UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR CARRERA … · presentada, su apoyo no solo se refleja en la...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS

CARRERA DE QUÍMICA DE ALIMENTOS

“EVALUACIÓN DE LAS PROPIEDADES REOLÓGICAS Y FUNCIONALES DEL

AISLADO PROTEICO DE QUINUA (Chenopodium quinoa Willd) ECUATORIANA,

VARIEDAD INIAP-TUNKAHUAN”

Trabajo de investigación presentado como requisito previo a la obtención del título de

Químico de Alimentos

Autor

Richy Paolo Lozano Pilca

[email protected]

Tutora

MSc. Verónica Jeanneth Taco Taco

[email protected]

Quito, MAYO 2017

ii

“La ciencia sirve para darnos una idea de cuán vasta es nuestra ignorancia”

- Robert de Lamennais

iii

DEDICATORIA

Este logro culminado, es dedicado al esfuerzo año tras año de mis padres y hermano, los

cuales supieron darme el cariño y la confianza necesarios para completar toda prueba

presentada, su apoyo no solo se refleja en la culminación de este trabajo, más bien se ve

reflejado en la formación como persona que he logrado llegar a ser.

iv

AGRADECIMIENTOS

En primer lugar a mis padres, hermano y tío, los cuales me han apoyado en cada

aspecto de mi vida y aunque a veces se encuentren un poco alejados, estoy seguro que

siempre estarán presentes cuando los necesite para brindarme toda su ayuda.

A mi profesora, Ing. Milene Díaz por brindarme la confianza para usar su

laboratorio mientras realizaba esta investigación.

Al Dr. Wilson Parra, que a más de ser un excelente profesor, demostró ser un buen

amigo al cual aprecio mucho y deseo que todo vaya bien en su vida junto a su esposa e

hijos.

A MSc. Verónica Taco, Dr. Iván Tapia y Dr. Pablo Bonilla en calidad de tutora y

miembros del tribunal respectivamente, los cuales supieron darme consejos adecuados

durante la elaboración de este trabajo, sin los cuales me habría costado más tiempo

entender varios temas de esta investigación.

A mis amigos Dayana S., Paul G., Jessica L., Fernando J., Henry V. y Carlos S., los

cuales supieron ser buenos compañeros desde el inicio de esta aventura y espero que logren

todas sus metas propuestas.

A mis compañeros de carrera, Estefanía C., Gaby P., Jenny R., Germania G., Ingrid

T., Anita P., Gina F., Nelly G., Jessica A., Cristian G., José Luis Y., y Jefferson C. por

haber hecho que el tiempo invertido en las aulas de clase haya sido más ameno y espero

que todos sus logros propuestos sean alcanzados como buenos profesionales, colegas y

amigos que supieron ser.

Un agradecimiento especial a Diana Iza, que en poco tiempo se convirtió en una

persona muy importante en mi vida, dándome ánimos y apoyo moral durante la

culminación de este trabajo, persona a la cual tengo un gran cariño, y espero que su vida

esté llena de felicidad y éxitos como se lo merece gracias a su dedicación y empeño.

v

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMCIAS

CARRERA DE QUÍMICA DE ALIMENTOS

AUTORIZACIÓN DE AUTORÍA INTELECTUAL

Yo, Richy Paolo Lozano Pilca en calidad de autor del trabajo de investigación:

EVALUACIÓN DE LAS PROPIEDADES REOLÓGICAS Y FUNCIONALES DEL


VARIEDAD INIAP-TUNKAHUAN, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a

hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o parte de los que contiene esta obra,

con fines estrictamente académicos o de investigación.

Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,

seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8 y

19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.

También, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a realizar la digitalización y

publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo

dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

Autor

_______________________

Richy Paolo Lozano Pilca

C.I.: 172186170-4

viii

ÍNDICE DE CONTENIDO

Introducción ........................................................................................................................... 1

CAPÍTULO I EL PROBLEMA ............................................................................................ 2

1.1 Planteamiento del problema......................................................................................... 2

1.2 Formulación del problema ........................................................................................... 2

1.3 Objetivos ...................................................................................................................... 3

1.3.1 Objetivo general .................................................................................................... 3

1.3.2 Objetivos específicos ............................................................................................ 3

1.4 Justificación e importancia .......................................................................................... 3

CAPITULO II MARCO TEÓRICO ..................................................................................... 5

2.1 Antecedentes ................................................................................................................ 5

2.2 Fundamento teórico ..................................................................................................... 6

2.2.1 Quinua (Chenopodium quinoa Willd) ................................................................... 6

2.2.2 Composición química del grano de quinua variedad INIAP – Tunkahuan .......... 7

2.2.3 Proteínas del grano de quinua ............................................................................... 8

2.2.4 Reacciones entre proteínas y compuestos fenólicos ............................................. 8

2.2.5 Propiedades funcionales ........................................................................................ 9

2.2.5.1 Capacidad de retención de agua ..................................................................... 9

2.2.5.2 Capacidad gelificante ................................................................................... 11

2.2.5.3 Capacidad emulsificante ............................................................................... 11

2.2.5.4 Capacidad espumante ................................................................................... 13

2.2.6. Reología ............................................................................................................. 14

2.2.6.1 Reología en alimentos .................................................................................. 14

2.2.6.2 Viscosidad .................................................................................................... 15

2.2.6.3 Viscosímetro de plato y cono ....................................................................... 16

2.2.6.4 Tipos de viscosidad ...................................................................................... 17

2.2.7. Solubilidad alcalina y precipitación isoeléctrica ................................................ 17

2.2.8 Liofilización ........................................................................................................ 18

ix

2.3 Hipótesis .................................................................................................................... 20

CAPITULO III METODOLOGÍA DE INVESTIGACIÓN ............................................... 21

3.1 Diseño de la investigación ......................................................................................... 21

3.2 Población y muestra ................................................................................................... 21

3.2.1 Población ............................................................................................................. 21

3.2.2 Muestra ................................................................................................................ 21

3.3 Métodos para la determinación de las propiedades reológicas y funcionales. .......... 21

3.3.1 Acondicionamiento de la muestra ....................................................................... 21

3.3.1.1 Molido y disminución del tamaño de partícula ............................................ 21

3.3.1.2 Desengrasado de la harina de quinua (Método oficial A.O.A.C. 991.36) .... 22

3.3.2 Extracción de proteína (solubilización / precipitación isoeléctrica) ................... 23

3.3.3 Métodos para determinar las propiedades funcionales ....................................... 25

3.3.3.1 Capacidad de retención de agua (CRA) ....................................................... 25

3.3.3.2 Capacidad emulsificante ............................................................................... 25

3.3.3.3 Capacidad espumante ................................................................................... 26

3.3.4 Métodos para determinar las propiedades reológicas ......................................... 27

Viscosidad ................................................................................................................ 27

3.4 Materiales y equipos .................................................................................................. 28

3.5 Diseño experimental .................................................................................................. 29

3.6 Matriz de operacionalización de las variables ........................................................... 32

3.7 Técnicas e instrumentos de recolección de datos ...................................................... 32

3.7.1 Porcentaje de proteína ......................................................................................... 32

3.7.2 Capacidad de retención de agua .......................................................................... 33

3.7.3 Capacidad espumante .......................................................................................... 33

3.7.4 Capacidad emulsificante ..................................................................................... 34

3.7.5 Reología .............................................................................................................. 34

3.8 Técnicas de procesamiento de datos .......................................................................... 34

CAPÍTULO IV ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS ..................................... 35

4.1 Acondicionamiento de la muestra.............................................................................. 35

4.1.1Reducción de tamaño ........................................................................................... 35

4.1.2 Desengrasado ...................................................................................................... 35

x

4.2 Extracción de proteína ............................................................................................... 36

4.3 VARIABLE 1 - Porcentaje de proteína ..................................................................... 37

4.4 VARIABLE 2 - Capacidad de retención de agua (CRA) .......................................... 38

4.5 VARIABLE 3 - Capacidad emulsificante (CEM) ..................................................... 39

4.6 VARIABLE 4 - Capacidad espumante (CES) ........................................................... 42

4.7 VARIABLE 5 - Reología .......................................................................................... 44

CAPÍTULO V CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ......................................... 46

Conclusiones .................................................................................................................... 46

Recomendaciones ............................................................................................................ 47

Bibliografía ......................................................................................................................... 48

ANEXOS ............................................................................................................................ 55

Anexo 1 – Funcionamiento del extractor de grasa .......................................................... 55

Anexo 2- Agitador ........................................................................................................... 55

Anexo 3 – Potenciómetro ................................................................................................ 56

Anexo 4 – Centrifuga ....................................................................................................... 56

Anexo 5 – Frascos de Liofilizador .................................................................................. 56

Anexo 6 – Ultracongelador .............................................................................................. 57

Anexo 7 – Liofilizador ..................................................................................................... 57

Anexo 8 – Especificaciones del proceso de liofilización ................................................ 57

Anexo 9 – Balanza analítica OSP .................................................................................... 58

Anexo 10 – Balanza analítica IIPFCQ ............................................................................. 58

Anexo 11 – Vortex ........................................................................................................... 58

Anexo 12 – Microscopio óptico....................................................................................... 59

Anexo 13 – Funcionamiento del programa ImageJ ......................................................... 59

Anexo 14 - Cocineta ....................................................................................................... 59

Anexo 15 – Reómetro ...................................................................................................... 60

Anexo 16 – Parámetros del reómetro modo Viscosidad.................................................. 60

Anexo 17 – Parámetros del reómetro modo Oscilación .................................................. 61

Anexo 18 – Distribución t student (Miller J.C. & Miller J.N., 1993) .............................. 61

Anexo 19 – Molino Manual ............................................................................................. 61

Anexo 20 – Molido de Quinua. ....................................................................................... 62

xi

Anexo 21 – Diagrama de causa y efecto. ......................................................................... 62

Anexo 22 – Diagrama de la metodología de trabajo ....................................................... 63

Anexo 23 – Control de Temperatura y Humedad. ........................................................... 64

Anexo 24 – Juego de tamices .......................................................................................... 64

Anexo 25 – Equipo de extracción de grasa ...................................................................... 65

Anexo 26 – Fundas herméticas ........................................................................................ 65

Anexo 27 – Desecador ..................................................................................................... 65

Anexo 28 – Aceite de girasol ........................................................................................... 65

xii

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1 Características nutricionales y de calidad del grano de quinua ............................... 7

Tabla 2 Porcentaje de proteínas para diferentes productos alimenticios ............................... 8

Tabla 3 CRA para diferentes fuentes proteicas .................................................................. 10

Tabla 4 Capacidad de retención de aceite .......................................................................... 12

Tabla 5 Tamaño de gotas de emulsiones usando diferentes proteínas como tensoactivos 13

Tabla 6 Capacidad espumante del aislado proteico de quinua (Sobrerrendimiento) ......... 14

Tabla 7 Viscosidad de ciertas sustancias a T y P ambiental............................................... 16

Tabla 8 Materiales y equipos .............................................................................................. 28

Tabla 9 Variable de estudio – Porcentaje de proteína ........................................................ 29

Tabla 10 Variable de estudio – Capacidad de retención de agua (CRA) ........................... 29

Tabla 11 Variable de estudio – Capacidad emulsificante (CEM) ...................................... 29

Tabla 12 Variable de estudio – Capacidad espumante (CES) ............................................ 30

Tabla 13 Variable de estudio – Viscosidad ........................................................................ 30

Tabla 14 Esquema para organizar los datos obtenidos ....................................................... 31

Tabla 15 Variables, dimensiones e indicadores ................................................................. 32

Tabla 16 Esquema para organizar los datos obtenidos del porcentaje de proteína ............ 32

Tabla 17 Esquema para organizar los datos obtenidos de la CRA ..................................... 33

Tabla 18 Esquema para organizar los datos obtenidos de la CEM .................................... 33

Tabla 19 Esquema para organizar los datos obtenidos de la CES ...................................... 34

Tabla 20 Esquema para organizar los datos obtenidos de la Viscosidad ........................... 34

Tabla 21 Porcentaje de grasa en harina de quinua ............................................................. 35

Tabla 22 Porcentaje de proteína (Rendimiento) ................................................................. 37

Tabla 23 Resultados de la Capacidad de retención de agua (CRA) ................................... 38

Tabla 24 Resultados de la Capacidad emulsificante (CEM) .............................................. 40

Tabla 25 Capacidad espumante (CES) ............................................................................... 42

Tabla 26 Resultados de Viscosidad .................................................................................... 44

xiii

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1: Secuencia de la hidratación de una proteína ........................................................ 10

Figura 2: Desnaturalización de una proteína por algún agente desnaturalizante ................ 11

Figura 3: Probabilidad de adsorción en la interfaz de dos líquidos ..................................... 12

Figura 4: Modelo de funcionamiento de un viscosímetro de cono y plato. ........................ 16

Figura 5: Plato Peltier PP 20 de un Reómetro Bohlin Instruments ..................................... 17

Figura 6: Espectro de fluorescencia de aislado proteico de quinua IF 0,5 .......................... 18

Figura 7: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH ...................... 18

Figura 8: Proceso de sublimación del agua ......................................................................... 19

Figura 9: Proceso de desengrasado de harina de quinua ..................................................... 22

Figura 10: Agitación de HQD ............................................................................................. 23

Figura 11: Proceso de extracción proteica ........................................................................... 23

Figura 12: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH .................... 24

Figura 13: Emulsión W/O vista desde un microscopio óptico con un lente de 4x .............. 26

