UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS...
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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES MAESTRÍA EN CIENCIAS EN MANEJO SUSTENTABLE DE RECURSOS BIOACUÁTICOS Y MEDIO AMBIENTE Trabajo de Titulación Examen Complexivo INCIDENCIA DE LAS DIETAS ALIMENTICIAS EN EL CRECIMIENTO DE LARVAS DE CAMARÓN (Penaeus vannamei) Blgo. GALO OMAR VALAREZO VILLACRÉS TUTOR: Ing. GUILLERMO BAÑOS CRUZ, MSc. GUAYAQUIL – ECUADOR ABRIL 2016
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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
MAESTRÍA EN CIENCIAS EN MANEJO SUSTENTABLE DE
RECURSOS BIOACUÁTICOS Y MEDIO AMBIENTE
Trabajo de Titulación Examen Complexivo
INCIDENCIA DE LAS DIETAS ALIMENTICIAS EN EL
CRECIMIENTO DE LARVAS DE CAMARÓN (Penaeus
vannamei)
Blgo. GALO OMAR VALAREZO VILLACRÉS
TUTOR: Ing. GUILLERMO BAÑOS CRUZ, MSc.
GUAYAQUIL – ECUADOR
ABRIL 2016
i
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
MAESTRÍA EN CIENCIAS EN MANEJO SUSTENTABLE DE
RECURSOS BIOACUÁTICOS Y MEDIO AMBIENTE
Trabajo de Titulación “Examen Complexivo”, para la obtención
del Grado de Magíster en Ciencias con Énfasis en Manejo
Sustentable de Recursos Bioacuáticos y el Medio Ambiente
INCIDENCIA DE LAS DIETAS ALIMENTICIAS EN EL
CRECIMIENTO DE LARVAS DE CAMARÓN (Penaeus
vannamei)
Blgo. GALO OMAR VALAREZO VILLACRÉS
TUTOR: Ing. GUILLERMO BAÑOS CRUZ, MSc.
GUAYAQUIL – ECUADOR
ABRIL 2016
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CERTIFICACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN
EXAMEN COMPLEXIVO ESTUDIO CASO
Mgs. DIALHY COELLO SALAZAR
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
MSc. MIRIAM SALVADOR BRITO
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
PhD. RICHARD BANDA GAVILANES
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
MSc. TELMO ESCOBAR TROYA
DIRECTOR DE MAESTRÍA
DRA. CARMITA BONIFAZ DE ELAO, MSc.
DECANA
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APROBACIÓN DEL TUTOR
En mi calidad de Tutor del Programa de Maestría en Ciencias en Manejo
Sustentable de Recursos Bioacuáticos y Medio Ambiente, nombrado por la
Decana de la Facultad de Ciencias Naturales, CERTIFICO: que he analizado el
Estudio de Caso presentada como Examen Complexivo, como requisito para optar
el Grado Académico de Magíster en Ciencias con Énfasis en Manejo Sustentable
de Recursos Bioacuáticos y el Medio Ambiente, la cual cumple con los requisitos
Académico, Científico y formales que demanda el Reglamento de Posgrado.
Atentamente,
MSc. GUILLERMO BAÑOS CRUZ
TUTOR
Guayaquil. Abril del 2016
iv
DEDICATORIA
A mis padres que no están más aquí
conmigo, sino en su morada celestial. A ellos
que me llenaron de valores y consejos pues
siempre los tendré presentes hasta el fin de mis
días.
A mi esposa, a mis hijos Robin y
Dayanara, que son mi bandera de lucha frente
a las adversidades y desafíos nuevos de la
vida.
v
AGRADECIMIENTO
Agradezco a dios por sobre todas las cosas,
por darme la oportunidad de compartir mis
esfuerzos y satisfacciones en compañía de mis
seres más amados. Si el nada sería posible,
le doy mil gracias por su gran generosidad.
A mi querida y amada familia, en especial
a mi hijo Robin, que siempre está presto a
colaborar incondicionalmente.
A mis estimados y distinguidos tutores que
supieron guiarme y brindarme su valiosa
ayuda en todos los momentos que la solicité.
vi
DECLARACIÓN EXPRESA
“La responsabilidad del contenido del Estudio de Caso, me
corresponde exclusivamente; y el patrimonio intelectual de la misma a
la UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL”
Firma: Blgo. Galo Omar Valarezo Villacrés
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ABREVIATURAS UTILIZADAS
et al : y otros
Q-S : Quorum-Sensing, intercomunicación de bacterias
FAO : Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la
Alimentación.
CNA : Cámara Nacional de Acuacultura
SENPLADES : Secretaría Nacional de Planificación y Desarrollo del Ecuador
µm : Micrómetro
pH : Potencial de hidrogeno
N : Nauplios
Z : Zoeas
M : Mysis
PL : Postlarvas
ºC : Grados Celsius
mm : Milímetro
ANOVA : Análisis de varianzas
I.M.M. : Índice de masa muscular
p : Probabilidad
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ÍNDICE GENERAL
CERTIFICACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN
EXAMEN COMPLEXIVO ESTUDIO CASO……………......…..…………..ii
APROBACIÓN DEL TUTOR………………………………….………………..iii
DEDICATORIA……………………………………………..………...…………iv
AGRADECIMIENTO……………………………………………………………..v
DECLARACIÓN EXPRESA………………………...…………………………..vi
ABREVIATURAS UTILIZADAS……………………………..………………..vii
RESUMEN……………………………………………………...……...……..…..xi
ABSTRACT…………………………………………………..…....…………….xii
1. INTRODUCCIÓN……………………………...…………………………..1
1.1 Planteamiento del problema…………………………………………………2
1.2 Justificación………………………………………………………………….2
1.3 Pregunta científica…………………………………………………………...4
1.4 Objetivos de la investigación………………………………………………..4
1.4.1 Objetivo general………………………………………………………...4
1.4.1.1 Objetivos específicos………………………………………………4
1.5 Premisa………………………………………………………………………5
2. DESARROLLO………………………………………...…………………..5
2.1 Fundamentación teórica conceptual…………………………………………5
2.2 Marco referencial…………………………………………………………..10
2.3 Marco metodológico……………………………………………………….15
2.3.1 Área de estudio………………………………………………………...15
2.3.2 Características biológicas de la especie……………………………….16
2.3.2.1 Clasificación taxonómica del camarón (Penaeus vannamei)...…...16
2.3.2.2 Descripción de la especie…………………………………………17
2.3.3 Métodos de la Investigación……………………………………….…..19
2.3.3.1 Método Inductivo…………………………………………………19
2.3.4 Metodología……………………………………………….…………..20
2.4 Resultados y Discusión……………………….........................................24
3. CONCLUSIONES……………………………………...…………………27
4. RECOMENDACIONES……………………………..…………………...28
ix
Referencias bibliográficas………………………………………………………..30
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Ubicación del laboratorio Cultrianza….…….....……...…..……...….16
Figura 2. Camarón Penaeus vannamei………………………………………….18
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Estadios larvarios del camarón.………………………...……………...19
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1.…….…………………………….………………………...………...….33
Fotografía 1. Acuarios con larvas de camarón…………………..…….…..…33
Anexo 2.………………………………………………………………...…..……34
Fotografía 2. Cámara de Neubauer para observación de algas….………...…34
Fotografía 3. Preparación de muestra de algas para observación ………...…34
Anexo 3.…………………………………………………….…..….…....….……35
Fotografía 4. Observación microscópica de muestras….………..………...…35
Fotografía 5. Algas: Thalassiosira weissflogii………….…………….…...…35
Anexo 4……………………………………………….…………….…........……36
Fotografía 6. Cosecha y recolección de alimento vivo: artemia
para las larvas……………………………………………….…36
Fotografía 7. Observación microscópica de nauplios de artemia…………….36
Anexo 5……………………………………………….…………….…........……37
Fotografía 8. Observación de las larvas en placas dobles de
vidrio..................................................................................……37
Anexo 6……………………………………………….…………….…........……38
Fotografía 9. Obtención de pesos de larvas en balanza digital..............……38
Fotografía 10. Determinación de PL gramo en larvas.............................……38
Anexo 7…………………………………………………...….….……....….……39
Fotografía 11. Observación microscópica de índices de
masa muscular en postlarvas de camarón........................……39
x
Anexo 8…………………………………………………...….….……....….……40
Fotografía 12. Observación microscópica de índices de masa
muscular en postlarvas de camarón..................................……40
xi
RESUMEN
El propósito de este proyecto fue realizar una investigación sobre los bajos
crecimientos de las larvas de camarón en laboratorio, a través de un análisis de
incidencia de las dietas alimenticias empleadas. Las bases conceptuales del
cultivo de larvas y el conocimiento de los requerimientos alimenticios son un
buen soporte teórico para entender las necesidades de las larvas, que consiste en
dietas con algas, alimentos balanceados, artemia y sus derivados.
