

Son característicos de esta especie árboles pequeños o arbustos de tallos

múltiples; es raro encontrar este taxón con un tronco simple dominante. Llegan a

tener hasta 4 m de altura pero es más común encontrar plantas de 2 a 3 m de

altura. La copa es baja, densa y redondeada. La corteza en los árboles jóvenes es

lisa y gris, en los árboles más viejos es áspera y escamosa, pero no muy arrugada

o surcada. Los fascículos están formados con tres acículas, ocasionalmente 2,

13

rara vez 4, de 3 a 5 cm de longitud y de 0.9 a 1.2 mm de espesor, la vaina del

fascículo es flexible y caduca (Perry, 1991). El cono de esta especie es oblongo,

dehiscente y ligeramente resinoso, de 3 a 4 cm de longitud y de 2 a 3 cm de

ancho. El pedúnculo es muy corto (3 a 4 mm) y cae junto con el cono. La semilla

es de color café y mide cerca de 10 mm de ancho. La madera es de color marrón

amarillento pálido y es usada como combustible, las semillas se utilizan como

alimento, y por su hermoso follaje, esta especie tiene potencial para uso

ornamental (Perry, 1991).

3.7.4. Pinus maximartinezii (Rzedowski)

Esta especie se encuentra en solo un lugar en México, cerca de Pueblo Viejo

hacia el área más al sur del estado de Zacatecas, en una pequeña mesa en la

Sierra de Morones (Perry, 1991).

En su mayoría son característicos de esta especie los árboles pequeños de 5 a 10

m de altura y de 15 a 25 cm de diámetro (Perry, 1991), pueden alcanzar los 16 m

de altura y 40 cm de diámetro. Su copa es abierta irregularmente redondeada. La

corteza en árboles maduros es gruesa, color marrón grisáceo, presenta fisuras

longitudinales y transversales que la dividen en placas geométricas. En los árboles

jóvenes la corteza es delgada y lisa. Los fascículos tienen 5 acículas, esbeltas y

flexibles, de 0.3 a 0.6 mm de ancho y 12.6 cm de largo, y crecen en grupos al final

de las ramas, con vaina pequeña y persistente (Perry, 1991). El cono de esta

especie es simétrico, muy grande y pesado, de 18 a 22 cm de longitud y de 10 a

15 cm de ancho cuando abre; ovoide, resinoso, de color ocre amarillento a marrón

claro, dehiscente y caedizo al madurar, solitario. Al igual que el cono las semillas

son inusualmente grandes, de 20 a 25 mm de largo y de 10 a 12 mm de ancho,

con testa muy dura y gruesa. La semilla es colectada para uso alimenticio (Perry,

1991).

Debido a la fragmentación de su hábitat natural, sobrepastoreo e incendios, y

colecta excesiva de la semilla para su tráfico nacional e internacional (López-Mata

14

2001), esta especie se encuentra en peligro de extinción, según se establece en la

NOM-059-ECOL-2001 (SEMARNAT, 2001).

3.7.5. Pinus pinceana (Gordon)

La distribución de esta especie se encuentra limitada, con individuos muy

dispersos en lugares muy secos, colinas rocosas y montañas de la Sierra Madre

Oriental. Se encuentran principalmente en el estado de Coahuila y como

pequeñas poblaciones dispersas en el estado de Zacatecas y San Luis Potosí, y

posiblemente en los estados de Querétaro e Hidalgo (Perry, 1991).

Son característicos de esta especie los árboles pequeños de 4 a 10 m de altura,

de copa densa irregularmente redondeada, y a menudo se extiende casi hasta el

suelo; las ramas son bajas y están espaciadas irregularmente en el tronco, y son

largas y flexibles. Los árboles jóvenes tienen una copa densa y redondeada. En

los árboles jóvenes la corteza es delgada, lisa y de color grisáceo, en los árboles

maduros la corteza es delgada, dividida por fisuras estrechas, horizontales y

longitudinales en placas con escamas finas de color gris-marrón. Los fascículos

tienen 3 acículas, ocasionalmente 4, y miden de 6 a 14 cm de longitud, con vaina

basal generalmente persistente (Perry, 1991). El cono de esta especie es ovado-

oblongo, de 5 a 10 cm de longitud, de color naranja brillante, dehiscente y

tempranamente caedizo, el pedúnculo es largo y no cae con el cono. La semilla es

comestible, de 10 a 12 mm de largo y de 5 a 6 mm de ancho. La madera de este

pino es de grano fino, no muy resinosa y se usa localmente como leña (Perry,

1991).

Al igual que en el caso de P. johannis, P. pinceana es una especie que se

encuentra bajo protección especial de acuerdo a la NOM-059-ECOL-2001

(SEMARNAT, 2001), en virtud de que existen factores que inciden negativamente

en la viabilidad de sus poblaciones.

15

4. MATERIALES Y MÉTODOS

La fase experimental de esta tesis se desarrolló en el laboratorio de investigación

del Área de Anatomía de la Madera de la División de Ciencias Forestales en la

Universidad Autónoma Chapingo. Las especies estudiadas fueron: Pinus

maximartinezii, P. johannis, P. pinceana y P. cembroides, especies pertenecientes

todas a la subsección Cembroides (piñoneros). El esquema general para la

caracterización química de estas especies se detalla en la Fig. 5.

Figura 5. Ruta general para la realización del presente trabajo

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4.2. Preparación de la muestra

De los árboles referidos para este estudio, se obtuvieron dos tipos de muestra,

una para la identificación botánica y otra para el análisis químico. De cada árbol

elegido para la colecta de las muestras se registraron los datos que se enlistan en

el Cuadro 1.

Cuadro 1. Individuos muestreados, todos en estado fenológico de árbol

Fecha colecta Especie ATM

(m) UP Coordenadas geográficas AA

(m) DA

(cm) IF

(cm) N W

22/03/10 P. cembroides 0.40 105 19° 29' 37.60" 98° 50' 56.60" 7.6 20.5 6

22/03/10 P. cembroides 1.12 105 19° 29' 37.60" 98° 50' 56.60" 7.6 20.5 6

22/03/10 P. johannis 0.46 106 19° 29' 37.38" 98° 50' 56.22" 4.0 10.0 18

22/03/10 P. johannis 0.90 106 19° 29' 37.38" 98° 50' 56.22" 4.0 10.0 18

07/04/10 P. johannis 0.71 106 19° 29' 37.38" 98° 50' 56.22" 4.0 10.0 18

07/04/10 P. johannis 0.60 106 19° 29' 37.38" 98° 50' 56.22" 4.0 10.0 18

22/03/10 P. maximartinezii 0.40 94 19° 29' 36.66" 98° 50' 54.42" 17.0 23.0 25

22/03/10 P. maximartinezii 1.00 94 19° 29' 36.66" 98° 50' 54.42" 17.0 23.0 25

22/03/10 P. pinceana 0.40 31 19° 29' 35.22" 98° 50' 56.88" 4.0 8.0 3

22/03/10 P. pinceana 0.50 31 19° 29' 35.22" 98° 50' 56.88" 4.0 8.0 3

07/04/10 P. pinceana 0.80 31 19° 29' 35.22" 98° 50' 56.88" 4.0 8.0 3

07/04/10 P. pinceana 0.35 31 19° 29' 35.22" 98° 50' 56.88" 4.0 8.0 3 ATM: altura de toma de muestra en el fuste; UP: ubicación del árbol dentro del Pinetum de acuerdo al plano original; AA: altura del árbol; DA: diámetro del fuste a 1.3 m; IF: inclinación del fuste a 1.3 m.

Para la identificación botánica, de cada individuo muestreado se colectó una

ramilla y un cono, éstas se llevaron a identificar al herbario de la División de

Ciencias Forestales. Una vez identificados los pinos, los conos se secaron por 24

h a 103°C y se guardaron.

Los árboles en el Pinetum fueron inicialmente plantados en grupos de cinco

individuos por especie, formando un cuadrante con un individuo al centro

(quincunce). Para tomar las muestras para el análisis químico, se seleccionó el

árbol más representativo de cada especie. Se utilizaron dos taladros de Pressler

(Mora, Suecia) de diferente diámetro, para tomar de 2 a 5 cilindros de cada fuste.

18

Los cilindros tenían 5 ó 12 mm de diámetro, y la longitud varió de acuerdo a las

dimensiones del árbol elegido, asegurándose que cada cilindro tuviera albura y

duramen; se completaron cerca de 20 g de madera para cada especie. El número

de cilindros colectados varió de acuerdo al diámetro del cilindro y al diámetro del

árbol. Se colectaron 2 cilindros de Pinus maximartinezii y P. cembroides. Estos se

dividieron primero de la parte media del duramen (médula), después de cada

mitad se separó la albura y el duramen. De cada cilindro se obtuvieron dos

ejemplares de albura y dos de duramen. De P. johannis se colectaron 5 cilindros.

Estos cilindros se dividieron solamente en dos partes, separando la albura y el

duramen. La albura y duramen de los dos cilindros más pequeños, tomados a la

misma altura en troncos distintos en el mismo árbol, se juntaron para tener cuatro

ejemplares de albura y cuatro de duramen en total. De P. pinceana se colectaron 4

cilindros que se dividieron en sólo en dos partes cada uno: albura y duramen.

Con los cilindros colectados y divididos se obtuvieron 8 ejemplares para cada

especie, 4 de albura y 4 de duramen. Estos fueron secados y posteriormente

molidos por separado en un molino tipo Wiley equipado con la malla # 20 y

después con la malla # 40. La madera que se utilizó para la extracción con etanol-

tolueno y para la extracción en agua caliente fue tamizada entre las mallas # 40 y

# 60, a diferencia de la madera utilizada para la determinación de cenizas que se

tomó sin tamizar. El material seco y tamizado se mantuvo en bolsas selladas para

minimizar los cambios en su contenido de humedad, hasta ser analizado.

4.3. Determinación de la densidad básica

Para obtener la densidad básica, de los cilindros recién colectados, por cada

especie se tomaron dos piezas pequeñas de madera de albura y dos de madera

de duramen. En una balanza analítica (Pioneer, Ohaus, USA) con resolución de

0.0001 g, se colocó un vaso se precipitado con agua destilada y por el método de

inmersión de obtuvo el volumen verde de cada pieza. Estas piezas se secaron en

un horno de vacío (Modelo 3618, Barnstead International, USA) a 70°C por 7 h. Al

finalizar la etapa de secado, la madera se colocó en un desecador sobre gel de

19

sílice hasta alcanzar la temperatura ambiente, y se pesó en la balanza analítica.

La densidad básica se obtuvo utilizando la siguiente fórmula:

Db g cm-3 = P0

Vv

donde

Db = Densidad básica, g cm-3

P0 = Peso anhidro de la madera (g)

Vv = Volumen verde de la madera (cm3)

Para hacer la corrección de la densidad básica de la madera por el contenido de

extraíbles, se utiliza la siguiente fórmula:

DbC=Db

1+ ET ρ100

donde:

DbC = Densidad básica corregida por contenido de extraíbles, g cm-3

Db = Densidad básica, g cm-3

ET = Extractivos totales, %

ρ = Factor de corrección por densidad básica de los extraíbles = 1.25

4.4. Determinación del peso seco de cada espécimen analizado

En este trabajo, la determinación del peso seco se hizo directamente sobre el

material utilizado en cada procedimiento en cuestión. Para obtener el peso seco

de cada espécimen de madera, primero se taró un crisol de porcelana de 30 ml

vacío. Para esto, el crisol se limpió con acido clorhídrico (1 N), y se secó en un

horno convencional a 103°C por 1 h, se dejó enfriar en un desecador hasta

alcanzar la temperatura ambiente, y se tomó su peso en una balanza analítica

20

(0.0001 g)1. Luego se colocó el espécimen de madera molida tamizada necesaria

para cada determinación en el crisol previamente tarado, ajustando la cantidad de

madera molida de acuerdo a la cantidad total de material disponible. Después se

secó el espécimen en el horno de vacío a 400 mBar, a 70°C, por 7 h, limpiando

eventualmente la humedad atrapada en el horno para que el secado fuera

completo. Al final del secado, el crisol con la muestra se colocó en un desecador

hasta alcanzar la temperatura ambiente para finalmente tomar su peso en una

balanza analítica (0.0001 g). El peso anhidro para cada espécimen se obtuvo con:

P0  g  = P2-P1         

donde:

P0 = peso anhidro del espécimen de madera molida, en g

P1 = peso anhidro del crisol de porcelana vacío

P2 = peso anhidro del crisol de porcelana con el espécimen de madera molida

4.5. Determinación del contenido y composición de las cenizas

Para la determinación de cenizas se aplicó la norma ASTM D 1102-84 (ASTM,

2007), con algunas modificaciones; estas consistieron básicamente en un peso

inicial menor del espécimen y que la calcinación se hizo con el crisol destapado.

Se pesaron 300 mg de la madera molida de albura de cada una de las especies

de pinos en crisoles de porcelana de 30 ml previamente tarados. Los crisoles con

la madera molida se secaron en el horno de vacío por 7 h para obtener el peso

seco. Para tarar los crisoles de porcelana vacíos, estos se limpiaron con ácido

clorhídrico y se secaron en la mufla a 580°C por 15 min, se dejaron enfriar en el

desecador hasta alcanzar la temperatura ambiente y se pesaron en una balanza

analítica (0.0001 g).

1  Este  procedimiento  se  siguió  para  tarar    los  crisoles  de  porcelana  en  todos  los  procedimientos  donde fueron utilizados.  

21

Conocido el peso seco de cada espécimen, la mufla se calentó hasta 580°C y los

crisoles se metieron de forma gradual; desde la puerta hacia la orilla de la cámara

de la mufla hasta donde se observó que la madera comenzó a hacer combustión

sin flama. Cuando el carbón terminó de arder, se colocaron los crisoles en el

centro de la cámara y se cerró la puerta. El tiempo total de calcinación fue de 6 h.

Al final, los crisoles se sacaron de forma progresiva, primero se abrió la puerta y

se colocaron en la orilla de la misma por unos minutos para evitar un cambio

brusco de temperatura. Después dejaron en un desecador por 15 min para

alcanzar la temperatura ambiente, posteriormente se pesaron en una balanza

analítica (0.0001 g). El contenido de cenizas se calculó de la forma siguiente:

Cenizas % =Pc

P0*100

donde:

Cenizas (%) = Contenido de cenizas, en %

Pc = peso anhidro de las cenizas, donde: Pc= Ppc0 - Pp

P0 = peso anhidro de la madera

Ppc0 = peso anhidro del crisol de porcelana con cenizas

Pp = peso anhidro del crisol de porcelana vacío

Esta determinación se realizó por duplicado, para cada especie.

