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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS

CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO

“FRECUENCIA BACTERIANA Y RESISTENCIA ANTIMICROBIANA EN

CULTIVOS DE SECRECIONES RESPIRATORIAS DE LOS PACIENTES

SOMETIDOS A VENTILACIÓN MECÁNICA ATENDIDOS EN LA UNIDAD DE

CUIDADOS INTENSIVOS DEL HOSPITAL GENERAL DR. ENRIQUE GARCÉS EN

EL PERIODO ENERO 2013 – DICIEMBRE 2013”

Trabajo de fin de Carrera previo a la obtención del Título de Licenciada en

Laboratorio Clínico e Histotecnológico

Sisalema Aguirre Pilar Aracely

TUTOR: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz

Quito, Marzo 2015

ii

DEDICATORIA

Esta investigación dedico con inmenso amor a mis sobrinas y

sobrinos, quienes han llegado a mi vida para llenarla de

luz, esperanza y alegría.

Pilar Sisalema Aguirre

iii

AGRADECIMIENTO

A Dios que me guía y fortalece cada día, y me ha permitido

concluir mi carrera.

A mi querida madre, fuente de las mejores cosas, quien me ha

enseñado a luchar y ha cuidado de mi brindándome su apoyo

incondicional.

A mis hermanas que han sido ejemplo de dedicación y trabajo.

A mis profesores, por haber compartido sus conocimientos

originando en mí inmensa admiración.

Al tutor de esta investigación, el Dr. Freddy Trujillo por su

paciencia y apertura en la resolución de incógnitas, quien con sus

conocimientos ha contribuido grandemente en la realización de este

trabajo.

Pilar Sisalema Aguirre

iv

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL

Yo, Pilar Aracely Sisalema Aguirre, en calidad de autora del Trabajo de Investigación realizado

sobre “FRECUENCIA BACTERIANA Y RESISTENCIA

ANTIMICROBIANA EN CULTIVOS DE SECRECIONES

RESPIRATORIAS DE LOS PACIENTES SOMETIDOS A

VENTILACIÓN MECÁNICA ATENDIDOS EN LA UNIDAD DE

CUIDADOS INTENSIVOS DEL HOSPITAL GENERAL DR. ENRIQUE

GARCÉS EN EL PERIODO ENERO 2013 – DICIEMBRE 2013”, por la

presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, hacer uso de

todos los contenidos que me pertenecen o de parte de los que contiene esta obra, con

fines estrictamente académicos o de investigación.

Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente

autorización, seguirán vigentes a mi favor de conformidad con lo establecido en los

artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su

Reglamento.

Quito, a 4 de marzo de 2015.

Pilar Aracely Sisalema Aguirre

C.I. 1724449275

Teléf. 0996562226

E-mail: [email protected]

v

AUTORIZACIÓN DEL TUTOR

En mi carácter de Tutor del Trabajo de Grado, presentado por la señorita Sisalema Aguirre Pilar

Aracely, para optar por el Titulo o Grado de Licenciada en Laboratorio Clínico e

Histotecnológico cuyo título es “FRECUENCIA BACTERIANA Y

RESISTENCIA ANTIMICROBIANA EN CULTIVOS DE SECRECIONES

RESPIRATORIAS DE LOS PACIENTES SOMETIDOS A

VENTILACIÓN MECÁNICA ATENDIDOS EN LA UNIDAD DE

CUIDADOS INTENSIVOS DEL HOSPITAL GENERAL DR. ENRIQUE

GARCÉS EN EL PERIODO ENERO 2013 – DICIEMBRE 2013”. Considero

que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la presentación

pública y evaluación por parte del jurado examinador que se designe.

En la ciudad de Quito, a los 4 días del mes de marzo de 2015.

Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz

C.I. 1704758273

vi

ÍNDICE DE CONTENIDO

DEDICATORIA ii

AGRADECIMIENTO iii

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL .................................................................. iv

AUTORIZACIÓN DEL TUTOR........................................................................................................ v

ÍNDICE DE CONTENIDO ................................................................................................................ vi

LISTA DE ANEXOS ix

LISTA DE TABLAS x

LISTA DE GRÁFICOS xi

RESUMEN xiii

ABSTRACT xiv

CAPÍTULO I 1

INTRODUCCIÓN 1

1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ...................................................................... 2

1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA .......................................................................... 3

1.3 OBJETIVOS ................................................................................................................. 3

1.3.1 Objetivo general .................................................................................................... 3

1.3.2 Objetivos específicos ............................................................................................. 3

1.4 JUSTIFICACIÓN.......................................................................................................... 4

CAPITULO II 6

ANTECEDENTES 6

MARCO TEÓRICO 8

2.1 EPIDEMIOLOGÍA ....................................................................................................... 8

2.2 FLORA BACTERIANA EN LAS VÍAS RESPIRATORIAS ...................................... 8

2.2.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias .................................................. 9

2.2.1.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias superiores ................................... 9

vii

2.2.1.2 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias inferiores .................................. 10

2.2.2 Flora bacteriana patógena de las vías respiratorias ............................................. 11

2.3 GENERALIDADES DE LA VENTILACIÓN MECÁNICA ..................................... 11

2.3.1 Ventilación mecánica no invasiva ....................................................................... 12

2.3.2 Ventilación mecánica invasiva ............................................................................ 12

2.4 INFECCIONES EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ASOCIADAS A

VENTILACIÓN MECÁNICA ............................................................................................... 13

2.5 PRINCIPALES BACTERIAS EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ... 14

2.5.1 Klebsiella pneumoniae ........................................................................................ 14

2.5.2 Pseudomonas aeruginosa .................................................................................... 15

2.5.3 Acinetobacter baumannii .................................................................................... 16

2.5.4 Escherichia coli ................................................................................................... 16

2.5.5 Staphylococcus aureus ........................................................................................ 17

2.6 DIAGNOSTICO MICROBIOLÓGICO...................................................................... 17

2.6.1 Toma de muestra ................................................................................................. 18

2.6.2 Técnica de Procesamiento y Cultivo de la muestra ............................................. 20

2.6.3 Identificación bacteriana en el Cultivo ................................................................ 21

2.6.4 Antibiograma ....................................................................................................... 22

2.6.4.1 Ejecución del Antibiograma por el Método de difusión de Disco en Agar

(Baüer y Kirby) ..................................................................................................................... 23

2.6.4.2 Método Automatizado de Identificación Bacteriana y Lectura del

Antibiograma ......................................................................................................................... 25

2.6.4.3 Antibacterianos y puntos de corte según CLSI para interpretación del

Antibiograma ......................................................................................................................... 26

viii

2.7 RESISTENCIA BACTERIANA ................................................................................. 28

2.7.1 Factores de la Resistencia Bacteriana ................................................................. 28

2.7.2 Tipos de resistencia antimicrobiana .................................................................... 29

2.7.3 Mecanismos de resistencia antimicrobiana ......................................................... 29

2.8 VARIABLES .............................................................................................................. 31

2.9 OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES ................................................. 32

CAPITULO III 34

METODOLOGÍA 34

3.1 TIPO DE ESTUDIO.................................................................................................... 34

3.2 TÉCNICAS E INSTRUMENTOS DE INVESTIGACIÓN ........................................ 34

3.3 UNIVERSO Y MUESTRA ......................................................................................... 34

3.3.1 Universo .............................................................................................................. 34

3.3.2 Muestra ................................................................................................................ 35

3.3.2.1 Criterios de inclusión ............................................................................................ 35

3.3.2.2 Criterios de exclusión ............................................................................................ 35

3.3.3 Ética ..................................................................................................................... 35

CAPÍTULO IV 36

RESULTADOS Y ANÁLISIS .......................................................................................................... 36

DISCUSIÓN 54

CONCLUSIONES 58

RECOMENDACIONES 59

CAPITULO V 60

PROPUESTA 60

BIBLIOGRAFÍA 70

ix

LISTA DE ANEXOS

Anexo 1. Cronograma de actividades ......................................................................................... 63

Anexo 2. Matriz de recolección de datos .................................................................................... 64

Anexo 3. Porcentaje de resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia

en pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Dr.

Enrique Garcés. Año 2013. ......................................................................................................... 68

Anexo 4. Resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia en pacientes

con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Dr. Enrique Garcés.

Año 2013. .................................................................................................................................... 69

x

LISTA DE TABLAS

Tabla 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en muestras

de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ........ 36

Tabla 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios positivos

atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año

2013. ............................................................................................................................................ 37

Tabla 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios positivos


2013. ............................................................................................................................................ 38

Tabla 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios positivos


2013. ............................................................................................................................................ 39

Tabla 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes atendidos

en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ..... 40

Tabla 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana en pacientes


2013. ............................................................................................................................................ 41

Tabla 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones respiratorias

de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.

Enrique Garcés. Año 2013. ......................................................................................................... 42

Tabla 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación

mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año

2013. ............................................................................................................................................ 44

Tabla 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación

mecánica de la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año

2013. ............................................................................................................................................ 46

Tabla 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación


2013. ............................................................................................................................................ 48

Tabla 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica

en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ..... 50

Tabla 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación


2013. ............................................................................................................................................ 52

xi

LISTA DE GRÁFICOS

Gráfico 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en

muestras de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año

2013. ............................................................................................................................................ 36

Gráfico 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios positivos


2013. ............................................................................................................................................ 37

Gráfico 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios positivos


2013. ............................................................................................................................................ 38

Gráfico 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios

positivos atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique

Garcés. Año 2013. ....................................................................................................................... 39

Gráfico 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes


2013. ............................................................................................................................................ 40

Gráfico 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana en

pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique

Garcés. Año 2013. ....................................................................................................................... 41

Gráfico 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones

respiratorias de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital

General Dr. Enrique Garcés. Año 2013. ..................................................................................... 43

Gráfico 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación


2013. ............................................................................................................................................ 45

Gráfico 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación

mecánica de la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año

2013. ............................................................................................................................................ 47

Gráfico 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación


2013. ............................................................................................................................................ 49

Gráfico 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación


2013. ............................................................................................................................................ 51

xii

Gráfico 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación


2013. ............................................................................................................................................ 53

xiii

TEMA: “Frecuencia bacteriana y resistencia antimicrobiana en cultivos de

secreciones respiratorias de los pacientes sometidos a ventilación mecánica

atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique

Garcés en el periodo enero 2013 – diciembre 2013”

Autora: Pilar Aracely Sisalema Aguirre.

Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz.

RESUMEN

El objetivo de este estudio fue identificar la frecuencia de las bacterias aisladas en

los cultivos de secreciones respiratorias de pacientes sometidos a ventilación mecánica

de la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés (HEG) en

el año 2013. Este trabajo es descriptivo y utilizó los datos registrados en el sistema del

equipo Vitek, reportes manuales de los cultivos y antibiogramas del Laboratorio de

Microbiología, y revisión de historias clínicas. Participaron 296 pacientes, de los cuales

cumplieron con los criterios de inclusión 43 (14,53%) en los que se identificaron 72

(23,30%) cultivos respiratorios positivos de los 309 cultivos que se realizaron en total.

La bacteria más frecuente fue Klebsiella pneumoniae con 20 aislamientos (29%), Las

bacterias aisladas con mayor frecuencia demostraron alta resistencia sobre todo a:

Trimetoprima/ Sulfametoxazol, Tobramicina, Gentamicina, Cefazolina y Ampicilina

/Sulbactam.

PALABRAS CLAVES: BACTERIAS/ SECRECIÓN RESPIRATORIA/ CULTIVO/

ANTIMICROBIANOS.

xiv

TITLE: “Bacterial resistance and anti-microbe frequency in respiratory secretion

culture of patients subjected to mechanical ventilation seen in Intensive Care of

Hospital General Dr. Enrique Garcés in Quito in the period between January

2013 - December 2013”.