Los crecimientos de larvas, producto de una conversión alimenticia adecuada,
se expresan en los aumentos de tamaños, pesos y en el menor tiempo para
alcanzar los estadios finales, además de un buen desarrollo de índice de masa
muscular abdominal. Los resultados finales señalaron que no existieron
diferencias significativas entre las varianzas de los diferentes alimentos utilizados
con respecto al crecimiento de las larvas, por lo tanto se concluye que no hay
contrastes entre los tipos de alimentos en el cultivo. Sin embargo es destacable la
superioridad de crecimiento en las larvas al sostenerse la inoculación de algas
hasta el final del ciclo de producción. Finalmente se elabora un listado de los
principales insumos y se indica los procedimientos que se deben seguir para
fortalecer los tratamientos alimenticios con el fin de mejorar los crecimientos de
las larvas de camarón.
Es conveniente además incorporar de manera permanente, análisis
microbiológicos del agua y de los animales en todos los estadios larvarios, como
una herramienta técnica para complementar los análisis de las dietas empleadas y
su incidencia en el crecimiento de las larvas.
Palabras claves: cultivo, algas, desarrollo, nutrición
xii
ABSTRACT
The purpose of this project was to perform an investigation of the low growth
of shrimp larvae in laboratory through an incidence analysis of food diets used.
The conceptual basis of larval culture and knowledge of food requirements are
good theoretical support to understand the needs of larval, consisting of algae
diets, balanced foods, brine shrimp and its derivatives.
The growth of larvae, product of a properly feed conversion, they expressed
in increases of sizes, weights and in the shortest time to reach the final stages,
plus a good development rate of abdominal muscle. The final results indicated
that no significant differences between the variances of different foods used with
respect to larval growth, therefore it is concluded that there are no contrasts
between types of food in the culture. However the superiority of larvae growth is
remarkable when holding algae inoculation until the end of the production cycle.
Finally a list of major inputs is made and the procedures to be followed to
strengthen food treatments in order to improve growth of shrimp larvae indicated.
Provision should also be incorporated permanently, microbiological analyzes
and animals in all larval stages, as a technical tool to complement, analysis of the
diets used and their impact on the growth of the larvae.
Keywords: culture, algae, development, nutrition
1
1. INTRODUCCIÓN
El cultivo del camarón en laboratorio, es un escenario donde se desarrollan las
larvas bajo un ambiente controlado y son mantenidas bajo diferentes componentes
alimenticios, los cuales van a permitirle experimentar una serie de cambios en su
morfología, que conllevarán a su óptimo crecimiento hasta alcanzar las tallas
comerciales. Sin embargo muchas veces, las condiciones no están debidamente
implementadas y las larvas que se desarrollan en estos medios, no alcanzan los
estándares de crecimiento, tornándose en una debilidad para este sector de la
producción acuícola.
En la actualidad, si bien existe una gran disponibilidad de larvas de camarón
en el medio local, sin embargo una de las grandes complicaciones existentes es el
crecimiento de éstas, relacionadas con el tiempo de vida y los días de proceso en
las instalaciones. Mucho malestar y preocupación produce este asunto y aun no se
encuentra una solución definitiva para solucionar este problema, por más que se
intenta disminuir los periodos de cría larvaria y obtener larvas grandes, robustas,
de gran talla, la gran mayoría de los laboratorios tienen que extender los días de
proceso para lograrlo y realizar posteriormente los despachos correspondientes.
El crecimiento de las larvas depende en gran medida de un buen estado de
salud, propiciado por un manejo técnico adecuado, condiciones estables, además
de la implementación de exitosos programas de alimentación. Este aporte
investigativo, será de gran utilidad para los centros de producción dedicados a esta
actividad, así como para estudios concernientes a esta área, cuyo esfuerzo va
dirigido a desarrollar nuevas estrategias de alimentación, en procura de un mejor
desarrollo de las larvas, evaluar la incidencia de los diferentes componentes
alimenticios sobre el crecimiento del camarón y presentar la situación actual de
estos centros de producción, con respecto a este tema.
2
1.1 Planteamiento del problema
El problema central del presente trabajo de investigación es el bajo crecimiento
de las larvas de camarón producidas en el laboratorio CULTRIANZA, ubicado en
el sector La Diablica, Península de Sta. Elena. Existen investigaciones recientes
que tratan el bajo crecimiento de las larvas, incluso en juveniles y adultos,
algunos asociados a agentes patógenos, en ciertos casos resultan muy severos,
ocasionando bajos crecimientos y perdidas en la producción, más aun cuando no
se tratan de manera adecuada las aguas utilizadas como medio de cultivo para el
desarrollo de las larvas, lo que conlleva a inconvenientes y retrasos de
crecimiento de las mismas mientras dure todo el proceso de cría (Prasertsri,
Limsuwan, & Churchird, 2014).
El problema de crecimiento es producido por diferentes causas, como son:
deficiencia en los protocolos de alimentación, insuficiencia en el diagnóstico y
socialización de enfermedades, ausencia de procedimientos de bioseguridad,
cuya situación trasciende y produce efectos tales como larvas con bajo índice de
masa muscular, alta variabilidad de tallas, bajo contenido de reservas lipídicas,
baja resistencia, alta mortalidad y baja productividad del sector camaronero en el
país, etc. En este contexto se puede mencionar como involucrados a los
financistas, inversionistas, administradores, biólogos, técnicos, supervisores,
trabajadores acuícolas, encargados de la producción, clientes receptores de las
larvas, técnicos en comercialización de insumos y productos acuícolas, etc.
1.2. Justificación
El cultivo de larvas de camarón blanco Penaeus vannamei, ha sido una gran
fuente de ingresos, generando divisas al país, según los datos tomados de la
Cámara Nacional de Acuacultura del Ecuador (CNA), las exportaciones del
camarón blanco ecuatoriano estuvieron en un nivel muy alto en el año de 1998,
alcanzando cifras de 11 400 toneladas exportadas, lo que generó un ingreso de $
875’000.000 dólares americanos. Más tarde, en el año 2000, la industria
camaronera sufrió un descenso severo, debido al impacto producido por el “Virus
3
de la Mancha Blanca”, el mismo que afectó en gran medida a las actividades de
producción del camarón, a nivel general, descendiendo drásticamente las cifras a
37,7 mil toneladas (FAO, 2014).