Figura 14: Medición de la cantidad de espuma formada ..................................................... 26

Figura 15: Proceso de formación de gel y medición de sus propiedades reológicas .......... 27

Figura 16: Porcentaje de grasa en harina ............................................................................. 36

Figura 17: Porcentaje de proteína expresado como rendimiento. ....................................... 38

Figura 18: Capacidad de retención de agua ......................................................................... 39

Figura 19: Capacidad emulsificante .................................................................................... 40

Figura 20: Emulsione W/O vistas a través de un microscopio ............................................ 41

Figura 21: Emulsión W/O con azul de metileno ................................................................. 41

Figura 22: Capacidad espumante ......................................................................................... 43

Figura 23: Formación de espuma usando el aislado proteico seco. .................................... 43

Figura 24: Valores de viscosidad genérica .......................................................................... 44

Figura 25: Viscosidad Vs velocidad de cizallamiento ........................................................ 45

xiv

ÍNDICE DE ECUACIONES

Ecuación 1 – Expresión matemática para calcular la viscosidad dinámica..………………15

Ecuación 2 – Expresión matemática para calcular el esfuerzo cortante……..…………….15

Ecuación 3 – Expresión matemática para calcular el porcentaje de proteína……..……….24

Ecuación 4 – Expresión matemática para calcular la CRA………………………….…….25

Ecuación 5 – Expresión matemática para calcular la CES como sobrerrendimiento....….26

Ecuación 6 – Expresión matemática usada en la prueba t student por parejas…………….30

xv

SIMBOLOGÍA

mm milímetros

g gramos

ml mililitro (s)

w masa

v volumen

°C grados Celcius

HQD harina de quinua desengrasada

min minuto (s)

rpm revoluciones por minuto

pH potencial de hidrógeno

N normalidad (Normal)

CRA capacidad de retención de agua

CRAc Capacidad de retención de aceite

CEM capacidad emulsificante

CES capacidad espumante

PL aislado proteico liofilizado

P1 Procedimiento 1 – Con remoción de compuestos fenólicos

P2 Procedimiento 2 – Sin remoción de compuestos fenólicos

PH aislado proteico hidratado

Pa*s Pascales por segundo (viscosidad)

s segundos

xvi

“EVALUACIÓN DE LAS PROPIEDADES REOLÓGICAS Y FUNCIONALES DEL


VARIEDAD INIAP-TUNKAHUAN”

Autor: Richy Paolo Lozano Pilca

Tutora: Verónica Jeanneth Taco Taco

Resumen

La quinua (Chenopodium quinoa Willd) es un alimento con alto potencial en la

alimentación humana por su valor nutricional y alta calidad proteica. En esta investigación

se estudiaron diferentes procedimientos de aislamiento de proteínas de la harina integral de

quinua ecuatoriana (variedad INIAP Tunkahuan), de alta producción en el país por su bajo

contenido de saponinas. El aislamiento de las proteínas de la quinua se realizó por

solubilización / precipitación isoeléctrica probando dos procedimientos con y sin remoción

de compuestos fenólicos, éstos podrían provocar efectos indeseables como el

oscurecimiento en el aislado proteico e influir en su digestibilidad. A partir de la harina de

quinua seca y desengrasada se solubilizó el contenido proteico a pH alcalino (9,0), luego se

realizó una precipitación a pH ácido (5,0). La remoción de compuestos fenólicos se

efectuó usando tratamiento ácido previo (pH 4,5) a su extracción.

Para evaluar su potencial tecnológico en el aislado liofilizado, se evaluaron sus

propiedades funcionales y reológicas. Los resultados mostraron que la remoción de

compuestos fenólicos afectó en gran medida a su color haciéndolo más oscuro y provocó

disminución en la cantidad de proteínas aisladas así como su capacidad de retención de

agua y emulsificante. Mientras que la capacidad espumante fue independiente del

procedimiento usado, por último en el aislado proteico obtenido sin la remoción de

compuestos fenólicos se observó una mayor viscosidad. Estos resultados muestran que las

características organolépticas y tecnológicas del aislado proteico de quinua ecuatoriana

variedad INIAP-Tunkahuan, que son importantes en la elaboración de productos

alimenticios al conferirle textura y consistencia, son afectadas con la remoción de

compuestos fenólicos.

Palabras clave: proteínas de quinua, solubilización / precipitación isoeléctrica,

propiedades funcionales y reológicas, compuestos fenólicos.

xvii

“EVALUATION OF THE REOLOGICAL AND FUNCTIONAL PROPERTIES OF THE

PROTEIN ISOLATION OF QUINUA (Chenopodium quinoa Willd) ECUATORIANA,

INIAP-TUNKAHUAN VARIETY”

Author: Richy Paolo Lozano Pilca

Tutor: Verónica Jeanneth Taco Taco

Abstract

Quinoa (Chenopodium quinoa Willd) is a food with high potential in human food for its

nutritional value and high quality protein. This research studied different procedures of

isolation of proteins of Ecuadorian quinoa (INIAP Tunkahuan variety) wheat flour, high

production in the country due to its low content of saponins. Isolation of proteins of quinoa

was conducted by solubilization / precipitation isoelectric testing two procedures with and

without removal of phenolic compounds, these could cause undesirable effects such as

dimness of the isolated protein and influencing its digestibility. From the defatted and dry

quinoa flour is solubilized protein content to alkaline pH (9.0), then held a precipitation at

acid pH (5.0). The removal of phenolic compounds was carried out using acid pretreatment

(pH 4.5) to its extraction.

To assess their technological potential in isolated lyophilized, rheological and functional

properties were evaluated. The results showed that the removal of phenolic compounds

greatly affect its color making it darker and caused a decrease in the amount of proteins

isolated as well as its capacity of water retention and emulsifier. While the foaming ability

was independent of the procedure used, last in the isolated protein obtained without the

removal of phenolic compounds was observed a higher viscosity. These results show that

organoleptic and technological characteristics of the isolated protein quinoa Ecuadorian

variety INIAP-Tunkahuan, which are important in the production of foodstuffs to give

texture and consistency, are affected by the removal of phenolic compounds.

Key words: quinoa proteins, solubilization / isoelectric precipitation, functional properties

and rheological, phenolic compounds.

xviii

.

1

Introducción

La quinua ha sido declarada por la Organización de las Naciones Unidas para la

alimentación y la agricultura FAO (por su siglas en inglés: Food and Agricultural

Organization) como uno de los cultivos que garantizará seguridad alimentaria en todo el

mundo en el siglo XXI (INAGROFA, 2016). En el 2013 fue declarado como año

internacional de la quinua debido a que fue uno de los principales alimentos en la

antigüedad de los pueblos andinos preincaicos (FAO, 2013). El interés en la quinua se ha

incrementado en los últimos años debido a su calidad nutricional comparable al de muchos

cereales los cuales tienen gluten, siendo de consumo idóneo para las personas con

enfermedades celiacas (Cordeiro. M.C. et al, 2012). La quinua en una excelente fuente de

proteínas en comparación con otros granos, pues contiene un espectro balanceado de

aminoácidos con alto contenido de lisina y metionina (Ng. Anderson et al., 2007).

La cantidad de proteínas que contiene la quinua depende de la variedad y el lugar en el que

se cultive, por lo que su contenido varía entre el 10,4 % y el 17,0 %; y aunque el contenido

de proteínas en la quinua sea mayor que en otros granos, se las reconoce más por su

calidad nutricional (FAO, 2013) la cual tiene una funcionalidad en cuanto a su utilización

(Matthews. D.E., 2005). La quinua ecuatoriana variedad INIAP-Tunkahuan es considerada

como una variedad dulce debido a su bajo contenido de saponinas (<0,011%) lo cual evita

un procesamiento posterior a su cosecha (Gómez-Caravaca. A. M. et al, 2014). Esta

característica hace que sea rentable además de disminuir gastos de energía y recursos

económicos, se ha reportado que la cantidad de proteínas en las semillas de quinua de esta

variedad es del 14,15 ± 0,28 % (Taco D., 2016) comparable a muchos cereales de consumo

masivo.

Las propiedades funcionales de las proteínas como la capacidad de retención de agua,

capacidad emulsificante y capacidad espumante, dependen de su peso molecular, la forma

estructural y su composición nutricional. En la quinua, las proteínas más importantes son

las globulinas y albuminas de pesos moléculas bajos (55 kDa y 66 kDa respectivamente)

por lo que estas proteínas tendrán efectos importantes sobre las características funcionales

organolépticas, sensoriales y nutricionales del producto en las que se incluyan influyendo

en la textura y consistencia (Badui. S., 2006).

Las proteínas de la quinua pueden interaccionar con los compuestos fenólicos provocando

reacciones no deseadas que modifican el color, sus características sensoriales y

nutricionales (Shahidi. F., 1992), debido a la pérdida de aminoácidos y vitaminas por

reacciones de oscurecimiento, afectando así a la solubilidad proteica, capacidad espumante

y capacidad emulsificante, (Badui. S., 2006), además podría tener efecto desfavorables

sobre las propiedades reológicas del aislado proteico de quinua como su viscosidad; se ha

visto en otras matrices como la canola que las reacciones proteína-fenol son responsables

de coloraciones oscuras y reacciones no deseadas (Rubino. M. I. et al, 1996), siendo este

entonces el objetivo del presente estudio, conocer el efecto de la remoción de compuestos

fenólicos del aislado proteico de la quinua ecuatoriana variedad INIAP-Tunkahuan usando

un tratamiento ácido previo a la extracción proteica de la harina desengrasada de quinua.

2

CAPÍTULO I

EL PROBLEMA

1.1 Planteamiento del problema

Los compuestos fenólicos al igual que varios ácidos grasos insaturados y

compuestos de carbonilo son causantes del pardeamiento no enzimático lo cual produce

sabores y colores desagradables, así también la oxidación enzimática que produce quinonas

las cuales se unen a la lisina y metionina en la estructura de las proteínas por lo que

dificulta su uso en alimentos. Si no se realiza un tratamiento inicial adecuado que remueva

la mayor cantidad de estos compuestos fenólicos responsables de los cambios

organolépticos y oscurecimientos del aislado proteico (Sosulski. F., 1979), éstos podrían

afectar directamente a sus propiedades (Badui. S., 2006), provocando astringencia debido a

su contenido de taninos (Shahidi. F., 1992), la mayoría de estos compuestos fenólicos se

unen a las proteínas por diferentes medios como enlaces de hidrogeno, enlaces covalente,

interacciones hidrofóbicas y uniones iónicas; siendo predominante la unión iónica con un

30% aproximadamente y las otras causas de unión alrededor de un 10% (Xu L. & Diosady

L., 2002).

Xu y Diosady en 2002, encontraron que la eliminación de compuestos fenólicos en el

aislado proteico de canola dio como resultado un color más claro y un sabor más suave al

gusto por lo que su incorporación a nuevos productos alimenticios es más viable. De

acuerdo a lo mencionado anteriormente, en esta investigación se evaluará el efecto de la

remoción de los compuestos fenólicos de los aislados proteicos de quinua ecuatoriana de la

variedad INIAP Tunkahuan en sus propiedades reológicas y funcionales, los resultados que

se han obtenido servirá de base para estudios posteriores sobre la elaboración de productos

de alto valor agregado, destinados a la alimentación humana como suplementos

alimenticios destinados a grupos específicos como niños, ancianos, vegetarianos o

deportistas de alto rendimiento (Bean. A., 2005), y alimentos funcionales para personas

que busquen alimentos de elevada calidad nutricional y que pueda prevenir enfermedades

por su buen contenido de aminoácidos esenciales (Badui. S., 2006).

1.2 Formulación del problema

¿El procedimiento usado para remover los compuestos fenólicos previo a su

solubilización alcalina a pH 9,0 y posterior precipitación isoeléctrica a pH 5,0 en la

obtención del aislado proteico de quinua tendrá efecto en sus propiedades

funcionales y reológicas?

¿La remoción de los compuestos fenólicos previo a su extracción afectará a la

cantidad de proteínas extraídas y su rendimiento?

3

1.3 Objetivos

1.3.1 Objetivo general

Evaluar las propiedades reológicas y funcionales del aislado proteico de quinua

(Chenopodium quinoa Willd) variedad INIAP – Tunkahuan

1.3.2 Objetivos específicos

Aislar las proteínas de quinua por ambos procedimientos: con y sin remoción de

compuestos fenólicos.

Liofilizar las suspensiones proteicas de quinua para obtener los aislados

deshidratados (secos) por ambos procedimientos.

Verificar si existe una diferencia entre la cantidad de proteínas extraídas por

ambos procedimientos: con y sin remoción de compuestos fenólicos.

Determinar el efecto de la remoción de compuestos fenólicos del aislado proteico

sobre sus propiedades funcionales como: capacidad de retención de agua,

capacidad emulsificante y capacidad espumante.

Determinar el efecto de la remoción de compuestos fenólicos del aislado proteico

sobre sus propiedades reológicas como viscosidad.

1.4 Justificación e importancia

La quinua es un producto nativo de la región Andina de alto valor, no solo

nutricional sino también ancestral, pues constituyó uno de los alimentos principales de la

cultura Inca. En la actualidad dentro del país la quinua se limita al consumo de sus semillas

en sopas o reemplazando al arroz en las comidas, también en el mercado se encuentran

diversos productos como galletas, cereales, pan, etc. a nivel mundial el interés en este

pseudocereal se ha incrementado notablemente por su amplia variabilidad genética, su

adaptación para crecer en condiciones medioambientales muy adversas y por sus posibles

aplicaciones tecnológicas y comerciales en la elaboración de productos de alto valor

agregado, no solo en la industria de los alimentos sino también en la farmacéutica

(Miranda M. et al, 2010).