Author: Pilar Aracely Sisalema Aguirre.

Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz.

ABSTRACT

The purpose of this study was identify the frequency of bacteria isolated in

respiratory secretions cultures of patients subjected mechanical ventilation seen at

Intensive Care Unit of Hospital General Dr. Enrique Garcés (HEG), in 2013. The

research was descriptive and I used the data collected from Vitek registration system,

the manual culture and antibiogram reports performed at the Microbiology Laboratory

reports, and the medical records. 296 ventilated patients from IC participated in this

study of which 43 (14.53%) fulfilled the inclusion criteria; 72 (23.30%) of the total

respiratory culture studies, 309, were positive. The most frequent bacteria were

Klebsiella pneumoniae with 20 (29%) isolations. The bacteria most frequently

isolated showed high resistance, particularly to Trimethoprim/Sulfamethoxazole,

Tobramycin, Gentamicin, Cephazoline and Ampicillin / Sulbactam.

KEY WORDS: BACTERIA/ RESPIRATORY SECRETION/ CULTURE/

ANTIMICROBIAL.

I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the

original document in Spanish.

Maricruz González

Perito Traductora

C.I. 1704608130

1

CAPÍTULO I

INTRODUCCIÓN

Los pacientes atendidos en las Unidades de Cuidado Intensivo (UCI) presentan

generalmente un estado grave de salud; acompañado de condiciones propias como: edad,

estado inmunitario, enfermedades, sumada a la mala aplicación de medidas de bioseguridad

por parte de las personas con las que tienen contacto (otros pacientes, personal de salud y

familiares) y sobre todo el requerimiento de procesos invasivos como la ventilación

mecánica, son factores que favorecen a la aparición de infecciones.

La aparición de las infecciones nosocomiales provoca un aumento en el gasto de recursos

económicos, mayor tiempo de estancia hospitalaria lo que a su vez puede generar

complicaciones en el estado de salud del paciente y sobre todo el desarrollo de nuevas

infecciones.

La infección respiratoria que más comúnmente está relacionada a la ventilación mecánica

es la neumonía, a nivel mundial se conoce que afecta hasta un 30% de los pacientes que son

atendidos en las UCI (Khanh Nhu, y otros, 2014)

La mayoría de pacientes que son tratados en la Unidad de Cuidados Intensivos del hospital

Dr. Enrique Garcés (HEG) requieren ser sometidos a ventilación mecánica (VM) y sobre todo

a la de tipo invasiva lo que conlleva un mayor peligro de infección.

El presente trabajo fue realizado para conocer cuáles son las bacterias halladas con mayor

frecuencia en las infecciones respiratorias de pacientes atendidos en la UCI y también para

determinar los patrones de resistencia de dichos microorganismos, con la finalidad de ofrecer

una herramienta práctica y factible, que pueda ser empleada por el personal de salud como un

2

antecedente para elegir el tratamiento más oportuno y disminuir el número de infecciones

nosocomiales tomando medidas adecuadas.

1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Una de las más importantes complicaciones que presenta el paciente crítico son las

infecciones. Se conoce que aproximadamente el 20% de los sujetos que ingresan a la UCI

presentan procesos infecciosos, y que el 30% desarrolla infección durante su estancia en

dicho servicio hospitalario. (Álvarez-Lerma, Álvarez, & Luque, 2006)

La infección más común en la Unidad de Cuidados Intensivos, es la de tipo respiratorio,

se ha observado que el 41,7% de los pacientes que son ingresados en este servicio pueden

desarrollar este tipo de infección. (Álvarez-Lerma, Álvarez, & Luque, 2006)

En las infecciones respiratorias y sobre todo en la neumonía asociada a ventilación

mecánica (NAVM) el agente causal y la sensibilidad a los antibióticos es muy variada,

difieren entre países, provincias e incluso en los diferentes servicios de un mismo hospital.

(Khanh Nhu, y otros, 2014)

Las infecciones que aparecen en las UCI son causadas por microorganismos

multirresistentes, que aquejan a más del 20% de los pacientes. (Molina, y otros, 2011)

Razón por la cual es importante determinar el microorganismo, pero sobre todo conocer su

patrón de sensibilidad y resistencia, ya que se puede ofrecer una pauta con la finalidad de que

sean utilizados los antimicrobianos más adecuados contribuyendo de cierta manera a la

decisión de los tratantes de la UCI y beneficiando al paciente disminuyendo su exposición a

antibióticos y la reducción de gastos en la adquisición de los mismos.

3

1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA

¿Cuáles son las bacterias que se encuentran en los cultivos de secreciones respiratorias y

su patrón de resistencia antimicrobiana en pacientes sometidos a ventilación mecánica

atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés?

1.3 OBJETIVOS

1.3.1 Objetivo general

- Identificar la frecuencia de las bacterias aisladas y su patrón de resistencia

antimicrobiana en los cultivos de secreciones respiratorias de pacientes sometidos a

ventilación mecánica atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital

General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.

1.3.2 Objetivos específicos

Definir la frecuencia de los pacientes con cultivos positivos de secreciones

respiratorias, sometidos a ventilación mecánica que fueron atendidos en la Unidad de

Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.

Distribuir según edad, sexo y procedencia a los pacientes con cultivos respiratorios

positivos que fueron atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital


Determinar la frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los

pacientes sometidos a ventilación mecánica que fueron atendidos en la Unidad de

Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.

Establecer el tipo de muestras respiratorias en las que se identificó la presencia

bacteriana en los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital


4

Detallar las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones respiratorias

de los pacientes sometidos a ventilación mecánica que fueron atendidos en la Unidad

de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013acorde a su

frecuencia.

Identificar el patrón de resistencia a los distintos antibióticos de las bacterias con

mayor frecuencia identificadas en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad

de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.

1.4 JUSTIFICACIÓN

Los pacientes que son tratados en las UCI, son especialmente vulnerables a adquirir una

infección o a ser colonizados por microorganismos que presentan multirresistencia. (Panizo,

Reviakina, Dolande, & Selgrad, 2009)

La aparición de la resistencia bacteriana está relacionada en gran parte, al

desconocimiento sobre el patrón de susceptibilidad de los diferentes microorganismos o a la

utilización generalizada de antibióticos en pacientes tratados en la UCI. (Pemán, Aspectos

epidemiológicos de las micosis en el paciente crítico, 2008)

La infección por microorganismos multirresistentes a su vez provoca, un retardo en la

utilización de tratamiento antibiótico adecuado y como consecuencia se produce un aumento

del tiempo de estancia hospitalaria, lo que contribuye al incremento de la mortalidad del

paciente y por ende aumentar los costos. El acrecentamiento en la tasa de mortalidad es

proporcional con el incremento en la multirresistencia; esta última está relacionada con la

utilización de terapia antibiótica empírica errónea. (Perlroth, Choi, & Spellberg, 2007)

La identificación de los gérmenes más frecuentes causales de las infecciones respiratorias,

su patrón de sensibilidad y resistencia y la cesación de la terapia empírica; son componentes

decisivos para el éxito del tratamiento, asociado además, al entendimiento de los factores de

5

riesgo que puede facilitar el desarrollo de la infecciones, puede servir como una de las

estrategias más adecuadas para disminuir la morbilidad y mortalidad por infección

nosocomial.

En el Hospital General Dr. Enrique Garcés no se ha encontrado publicaciones sobre la

frecuencia de bacterias halladas en pacientes con infecciones asociadas a ventilación

mecánica, por lo cual la presente investigación se realizó con el propósito de contribuir con

datos fidedignos de microorganismos presentes en las infecciones de pacientes atendidos en

la UCI sometidos a ventilación mecánica con la finalidad de que se pueda mejorar el

tratamiento y administración de antibióticos.

6

CAPITULO II

ANTECEDENTES

La Universidad Central realiza la primera investigación en Ecuador, en los servicios de

cuidados intensivos de 3 hospitales ubicados en la ciudad de Quito, con la finalidad de

identificar la frecuencia de infecciones nosocomiales (I.N.). (Ruano, Maldonado, & Salazar,

2004)

En el proyecto "Infecciones nosocomiales”, se toman en cuenta los datos hallados de

pacientes que fueron atendidos en las unidades de cuidado intensivo de los hospitales: Dr.

Enrique Garcés, Carlos Andrade Marín y Quito Número 1 de la Policía Nacional. (Ruano,

Maldonado, & Salazar, 2004)

El aumento de la morbimortalidad hospitalaria se encuentra íntimamente relacionado con

las I.N. lo que a su vez genera un acrecentamiento en los costos económicos. (Wenzel, 2007)

Debido a que, en las unidades de cuidado intensivo la gravedad en la condición clínica del

paciente, los procedimientos invasivos y cirugías previas, son muy frecuentes, es más alto el

riesgo de desarrollar una infección nosocomial, ya que estos factores favorecen en su

aparición. (Craven, Chroneou, Zias, & Hjalmarson, 2011)

En pacientes sometidos a ventilación mecánica invasiva, específicamente aquellos en los

que se hace uso del tubo orotraqueal, existe mayor colonización en la orfaringe lo cual

provoca per se un aumento en el peligro de infección. (Craven, Chroneou, Zias, &

Hjalmarson, 2011)

En la realización de esta investigación se ha observado que en la Unidad de Cuidados

Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés es más frecuente la utilización de

ventilación mecánica invasiva (VMI) frente a la no invasiva (VMNI), acompañado de la

utilización de material que ha sido reesterilizado a través de gas que es exclusivo para los

materiales que son utilizados en VMI, situación que se produce debido a la falta de recursos

7

económicos, y aunque no se ha encontrado evidencia de que dicho factor por sí mismo

aumente el peligro de adquirir una IN supone mayor riesgo de contaminación.

8

MARCO TEÓRICO

2.1 EPIDEMIOLOGÍA

En estudios realizados en Ecuador se han reportado los gérmenes más frecuentes

relacionados con infección respiratoria en pacientes sometidos a ventilación mecánica

atendidos en la UCI.

En una investigación realizada en la UCI del Hospital Teodoro Maldonado Carbo de la

ciudad de Guayaquil en el año 2011, se identificaron como bacterias con mayor frecuencia

como causales de infección a Klebsiella pneumoniae con 31%, seguida por Acinetobacter

baumannii/haemolyticus con 16%, Escherichia coli con 11%. (Guillén, Huacón, Sánchez,

Tettamanti, & Rodríguez, 2011)

En el año 2012 en un estudio similar realizado en la UCI del Hospital José Carrasco

Arteaga del IESS de la ciudad de Cuenca, identificaron como agente más frecuente de

infección respiratoria asociada a ventilación mecánica a S. aureus con 57,9%, P. aeruginosa

15,8%, especies de Enterobacter 5,3% (Morocho & Ortiz, 2012).

2.2 FLORA BACTERIANA EN LAS VÍAS RESPIRATORIAS

El ser humano está colonizado por numerosos y diversos microorganismos. (Murray,

Rosenthal, & Pfaüer, 2009)

Factores varios como la edad, dieta, estado de salud y hormonal además de la higiene

personal influyen en la presencia de flora bacteriana en la superficie y en el interior del

organismo. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)

La armonía existente entre el sujeto y los microorganismos que residen en el interior de su

organismo, se ve afectada por los cambios en el estado de salud, así como también la

hospitalización de la persona produce que bacilos gramnegativos como Klebsiella,

9

Pseudomonas, reemplacen la flora residente de la bucofarínge originando la aparición de

neumonía. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)

2.2.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias

Se refiere a las bacterias que se encuentran en personas sanas habitando sus mucosas y

piel. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)

Estos microorganismos han sido clasificados en dos grupos:

- Flora residente, son microorganismos que permanecen de manera relativamente fija

en alguna región que, al alterarse espontáneamente se restablecen per se. (Brooks, Carroll,

Butel, & Morse, 2008)

En ciertas regiones, la flora residente desempeña un papel fundamental en la

conservación de la salud y funcionamiento normal del organismo. (Brooks, Carroll, Butel,

& Morse, 2008)

- Flora transitoria, conformada por microorganismos considerados potencialmente

patógenos o no patógenos, que están presentes en mucosas y piel. (Brooks, Carroll, Butel,

& Morse, 2008)

Las funciones normales del organismo no se ven afectadas por los microorganismos que

colonizan al sujeto durante un corto periodo de tiempo, horas o días. El desarrollo de la

enfermedad se produce cuando el equilibrio entre el microorganismo y el ser humano se

altera causando patologías. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)

2.2.1.1 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias superiores

Numerosos microorganismos se encuentra colonizando las vías respiratorias altas (nariz,

garganta, orofaringe y nasofaringe), se conoce que por cada bacteria aerobia hay de 10 a 100

bacterias anaerobias. Peptostreptococcus, Veillonella, Actinomyces y Fusobacterium, son las

bacterias anaerobias que se encuentran con mayor frecuencia.