Luego de este gran evento, la situación cayó notablemente, tanto así que la
producción de postlarvas de camarón en Ecuador bajó en un 30%, pues habiendo
estado en 5.000 millones de postlarvas (promedio mensual de 2013 y 2014)
descendió a 3.500 millones, en los últimos trimestres del año 2015. Existe una
marcada baja de precios a nivel internacional, esto ocasionado por la
superproducción del camarón en países como India e Indonesia, que generan una
mayor oferta mundial. En la península de Santa Elena, existen 130 laboratorios
de larvas, que representan el 75% de la actividad en todo el país (Universo,
2015).
La producción camaronera del Ecuador en su gran mayoría es exportada hacia
mercados de EE.UU y Europa; mientras que a nivel local no se ha logrado aún
ubicarla finalmente, debido a la insuficiente asequibilidad de este producto a
nivel nacional. Esta actividad contribuye a mejorar la calidad de vida y el
bienestar social de las comunidades locales dedicadas a esta actividad, puesto que
genera empleo, principalmente a los niveles económicos más bajos de la
población. La actividad camaronera promueve la interacción entre el sector
productivo y la investigación científica, que de cierta forma, facilita y satisface
las necesidades de la sociedad (FAO, 2014).
“La FAO ha celebrado dos conferencias relevantes, una en 1976 y la otra en el
año 2000, esta última fue llevada a cabo en Kyoto y direcciona a la Acuacultura a
perfilar las oportunidades y funciones dentro de la sociedad, recomendando
estrategias para responder a las expectativas y exigencias del desarrollo sostenible
de la acuacultura en los dos o tres próximos decenios. La conferencia de Kyoto,
examinó las oportunidades ofrecidas por la tecnología, la ciencia y las
posibilidades de establecimiento de redes, desarrollo del capital humano y
fortalecimiento institucional para el desarrollo de la acuicultura” (Almanza, et al.,
2008).
4
Un gran sector de las personas dedicadas a la producción de las larvas de
camarón, tiene un conocimiento muy limitado de las causas que realmente
originan los bajos crecimientos y han llevado a las actividades de trabajo, en algo
cotidiano y común, sin ningún tipo de acción investigativa, para determinar con
la mayor exactitud posible y mediante la aplicación adecuada de modelos
estadísticos, la eficiencia con la que actúan ciertos tipos de alimentos empleados
en los centros de producción. De esta forma es posible medir su eficacia y
conocer si su adquisición es realmente necesaria o constituye en sí, un gasto
superfluo, en contra del propio interés económico de los inversionistas y los
encargados de la producción de larvas en general.
1.3 Pregunta científica
¿Cuál es el tipo de alimentación que produce mejores crecimientos de las
larvas de camarón Penaeus vannamei en laboratorio?
1.4 Objetivos de la investigación:
1.4.1 Objetivo general
Analizar la incidencia de las dietas alimenticias mediante un diagnóstico para
mejorar el crecimiento de las larvas de camarón Penaeus vannamei en laboratorio.
1.4.1.1 Objetivos específicos
1. Fundamentar las bases teóricas conceptuales del cultivo de larvas de camarón
y su crecimiento en laboratorio.
2. Determinar la influencia de los parámetros que inciden en el crecimiento de
las larvas de camarón.
3. Elaborar un listado de dietas que sirvan para mejorar el crecimiento de las
5
larvas Penaeus vannamei durante el proceso de producción en laboratorio
1.5 Premisa
Sobre la base de los fundamentos teóricos en la producción de larvas de
camarón en el Ecuador, se propone analizar la incidencia de las dietas
alimenticias sobre el crecimiento de las larvas de camarón y la elaboración de un
listado de alimentos que permitan mejorar el crecimiento.
2. DESARROLLO
2.1 Fundamentación teórica conceptual
El Ecuador es uno de los países productores de camarón más importantes en el
mundo, tanto así que el 95 % de la acuicultura ecuatoriana, corresponde al
cultivo de camarón marino Penaeus vannamei, en la toda la costa ecuatoriana. El
camarón blanco, es sin duda, una de las especies marinas de mayor importancia
dentro del comercio exterior del país. Ecuador es el mayor productor de camarón
en cautiverio del hemisferio occidental y uno de los mayores productores a escala
mundial. Un gran porcentaje, el 95% de la producción camaronera, proviene de
los cultivos en cautiverio y el 5% es originario de la pesca artesanal (FAO, 2014).
El cultivo del camarón en el Ecuador, surgió de una manera casual. En el año
1968 en la provincia de El Oro, cantón Sta. Rosa, por efectos de los aguajes,
muy grandes, el agua de mar se depositaba dentro de algunos salitrales e
incorporaba camarones en estado de post-larvas y juveniles, que crecían hasta
tamaños comerciales con bastante facilidad. La gran explosión productiva
empieza en 1970 y prosperó exitosamente. En 1990 se iniciaron los trabajos en
laboratorios, procesadoras, fábricas y continuaron hasta 1998 con normalidad.
Pero en 1999, aparece en los cultivos de camarón, el virus de la mancha blanca,
esta enfermedad se expandió rápidamente, afectando drásticamente al sector
acuícola y la economía del país (FAO, 2014).
6
Desde el momento que empiezan los estadios larvarios en el camarón, la
actividad de alimentación comienza a activarse y una serie de mecanismos y
profundos cambios en la anamorfosis, suceden en las larvas, junto a ello, los
procesos de crecimiento interno y cambios externos se presentan en su morfología
(Guillaum, 2004). El crecimiento de los camarones es complejo y discontinuo,
se logra a través de la liberación de exuvias del tegumento, despojadas de manera
permanente, las cuales son formadas durante el proceso de la ecdisis y permite a
las larvas de camarón crecer progresivamente en un corto periodo de tiempo. La
temperatura y la alimentación juegan un papel muy importante en el crecimiento
de las larvas de camarón, hasta alcanzar finalmente el estado adulto.
Luego del desove de las hembras y de las puestas de los huevos, en número de
160.000 a 170.000 aproximadamente, eclosionan los mismos. Después de trece
horas de periodo embrionario, emergen los primeros nauplios de camarón (FAO,
2015). Los subestadíos naupliares son 5 y comprenden: Nauplios I, II, III, IV y V
y todo este proceso dura alrededor de 30 horas, en condiciones favorables de
temperatura. Durante estas fases de crecimiento, el animal se retroalimenta, es
decir utiliza sus propias reservas vitelinas para su crecimiento y no necesita del
medio externo para continuar el ciclo vital. Después de las primeras zoeas,
aparecen los apéndices bucales, donde se da inicio al proceso de alimentación,
con la ingesta de las algas en el medio acuático.
Las instalaciones de los laboratorios de larvas de camarón, deben estar muy
bien adecuadas, ya que de cierta manera va a tener repercusión, tanto en la
calidad como en la cantidad de las larvas en producción (FAO, 2004). Es
fundamental que en los laboratorios, existan buenas prácticas de bioseguridad,
para prevenir la transmisión de agentes patógenos. Las larvas deben estar libres
de infección, con buenos estándares de desarrollo. El laboratorio debe garantizar
la calidad del producto, de ello dependerá el éxito en la producción de camarones
en las fincas acuícolas.