El aislado proteico de la quinua ecuatoriana variedad INIAP-Tunkahuan es una fuente

prometedora e impresionante de nutrientes, con un gran potencial para ser usado en la

elaboración de nuevos productos como suplementos alimenticios destinados a grupos

específicos como niños, adultos mayores, vegetarianos y deportistas de alto rendimiento

(Bean. A., 2005) o alimentos funcionales destinados para las personas que busquen

alimentos cada vez más sanos y de mejor calidad, pero todavía se requieren de más

estudios para probar y mejorar sus propiedades funcionales y reológicas que tienen una

4

elevada importancia en la elaboración de alimentos y aditivos (Elsohaimy S. A. et al,

2015).

Estas propiedades pueden modificarse por interacciones no deseadas con compuestos

fenólicos contenidas en forma natural en las semillas de quinua, siendo necesario su

remoción previa a la extracción de sus proteínas, por lo que el presente estudio se enfoca

en la evaluación del efecto de la remoción de los compuestos fenólicos en las propiedades

funcionales y reológicas del aislado proteico, el que será utilizado en investigaciones

posteriores en la elaboración de nuevos productos con alto valor agregado contribuyendo

de esta forma al cambio de la matriz productiva que promueve el gobierno Ecuatoriano

actual.

5

CAPITULO II

MARCO TEÓRICO

2.1 Antecedentes

Se han realizado investigaciones acerca de la determinación de propiedades

reológicas y funcionales en aislados proteicos de quinua de diferentes regiones de sus

países de origen a más de estudios que demuestran la interacción entre proteínas y

compuestos fenólicos que afectan a las propiedades antes mencionadas de los cuales

podemos citar los siguientes artículos científicos y revisiones:

- Elsohaimy S.A. y colaboradores en 2015 investigaron las propiedades

fisicoquímicas y funcionales del aislado proteico de quinua para un uso potencial

en la fabricación de alimentos a base de este asilado, este aislado proteico mostró

absorción de agua de 3,94 +/- 0,06 ml/g y absorción de aceite con valor de 1,88 +/-

0,02 ml/g; el valor de capacidad de formación de espuma fue de 69,28 +/- 9,39% en

promedio y este valor aumento con el incremento de la concentración de proteína,

es por eso que la quinua está siendo usada como ingrediente en suplementos

alimenticios y alimentos funcionales.

- L´Hocine L. y colaboradores, en 2006 se evaluaron las condiciones de extracción y

se evaluó el efecto sobre las propiedades funcionales del aislado proteico de soja,

dentro de las cuales la principal diferencia es la disminución en la capacidad

emulsionante, marcada disminución en la capacidad de retención de grasa de harina

desengrasada usando un método alternativo al de desengrasado con hexano, este

trabajo concluyó que las condiciones de procesamiento de soja modifican las

propiedades funcionales específicas de los aislados proteicos obtenidos por

diferentes tratamiento los cuales removían los compuestos fenólicos previa a su

solubilización.

- Cordero-de-los-Santos M.Y. y colaboradores en 2005 evaluaron dos métodos de

extracción de proteínas en amaranto como fueron precipitación isoeléctrica y

micelación con lo que demostraron que los tratamientos extremos de pH en ambos

métodos dan como resultado una desnaturalización parcial con una mejora de

algunas propiedades funcionales del aislado proteico.

- Lilian E. Abugoch James en 2009 evaluó las propiedades funcionales, composición

química y nutricional de la quinua (Chenopodium quinoa willd) donde se encontró

que el aislado obtenido a un pH de 9 es ideal como ingrediente en bebidas nutritivas

mientras que el aislado a pH 11 se podía usar más en salsas y sopas por su color y

propiedades funcionales propias del aislado proteico.

- L. Xu& L.L. Diosady en 2002 nos dicen que la causa importante del color oscuro y

del sabor indeseable en aislados de proteína de canola se deben a las interacciones

proteína-compuestos fenólicos por lo que se desarrollaron una variedad de

tratamientos previos para la eliminación de compuestos fenólicos antes de la

6

extracción de la fracción proteica de canola, finalmente luego de estos tratamientos

previos en los que incluye un pretratamiento ácido para lograr la mayor remoción

de compuestos fenólicos y luego de la evaluación sensorial se confirmó la

eliminación de colores y sabores desagradables de los aislados proteicos de canola.

- F. Sosulski en 1979 evaluaron los efectos organolépticos y nutricionales de los

compuestos fenólicos en los productos de semillas oleaginosas, dentro de esta

revisión destaca que los compuestos fenólicos son tan importantes como los ácidos

grasos insaturados compuestos de carbonilo y el pardeamiento no enzimático en el

desarrollo de colores y sabores desagradables en productos alimenticios ya que

estos compuestos fenólicos al oxidarse y formar quinonas se unen a aminoácidos

como lisina y metionina en la estructura de las proteínas lo cual es el causante de

los colores oscuros y marones.

- M.I. Rubino, y colaboradores en 1997 investigaron acerca de las interacciones entre

los compuestos fenólicos y la proteína de canola produciendo la unión entre el

ácido sinápico y la proteína de canola a través de interacciones electrostáticas, la

presencia de cualquiera de estos compuestos fenólicos dio lugar a un deterioro de

las características de los geles.

Luego de haber revisado estos artículos acerca de las propiedades funcionales de aislados

proteicos de quinua, amaranto y canola a más de artículos acerca de la remoción de los

compuestos fenólicos por el procedimiento propuesto que consiste en un tratamiento ácido

antes de la solubilización alcalina y su posterior precipitación isoeléctrica; se puede

verificar que no existen estudios acerca de la variedad INIAP Tunkahuan especifica de este

estudio por lo que se tomaran como antecedentes estos estudios previos para

comparaciones.

2.2 Fundamento teórico

2.2.1 Quinua (Chenopodium quinoa Willd)

La quinua es una planta de desarrollo anual, dicotiledónea que alcanza alturas de 1 a 3

metros cuyo grano (semilla) puede medir en promedio 2.5 mm con un gran valor

nutricional debida a su buen balance de aminoácidos esenciales, la quinua es considerada

un pseudocereal debido a que no pertenece a la familia de las gramíneas y son

dicotiledóneas a diferencia de los cereales que son monocotiledóneas, sin embargo

producen granos y semillas similares tanto en función como en composición siendo usados

de igual forma que ciertos cereales (Alvarez-Jubete L. et al, 2010), a más de no poseer

gluten y ser adaptables a muchos ambientes rústicos al igual que otros pseudocereales

como el amaranto (Peralta. E., 2009-11); en el Ecuador durante 2010-2014, ha tenido un

crecimiento promedio anual del 53,78% y en el último año se denota un crecimiento del

243,72% en relación al año anterior (Banco Central del Ecuador, 2015).

Actualmente se reconoce a la quinua por su alto valor nutritivo y fácil digestibilidad, sus

granos poseen mayor valor nutricional que los cereales tradicionales consumidos en el

Ecuador y ya es un prometedor cultivo mundial para la nutrición humana (Vega-Gálvez A.

et al, 2010). En la actualidad se producen dos variedades que son: INIAP Tunkahuan e

7

INIAP Pata de Venado las cuales son cultivadas por INIAP y están guardadas en su banco

de germoplasma, esta variedad ecuatoriana INIAP-Tunkahuan tiene excepcionales

porcentajes de vitaminas, minerales, antioxidantes y otros nutrientes el cual conjuntamente

con MAGAP han desarrollado kits para fomentar la siembra y cosecha de esta variedad

baja en saponinas (Peralta. E. et al, 2012).

Es así una fuente muy buena de vitaminas y minerales como también de polifenoles,

fitoesteroles, flavonoides y una proporción interesante de omega 6 junto a un notable

contenido de tocoferoles con posibles beneficios nutracéuticos (Abugoch. L., 2009).

2.2.2 Composición química del grano de quinua variedad INIAP – Tunkahuan

En la Tabla 1 se muestran las características nutricionales y de calidad del grano de quinua

(Chenopodium quinoa Willd) de la variedad INIAP Tunkahuan que, aunque siendo un

pseudocereal se asemeja en la cantidad de proteínas de muchos cereales de mayor consumo

como maíz y arroz, incluso llegando a superar esta cantidad (Peralta. E., 2009-11).

Tabla 1

Características nutricionales y de calidad del grano de quinua

Característica Variedad INIAP Tunkahuan

Color de grano Blanco

Grano de primera, % 80 a 90

Peso hectolítrico, kg/hl 65

Tamaño de grano, mm 1,7 a 2,1

Contenido de saponinas, % 0,06

Deterioro de grano Muy bajo

Forma de grano Redondo aplanado

Proteína total, % 15,73

Grasa, % 6,11

Cenizas, % 2,57

Fibra, % 6,22

Calcio, % 0,10

Fósforo, % 0,35

Potasio, % 0,66

Energía total, kcal 4744

Nota: Tomado de Nieto (1992)

8

2.2.3 Proteínas del grano de quinua

La quinua posee una alta calidad de proteínas que se determina en base a la composición

de aminoácidos presentes, la cual le confiere un valor nutricional muy alto (Vega-Gálvez

A. et al, 2010), cabe destacar que al comparar el perfil de aminoácidos del grano de quinua

con el de otros cereales de mayor consumo no se observa la deficiencia de Lisina como

sucede en el caso del maíz, arroz y trigo al compararlo con el patrón de FAO, de ahí la

importancia de conocer las propiedades del grano de quinua, el análisis bromatológico

muestra un alto contenido de proteínas (14,15 +/- 0,28 %) comparable a varios cereales de

gran consumo como el arroz y el maíz como se muestra en la Tabla 2; dentro de las

proteínas de quinua, las más importantes son las globulinas con pesos moleculares

alrededor de 52 kDa y las albuminas entre 76 y 12 kDa, estas proteínas confieren

propiedades organolépticas, fisicoquímicas y funcionales a la matriz del alimento lo cual

aumenta su valor nutricional (Badui. S., 2006).

Tabla 2

Porcentaje de proteínas para diferentes productos alimenticios

Producto g de proteína / 100 g de producto

Quinua 14,12

Quinua Salta * 16,30

Trigo KAMUT Khorasan 14,54

Trigo Sarraceno * 13,10

Soya 36,50

Arroz blanco 6,81

Cebada descascarada 12,48

Maíz amarillo 9,42

Amaranto (grano) 13,56

Nota: Tomado de USDA, (2017) y Mora C. et al., (2016)

2.2.4 Reacciones entre proteínas y compuestos fenólicos

La variedad INIAP-Tunkahuan muestra un contenido de 37 ± 3,58 mg de ácido gálico /

100 g de muestra (Taco D., 2016), estos compuestos fenólicos en general son ácidos

fenólicos, flavonoides, estilbenos y ligninas y son los principales antioxidantes que se

extraen de las plantas, los cuales evitan fenómenos de oxidación de los ácidos grasos

presentes en la quinua, todo esto debido a las propiedades reductoras y la estructura

química de estos compuestos los cuales estabilizan los radicales libres formados durante

procesos oxidativos (Shahidi. F., 1992).

La unión entre proteínas y compuestos fenólicos, tiene una gran importancia en las

propiedades organolépticas, funcionales y reológicas, ya que se conoce que la interacción

proteína-fenol da como resultado polímeros altamente coloreados responsables de la

coloración marrón oscura en aislados de proteínas. (Xu L. & Diosady L., 2002), existen

muchos mecanismos por los cuales los compuestos fenólicos pueden ligarse a las proteínas

9

como son enlaces de hidrógeno, enlaces covalentes, interacciones hidrofóbicas y enlaces

iónicos (Rubino. M. I. et al, 1996), además de que el medio en el que se encuentren

también ayuda a esta reacción, ya que se ha comprobado que en condiciones alcalinas se

favorece la reacción entre estos compuestos (Sosulski. F., 1979), también pueden ser

afectadas estas reacciones por el nivel de oxígeno, el tiempo y la temperatura a la cual

estén expuestas (Bejosano. F. & Corke. H., 1998).

2.2.5 Propiedades funcionales

Las proteínas para su uso como complemento en productos alimenticios deben tener un

buen valor nutricional, a más de esto se caracterizan por poseer propiedades funcionales,

las cuales se definen como toda propiedad que intervenga o no en su manipulación

(Kligner. K. & Mangino. M., 1991) y que proporcionan información acerca de su

comportamiento dentro de un sistema alimenticio (Hermansson. M., 1979), este

comportamiento depende de las propiedades fisicoquímicas las cuales tienen cambios

durante el proceso, almacenamiento, preparación (Badui. S., 2006) y separación de las

proteínas por diferentes métodos de extracción para la obtención de aislados proteicos

(Libia. L., 2012), a más de tener influencias sobre sus atributos sensoriales (Damodaran,

2010), las propiedades que se destacan son la solubilidad, viscosidad, absorción de agua,

gelación, emulsificación como la capacidad de ligar grasa en su estructura y espumado

para aumentar el volumen en productos batidos, helados o merengues, etc. (Kinsella. J.E. et

al, 1985).