Para la determinación de la composición elemental de las cenizas, se realizó el

microanálisis de las cenizas mediante la espectroscopía de la energía dispersiva

de los Rayos X (Téllez-Sánchez et al. 2010). Las cenizas de cada especie se

mezclaron (con el material resultante de la determinación por duplicado). Una

porción de las cenizas se colocó sobre un portamuestra de cobre utilizando cinta

de carbono, y se sombreó con oro-paladio (Fine Coat Ion Sputer JFC 1100, Jeol,

USA). El espécimen se analizó entonces con un microscopio electrónico de

barrido JSM-6390 (Jeol, Japón) operando a 15 kV, acoplado con un espectrómetro

de Rayos X (EDAX INCA X-ACT, Oxford Instruments, UK), usando 50 s para la

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23

se añadió agua destilada (50 ml g-1 madera). Sobre el matraz se colocó un

condensador que estaba conectado por medio de mangueras a un recirculador de

agua a 8°C (RTE-5, Endocal, USA), y se dejó hervir en un mantillo por 3 h (EME3,

Electrothermal, UK). Terminada la ebullición, el matraz con su contenido se dejó

enfriar para entonces medir su pH con un potenciómetro (pH 210, Hanna

Instruments, USA). La madera extraída se filtró en un crisol Gooch de fondo de

vidrio poroso extra grueso previamente tarado montado sobre un matraz Kitazato,

aplicando vacío. El matraz se lavó con agua destilada hasta asegurar que todo el

material pasara al crisol.

Para tarar el crisol Gooch de fondo de vidrio poroso, éste se dejó remojando

durante una noche en una mezcla de H2O2 al 30% y H2SO4 concentrado, luego se

enjuagó abundantemente con agua corriente, y finalmente con agua destilada y

etanol en un matraz Kitazato aplicando vacío. Después se secó en la mufla a

180°C por 1 h, se dejó enfriar en un desecador sobre gel de sílice, y se pesó en

una balanza analítica (0.0001 g)2.

Cuando todo el material se pasó al crisol se metió al horno de vacío por 7 h,

limpiando constantemente la humedad atrapada en el horno para que el secado se

realizara de forma correcta. Al término del secado el crisol se dejó enfriar hasta

temperatura ambiente en un desecador y se pesó en una balanza analítica

(0.0001 g). El contenido de extractivos en agua caliente se estimó con la siguiente

expresión:

EAC (%) = (P0-Pea0)

(P0)*100

donde:

EAC (%) = extractivos en agua caliente, en %

P0 = peso anhidro de la madera sin extraer 2  Este  procedimiento  se  siguió  para  tarar  los  crisoles  Gooch  de  fondo  de  vidrio  poroso  en  todos  los procedimientos donde se utilizó esta pieza de cristalería. Es un procedimiento peligroso por la combinación del peróxido diluido con el ácido concentrado. Debe realizarse cuidadosamente, agregando primero el ácido, y  luego  el peróxido diluido  lentamente  (el uso de peróxido  concentrado puede  conducir  a una pequeña explosión), en una campana de extracción, siempre utilizando guantes, bata, y gafas de laboratorio. 

24

Pea0 = peso anhidro de la madera extraída en agua caliente, donde

Pea0 = PGea0 -PG0

PG0 = peso anhidro del crisol Gooch vacío

PGea0 = peso anhidro de crisol Gooch con la madera extraída en agua caliente

Para esta determinación se realizaron cuatro repeticiones por tipo de madera

(albura y duramen), por cada especie.

4.7. Determinación de extractivos en etanol – tolueno

La determinación de extractivos solubles en etanol-tolueno se realizó aplicando la

norma ASTM D 1107 – 96 (ASTM, 2007). En un crisol de porcelana previamente

tarado (103°C por 1 h) se pesaron de 0.5 g a 1.5 g de acuerdo a la disponibilidad

de material de cada ejemplar, y se obtuvo su peso seco. Después de conocer el

peso seco, se colocó el espécimen en un crisol Gooch de fondo de vidrio poroso

(porosidad gruesa) previamente tarado (180°C por 1 h). El aparato de extracción

consistió de un tubo de extracción tipo Soxhlet de 250 ml, conectado en su parte

inferior a un matraz de ebullición de fondo redondo de 250 ml, y en la parte

superior a un condensador por el que circulaba agua a 8°C. En el matraz de

ebullición se depositaron 150 ml de solvente (etanol-tolueno, 2:1 v/v) junto con una

piedra basáltica pequeña para lograr una ebullición correcta. El crisol Gooch con la

madera a extraer se colocó cuidadosamente dentro del tubo Soxhlet,

asegurándose que la boca del crisol quedara a una altura que no fuera rebasado

por el solvente, y se tapó en su parte superior con papel filtro Whatman. El aparato

de extracción se montó sobre el mantillo eléctrico y se ajustó la temperatura para

lograr una circulación del solvente de 6 ciclos por h, y se mantuvo en ebullición por

6 h. Cuando la extracción se completó, se dejó enfriar unos minutos y se sacó el

crisol con el material. El espécimen extraído se secó en un horno convencional a

105°C por 5 h; una vez seco, se colocó en un desecador para enfriarse a

temperatura ambiente, y finalmente se pesó en una balanza analítica (0.0001 g).

El contenido de extractivos en etanol-tolueno se calculó de la forma siguiente:

25

ES (%) =P0-Pes0

P0*100

donde:

ES (%) = extractivos en etanol-tolueno, en %

P0 = peso anhidro de la madera antes de la extracción

Pes0 = peso anhidro de la madera extraída con etanol-tolueno, donde

Pes0 =  PGes0-PG0

P0G = peso anhidro del crisol Gooch

P0Ges = pero anhidro del crisol Gooch con madera extraída con etanol-tolueno

Para esta determinación se realizaron cuatro repeticiones por tipo de madera, por

cada especie.

4.8. Determinación de extractivos totales

La determinación extractivos solubles en etanol-tolueno se realizó de acuerdo a la

norma ASTM D 1105 – 96 (ASTM, 2007). Primero se extrajo la madera molida en

etanol-tolueno (2:1, v/v), de acuerdo al procedimiento antes descrito (sección 4.7.);

no se realizó la extracción subsecuente con etanol que señala la norma. El

material extraído se retiró del crisol Gooch, se permitió que se evaporaran los

solventes, y después se extrajo en agua caliente de acuerdo al procedimiento

arriba descrito (sección 4.6.). El contenido de extractivos totales se estimó con la

siguiente expresión:

ET (%) = (P0-Pet0)

(P0)*100

donde:

ET (%) = extractivos totales, en %

P0 = peso anhidro de la madera sin extraer

Pet0 = peso anhidro de la madera extraída, donde

26

Pet0 = PGet0 -PG0

PG0 = peso anhidro del crisol Gooch vacío

PGet0 = peso anhidro de crisol Gooch con la madera extraída

Para esta determinación se realizaron dos repeticiones por tipo de madera (albura

y duramen), por cada especie.

4.9. Determinación de lignina Klason

Para la determinación de lignina Klason se usa madera libre de extractivos. Esta

determinación se hizo basándose en el método de Effland (1977). Para obtener las

muestras libres de extraíbles, se tomaron los ejemplares previamente extraídas en

etanol – tolueno y se extrajeron por 3 horas en agua caliente. Del material extraído

se mezcló albura y duramen en partes iguales, completando 0.300 g y en otros

casos 0.200 g de madera. El espécimen de madera se colocó en un crisol de

porcelana previamente tarado y se obtuvo su peso seco.

El espécimen de peso seco conocido se colocó en un vaso de precipitado de 30

ml al que se le agregó H2SO4 al 72%, utilizando 1 ml g-1 de madera. Para preparar

el ácido sulfúrico al 72%, se colocó un matraz Erlenmeyer en un baño con hielo

quedando cubierto casi totalmente; a este matraz se agregaron primero 26 ml de

agua destilada y después se vaciaron lentamente 74 g del ácido; una vez hecha la

mezcla, se tomaron 10 ml y se ajustó la solución hasta que su peso fuera de

16.389 g.

Después de agregar el ácido, el espécimen de madera se maceró con una varilla

de vidrio. El vaso de precipitado se colocó en un baño de agua a 30°C por 1 h,

repitiendo la acción de macerado cada 20 min. Terminada esta etapa del

hidrolizado primario, el contenido del vaso de precipitado se pasó a un matraz

Erlenmeyer de 250 ml, y se agregó agua destilada hasta bajar la concentración del

ácido al 4%, usando esta misma agua para lavar el vaso y asegurar que todo el

material pasara al matraz. El matraz se tapó finalmente con papel aluminio y se

colocó en una autoclave a 120°C por 1 h. Terminado el hidrolizado secundario, el

27

matraz se sacó de la autoclave y se colocó en un baño de agua con hielo hasta

enfriarse completamente. El contenido del matraz se filtró con vacío a través de un

crisol Gooch de fondo de vidrio poroso, porosidad media, previamente tarado

(180°C por 1 h), colocado sobre un matraz Kitazato. Del primer filtrado se

almacenaron 10 ml en un vial y se refrigeró para utilizarse después en la

determinación de la lignina soluble en ácido y la composición de los azúcares en el

hidrolizado (ver secciones 4.10 y 4.11). El residuo que quedó en el matraz

Erlenmeyer (lignina Klason) se lavó con 50 ml de agua destilada caliente

asegurando que todo el material se transfiriera al crisol Gooch.

El crisol con la lignina se secó en un horno convencional a 103ºC por 7 h;

terminado el proceso de secado se sacó de la estufa, y se dejó enfriar en un

desecador hasta temperatura ambiente para poder tomar el peso. El contenido de

lignina Klason se calculó de la forma siguiente:

LK (%) =PLK0

P0*100

donde:

LK (%) = lignina Klason, en %

P0 = peso anhidro de la madera libre de extraíbles

PLK0 = peso anhidro lignina Klason, donde PLK0 = PGlk0-PG

PGlk0 = peso anhidro del crisol Gooch con lignina Klason

PG = peso anhidro del crisol Gooch vacío

Para esta determinación se realizaron cuatro repeticiones con mezcla de albura y

duramen para cada especie.

4.10. Determinación de la lignina soluble en ácido

El contenido de lignina soluble de determinó de acuerdo al método TAPPI um250

(TAPPI 1991). Se utilizó el hidrolizado obtenido en la determinación de lignina

Klason, y se midió la absorbancia en un espectrofotómetro UV-Vis (Lambda 25,

28

Perkin Elmer, EUA). En una cubetita de cuarzo se depositaron 3 ml de hidrolizado

y en otra se depositaron 3 ml de ácido sulfúrico (H2SO4) al 4% como blanco. Estas

dos cubetas se colocaron en sus lugares respectivos dentro del espectrofotómetro,

y se midió la absorbancia a una longitud de onda de 205 nm; si ésta correspondía

a un valor entre 0.2 y 0.7, se registraba ese valor, pero si era mayor a 0.7 se

reducía su concentración mezclando el hidrolizado con H2SO4 al 4% hasta obtener

un valor dentro del rango. El porcentaje de lignina soluble en ácido se calculó

según la siguiente fórmula:

LSA  %  = B*V

10*W

donde:

LSA (%) = contenido de lignina soluble en ácido, en % con relación al peso seco

de la madera extraída

V = volumen total del hidrolizado

W = peso seco del espécimen hidrolizado

B = contenido de lignina en 1000 ml de hidrolizado (g) = Abs110

* VdVo

, donde:

Abs = absorbancia a 205 nm

Vd = volumen total diluido, (H2SO4 al 4% + hidrolizado)

Vo = volumen original tomado del hidrolizado

Para este parámetro se realizaron cuatro repeticiones por especie.

4.11. Composición de carbohidratos por cromatografía de gases

Para la determinación de carbohidratos se usó el hidrolizado de la determinación

de lignina Klason, y se realizó aplicando el procedimiento general de la norma

T249 cm-00 (TAPPI 2006-7). Para poder analizar los carbohidratos por

cromatografía de gases (CG), se necesita incrementar su volatilidad

sensiblemente. Existen varios procedimientos de derivación, y todos involucran la

29

eliminación de los grupos hidroxilo para evitar la formación de puentes de

hidrógeno, que es la causa principal de la escasa volatilidad de los carbohidratos.

La derivación de los azúcares en acetatos de alditol para el análisis de

carbohidratos es el procedimiento más popular para su análisis por CG, un método

descrito originalmente por Gunner et al. (1961, citado por Fox et al. 1989). Éste

involucra una reacción de derivación que requiere de la reducción y acetilización

de los monosacáridos. La Fig. 8 muestra las reacciones químicas implicadas en la

conversión de una aldosa a un acetato de alditol, utilizando la conversión de D-

Glucosa a D-Glucitol hexaacetato como ejemplo de lo realizado en el presente

trabajo.

Figura 8. Conversión de una aldosa a acetato de alditol

Una ventaja clara del método de los acetatos de alditol en comparación con otros,

e.g. sililación, es que se produce un solo pico en el cromatograma para cada

azúcar derivado. Otro beneficio es que una vez sintetizados los ésteres, son muy

estables, lo que permite limpiarlos para la eliminación de las impurezas

introducidas en el procedimiento, y permite almacenarlos por largos periodos de

tiempo (Fox et al. 1989). Sin embargo, este procedimiento requiere realizar

numerosos pasos a mano, lo que redunda en un procesamiento tardado y tedioso.

Este procedimiento comprendió las siguientes etapas:

Neutralización y concentración

De cada espécimen se vertieron exactamente 3 ml de hidrolizado en un vaso de

precipitado de 50 ml, y se agregó 1 ml de inositol (1 mg ml-1) como estándar

interno y 3 gotas de azul de bromofenol. La mezcla se neutralizó agregando BaOH

NaBH4

30

con agitación constante hasta que la solución se tornó azul. Esta solución se pasó

a un tubo de ensayo, y se centrifugó a 3000 rpm durante 7 min. El sobrenadante

se pasó a un vial etiquetado para llevar un control de las muestras.