7
La presencia de la productividad primaria en el medio de cultivo soporta el
desarrollo de organismos como los camarones y permite así el sustento de todas
las comunidades biológicas en el medio acuático. De igual modo, Gamboa señala
que la presencia de microalgas durante todo el tiempo que dure la cría larvaria es
fundamental. El crecimiento de las larvas asegura su calidad alimenticia y el
desarrollo posterior para las siguientes etapas de crecimiento. Las fases juveniles
del camarón seguirán alimentándose de algas, de alto valor nutricional, incluso
se alimentarán de macroalgas, como de los detritos del medio, que se encuentra
en el nuevo hábitat y de los alimentos necesarios, que le permitan un mayor
crecimiento (Gamboa, 2015).
Las dietas secas formuladas para la alimentación de las larvas de camarón,
deben contar con un buen perfil de minerales, los mismos que favorecen el
fortalecimiento del sistema inmunológico de los animales, estimulan los
crecimientos, mejoran el perfil nutricional y por ende los rendimientos en los
cultivos (Pamulapati & Chandra, 2014). Al respecto, ciertos autores consideran
que la función de los elementos traza es muy importante, disminuye la
vulnerabilidad frente a los eventos de enfermedades en los animales y hace que
sobreviva en momentos adversos. De igual manera, la disminución de alguno de
estos elementos, minimiza las posibilidades de mayor crecimiento en los
animales.
“La incorporación de agentes probióticos (Lactobacccillus, Lactococcus,
Pediococcus, etc.) en los cultivos del camarón, favorecen el fortalecimiento
inmunológico de los animales, disminuyendo los índices de conversión
alimenticia y mejora los niveles de supervivencia en los cultivos” (Krummenauer,
et al., 2015). Además este autor considera, que los niveles de crecimiento
mejoran con su respectiva aplicación, según lo evidenció en ensayos y pruebas de
desafío, exponiendo animales patógenos y con tratamientos de estos agentes
biológicos. Así no solo logró controlar la infección, sino que también obtuvo
buenos resultados en supervivencia, conversión alimenticia y crecimiento de los
animales tratados.
8
En la actualidad, se utilizan una diversidad de bacterias benéficas en los
tanques de cultivo de larvas de camarón, los mismos que tienen acción efectiva
sobre los excedentes de materia orgánica, estabilizan el medio y mantienen el
equilibrio entre los componentes biológicos presentes en el ambiente acuático
(Aguirre, Lara, Sanchez, Campa, & Luna, 2013). Los resultados de la
investigación indican que el uso de los mismos en la acuacultura beneficia a los
organismos cultivados, mejora las condiciones sanitarias, estado de salud de los
animales e intervienen en los procesos fisiológicos digestivos.
En este sentido, coinciden ciertos investigadores al establecer que:
“Efectivamente los microorganismos benéficos manejadas con criterio en los
medios acuáticos, colaboran con el buen estado de salud de las larvas,
interfiriendo en la microcomunicación o Q-S (Quorum-Sensing) entre las bacterias
patógenas, de esta forma se controla la patogenicidad o estado virulento de las
enfermedades y disminuyen las afectaciones en las larvas, lo que constituye un
tipo de control biológico y una estrategia alternativa sobre los medios de cultivo
de larvas” (Defoirdt, Boon, Sorgeloos, Verstraete, & Peter, 2014). Sin embargo
es importante implementar un sistema de uso rotativo de los mismos para actuar
rápidamente, anulando cualquier brote de resistencia inicial.
La adición de ciertos líquidos esenciales y elixires vegetales en el medio donde
habitan las colonias de bacterias, desencadenan una serie de reacciones, como la
inhibición sobre la expresión de un grupo de agentes infecciosos (Dominguez,
Agurto, Solórzano, & Rodrìguez, 2015). En este caso, la luz brillosa que generan
las bacterias pertenecientes al Vibrio harveyi, sobre un sustrato determinado, que
es una forma manifiesta de comunicación entre las bacterias patógenas: Q-S.
Estos compuestos jugarán un papel importante en el futuro, estabilizan los
medios de cultivo, bloquean las formas de comunicación y la interactuación entre
las bacterias patógenas, reduciendo la virulencia de ellas sobre las larvas de
camarón cultivadas en laboratorio.
La producción de larvas de camarón debe estar respaldada por una política de
bioseguridad, que garantice las medidas de control en cada una de las unidades y
componentes de producción en todas las fases y procesos del cultivo (Cuéllar-
Anjel, Morales, Lara, & García, 2014). Según esta política, todos los
9
lineamientos deben ser fijados y cumplidos por todo el personal de trabajadores,
llevar a cabo actividades de trazabilidad, procedimientos operacionales,
desinfecciones, cumplimiento de protocolos, limpieza de materiales, planes de
contingencia, llenado de fichas, formatos, monitoreos de control, checks list,
medidas correctivas, plazos de correcciones, etc. y reflejados en formatos
escritos, que comprueben de manera efectiva su fiel cumplimiento.
La implementación de rutinas de control para evitar la propagación de vectores
de enfermedades, es parte de las medidas de bioseguridad, que debe realizar una
instalación de cultivos de organismos (Chanratchakool, 2015). Es importante y
necesario evaluar las postlarvas o juveniles antes de iniciar las siembras. Además
asegura que los controles bacteriológicos a los alimentos y al agua son factores
claves para el futuro desarrollo del camarón. Actualmente las fincas acuícolas
están subdividiendo el periodo de engorde del camarón, en más de dos etapas,
con el fin de detectar patógenos, aislarlos, etc., reducir los riesgos de polución y
contagio de enfermedades.
Los ingresos económicos debido a las exportaciones del camarón, señalan
cifras representativas muy interesantes para el país, las mismas que se han
mantenido de manera regular durante el último lustro, así lo menciona la revista
de Acuacultura (Globefish, 2015), que reporta en sus publicaciones, curvas
estadísticas de crecimiento ascendentes desde el año 2011 hasta la actualidad,
según cuadros de ingresos económicos versus libras producidas de camarón por
año, presentados por la CNA. De esta forma se hace evidente que en temas
inherentes al rendimiento productivo, el sector se ha mantenido de manera regular
durante este tiempo, al margen de eventos, como abundancia del camarón en
otros países en el mundo.
En el mes de Diciembre de 1997, la FAO planificó una reunión y abordó
temas pertinentes a Políticas para la Producción Sostenible del Camarón en
Bangkok (Morales & Cuellar-Angel, 2014), la misma enfatizó que los logros de
la sostenibilidad en la crianza del camarón, obedece a lineamientos
administrativos estatales firmes y actividades de control, de igual forma depende
de la colaboración de la empresas productoras del camarón, empleando métodos
10
adecuados, estrategias y actividades de control. Esta reunión de la FAO
consideró que se efectúen conversatorios de peritos, para considerar las prácticas
más destacadas. Las mismas que fueron reconocidas por la FAO, para la reunión
de peritos, acompañadas de marcos legales y lineamientos de control pertinentes.
De igual forma, la cadena de sedes de Producción Acuícola, unidas con los
principales Organismos Internacionales de Financiamiento y Protección del
Ambiente, están estructurando un Plan vinculado a la producción del camarón y
el entorno natural (Saborío & José, 2008). Las metas propuestas del Bloque son
establecer un plan de actividades inocuas para la producción del camarón, bajo
distintos factores en el entorno, así como el aspecto financiero, cultural y
determinar los flujos generados por el camarón y la situación de los productores al
acatar estas disposiciones en forma personal y colectiva.