2.2.5.1 Capacidad de retención de agua

Dentro de estas propiedades de las proteínas se encuentran las propiedades de hidratación

que depende de las interacciones agua-proteína dentro de un alimento y modifica las

propiedades fisicoquímicas de las mismas (Badui. S., 2006), lo cual resulta de la gran

afinidad de los grupos iónicos que se solvatan en el agua para luego la solvatación de los

grupos polares y apolares para formar una monocapa en la superficie de la proteína

formando puentes entre el agua y la proteína como se muestra en la figura 1 (Damodaran,

2010). Esta capacidad de ligamiento de agua se expresa como gramos de agua por gramo

de proteína en polvo cuando está a un 90-95% de humedad relativa (Kunts. I., 1971),

existen factores ambientales como conformación de la estructura interna de las proteínas,

pH, temperatura, fuerza iónica de las sales presentes los cuales influyen sobre esta

capacidad de retener agua ligada generando importantes funciones en las propiedades de

superficie de las proteínas (Vani B. & Zayas J., 1995), para las distintas aplicaciones en

alimentos se debe tener presente que interesa más la capacidad de retener agua contra la

fuerza de gravedad como en el caso de los geles en lugar de su capacidad de ligar agua

(Quinn. J. & Paton. D., 1979), por lo que no existe una correlación entre la solubilidad de

las proteínas y la capacidad de ligar agua dentro de su estructura (Ahmedna M. P., 1999).

10

Figura 1: Secuencia de la hidratación de una proteína

Nota: Tomado de Damodaran (2010)

La proteína no hidratada (A) se hidrata primero sus grupos cargados (B) para luego agrupar

más moléculas de agua (C) terminando así su hidratación (D) y se empieza a formar una

monocapa de agua (E) y esta se rodea con una capa de agua (F) y luego finaliza este

proceso en (G)

Tabla 3

CRA para diferentes fuentes proteicas

Proteína CRA (ml de agua / g de

proteína)

Quinua 3,94 ± 0,06

Trigo 3,67 ± 0,05

Soya 4,05 ± 0,15

Arroz * 2,60 ± 0,27

Cebada Cañicapa ** 1,35 ± 0,00

Maíz I – 122 ** 1,249 ± 0,01

Nota: Tomado de Elsohaimy, (2015); Pinciroli, (2010)* y Cerda, (2010)**

Densidad agua: 1,0 g/ml

Esta capacidad de ligar agua se relaciona con la composición de aminoácidos, mientras

más aminoácidos cargados más agua podrán retener la proteína (Badui. S., 2006), en la

Tabla 3 se muestra la CRA de varias proteínas extraídas de las respectivas harinas donde se

ve claramente que la quinua tiene una similar CRA que la soya y superior al trigo y maíz

que son de mayor consumo.

11

2.2.5.2 Capacidad gelificante

Esta propiedad consiste en la transformación de una proteína de estado sol a un estado gel,

este es un sistema intermedio entre un sólido y un líquido que no presenta flujo o fluidez en

estado estacionario (Ferry. J. D., 1961) pero que en estado no estacionario exhiba un flujo

de sus sistema diluido, facilitado en la mayoría de casos por calor, enzimas o cationes

divalentes dando como resultado una desnaturalización de las proteína y formando una

estructura de red dando la apariencia de estructura gelificada (Fennema O. R., 1996), puede

darse la formación de un estado progel por desnaturalización debida al calor inducido para

la polimerización de las proteínas las cuales al enfriarse forman uniones estables debidas a

sus grupos funcionales constituyendo así la gelificación (Renkema. J. M. et al, 2000).

La desnaturalización por calor como se muestra en la figura 2 es generalmente irreversible

debido a que al momento del despliegue de las proteínas estas pierden su conformación y

no regresan a su estado natural, mientras que en ciertos casos puede ser reversible (Sathe S.

y Salunkhe D., 1997) como por ejemplo los geles formados por interacciones no covalentes

son reversibles térmicamente como el caso de la gelatina, al contrario que los geles

formados por interacciones hidrofóbicas como son los puentes sulfhidrilo-disulfuro hechos

entre grupos cisteína y cistina son térmicamente irreversibles como en el caso de la clara de

huevo compuesta especialmente por Ovoalbúminas (Meng. G-T. et al, 2002).

Figura 2: Desnaturalización de una proteína por algún agente desnaturalizante

Nota: Tomado de http://powerexplosive.com/desnaturalizacion-proteica/

Termodinámicamente hablando la estructura de un gel es estable cuando la energía cinética

térmica sea menor a la suma de interacciones dentro de un gel, por lo que la estructura en

forma de gel se mantendrá en el caso que la agregación sea irreversible (Clark. A. H. &

Tuffnell Lee, 1986) así entonces estas propiedades se usan con la finalidad de mejorar la

formación de geles o sólidos viscoelásticos, como también la estabilidad de emulsiones y

espumas (Fennema, 1993), como se ha visto en la formación de geles con proteínas de

amaranto (Avanza M.V. et al, 2004).

2.2.5.3 Capacidad emulsificante

Es una de las propiedades interfaciales más importantes que se basa en la hidrofobicidad

del compuesto apolar y la hidrofilicidad del componente polar para poder formar una fase

estable que es formada por aceite, agua, un emulsificante y aplicando energía generalmente

mecánica gracias a la flexibilidad, rigidez, tamaño y textura de la proteína para una buena

formación de películas dentro de su estructura (Badui. S., 2006).

12

Figura 3: Probabilidad de adsorción en la interfaz de dos líquidos

Nota: Tomado de Damodaran (1990)

Siendo esta propiedad consecuencia de los fenómenos de superficie al igual que la

formación de espuma (capacidad espumante), depende de las regiones hidrofóbicas que

están en contacto con la interfase acuosa y oleosa (Damodaran. S., 1990), como se muestra

en la figura 3 la formación de una emulsión usando proteínas como emulsificante depende

de la probabilidad de adsorción en la interfase entre el agua y el aceite (Badui. S., 2006).

Tabla 4

Capacidad de retención de aceite

Proteína CRAc (ml de aceite / g de proteína)

Quinua 1,88 ± 0,02

Trigo 1,58 ± 0,03

Soya 2,10 ± 0,10

Nota: Tomado de Elsohaimy et al. (2015)

En la Tabla 4, se muestran diferentes valores de absorción de aceite debida a sus centros

activos en la superficie de la proteína al momento de unir ambas fases, esta CRAc difiere

de la capacidad emulsificante debida a la capacidad de formación de micelas para formar

una sola fase, mientras que la CRAc es solo un fenómeno de superficie. (Badui. S., 2006).

Existen varios métodos los cuales permiten determinar la formación y estabilidad de

emulsiones como son la medición del tamaño de gota por microscopia óptica, fluorescencia

y determinar si la emulsión es del tipo O/W o W/O y verificar si es una emulsión

homogénea o heterogénea, otro método se basa en el cambio de viscosidad, resistencia

eléctrica o color antes de la ruptura de la emulsión, centrifugación o calentamiento

(McClemens. D., 1999), velocidad de degradación, la estabilidad a tiempos grandes, la

resistencia al cremado y la distribución del tamaño de gotas (Mason. T., 1999), reactividad

13

química como cinética de las reacciones de polimerización (Sood. A. & Awasthi. S., 2003),

una forma común de caracterizar una emulsión es la determinación del tamaño de las

emulsiones usando parámetros que indican su dispersión, como el tamaño de gota medio lo

cual se puede determinar por microscopía óptica (Polat H. et al, 1999), y aunque son una

medida de aproximación son ampliamente usados ya que su observación es directa y puede

considerarse como absolutos (Isaacs. E. & Chow. R., 1992).

Tabla 5

Tamaño de gotas de emulsiones usando diferentes proteínas como tensoactivos

Proteína Tamaño (um) Velocidad (rpm) pH

Cangrejo 2,5 ± 1 6000 10

Gluten 15 ± 1 6000 10

Soya 10 ± 1 6000 10

Nota: El tamaño de gota depende de pH, velocidad, temperatura, etc.

Nota: Tomado de Bengoechea (2008)

Dentro de los factores que influye en la formación de la emulsión es la solubilidad de las

proteínas, aunque se tienen buenos resultados con rangos de solubilidad que van desde

25%-80%, el problema se da cuando las proteínas usadas son insolubles o débilmente

solubles en cuyos casos se puede usar sales para aumentar la solubilidad (Elsohaimy S. A.

et al, 2015).

“Se ha observado que un incremento de la velocidad de agitación empleada durante la

preparación o de la concentración de emulsionante dan lugar a un aumento de los módulos

viscoelásticos y a una disminución del tamaño de gotas” (Bengoechea, 2008, p 62).

2.2.5.4 Capacidad espumante

Esta propiedad sigue un mecanismo de adsorción en la interfase de las proteínas con la

formación de una película, dependiendo como estén organizadas dentro de su estructura,

esta propiedad brinda flexibilidad, rigidez y volumen a productos batidos, helados,

aderezos y espumas (Kinsella. J. & Melachouris. N., 2009) Estas espumas están

constituidas de una fase continua liquida acuosa y una fase dispersa que generalmente es

aire, las espumas hechas usando proteínas se pueden formar por burbujeo, agitación

constante o batido para la incorporación de aire dentro de las estructuras. (Fennema, 1993).

Para la evaluación de esta propiedad se mide la cantidad de área interfacial (volumen) que

puede crearse con las proteínas usadas y expresarse como sobrerrendimiento o poder

espumante, sabe recalcar que la formación de espuma se ve afectada por el método que se

use para la incorporación de gas dentro del sistema, esta capacidad de formación de

espuma aumenta cuando la concentración de proteína. (Kinsella. J.E. et al, 1985), como se

puede ver en la Tabla 6 al aumentar la cantidad de proteínas, su capacidad de formación de

espuma aumenta, siendo esta propiedad de mucha importancia en la elaboración de

helados, cremas, merengues, etc. (Badui. S., 2006).

14

Tabla 6

Capacidad espumante del aislado proteico de quinua (Sobrerrendimiento)

Proteína de quinua (% w/v) % Espuma

0,10 58.37 ± 2,14

0,50 64,71 ± 1,79

1,00 75,41 ± 2.38

3,00 78,62 ± 2.54


Antes de la utilización de las proteínas para formar espumas se debe considerar la

estabilidad frente a la gravitación y también al estrés mecánico, algunas pruebas brindan

resultados empíricos ya que depende del tamaño de las gotas dentro de la espuma formada,

aunque el método más directo es la reducción del área interfacial de la espuma en función

del tiempo (Murray B. & Ettelaie R., 2004).

Existen factores que influyen en la formación y estabilidad de la espuma como son el pH,

sales, azucares, lípidos, temperatura y concentración de la propia proteína. (Carrera S. et al,

2005).

2.2.6. Reología

Parte de la ciencia que estudia los fenómenos de flujo y deformación de un cuerpo, todo

esto dentro del análisis de las propiedades mecánicas de los diferentes sistemas que pueden

ser gases, líquidos, plásticos u otros sistemas de tipo pastoso o suspensiones (Bird B. et al,

1998), dentro de las cuales la elasticidad, plasticidad y viscosidad de la materia tiene un

papel importante en el comportamiento final de un sistema (Alvarado. J de D., 2001).

Una sustancia que tiende a deformarse cuando se aplica un esfuerzo (cizalla) generalmente

mecánico tiende a fluir, por lo que la relación que exista entre esfuerzo y deformación nos

indica el tipo de propiedades y caracteriza el comportamiento reológico de un fluido como

puede ser viscoso, elásticos o viscoelásticos. (Alvarado, 1996), así entonces se debe usar la

reometría como medida para determinar relaciones cuantitativas y cualitativas entre estas

propiedades como el caso de la viscosidad en la cual se usa un reómetro. (Alvarado. J de

D., 2001)

2.2.6.1 Reología en alimentos

El comportamiento reológico dentro de la industria alimentaria tiene diferentes

aplicaciones dentro del campo de la ingeniería como son los extrusores, intercambiadores

15

de calor, mezcladoras entre otras, además de la evaluación de textura (propiedades

texturales) y consistencia como también estabilidad de emulsiones y de suspensiones

(Ramírez. J. S., 2006). Aquí se estudia todo lo que es el flujo y la deformación de materias

primas, productos en proceso y los productos terminados (White. G., 1970), aunque no

cubre todo aspectos como la reducción de tamaño por masticación, la habilidad de cambiar

de estado al aplicar calor, entre otros (Bourne. M., 2002).

Estas aplicaciones de igual manera sirven para conocer el estado que puede tomar ciertos

alimentos al aplicar un esfuerzo mecánico sobre ellos, así entonces sus propiedades tendrán

un enfoque diferente hacia la elaboración de distintos productos de consumo y que a partir

de 1929 ha ganado un importante espacio dentro de los procesos industriales (Ramírez. J.

S., 2006).

2.2.6.2 Viscosidad

Definida como la resistencia de una solución a fluir bajo una fuerza aplicada o esfuerzo

cizalla debido a que no puede soportar el esfuerzo aplicado sobre el mismo sin ponerse en

movimiento, es decir es la relación entre el esfuerzo y el cizallamiento (Bird B. et al,

1998), esto se produce debido a que la fuerza de atracción que mantienen unidas a las

moléculas al pasar por un tubo generan fricción y se produce una resistencia a fluir

denominada viscosidad (Romo S., 1972). En las proteínas esta propiedad depende de la

forma, tamaño, flexibilidad e hidratación de las mismas, dependiendo del peso molecular

la viscosidad aumentará (Badui. S., 2006), pero a medida que se induce calor y aumenta la

temperatura en un sistema líquido su viscosidad decrece (Romo S., 1972).

η = A

F∗

Δ𝑣

Δ𝑧 Ecuación 1

Donde 𝜂 es el valor de la viscosidad, F es la fuerza tangencial proporcional al área A y al gradiente

de velocidad de cizallamiento Δ𝑣 / Δ𝑧.