Reducción

Para la reducción, el vial se colocó en la campana de extracción y se agregaron 20

mg de borohidruro de sodio (NaBH4), agitándose la mezcla eventualmente durante

2 h. Finalmente se agregó ácido acético glacial para destruir el exceso de NaBH4

hasta que cesó la evolución de gas. La solución se concentró entonces en un

rotoevaporador (R134, Büchi, Suiza), hasta quedar reducida a un jarabe,

aplicando inicialmente una temperatura en el baño de 50°C y un vacío a 50 mBar

utilizando un control de vacío (Vacuubox, Büchi, Suiza). La temperatura del baño

se fue elevando poco a poco hasta 70°C sin modificar el vacío inicial. Después se

le añadieron al concentrado 5 ml de metanol que se evaporaron en el

rotoevaporador (50°C a 50 mBar) para eliminar el NaBH4; este paso se repitió tres

veces y finalmente se secó en un horno a 103°C por 15 min para eliminar toda el

agua que pudiera contener el alditol. Las evaporaciones múltiples con metanol

acidificado, son para remover el borato generado durante la reducción. La

presencia del borato inhibe dramáticamente la reacción de acetilización que sigue,

puesto que los boratos forman complejos fuertes con los compuestos

polihidroxilados. Por otro lado, si la reducción no se lleva a cabo, la acetilización

de la molécula en conformación de anillo complica el cromatograma, puesto que

aparecen múltiples picos para un solo azúcar: dos anómeros de la piranosa, y dos

anómeros de la furanosa. Como resultado, la interpretación de los picos en el

cromatograma y la cuantificación de un azúcar en particular son más complicadas.

Esterificación o acetilización

Aún en la forma de alditol, los puentes de hidrógeno existentes en la molécula

tienden a incrementar el punto de ebullición del alcohol a tal grado que éstos se

descomponen antes de volverse volátiles. El tercer paso del método consiste

entonces en la acetilización de los grupos hidroxilo para formar ésteres. Esta

esterificación elimina los puentes de hidrógeno, y el acetato de alditol resultante es

31

suficientemente volátil para hacer que el análisis del derivado sea posible por CG.

La acetilización de los grupos hidroxilo libres del alditol reduce además la

interacción con otros componentes de la muestra y con todo el sistema

cromatográfico.

Una vez reducidas las muestras, se acetilaron con 2 ml de anhídrido acético y

0.1ml de H2SO4, dejándolo reaccionar en una parrilla a 70°C por 1 h.

Posteriormente se dejó enfriar por 5 min. Esta solución se diluyó en 30 ml de agua

helada contenida en un matraz Erlenmeyer colocado sobre un plato agitador (Stir,

VWR, USA). Esta mezcla se extrajo sucesivamente con 10, 8 y 5 ml de

diclorometano (Cl2CH4) en un embudo de separación, y el sobrenadante se

depositó en otro vial limpio. El extracto líquido combinado se rotoevaporó a

sequedad aplicando una temperatura de baño de 75°C a 100 mBar, luego se

agregó 1 ml de agua y se evaporó completamente (75°C a 50 mBar). El residuo

seco en el vial (acetatos) se disolvió en 2 ml de Cl2CH4.

Cromatografía

El último paso en el análisis de los acetatos de alditol es la cromatografía de

gases. El éxito en la cuantificación de los azúcares de la madera radica muchas

veces en la calidad de la cromatografía que se realice en la muestra. Debido a la

alta volatilidad de los alditoles acetilados, es posible separar muestras complejas

de carbohidratos en corridas cortas utilizando temperaturas moderadas. Sin

embargo, la selección de una columna apropiada es esencial para lograr buenas

separaciones y cuantificaciones correctas, puesto que la estabilidad de los ésteres

está influenciada por el tiempo que residen en la columna, y por las temperaturas

a las que están expuestos. Una velocidad alta del gas de acarreo junto con

columnas recubiertas con capas muy delgadas de la fase estacionaria pueden

minimizar el tiempo requerido para que la mezcla pase por el sistema. En el

presente estudio, se seleccionó una columna capilar en lugar de utilizar la columna

empacada que sugiere la norma T249 cm-00. Lo anterior, porque la primera

incrementa la eficiencia de la columna drásticamente, permitiendo acortar las

corridas con el mismo nivel de separación de las columnas empacadas.

32

Para la cromatografía se utilizó un cromatógrafo de gases Agilent GC 7890A,

equipado con un detector de flama ionizante (FID, por sus siglas en inglés).

Primero se instaló en el horno del cromatógrafo una columna Rtx 225 (Restek

Corporation, USA) de 15 m de longitud, 0.25 mm de diámetro interno, y con fase

estacionaria de 0.25 μm de espesor compuesta de 50% cianopropil-metilo y 50%

fenilo-metilo-polisiloxano. Esta columna es de fase enlazada, donde los polímeros

que conforman la fase estacionaria están entrecruzados e inmovilizados mediante

enlaces covalentes con la pared de la columna, lo que le imparte una mayor

estabilidad térmica, y resistencia al ‘sangrado’ hasta los 250°C.

Se vertieron 0.5 ml de cada espécimen en viales (con tapa con septo, de 1.5 ml de

capacidad), los cuales se colocaron en el carrusel del inyector automático (7683B,

Agilent Technologies, USA). A continuación se introdujeron los parámetros para

obtener el cromatograma, utilizando el software del equipo (ChemStation, Rev.

B.04.01, SPI 164, opción Instrument 1 Online): se especificó la secuencia de los

especímenes en el carrusel, se fijó la temperatura del inyector y del detector a

250°C; se programó la temperatura del horno, consistente en una temperatura

inicial de 190°C por 4 min, con una rampa de temperatura para subir a 240°C en 8

min; manteniéndose esta temperatura final por 2 min, completando un tiempo de

análisis de 12.25 min por ejemplar. Se utilizó He como gas portador, y aire

sintético e hidrógeno para la flama del detector. Como las columnas capilares

toleran mucho menos muestra que las empacadas, y se sobrecargan fácilmente,

se utilizó el método más común de inyección, el modo ‘split’ (50:1), inyectando

automáticamente 1μL de cada acetato. Una vez configurados los parámetros, se

abrieron las válvulas de los tres gases utilizados, y se puso en marcha el

cromatógrafo, encendiéndose automáticamente la flama del detector. La corrida

inició una vez que el horno, el detector y el inyector llegaron a las temperaturas

programadas. La Fig. 9 muestra un ejemplo del cromatograma resultante.

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os factores

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de los azú

alditol de c

or cada 5

e alditol), q

a madera; g

raciones d

s de respue

ción de ca

k =

n

osacárido e

erno, mg

ndar interno

de los aceta de P. pinc

ularon las á

úcares se re

cada uno d

a 8 esp

ue consistí

glucosa, xilo

e cada m

esta de los

ada monos

= Ac x Ws

As x WC

n el cromat

o en el crom

tatos de aldceana

áreas para

ealizó com

de los mon

pecímenes

ía en una m

osa, manos

monosacárid

monosacár

sacárido se

tograma

matograma

ditol de los

cada mono

parando lo

nosacáridos

corridos, s

mezcla de

sa, arabinos

do en la

ridos puros

e obtuvo

3

azúcares d

osacárido. L

s tiempos d

s corridos d

se corrió u

los azúcar

sa, galacto

madera

individuale

de la form

33

de

La

de

de

un

es

sa

se

es.

ma

34

Wc = peso del monosacárido, mg

Para calcular el porcentaje de cada monosacárido en la muestra, se usó la

siguiente fórmula:

Az (mg) = A*Ws*100

As*W*k

donde:

Az (mg) = contenido del monosacárido en el espécimen, en mg

A = área del pico del monosacárido en el cromatograma

As = área del pico del estándar interno en el cromatograma

Ws = peso del estándar interno, mg

W = peso seco del ejemplar, mg

k = factor de calibración de cada monosacárido individual

El contenido total de carbohidratos se obtuvo por diferencia, asumiéndose que era

el peso seco del espécimen de madera molida, menos el contenido de lignina,

cenizas y ácidos urónicos. Enseguida, los resultados obtenidos mediante la

cromatografía se prorratearon, de tal forma que la suma de los monosacáridos

fuera igual al contenido total de carbohidratos.

Una vez determinado el contenido porcentual de cada monosacárido con respecto

al peso seco del espécimen, se calculó el contenido de los polisacáridos de cada

espécimen, es decir, celulosa, glucomanana, glucuronoxilana y otros polisacáridos

(arabinogalactana + ramnana). Para esto se usaron los algoritmos de Janson

(1970), cuyos detalles se encuentra en dicha referencia, y no se transcriben aquí

por razones de espacio. Estos algoritmos están basados en algunas premisas

sobre la estructura general de las hemicelulosas, según se ha determinado en

otras especies de pino: ácidos urónicos en xilana, en % de xilana = 20.0%; razón

molar arabinosa/xilosa en xilana = 0.14; razón molar manosa/glucosa en

glucomanana = 3.6; razón molar de galactosa/glucosa en glucomanana = 0.41

35

(modificado de 0.20 en la referencia original, a 0.41, en virtud del promedio que

referencian Rowell et al. 2005); y ácidos urónicos que no están en xilana, en % del

peso de la muestra = 2.1%. No se cuantificó el contenido de acetilos, por lo que el

contenido total de polisacáridos quizás esté sobreestimado en un 1.0% (rango

reportado para pinos: 0.6-1.4%). Tampoco se hizo la corrección por las unidades

de xilosa parcialmente hidrolizadas, que se encontraban enlazadas al ácido 4-O-

metilglucurónico. No se obtuvo el contenido de ceniza en cada uno de los tres

polímeros, por lo que se asume que el contenido total de ceniza reportado en este

estudio está proporcionalmente distribuido entre éstos.

Para este análisis, se hicieron cuatro repeticiones por cada especie.

4.12. Cuantificación de holocelulosa

Para esta prueba se usó una mezcla de albura y duramen para cada especie, y se

realizó de acuerdo al método de Wegener (1975, citado por Fengel y Wegener

1989).

De la mezcla de madera se tomó 1 g y, después de obtener su peso seco, se

colocó en un matraz Erlenmeyer donde se agregaron 32 ml de agua destilada

caliente, 0.2 ml de ácido acético glacial y 0.40 g de clorito de sodio (NaClO2). El

matraz se colocó en un baño maría a 55°C por 25 h, manteniendo el matraz

tapado con un matraz de fondo redondo de 25 ml colocado boca abajo. Cada 4 h

se agregaron nuevamente 0.2 ml de ácido acético glacial y 0.40 g NaClO2,

haciéndose 6 adiciones en total. Pasadas las 25 h, se filtró la holocelulosa en un

crisol Gooch de porosidad gruesa previamente tarado (180°C por 1 h), aplicando

vacío. La muestra que quedó en el crisol se lavó sucesivamente con 50 ml de

etanol, 30 ml de agua fría y 50 ml de acetona, lavando también el matraz que

contenía el espécimen hasta transferir toda la holocelulosa al crisol. El crisol con el

material se secó a 103°C por 7 h. El contenido de holocelulosa se calculó con la

fórmula siguiente:

Holocelulosa (%) = Ph0

Po*100

36

donde

Holocelulosa (%) = contenido de holocelulosa, en %

Ph0 = peso anhidro de la holocelulosa, donde Ph0= PGh0-PG

Po = peso anhidro de la madera

PGh0 = peso anhidro del crisol Gooch con la holocelulosa

PG = peso anhidro del crisol Gooch vacío

La holocelulosa se dividió en dos partes: una para obtener el contenido de LK y

LSA de la holocelulosa (para obtener el valor corregido) y la otra parte fue usada

para obtener el contenido de α-celulosa. La determinación del contenido de lignina

Klason y lignina soluble en acido en la holocelulosa aislada se realizó con los

mismos métodos descritos anteriormente para estas determinaciones; estos datos

fueron utilizados para hacer la corrección para obtener el valor corregido de la

holocelulosa de la siguiente manera:

HolocelulosaC %  = Holocelulosa  % - LK  % - LSA (%)

donde:

HolocelulosaC (%) = contenido de holocelulosa corregida, en %

Holocelulosa (%) = contenido de holocelulosa, en %

LK (%) = lignina Klason en % con respecto al peso seco de la holocelulosa

LSA (%) = lignina soluble en ácido en % con respecto al peso seco de la

holocelulosa

Se realizó una cuantificación por cada especie.

4.13. Cuantificación de α-celulosa

La determinación de α-celulosa se realizó según la norma ASTM D1103–60

(ASTM, 1976), con la salvedad de que se utilizó un menor peso inicial del

espécimen. De la cantidad total de holocelulosa se pesaron 0.40 g en un crisol de

37

porcelana previamente tarado (103°C por 1 h), y se obtuvo el peso seco

directamente secando en el horno de vacío por 7 h.

Conocido el peso seco de la holocelulosa, ésta se colocó en un vaso de

precipitado de 50 ml y se agregaron 2 ml de una solución de NaOH al 17.5%,

macerando el material suavemente con una varilla de vidrio en un baño a

temperatura ambiente, manteniendo el vaso tapado con un vidrio de reloj. Cada 5

min se agregó la misma cantidad de la solución de NaOH repitiendo esta

operación tres veces, y posteriormente se dejó reposar por 0.5 h a temperatura

ambiente. Al finalizar los 45 min se agregaron 13 ml de agua destilada, y se filtró

toda la solución a través de un crisol Gooch mediano tarado (180°C por 1 h),

aplicando vacío. Posteriormente se lavó el espécimen y el vaso de precipitado con

40 ml de una solución de NaOH al 8.3% transfiriendo todo el material sólido al

crisol. Una vez que todo el contenido del vaso de precipitado pasó al crisol Gooch,

se continúo lavando con agua destilada. Posteriormente al crisol Gooch se le

agregaron 6 ml de ácido acético al 10%, aplicando un toque de vacío sin que se

pase todo el ácido por el crisol y dejándolo actuar por 3 min. Después se aplicó

vacío para filtrar todo el ácido acético, y se lavó con agua destilada hasta obtener

un pH neutro en la α-celulosa (se verificó con papel pH). Finalmente se secó el

crisol con su contenido a 103°C por 7 h.

Para obtener el valor corregido de la α-celulosa, se obtuvieron sus contenidos de

lignina Klason y lignina soluble en ácido, aplicando los mismos métodos ya

descritos. Además de la corrección por el contenido de lignina en la α-celulosa,

también se hizo una corrección por el contenido de azucares en el hidrolizado

diferentes a la glucosa para obtener el contenido real de celulosa. Los azucares

fueron cuantificados por cromatografía de gases de la misma forma que se

describió anteriormente, haciendo la derivación del hidrolizado y utilizando la

misma columna, pero en este caso se utilizó un cromatógrafo Autosystem XL

(Perkin Elmer, USA), y el software utilizado para el cálculo de las áreas bajo los

picos fue TurboChrom ver. 4.1. El cálculo del porcentaje del contenido de α-

celulosa en la madera se realizó primero obteniendo el contenido de α-celulosa

38

con respecto al contenido de holocelulosa, posteriormente se obtuvo el valor

corregido de α-celulosa restando los valores obtenidos de lignina Klason, lignina

soluble en ácido y otros azucares, posteriormente se calculó el contenido de α-

celulosa (en %) con respecto a la madera.