10

Los géneros Streptococcus, Haemophilus y Neisseria constan entre las bacterias aerobias más

halladas.

(Murray, Rosenthal, & Pfaüer, 2009)

Flora normal de las vías respiratorias altas

Nariz Staphylococcus epidermidis,

Staphylococcus aureus

Streptococcus pneumoniae,

Streptococcus pyogenes

Boca Especies de Candida

especialmente albicans.

Tejido amigdalino Actinomyces

Faringe

Streptococcus no hemolíticos

y α hemolíticos

Neisseria meningitidis

Fuentes: (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)


En las vías respiratorias altas aparecen también microorganismos que son potencialmente

patógenos, como: Haemophilus influenzae, Enterobacterias y Moraxella catarrhalis.


2.2.1.2 Flora bacteriana normal de las vías respiratorias inferiores

La laringe, tráquea, bronquíolos y vías respiratorias bajas generalmente son estériles, pero

a través de secreciones provenientes de las vías respiratorias altas pueden ser colonizadas

transitoriamente, las enfermedades agudas que aparecen en esta región por “regla general” se

deben a bacterias, Streptococcus pneumoniae, Staphylococcus aureus, Klebsiella,

consideradas como bacterias orales con mayor virulencia. (Murray, Rosenthal, & Pfaüer,

2009)

Peptostreptococcus, cocos anaerobios relacionados y bacilos anaerobios gramnegativos

pueden originar una enfermedad polimicrobiana cuando hay aspiración crónica. (Murray,

Rosenthal, & Pfaüer, 2009)

11

2.2.2 Flora bacteriana patógena de las vías respiratorias

Identificar el agente causal de las infecciones de las vías respiratorias superiores conlleva

dificultad ya que las personas sanas, en su flora bacteriana presentan la mayoría de

patógenos, por ejemplo el Streptococcus pyogenes se encuentra en la garganta, aunque en

pequeñas cantidades de individuos asintomáticos. (Koneman, y otros, 2006)

Microorganismos patógenos en las Vías Respiratorias

Ubicación Bacterias

Vías

respiratorias

superiores

Senos

paranasales

Bacteroides y otros anaerobios

Especies de Klebsiella y otras

Enterobacterias


Streptococcus pneumoniae

Streptococcus β hemolítico del grupo A

Haemophilus influenzae

Garganta y

faringe

Bordetella pertussis

Corynebacterium diphtheriae

Streptococcus β hemolítico del grupo A

Neisseria gonorrhoeae

Vías

respiratorias

inferiores

Pulmones y

bronquios

Estreptococo pneumoniae

Haemophilus influenzae


Klebsiella pneumoniae y otras

Enterobacterias

Moraxella catarrhalis

Especies de Legionella

Especies de Mycobacterium,

Fusobacteriumnucleatum,

Prevotellamelaninogenica y otros

anaerobios

Especies de Bordetella

Fuente (Koneman, y otros, 2006)

2.3 GENERALIDADES DE LA VENTILACIÓN MECÁNICA

Ventilación mecánica (VM), es todo procedimiento en el cual un aparato mecánico,

respirador, produce respiración artificial y sustituye la función respiratoria. (Villalba, Alonso,

& Alegre, 2014)

12

El respirador es empleado para sustituir la función de los músculos del diafragma y pared

torácica produciendo presión positiva, supliendo la fase activa del ciclo respiratorio durante

la inspiración; mientras que la fase pasiva, la espiración se produce por la retracción de la

pared torácica. (Obando, 2012)

La VM es utilizada para dar soporte vital, cuando la función respiratoria se ha visto

deteriorada por causas intra o extra pulmonares. De manera ocasional es requerida su

aplicación en el área de urgencias, pero es más recomendable que sea colocado en la UCI

(Urrutia & Cristancho, 2006)

En la VM se utilizan ventiladores que son capaces de proveer las necesidades en el

proceso respiratorio que varía mucho en los sujetos críticos. (Celis & Guerrero, 2009)

2.3.1 Ventilación mecánica no invasiva

La ventilación mecánica no invasiva (VMNI) mediante una mascarilla insufla el oxígeno.

Actúa mejorando la fatiga muscular respiratoria y disnea, disminuye la morbimortalidad,

estancia hospitalaria del sujeto, los costos económicos y otras dificultades que pueden

acompañar a la VM (Martinez, Alonso, & Calpe, 2014)

Las fugas de oxigeno podrían suponer un fracaso que puede presentarse en la VMNI, estas

en su mayoría se presentan a nivel de la premascarilla (Martinez, Alonso, & Calpe, 2014)

2.3.2 Ventilación mecánica invasiva

Es una técnica que sirve como una medida de soporte que emplea un respirador el cual

sustituirá de manera parcial o total la función respiratoria de un sujeto. (Jimenez, 2004)

Factores como la capacidad vital disminuida, trabajo respiratorio aumentado, alteraciones

en el estado mental, fatiga general del sujeto, agotamiento de la musculatura inspiratoria,

entre otros, son decisivos al momento de intubar al paciente. (Villalba, Alonso, & Alegre,

2014)

13

Tubo endotraqueal

En el ambiente pre hospitalario y hospitalario para asegurar el funcionamiento adecuado

de la vía aérea del paciente critico se recurre a la utilización de intubación endotraqueal.

(Sati, 2009)

La utilización del tubo endotraqueal en la VMI aumenta el riesgo de aspiración de los

patógenos intrahospitalarios (provenientes de alrededor del manguito y orofaringe) además

provoca inflamación, traumatismos locales y reduce las defensas naturales del paciente, se ha

evidenciado también la colonización bacteriana en un gran número de tubos endotraqueales o

que estos actúen como reservorio de patógenos causales de NAV (Liberati, D'Amico, Pifferi,

Torri, & Brazzi, 2005)

2.4 INFECCIONES EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS ASOCIADAS A

VENTILACIÓN MECÁNICA

El cuadro infeccioso que se desarrolla con mayor frecuencia en el paciente crítico son las

infecciones respiratorias. El 41,7 % de los pacientes que ingresan en la UCI pueden presentar

este tipo de infección desde el momento de ingreso en este servicio. (Munive, Arango, Tovar,

Cabrera, & Cortés, 2013)

Sistemas de monitorización, nebulizadores y ventiladores mecánicos son dispositivos que

están relacionados a la mayor parte de las infecciones que se manifiestan en las unidades de

cuidado intensivo debido a que pueden actuar como reservorios de agentes patógenos,

favorecen a la transmisión cruzada de infecciones y además alteran las barreras de defensa

natural del organismo en los sujetos. Dichas infecciones también son relacionadas a la

incorrecta aplicación de las técnicas de higiene básicas en la manipulación de los pacientes. (

Álvarez-Lerma, Palomar, Olaechea, Otal, Insausti, & Cerdá, 2002)

14

Una de las causas más frecuentes de infección nosocomial, es la que está relacionada a la

ventilación mecánica en la UCI, sobre todo la neumonía. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera,

& Cortés, 2013)

En los pacientes ventilados la placa dental cambia y es sustituida por microorganismos

que son potencialmente patógenos para las vías respiratorias como: Staphylococcus aureus,

especies de Enterococcus, Pseudomonas aeruginosa y Klebsiella pneumoniae, entre otros. A

demás de la colonización propia del hospedero en la orofaringe, lo cual puede desencadenar

infección, sobre todo de neumonías. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

2.5 PRINCIPALES BACTERIAS EN LA UNIDAD DE CUIDADOS INTENSIVOS

En la Unidad de Cuidados Intensivos, que representa aproximadamente el 10% de las

camas en los hospitales, ocurren alrededor de la cuarta parte de una de las complicaciones

más comunes, que son las infecciones nosocomiales (IN), que se suscitan como consecuencia

del cuidado de los pacientes. (Lisboa & Rello, 2008)

Pseudomonas aeruginosa y Staphylococcus aureus son considerados como los agentes

causales de infección en el paciente crítico, aunque la prevalecía de estos varía de acuerdo al

sitio de infección. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

Se ha observado en la UCI otros agentes, Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli,

Acinetobacter baumannii, Enterobacter cloacae, Serratia marcescens, como aislados en

muestras respiratorias como: secreciones traqueobronquiales, lavados broncoalveolares y

esputos. (Brochero, 2010)

2.5.1 Klebsiella pneumoniae

Una de las características de las bacterias pertenecientes al género Klebsiella, es la

presencia de una capsula de polisacáridos y ausencia de motilidad, razón por la cual en los

15

cultivos sus colonias se observan de aspecto mucoide y brillante. (Ahmad, James, & Drew,

2011)

En la superficie de Klebsiella, están presentes diversos tipos de pilosidades lo cual

probablemente favorezca la adherencia de la bacteria al epitelio urinario y respiratorio.

(Ahmad, James, & Drew, 2011)

Klebsiella, comparada con otras enterobacterias, es una de las que presenta mayor

resistencia a los antibióticos. Es resistente naturalmente a Ampicilina. (Ahmad, James, &

Drew, 2011)

La resistencia de K. pneumoniae a los antibióticos está dada principalmente a través de la

producción de enzimas betalactamasas de espectro extendido (ESBL). (De la Parte, Brito,

Guzmán, & Carmona, 2001)

Klebsiella pneumoniae (K. pneumoniae) es el agente causal más común de neumonía

lobular clásica, que puede ser originada también por otras bacterias encapsuladas. (Ahmad,

James, & Drew, 2011)

2.5.2 Pseudomonas aeruginosa

Dotados de motilidad y aerobios, algunos originan pigmentos, son bacilos gramnegativos

que se encuentran ampliamente distribuidos en animales, plantas, agua y suelo. (Brooks,

Carroll, Butel, & Morse, 2008)

Ampliamente distribuida en la naturaleza, Pseudomonas aeruginosa (P. aeruginosa), se

encuentra también en los hospitales, especialmente en lugares dentro de estos donde haya

gran humedad. En sujetos normales se la podría hallar como saprófito, pero es causante de

enfermedad cuando el individuo tiene alteradas sus defensas naturales. (Brooks, Carroll,

Butel, & Morse, 2008).Se ha evidenciado también que esta bacteria presenta una alta

16

resistencia a los antibióticos: como la cefalotina, penicilina, ampicilina, cloranfenicol,

sulfonamidas, tetraciclina, kanamicina y estreptomicina. (Ahmad, James, & Drew, 2011)

2.5.3 Acinetobacter baumannii

Formando parte del género Acinetobacter, se encuentran bacterias cocobacilares

gramnegativas que pueden ser confundidas con Neisserias al ser observadas con la tinción de

Gram y que además presentan características de crecimiento y morfología bastante parecidas

a las enterobacterias. Acinetobacter presenta como característica más representativa su

incapacidad de fermentar carbohidratos y reducir nitratos. (Ahmad, James, & Drew, 2011)