Ecuación 2

Donde es el esfuerzo cortante, es la viscosidad y es la velocidad de deformación.

En las proteínas esta propiedad sigue una relación exponencial con la concentración por

sus interacciones proteína-proteína y su capacidad de hidratación (Damodaran, 2010), en la

tabla 2 se muestran los rangos de valores de viscosidad aproximados de diferentes

sustancias:

16

Tabla 7

Viscosidad de ciertas sustancias a T y P ambiental

Fluido Viscosidad

aproximada (mPa*s)

Fluido Viscosidad aproximada

(mPa*s)

Vidrio 1x1044

Glicerol 1x103

Vidrio fundido 1x1013

Miel líquida – jarabes 1x102

Betún 1x1011

Aceite de oliva 1x102

Polímeros fundidos 1x106

Agua 1x100

Miel de abeja 1x104

Aire 1x10-2

Proteína de Quinua 0,5%* 80,88 ± 0,64 Proteína de patata 2%

y quitosano 0,5% **

(3-4)x103

Nota: Tomado de Ramírez, (2006); Cerezal, (2012)* y Calero, (2013)**

2.2.6.3 Viscosímetro de plato y cono

En este tipo de equipo, el fluido se mantiene unido por su propia tensión superficial

al plato o cono que presiona al fluido mientras este gira y genera fricción como se muestra

en la figura 4 mientras que la superficie de abajo se mantiene estacionario (Bourne. M.,

2002).

Figura 4: Modelo de funcionamiento de un viscosímetro de cono y plato.

Nota: Tomado de Bourne (2002)

La ventaja de utilizar este tipo de viscosímetro es su velocidad de cizallamiento, la cual en

todos los puntos del fluido es uniforme a las condiciones que se realice las mediciones

siempre y cuando el ángulo del cono sea pequeño (Slattery. H. S., 1961).

Las proteínas al momento de la desnaturalización forman una red la cual dependiendo del

tipo de gel formado y su consistencia se debe definir el tipo de viscosímetro a ser usado, se

debe cuidar que al momento que se encuentra el plato o cono en contacto con la muestra y

la superficie de abajo solamente se encuentre el fluido entre ambos para no generar tensión

superficial fuera del plato como se indica en la figura 5.

17

Figura 5: Plato Peltier PP 20 de un Reómetro Bohlin Instruments

Nota: Tomado de Laboratorio de Nanotecnología – FCQ (2017)

Este tipo de viscosímetro tiene varias ventajas como el uso de una pequeña cantidad de

muestra, debido a que se coloca entre ambos platos se puede controlar muy bien la

temperatura, incluso dependiendo el equipo se podría analizar cómo cambia la estructura

del fluido en función de una rampa de temperatura, de igual manera se tienen desventajas

sobre los disolventes volátiles cuando se realiza este tipo de experimentaciones dando

como resultado un aumento en la concentración de los compuestos no volátiles (Steffe. J.,

1992).

2.2.6.4 Tipos de viscosidad

Viscosidad Dinámica, denominada “η” se define como la pendiente en cada punto en una

representación gráfica donde se usa como variable el esfuerzo cortante en función de la

velocidad de deformación.

Viscosidad Aparente, igual que la viscosidad dinámica con la diferencia que esta es la

pendiente desde el origen.

Viscosidad Cinemática, definida como el cociente entre la viscosidad dinámica y la

densidad del fluido para fluidos no newtonianos (Ramírez. J. S., 2006).

2.2.7. Solubilidad alcalina y precipitación isoeléctrica

Muchas proteínas de fuentes vegetales son solubles en pH alcalinos entre 8-9 por lo cual se

usa como método de extracción en fuentes como cereales y leguminosas, luego la proteína

se recupera por precipitación isoeléctrica en el rango de pH de 4,5 a 4,8 (Lakemond. C. et

al, 1985-90), en la Figura 7 se puede ver la solubilidad de las proteínas de quinua en la que

se evidencia que desde el pH de 4,0 ya empieza a solubilizarse la proteína y a un pH de 5,0

gran cantidad de proteínas ya están solubilizadas, alcanzando su mayor porcentaje de

solubilidad entre un pH de 8,5-9,0.

18

Figura 6: Espectro de fluorescencia de aislado proteico de quinua IF 0,5

Nota: Tomado de Rivera (2006)

Hay que tomar en cuenta que el comportamiento de la solubilidad y precipitación

basándose en los puntos isoeléctricos, cambia cuando se trata a las proteínas térmicamente

por motivo del desplegamiento debido a la desnaturalización (Zhu H. & Damodaran S.,

1994), y como se indica en la Figura 6 se observa que a un pH de 9,0 existe una mayor

intensidad fluorescente indicando que a ese pH se encuentra la mayor cantidad de

proteínas, por lo que se toma este dato como referente para la extracción proteica posterior.

Figura 7: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH

Nota: Tomado de Rivera (2006)

2.2.8 Liofilización

Este proceso consiste en el secado de un producto por sublimación (paso directo de solido

a gas sin pasar por líquido) del agua, este proceso sigue la ruta a-b-c de la Figura 8 en el

cual inicialmente el producto debe congelarse a una temperatura de al menos -20°C lo cual

forma hielo amorfo y no redes estructurales, luego mientras el agua del producto sigue

congelada se produce una disminución de presión por debajo del punto triple y por último

19

se aplica una cantidad pequeña de calor por radicación suficiente para sublimar el agua y

evitando así el proceso de fusión del hielo (Badui. S., 2006).

Figura 8: Proceso de sublimación del agua

Nota: Tomado de Badui (2006)

El proceso de sublimación del agua es usado como fuerza directriz dentro del proceso de

liofilización al cual se le aplica un calor latente de sublimación de 675 cal/g para retirar el

agua (Badui. S., 2006), inicialmente era usada en la industria farmacéutica, pero cada vez

se usa más en la industria alimentaria para la deshidratación de alimentos sensibles al calor

como por ejemplo el caso de la degradación de las vitaminas o la acción de antioxidantes

dentro de una fruta y aunque sea una técnica de secado costosa, para que esta funcione de

la mejor manera se debe reducir los tiempos de secado y ser energéticamente rentable (M.

Ramšak et al, 2017).

Tiene ventajas sobre las propiedades funcionales, nutracéuticas y en la industria

alimentaria los cuales no son modificados (García-Amezquita. A. E.et al, 2015), además de

que el secado en varios productos alimenticios sirve de utilidad para prolongar su vida útil

y evitar el deterioro microbiano ya que la mayoría son susceptibles a degradaciones

térmicas y desnaturalización de ciertos componentes dentro del producto, ayudando

también a conservar de mejor manera los pigmentos que tienden a sufrir reacciones

térmicas (Mujumdar. A. S. et al, 2015); así, luego de este proceso el material en este caso

el producto alimenticio se conserva con toda su calidad y al no contener agua se hace más

estable durante largos periodos de tiempo (Liapis. A. & Bruttini. R., 2007).

20

2.3 Hipótesis

Hi: El procedimiento usado para remover los compuestos fenólicos del aislado

proteico de quinua (Chenopodium quinoa Willd) variedad INIAP-Tunkahuan, tiene

efecto sobre las propiedades reológicas y funcionales.

Ho: El procedimiento usado para remover los compuestos fenólicos del aislado

proteico de quinua (Chenopodium quinoa Willd) variedad INIAP-Tunkahuan, no

tiene efecto sobre las propiedades reológicas y funcionales

21

CAPITULO III

METODOLOGÍA DE INVESTIGACIÓN

3.1 Diseño de la investigación

La investigación que se realizó es de tipo descriptiva experimental y se llevó a cabo

en el Laboratorio de Biotecnología del Instituto de Investigación y Posgrado de la Facultad

de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador a cargo de la Ing. Milene

Díaz, durante este estudio se mantuvo un control de humedad y temperatura como se indica

en el Anexo 23, donde se realizaron las etapas más críticas, como fue la extracción proteica

y liofilización de los respectivos aislados proteicos.

3.2 Población y muestra

3.2.1 Población

Se tomó como base quinua comercial de variedad INIAP – Tunkahuan, marca comercial

INAGROFA.

3.2.2 Muestra

La muestra usada fue de 50 repeticiones de aislado proteico liofilizado de quinua

(Chenopodium quinoa Willd) ecuatoriana, variedad INIAP – Tunkahuan, marca comercial

INAGROFA con lo cual se aseguró una muestra homogénea.

3.3 Métodos para la determinación de las propiedades reológicas y funcionales.

3.3.1 Acondicionamiento de la muestra

Dentro de este proceso se disminuyó el tamaño de partículas y se desengrasó para eliminar

las posibles variables como oxidaciones en procesos futuros, cada uno de estos

procedimientos se lo realizó por etapas de la siguiente manera.

3.3.1.1 Molido y disminución del tamaño de partícula

Se usó la cantidad de 5 kg de quinua la cual se sometió a un proceso de disminución de

tamaño en un molino manual (Anexo 19) con lo que se obtuvo harina de quinua, este se

hizo pasar por un juego de tamices (Anexo 24) por 10 minutos y luego se procedió a

almacenar la fracción con un diámetro de partícula de 0,250 mm según la Norma INEN

0517 y 0154, para finalmente ser almacenado en un frasco plástico oscuro alejado de

fuentes de luz y calor.

22

3.3.1.2 Desengrasado de la harina de quinua (Método oficial A.O.A.C. 991.36)

Se tomó como referencia el método de extracción con solventes (sumersión), método

oficial de la A.O.A.C., usando el equipo de extracción de grasa (Anexo 25), se pesó 5

vasos de extracción previamente lavados y tarados a 130°C (se esperó que los vasos

alcancen la temperatura ambiente) y se colocó 50 ml de éter dietílico, inmediatamente se

pesó en 5 dedales de celulosa 10,0000 ± 0,0002 g de harina de quinua en una balanza

analítica (Anexo 9) y se colocó en el equipo de extracción de grasa siguiendo los pasos del

Anexo 1. En la figura 9 se muestra el proceso de cómo fueron desengrasadas las muestras

de harina de quinua, al final del proceso se pesó cada vaso con la grasa como se indica en

Figura 9-C y se almacenó cada muestra de harina de quinua desengrasada (HQD) por

separado en fundas herméticas (Anexo 26), se codificó cada muestra, se cubrió con papel

aluminio y finalmente se almacenaron en un desecador (Anexo 27).

Figura 9: Proceso de desengrasado de harina de quinua

Nota: Tomado de Laboratorio OSP de Alimentos - FCQ

El equipo de extracción de grasa puede desengrasar 5 muestras a la vez por lo tanto este

procedimiento se llevó a cabo 10 veces, con el fin de obtener las 50 muestras

representativas y respectivas para cada análisis posterior realizado.

23

3.3.2 Extracción de proteína (solubilización / precipitación isoeléctrica)

Figura 10: Agitación de HQD

Se pesó 9,1000 ± 0,0002 g de cada muestra de HQD en una balanza analítica (Anexo 10),

se suspendió en agua Tipo 1 en relación 1:10 w/v en vasos de precipitación de 250 ml y se

mantuvo agitación constante con un agitador (anexo 2) en velocidad media como se

muestra en la Figura 10 y se siguió el procedimiento mencionado por Paredes-López en

1988 con ligeras modificaciones de la siguiente manera:

Figura 11: Proceso de extracción proteica

Como se indica en la Figura 11, para el procedimiento 1 (P1) en el cual se removieron los

compuestos fenólicos, luego de obtener la suspensión de HQD se ajustó el pH a 4,5 ± 0,1

con HCl 1N verificándolo con un potenciómetro (Anexo 3), esta suspensión de colocó en

tubos de 100 ml y se procedió a centrifugar en una centrifuga (Anexo 4) por 15 min a 3000

rpm, se separó la fracción sedimentada, se colocó en un vaso de precipitación de 250 ml y

24

nuevamente se llenó con agua hasta la marca de 100 ml, manteniendo agitación continua se

fue agregando NaOH 1N hasta llegar a pH de 9,0 ± 0,1 y se llevó a centrifugación por 15

min a 3000 rpm, se recolectó la fracción acuosa (aislado proteico solubilizado) en un vaso

de 250 ml y usando HCl 1N se llevó a un pH de 5,0 ± 0,1 manteniendo agitación constante,

luego de esto se llevó nuevamente a centrifugación por 15 min a 3000 rpm, finalizado este

proceso se recolectó el precipitado en un vaso de 250 ml y se neutralizó con NaOH 0,025N

hasta un pH de 6,5 ± 0,1.

Mientras que para el procedimiento 2 (P2), se realizó el mismo procedimiento exceptuando

el paso inicial en el cual se lleva la suspensión a un pH de 4,5 (paso necesario para remover

los compuestos fenólicos) y se comenzó directamente llevando la suspensión a un pH de

9,0 ± 0,1 para solubilizar las proteínas.

Al finalizar las extracciones por los dos métodos, ambos aislados proteicos neutralizados se

colocaron en los frascos del liofilizador (Anexo 5) previamente lavados y pesados, se

congeló los frascos que contenían las muestras en un Ultracongelador (Anexo 6) por 3

horas, para luego ser deshidratados en un liofilizador (Anexo 7) con las condiciones

indicadas en el Anexo 8 obteniendo así las proteínas de quinua secas.