El cálculo del porcentaje de α-celulosa con respecto al peso seco de la

holocelulosa se calculo con:

α-celulosa  %  =Pα0

Ph0*100

donde:

α-celulosa (%) = contenido de α-celulosa (con respecto al peso anhidro de la

holocelulosa)

Pα0 = peso anhidro de la α-celulosa, donde Pα0 = PG 0-PG

PGα0 = peso anhidro del crisol Gooch con α-celulosa

PG = peso anhidro del crisol Gooch para secar la α-celulosa

Ph0 = peso anhidro de la holocelulosa, donde Ph0 = Pph0-Pp

Pph0 = peso anhidro del crisol de porcelana con holocelulosa

Pp = peso anhidro del crisol de porcelana para secar la holocelulosa

El contenido corregido de α-celulosa se calculó con:

α-celulosac %  = α-celulosa  % – LK (%) – LSA (%) – Az (%)

donde:

α-celulosac (%) = α-celulosa corregida, en %

α-celulosa (%) = α-celulosa, en % con respecto a la holocelulosa

LK (%) = lignina Klason, en % con respecto al peso seco de α-celulosa

LSA (%) = lignina soluble en ácido, en % con respecto al peso seco de α-celulosa

Az (%) = contenido de otros azúcares, en % del peso seco de α-celulosa

39

El contenido de α-celulosa en la madera se calculo con:

α-celulosa f  %  =  α-celulosa C % * Holocelulosa (%)

donde:

α-celulosaf (%) = contenido final de α-celulosa en la madera, en %

α-celulosaC (%) = contenido de α-celulosa corregida, en %

Holocelulosa (%) = contenido de holocelulosa, en % (valor sin corrección)

Se realizó una cuantificación por cada especie.

4.14. Contenido de lignina y hemicelulosas después de la deslignificación

El contenido de hemicelulosas y lignina para por el método de la deslignificación

con clorito de sodio se obtuvo por diferencia, según las ecuaciones siguientes:

Contenido de hemicelulosas (%) = HolocelulosaC – α-celulosaC

Contenido total de lignina (%) = 100% – HolocelulosaC

donde:

HolocelulosaC (%) = contenido de holocelulosa corregida, en %

α-celulosaC (%) = contenido de α-celulosa corregida, en %

4.15. Espectroscopía de infrarrojo de la madera

La albura sin extraer (< malla # 60) se pasó por la malla # 100 en el molino Wiley,

y luego se pulverizó en un mortero de porcelana hasta dejarla como un polvo muy

fino. El espectro de infrarrojo con transformada de Fourier (FTIR por sus siglas en

inglés) se obtuvo utilizando la técnica de la atenuación total de la reflectancia (ATR

por sus siglas en inglés), acumulando 64 escaneos, a una resolución de 4 cm-1, en

el rango de números de onda del 4000 al 250 cm-1. Se utilizó un espectrómetro

Tensor 27 (Bruker Optik GmbH, Alemania), equipado con un aditamento ATR de

40

reflexión sencilla (MIRacle™, Pike Technologies, USA); los espectros se

almacenaron en modo de absorbancia. Para reducir la contribución del ambiente,

las bandas a las que absorben los gases ambientales (H2O y CO2) se eliminaron al

medir primero el espectro del instrumento vacío, y luego restando este espectro al

de cada uno de las muestras. A los espectros resultantes se les corrigió la línea

base utilizando la rutina ‘Rubberband’ del software del instrumento (OPUS ver.

6.5, Bruker Optik GmbH, Alemania), y después se normalizaron aplicando la rutina

‘Mini-max’ del software, usando la banda a 1508 cm-1 como máximo (absorbancia

= 2), y la banda a 1484 cm-1 como mínimo (absorbancia = 0).

4.16. Análisis de los datos

El análisis estadístico consistió en evaluar el efecto de la especie sobre la cantidad

porcentual de cada componente, mediante un análisis de varianza (ANDEVA). Las

características examinadas cuantitativamente fueron: pH; extractivos en agua

caliente (en albura y en duramen); extractivos en etanol-tolueno (en albura y en

duramen); extractivos totales (en albura y en duramen); lignina Klason; lignina

soluble en ácido, y lignina total. De igual forma, se hizo el mismo análisis para los

resultados de los polisacáridos calculados por el método de la hidrólisis de

carbohidratos para los siguientes parámetros: celulosa; glucomanana;

glucuronoxilana; hemicelulosas totales, y holocelulosa. Cada uno de los análisis

tuvo cuatro réplicas, excepto el de extractivos totales, donde sólo hubo dos

réplicas por especie.

Donde se determinó que el factor de variación produjo un efecto significativo en el

parámetro de interés, se compararon las medias utilizando la prueba HSD (honest

significant difference) de Tukey, para determinar específicamente cuáles fueron

las especies donde se originó la diferencia encontrada. Este último procedimiento

se llevó a cabo con un nivel de significancia, α, del 5%; todos los análisis se

llevaron a cabo con el paquete estadístico IBM SPSS ver. 19.0.0.

41

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

5.1. Densidad básica

La densidad de la madera es una propiedad relevante para la caracterización de

cualquier madera, ya que está directamente relacionada con su estructura básica

y composición química. La densidad de la madera está determinada por el

contenido de la sustancia madera presente por unidad de volumen; es una medida

de la cantidad de material de la pared celular en relación con el tamaño de las

cavidades de las células. La densidad de la madera también está influenciada por

la presencia de las sustancias extraíbles; particularmente en el duramen, en donde

se encuentra una mayor cantidad de éstas en comparación a la albura. La

densidad de la madera es por un lado una propiedad extremadamente variable,

pero por otro lado es muy importante, pues está estrechamente relacionada con el

funcionamiento mecánico de la madera (Dinwoodie, 1989).

Se obtuvieron valores de densidad básica (Db) diferentes entre albura y duramen

en las cuatro especies (Fig. 10); esto se debe a que el duramen contiene una

mayor cantidad de extractivos (ver Cuadro 8). El rango en el que se encuentra la

Db de la albura es de 0.501 a 0.534 g cm-3, mientras que en el duramen los

valores están entre 0.617 a 0.751 g cm-3.

En comparación a otros pinos reportados en la bibliografía (Sotomayor-

Castellanos, 2008), la Db de la albura de las especies estudiadas se encuentra

entre los valores más altos (Fig. 11), comparable a la de algunos pinos duros del

subgénero Pinus, como P. teocote y P. pseudostrobus. Estos resultados

probablemente estén relacionados con la baja tasa de crecimiento que caracteriza

los pinos piñoneros. También está relacionado a un mayor contenido de

extractivos inclusive en la albura, puesto que aquí, los extractivos totales fueron

superiores al 10% en las cuatro especies (ver Cuadro 8). Si corrigiera la Db por el

contenido total de extractivos, la Db de la albura sería de 0.43 g cm-3 en P.

pinceana, de 0.45 g cm-3 en P. cembroides y P. maximartinezii, y de 0.46 g cm-3 en

42

P. johannis, valores comparables con la densidad reportada para muchos otros

pinos, de entre 0.40 y 0.50 g cm-3 (Fig. 11).

Figura 10. Densidad básica por tipo de madera y media

Figura 11. Densidad básica de albura en los pinos estudiados, en comparación

con otros pinos. Las barras oscuras son los pinos del presente estudio

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Db(g cm-3)

Especie

Albura

Duramen

Media

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

Db(g cm-3)

Especie

43

5.2. pH

La reacción ácida de la mayoría de las maderas es causada por los ácidos libres o

grupos ácidos, los cuales son más fáciles de ser separados (Fengel y Wegener,

1989). En análisis de los datos de pH (ANDEVAS no mostrados) arrojan que

existe diferencia significativa en el valor medio del pH entre tipo de madera (albura

y duramen) en P. cembroides (p<0.001), y en P. johannis (p<0.010), mientras que

en P. maximartinezii y P. pinceana no hay diferencia significativa entre estos dos

tipos de madera. Por otro lado, el ANDEVA de la comparación de especies (Anexo

1), indica que existe diferencia significativa en al menos una de las especies en el

pH de la albura (p<0.001), y también en el duramen (p=0.039). El análisis posthoc

de Tukey muestra tres subconjuntos para los valores medios de pH para la albura,

y dos para el duramen (Cuadro 2). En la Fig. 12 se encuentran representados los

subconjuntos, donde columnas con la misma letra es indicativo de que no existe

diferencia significativa entre dichas especies.

Cuadro 2. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de pH de albura y duramen (prueba HSD de Tukey)

1 2 3 1 2P. maximartinezii 4 5.63 5.23P. johannis 4 4.29 4.81 4.81P. pinceana 4 4.88 4.81 4.81P. cembroides 4 4.92 4.26

Significancia 1.000 0.984 1.000 0.278 0.476

Albura DuramenEspecie NSubconjunto para α= 0.05

44

Figura 12. Valores de pH de albura y duramen de las especies estudiadas

El pH de los pinos es ácido, entre 4.09 y 5.63, El rango en el que varia el pH de los

pinos estudiados está por debajo del rango reportado en tres pinos por Fengel y

Wegener (1989) de 4.9 a 6.0, pero está dentro del rango reportado por estos

mismos autores para otras coníferas (Pseudotsuga menziesii, Tsuga canadensis y

Picea abies), de 3.3 a 5.5. Cabe resaltar que en el presente trabajo, no se siguió el

procedimiento que marca la norma T252 om-02 (TAPPI, 2002), sino que el pH se

determinó en el agua de la extracción en agua caliente, por lo que el espécimen

fue expuesto al agua caliente por más tiempo del que marca la norma. Esto pudo

haber causado que se separaran más los ácidos de la madera, y que por ello los

valores aquí determinados sean más ácidos en comparación con los valores

reportados en la bibliografía para otros pinos.

5.3. Extractivos

El contenido de extractivos en la madera varía de acuerdo a las especies y a las

partes del árbol y a pesar de que cubren un amplio rango de componentes

químicos, generalmente representan menos del 10% del peso seco de la madera

4.92

4.09

5.63

4.88

4.264.81

5.234.81

0

1

2

3

4

5

6

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

pH

EspecieAlbura Duramen

a

a a a

bbc

bb b

45

(Fengel y Wegener, 1989). Las sustancias más importantes que son extraídas con

solventes son los ácidos grasos, ácidos resinosos, ceras, taninos y colorantes,

mientras que los principales componentes extraíbles en agua consisten de

carbohidratos, proteínas y sales inorgánicas (Fengel y Wegener, 1989).

5.3.1. Extractivos en agua caliente

5.3.1.1. En albura

El rango de los valores medios de extractivos en agua caliente en albura va de

3.50 a 7.62%, donde P. maximartinezii y P. pinceana presentan el menor y mayor

contenido, respectivamente. El ANDEVA arroja que existe diferencia significativa

en al menos una de las 4 especies (p < 0.010); el análisis posthoc de Tukey indica

que no existe diferencia significativa entre los siguientes subconjuntos: P.

cembroides y P. maximartinezii; P. cembroides y P. johannis; y P. johannis y P.

pinceana (Fig. 13, Cuadro 3). En la Fig. 14 se muestra una comparación de los

contenidos determinados en el presente estudio con los valores de otros pinos.

Figura 13. Contenido medio de extractivos en agua caliente en albura

4.60

6.94

3.50

7.62

0

1

2

3

4

5

6

7

8

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a a

b b

c c

46

Cuadro 3. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos de albura en agua caliente (prueba HSD de Tukey)

Figura 14. Extractivos de albura en agua caliente de los pinos estudiados en

comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser 1975). Las barras negras son las especies de este estudio

1 2 3P. maximartinezii 4 3.50P. cembroides 4 4.60 4.60P. johannis 4 6.94 6.94P. pinceana 4 7.62Significancia 4 0.651 0.107 0.883

Especie N Subconjunto para α = 0.05

0

1

2

3

4

5

6

7

8

Con

teni

do m

edio

(%)

Especie

47

5.3.1.2. En duramen

En todos los casos, los extractivos en agua caliente en el duramen fueron más

abundantes que en la albura (de dos y hasta cinco veces más abundantes). El

rango de los valores medios de extractivos en agua caliente en duramen va de

14.79 a 26.38%, donde P. johannis y P. cembroides presentan el menor y mayor

contenido, respectivamente. El ANDEVA (Anexo 1) arroja que existe diferencia

significativa en al menos una de las cuatro especies (p < 0.001). El análisis

posthoc de Tukey muestra que el contenido fue similar y sin diferencia significativa

entre P. johannis, P. maximartinezii y P. pinceana, y que existe una diferencia

significativa entre estas tres especies y los valores obtenidos para P. cembroides

(Fig. 15, Cuadro 4); el contenido de extractivos en agua caliente del duramen de

P. cembroides es al menos 60% más grande que en cualquiera de los otros tres

pinos. En la Fig. 16 se muestran los valores determinados en el presente estudio

en comparación con otros pinos.

Figura 15. Contenido medio de extractivos en agua caliente en duramen

26.38

14.79 16.19 16.23

0

5

10

15

20

25

30

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a a

b

a

48

Cuadro 4. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos de duramen en agua caliente (prueba HSD de Tukey)

Figura 16. Extractivos de duramen en agua caliente de los pinos estudiados en

comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser, 1975). Las barras negras son las especies de este estudio

1 2P. johannis 4 14.79P. maximartinezii 4 16.19P. pinceana 4 16.23P. cembroides 4 26.38

Significancia 4 0.850 1.000

Especie N Subconjunto para α = 0.05

0

5

10

15

20

25

30

Con

teni

do m

edio

(%)

Especie

49

5.3.2. Extractivos en etanol-tolueno

5.3.2.1. En albura

El rango de los valores medios de extractivos en etanol-tolueno en albura va de

4.43 a 6.46%, donde P. maximartinezii y P. pinceana presentan el menor y mayor

contenido, respectivamente. Los valores de extractivos en etanol-tolueno fueron

similares a los que se obtuvieron en agua caliente, con la excepción de P.

johannis, donde el contenido de extractivos en etanol-tolueno fue 50% menor que

en agua caliente. En la Fig. 17 se muestran los rangos entre los que varían los

valores de los pinos estudiados y una comparación con otros pinos.