Su presencia en las muestras clínicas no determina infección ya que se encuentra

colonizando la piel y aparato respiratorio; además de contaminar: jabones, soluciones

desinfectantes y en general casi cualquier superficie húmeda. (Ahmad, James, & Drew, 2011)

La gran parte de cepas de A. baumannii son generalmente resistentes a los antibióticos,

sobre todo a Penicilinas y cefalosporinas de primera generación además de carbapenémicos

sobre todo las cepas que presentan multirresistencia. (Crespo, 2002)

Por lo cual es complicado controlar las infecciones, sin embargo se ha observado que

responden adecuadamente a amikacina, tobramicina, gentamicina, cefalosporinas más

recientes y penicilinas. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)

2.5.4 Escherichia coli

Pertenece a la familia Enterobacteriaceae, este amplio grupo de bacterias se encuentran

colonizando y formando parte de la flora normal intestinal. Son bacilos gramnegativos,

aeróbicos, fermentadores de carbohidratos, que producen factores de virulencia y presentan

una compleja constitución antigénica. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)

17

E. coli es el microorganismo identificado con mayor frecuencia en los laboratorios

clínicos, y es reconocido como el agente causal de una variedad de infecciones que afectan

casi a la totalidad de tejidos y órganos de los humanos. Este gramnegativo, es el más

relacionado con shock inducido por endotoxinas y sepsis. (Koneman, y otros, 2006)

También es el agente causal de infecciones urinarias, heridas, neumonías nosocomiales en

pacientes inmunodeprimidos y meningitis en recién nacidos. (Koneman, y otros, 2006)

2.5.5 Staphylococcus aureus

El género Staphylococcus está conformado por cocos grampositivos que suelen situarse en

forma de racimos de uvas. El Staphylococcus aureus (S. aureus) mundialmente ha sido

relacionado como agente causal de infecciones purulentas agudas. (Ahmad, James, & Drew,

2011)

Entre el 10 y 30% de la población esta colonizado en la nariz por Staphylococcus aureus,

aunque en el personal de la salud estos porcentajes suelen ser superiores. La diseminación de

esta bacteria se produce cuando son dispersadas hacia la piel y ropa desde la nariz. Puede

ocupar los tejidos más profundamente a través de lesiones cutáneas o traumatismos. (Ahmad,

James, & Drew, 2011)

Pueden presentar resistencia a diversos antibióticos entre los cuales pueden mencionarse:

betalactámicos, nafcilina (oxacilina y meticilina), tetraciclinas, eritromicina y

aminoglucósidos, entre otros. (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)

2.6 DIAGNOSTICO MICROBIOLÓGICO

Las muestras que generalmente son recolectadas y analizadas del tracto respiratorio en los

pacientes críticos para realizar el diagnóstico microbiológico son: secreción nasal, esputo,

secreción traqueal y lavado broncoalveolar.

18

2.6.1 Toma de muestra

Secreción nasal

Sirve para la búsqueda de portadores de Staphylococcus aureus como medida preventiva

en el desarrollo de infección (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

- Materiales

Se requiere un hisopo estéril delgado y flexible y medio de transporte adecuadamente

rotulado. (Zurita, 2004)

- Procedimiento

a. Retirar de las fosas anteriores exudados y secreciones nasales para evitar

contaminaciones con la flora nasal normal.

b. Introducir el hisopo en el orificio nasal hasta alcanzar la nasofaringe.

c. Dejar en este sitio el hisopo de 30 a 60 segundos para que los microorganismos sean

absorbidos.

d. Retirar el hisopo suavemente y colocarlo en un medio de transporte hasta que sea

procesado. (Zurita, 2004)

Esputo

Esta muestra es cultivada principalmente para identificar al microorganismo causal de

neumonía y sobre todo para realizar la búsqueda de Klebsiella pneumoniae, Streptococcus

pneumoniae, Haemophilus influenzae, entre otros. La hora ideal para la recolección de esta

muestra es en la mañana, pero si hay tos productiva, puede ser recogida a cualquier hora del

día. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

- Materiales

Frasco de boca ancha y tapa rosca estéril rotulado con la información del paciente.

(Zurita, 2004)

19

- Procedimiento

a. Previa a la recolección de la muestra debe realizarse un enjuague bucal o un cepillado

dental.

b. Para tomar esta muestra se requiere que el paciente se encuentre alerta, es necesario

indicar que material a obtener debe ser producido por tos profunda o expectoración y

evitar la recolección de saliva, caso contrario la muestra resultaría contaminada con flora

de la boca y sería inadecuada.

c. Para investigaciones bacteriológicas se requiere al menos 1 ml de esputo. Esta muestra

debe ser procesada lo antes posible, no deben transcurrir más de dos horas después de su

obtención. (Zurita, 2004)

Aspirado de secreción traqueal

Esta muestra es requerida cuando: el microorganismo obtenido en el esputo no ha sido

correctamente identificado, la terapia antibiótica administrada para contrarrestar el agente

identificado en el esputo no responde adecuadamente o también cuando el paciente no logra

expectorar. (Zurita, 2004)

La recolección de esta muestra es utilizada en el diagnóstico y tratamiento de neumonía.

(Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

- Materiales

Se necesita: un catéter de polietileno, una jeringuilla de 20 ml.

- Procedimiento

a. Se aspira las secreciones con la jeringa en el catéter

de polietileno.

b. Rotular la muestra con los datos informativos y

colocando también los antibióticos que está recibiendo el paciente.

20

c. Llevar inmediatamente la muestra al Laboratorio de

Microbiología y procesarla. (Zurita, 2004)

2.6.2 Técnica de Procesamiento y Cultivo de la muestra

Secreción nasal

a. Realizar una placa y coloración Gram, observarla en

el microscopio.

b. Sembrar en agar sangre con el asa siguiendo la

técnica cuantitativa.

c. Incubar durante 24 horas a 35°C. (Zurita, 2004)

Esputo

a. Análisis macroscópico, antes de procesar esta

muestra debe corroborarse de que no esté constituida únicamente por saliva.

b. Análisis microscópico, elaborar una placa y

coloración Gram para asegurar la calidad de la muestra, para evitar que esta tenga

contaminación de secreciones orofaríngeas; en esta preparación debe observarse menos

de 10 células epiteliales por campo y más de 25 leucocitos con el lente de 10X.

c. De la parte más purulenta de la muestra se realiza la

siembra en agar sangre de cordero, chocolate y McConkey.

d. Incubar 24 horas a 35 °C, en atmosfera normal el

agar McConkey y con atmosfera de CO2 al 5 % las cajas de agar sangre de cordero y

chocolate. (Zurita, 2004)

Aspirado de secreción traqueal

a. Antes de realizar la dilución proceder a sembrar en

tioglicolato, hacer un frotis y teñirlo con coloración Gram y observar en el microscopio.

21

b. Colocar la muestra en un tubo y agregar el doble de

volumen de Fluimucil al 1% posteriormente agitar en el vortex (solución 1)

c. Sacar 100 ul de la solución 1 y colocar en 9,9 ml de

solución salina estéril, esta es la solución 2.

d. Dispensar 1 ml de solución salina en tres tubos y

numerarlos del 1 al 3.

e. Hacer diluciones seriadas a partir de la solución 2 de

100 ul en los tubos numerados.

f. Sembrar en agar sangre (AS) agar chocolate (ACH)

y agar McConkey (McK) con un asa calibrada de 100 ul con la técnica de agotamiento e

incubar a 35 °C durante 24 horas.

g. Sembrar 100 ul de cada de las diluciones seriadas en

agar chocolate e incubar a 35°C durante 24 horas. (Zurita, 2004)

2.6.3 Identificación bacteriana en el Cultivo

Transcurrido el período de incubación, en las cajas con agar se observa el crecimiento

bacteriano, evidenciando las distintas características de cada microorganismo, razón por la

cual es indispensable llevar a cabo pruebas de identificación. (Munive, Arango, Tovar,

Cabrera, & Cortés, 2013)

El primer paso en la identificación bacteriana es la realización de una coloración de Gram

a partir del cultivo. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

En la observación microscópica con aumento de 100 X usando aceite de inmersión las

bacterias Grampositivas se apreciarán violetas y mediante la realización de algunas pruebas

coagulasa, catalasa, manitol etc., se determina el género y especie.

22

Las bacterias Gramnegativas se observarán de color fucsia y la determinación de géneros

y especies se realiza a través de pruebas bioquímicas como las que están detalladas a

continuación.

Los valores indican el número de aislamientos que fueron positivos a determinadas

pruebas.

Reacciones bioquímicas de algunos bacilos Gramnegativos.

Bacterias

Arg

inin

a

dih

idro

lasa

Cit

rato

de

Sim

mo

ns

Fen

ila

lan

ina

des

am

ina

sa

Hid

róli

sis

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ure

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des

carb

ox

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sa

Mo

tili

da

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a

des

carb

ox

ila

sa

P

rod

ucc

ión

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ind

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Ro

jo d

e m

eti

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Su

lfu

ro d

e

hid

róg

en

o

Vo

ges

–

Pro

sk

au

er

Enterobacter aerogenes 0 95 0 2 98 97 98 0 5 0 98

Escherichia coli 17 1 0 1 90 95 65 98 99 1 0

Klebsiella pneumoniae 0 98 0 95 98 0 0 99 10 0 98

Serratia marcescens 0 98 0 15 99 97 99 1 20 0 98 Fuente: (Brooks, Carroll, Butel, & Morse, 2008)

2.6.4 Antibiograma

En el Laboratorio de Microbiología después de realizar la identificación bacteriana, el

siguiente paso a efectuar es conocer su patrón de susceptibilidad; con la finalidad de eliminar

al agente y brindar al paciente la mejor opción terapéutica. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera,

& Cortés, 2013)

Para realizarlo se expone un inoculo estandarizado de bacterias a distintas concentraciones

de antibacterianos. Existen dos técnicas principalmente para evaluar in vitro el grado de

susceptibilidad de los microorganismos a los antimicrobianos: la difusión que nos brinda

resultados cualitativos y la dilución que otorga en cambio resultados cuantitativos. (Munive,

Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

23

2.6.4.1 Ejecución del Antibiograma por el Método de difusión de Disco en Agar (Baüer y

Kirby)

Fundamento

El método de difusión de disco fue estandarizado por Baüer y colaboradores en 1966,

donde se estableció los halos de inhibición que están relacionados con la CIM, esta técnica es

recomendada por la Food and Drug Administration (FDA) y el Clinical and Laboratory

Standards Institute (CLSI). (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)

Este método se realiza sobre una superficie de agar, en donde se enfrenta un inoculo

bacteriano a un disco de papel filtro que contiene antibiótico impregnado; lo cual forma un

halo de inhibición. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)

Materiales

- Pinza metálica.

- Asa de inoculación.

- Tubos.

- Hisopos estériles.

- Estufa.

- Medio de cultivo: el que más comúnmente se emplea para la realización del

antibiograma es Müeller Hinton (MH), ya que consiente el desarrollo de casi todo tipo de

bacterias. El pH del medio debe estar entre 7,2 y 7,4 y el grosor, entre 4 y 6 mm. Cuando

las características bacterianas lo requieren este medio de cultivo es suplementado con

sangre desfibrinada de cordero al 5%. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)

El volumen del medio Müeller Hinton que debe estar contenido en la caja Petri es de 25 a

30 ml. (Pabón, 2009)

24

- Discos antibacterianos, contienen una concentración preestablecida y deben ser

conservados libres de humedad y a una temperatura de 4°C. (Bonilla, Perozo, &

Castellano, 2012)

- Inóculo bacteriano, debe alcanzar una turbidez similar al 0,5 de la escala McFarland,

que representa aproximadamente 1,5x108 UFC/mL. (Bonilla, Perozo, & Castellano,

2012)

Procedimiento

- Sacar de refrigeración los viales de los discos y las cajas de Müeller Hinton y

mantenerlos a temperatura ambiente.