Los planes pueden direccionar a la implementación de lineamientos y
prácticas, optimizando los servicios de extensión, estímulos económicos y otros
(Saborío & José, 2008). El Departamento Legal de la FAO se ocupa en la
actualidad de evaluar las normativas estatales de cada país y todas las ordenanzas
dirigidas a los cultivos del camarón. La misión es analizar y diferenciar las
reglamentaciones estatales destacadas, concretamente las necesidades pertinentes
al impacto ambiental, que pudiere causar la crianza de camarones en cautiverio y
los correctivos necesarios, para las actividades de producción del camarón.
Este trabajo de investigación aporta al Plan Nacional de Desarrollo/Plan
Nacional para el Buen Vivir, cuyo objetivo 10 señala: “Impulsar la
transformación de la matriz productiva, cuya política y lineamiento estratégico
corresponde al 10.4 que establece: Impulsar la producción y la productividad de
forma sostenible y sustentable, fomentar la inclusión y redistribuir los factores y
recursos de la producción en el sector agropecuario, acuícola y pesquero” según
lo señala la Secretaría Nacional de Planificación y Desarrollo del Ecuador
(SENPLADES, Plan Nacional del Buen Vivir, 2013).
11
2.2 Marco referencial
Los estudios realizados sobre los requerimientos nutricionales de las larvas de
camarón son relativamente nuevos, por lo tanto es fundamental investigar
profundamente, para resolver problemas que se puedan presentar en este ámbito.
Las larvas de camarón al tener tres estadios bien marcados, que van desde
Nauplios, Zoeas y Mysis, tienen diferentes hábitats, por consiguiente las dietas
alimenticias son diversas. Según casos reportados sobre la alimentación de las
larvas de camarón, estas son consideradas omnívoras, en estadios iniciales son
filtradoras y en estadios mayores los hábitos alimenticios son de naturaleza
carnívora (Coll, 1991).
En los laboratorios de larvas se adicionan alimentos microencapsulados,
balanceados, con altas dosis de proteínas, ácidos grasos, omega 3, 6, 9,
minerales, etc., en fin, es un cóctel de nutrientes, que aumentan las
probabilidades de obtener buenos resultados en las cosechas de los animales
cultivados. Estos alimentos suplementarios deben ser complementados con una
dieta rica de alimentos vivos, como la artemia o copépodos. Según
investigaciones, existen alimentos o piensos (productos alimenticios), que
contienen una gran variedad de componentes en su fórmula alimenticia, para
cumplir con los requerimientos nutricionales para los crustáceos, los mismas que
deben estar acompañados con dietas de alimento vivo como la artemia, por
ejemplo (Bautista, 1994).
“Los alimentos que se adicionan en los cultivos de larvas son muy ricos en
nutrientes, las micropartículas van de 30 a 200 µm. Los estudios realizados
según las investigaciones demuestran que las larvas tienen poca capacidad para la
elongación y desaturación de la cadena de ácidos grasos, incapaces de sintetizar
el colesterol. Tanto el colesterol como los ácidos grasos poliinsaturados, deben
ser suministrados en las dietas” (Bautista, 1994). Japón fue el primer país que
estudió la nutrición artificial de larvas de camarón a partir de la década del año
1970, estableciendo las biomoléculas orgánicas como proteínas, lípidos,
12
carbohidratos, así también vitaminas y minerales esenciales para obtener larvas
de excelente calidad, con buen crecimiento y supervivencia.
Las algas como alimento vivo para los estadios tempranos de las larvas,
contienen un alto grado nutricional y son muy importantes para el crecimiento de
los organismos (Sonnenholzner, Cobo, Román, & May, 2010). Existen trabajos
de investigación indicando que las dosificaciones de algas en los tanques,
dependen de la cantidad de larvas, el estadio larvario, la especie seleccionada y
la complementación de otras fuentes de nutrición suministradas en los tanques.
Los limitantes a considerar son: cuidar el stock de cepas, mantener las algas
limpias, libre de contaminantes y que tengan buena calidad. Los géneros más
utilizados son: Chaetoceros y Thalassiosira, según declara en sus investigaciones.
Las dosificaciones de algas de manera permanente como alimento, durante el
tiempo que dure el cultivo de larvas de camarón en el laboratorio, constituye la
base fundamental para alcanzar los mayores índices de crecimientos, las mejores
dimensiones y le brinden buena salud a los animales criados en un medio
artificial, adecuado de manera tal, como si fuera lo más natural posible
(Martinez, 2009). Según este autor, considera que el aporte de las algas en el
aspecto nutricional es superlativo y tiene una incidencia positiva muy
significativa, en los niveles de crecimiento de las larvas de camarón en
laboratorio.
Así mismo Martínez cita a Lilyestrom et. al., (1987) y está de acuerdo que los
alimentos naturales como las algas, potencializan los crecimientos de los
camarones en sus primeras fases de vida. Lo que se marca definitivamente en el
resto de su ciclo vital. Del mismo modo existen estudios de investigación al
respecto que coinciden con este autor, acreditando mucha importancia a los
valores nutricionales que las algas tributan a las larvas de camarón cultivadas en
los laboratorios, tal como lo refiere en su publicación científica.
Muchos laboratorios han reemplazado el uso de artemia en la alimentación de
las larvas por dietas balanceadas, por reducción de costes o por escasez, lo que
13
pone en riesgo la calidad de la larva y la producción del laboratorio (Cobo &
Wouters, 2010). Las experiencias obtenidas determinan que hasta la actualidad no
existe alimento vivo que haya podido sustituir a la artemia. Además cita a Jones
et al. (1997), quien indicó que porcentajes de reemplazo superior al 65% no son
convenientes para la cría de larvas. Sin embargo existen ensayos alimentando a
las larvas con huevos de artemia decapsulados en su totalidad y los resultados
obtenidos han demostrado que las larvas logran superar este reto y cita a Wouters
y Van Horenbeeck (2003), quienes realizaron este tipo de experimentaciones.
Ciertos estudios indican que uno de los principales promovedores en el
crecimiento del camarón son los nucleótidos, ya que le proporcionan la energía,
para poder resistir el embate sobre enfermedades, situaciones de estrés, causadas
por la alteración de alguna variable física, química o biológica en los medios de
cultivo o también por los diversos estados fisiológicos en las larvas, como por
ejemplo, los procesos de muda, los mismos que son muy seguidos y continuos
en las fases iniciales del crecimiento del camarón y es justo en esta etapa cuando
la vulnerabilidad es mayor y el riesgo de contraer infecciones es muy alta, lo que
puede conllevar a una probable mortalidad (Andrino, Serrano, & Corre, 2013).
En cuanto a la calidad de larvas, toma muy en cuenta la selección inicial y
aborda aspectos muy importantes en la evaluación, como son las observaciones,
directa y microscópica, registro de datos, etc., que tienen que ver con las
características morfológicas externas, deformidades, estándares de crecimiento,
contenido interno de reservas alimenticias, variabilidad de tallas, pesos por
unidad de larva, etc., (Pattanavivat, Limsuwan, Chuchird, & Pattarakulchai,
2013). Investigaciones realizadas por ciertos autores, establecen que larvas de
camarón con mínimos contenidos lipídicos en el sistema digestivo, así como
mayor número de deformaciones en las estructuras corporales y tamaños
deficientes, eran proclives a no crecer lo suficientemente en las piscinas de
cultivo.