Figura 17. Extractivos de albura en solventes de los pinos estudiados en

comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser, 1975). Las barras negras son las especies de este estudio

El contenido de extractivos en etanol-tolueno es similar en las cuatro especies

(Fig. 18), y debido a la dispersión de los datos en las repeticiones que se hicieron

0123456789

Con

teni

do m

edio

(%)

Especie

50

(Fig. 19), el ANDEVA (ANEXO 1) arroja que no existe diferencia significativa en al

menos uno de los pinos (p = 0.100).

Figura 18. Contenido medio de extractivos en etanol-tolueno en albura

Figura 19. Grafico de cajas de extractivos en etanol-tolueno en albura

4.69 4.61 4.43

6.46

0

1

2

3

4

5

6

7

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a a a a

51

5.3.2.2. En duramen

De manera similar a como ocurre con los extractivos en agua caliente, los

extractivos en etanol-tolueno fueron más abundantes en el duramen que en la

albura, con la excepción de P. johannis, donde la diferencia en el contenido de

extractivos entre albura y duramen no es significativa (p = 0.821, ANDEVA no

mostrado). El rango de los valores medios de extractivos en etanol-tolueno en

duramen va de 4.81 a 23.04%, donde P. johannis y P. maximartinezii presentan el

menor y mayor contenido, respectivamente. El ANDEVA (Anexo 1) arroja que el

contenido de extractivos es diferente en al menos una de las especies con

respecto a las demás (p < 0.001). El análisis posthoc de Tukey muestra que el

contenido fue similar y sin diferencia significativa entre P. cembroides y P.

pinceana; de igual forma reveló que existe una diferencia significativa entre estas

dos especies y P. johannis (menor contenido en P. johannis) y P. maximartinezii

(mayor contenido en P. maximartinezii) (Fig. 20, Cuadro 5). Cabe señalar que el

contenido de extractivos en etanol-tolueno en el duramen de P. maximartinezii es

más de 5 veces mayor que su contenido en la albura.

Cuadro 5. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos en etanol-tolueno del duramen (prueba HSD de Tukey)

1 2 3P. johannis 4 4.81P. pinceana 4 10.09P. cembroides 4 11.11P. maximartinezii 4 23.04

Significancia 4 1.000 0.910 1.000

Especie N Subconjunto para α = 0.05

52

Figura 20. Contenido medio de extractivos en etanol-tolueno del duramen

La Fig. 21 muestra el rango en el que varían los valores de los pinos estudiados y

una comparación con otros pinos.

Figura 21. Extractivos de duramen en solventes de los pinos estudiados en

comparación con otros de la literatura (Fengel y Grosser, 1975). Las barras negras son las especies de este estudio

11.11

4.81

23.04

10.09

0

5

10

15

20

25

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a

b b

c

0

5

10

15

20

25

Con

teni

do m

edio

(%)

Especie

53

5.3.3. Extractivos totales

Los extractivos totales se obtuvieron al extraer la madera molida primero en

etanol-tolueno, y subsecuentemente en agua caliente; el resultado del análisis se

presenta por albura y duramen por separado.

5.3.3.1. En albura

El contenido de extractivos totales en albura presentó valores en un rango de de

11.46 a 13.64% (Fig. 22). El contenido más alto lo presentó P. pinceana, y el

contenido más bajo P. maximartinezii. El ANDEVA (ANEXO 1) mostró que no

existe diferencia significativa entre las cuatro especies (p = 0.930) (Cuadro 6).

Figura 22. Contenido medio de extractivos totales en albura

12.49 12.99

11.46

13.64

4

6

8

10

12

14

16

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a aaa

54

Cuadro 6. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos totales de albura (prueba HSD de Tukey)

5.3.3.2. En duramen

Al igual que sucedió en las extracciones en agua o en etanol-tolueno, la cantidad

de extractivos totales encontrada en el duramen fue mayor que en la albura (hasta

tres veces más abundantes en el duramen). El contenido total de extractivos varió

de 17.82 a 33.74%, donde P. johannis y P. maximartinezii presentan el menor y

mayor contenido respectivamente. El ANDEVA (Anexo 1) arroja que existe una

diferencia significativa en al menos una de las cuatro especies (p = 0.020). El

análisis posthoc de Tukey muestra que existen dos grupos de medias

homogéneas: uno donde aparecen sin diferencia significativa en P. cembroides, P.

maximartinezii y P. pinceana, y otro donde aparecen con un menor contenido P.

johannis y P. pinceana (Cuadro 7, Fig. 23).

Cuadro 7. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de extractivos totales de duramen (prueba HSD de Tukey)

Subconjunto para α = 0.051

P. maximartinezii 2 11.46P. cembroides 2 12.49P. johannis 2 12.99P. pinceana 2 13.64

Significancia 0.916

Especie N

1 2P. johannis 2 17.82P. pinceana 2 24.81 24.81P. cembroides 2 33.73P. maximartinezii 2 33.75

Significancia 0.278 0.157

Especie N Subconjunto para α = 0.05

55

Figura 23. Contenido medio de extractivos totales en duramen

5.3.4. Resumen de extractivos

Como se anticipaba, el duramen presentó un mayor contenido de extractivos que

la albura en las cuatro especies estudiadas, tanto en la extracción en agua

caliente, como en etanol-tolueno y en la extracción total (Cuadro 8; Fig. 24). Esto

coincide con los patrones observados en los cálculos de densidad básica (Fig. 10).

Cuadro 8. Resumen del contenido de extractivos

33.73

17.82

33.75

24.81

0

5

10

15

20

25

30

35

40

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a a

bb b

Albura Duramen Albura Albura DuramenP. cembroides 4.6 26.4 4.7 11.1 12.5 33.7P. johannis 6.9 14.8 4.6 4.8 13.0 17.8P. maximartinezii 3.5 16.2 4.4 23.0 11.5 33.7P. pinceana 7.6 16.2 6.5 10.1 13.6 24.8

Extractivos en tolueno-etanol

(%)Duramen

Especie

Extractivos en agua caliente

(%)

Extractivos totales (%)

56

Figura 24. Resumen del contenido de extractivos por tipo de extracción, en % del peso seco antes de la extracción

En general, la cantidad de extractivos solubles en agua caliente fue mayor que la

cantidad de extractivos solubles en etanol-tolueno en el duramen (excepto en P.

maximartinezii), mientras que en la albura no se determinó una diferencia de más

del 2.5% en el contenido de extractivos en agua caliente versus el de etanol-

tolueno. El duramen de P. maximartinezii sobresale con mayor contenido de

extractivos lipofílicos de las cuatro especies estudiadas, mientras que el duramen

de P. cembroides contiene la mayor cantidad de extractivos hidrofílicos. El

contenido en cualquier sistema de solventes o el contenido total de extractivos son

similares en las cuatro especies en la albura. En el duramen, en cambio, se

detecta una diferencia importante: en agua caliente, P. cembroides tiene un

contenido de extractivos mayor que los otros tres pinos, mientras que en etanol-

tolueno, P. maximartinezii tiene un contenido mayor de extractivos que el resto de

las especies. En lo que respecta al contenido total de extractivos en duramen, el

0

5

10

15

20

25

30

35

Albura Duramen Albura Duramen Albura Duramen

Agua caliente Solventes Totales

% P. cembroidesP. johannisP. maximartineziiP. pinceana

57

contenido es similar entre P. cembroides y P. maximartinezii, y entre P. johannis y

P. pinceana.

El rango de extractivos en agua caliente para albura fue de 3.5 a 7.6%, lo que

coincide con los valores publicados para la albura en otras especies de pino (1.37

al 5.15%) en la compilación de Fengel y Grosser (1975).

El contenido de extractivos en agua caliente para el duramen fue del 14.8 al

26.4%, lo que rebasa el límite superior del rango reportado previamente para

pinos, del 3.47 a 10.3% (Fengel y Grosser, 1975). El contenido de P. johannis, P.

maximartinezii y P. pinceana, del 14.8 a 16.2%, sólo es comparable, aunque

superior, a los valores más altos reportados en otras coníferas (Fengel y Grosser,

1975): 14.4% en el duramen de secuoya (Sequoia sempervirens Endl.), 14.2% en

el tejo japonés (Taxus cuspidata S. & Z.), y 13.8% en el alerce siberiano [Larix

russica (Endl.) Sabine ex. Trautv.]. Por otro lado, no existe antecedente para un

contenido tan alto de extractivos en agua caliente en el duramen de una conífera

como el descubierto en el presente trabajo para P. cembroides (26.4%). Sin

embargo, existen algunos valores extremos similares de contenido de extractivos

en agua en el duramen de eucalipto, como en Eucalyptus obliqua L'Hér. (7.9-

26.6%, media 14.3%) y E. crebra F. Muell. (6.8-20.2%, media 13.4%) (Hillis, 1962).

El contenido de extractivos en etanol-tolueno en albura fue del 4.4 al 6.5%, lo que

coincide con los valores reportados previamente para extractivos en solventes

orgánicos en otros pinos, de entre 0.42 y 7.68% (Fengel y Grosser, 1975).

El contenido de extractivos en etanol-tolueno en el duramen de P. johannis (4.8%),

P. pinceana (10.1%) y P. cembroides (11.1%) están dentro del rango reportado

previamente para otras especies de pino (del 5.7 al 12.0%; Fengel y Grosser,

1975). En contraste, no existe un antecedente en coníferas de un contenido de

extractivos en etanol-tolueno tan alto como el encontrado en el duramen de P.

maximartinezii (23.0%). Los valores más altos reportados previamente para

gimnospermas corresponden al ciprés del Sahara (Cupressus dupreziana A.

Camus) con 17.8%, al tejo japonés con 14.3%, el duramen de la secuoya con

13.5%, y al cedro de incienso (Libocedrus decurrens Torr.), con 13.1% (Fengel y

58

Grosser, 1975, Fengel y Wegener 1989). Para el contenido de extractivos en

solventes orgánicos en el duramen de P. maximartinezii, únicamente existen

antecedentes comparables en angiospermas, e.g. los valores extremos reportados

por Hillis (1962) para eucaliptos, como el duramen de Eucalyptus obliqua (10.1-

29.1%, media 15.0%) y de E. sideroxylon A.Cunn. ex Woolls (12.8-23.6%, media

19.0).

Se puede establecer que, para las condiciones del sitio y la temporada en la que

se realizó el muestreo, el contenido total de extractivos en la albura de los cuatro

pinos piñoneros es alto (>10%), mientras que en el duramen es de alto (en el

límite superior del rango publicado), a extremadamente alto (al menos 2 veces

más grande que el contenido más alto reportado previamente en otros pinos). Esto

tiene consecuencias importantes en la determinación de la densidad de la madera,

y la asociación tradicional de ésta con las propiedades mecánicas del material. De

igual forma, el alto contenido de extractivos indica que estas especies (en especial

P. cembroides y P. maximartinezii) tienen una información genética importante en

cuanto al potencial de la madera para resistir la pudrición causada por hongos, o a

su potencial como fuente de semioquímicos y otros metabolitos secundarios de

interés farmacéutico.

Finalmente, el contenido de extractivos totales es diferente que la suma de

extractivos en agua más extractivos en etanol-tolueno, con particularidades

diferentes para cada tipo de madera (Cuadro 8). En albura, la suma fue menor

que la extracción sucesiva. En el duramen se encontró lo opuesto, lo que indica

que en el duramen una porción de los extractivos es soluble tanto en agua caliente

como en solventes orgánicos.

5.4. Contenido de cenizas y composición de inorgánicos

El contenido de sustancias inorgánicas (minerales) varía en contenido y

concentración dependiendo de las condiciones medioambientales en la que se

desarrolla el árbol, de la parte del árbol que se estudie y de la especie. En la

mayoría de los casos el contenido de materia inorgánica en la madera es menor a

59

0.5%, este pequeño porcentaje está compuesto por una amplia variedad de

elementos, de los cuales Ca, Mg y K forman casi el 80% de las cenizas de la

madera. La importancia de los componentes inorgánicos radica en que algunos de

los elementos sintetizados por el árbol son esenciales para su crecimiento. Los

iones inorgánicos son absorbidos a través de las raíces y transportados a través

del árbol para realizar su función fisiológica (Rowell et al. 2005). Los resultados de

la determinación de contenido de cenizas se presentan en la Fig. 25.

Figura 25. Contenido medio de cenizas, en % del peso seco de la madera

El contenido de cenizas de los cuatro pinos estudiados no rebasa el 1%, y va de

0.39 a 0.52%, rango similar al de 0.2 a 0.5% reportado por Fengel y Wegener

(1989) y por Rowell et al. (2005) para otras especies de pinos.

Los elementos encontrados en las cenizas de los pinos estudiados fueron Na, Mg,

Al, Si, P, K, Ca y Fe (Cuadro 9), de éstos, los elementos más abundantes fueron

Ca, K y Mg, en ese orden de importancia (Fig. 26), conformando alrededor del

90% de las cenizas. Estos valores coinciden con los reportados por Rowell et al.

(2005) para P. strobus donde el CA, K y Mg conforman el 92% de las cenizas. Con

respecto al restante 8%, los elementos varían en presencia y cantidad, y Rowell et

al. (2005) reportan valores semejantes en otras coníferas como Abies balsamea

0.42

0.49

0.39

0.52

0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (

%)

Especie

60

(L.) Mill., Picea rubens Sarg., y Tsuga sp. La especie donde se encontró la menor

variedad de elementos fue P. cembroides, mientras que los pinos con la mayor

variedad fueron P. johannis y P. pinceana. El aluminio fue el elemento menos

abundante, detectado solamente en dos especies, en muy baja cantidad.

Cuadro 9. Contenido de metales en las cenizas de las especies estudiadas

Elemento Peso (%)

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Na 4.4 2.0 1.8 2.3 Mg 19.2 15.7 12.9 13.8 Al 0.0 0.3 0.0 0.9 Si 0.5 1.5 0.6 4.7 P 0.0 1.0 4.3 2.0 K 27.0 19.3 36.2 26.3

Ca 48.9 59.1 44.2 47.6 Fe 0.0 1.2 0.0 2.4

Suma 100.0 100.0 100.0 100.0 0.0 = elemento no detectado

Figura 26. Contenido de metales en las cenizas de las especies estudiadas, en %

del peso seco de las cenizas

0

10

20

30

40

50

60

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Pes

o (%

)

Na Mg Al Si P K Ca Fe

61

5.5. Lignina

5.5.1. Lignina Klason

El contenido medio de lignina Klason en los pinos estudiados se encontró en un

rango del 28.37 al 31.17%, donde P. maximartinezii y P. cembroides presentaron

los valores más bajo y más alto, respectivamente. Estas dos especies también

mostraron una mayor variabilidad en las corridas (Fig. 27). Los valores

encontrados de contenido de lignina Klason encajan en el rango reportado por

Rowell et al. (2005) para otras especies de pinos (25-30%).