- Preparación del inoculo, se toman de 3 a 5 colonias del cultivo original y se introducen

con un hisopo de algodón estéril o con un asa recta en 5 ml de caldo Tripticase soja o

solución salina estéril contenido en un tubo. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)

(Pabón, 2009)

- Antes de que hayan transcurrido 15 minutos de la preparación del inoculo, se debe

sembrar en la placa Petri. Introducir un hisopo estéril en la suspensión y presionar en las

paredes del tubo para eliminar el exceso. Inocular en tres direcciones, rotando la caja Petri

para lograr una uniforme distribución. Dejar reposar hasta 15 minutos para que el inoculo

se absorba. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)

- Colocar los discos antibacterianos con una pinza metálica sobre la superficie del agar,

con una distancia de 24 mm de distancia tomada de centro a centro de estos. Ejercer una

leve presión sobre los discos para evitar que se muevan de su lugar. (Bonilla, Perozo, &

Castellano, 2012)

25

En las placas de 100 mm no colocar más de 7 discos y en las de 150 mm no más de 12

para evitar que los halos de inhibición se superpongan. (Pabón, 2009)

- Las placas deben ser incubadas invertidas (boca abajo) durante 18 – 24 horas a 35°C

en condiciones aérobicas. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)

- Para efectuar la lectura de los halos de inhibición se necesita una superficie oscura,

sobre la cual se coloca la placa Petri y se mide los halos de inhibición con una regla

milimetrada. (Bonilla, Perozo, & Castellano, 2012)

- La interpretación de resultados debe llevarse a cabo bajo las categorías sensible,

intermedio y resistente según los halos propuestos por el CLSI

2.6.4.2 Método Automatizado de Identificación Bacteriana y Lectura del Antibiograma

Para efectuar la identificación bacteriana y probar su susceptibilidad a antimicrobianos, se

requiere un equipo que efectúe la lectura y paneles que contienen pruebas bioquímicas. Estas

pruebas han sido desarrolladas para determinar la ausencia o presencia de una específica

actividad enzimática o vía metabólica y el crecimiento a una temperatura y en presencia de

inhibidores determinados. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

Uno de los equipos que se utilizan para la realización del método automatizado es el

Vitek, este sirve para efectuar la identificación bacteriana y también para llevar a cabo el

antibiograma usando tarjetas o paneles, está constituido por: un inoculador/sellador, una

incubadora/lector, una computadora y una impresora. (Diagnostics, 2015)

La inoculación de las tarjetas se realiza en pocos minutos a través del inoculador/sellador.

La incubación y lectura de las tarjetas o paneles son realizadas simultáneamente por medio de

la incubadora/lector. El control de los procedimientos en curso, almacenamiento de

información e interpretación de resultados, se realizan en la computadora de Vitek.

Finalmente estos son impresos. (Diagnostics, 2015)

26

2.6.4.3 Antibacterianos y puntos de corte según CLSI para interpretación del

Antibiograma

Al ser testados los antibacterianos en las bacterias que se identificaron con mayor

frecuencia en la UCI, tuvieron los siguientes puntos de corte tanto del método de difusión

como la interpretación de la CIM que fueron tomados del CLSI año 2013.

Ilustración 1. Antibióticos para Enterobacterias aisladas en infecciones nosocomiales

ANTIBIÓTICO

MÉTODO DE DIFUSIÓN (halo en

mm)

INTERPRETACIÓN DE LA CIM

(ug/ml)

S I R S I R

Ampicilina >= 17 13-16 <=13 <=8 16 >=32

Cefazolina >=23 20-22 <= 19 >=2 4 >=8

Gentamicina >=15 13-14 <=12 <=4 8 >=6

Amikacina >=17 15-16 <=14 <=16 32 >=64

Cefotaxima >=26 23-25 <=22 <=1 2 >=4

Ceftazidima >=21 18-20 <=17 <=4 8 >=16

Cefoxitina >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32

Cefepima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32

Aztreonam >=21 18-20 <=17 <=4 8 >=16

Trimetoprima/ Sulfametoxazol

>=16 11-15 <=10 <=2/32 - >=4/76

Meropenem >=23 20-22 <= 19 <=1 2 >=4

Imipenem >=23 20-22 <= 19 <=1 2 >=4

Ertapenem >=22 19-21 <=18 <=0,5 1 >=2

Ciprofloxacino >=31 21-30 <=20 <=1 2 >=4

S= sensible I= intermedio R= resistente

Fuentes: (Delgado & Valderrama, 2012)

(Cockerill, Patel, Alder, Bradford, Dudley, & Eliopoulos, 2013)

Antibióticos para antibiograma de P. aeruginosa

ANTIBIÓTICO MÉTODO DE INTERPRETACIÓN DE

27

DIFUSIÓN (halo en mm)

LA CIM (ug/ml)

S I R S I R

Piperacilina -/Tazobactam

>=21 15-20 <=14 <=16/4 32/4 -64/4

>=128/4

Gentamicina >=15 13-14 <=12 <=2 4 >=8

Amikacina >=17 15-16 <=14 <=16 32 >=64

Ceftazidima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32

Cefepima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32

Aztreonam >=22 16-21 <=15 <=8 16 >=32

Meropenem >=19 16-18 <=15 <=8 16 >=32

Imipenem >=19 16-18 <=15 <=8 16 >=32

Colistin >=11 - <=10 <=2 4 >=8

Ciprofloxacino >=21 16-20 <=15 <=1 2 >=4




Antibióticos para el antibiograma de Acinetobacter spp.

ANTIBIÓTICO

MÉTODO DE DIFUSIÓN(halo en

mm)

INTERPRETACIÓN DE LA CIM

(ug/ml)

S I R S I R

Gentamicina >=15 13-14 <=12 <=4 8 >=16

Amikacina >=17 15-16 <=14 <=16 32 >=64

Ampicilina/ Sulbactam >=15 12-14 <=11 <=8/4 16-8 >=32/16

Ceftazidima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32

Cefepima >=18 15-17 <=14 <=8 16 >=32

Piperacilina -/Tazobactam >=21 18-20 <=17 <=16/4 32/4 >=128/4

Trimetoprima/ Sulfametoxazol

>=16 11-15 <=10 <=2/38 - >=4/76

Meropenem >=16 14-15 <=13 <=4 8 >=16

Imipenem >=16 14-15 <=13 <=4 8 >=16

Colistin - - - <=2 - >=4

Ciprofloxacino >=21 16-20 <=15 <=1 2 >=4




28

2.7 RESISTENCIA BACTERIANA

Resistencia, es la facultad que presentan las bacterias para evadir la actividad de los

antimicrobianos. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013) Se conoce que una

bacteria es sensible a un antimicrobiano, cuando la concentración del mismo en el sitio de

infección es 4 veces superior a la concentración inhibitoria mínima (C.I.M.), y por lo tanto

una concentración menor a la mencionada convierte a la bacteria en resistente a ese

antibiótico. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

La resistencia bacteriana es un fenómeno, que puede estar relacionado con un componente

adquirido, o con un factor genético intrínseco, que puede manifestarse a través de

mecanismos bioquímicos. (Pemán, Aspectos epidemiológicos de las micosis en el paciente

crítico, 2008). Esta es un problema en aumento, que tiene importancia también en los

aspectos económicos y sociales, los cuales están asociados a la elevación de morbimortalidad,

incremento en el costo del tratamiento y de las estadías hospitalarias. (Pemán, Luque, Nieto,

Pozo, Solé, & Zaragoza, 2011)

El elevado consumo de antimicrobianos en las unidades de cuidado intensivo, además de

generar altos costos económicos, significa un permanente peligro de elección e inducción de

resistencia microbiana. (Brochero, 2010)

2.7.1 Factores de la Resistencia Bacteriana

Son algunos los componentes que influyen en la aparición de la resistencia a los

antibióticos, entre los que se incluyen:

Elementos externos como: sitio de infección, dosis del antimicrobiano, vías de

administración del antibiótico, etc. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

29

Elementos propios del paciente: tolerancia o ausencia de esta a un grupo específico de

antimicrobianos, estado nutricional, las enfermedades que padezca, entre otros. (Munive,


2.7.2 Tipos de resistencia antimicrobiana

Hay dos tipos de resistencia:

Natural: se refiere a la resistencia propia que presenta la bacteria, esto quiere decir que

todas las bacterias que pertenecen a una determinada especie son resistentes a un grupo de

antibióticos en concreto, sin haber estado en contacto con estos, lo cual les otorga una

ventaja evolutiva. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

Adquirida: este tipo de resistencia se produce cuando: el ADN bacteriano ha sufrido

mutaciones o por incorporaciones de componentes genéticos de otras bacterias. (Munive,


2.7.3 Mecanismos de resistencia antimicrobiana

- Impermeabilidad

Dos mecanismos como: expulsión activa del antibiótico y la disminución de la

permeabilidad dificultan la acción del antibiótico en su sitio diana.

- Inactivación del antibiótico

Este mecanismo de inactivación se produce por enzimas que se encargan de modificar o

hidrolizar la estructura molecular del antimicrobiano.

- Alteración del sitio diana o blanco

Las bacterias son capaces de modificar lugares específicos de su estructura celular con la

finalidad de impedir que el antibiótico actúe. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés,

2013)

31

2.8 VARIABLES

Bacterias

Resistencia bacteriana

Ventilación mecánica

Pacientes con cultivos

respiratorios positivos

Edad

Sexo

VARIABLE INDEPENDIENTE VARIABLE DEPENDIENTE

VARIABLES INTERVINIENTES

32

2.9 OPERACIONALIZACIÓN DE LAS VARIABLES

VARIABLES DEFINICIÓN CONCEPTUAL

DEFINICIÓN OPERACIONAL

TÉCNICAS MATERIALES E INSTRUMENTOS

INDEPENDIENTE

Bacterias

Microorganismos

procariotas que

presentan un tamaño

de unos pocos

micrómetros y

diversas formas, su

pared celular está

formada por

peptidoglucano.

- Tinción Gram

- Cultivo de la

muestra

-Pruebas de

identificación de

género y especie.

-Realizar una placa y coloración

Gram.

-Sembrar la muestra en los

diferentes medios de cultivo.

-Identificación de género y especie:

Bacterias grampositivas:

realización de algunas pruebas

como coagulasa, catalasa, manitol

etc.

Bacterias gramnegativas: se

realiza a través de pruebas

bioquímicas

Colorantes de la

tinción Gram, medios

de cultivo, asas

microbiológicas,

mechero, plasma,

peróxido de hidrógeno,

medios de

identificación

bioquímica.

INDEPENDIENTE

Resistencia

bacteriana

Resistencia, es la

facultad que

presentan las

bacterias para evadir

la actividad de los

antimicrobianos.

-Prueba de

susceptibilidad a

antimicrobianos por

el método de

difusión y por CIM.

-Realización de antibiograma por el

método de Difusión de disco en

agar.

-Antibiograma automatizado en el

equipo Vitek.

Discos antibacterianos,

inoculo, pinza metálica,

asa de inoculación.,

tubos, hisopos

estériles, estufa, medio

de cultivo, tarjetas o

paneles y equipo Vitek.

33

INDEPENDIENTE

Ventilación

mecánica.

Procedimiento en el

cual un aparato

mecánico,

respirador, produce

respiración artificial y

sustituye la función

respiratoria.

Utilización de

soporte ventilatorio

Aplicación de tipos de ventilación

mecánica según el estado y

requerimientos del paciente.

Hoja de recolección de datos, fundamentada en información obtenida de las historias clínicas y epicrisis de los pacientes.

DEPENDIENTE

Pacientes con

cultivos

respiratorios

positivos

Pacientes en los

cuales los cultivos

que se les realizaron

se ha identificado la

presencia y

crecimiento de

bacterias

-Cultivos con

crecimiento

bacteriano.

- Realizar la siembra de la muestra

en las cajas con distintos agares.