Un estudio de investigación de la Cámara Nacional de Acuacultura (CNA,
2011), empleando Astaxantinas en las dietas alimenticias del camarón, permitió
obtener mejores niveles de crecimiento y supervivencia en el camarón,
14
aumentando los valores de glucosa y hemocianina en el torrente circulatorio de los
animales. La astaxantina es un pigmento carotenoide, de alto valor nutricional,
gran poder antioxidante, que potencializa los niveles de crecimiento, aun cuando
las condiciones del medio son desfavorables y los periodos de estrés producidos
por la alteración de alguna variable causan sensibilidad a las larvas, como por
ejemplo el descenso súbito de la salinidad en el agua.
Existen trabajos de investigación donde se indica que las bajas supervivencias
en las producciones de larvas de camarón, están vinculadas con la predominancia
de bacterias correspondientes a Vibrios harveyi, V. parahaemolyticus, V.
vulnificus, los mismos que azotan los cuerpos de agua y los tejidos de los
animales. La etiología de virulencia de las bacterias patógenas, está más ligada
propiamente a la cepa, que a la especie misma que pertenece. En investigaciones
de laboratorio, se hizo enfrentamientos entre diluciones como: ajo contra cepa de
Vibrios y orégano contra cepa de Vibrios, para medir la sensibilidad de las
bacterias a los ingredientes activos aplicados y los resultados obtenidos
demostraron que hay una alta eficacia antimicrobiana de los componentes
mencionados (Rodríguez, et al., 2014).
Uno de los principales problemas de mortandad agresiva, tiene lugar en los
primeros días de siembra en los laboratorios, cuando se inicia la producción y son
las zoeas I, II, que se vacían, a pesar de haber disponibilidad de alimento natural
y suplementario en el medio de cultivo. Así, por el mismo hecho de no
alimentarse, pierden la energía necesaria, no continúan el curso normal de
crecimiento y finalmente mueren. Esta enfermedad está vinculada directamente
con la presencia de bacterias Vibrio sp., y por ello es muy importante
implementar actividades de bioseguridad, con el fin de realizar controles
bacterianos permanentes, que permitan realizar los controles, monitoreos,
lecturas, análisis y disminuir así los riesgos de un posible brote de contaminación
(Newman, 2015).
Existen ensayos de laboratorio, que fueron realizadas mediante pruebas de
alimentación en postlarvas de camarón, para determinar los niveles de
asimilación y digestibilidad de nauplios de artemia no enriquecidos, sin
15
alimentación de algas y por otra parte de dietas balanceadas (Gamboa & Le Vay,
2015), con el propósito de evaluar las tasas de crecimiento y los niveles de
supervivencia de las larvas de camarón y los resultados obtenidos demostraron
que las larvas con mayores supervivencias correspondieron a aquellas que fueron
alimentadas en proporciones iguales, esto es alimento: artemia.
“La selección de las larvas es un componente fundamental para el éxito de las
producciones en las fincas de engorde” (Wouters, Naessens, Cobo, & Bequé,
2015). Los estudios demuestran que los protocolos de alimentación y los
controles de las bacterias, son determinantes para el buen desarrollo de las larvas.
Los niveles de resistencia de las larvas en los estanques son mayores, cuando
tienen un buen estado de salud inicial. Por ello, los laboratorios de larvas deben
revisar bien los procesos de manejo, establecer controles de salud y fortalecer las
dietas alimenticias, con el fin de producir y entregar larvas de buena calidad,
para las siguientes fases de cultivo del camarón, como son las fincas acuáticas.
El control de los parámetros físicos, químicos y biológicos son muy
importantes y determinantes para el desarrollo óptimo de las larvas, desde el
inicio hasta el final, de esta forma la menor variabilidad en los niveles de los
mismos, son inmediatamente tratados y ajustados en procura del mejor
crecimiento larvario. Varios análisis estadísticos de regresión y de las varianzas
fueron efectuados en las tallas y pesos de las larvas de camarón en estudios
experimentales, para determinar los mayores rendimientos en crecimiento en las
mismas (Rodríguez G. , 2014).
2.3 Marco metodológico
2.3.1 Área de estudio
16
El presente trabajo de investigación tuvo lugar en el laboratorio de larvas de
camarón Cultrianza, ubicado en el sector La Diablica, vía Pta. Carnero-
Anconcito, en la Provincia de Sta. Elena, cuyas coordenadas geográficas son:
Latitud 2º18’15,03” S y Longitud 80º54’9,96” O. (Figura 1).
17
Figura 1. Ubicación del laboratorio Cultrianza. Fuente: (Earth, 2016)
2.3.2 Características biológicas de la especie
2.3.2.1 Clasificación taxonómica del camarón P. vannamei (Barnes, 1996)
Reino: Animalia
Subreino: Methazoa
Phylum: Arthropoda
Subphyllum: Mandibulata
Clase: Crustacea
Subclase: Malacostraca
Orden: Decapoda
Suborden: Natantia
Superfamilia: Penaeidea
Familia: Penaeidae
Subfamilia: Penaeinae
Género: Penaeus
18
Especie: vannamei
Nombre Científico: Penaeus vannamei
Nombre común: camarón blanco
2.3.2.2 Descripción de la especie
El camarón Penaeus vannamei se caracteriza por presentar cinco pares de
apéndices torácicos ambulatorios o periópodos, de ahí el nombre decápodo,
utilizado para la reptación y ventilación, además presenta cinco pares de
apéndices natatorios o pleópodos, tiene un par de anténulas cortas y un par de
antenas largas y flagelares. Presenta dos regiones bien diferenciadas, la anterior o
cefalotórax y la posterior o abdomen, que culmina en un abanico caudal
compuesto por una espina fuerte o telson y los exopoditos-endopoditos. Posee
una espina rostral prominente con dientes, cuyo número varía entre 7-9 en la
parte dorsal y 1-2 en la parte ventral, lo que es una característica distintiva para
esta especie Son de hábitos alimenticios omnívoros por excelencia (Barnes, 1996)
(Figura 2).
19
A continuación se indican los estadios larvarios en función al tiempo de
permanencia en el laboratorio (FAO, 2016) (Tabla 1).
Tabla 1. Estadios larvarios del camarón. Fuente: FAO
Días de
cultivo Estadios larvarios
1 N V NAUPLIOS
2 Z I
ZOEAS 3 Z II
4 Z III
5 M I
MYSIS 6 M II
7 M III
8 PL 1
POST
LARVAS
9 PL 2
10 PL 3
11 PL 4
12 PL 5
13 PL 6
14 PL 7
15 PL 8
16 PL 9
17 PL 10
18 PL 11
19 PL 12
20 PL 13
21 PL 14
Figura 2. Camarón Penaeus vannamei. Fuente: FAO
20
2.3.3 Métodos de la Investigación
En este proyecto de investigación se utilizó el Método Inductivo.
2.3.3.1 Método Inductivo: Esta investigación parte de conocimientos
específicos a uno global e integral, así a través de una compilación de trabajos de
investigación, enfocando la alimentación y los crecimientos de las larvas,
convergieron en un solo punto, se llegó a un conocimiento general y definido. De
esta forma un conjunto de elementos y componentes alimentaron a un todo, en
este caso a un conocimiento general.
2.3.4 Metodología
El presente trabajo de investigación está enfocado en estudiar las posibilidades
de crecimiento de las larvas de camarón, las mismas que para lograrlo requieren
de una serie de elementos en un ambiente favorable de cultivo, lo que promueve
el proceso de muda de las larvas y son las que permiten obtener mejores
crecimientos, las combinaciones alimenticias proporcionadas a los animales y una
serie de factores que intervienen en los medios acuáticos para el desarrollo óptimo
de las larvas son fundamentales para lograrlo. Son distintas las técnicas de
manejo implicadas y todas se empeñan en alcanzar los mayores crecimientos y
alcanzar los mejores resultados.