Figura 27. Grafico de cajas del contenido de lignina Klason (n=4)

El ANDEVA (Anexo 1) mostró que existe una diferencia significativa en el

contenido de lignina Klason en al menos una de las cuatro especies (p = 0.004).

El análisis posthoc de Tukey muestra que existen dos grupos de medias

homogéneas para el contenido de lignina Klason: uno donde aparecen sin

diferencia significativa P. maximartinezii y P. johannis, y otro donde aparecen con

62

un mayor contenido, pero sin diferencia significativa, P. johannis, P. pinceana y P.

cembroides (Cuadro 10, Fig. 28).

Cuadro 10. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos para contenido de lignina Klason (prueba HSD de Tukey)

Figura 28. Contenido medio de lignina Klason

5.5.2. Lignina soluble en ácido

La absorción ultravioleta es muy conocida y ampliamente usada como una

herramienta para la identificación y determinación cuantitativa y cualitativa de la

lignina, así como los cambios en su estructura y propiedades. Las distintas

absorciones de lignina en el rango ultravioleta se basan en su carácter aromático

(Fengel y Wegener; 1989).

1 2P. maximartinezii 4 28.37P. johannis 4 29.39 29.39P. pinceana 4 30.43P. cembroides 4 31.17

Significancia .404 .062

Especie N Subconjunto para α = 0.05

28.4

31.2

29.4

30.4

26

27

28

29

30

31

32

33

P. maximartinezii P. cembroides P. johannis P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

b

a a

b b

63

El espectro de la lignina soluble incluyó un máximo cercano a 280 nm y un mínimo

cercano a 240 nm, con una segunda extensión máxima entre 190 y 200 nm (Fig.

29). Todos los espectros fueron similares en forma, y las longitudes de onda

donde se alcanzaron los máximos también fueron muy cercanas para las 4

especies. Los contenidos de lignina soluble en ácido fueron similares entre sí, y no

representan un valor considerable; en ningún caso rebasaron el 0.50% del peso

seco de la muestra (Cuadro 11). No se encontró diferencia significativa entre las 4

especies (p = 0.700, Anexo 1). La pequeña variación que se observa en el

contenido promedio tuvo sin embargo un cierto efecto en el análisis estadístico del

contenido de lignina total que se detalla en la siguiente sección.

Figura 29. Espectro UV de lignina soluble de las especies estudiadas

Cuadro 11. Contenido de lignina soluble en ácido

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

1.2

1.4

1.6

1.8

400380360340320300280260240220200

Abs

orba

ncia

nm

Pinus johannis

Pinus maximartinezii

Pinus cembroides

Pinus pinceana

P. cembroides 0.32P. johannis 0.30P. maximartinezii 0.42P. pinceana 0.29

Especie Lignina soluble en ácido (%)

64

5.5.3. Lignina total

El rango entre el cual varían las medias obtenidas de lignina total en las especies

estudiadas va de 28.79 a 31.50% (Cuadro 12). Al igual que sucede en el contenido

de lignina Klason, el valor medio más alto del contenido de lignina total lo presenta

P. cembroides, y el más pequeño es de P. maximartinezii. Los valores

encontrados son superiores a los rangos reportados por diversos autores para

otras especies de pino: 26.7 a 30.1% (Fengel y Grosser, 1975); 26.3 a 29.8%

(Fengel y Wegener, 1989); o 26.1 a 26.8% (Easty y Thompson, 1991). Los

contenidos totales de lignina más altos develados en el presente estudio, i.e. para

P. pinceana (30.7%) y para P. cembroides (31.5%), son similares, sin embargo, al

contenido reportado por Fengel y Grosser (1975) para otras pináceas, e.g. Tsuga

heterophylla (31.8%, albura), Tsuga canadensis (32.5%) o Pseudotsuga menziesii

(30.9%, albura, madera temprana; 28.9%, albura, madera tardía). Los contenidos

de lignina más altos reportados en el presente trabajo también son similares,

aunque menores a los reportados por Fengel y Grosser (1975) para otras

coníferas, e.g. Sequoia sempervirens (34.0% albura, 34.2% duramen), Thuja

plicata (32.5%), o Taxodium distichum (35.0% albura, 33.1% duramen). En

resumen, se puede considerar que la madera de los pinos piñoneros estudiados

en este trabajo, presentan un contenido alto de lignina, cerca del límite superior

reportado en estudios independientes de otras especies de Pinus.

Cuadro 12. Resumen del contenido de lignina para cada especie

La diferencia en el contenido de lignina total en las especies estudiadas varía en

un rango pequeño, con la diferencia entre el valor máximo y mínimo de tan sólo el

2.7% del peso seco de la muestra. El ANDEVA (Anexo 1) sin embargo arroja que

P. cembroides 31.50P. johannis 29.69P. maximartinezii 28.79P. pinceana 30.72

Especie Lignina total (%)

65

existe una diferencia significativa en al menos una de las cuatro especies (p =

0.003). El análisis posthoc de Tukey muestra que existen tres grupos de medias

homogéneas: un grupo de medias más pequeñas, donde aparecen sin diferencia

significativa P. maximartinezii y P. johannis, otro donde aparecen P. johannis y P.

pinceana, y un tercer grupo con las medias homogéneas más grandes, donde

aparecen P. pinceana y P. cembroides (Cuadro 13, Fig. 30).

Cuadro 13. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos de lignina total (prueba HSD de Tukey)

Figura 30. Contenido medio de lignina total en cuatro pinos piñoneros

1 2 3P. maximartinezii 4 28.79P. johannis 4 29.69 29.69P. pinceana 4 30.72 30.72P. cembroides 4 31.50

Significancia .447 .338 .571

Especie N Subconjunto para α = 0.05

28.79

31.50

29.69

30.72

27.0

27.5

28.0

28.5

29.0

29.5

30.0

30.5

31.0

31.5

32.0

P. maximartinezii P. cembroides P. johannis P. pinceana

Med

ia %

Especie

a

b b

c c

a

66

5.6. Cuantificación de carbohidratos por cromatografía de gases

La evaluación cuantitativa de los polisacáridos en el presente trabajo se basó en la

determinación del contenido de monosacáridos, y el subsecuente cómputo de los

principales polímeros con los algoritmos de Janson (1970) (ver Materiales y

métodos). El cálculo arroja el contenido de celulosa, las dos hemicelulosas más

importantes presentes en las maderas blandas (glucomanana y glucuronoxilana),

y el cálculo de otros polisacáridos (ramnana + arabinogalactana) (Cuadro 14). El

resultado del análisis para cada uno de estos polisacáridos se detalla enseguida,

excepto para Otros polisacáridos, que se consideran de poca relevancia para el

objetivo del estudio. Al final de esta sección se presenta un breve análisis de los

resultados de la determinación de los monosacáridos.

Cuadro 14. Contenido medio de polisacáridos en la madera de cuatro pinos piñoneros, en % del peso seco de la madera extraída

5.6.1. Holocelulosa

El contenido total de polisacáridos, varió del 66.0 al 68.7% (Cuadro 14). El menor

contenido fue para P. cembroides y el mayor para P. maximartinezii. Se determinó

que existía una diferencia significativa en al menos una de las especies estudiadas

(p=0.003; Anexo 1), y se determinaron dos grupos homogéneos de medias

(Cuadro 15).

P. cembroides 36.6 15.6 9.4 4.4 29.4 66.0P. johannis 35.5 16.6 10.2 5.4 32.2 67.7P. maximartinezii 37.9 20.6 7.2 3.0 30.8 68.7P. pinceana 35.9 15.7 10.2 4.8 30.7 66.7

Total polisacáridos (holocelulosa)

(%)

EspecieGlucurono-

xilana (%)

Celulosa (%)

Gluco-manana

(%)

Otros polisacáridos

(%)

Total polisacáridos diferentes a celulosa (%)

67

Cuadro 15. Medias para los grupos en subconjuntos homogéneos, holocelulosa (prueba HSD de Tukey)

5.6.2. Celulosa

El contenido de celulosa en las especies estudiadas varió del 35.5 al 37.9%

(Cuadro 14, Fig. 31). Estos valores son inferiores a los reportados para algunos

pinos en las compilaciones de Fengel y Wegener (1989), del 41.1 a 61.6%, o de

Fengel y Grosser (1975), del 39.3 al 52.5%. El contenido es, sin embargo, muy

cercano al reportado para otras pináceas, como el abeto noruego (Picea abies

Karst.) con 38.1%, el abeto de Schrenk (Picea schrenkiana Fisch et Mey.) con

39.6%, o el alerce japonés [Larix kaempferi (Lampert) Carr.] con 39.9%. Los

valores encontrados también son similares al contenido de celulosa de otras

coníferas, como la tuja japonesa [Thujopsis dolabrata (L. f.) S & Z] con el 38.1%, y

mayores al contenido en otras coníferas, como el tejo japonés (32.6%) (Fengel y

Grosser 1975).

Aunque resalta la mayor concentración de celulosa en P. maximartinezii en una

comparación simple de las medias, el ANDEVA (Anexo 1) determinó que no existe

diferencia significativa en el contenido de celulosa en las cuatro especies

estudiadas (p=0.561), posiblemente por el coeficiente de variación más alto que

presentó el conjunto de datos de las repeticiones en P. maximartinezii (Fig. 32).

1 3P. cembroides 4 65.99P. pinceana 4 66.65P. johannis 4 67.72 67.72P. maximartinezii 4 68.73

Significancia 0.052 0.360

Especie N Subconjunto para α = 0.05

68

Figura 31. Contenido de celulosa en cuatro pinos piñoneros

Figura 32. Grafico de cajas del contenido de celulosa (%) en cuatro pinos

piñoneros

36.6

35.5

37.9

35.9

33

34

35

36

37

38

39

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a a a a

69

5.6.3. Hemicelulosas

5.6.3.1. Glucomanana

El contenido de glucomanana en las cuatro especies fue del 15.6 al 20.6%,

contenidos que se encuentran en el rango de los valores típicos citados para las

coníferas por Dinwoodie (1989), de entre el 15 y el 20%. Los contenidos

determinados en el presente trabajo también son comparables con el 15.3 y el

17.7% de contenido de glucomanana reportado para Pinus elliottii Engelm. y P.

palustris Mill., respectivamente (Easty y Thompson 1991).

Pinus maximartinezii es la especie con el mayor contenido de glucomanana

(20.6%), mientras que las otras tres especies tienen contenido similares, alrededor

del 16% (Fig. 33). El ANDEVA (Anexo 1) reveló que existe una diferencia

significativa en al menos una de las cuatro especies (p=0.002), y el análisis

posthoc arroja que existen 2 grupos de medias homogéneas (Cuadro 16): uno

donde aparecen P. cembroides, P. johannis y P. pinceana, y otro grupo

independiente, con media más alta, donde aparece aislado P. maximartinezii.

Figura 33. Contenido medio de glucomanana en cuatro pinos piñoneros

15.6 16.6

20.6

15.7

0

5

10

15

20

25

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

a a a

b

70

Cuadro 16. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos, glucomanana (prueba HSD de Tukey)

5.6.3.2. Glucuronoxilana

Los valores obtenidos de glucuronoxilana para las especies estudiadas están

entre 7.2 y 10.2%, cercanos al 10% reportado en la bibliografía como valor típico

para coníferas (Dinwoodie, 1989). Los valores encontrados son de magnitud

similar a los reportados para el contenido de glucuronoxilana en P. ellioti (8.1%) y

P. palustris (7.8%) (Easty y Thompson 1991). En contraste con lo que sucede con

la glucomanana, P. maximartinezii presenta el menor contenido de

glucuronoxilana (7.2%), mientras que los otros tres pinos presentan un contenido

similar de este polímero, de alrededor del 10% (Fig. 34).

Figura 34. Contenido medio de glucuronoxilana en cuatro pinos piñoneros

1 2P. cembroides 4 15.55P. pinceana 4 15.75P. johannis 4 16.56P. maximartinezii 4 20.58

Significancia 4 0.804 1.000

Especie NSubconjunto para α = 0.05

9.4 10.2

7.2

10.2

0

2

4

6

8

10

12

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

b

a

b b

a

71

El ANDEVA (Anexo 1) reveló que existe una diferencia significativa en al menos

una de las cuatro especies (p=0.024), y el análisis posthoc indica que existen dos

grupos homogéneos de medias: un grupo de medias más pequeñas donde

aparecen P. maximartinezii y P. cembroides, y otro distinto donde aparecen P.

cembroides, P. johannis y P. pinceana con un contenido mayor de glucuronoxilana

(Cuadro 17).

Cuadro 17. Medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos, glucuronoxilana (prueba HSD de Tukey)

5.6.3.3. Hemicelulosas totales

El contenido de hemicelulosas totales (glucomanana + glucuronoxilana + ramnana

+ arabinogalactana) fue del 29.4 al 32.2% (Cuadro 14), con P. johannis y P.

cembroides teniendo el mayor y menor contenido de estos polisacáridos,

respectivamente. No se determinó diferencia significativa entre especies (p=0.436;

Anexo 1).

5.6.4. Monosacáridos

Como se esperaba, el azúcar más abundante fue la glucosa, producto de la

hidrólisis no sólo de la celulosa, sino también (principalmente) de la glucomanana.

La manosa fue el segundo monosacárido más abundante después de la glucosa,

lo cual confirma la presencia importante de la glucomanana en las especies del

género Pinus. La xilosa, galactosa y arabinosa se encuentran en menores

cantidades, en ese orden decreciente, aunque todavía son más abundantes que la

ramnosa, que aparece en cantidades apenas cuantificables (Fig. 35; Cuadro 18).

1 2P. maximartinezii 4 7.22P. cembroides 4 9.41 9.41P. pinceana 4 10.22P. johannis 4 10.24

Significancia 4 0.148 0.818

Especie NSubconjunto para α = 0.05

72

Figura 35. Contenido medio de monosacáridos en la madera de cuatro pinos

piñoneros

Cuadro 18. Contenido medio de monosacáridos de la madera de cuatro pinos piñoneros

El contenido de glucosa en los cuatro pinos varió del 39.9 al 42.8%, rango similar

pero inferior al 42 - 47% reportado para un grupo de 6 pinos por Rowell et al.