% 𝑝𝑟𝑜𝑡𝑒í𝑛𝑎 =(𝑤 𝑓𝑟𝑎𝑠𝑐𝑜+𝑝𝑟𝑜𝑡𝑒í𝑛𝑎)−(𝑤 𝑓𝑟𝑎𝑠𝑐𝑜)

𝑤 𝐻𝑄𝐷 Ecuación 3

Se pesaron los frascos conjuntamente con las proteínas liofilizadas y usando la Ecuación 3

por diferencia se calculó el porcentaje de proteína en las muestras de HQD, luego cada

muestra por separado se guardó en fundas herméticas (Anexo 26), se cubrió con papel

aluminio y se almacenaron en un lugar oscuro lejos de calor y humedad, todo el

procedimiento en general se detalla en el Anexo 22.

Figura 12: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH


25

En la Figura 12 se muestra como varía el porcentaje de proteína a diferentes valores de pH

donde se puede ver que a valores bajos de pH ya existe solubilización proteica.

En el liofilizador usado se puede colocar 10 frascos con muestras (5 muestras del P1 y 5

muestras del P2) por lo cual este proceso se realizó 5 veces, obteniendo así las 50 muestras

de proteínas liofilizadas necesarias para las diferentes pruebas.

3.3.3 Métodos para determinar las propiedades funcionales

Para la evaluación de estas propiedades se usó el material y equipos detallados en la Tabla

8, siguiendo cada metodología detallada a continuación.

3.3.3.1 Capacidad de retención de agua (CRA)

Ser siguió el procedimiento según Sathe & Salunkhe en 1981 con modificaciones, para

ambos procedimientos (P1 y P2), se pesó 1,0000 ± 0,0002 g de aislado proteico liofilizado

(PL) en una balanza analítica (Anexo 10), se colocó en un tubo de centrifuga (previamente

pesado y tarado a 130 °C) y se colocó 30 ml de agua Tipo 1, se agitó con una espátula

durante 1 minuto y se dejó reposar por 18 horas según Robertson J. A. en 2000. Luego se

centrifugó a 3000 rpm durante 1 minuto en una centrífuga (Anexo 4), se retiró el agua, se

pesó el tubo más el aislado proteico hidratado (PH) y por diferencia se determinó la

cantidad de agua retenida por la proteína.

La CRA se calculó con la ecuación 4.

𝐶𝑅𝐴 =(𝑤 𝑡𝑢𝑏𝑜+𝑃𝐻)−(𝑤 𝑡𝑢𝑏𝑜)−(𝑤 𝑃𝐿)

𝑤 𝑃𝐿 Ecuación 4

(Robertson. J.A. et al, 2000)

Esto se lo realizó por quintuplicado para ambos métodos y considerando la densidad del

agua Tipo 1 como 1,0 g/ml.

3.3.3.2 Capacidad emulsificante

Se preparó 2 ml de una suspensión proteica 0,5% w/v y se ajustó el pH a 9,0 con NaOH

0,1N para solubilizar completamente el aislado proteico, luego se procedió a agregar gota

a gota aceite de girasol (Anexo 28) mientras se agitó en un Vortex (Anexo 11) hasta la

formación de una emulsión, después se dejó en reposo por 5 minutos y se colocó una gota

de la emulsión en una placa portaobjetos para ver en el microscopio (Anexo 12) con un

lente de 4x como se muestra en la figura 12 y se determinó el promedio del diámetro de

las gotas de la emulsión formada usando el programa ImajeJ, esto se lo realizó por

quintuplicado para ambos métodos. El funcionamiento del programa ImajeJ se muestra en

el Anexo 13.

26

Figura 13: Emulsión W/O vista desde un microscopio óptico con un lente de 4x

3.3.3.3 Capacidad espumante

Se siguió el procedimiento según Chau, C. F. en 1997 modificado, usando una

concentración constante, se preparó 20 ml de una suspensión proteica 0,5% w/v y se agitó

en un agitador (Anexo 2) a la máxima velocidad durante 1 minuto, luego se trasvasó a una

probeta graduada y se determinó la cantidad de espuma como se muestra en la Figura 14.

Figura 14: Medición de la cantidad de espuma formada

La capacidad espumante se determinó con la Ecuación 5 y se expresó como

sobrerrendimiento, realizando este procedimiento por quintuplicado para ambos

procedimientos.

𝑆𝑂𝐵𝑅𝐸𝑅𝑅𝐸𝑁𝐷𝐼𝑀𝐼𝐸𝑁𝑇𝑂 =𝑣 𝑒𝑠𝑝𝑢𝑚𝑎 (𝑚𝑙)−𝑣 𝑙𝑖𝑞𝑢𝑖𝑑𝑜 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 (𝑚𝑙)

𝑣 𝑙í𝑞𝑢𝑖𝑑𝑜 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 (𝑚𝑙)∗ 100 Ecuación 5

27

3.3.4 Métodos para determinar las propiedades reológicas

Viscosidad

Se pesó 1,0000 ± 0,0002 g de PL en una balanza analítica (Anexo 10) y se colocó en un

vaso de precipitación de 100 ml, se agregó 20 ml de agua Tipo 1, se solubilizó hasta pH 9,0

con NaOH 1N y se precipitó a pH de 5,0 con HCl 1N manteniendo agitación constante, se

añadió agua Tipo 1 hasta la marca de 40,0 ml y se calentó en una cocineta (Anexo 14) a

temperatura media hasta ebullición, se esperó que el volumen disminuya hasta 20 ml, el

contenido se trasvasó a un tubo de ensayo y se dejó en reposo por 60 min, se separó la

fracción gelificada, se analizó en un reómetro (Anexo 15) como se indica en la Figura 15 y

a continuación se determinó su viscosidad usando los parámetros que se muestran en el

Anexo 16. Esto se realizó por quintuplicado para ambos procedimientos.

Figura 15: Proceso de formación de gel y medición de sus propiedades reológicas

28

3.4 Materiales y equipos

Tabla 8

Materiales y equipos

Materiales Equipos

1 Espátula Molino (Anexo 19)

2 Papel filtro Cocineta (Anexo 14)

3 Papel aluminio Balanza analítica (Anexo 9 y 10)

4 Papel film Extractor de grasa (Anexo 25)

5 Vasos de precipitación 1000 ml, 250 ml,

100 ml y 50 ml

Agitador magnético (Anexo 2)

6 Tubos de ensayo Centrífuga (Anexo 4)

7 Tubos 10 y 100 ml para centrífuga Termohigrómetro BRIXCO

8 Buffer pH 4,0 - 7,0 y 10,0 Ultracongelador (Anexo 6)

9 NaOH 1 N; 0,1 N y 0,025 N Liofilizador (Anexo 7)

10 HCl 1 N Microscopio óptico (Anexo 12)

11 Papel de cocina Vortex (Anexo 11)

12 KCl 3 N Potenciómetro (Anexo 3)

13 Fundas herméticas Electrodo (Anexo 3)

14 Placas portaobjetos Reómetro (Anexo 15)

15 Aceite de Girasol Juego de tamices (Anexo 24)

16 Solución Azul de metileno 0,1% w/v

17 Jeringas de 3 y 10 ml

18 Gradilla para tubos

19 Frascos 100 ml de liofilizador

20 Probeta graduada 100 ml

21 Desecador

22 Bureta 25 ml

29

3.5 Diseño experimental

Tabla 9

Variable de estudio – Porcentaje de proteína

Porcentaje de proteína

Niveles a) Procedimiento de extracción de proteínas sin remoción

de los compuestos fenólicos

b) Procedimiento de extracción de proteínas con

remoción de los compuestos fenólicos

Tratamientos: 2

Replicas: 5

Tabla 10

Variable de estudio – Capacidad de retención de agua (CRA)

CRA





Tratamientos: 2

Replicas: 5

Tabla 11

Variable de estudio – Capacidad emulsificante (CEM)

CEM





Tratamientos: 2

Replicas: 5

30

Tabla 12

Variable de estudio – Capacidad espumante (CES)

CES

Niveles 2: a) Procedimiento de extracción de proteínas sin




Tratamientos: 2

Replicas: 5

Tabla 13

Variable de estudio – Viscosidad

Viscosidad

Niveles 2: a) Procedimiento de extracción de proteínas sin




Tratamientos: 2

Replicas: 5

Variable dependiente:

1) Contenido de proteína (%)

2) Capacidad de retención de agua ( g de agua / g de proteína seca)

3) Capacidad emulsificante (diámetro de gota en la emulsión - mm)

4) Capacidad espumante (sobrerrendimiento %)

5) Viscosidad (Pa*s)

En el presente estudio se obtuvo el concentrado proteico del grano de quinua por

dos métodos con y sin remoción de compuestos fenólicos a partir de la HQD.

Se realizó un proceso de solubilidad alcalina y la posterior precipitación isoeléctrica para la

obtención del aislado proteico, después se liofilizó para obtener la proteína en polvo (seca).

A partir del PL se realizó la distintas pruebas para determinar las propiedades funcionales y

reológicas de la proteína de quinua; luego de obtener los resultados, se realizó una prueba

de contraste, la prueba t-student por parejas usando la Ecuación 6 con un nivel de

significancia del 95% usando el anexo 18 para las distintas pruebas como se muestra en la

tabla 9.

|𝑡| = �̅�𝑑∗√𝑛

𝑆𝑑 Ecuación 6

(Miller J.C. & Miller J.N., 1993)

31

Donde:

𝑛: Número de pareja de datos

𝑆𝑑 : Desviación estándar de las diferencias

�̅�𝑑: Media de las diferencias entre cada pareja de datos

𝑡: Valor de la Prueba t student.

El valor crítico para 5 parejas de datos con 4 grados de libertad es de 2,78 al 95% de

confianza (P = 0,05) y 4,60 al 99% de confianza (P = 0,01); (Miller J.C. & Miller J.N.,

1993).

Tabla 14

Esquema para organizar los datos obtenidos

Repetición

Variable medida ( x )

Con remoción de

compuestos fenólicos (1)

Sin remoción de compuestos

fenólicos (2)

1 x.1.1 x.2.1

2 x.1.2 x.2.2

3 x.1.3 x.2.3

4 x.1.4 x.2.4

5 x.1.5 x.2.5

Donde ( x ) es el número de prueba con su variable de estudio.

Las tablas de recolección de datos se organizaron de la siguiente manera:

Variable dependiente medida ( x = 1-5)

Procedimiento (1 ó 2)

Numero de repetición 1-5

Por ejemplo 3.2.4 sería la prueba 3 (CEM) por el método 2 (sin remoción de compuestos

fenólicos) y la repetición número 4.

32

3.6 Matriz de operacionalización de las variables

Tabla 15

Variables, dimensiones e indicadores

VARIABLES DIMENSIONES INDICADORES

Cantidad de proteína Porcentaje de proteína g de proteína / g de HQD (%)

Capacidad de retención de agua Cantidad máxima de

agua retenida

g de agua / g de proteína seca

Capacidad emulsificante Diámetro de gota de la

emulsión

Diámetro de gota (mm)

Capacidad espumante Cantidad de espuma Sobrerrendimiento (%)

Reología Viscosidad Pa*s

3.7 Técnicas e instrumentos de recolección de datos

3.7.1 Porcentaje de proteína

Los datos recolectados experimentalmente fueron recolectados en una hoja de

observación como se indica en las tablas 16, 17, 18, 19 y 20 respectivamente:

Tabla 16

Esquema para organizar los datos obtenidos del porcentaje de proteína

VARIABLE 1 - Porcentaje de proteína

Repetición Con remoción de



fenólicos (2)

1 1.1.1 1.2.1

2 1.1.2 1.2.2

3 1.1.3 1.2.3

4 1.1.4 1.2.4

5 1.1.5 1.2.5

33

3.7.2 Capacidad de retención de agua

Tabla 17

Esquema para organizar los datos obtenidos de la CRA

VARIABLE 2 - Capacidad de retención de agua




fenólicos (2)

1 2.1.1 2.2.1

2 2.1.2 2.2.2

3 2.1.3 2.2.3

4 2.1.4 2.2.4

5 2.1.5 2.2.5

3.7.3 Capacidad espumante

Tabla 18

Esquema para organizar los datos obtenidos de la CEM

VARIABLE 3 - Capacidad emulsificante




fenólicos (2)

1 3.1.1 3.2.1

2 3.1.2 3.2.2

3 3.1.3 3.2.3

4 3.1.4 3.2.4

5 3.1.5 3.2.5

34

3.7.4 Capacidad emulsificante

Tabla 19

Esquema para organizar los datos obtenidos de la CES

VARIABLE 4 - Capacidad espumante




fenólicos (2)

1 4.1.1 4.2.1

2 4.1.2 4.2.2

3 4.1.3 4.2.3

4 4.1.4 4.2.4

5 4.1.5 4.2.5

3.7.5 Reología

Tabla 20

Esquema para organizar los datos obtenidos de la Viscosidad

VARIABLE 5 - Viscosidad




fenólicos (2)

1 5.1.1 5.2.1

2 5.1.2 5.2.2

3 5.1.3 5.2.3

4 5.1.4 5.2.4

5 5.1.5 5.2.5

3.8 Técnicas de procesamiento de datos

Se realizó una prueba de contraste t pareada con un nivel de significancia del 95%

(P = 0,05) entre ambos métodos (con y sin remoción de compuestos fenólicos), usando el

procesamiento de datos de Excel que toma en cuenta la Ecuación 6, para las diferentes

pruebas y comparando los resultados con el Anexo 18 (Miller J.C. & Miller J.N., 1993).