Normalmente el periodo de cultivo en el laboratorio dura aproximadamente
entre 20 a 21 días, tiempo suficiente para que las larvas alcancen el desarrollo
completo de todos sus apéndices externos y órganos internos, estén listas para ser
transferidas a una siguiente fase, que es la de engorde en las fincas acuícolas. Las
densidades de cultivo en los tanques del laboratorio son variables, sin embargo se
21
toma como punto de referencia 170 animales por litro de agua salada, así los
primeros individuos en ser sembrados corresponden a los estadios iniciales que
son los nauplios de camarón, los que se convertirán finalmente en las futuras
larvas al final del ciclo de producción (Anexo 1).
Los parámetros de siembra en los cultivos de larvas arrancan siempre con la
salinidad similar a la del agua de mar, esto se realiza para que los pequeños
animales no sufran mucho el estrés producido por las variaciones de este
parámetro, así también se mantienen en un ambiente cálido, procurando que el
aumento de temperatura favorezca el desarrollo de los siguientes subestadíos,
conociéndose que las fases iniciales requieren de calor para su crecimiento y se
promuevan las fases de muda del animal. Las lecturas de salinidad, como de
temperatura y otros parámetros son importantes para el paso de un estadio a otro.
Las salinidades de los medios fueron determinadas a través de un
refractómetro Aquafauna, el pH fue medido por un equipo digital YSI EcoSense,
mientras que un termómetro convencional con bulbo de mercurio, con escala del
1 al 50 ºC, se empleó para establecer las temperaturas de los medios líquidos, el
oxígeno fue medido a través de un equipo digital YSI 550 A, los niveles de
nitrito, nitrato y nitrógeno amoniacal en cada uno de los tratamientos fueron
determinados por un espectrofotómetro Hach DR 2700.
Los contajes de algas se realizan mediante una cámara de Neubauer
(hematocitómetro) de 0,0025 mm de área y 0,100 mm de profundidad. Las
revisiones de las muestras se realizan tanto en la mañana como en la tarde, para
determinar las concentraciones de las algas presentes en los medios acuáticos y
cuando hay déficits de estas, se inoculan células hasta completar las
concentraciones mínimas requeridas por las larvas en su alimentación, de acuerdo
al estadio larvario correspondiente. Todas las observaciones microscópicas de las
larvas como de algas, se realizan de manera permanente con el fin de monitorear
22
y registrar las posibles causas que pueden generar irregularidades durante las
etapas de crecimiento (Anexo 2).
Los niveles de concentración de algas microscópicas que se utilizan para la
alimentación de las larvas de camarón están basados en la literatura científica de
Porchas (1996) para las distintas especies de camarón (Naranjo, et al., 1999). Se
pueden utilizar las siguientes algas: Chaetoceros, Isochrysis y Dunaliella. El
trabajo de investigación detalla el proceso de crecimiento de las larvas cultivadas
y hace énfasis también en las supervivencias, la rapidez en los cambios
morfológicos y la asimilación de los alimentos utilizados. La heterogeneidad de
los datos obtenidos es analizada por modelos estadísticos de la varianza y se
revalidan por pruebas correspondientes al final de los mismos. En muchas centros
de producción se cultiva con bastante éxito Thalassiosira weissflogii, la misma
que cuenta con un excelente perfil nutricional (Anexo 3).
Los alimentos balanceados sólidos o líquidos que se proporcionen a las larvas,
deben tener los tamaños adecuados con respecto a los estadios correspondientes,
esto en consideración al tamaño del diámetro de la apertura bucal y las piezas
masticadoras del animal. Se recomienda que el tamaño de las partículas para
alimentar los estadios iniciales sea de 15-20 µm, los mismos que deben ir
aumentando de tamaño: 50, 100, 150, 200, 250 y 300 µm, a medida que el
animal vaya creciendo hasta llegar a 500 µm en los estadios posteriores. Los
porcentajes de proteínas contenidos en los balanceados varían desde el 60 al 45%,
las dietas deben ser suministradas a diario, cada 4 horas. Los derivados de
artemia de igual manera deben proporcionarse, alternando la dosificación con los
balanceados, para que se efectúe la ingesta de los alimentos de manera
intercalada (Anexo 4).
Se deben realizar observaciones microscópicas para establecer el momento del
paso de un estadio a otro, detallar las condiciones biológicas de las larvas
analizadas, establecer los porcentajes de presencia entre los subestadíos
23
presentes, detallar la actualización de cortes de supervivencias, así como los
crecimientos de las larvas cultivadas en cada uno de los tratamientos indicados,
Todo esto para proporcionar las dosificaciones alimenticias diarias en las
poblaciones cultivadas y hacerlo de manera adecuada. Los resultados de los
parámetros obtenidos se someten a análisis estadísticos y se define si existen
diferencias significativas existentes en los progresos alcanzados de las larvas entre
los diferentes tratamientos alimenticios.
Las unidades de estudio deben ser sujetas de ser elegidas y posteriormente
analizadas para levantar una base de datos y esta elección se debe hacer al azar,
además que se realizó un análisis comparativo de los diferentes tratamientos
alimenticios en el estudio del caso a través del ANOVA, que es aplicado para
comparar las varianzas entre las medias aritméticas de los diferentes tratamientos
(between) y así mismo comparar los datos obtenidos en relación al promedio
muestral dentro de un mismo tratamiento (within), en definitiva determinar el
comportamiento de las observaciones registradas con respecto a los promedios
muestréales dentro de un análisis (Sokal & Rohlf, 1999).
En el camarón, por las múltiples mudas durante todo el proceso larval, se
toman como estadios de referencia los subestadíos de Z II, por cuanto es una
etapa inicial, cuando el animal es vulnerable y muy sensible. Una inadecuada
disponibilidad de alimentos en el medio durante este estadio, lo condicionarían en
el futuro, incidiendo en el desarrollo de las postlarvas, ya que finalmente no
alcanzarían los estándares permisibles correspondientes. En Mysis I, se realiza
un análisis exhaustivo y se procede a observar el estado de sus características
morfológicas, con el fin de determinar si hay diferencias existentes y se toman
registros de los datos obtenidos. Luego en PL 1, que es el estadio determinante,
cuando los animales elongan su cuerpo y adquieren características específicas de
alimentación, se toman más datos y determinar los avances en su crecimiento.
24
En cuanto a los pesos, uno de los indicadores del crecimiento de las larvas, es
necesario tener presente que es un parámetro a determinar y requiere que los
animales estén en estadios intermedios (Mysis) y finales (Postlarvas), no en
estadios iniciales (Zoeas), puesto que se dificulta la lectura de los datos en estos
últimos y su obtención puede resultar infructuosa debido a los diminutos tamaños
corporales al ser analizadas las muestras. En relación al tamaño de las larvas,
estas deben ser consideradas a medida que estas vayan cambiando de estadios de
manera progresiva y el uso de una placa doble de vidrio milimetrada es un buen
dispositivo para acceder a la obtención de los datos de las tallas en cada una de
ellas (Anexo 5 y 6).