- Incubar durante 48 horas a 35°C

con las cajas invertidas (boca

abajo).

- Leer e interpretar los resultados.

Cajas con agares, asa

microbiológica,

mechero, estufa.

INTERVINIENTE

Edad

Cantidad de años

que un ser viviente

ha vivido desde su

nacimiento.

Grupo etario.

- Determinación del grupo de edad:

Adolescencia 13 - 18 años

Adulto joven 19 - 40 años

Adulto medio 41 - 65 años

Tercera edad > 65 años

Hoja de recolección de datos, fundamentada en información obtenida de las historias clínicas de los pacientes.

INTERVINIENTE

Sexo

Condición orgánica

masculina o

femenina de las

personas.

Femenino

Masculino

- Identificación del sexo

Femenino

Masculino

Hoja de recolección de datos, fundamentada en información obtenida de las historias clínicas de los pacientes.

34

CAPITULO III

METODOLOGÍA

3.1 TIPO DE ESTUDIO

El nivel del estudio es descriptivo, y se trabajó con datos recolectados sobre los pacientes

que fueron atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos, información que fue

complementada con la revisión de libros, artículos, revistas científicas y sitios web.

3.2 TÉCNICAS E INSTRUMENTOS DE INVESTIGACIÓN

Los datos recolectados se registraron en una hoja de Excel 2010 (Microsoft, EUA)

diseñada para el efecto, que incluye como principales parámetros: número de aislamiento,

historia clínica, procedencia, microorganismo asilado y reporte manual y del equipo Vitek del

antibiograma; además se complementa con los datos de la historia clínica y epicrisis de cada

paciente, con esta información se elaboró una tabla de datos que fue importada al programa

SPSS versión 20 donde se efectuó el análisis estadístico.

Los resultados han sido interpretados mediante la elaboración de tablas y gráficos. Los

estadísticos aplicados fueron cálculos porcentuales de frecuencia.

3.3 UNIVERSO Y MUESTRA

3.3.1 Universo

El universo de la presente investigación estuvo constituido por todas las muestras

respiratorias provenientes de los pacientes sometidos a ventilación mecánica que fueron

atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés en

el periodo enero 2013 – diciembre 2013.

35

3.3.2 Muestra

Constituida por 43 pacientes ventilados de UCI que tuvieron 72 cultivos positivos.

3.3.2.1 Criterios de inclusión

- Todos los especímenes respiratorios provenientes de los pacientes atendidos en la UCI

con ventilación.

3.3.2.2 Criterios de exclusión

Muestras respiratorias de pacientes atendidos en UCI que no hayan sido sometidos a

ventilación mecánica.

3.3.3 Ética

Se seleccionó el título y se elaboró un protocolo previo que contenía los requerimientos

establecidos por el HEG, el mismo que fue entregado el 17 de octubre de 2014, después de la

designación de uno de los profesionales de esta casa de salud para la revisión del el

protocolo, este fue aprobado por el Comité de Docencia e Investigación del Hospital Dr.

Enrique Garcés el 5 de noviembre de 2014, lo que permitió el desarrollo de este estudio.

Los nombres de los pacientes fueron encriptados para el análisis de las bases y la

información obtenida ha sido manejada con absoluta prudencia y únicamente con fines

académicos

Las copias de los oficios realizados para obtener la aprobación del título y desarrollo de

este trabajo constan en los anexos.

36

CAPÍTULO IV

RESULTADOS Y ANÁLISIS

Durante el año 2013 en la UCI del HEG 296 pacientes fueron sometidos a ventilación

mecánica, y de estos, solo 43 pacientes tuvieron cultivos respiratorios positivos. Por tanto los

resultados obtenidos fueron:

Tabla 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en

muestras de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés.

Año 2013.

RESULTADO N° DE PACIENTES PORCENTAJE

Pacientes con cultivos positivos 43 14,53%

Pacientes con cultivos negativos 253 85,47%

TOTAL PACIENTES VENTILADOS

296 100%

Fuente: Formulario de recolección de datos.

Elaboración: Pilar Sisalema y Unidad de Epidemiología HEG. Año 2015.

Gráfico 1. Frecuencia de pacientes con cultivos positivos de secreciones respiratorias en

muestras de pacientes con ventilación mecánica. Hospital General Dr. Enrique Garcés.

Año 2013.



Análisis: De los 296 pacientes ventilados, se detectó una frecuencia de pacientes con

cultivos respiratorios positivos de 14,53%, lo cual revela que 1 de cada 7 pacientes tuvo un

cultivo positivo. (Tabla y Gráfico1)

37

Tabla 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios positivos


Garcés. Año 2013.

EDAD FRECUENCIA PORCENTAJE

Adolescencia 13 - 18 años 1 2%

Adulto joven 19 - 40 años 16 37%

Adulto medio 41 - 65 años 13 30%

Tercera edad > 65 años 13 30%

TOTAL 43 100%



Gráfico 2. Distribución según la edad de los pacientes con cultivos respiratorios

positivos atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.

Enrique Garcés. Año 2013.



Análisis: Para realizar el análisis de la edad se realizó una distribución en los siguientes

grupos etarios: adolescencia 13 - 18 años, adulto joven 19 - 40 años, adulto medio 41 - 65

años y tercera edad > 65 años.

De los 43 pacientes con resultados positivos, hubo un ligero predominio en el grupo de

edad comprendido entre 19 – 40 años, que representaron un poco más de la tercera parte del

total de pacientes. Se observó una frecuencia igual en los grupos de edad de 41 – 65 años y

mayores de 65 años con el 30% (13 pacientes) cada grupo. Y el grupo etario de menor

frecuencia fue el de 15 – 19 años 2%. (Tabla y Gráfico 2)

38

Tabla 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios positivos


Garcés. Año 2013.

SEXO FRECUENCIA PORCENTAJE

Femenino 18 42%

Masculino 25 58%

TOTAL 43 100%



Gráfico 3. Distribución según el sexo de los pacientes con cultivos respiratorios





Análisis: En cuanto al género, se observó un predominio del porcentaje de hombres que

representa a más de la mitad del total de pacientes con cultivos positivos (43), esto podría

estar relacionado a que en la UCI del HEG son atendidos más pacientes del género

masculino. Esto podría además estar asociado a que se considera que los hombres son más

vulnerables al desarrollo de infección respiratoria (neumonía). (Díaz, LLaurado, Rello, &

Restrepo, 2010) (Tabla y Gráfico 3)

39

Tabla 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios



PROCEDENCIA FRECUENCIA PORCENTAJE

HEG Cirugía 5 12%

HEG Emergencia 23 54%

HEG Ginecología 1 2%

HEG Med. Interna 5 12%

Hosp. de Manabí 1 2%

Hosp. de Riobamba 1 2%

Hosp. de Sangolqui 3 7%

Hosp. P. Carollo 1 2%

Clínica Privada 3 7%

TOTAL 40 100% Fuente: Formulario de recolección de datos.


Gráfico 4. Distribución según la procedencia de los pacientes con cultivos respiratorios





Análisis: En estos resultados se observa que el mayor porcentaje de los pacientes con

cultivos respiratorios positivos (43) proceden de servicios de esta misma casa de salud 80%,

de los cuales del servicio de Emergencia fueron el 54%, de otros hospitales venían el 13% y

40

de clínicas privadas el 7%. Por lo cual la mayor parte de las bacterias identificadas son

propias del HEG. (Tabla y Gráfico 4)

Tabla 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes


Garcés. Año 2013.

RESULTADO FRECUENCIA PORCENTAJE

Positivos 72 23,30%

Negativos 180 58,25%

Contaminados 57 18,45%

TOTAL DE CULTIVOS 309 100%



Gráfico 5. Frecuencia de cultivos positivos de secreciones respiratorias de los pacientes


Garcés. Año 2013.



Análisis: Se realizaron en total 309 cultivos de secreciones respiratorias de un total de 296

pacientes ventilados, lo cual revela que algunos pacientes se realizaron más de un cultivo de

secreciones respiratorias.

Del total de cultivos respiratorios provenientes de UCI, los positivos representan casi la

tercera parte, versus los cultivos negativos que presentan a más de la mitad de estos.

Los cultivos contaminados tienen una prevalencia similar a la de los cultivos positivos, lo

cual podría estar relacionado con una mala toma de las muestras produciendo la

contaminación de esta con flora normal del tracto respiratorio, o a su vez puede ser

41

provocada al realizar el transporte de la muestra desde el sitio de recolección hasta su

procesamiento en el Laboratorio de Microbiología. (Zurita, 2004) (Tabla y Gráfico 5)

Tabla 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana en

pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.


MUESTRA FRECUENCIA PORCENTAJE

Secreción nasal 9 12%

Esputo 7 10%

Secreción Traqueal 56 78%

TOTAL 72 100%



Gráfico 6. Tipo de muestras respiratorias en las que se identificó presencia bacteriana

en pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital General Dr.




Análisis: De las 72 muestras respiratorias en las que hubo aislamiento bacteriano, se

determinó que la secreción traqueal fue la más se recolectada 56 muestras (78%), seguido por

el cultivo de secreción nasal con 9 recolecciones (12 %) y finalmente 7 muestras de esputo

(10 %).

La alta frecuencia de cultivos positivos de secreciones traqueales está relacionada con la

técnica que se emplea para su recolección, ya que al ser más prolija presenta menor

42

contaminación, comparada con la muestra de esputo, que puede contener flora normal de las

vías aéreas altas y crear confusiones en el diagnóstico. (Zurita, 2004) (Tabla y Gráfico 6)

Tabla 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones

respiratorias de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del

Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.

BACTERIA IDENTIFICADA FRECUENCIA PORCENTAJE

K. pneumoniae 20 29%

P. aeruginosa 14 19%

A. baumannii 13 18%

E. coli 8 11%

S. aureus 8 11%

S. haemolyticus 3 4%

M. morganii 2 3%

S. marcescens 2 3%

E. aerogenes 1 1%

K. oxytoca 1 1%

TOTAL DE CULTIVOS RESPIRATORIOS POSITIVOS

72 100%



43

Gráfico 7. Frecuencia de las cepas bacterianas aisladas en los cultivos de secreciones

respiratorias de los pacientes atendidos en la Unidad de Cuidados Intensivos del




Análisis: Del total de 72 cultivos de secreciones respiratorias positivos que fueron

realizados a los pacientes de UCI se determinó que la bacteria más prevalente fue Klebsiella

pneumoniae con 20 aislamientos (29%), seguida de Pseudomonas aeruginosa con 14

identificaciones (19%), Acinetobacter baumannii 13 aislamientos (18%), Escherichia coli y

Staphylococcus aureus con 8 identificaciones (11%) cada una y otros microorganismos que

poseen menor prevalencia y que en conjunto representan 9 aislamientos (2%). (Tabla y

Gráfico 7)

44

Tabla 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados

Intensivos del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.

ANTIBIÓTICO INTERPRETACIÓN

SENSIBLE INTERMEDIO RESISTENTE

Nombre Abreviatura Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje

Amikacina AK 9 45% 0 0% 11 55%

Aztreonam ATM 13 65% 0 0% 7 35%

Cefazolina CZ 7 35% 0 0% 13 65%

Cefepima FEP 9 45% 0 0% 11 55%

Cefotaxima CTX 7 35% 0 0% 13 65%

Ceftazidima CAZ 7 35% 2 10% 11 55%

Cefuroxima CXM 7 35% 0 0% 13 65%

Ciprofloxacino CIP 6 30% 2 10% 12 60%

Colistin CT 20 100% 0 0% 0 0%

Ertapenem ETP 9 45% 0 0% 11 55%

Gentamicina GM 7 35% 0 0% 13 65%

Imipenem IPM 9 45% 0 0% 11 55%

Meropenem MEM 9 45% 0 0% 11 55%

Piperacilina/Tazobactam TZP 9 45% 0 0% 11 55%

Polimixina B PB 20 100% 0 0% 0 0%

Tobramicina TM 7 35% 0 0% 13 65%

Trimetoprima/Sulfametoxazol SXT 5 25% 0 0% 15 75%



45

Gráfico 8. Patrón de K. pneumoniae a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados




Análisis: Las cepas de K. pneumoniae aisladas en los cultivos respiratorios presentaron el siguiente patrón: con el 75% de resistencia

Trimetoprima/Sulfametoxazol, los aminoglucósidos aproximadamente la mitad de los aislamientos reportan resistencia a Amikacina (55%) y

Tobramicina (65%), excepto Gentamicina que fue resistente en el 70% de los aislamientos. Las cefalosporinas reportan una resistencia uniforme

comprendida entre 55% - 65%, al igual que los carbapenémicos con porcentajes de resistencia entre 45% - 55%. Ciprofloxacino reporta

resistencia en el 60% de los aislamientos.