35

CAPÍTULO IV

ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS

4.1 Acondicionamiento de la muestra

Este proceso permitió obtener una muestra homogénea desde el inicio de la

experimentación, esto se lo realizó en dos etapas como se muestra a continuación.

4.1.1Reducción de tamaño

La reducción de tamaño de partícula se efectuó para obtener una mayor superficie de

contacto y generó una muestra con un diámetro de partícula homogéneo de 0,25 mm como

indican Taco D. (2016) y Delgado & Albarracín (2012), posterior a esto se almacenó en un

frasco de plástico oscuro para evitar las posibles oxidaciones por luz o calor. Esto nos

aseguró una muestra homogénea desde el inicio del y gracias a esto se pudo hacer un

análisis de los resultados usando la prueba t por parejas en los análisis posteriores.

4.1.2 Desengrasado

En la Tabla 21 se indican los resultados del porcentaje de grasa en cada muestra de harina

de quinua, obteniendo en promedio 8,64 ± 0,18 % y 8,59 ± 0,23% de grasa para P1 y P2

respectivamente, la prueba t por parejas dio un resultado de 0,36 mientras que el valor

crítico de |t| es de 2,78 (P = 0,05) y puesto que el valor calculado es menor que el valor

obtenido se verifica que no existe diferencia significativa entre las muestras usadas debido

a que se tenía una muestra inicial homogenizada y el tratamiento para la remoción de

compuestos fenólicos se lo realiza después del desengrasado.

Tabla 21

Porcentaje de grasa en harina de quinua

M1 (%) M2 (%)

1 8,80 8,22

2 8,48 8,78

3 8,66 8,64

4 8,45 8,54

5 8,84 8,79

MEDIA 8,64 8,59

RDS 0,18 0,23

|t| 0,36

Los datos obtenidos superan a los determinados por Taco D. en 2016 de 6,73 ± 0,15% y

Mina D. en 2014 de 6,53% respectivamente y, aunque contiene 87,8% de ácidos grasos

insaturados (Bermúdez W., 2016) es muy estable por el alto contenido de Vitamina E que

evita la oxidación lipídica, por lo que la quinua podría ser usada potencialmente como

semilla oleaginosa (Koziol M. J., 1992), para la fabricación de aceites de cocina o para

36

agregar valor a productos en los cuales el contenido de ácidos grasos insaturados sea

esencial como el omega 3, 6 o 9. Como se puede ver en la Figura 16, no existe una

diferencia marcada entre las repeticiones de cada muestra, así entonces se siguió

manteniendo una muestra de HQD homogénea para el siguiente paso que es la extracción

proteica. Todas las muestras de HQD se almacenaron en fundas herméticas para evitar

posibles oxidaciones.

Figura 16: Porcentaje de grasa en harina

Las 50 muestras sometidas al desengrasado se almacenaron cada una por separado para

asegurar la trazabilidad durante todo el proceso de extracción proteica, liofilización y las

posteriores determinaciones de propiedades funcionales y reológicas.

4.2 Extracción de proteína

Durante el proceso de extracción proteica se observó que la suspensión de HQD a

la cual se le removieron los compuestos fenólicos (P1) es de color más claro (blanco gris)

mientras que la suspensión de HQD a la que no se le removieron los compuestos fenólicos

(P2) se mantiene de un color amarillo claro, al momento de la solubilización alcalina

(Figura 11-C) se puede verificar que la proteína solubilizada por el P1 es de color más

oscuro (izquierda) mientras que la fracción solubilizada por el P2 es de un color más claro

(derecha), después al momento de la precipitación isoeléctrica de igual manera como se

indica en la Figura 11-E el aislado proteico por el P1 es más opaco que el aislado por el P2,

en la Figura 11-G y 11-H se muestran los aislados proteicos deshidratados y secos por

ambos procedimientos donde también podemos observar una coloración más oscura por el

P1 cuando se remueven los compuestos fenólicos.

Xu y Diosady en 2002 concluyeron que las reacciones proteína-fenol pueden generar

coloración marrón oscura en los aislados proteicos, pero el tratamiento ácido parece

5,00

5,50

6,00

6,50

7,00

7,50

8,00

8,50

9,00

9,50

1 2 3 4 5

PO

RC

ENTA

JE D

E G

RA

SA (

%)

NÚMERO DE MUESTRA

PORCENTAJE DE GRASA EN HARINA DE QUINUA

PROCEDIMIENTO 1 PROCEDIMIENTO 2

37

favorecer las reacciones proteína-fenol en cierto grado lo cual se ve reflejado en su

coloración, de igual manera al retirar los compuestos fenólicos en el P1 inicialmente la

harina pretratada tiene una coloración más clara, la cual luego del proceso de

solubilización se hace más oscura, esto pudiendo deberse a que estos compuestos sirven

como antioxidantes y al momento de retirarlos estos se vuelven más propensos a sufrir

reacciones oxidativas por la luz, aire o calor (Shahidi. F., 1992).

4.3 VARIABLE 1 - Porcentaje de proteína

Se determinó el porcentaje de proteínas extraídas en cada muestra cuyos resultados

se muestran en la Tabla 22, donde se puede apreciar que existe un mayor porcentaje por el

P2 cuando no se remueven los compuestos fenólicos (sin el tratamiento ácido inicial), esto

nos muestra que el tratamiento para la remoción de compuestos fenólicos disminuye la

cantidad de proteínas extraídas, esto puede deberse a una posible solubilización de las

proteínas a pH ácidos como indica Rivera (2006), (Figura 7) y Elsohaimy et al. (2015),

(Figura 12) donde demuestra que a valores de pH ácidos (4,5), las proteínas de quinua son

ligeramente solubles, lo cual se ve reflejado en la cantidad de proteínas extraídas y se

verifica con la prueba t por parejas.

Tabla 22

Porcentaje de proteína (Rendimiento)

P1 (%) P2 (%)

1 13,11 16,03

2 13,57 15,96

3 13,24 15,21

4 14,76 18,63

5 13,81 15,78

MEDIA 13,70 16,32

RDS 0,65 1,33

|t| 7,35**

El valor de |t| obtenido para esta prueba fue de 7,35 mientras que el valor crítico de |t| es

2,78 (P = 0,05) y 4,60 (P = 0,01), lo cual indica que existe una diferencia muy significativa

entre el procedimiento 1 y 2, se demuestra así que el tratamiento para la remoción de

compuestos fenólicos si tiene efecto sobre la cantidad de proteína extraída afectando

directamente a las proteínas o causando una ligera solubilización inicial.

38

Figura 17: Porcentaje de proteína expresado como rendimiento.

Se puede ver en la Figura 17, como en cada par de muestras que, al mantener las mismas

condiciones de extracción de proteína cada día, se evidencia una diferencia similar en cada

repetición para ambos procedimientos (con y sin remoción de compuestos fenólicos). El

porcentaje de proteínas extraídas fue de 12,47 ± 0,60 % y 14,85 ± 1,21 % para P1 y P2

respectivamente en la harina de quinua molida tomando en cuenta el contenido de grasa,

para P1 el valor esperado es muy bajo, mientras que para P2 el contenido de proteínas es

mayor al hallado por Taco D. en 2016 de 14,15 ± 0,15 %; comparable también al contenido

de proteínas de trigo y amaranto (Tabla 2) e incluso superior al contenido proteico de arroz

blanco, cebada y maíz, los cuales se consumen mayoritariamente en el país.

4.4 VARIABLE 2 - Capacidad de retención de agua (CRA) Tabla 23

Resultados de la Capacidad de retención de agua (CRA)

P1 (g de agua / g de

proteína)

P2 (g de agua / g de

proteína)

1 3,26 3,70

2 3,29 3,75

3 3,25 3,64

4 3,27 3,69

5 3,26 3,66

MEDIA 3,27 3,69

RDS 0,02 0,04

|t| 32,95**

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

1 2 3 4 5

PO

RC

ENTA

JE (

%)

NÚMERO DE MUESTRA

PORCENTAJE DE PROTEINA


39

En la Tabla 23 se indican los valores de la CRA en gamos de agua por gramo de

proteína, obteniendo en promedio (3,27 ± 0,02 y 3,69 ± 0,04) g de agua / g de proteína para

P1 y P2 respectivamente, siendo el valor de P1 inferior a P2, comparando estos datos con

los hallados por Elsohaimy en 2015 (Tabla 3) se aprecia que en ambos procedimientos (P1

y P2) la CRA determinada es baja, esto pudiendo deberse a que al disminuir el pH a 4,5

para remover los fenoles, se ven afectados los centros activos hidrofílicos de la superficie

de la proteína generando una disminución de la retención y ligamiento de agua dentro de su

estructura (Badui. S., 2006).

El valor de |t| para esta prueba mostró un valor de 32,95; el valor crítico de |t| es de 2,78 (P

= 0,05), mucho mayor al valor crítico de |t| de 4,60 (P = 0,01), por lo que se ha encontrado

una diferencia altamente significativa entre ambos procedimientos usados.

Figura 18: Capacidad de retención de agua

En la Figura 18, se puede notar una diferencia clara entre cada pareja de datos cuando se

mantienen las condiciones de trabajo en cada repetición, resultando estos valores, cercanos

a los considerados críticos para alimentos como sopas, salsas o jugos en los cuales se

podría colocar como reemplazo de ciertos componentes (Aletor O. et al, 2002).

4.5 VARIABLE 3 - Capacidad emulsificante (CEM)

La CRAc fue de 1,9 ml de aceite por g de proteína para ambos procedimientos por

lo cual se procedió a medir el tamaño de las gotas dentro de la emulsión; los datos de la

tabla 24 muestran los resultados de las mediciones del diámetro de las gotas formadas en

las diferentes emulsiones con valores de (0,1579 ± 0,0091 y 0,1966 ± 0,0166) mm para P1

y P2 respectivamente, el valor de la prueba |t| fue de 5,41 dado que el valor crítico de |t| es

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

1 2 3 4 5

GR

AM

OS

DE

AG

UA

/ G

RA

MO

DE

PR

OTE

INA

(g

Agu

a /

g P

rote

ina)

NÚMERO DE MUESTRA

CAPACIDAD DE RETENCIÓN DE AGUA


40

de 2,78 (P = 0,05) por lo cual indica que existe una diferencia significativa entre ambos

procedimientos realizados.

Tabla 24

Resultados de la Capacidad emulsificante (CEM)

P1 (mm) P2 (mm)

1 0,1683 0,2208

2 0,1448 0,1912

3 0,1646 0,1798

4 0,1554 0,2058

5 0,1562 0,1856

MEDIA 0,1579 0,1966

RDS 0,0091 0,0166

|t| 5,41**

Se evidencia que el tratamiento ácido afectó la superficie y centro hidrofílicos e

hidrofóbicos y cuando éstas forman una emulsión, las gotas que se forman tienden a ser de

menor tamaño debido a que la fuerza de los enlaces disminuye (Badui. S., 2006), por eso

en la Figura 19 se puede verificar que para P2 el tamaño de las gotas es mayor debido a

que no se realizó un tratamiento ácido y sus centros hidrofílicos/hidrofóbicos no fueron

afectados.

Figura 19: Capacidad emulsificante

0,0000

0,0500

0,1000

0,1500

0,2000

0,2500

1 2 3 4 5

DIÁ

MET

RO

DE

GO

TA (

mm

)

NÚMERO DE MUESTRA

CAPACIDAD EMULSIFICANTE


41

Figura 20: Emulsione W/O vistas a través de un microscopio

En la Figura 20 se muestran las imágenes vistas a través del microscopio y analizadas con

el programa ImageJ, se puede ver que el tamaño de las gotas dentro de la emulsión son de

un tamaño uniforme y se observa como las gotas, a las cuales no se le aplicó el tratamiento

de remoción de compuestos fenólicos, son ligeramente más grandes y uniformes.

Figura 21: Emulsión W/O con azul de metileno

42

Se comprobó el tipo de emulsión formada usando un colorante afín al agua como es el azul

de metileno, por lo que al momento de colocar una gota en la emulsión inicialmente no

sucede nada, debido a que las gotas de agua se encuentran dentro de la fase oleosa, pero al

momento de agitar nuevamente en el Vortex a máxima velocidad toda la solución toma un

color azul blanquecino como se muestra en la Figura 21 y al momento de colocar una gota

en el portaobjetos se puede ver que la fase continua es el aceite y la fase dispersa es el

agua, cabe recalcar que la emulsión formada por P2 tiene más consistencia, mientras que

la emulsión formada por P1 tiende a ser más fluida pero en ambos casos las emulsiones son

del tipo W/O.

4.6 VARIABLE 4 - Capacidad espumante (CES)

En la tabla 25 se muestran los resultados de la CES con valores de 73,10 ± 0,72 y

74,10 ± 0,74 para P1 y P2 respectivamente; dando un valor de |t| para esta prueba de 2,08

que se encuentra por debajo del valor crítico de |t| es 2,78 (P = 0,05) por lo que se puede

decir que no hay diferencia significativa entre los procedimientos, esto debido a la

precisión del método usado para medir el nivel de espuma formado y también debido a que

las concentraciones usadas son bajas, no se puede determinar con mayor exactitud la

diferencia entre el volumen de espuma formado para ambos procedimientos por lo cual

existe mucha dudad si hay o no diferencia entre estos procedimientos.