(2005), e inferior al contenido de P. elliottii (49.5%) y P. palustris (48.2%) referidos

por Easty y Thompson (1991). En el caso de manosa, excepto por el contenido en

P. maximartinezii (15.1%) que excede los valores típicos de pinos, los contenidos

determinados para P. cembroides, P. johannis y P. pinceana (11.5 - 12.2%), se

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

P. cembroides P. johannis P. maximartinezzi P. pinceana

Med

ia (%

)

Especie

Glucosa Manosa Xilosa Galactosa Arabinosa Ramnosa

Especie1 Glucosa Manosa Xilosa Galactosa Arabinosa Ramnosa Total monosacáridos

P. cembroides 40.8 11.5 6.9 4.6 1.9 0.3 66.0P. johannis 39.9 12.2 7.6 5.5 2.4 0.2 67.7P. maximartinezzi 42.8 15.1 5.3 3.5 1.8 0.2 68.7P. pinceana 40.2 11.6 7.5 4.6 2.5 0.2 66.71Contenido medio (n=4), en % del peso seco de la madera libre de extractivos.

73

encuentran en el límite superior del rango al reportado para 6 pinos por Rowell et

al. (2005), 7.4-12.0%, y también son similares al contenido determinado para P.

palustris (12.1%) y P. sylvestris (12.4%) (Fengel y Wegener, 1989; Easty y

Thompson, 1991). La xilosa cuantificada en este estudio fue de 5.3 a 7.6%,

valores cercanos al rango reportado por Rowell et al. (2005) de 6.0 a 9.3%, y

similares a los reportados para P. palustris (6.4%), P elliottii (6.5%), P. strobus

(7.0%), y P. sylvestris (7.6%) (Fengel y Wegener, 1989; Easty y Thompson, 1991).

El contenido de galactosa en los pinos estudiados fue del 3.5 al 5.5%, superior al

contenido de galactosa para los seis pinos reportados por Rowell et al. (2005), de

1.4 a 3.1%, y también superior al contenido de P. sylvestris 1.9%, P. elliottii

(2.3%), P. palustris (2.7%), y P. strobus (3.8%) (Fengel y Wegener, 1989; Easty y

Thompson, 1991). De arabinosa se encontraron referencias de 1.3 a 2.7% (Fengel

y Wegener 1989, Easty y Thompson 1991, Rowell et al. 2005), semejantes a los

valores obtenidos para los cuatro pinos del presente estudio, del 1.8 al 2.5%. No

se encontró referencia para el contenido de ramnosa en pinos, aunque en Picea

abies se reporta un contenido del 0.3% (Fengel y Wegener 1989), similar a las

cantidades determinadas en el presente trabajo, del 0.2 al 0.3%.

5.7. Cuantificación de los polímeros mediante la deslignificación

Los resultados de la composición de la madera por el método de deslignificación y

con datos corregidos por el contenido residual de lignina en holocelulosa, y de

lignina residual más otros azúcares diferentes a la glucosa en α-celulosa, se

presentan en el Cuadro 19 y en la Fig. 36. A la cantidad resultante de la corrección

de la α-celulosa se le llama simplemente Celulosa en ese cuadro, puesto que ya

ha sido corregida por la cantidad de azúcares distintos a la glucosa y por el

contenido residual de lignina. El contenido de hemicelulosas se obtuvo por

diferencia (holocelulosa corregida - celulosa corregida); la lignina se obtuvo a su

vez restando el contenido de holocelulosa corregida al peso seco extraído del

espécimen de madera molida.

74

Cuadro 19. Determinación de la composición de la madera de las especies estudiadas por el método de deslignificación

Especie Holocelulosa

(%) Celulosa, de α-

celulosa (%) Hemicelulosas,

calculada (%) Lignina,

calculada (%)

P. cembroides 63.6 34.8 28.8 36.4 P. johannis 65.0 35.5 29.5 35.0 P. maximartinezii 67.4 37.1 30.3 32.6 P. pinceana 64.8 35.0 29.7 35.2

Figura 36. Componentes de la madera de las especies estudiadas por el método

de deslignificación y corrección por ligninas (LK y LSA)

En este análisis, P. maximartinezii presentó el valor más alto en el contenido de

holocelulosa, celulosa y hemicelulosas, mientras que el valor más alto en el

contenido de lignina fue de P. cembroides. Esto coincide con los resultados del

método de la hidrólisis de los carbohidratos. El orden del contenido de

holocelulosa en los dos análisis resultó ser el mismo, con P. maximartinezii > P.

johannis > P. pinceana > P. cembroides. Sin embargo, el contenido de

holocelulosa por el método de deslignificación con clorito de sodio arrojó un

0

10

20

30

40

50

60

70

P. cembroides P. johannis P. maximartinezii P. pinceana

%

Holo-celulosa Celulosa, de α-celulosa Hemicelulosas, calculada Lignina, calculada

75

contenido de carbohidrato menores (de 1.3 a 2.7%) que el encontrado con el

método de la hidrólisis. Esto es debido a que durante el proceso inicial de

deslignificación, también se destruyen algunos carbohidratos (no cuantificados en

el presente estudio); también existe una degradación de la celulosa durante el

aislamiento de las hemicelulosas a partir de la holocelulosa. El contenido de

holocelulosa obtenidos por método del clorito de sodio varió del 63.6 a 67.4%

(Cuadro 19), valores inferiores al rango (70.6-74.3%) reportado para otros pinos

por Fengel y Wegener (1989), pero cercanos al rango del 64 al 69 % reportado

para otros pinos por Rowell et al. (2005).

El contenido de celulosa por el método de deslignificación varió del 34.8 al 37.1%,

rango semejante al obtenido para estos mismos pinos por el método de hidrólisis

de carbohidratos (del 35.5 al 37.9%). Como ya se discutió anteriormente, los

contenidos de celulosa obtenidos en el presente estudio parecen inferiores a los

reportados para otros pinos en la literatura (40 al 61.6%) (Fengel y Wegener 1989,

Dinwoodie 1989). El contenido de hemicelulosas (calculadas) por el método del

clorito varió del 28.8 al 30.3%, valores muy por arriba de los reportados por Fengel

y Wegener (1989) para pinos, del 13.5 al 16.3%, pero cercanos al rango

considerado por Dinwoodie (2000) como típico para coníferas, del 27 ± 2% del

peso seco de la madera.

Por otro lado, el contenido de lignina por el método del clorito (obtenido por

diferencia), fueron del 3.8 al 5.3% mayores que los determinados por el primer

método (lignina Klason + LSA), aunque se encontró que se sigue conservando la

misma relación de contenido de lignina en los pinos estudiados en el segundo

método: P. cembroides > P. pinceana > P. johannis > P. maximartinezii. Es poco

probable que el contenido de lignina obtenida por el método del clorito sea realista

(32.6-36.4%, Cuadro 19), si se le compara con los contenidos reportados para

otros pinos, y con los resultados obtenidos en este trabajo mediante el

procedimiento de Klason + LSA. Quizás hubiera sido necesario corregir el

contenido de lignina obtenida por el método del clorito, por la cantidad de

carbohidratos disueltos en la solución resultante de la deslignificación, y de

76

pasada se hubiera obtenido el valor corregido para los carbohidratos. Este

procedimiento no se intentó, ya que se requiere realizar la derivación de los

azúcares en la lignina solubilizada para obtener los acetatos de alditol. En ese

caso, es preferible, y probablemente más preciso y más rápido, realizar la

caracterización química de la madera con el primer método reportado, i.e. el de la

hidrólisis de carbohidratos. Lo anterior, porque el segundo método (deslignificación

con clorito de sodio), requiere la corrección de todos los valores obtenidos:

corrección por lignina residual en holocelulosa y α-celulosa, corrección por otros

azúcares que no son glucosa en α-celulosa, y corrección por contenido de

carbohidratos en la lignina disuelta.

5.8. Análisis sumativo

En el Cuadro 20 se presenta una comparación general de los componentes de la

madera libre de extractivos y el análisis sumativo de estos componentes en cada

pino estudiado, de acuerdo a los valores que arrojó el método de la hidrólisis de

carbohidratos. El contenido total de carbohidratos se obtuvo por diferencia

(carbohidratos = peso seco – lignina – cenizas – ácidos urónicos); cuando se

aplica este procedimiento, el análisis siempre arroja el 100% del peso seco de la

muestra (Easty y Thompson 1991). Al comparar los resultados con las

compilaciones de pinos y otras coníferas de Fengel y Grosser (1975), Fengel y

Wegener (1989), y Rowell et al. (2005), se puede apreciar que las cuatro maderas

tienen un contenido típico de holocelulosa, alto en hemicelulosas, bajo en

celulosa, ligeramente alto en lignina, y contenido normal de ceniza. Este resumen

es para madera libre de extractivos; como se explicó anteriormente (sección 5.3),

el contenido de extractivos determinado en este estudio fue de alto en la albura de

los cuatro pinos, y de altos a extremadamente altos en el duramen.

77

Cuadro 20. Análisis sumativo de la composición total de la madera libre de extraíbles; mezcla de 50% albura y 50% duramen

El cálculo de glucomanana y glucuronoxilana se realizó con valores publicados de ácidos urónicos para pinos; cenizas obtenidas en albura sin extraer.

Haciendo una comparación entre la composición de la madera libre de extractivos

de las cuatro especies, P. maximartinezii se encuentra con los valores más

disímiles con respecto a los otros pinos: su contenido de celulosa y glucomanana

es mayor, y su contenido de glucuronoxilana es menor. A pesar de que se

esperaba una mayor semejanza entre P. johannis y P. cembroides, ambos pinos

presentan más semejanza con P. pinceana que entre ellos, es decir que se puede

considerar a P. pinceana como el pino promedio y a P. maximartinezii como el

pino más diferente. Desde el punto de vista de la química de la madera, P.

johannis parece ser una especie diferente a P. cembroides, como lo considera

Gernandt et al. (2005, 2007), a diferencia de la propuesta de Farjon y Styles

(1997), puesto que la química de la madera de P. cembroides se parece más a la

de P. pinceana que a la de P. johannis, y P. pinceana es ampliamente reconocida

como una especie distinta a P. cembroides por todos los autores. El P.

maximartinezii sigue siendo una especie enigmática que destaca por las

peculiaridades no sólo de su cono y semillas, sino como aquí se desprende, en la

química de su madera.

Componente

Lignina Klason 31.17 29.39 28.37 30.43Lignina soluble en ácido 0.32 0.30 0.42 0.29Celulosa 36.63 35.49 37.90 35.92Glucomanana 15.55 16.56 20.58 15.74Glucoxilana 9.41 10.24 7.22 10.22Otros polisacáridos 4.39 5.42 3.02 4.76Ácidos urónicos 2.10 2.10 2.10 2.10Cenizas 0.42 0.49 0.39 0.52Total 100.00 100.00 100.00 100.00

Pinus pinceana

Pinus cembroides

Pinus johannis

Pinus maximartinezzi

78

5.9. Espectroscopía del infrarrojo

Los espectros de infrarrojo de las cuatro especies estudiadas son similares,

característicos de la madera, y comparten tres características básicas similares

(Fig. 37): una banda muy amplia y fuerte, centrada alrededor de 3350 cm-1

(estiramiento de grupos OH), una absorción fuerte originada en los C-H a 2900-

2800 cm-1, y una gran zona de absorciones en la región de 1750 a 850 cm-1,

donde existen varias bandas afiladas. En la zona del carbonilo resalta la banda

cercana a 1745 cm-1, con el máximo a números de onda apenas diferentes

dependiendo de la especie en cuestión. Este pico se origina del estiramiento de

los grupos carbonilo libres, y pueden provenir de algunos extractivos, pero en este

caso, provienen principalmente de la xilana (Pandey y Theagarajan, 1997). Las

absorciones más altas a este número de onda, con intensidad casi idéntica, son

para P. johannis y P. pinceana, seguida por P. cembroides, mientras que la de

menor intensidad ocurre en P. maximartinezii. Esto concuerda con los resultados

de la química húmeda, donde el orden del contenido de glucuronoxilana es P.

johannis ≥ P. pinceana > P. cembroides >> P. maximartinezii.

El máximo en la absorción apenas arriba de 1500 cm-1 ocurre en el mismo número

de onda en las cuatro especies, a 1508 cm-1. Este pico es el único que se debe a

una absorción pura, la del anillo aromático, y por lo tanto su intensidad es

proporcional al contenido de lignina en la muestra. Como esta banda se utilizó

para la normalización de los espectros para compararlos cuantitativamente, ésta

aparece con la misma intensidad en las cuatro especies. Sin embargo, otras

bandas asociadas mayormente al contenido de lignina (Baeza y Freer, 2001), e.g.

a 1612 cm-1 (vibraciones del esqueleto aromático + estiramiento del C=O), a 1421

cm-1 (vibraciones del esqueleto aromático + deformación del C-H en el plano en

celulosa), a 1371 cm-1 (OH en fenol + varias vibraciones alifáticas), a 1264 cm-1

(anillo aromático en guaiacilo + estiramientos C=O), y a 1030 cm-1 (deformaciones

en el plano de C-H aromáticos + varias vibraciones alifáticas), indican que el

contenido de lignina, aunque similar en las 4 especies, ocurre en general en el

orden P. cembroides > P. pinceana ≥ P. johannis ≥ P. maximartinezii. Esto también

79

coincide con los resultados obtenidos en los dos métodos húmedos usados en

este estudio. Todos los espectros son típicos de madera de coníferas: la vibración

aromática pura ocurre a 1508 cm-1, número de onda más alto en comparación a

las latifoliadas (1500-1505 cm-1, Owen y Thomas 1989), y existe la presencia de

una banda fuerte y afilada a 1264 cm-1, típica de las vibraciones en la lignina

guaiacilo, y sólo una pequeña joroba a 1334 cm-1, banda distintiva de las

vibraciones en la lignina siringilo (del Río et al. 2007).

Figura 37. Espectro de infrarrojo (FTIR) de cuatro especies de pinos piñoneros

Otras bandas en la región de la huella dactilar, por debajo de 1460 cm-1, son

complejas, pues contienen la contribución de varios modos de vibración en

carbohidratos y lignina, y son por tanto difíciles de asignar. Destaca la banda a

813 cm-1, típica de la manana, pero con contribución de las vibraciones de los C-H

fuera del plano en la lignina (Harrington et al. 1964), con el orden de intensidad P.

johannis ≥ P. maximartinezii > P. cembroides ≥ P. pinceana, lo cual está

substanciado parcialmente por los datos del análisis de los polisacáridos.

250500750100012501500175020002250250027503000325035003750

Abso

rban

cia

(uni

dade

s ar

bitra

rias)

Número de onda (cm-1)

P. cembroides

P. johannis

P. maximartinezii

P. pinceana

80

6. CONCLUSIONES

• En todos los casos, la densidad básica del duramen fue mayor que en la

albura, lo cual concuerda con el alto contenido de extractivos determinados en

el duramen.