Todas las cepas fueron sensibles a Polimixina B y Colistin. (Tabla y Gráfico 8)

46

Tabla 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica de la Unidad de Cuidados







Amikacina AK 11 79% 1 7% 2 14%

Aztreonam ATM 9 64% 1 7% 4 29%

Cefepima FEP 6 43% 4 29% 4 29%



Colistin CT 14 100% 0 0% 0 0%


Imipenem IPM 6 43% 0 0% 8 57%

Meropenem MEM 6 43% 0 0% 8 57%


Polimixina B PB 14 100% 0 0% 0 0%


47

Gráfico 9. Patrón de P. aeruginosa a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica de la Unidad de Cuidados




Análisis: Pseudomonas aeruginosa en este estudio presentó alta resistencia con el 86% de los aislamientos Gentamicina y Tobramicina,

seguido con una resistencia en aproximadamente la mitad de los aislamientos a los carbapenémicos Imipenem y Meropenem con el 57%. P.

aeruginosa mostró gran sensibilidad a Colistin, Polimixina B con el 100% y Amikacina con el 86% susceptibilidad. (Tabla y Gráfico 9)

n= 14 P. aeruginosaaisladas

aisladas

48

Tabla 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados





Amikacina AK 4 31% 4 31% 5 38%

Ampicilina/Sulbactam SAM 0 0% 4 31% 9 69%

Cefepima FEP 0 0% 0 0% 13 100%



Colistin CT 13 100% 0 0% 0 0%


Imipenem IPM 1 8% 1 8% 11 85%



Polimixina B PB 13 100% 0 0% 0 0%




49

Gráfico 10. Patrón de A. baumannii a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados




Análisis: Acinetobacter baumannii evidenció alta resistencia a la mayoría de los antimicrobianos probados en el antibiograma, con un

porcentaje de 100% de resistencia de las cepas a Cefepima, Piperacilina/ Tazobactam y Trimetoprima/ Sulfametoxazol; los aminoglúcidos

Gentamicina y Tobramicina fueron resistentes en el 92% de las cepas, los carbapenémicos Imipenem y Meropenem reportan 85% de resistencia

y la quinolona Ciprofloxacino reportó 77%, Ampicilina/ Sulbactam fue resistente en los dos tercios de las cepas (66%).

Susceptibilidad intermedia de Ceftazidima en el 69% de los aislamientos y sensibilidad del 100% a Colistin y Polimixina B. (Tabla y

Gráfico 10)

50

Tabla 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos del




Nombre Siglas Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje

Amikacina AK 8 100% 0 0% 0 0%

Amoxacilina- Ac.Cla AMC 1 13% 1 13% 6 75%

Ampicilina AM 1 13% 0 0% 7 88%

Ampicilina/Sulbactam SAM 1 13% 3 38% 4 50%

Aztreonam ATM 5 63% 0 0% 3 38%

Cefazolina CZ 3 38% 0 0% 5 63%

Cefepima FEP 8 100% 0 0% 0 0%

Cefotaxima CTX 5 63% 0 0% 3 38%



Colistin CT 8 100% 0 0% 0 0%

Ertapenem ETP 8 100% 0 0% 0 0%


Imipenem IPM 8 100% 0 0% 0 0%



Polimixina B PB 8 100% 0 0% 0 0%





51

Gráfico 11. Patrón de E. coli a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos

del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.



Análisis: E. coli mostró resistencia alta a Ampicilina, Ciprofloxacino y Trimetoprima/ Sulfametoxazol.

Las cepas de E. coli que fueron asiladas durante el periodo de esta investigación presentaron un gran porcentaje de sensibilidad a la mayoría de

antibióticos, con una susceptibilidad del 100% a Amikacina, Cefepima, Colistin, Ertapenem, Imipenem y Polimixina B. (Tabla y Gráfico 11)

52

Tabla 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados Intensivos

del Hospital General Dr. Enrique Garcés. Año 2013.



Nombre Siglas Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje Frecuencia Porcentaje


Clindamicina CM 7 88% 0 0% 1 13%

Eritromicina E 6 75% 0 0% 2 25%

Fosfomicina FF 8 100% 0 0% 0 0%


Nitrofurantoína FT 8 100% 0 0% 0 0%

Rifampicina RA 8 100% 0 0% 0 0%

Teicoplamina TEC 8 100% 0 0% 0 0%




53

Gráfico 12. Patrón de S. aureus a los distintos antibióticos en los pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de Cuidados




Análisis: Las cepas de S. aureus aisladas mostraron gran susceptibilidad a todos los antimicrobianos que fueron puestos a prueba en el

antibiograma y presentaron un bajo porcentaje de resistencia a: Clindamicina y Trimetoprima/ Sulfametoxazol con 13%, Eritromicina reportó

resistencia en la cuarta parte de los aislados (25%). No se reportaron valores intermedios. (Tabla y Gráfico 12)

n= 8 S. aureus aisladas

54

DISCUSIÓN

Las infecciones constituyen una de las principales complicaciones que se presentan en el

paciente crítico, en su mayoría la de origen respiratorio. Estas principalmente son producidas

por microorganismos multirresistentes. (Munive, Arango, Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013)

Razón por la cual es importante identificar a los microorganismos y a su patrón de

susceptibilidad.

La frecuencia de pacientes ventilados con cultivos positivos de secreciones respiratorias

fue de 14,53% (Tabla 1).Que es baja de acuerdo a la literatura, ya que como Munive & otros

mencionan, la infección más frecuente en la UCI es la de tipo respiratoria asociada a

ventilación mecánica que puede afectar hasta al 41,7% de los pacientes. (Munive, Arango,

Tovar, Cabrera, & Cortés, 2013).

De los 43 pacientes que fueron incluidos en el presente estudio, las edades de la población

estuvo comprendida entre 16 y 85 años y de acuerdo con el resultado obtenido el grupo etario

que posee con mayor frecuencia de infección respiratoria es 19-40 años (Tabla 2), situación

que difiere con lo mencionado por Morocho & Ortiz en un estudio afín que fue realizado en

Cuenca en donde se determinó como grupo etario más afectado al comprendido entre 50 y 64

años. (Morocho & Ortiz, 2012).

El género masculino fue más frecuente en los cultivos positivos de secreciones

respiratorias (Tabla 3). Díaz & otros en el año 2010 observaron que las infecciones

respiratorias eran más comunes en hombres; lo que coincide con el resultado de nuestro

estudio. (Díaz, LLaurado, Rello, & Restrepo, 2010) Aunque difiere con los datos obtenidos

por Guillén & otros en un estudio en Guayaquil en el año 2011 en donde se observó que las

mujeres desarrollaron con mayor frecuencia neumonía. (Guillén, Huacón, Sánchez,

Tettamanti, & Rodríguez, 2011)

55

La frecuencia de positividad de cultivos respiratorios fue de 23,30% (Tabla 5), que es

ligeramente inferior a lo reportado en un estudio realizado en Guayaquil en el año 2011 por

Guillén & otros, donde se observó que la tasa de prevalencia de cultivos respiratorios

positivos fue de 34,2%. (Guillén, Huacón, Sánchez, Tettamanti, & Rodríguez, 2011)

Los resultados obtenidos en mi estudio son similares en cuanto a los microorganismos

(Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Escherichia

coli y Estafilococo aureus) (Tabla 7), a lo reportado en un estudio afín realizado en la ciudad

de Guayaquil, donde, en el año 2011 Guillén & otros, determinaron que Klebsiella

pneumoniae con 31%, seguida por Acinetobacter baumannii/haemolyticus con 16%,

Escherichia coli con 11%; fueron las bacterias identificadas con mayor frecuencia como

causales de infección respiratoria, principalmente neumonía, en la UCI del Hospital Teodoro

Maldonado Carbo. De manera que se puede señalar que coincidimos en cuanto al germen

más frecuente, pero tenemos en distinto orden de prevalencia. Acinetobacter baumannii y

Escherichia coli que en nuestro estudio ocupan el tercer y cuarto lugar respectivamente en su

estudio ocupan el segundo y tercer lugar. (Guillén, Huacón, Sánchez, Tettamanti, &

Rodríguez, 2011). En el año 2012 Morocho & Ortiz en un estudio similar realizado en la

ciudad de Cuenca identificaron como agente más frecuente de infección respiratoria asociada

a ventilación mecánica a S. aureus con 57,9%, P. aeruginosa 15,8%, especies de

Enterobacter 5,3% (Morocho & Ortiz, 2012). Así mismo en una investigación afín realizada

en Colombia en el año 2010 por Brochero, se determinó como agentes causales de infección

respiratoria en UCI a: S. aureus (21,5%), K. pneumoniae (12%), E. coli (9,6%), P.

aeruginosa (7,9%) y A. baumannii 6,2%. (Brochero, 2010). Por lo que comparando los

resultados obtenidos en esta investigación con los dados en estudios similares, se puede

observar que si bien los microorganismos identificados son los mismos, el orden de

frecuencia con la que se presentaron es diferente.

56

K. pneumoniae presentó elevada resistencia a la mayoría de los antimicrobianos;

Trimetoprima/Sulfametoxazol 75% y resistencia media a aminoglucósidos, carbapenémicos y

cefalosporinas (Tabla 8). Estos datos son opuestos a los obtenidos por Brochero en 2010 en

un estudio similar realizado en Colombia en donde se reportó que las tasas de resistencia a

cefalosporinas de tercera generación fueron para K. pneumoniae entre 25,5 y 26,4% La tasa

de resistencia a Carbapenémicos alrededor del 1,5%. (Brochero, 2010)

Pseudomonas aeruginosa en este estudio presentó resistencia del total de los aislamientos

a los aminoglucósidos Gentamicina y Tobramicina con excepción de Amikacina que

contrariamente es bastante sensible (86%). Resistencia media del 57% a los carbapenémicos,

36% a Piperacilina/Tazobactam y 29% a Cefepima (Tabla 9). Esto difiere a los porcentajes

de resistencia expuestas por Brochero en 2010 en un estudio en Colombia que reportó

Piperacilina /Tazobactam 22,3%, Cefepima 25,2%, y carbapenémicos de 17,7 a 22,6%.

(Brochero, 2010)

Acinetobacter baumannii mostró 100% de resistencia de sus cepas a Cefepima,

Piperacilina/ Tazobactam y Trimetoprima/ Sulfametoxazol. Con un porcentaje del 85% de

resistencia a los carbapenémicos y a Ampicilina/ Sulbactam (69%) (Tabla 10). Esto es

mayor a lo reportado por Brochero en 2010, ya que en el estudio colombiano los

carbapenémicos reportaron resistencia del 55,4 al 63,1% y Ampicilina /Sulbactam con el

39,9%. (Brochero, 2010)

E. coli evidenció resistencia a Ceftazidima del 13% y Cefotaxima del 38% y también baja

resistencia a carbapenémicos (Tabla 11), estos resultados son similares a los obtenidos por

Brochero en 2010 donde la resistencia a este grupo de antibióticos es del 1,5% pero diferente

a la resistencia a las cefalosporinas de tercer grado cuyo porcentaje es del 8,9 a 9,8%.