La cantidad de espumas que se obtiene al disolver la proteína y agitar vigorosamente es

alta y se expresó como sobrerrendimiento como se muestra en la Tabla 25, los cuales son

superiores en ambos procedimientos a los determinados por Elsohaimy et al en 2015 de

64,71 ± 1,79% medidas a la misma concentración de 0,5% w/v

Tabla 25

Capacidad espumante (CES)

P1 (%) P2 (%)

1 72,50 74,00

2 73,25 73,00

3 73,00 74,00

4 72,50 75,00

5 74,25 74,50

MEDIA 73,10 74,10

RDS 0,72 0,74

|t| 2,08

43

En la Figura 22 no se observa una diferencia clara como en el caso del porcentaje de

proteína, CRA o CEM, aun así se puede ver que en P2 se obtiene en ciertas

determinaciones más cantidad de espuma que para P1, esto puede deberse a que al estar las

proteínas libres de compuestos fenólicos tienen mayor facilidad de formación de espumas,

aunque no se podría saber si es mayor la cantidad de espuma formada o si las burbujas de

aire formadas son las que tienen mayor tamaño, esto nuevamente debida al método usado

el cual no permite tener una diferencia marcada entre ambos procedimientos.

Figura 22: Capacidad espumante

Figura 23: Formación de espuma usando el aislado proteico seco.

Como se puede ver en la Figura 23, la formación de espuma no genera un menisco como

tal por lo que hace difícil su lectura, para que esta medición sea más exacta se limpió bien

las paredes y se tomó como referencia la parte central del tubo para indicar hasta que altura

60,00

62,00

64,00

66,00

68,00

70,00

72,00

74,00

76,00

78,00

80,00

1 2 3 4 5

SOB

RER

END

IMIE

NTO

(%

)

NÚMERO DE MUESTRA

CAPACIDAD ESPUMANTE


44

llego la espuma, esto debido principalmente por la apreciación del método y el material

usado para las mediciones.

4.7 VARIABLE 5 - Reología

Viscosidad

Tabla 26

Resultados de Viscosidad

P1 (Pa*s) P2 (Pa*s)

1 3,685 3,749

2 3,673 3,719

3 3,679 3,722

4 3,675 3,734

5 3,682 3,727

MEDIA 3,6788 3,7302

RDS 0,0049 0,0119

|t| 12,16**

Para esta prueba el valor de |t| fue de 12,16; puesto que el valor crítico de |t| para 5 parejas

de datos es de 2,78 se acepta la hipótesis que nos dice que existe una diferencia entre

ambos procedimientos realizados antes de la formación del gel, esto debido a que la

remoción de compuestos fenólicos altera la superficie de la proteína lo que hace que, al

momento de la desnaturalización por calor no forme una red fuerte, resultando así en una

disminución de la viscosidad (Badui. S., 2006).

Figura 24: Valores de viscosidad genérica

3,620

3,640

3,660

3,680

3,700

3,720

3,740

3,760

3,780

1 2 3 4 5

n (

Pa*

s)

NÚMERO DE MUESTRA

VISCOSIDAD


45

En la Figura 24 se puede apreciar de mejor manera como la variación entre cada pareja de

muestras tiene cierta similitud, además de que el gel formado por el procedimiento 2 tiene

mayor viscosidad, esto pudiendo deberse posiblemente a que los compuestos fenólicos que

no se han removido al momento de calentar para formar el gel, tienden a dar reacciones

con las proteínas desnaturalizadas lo cual genera que aumente su viscosidad, los datos que

se obtienen para mediciones reológicas dependen de la frecuencia, velocidad de

cizallamiento, la presión generada, diámetro y distancia entre plato y plato (GAP) en caso

de usar un reómetro, por lo cual se puede comparar a ciertos fluidos elaborados con

proteínas de papa al 2% encontrado por Calero en 2013, como se muestra en la tabla 7,

además de definir que la consistencia de los geles formados tienen aspectos entre aceite de

oliva y miel liquida y difieren mucho de fluidos de extractos líquidos como menciona

Cerezal en 2012 para una suspensión de quinua al 0,5%.

Figura 25: Viscosidad Vs velocidad de cizallamiento

En la Figura 25 se puede observar como al aumentar la velocidad de cizallamiento la

viscosidad disminuye, esto se explica con la Ecuación 2 la cual indica que la viscosidad en

inversamente proporcional a la velocidad de corte, por lo que al aumentar la velocidad

disminuye la viscosidad.

46

CAPÍTULO V

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

Conclusiones

- Se logró aislar las proteínas de quinua por ambos procedimientos, obteniendo los

aislados proteicos P1 más opaco en comparación con P2, debiendo posiblemente a

reacciones de oxidación. El porcentaje de proteínas extraídas fue de 13,70 ± 0,65%

para P1 y de 16,32 ± 1,33% para P2 en HQD y de 12,47 ± 0,60 % y 14,85 ± 1,21 %

para P1 y P2 en HQ, esta diferencia debida que al momento de realizar el

tratamiento para remover los compuestos fenólicos, el medio ácido solubiliza a una

pequeña cantidad de proteínas.

- Se obtuvieron aislados proteicos secos por el método de liofilización, con estos

aislados sólidos libre de humedad, se realizaron adecuadamente la determinaciones

de las propiedades funcionales y reológicas de las proteínas extraídas de la quinua

ecuatoriana.

- La CRA fue de 3,27 ± 0,02 g de agua / g de proteína y de 3,69 ± 0,04 g de agua / g

de proteína para P1 y P2 respectivamente, los cuales son inferiores a los reportado

en un estudio realizado en quinua comercializada en Egipto. En los resultados se

encontró diferencia significativa, esto de deba posiblemente a una alteración en los

centros hidrofílicos de la superficie alterando la capacidad de la proteína para ligar

o retener el agua

- La CEM fue de 0,1579 ± 0,0091 mm y de 0,1966 ± 0,0166 mm para P1 y P2

respectivamente, la prueba t por parejas demuestra que existe una diferencia

significativa a nivel microscópico de las emulsiones formadas, de igual manera que

la CRA, existe una diferencia en la textura y consistencia (mayor en P2) de las

emulsiones formadas debidas al tamaño de la gota formada, al sufrir alteraciones la

superficie de la proteína esta no puede formar una emulsión con gotas de mayor

tamaño ya que estas colapsarían o simplemente se romperían porque la proteína

usada por P1 no tiene la resistencia necesaria para poder formar gotas más grandes.

- La CES fue de 73,10 ± 0,72% y de 74,10 ± 0,74% para P1 y P2 respectivamente,

ambas superiores a valores reportados. Los resultados de la CES fueron

independientes del procedimiento usado. Esta capacidad de formación de espuma

puede ser útil en el caso de la elaboración de helados, pastas, cremas, soufflés,

cerveza, etc.

- La viscosidad fue de 3,679 ± 0,005 Pa*s y de 3,730 ± 0,012 Pa*s para P1 y P2

respectivamente. La remoción de compuestos fenólicos afectó la viscosidad.

47

Recomendaciones

- Realizar el análisis de la capacidad espumante con más detalle a fin de que se

indique si existe diferencia cuando se remueven los compuestos fenólicos, para esto

se podría usar un método que permita medir el volumen de gas incorporado dentro

de la espuma o de igual manera medir el tamaño de la burbujas de aire que se

forman dentro de la espuma por microscopia.

- Realizar pruebas de estabilidad de la capacidad espumante (CES) y de la capacidad

emulsificante (CEM) que son las que más tienden a cambiar con el tiempo, usando

un tensiómetro de fuerza.

- Realizar el mismo estudio para ver si la remoción de compuestos fenólicos alteran

de alguna manera las propiedades sensoriales y organolépticas, las cuales pueden

influir en la decisión de ver si se retiran o no los compuestos fenólicos que actúan

como antioxidantes, principalmente por el sabor más no por su color.

- Dentro del estudio reológico se puede estudiar distintos parámetros como el modulo

elástico y viscoso de distintas suspensiones proteicas cuando están en forma de gel,

las cuales pueden ayudar de mejor manera a la textura y consistencia de ciertos

productos elaborados.

- Analizar la cantidad de minerales como por ejemplo hierro y potasio para aumentar

el valor de productos bajos en estos minerales.

48

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Food Chemistry, 554-560.

55

ANEXOS

Anexo 1 – Funcionamiento del extractor de grasa

- Los vasos que usa el equipo deben estar limpios, lavados y tarados a 130°C.

- Dejar en reposo a temperatura ambiente en un desecador.

- Pesar los vasos.

- Colocar el solvente (éter-dietílico).

- Colocar los dedales con la muestra en el equipo.

- Colocar los vasos con el solvente en el equipo.

- Prender el equipo.

- Abrir la llave de reflujo.

- Mantener 25 minutos en la posición de sumergido.

- Mantener 30 minutos en la posición de lavado.

- Mantener 25 minutos en la posición recuperado de solvente.

- Esperar que la temperatura baje a 45 grados

- Retirar los vasos.

- Esperar que todo el solvente restante del vaso se evapore.

- Pesar los vasos con grasa.

- Cerrar el reflujo de agua.

- Apagar el equipo.

Anexo 2- Agitador

Equipo Especificaciones

Agitador magnético

Modelo: Velp Scientifica

S/N: 68475

56

Anexo 3 – Potenciómetro


Potenciómetro

Modelo: SevenCompact

____________________

Electrodo InLab

InLab 413

Anexo 4 – Centrifuga


Centrifuga

Marca: MLB

Modelo: 13893351

Anexo 5 – Frascos de Liofilizador


Frasco de vidrio Pyrex

Marca: AFORA

Esmeril: 29/32

57

Anexo 6 – Ultracongelador


Ultracongelador

Marca: Artika

Modelo: ULUF 450 freexer -86°C

Anexo 7 – Liofilizador


Liofilizador

Marca: Telstar

Modelo: LYOALFA -85

Anexo 8 – Especificaciones del proceso de liofilización

58

Anexo 9 – Balanza analítica OSP


Balanza analítica

Marca: Mettler Toledo

Modelo: XSE204

Anexo 10 – Balanza analítica IIPFCQ


Balanza analítica

Marca: Mettler Toledo

Modelo: AB204-S

Anexo 11 – Vortex


Vortex

Marca: Fisher Scientific

Modelo: mini vortexer

Velocidad min 500 rpm

Velocidad max 2500 rpm

59

Anexo 12 – Microscopio óptico


Microscopio óptico

Marca: Nikon

Modelo: SC

Anexo 13 – Funcionamiento del programa ImageJ

- Conectar la cámara al computador.

- Abrir el programa ImageJ.

- Abrir el programa de WebCam.

- Calibrar el equipo con la escala correspondiente al lente.

o Ir a File/Open para abrir la imagen con la escala.

o Ir a Analyze/Set Scale y calibrar la longitud con el número de pixeles

deseados.

o La escala usada en este análisis fue de 625 pixeles = 1 mm.

- Tomar fotos con la WebCam.

- Con el mouse seleccionar el botón Straight y medir las gotas.

- Al finalizar las mediciones cerrar el programa.

- Desconectar la WebCam.

- Apagar el computador.

Anexo 14 - Cocineta


Marca: HACEB

Modelo: EM1

60

Anexo 15 – Reómetro


Reómetro

Marca: Bohlin Instruments

Modelo: MAL 1053730

Anexo 16 – Parámetros del reómetro modo Viscosidad

61

Anexo 17 – Parámetros del reómetro modo Oscilación

Anexo 18 – Distribución t student (Miller J.C. & Miller J.N., 1993)

Anexo 19 – Molino Manual


Molino manual

Marca: CORONA

Modelo: Landers y CIA

S.A.

62

Anexo 20 – Molido de Quinua.

Anexo 21 – Diagrama de causa y efecto.

Extracción 1 Evaluación

Productos extranjeros caros

Mantenimient

o

Caros

Falta de

recursos

Alimentos con bajo valor

agregado

Desconocimiento de

variedades

Falta de uso de

producto nacional

Rendimiento

Contaminación

Alteración

Degradación

No perceptible

Contenido proteico

Valor Biológico y

digestibilidad

Equipos

Desarrollo de

producto

Purificación 2

Contaminación

Residuos

Liofilización

Rendimiento

Método

Cantidad de muestra

Tiempo de

duración

Complejidad de método

63

Anexo 22 – Diagrama de la metodología de trabajo

64

Anexo 23 – Control de Temperatura y Humedad.

LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA - IIPFCQ

HUMEDAD (%) TEMPERATURA ºC

TIEMPO DIA 1 DIA 2 DIA 3 DIA 4 DIA 5 DIA 1 DIA 2 DIA 3 DIA 4 DIA 5

9:00:00 47 50 60 64 58 21 20 19 17 19

10:00:00 49 51 62 58 60 21 19 19 19 17

11:00:00 43 49 56 58 63 23 21 19 17 17

12:00:00 45 49 56 54 63 21 20 19 18 18

13:00:00 47 47 56 54 64 21 21 19 18 18

14:00:00 42 46 56 54 65 20 20 19 17 17

15:00:00 39 51 50 50 67 23 20 22 18 17

16:00:00 47 49 59 56 64 20 21 19 17 18

17:00:00 43 53 55 53 57 22 20 20 18 19

PROMEDIO 53,8 19,3 DESV-M 6,9 1,7

Anexo 24 – Juego de tamices


Tamices Fisher Scientific Company

A.S.T.M. E – 11 Specipication

U.S.A. Estándar Testing Sieve

65

Anexo 25 – Equipo de extracción de grasa


Marca: Velp Scientific

Modelo: 10 1242

Ubicación: OSP Alimentos FCQ

Anexo 26 – Fundas herméticas

Anexo 27 – Desecador

Anexo 28 – Aceite de girasol

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR CARRERA … · presentada, su apoyo no solo se refleja en la...

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