• Los valores de pH obtenidos en las cuatro especies (4.09 – 5.63) resaltan el

carácter ácido de la madera tanto en la albura como en el duramen.

• El contenido de cenizas fue típico de coníferas (< 0.6% del peso seco), donde

fueron encontrados principalmente K, Ca, Mg, con alrededor del 90% del peso

total de las cenizas; otros elementos menores fueron Na, P y Si; sólo en P.

johannis y P pinceana se detectó la presencia de Al y Fe.

• Destaca en los pinos estudiados un contenido de extraíbles en general

superior a los publicados para otras especies de pino, tanto en albura como en

duramen. El duramen presentó mayor contenido de extractivos que la albura,

tanto en etanol-tolueno como en agua caliente. Sobresalen P. maximartinezii,

con el contenido más alto de extractivos en etanol-tolueno (23.0%), y P.

cembroides, con el contenido más alto de extractivos en agua caliente

(26.4%). Esto subraya el potencial de estas dos especies para la producción

de resina, y como fuente de químicos finos derivados de los extractivos.

• Los valores obtenidos mediante el método de hidrólisis de carbohidratos

muestran un bajo contenido de celulosa (35.5-37.9%), alto contenido de

lignina (28.8-31.5%) y alto contenido de hemicelulosas (29.4-32.2%), siendo el

principal componente de éstas la glucomanana (15.6-20.6%), seguido por la

glucuronoxilana (7.2- 10.2%). En lo que respecta al análisis de los

monosacáridos, se encontró principalmente glucosa (39.9-42.8%); otros

azúcares determinados fueron: manosa (11.5-15.1%), xilosa (5.3-7.6 %),

galactosa (3.5-5.5%), arabinosa (1.8-2.5%) y ramnosa (0.2-0.3%).

• A partir del método de deslignificación con clorito de sodio se obtuvo un

contenido de holocelulosa típico de coníferas (63.6-67.4%), bajo contenido de

celulosa (34.8-37.1%), alto contenido de hemicelulosas (28.8-30.3%), y alto

81

contenido de lignina (32.6-36.4%), lo que concuerda en general con lo

determinado por el método de la hidrólisis de carbohidratos.

• Una comparación de los dos métodos utilizados para determinar el contenido

de polímeros de la madera, arroja que el contenidos de polisacáridos es

menor, hasta en un 2.7% del peso seco de la muestra, al cuantificarse por el

método de la deslignificación con clorito de sodio. Lo anterior indica que el

método de deslignificación es más severo, ya que al disolver la lignina también

se degradan los carbohidratos, y al aislar las hemicelulosas se degrada la

celulosa. Este efecto también se notó al haberse cuantificado un mayor

contenido de lignina mediante la deslignificación con clorito de sodio.

• El espectro infrarrojo resultó similar en las cuatro especies; la intensidad de las

bandas típicas de los polímeros de la madera concuerdan en lo general con

las determinaciones cuantitativas que se hicieron mediante los procesos

analíticos húmedos.

• En el análisis estadístico de la composición de los cuatro pinos estudiados

mostraron diferencias significativas entre especies. Estas diferencias se

encontraron en el pH de la albura (p<0.000) y del duramen (p=0.039);

extractivos en agua caliente en la albura (p=0.002) y en el duramen (p<0.000);

extractivos en etanol-tolueno en el duramen (p<0.000); extractivos totales en el

duramen (p=0.020); lignina Klason (p=0.004); lignina total (p=0.003);

glucomanana (p=0.002); glucuronoxilana (p=0.024), y holocelulosa (p=0.003).

• De los cuatro pinos estudiados, destaca P. maximartinezii con los valores más

disímiles a las otras tres especies en contenido de extractivos y de los

polímeros de la madera. A pesar de que la densidad básica de P. johannis y P.

cembroides es semejante, no se observa una semejanza tan obvia en su

composición química, en relación al contenido de extractivos y al contenido de

los principales polisacáridos. En este sentido, existe más parecido de P.

cembroides y P. johannis con P. pinceana que entre ellos. A partir de estas

observaciones se puede concluir que desde el punto de vista de la química de

la madera, P. johannis y P. cembroides son especies diferentes.

82

7. RECOMENDACIONES

• Continuar con el estudio químico que permita tener un conocimiento más

amplio de la madera de las especies forestales de México, en especial del

genero Pinus, ya que es el más abundante de las coníferas, y uno de los más

importantes comercialmente en México;

• Profundizar más en la composición y estructura de los extractivos de la

madera en posteriores estudios;

• Realizar experimentación que mejore los métodos existentes para la

cuantificación de los componentes químicos de la madera, en cuanto a la

precisión, velocidad y reproducibilidad de los resultados; y

• En el plano operativo, vincular a los diferentes laboratorios de la Universidad

Autónoma Chapingo para poder tener acceso a los equipos y herramientas

con los que ésta cuenta.

83

8. LITERATURA CITADA

ASTM. 1976. D 1103-60: Alpha-cellulose in wood. Annual book of ASTM

standards. Part 22: Wood; Adhesives. Pennsylvania: ASTM. pp 343-345

ASTM. 2007. D 1105-96: Standard test method for preparation of extractive-free

wood. Annual Book of ASTM Standards. Volume 04.10: Wood (CD-ROM).

West Conshohocken, Pennsylvania: ASTM International. 2 p

ASTM. 2007. D 1107-96: Ethanol-toluene solubility of wood. Annual Book of ASTM

Standards. Volume 04.10: Wood (CD-ROM). West Conshohocken,

Pennsylvania: ASTM International. 2 p

ASTM. 2007. D 1110-84: Water solubility of wood. Annual Book of ASTM

Standards. Volume 04.10: Wood (CD-ROM). West Conshohocken,

Pennsylvania: ASTM International. 2 p

ASTM. 2007. D 1102-84: Ash in wood. Annual Book of ASTM Standards. Volume

04.10: Wood (CD-ROM). West Conshohocken, Pennsylvania: ASTM

International. 2 p

Baeza, J.; Freer J. 2001. Chemical characterization of wood and its components.

In: Wood and Cellulose Chemistry. D. N.-S. Hon and N. Shiraishi (Ed.). New

York: Marcel Dekker, Inc. pp. 275-384

Bautista-Hernández, R. 1999. Análisis químico de la madera de cuatro especies

del género Quercus. Tesis de licenciatura. Texcoco, Estado de México:

División de Ciencias Forestales, Universidad Autónoma Chapingo. 109 p

Del Rio, J. C.; Gutiérrez, A.; Rodríguez, I. M.; Ibarra, D; Martínez, A. T. 2007.

Composition of non-woody plant lignins and cinnamic acids by Py-GC/MS,

Py/TMAH and FT-IR. Journal of Analytical and Applied Pyrolysis 79:39–46

Dinwoodie, J. M. 1989. Wood: nature’s cellular, polymeric fibre-composite. London:

The Institute of Metals. pp 24-26

84

Dinwoodie, J. M. 2000. Timber: Its nature and behaviour. 2nd Ed. New York: E &

FN Spoon. 257 p

Easty, D. B.; Thomson, N. S. 1991. Wood analysis. In: Wood structure and

composition. Lewin, M.; Goldstein I. S. (Eds.). New York: Marcel Dekker,

Inc. pp 49-138

Effland, M. J. 1977. Modified procedure to determine acid-insoluble lignin in wood

and pulp. Tappi 60(10): 143-144

Eguiluz-Piedra, T. 1989. Pinetum “Maximino Martinez” conmemorativo del IX

Congreso Forestal Mundial México 1985. Boletín Técnico # 3. Texcoco,

Estado de México: División de Ciencias Forestales, Universidad Autónoma

Chapingo. pp 5-7

Escoto-Cervantes, C. 1998. Situación actual de los pinos piñoneros en el estado

de zacatecas. Tesis de licenciatura. Texcoco, Estado de México: División

de Ciencias Forestales, Universidad Autónoma Chapingo. 72 p

Farjon, A.; Pérez de la Rosa., J.; Styles, B. T. 1997. Guía de campo de los pinos

de México y America Central. Publicado por The Royal Botanic Gardens,

Kew, en asociación con el Instituto Forestal de Oxford, Universidad de

Oxford. Bélgica: Continental Printing: 151 p

Farjon, A.; Styles, B. T. 1997. Pinus (Pinacea). Flora Neotropica Monograph 75.

New York: New York Botanical Garden.

Fengel D.; Wegener G. 1989. Wood: Chemistry, ultrastructure, reactions. Berlin:

Walter de Gruyter. pp 26-131

Fengel, D.; Grosser, D. 1975. Chemische zusammensetzung von nadel- und

laubhölzern: Eine literaturübersicht. Holz als Roh und Werkstoff 33(1):32-34

Fox, A.; Morgan S.L.; Gilbert, J. 1989. Preparation of alditol acetates and their

analysis by gas chromatography (GC) and mass spectrometry (MS). In:

Analysis of carbohydrates by GLC and MS. Biermann, C. J.; McGinnis, G.

D. (Eds.). Boca Raton: CRC Press. pp 87-117

85

Gernandt D. S.; Geada-López G.; Ortiz-García S.; Liston, A. 2005. Phylogeny and

classification of Pinus. Taxon 54(1):53-58

Gernandt, D. S.; Zerón-Flores, O.; Goyenechea, I. 2007. Inferencia filogenética

mediante secuencias de DNA: un ejemplo con los pinos piñoneros. In. La

sistemática: base del conocimiento de la biodiversidad. Contreras, R. A.et al

(Eds.). Pachuca, Hidalgo: Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo. pp.

55-65

Goldstein, I. S. 1991. Overview of the chemical composition of wood. In: Wood

structure and composition. Lewin, M.; Goldstein I. S. (Eds.). New York:

Marcel Dekker, Inc. pp 1-6

Gunner, S. W.; Jones, J. K. N.; Perry, M. B. 1961. Analysis of sugars mixtures by

gas-liquid partition chromatography. Chemistry Industry (London) 255 p.

[Citado por Fox et al. 1989]

Harrington, K. J.; Higgins H. G.; Michell A. J. 1964. Infrared spectra of Eucalyptus

regnans F. Muell. and Pinus radiata D. Don. Holzforschung 18(4):108-113

Hillis, W. E. 1962. Wood extractives and their significance to the pulp and paper

industries. New York: Academic Press. 458 p

Janson, J.1970. Calculations of the polysaccharide composition of wood and pulp.

Papier ja Puu 52(5): 323-329

López-Mata L. 2001. Proteins, aminoacids and fatty acids composition of nuts from

the Mexican endemic rarity, Pinus maximartinezii, and its conservation

implications. Interciencia 26(12):606-610

Malusa, J. 1992. Phylogeny and biogeography of the pinyon pines (Pinus subsec.

Cembroides). Systematic Botany 17:42-66

Owen, N. L.; Thomas, D. W. 1989. Infrared studies of hard and softwoods. Applied

Spectroscopy 43:451-455

86

Pandey, K. K.; Theagarajan K. S. 1997. Analysis of wood surfaces and ground

wood by diffuse reflectance (DRIFT) and photoacoustic (PAS) Fourier

transform infrared spectroscopic techniques. Holz als Roh- und Werkstoff

55:383-390

Perry, J. P. 1991. The pines of Mexico and Central America. Hong Kong: Timber

Press. 225 p

Price, R. A.; Liston, A.; Strauss, S. H. 1998. Phylogeny and systematics of Pinus.

In: Ecology and biogeography of Pinus. Richardson, D. M. (Ed.).

Cambridge: Cambridge University Press. pp 49-68

Rencoret-Pazo, J. 2007. Análisis químico de diferentes especies de maderas de

eucalipto. Posibles aplicaciones biotecnológicas en el sector de la pasta de

papel. Tesis de maestría. Sevilla: Instituto de Recursos Naturales y

Agrobiología de Sevilla, Universidad de Sevilla. 80 p

Rodríguez-García, M. I. 2006. Caracterización química de plantas herbáceas

utilizadas para la fabricación de pastas de papel de alta calidad. Tesis de

doctorado. Sevilla: Departamento de Biogeoquímica y Dinámica de

Contaminantes, Universidad de Sevilla. 184 p

Rowell, R. M.; Pettersen, R.; Han, J. S.; Rowell, J.S.; Tshabalala, M. A. 2005. Cell

wall chemistry. In: Handbook of chemistry and wood composites. Rowell R.

M. (Ed.). Boca Raton: Taylor & Francis Group. pp 62-63

SEMARNAT. 2001. NOM-059-SEMARNAT-2001: Protección ambiental – Especies

nativas de México de flora y fauna silvestres – categorías de riesgo y

especificaciones para su inclusión o cambio – lista de especies en riesgo.

Secretaria de Medio Ambiente y Recursos Naturales, México. 153 p

Sjöström, E. 1981. Wood chemistry, fundamentals and applications. New York:

Academic Press. pp 49-66

Sotomayor-Castellanos, J. M. 2008. Tabla FITECMA de clasificación de

características mecánicas de maderas mexicanas. Morelia, Michoacán:

Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. (Cartel)

87

TAPPI. 1991. Method um250: Acid-soluble lignin in wood and pulp. TAPPI Useful

Methods. Atlanta: TAPPI Press. pp 47-48

TAPPI. 2002. T252 om-02: pH and electrical conductivity of hot water extracts of

pulp, paper, and paperboard. TAPPI Test Methods, CD Version. Atlanta:

TAPPI. 6 p

TAPPI. 2006-2007. T249 cm-00: Carbohydrate composition of extractive-free wood

and wood pulp by gas-liquid cromatography. TAPPI Test Methods, CD

Version. Atlanta: TAPPI. 5 p

Téllez-Sánchez, C.; Ochoa-Ruiz, H. G.; Sanjuan-Dueñas, R. y Rutiaga-Quiñonez,

J. G. 2010. Componentes químicos del duramen de Andira inermis (W.

Wrigth) DC. (Leguminosae). Revista Chapingo, Serie Ciencias Forestales y

del Ambiente 16(1):87-93

Walker, J. C. F. 2006. Primary Wood Processing: Principles and Practice. 2nd Ed.

Berlin: Springer. pp 23-67

88

9. ANEXOS

Anexo 1. Análisis de varianza para las variables estudiadas

pH de albura

pH de duramen

Extractivos en agua caliente (albura)

89

Extractivos en agua caliente (duramen)

Extractivos en etanol-tolueno (albura)

Extractivos en etanol-tolueno (duramen)

90

Extractivos totales (albura)

Extractivos totales (duramen)

Lignina Klason

91

Lignina soluble en ácido

Lignina total

Holocelulosa

92

Celulosa

Glucomanana

Glucuronoxilana

Hemicelulosas totales