(Brochero, 2010)

57

Las cepas de S. aureus se mostraron sensibles en gran porcentaje a todos los antibióticos y

presentaron resistencia a: Clindamicina con 13%, Eritromicina 25% y

Trimetoprima/Sulfametoxazol con 13% (Tabla 12); resultados distintos a los reportados por

Brochero quien realizó un estudio similar en Colombia en 2010 y reporto Clindamicina con

40%, Eritromicina 43% y Trimetoprima/Sulfametoxazol con 4,7%. (Brochero, 2010)

58

CONCLUSIONES

- La frecuencia de pacientes ventilados con cultivos positivos de secreciones

respiratorias es baja comparada con otras UCI similares.

- El grupo etario que se ve afectado con mayor frecuencia en el desarrollo de infección

respiratoria es de 19 - 40 años situación que difiere con otra publicación reportada en

Cuenca.

- El género con mayor frecuencia en presentar cultivos positivos respiratorios fue el

masculino en UCI; que coincide con otras investigaciones nacionales y latinoamericanas.

- La tasa de prevalecía de cultivos respiratorios positivos, es similar a la reportada en

una UCI de Guayaquil.

- Los microorganismos identificados en los cultivos son similares a los reportados en

otros estudios afines, pero con diferente frecuencia.

- Las cepas de K. pneumoniae aisladas en los cultivos respiratorios, en general

presentaron alta resistencia a la mayoría de los antibacterianos. Todas las cepas fueron

sensibles a Polimixina B y Colistin.

- Las P. aeruginosa aisladas reportaron resistencia elevada sobre todo a: Gentamicina, y

Tobramicina. Fueron susceptibles la totalidad de aislamientos a Polimixina B y Colistin.

- A. baumannii fue resistente en un alto porcentaje a la mayoría de antibacterianos.

Únicamente se mostraron sensibilidad a Polimixina B y Colistin.

- E. coli in vitro demostró resistencia a Trimetoprima/ Sulfametoxazol, Ciprofloxacino y

ampicilina. Al resto de antibióticos puestos a prueba fue altamente sensible.

59

RECOMENDACIONES

Debido a que las infecciones respiratorias asociadas a ventilación mecánica en la Unidad

de Cuidados Intensivos presentan una prevalencia muy alta y por los resultados obtenidos en

este esta investigación se propone las siguientes recomendaciones.

Tomar en cuenta los factores que favorecen al riesgo de infección respiratoria en los

pacientes que tienen respiración artificial en la Unidad de Cuidados Intensivos.

Incentivar y mejorar la difusión de medidas de bioseguridad básicas en personas que

mantienen contacto con los pacientes ingresados en UCI

Promocionar campañas sobre el correcto lavado de manos y socializarlo a los

pacientes y personal de salud en general.

Informar la manera adecuada de toma y transporte de muestras respiratorias para

evitar posibles contaminaciones.

La realización de estudios posteriores para ver el resultado obtenido después de la

aplicación de las recomendaciones anteriormente mencionadas.

60

CAPITULO V

PROPUESTA

5.1 TÍTULO

Bacterias y su resistencia antimicrobiana en la UCI del HEG.

5.2 JUSTIFICACIÓN

De acuerdo con los resultados que se obtuvieron en la presente investigación, se evidencia

un alto porcentaje de resistencia de la mayoría de los microorganismos que fueron hallados

que alcanza el 70% en Gentamicina, y el 67% en Tobramicina y Ciprofloxacino, por lo cual,

es de suma importancia que el personal de salud del HEG tenga conocimiento de esta

situación con la finalidad de crear concientización sobre el uso y administración de la

antibióticoterapia.

5.3 BENEFICIARIOS

Esta propuesta constituirá una guía práctica y factible, que puede ser utilizada por el

profesional médico en la elección del antibiótico para el tratamiento del paciente, lo cual

redundará en beneficio de los pacientes que son atendidos en la UCI del HEG, mediante la

reducción de gastos en la compra de antibióticos y sobre todo contribuirá a mejorar la

antibióticoterapia a la que son sometidos. De ahí, que el tríptico de difusión está dirigido

exclusivamente a los médicos tratantes del HEG.

5.4 OBJETIVOS

Socializar mediante una presentación dirigida al personal de salud los resultados

obtenidos en este estudio.

Proporcionar al personal de salud un tríptico informativo sobre la resistencia

antimicrobiana a los antibióticos.

63

ANEXOS

Anexo 1. Cronograma de actividades

N° ACTIVIDAD

Se

pti

em

bre

Oc

tub

re

No

vie

mb

re

Dic

iem

bre

En

ero

Feb

rero

Ma

rzo

1 Identificación del tema X

2 Aprobación X

3 Elaboración del diseño de la investigación

X

4 Desarrollo del marco teórico X X X X X

5 Elaboración de los instrumentos de la investigación

X X

6 Recolección de datos X X X X

7 Análisis de la información X

8 Redacción de la información X

9 Conclusiones- Recomendaciones X

10 Diseño de la propuesta

X

11 Informe

X

12 Entrega del informe final

X

64

Anexo 2. Matriz de recolección de datos

No

.

No

. H

CL

Gén

ero

Ed

ad

Pro

ced

en

cia

Tip

o d

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Rif

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bra

mic

ina

Tri

meto

pri

ma +

Su

lfa.

1 314562 M 57 Cirugía Secreción traqueal E. coli S R R I S S S S S R S S S S S S S S R

2 480509 F 32 Emergencia Secreción traqueal E. coli S S S S S S S S S R S S S S R S S S R

3 480509 F 32 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R R R I R S R R R R S R

4 481128 M 67 Emergencia Secreción nasal S. aureus S R R S S S S S S

5 481128 M 67 Emergencia Secreción traqueal S. aureus S S S S S S S S S

6 314562 M 57 Cirugía Secreción traqueal

P. aeruginosa I R R R R S R R R R S R


P. aeruginosa S R R I R S R R R R S R

8 481128 M 67 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii S R R I R S R R R R S R

9 483441 F 36 Emergencia Esputo K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S S S

10 419051 M 72 Cirugía Secreción nasal S. aureus S S S S S S S S S

11 481128 M 67 Emergencia Esputo M. morganii S R R S S S S S I S I S R S

12 484047 F 70 Med. Interna Secreción traqueal

E. aerogenes S R R S I S S R S S S R S R

13 484437 M 26 Emergencia Secreción traqueal E.coli S I R R R R S R R R S S R S S R S R

14 484758 M 52 Emergencia Secreción nasal

S. haemolyticus S S S S S S S S R

15 484437 M 26 Emergencia Secreción traqueal

S. marcescens S R S R S S S S S S S R


S. marcescens S R S R S S R S S S S S R

65

17 485034 M 48 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii I R R I R S R R R S S S S


P. aeruginosa S S S S R S R S R S S R

19 292366 M 70 Cirugía Secreción nasal E.coli S R R I S R S S S R S S R S S S S R


P. aeruginosa S S S S R S R R R R S R


P. aeruginosa S I I R R S R S S S S S


K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S R S R


P. aeruginosa S S S S R S R R S S S S

24 332806 M 85 Emergencia Secreción nasal M. morganii S R S I R S R I S R S R

25 482645 F 84 Emergencia Secreción traqueal

P. aeruginosa S S S S R S R S S S S S

26 171948883 F 42 Emergencia Esputo A. baumannii S R R I R S R R R S S S


P. aeruginosa S S S S S S S S S S S S

28 488329 F 21 Hosp. Sangolqui

Secreción traqueal A. baumannii I R R I R S R R R R S R

29 491022 F 22 Hosp. Sangolqui

Secreción traqueal K. oxytoca S S S S S S S R S S S S S S R

30 336471 M 84 Med. Interna Secreción traqueal S. aureus S S S S S S R S R

31 195795 F 72 Med. Interna Secreción traqueal A. baumannii I R R I R S R R R R S R

32 494691 F 25 Hosp. P. Carollo

Secreción traqueal S. aureus S S R S S S S S R

33 494690 F 37 Emergencia Secreción traqueal S. aureus S S S S S S R S R

34 465106 F 47 Emergencia Secreción traqueal S. aureus S S S S S S S S R

35 494702 M 43 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii S R R I R S R R R R S R

36 -483891 M 77 Cirugía Secreción traqueal E.coli S R R R R R S R S R S S S S S R S R

37 -483891 M 77 Cirugía Secreción nasal

S. haemolyticus I R R S I R S S

66

38 -483891 M 77 Cirugía Secreción traqueal A. baumannii I S R S S S R R R R S R

39 494889 M 55 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii S S R I S S R R R R S R R

40 498515 M 43 Hosp. Riobamba

Secreción nasal

S. haemolyticus R R R S R R S R R


P. aeruginosa S R R R S S R R R R S R R

42 498179 F 19 Med. Interna Secreción traqueal A. baumannii R S R S S S R I I S S S R

43 498533 M 38 Hosp. Sangolqui

Secreción traqueal S. aureus S S S S S S R S R R

44 498704 F 16 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R R R S R S R R R R S R R

45 73988 M 24 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R R R I R S R R R S S S S

46 502078 F 77 Emergencia Secreción traqueal A. baumannii R S R R R S I S S R S R R

47 501730 M 52 Clínica Privada

Secreción traqueal

P. aeruginosa R S R S R S R R R R S R R


Secreción traqueal

K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S S


Secreción traqueal

K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R R


Secreción traqueal

K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R R

51 503241 M 42 Emergencia Esputo K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S R R


K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S R


Secreción traqueal

K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R R S R


K. pneumoniae S S S S S S S I S S S S S S S S S


K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S S

56 505701 M 36 Hosp. Manabí Secreción traqueal

K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R R S R R


K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S S

58 501962 F 70 Ginecología Secreción traqueal

K. pneumoniae S R R S R I R S S S R S S S S S R

67

59 501962 F 70 Ginecología Secreción traqueal

K. pneumoniae S R R S R I R I S S R S S R S R R

60 501962 F 70 Ginecología Secreción traqueal E.coli S R R R R R S R S R S S R S S I S R


K. pneumoniae S S S S S S S R S S S S S R S R R


P. aeruginosa R R I S R S R S S R S R R

63 503241 M 42 Emergencia Secreción traqueal E.coli S R R R S R S S S S S S S S S I S R


K. pneumoniae S S S S S S S S S S S S S S S S


K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R


P. aeruginosa S S S S S S S S S S S R

67 506093 F 37 Cirugía Secreción traqueal E.coli S R R I S S S S S R S S S S S S S


K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S

69 508302 F 38 Emergencia Secreción traqueal

P. aeruginosa S S I S R S R R R S R R

70 507365 M 44 Emergencia Esputo K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S S

71 508302 F 38 Emergencia Esputo K. pneumoniae R R R R R R R R S R R R R S S R

72 508302 F 38 Emergencia Esputo P. aeruginosa S S I S R S R R R S S R

68

Anexo 3. Porcentaje de resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia en pacientes con ventilación mecánica en

la Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Dr. Enrique Garcés. Año 2013.

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R

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R

Tri

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Su

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R

K. pneumoniae 20 55

35 65 55 65 55 65 60

55 65 55 55 55 65 75

P. aeruginosa 14 14

29

29

21

86 57 57 36 86

A. baumannii 13 38 69 100 8 77 92 85 85 100 92

E. coli 8 0 75 88 50 38 63 0 38 13

88

0 38 0 13 0 25 75

S. aureus 8 0 13 25 0 13



69

Anexo 4. Resistencia a los antimicrobianos de las bacterias con mayor frecuencia en pacientes con ventilación mecánica en la Unidad de

Cuidados Intensivos del Hospital Dr. Enrique Garcés. Año 2013.



n= 72 aislamientos

70

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