Además de las determinaciones de pesos y tallas en las larvas, se deben
considerar los desarrollos de la musculatura abdominal. Todas estas
observaciones se deberían procesar estadísticamente a través de un software de
análisis estadístico. Se recomienda el QED Statistics Version 1.1. Pisces
Conservation Ltd. 2007, el mismo que fue planteado en investigaciones similares
(Seaby, Henderson, Prendergast, & Somes, 2007). Un análisis de ANOVA de una
Vía, es muy pertinente para fundamentar la investigación, se recomienda además
una prueba de validación de resultados obtenidos y para ello podría ayudar la
prueba de Tukey, que es muy confiable con el fin de complementar la información
y establecer con certeza el análisis comparativo en el estudio del caso.
2.4 Resultados y Discusión
Los resultados presentados en las investigaciones de Naranjo, et al. (1999),
demuestran que obtuvo datos más altos de crecimiento (5,5 mm) y supervivencia
(55%) en las larvas, utilizando algas del genero Chaetoceros gracilis, que mide
entre 4-5 µm, superando a dosificaciones con Isochrysis y Dunaliella, con más
bajo crecimiento (5,3 mm) y supervivencia (52%). Sin embargo se registran
resultados promediales superiores, encima de estos valores (6,2 mm y 80%
respectivamente) empleando otro tipo de algas como es el caso de Thalassiosira
25
weissflogii, la cual mide entre 10-12 µm y tiene un elevado contenido de
aminoácidos, vitaminas y proteínas.
De igual forma se hace mención en los días de cultivo, cuando las postlarvas
iniciales (PL 1) alcanzan justo este estadio y lo efectúan a los 14 días de ciclo de
producción, tal como lo indica Naranjo, et al. (1999), en contraposición a lo
señalado por este autor, existen trabajos de investigación, en donde se indica que
las larvas alcanzan ese mismo estadio a los 8-9 días de cultivo como máximo,
considerando los mismos parámetros con otros valores.
En cuanto a las resultados de las lecturas de oxígeno en los medios de cultivos
larvarios, Rodríguez (2014), no le brinda mucha prolijidad al tema, tanto así que
los niveles del mismo en sus trabajos de investigación, no están más arriba que
los de otros trabajos, en donde se marca un inusitado interés en mantener alto este
parámetro durante todo el tiempo que dura el proceso de cultivo de larvas. De
igual manera sucede con la temperatura mantenida en los medios, pues no es más
alta la temperatura que emplea Rodríguez (2014) y que al final expone en sus
resultados finales, en comparación a los valores empleados en otros trabajos de
investigación, con el objetivo de alcanzar mayores crecimientos de las larvas.
El empleo de la artemia es considerado un factor muy importante en la
alimentación de las larvas, de hecho no existe una siembra sin contar con la
presencia de la artemia para poder sostener una corrida de producción. Esto de
manera general, sin embargo existen trabajos de investigación realizados por
Wouters y Van Horenbeeck (2003), que señalaron que se ha podido reemplazar a
la artemia como alimento en un cultivo de larvas, cuando lograron superar los
retos y no hubo necesidad de implementar dietas inclusivas de artemia, ni sus
derivados; esto se contrapone en gran medida a los criterios generalizados de la
gran mayoría de los autores que sostienen que el uso de la misma, es
indispensable para el crecimiento de las larvas y lo han catalogado como un
alimento insustituible e irremplazable.
26
En cuanto a los alimentos utilizados en los cultivos de larvas como
balanceados, existe una tendencia generalizada en asociar un destacable aumento
tanto en talla como en peso, empleando dosificaciones vigorosas de los mismos y
haciendo exclusivo el uso de los balanceados, suprimiendo las algas de manera
sistemática a la mitad del proceso de cultivo de las larvas, lo que podría conllevar
también a un aumento en la generación de materia orgánica y que también es
desfavorable para el equilibrio ecológico en el medio. Lo que contrasta con
estudios anteriores realizados por Martínez (2009), quien coincide con otros
autores e indica que las alimentaciones con algas son mucho más beneficiosas y
determinantes para el crecimiento significativo de las larvas de camarón.
Existe una buena sinergia entre la aplicación de alimentos balanceados y algas,
esto se observa cuando se revisan los contenidos intestinales de las larvas de
manera permanente, en relación a las condiciones de los animales y de los
tamaños que van alcanzando los mismos, con la edad cronológica del cultivo, lo
que coincide con los resultados de Gamboa (2015), quien en sus estudios de
investigación presenta resultados contundentes, que confirman que la
alimentación de larvas con algas de manera continua y sostenida durante todo el
tiempo que dura el cultivo, provoca un equilibrio biológico en el medio, lo que
asegura un buen crecimiento de las larvas de camarón en el laboratorio.
La musculatura abdominal de las larvas son un punto clave de observación y
referencia, puesto que constituye un indicador muy especial, para determinar el
estado de salud, ingestión de alimentos, asimilación y sobre todo evaluar los
procesos fisiológicos de las larvas y los índices de conversión alimenticia, lo que
propicia un mayor crecimiento (Alday & Flegel, 1999). La observación
microscópica de los músculos e intestinos de las larvas, es muy relevante al
momento de realizar un diagnóstico general, así los mayores índices de masa
muscular, esto es Nivel 5, corresponden a las larvas más fuertes y en ocasiones
más grandes, aunque no necesariamente, puesto que hay larvas con menor índice
27
muscular (4 y 3) que también poseen tamaños considerables, esto más pasa por
un tema alimenticio y un adecuado de manejo técnico del cultivo (Anexo 7).
Los valores del desarrollo de índice de masa muscular van ascendiendo
progresivamente a medida que las larvas van creciendo paulatinamente, según los
días de cultivo. El valor 5 corresponde al máximo nivel de desarrollo del I.M.M.
abdominal con respecto al grosor del intestino, esto es observable entre el quinto
y sexto segmento abdominal, 4 corresponde a un alto nivel de desarrollo de
I.M.M., 3 a un leve desarrollo de I.M.M. y 2 a un deficiente desarrollo de I.M.M.
Las observaciones del I.M.M. se realizan generalmente a partir de PL 5 (12 días)
en adelante, cuando es distinguible la contextura de los músculos abdominales en
el interior de las larvas (Anexo 8).
El siguiente listado de dietas alimenticias se ha elaborado con el fin de indicar
cuales son los insumos que sirven para mejorar el crecimiento de las larvas de
camarón en laboratorio, así como también se agrega el procedimiento a seguir
para asegurar un mayor resultado:
1. Nauplios de artemia, alimentados con algas previamente antes de ser
dosificados a las larvas de camarón.
2. Algas: Thalassiosira weissflogii, en todas las etapas larvales, hasta el final del
ciclo.
3. Derivados de artemia: cistos, biomasa de artemia congelada y/o viva, si es
viva alimentada con algas antes de ser dosificada.
4. Alimentos balanceados con partículas de tamaño adecuado a las mandíbulas de
las larvas.
5. Combinación de tamaños de partículas de alimentos balanceados, en las
transiciones de estadios larvales.
28
6. Inmunoestimulantes, que refuerzan el sistema inmunológico de las larvas y
favorecen la absorción de alimentos.
7. Multivitaminicos, enzimas y minerales que ayudan en la alimentación.
3. CONCLUSIONES
El control de los parámetros que se desarrollan en el ambiente acuático, en
este caso en un medio de cultivo, no es suficiente para promover el crecimiento
de las larvas, porque aun cuando se mantienen los parámetros bajo control en los
cultivos correspondientes, en ciertos casos se producen deficiencias en los
crecimientos, los mismos que son debidamente evidenciados, mientras tiene
lugar el mismo, porque colateralmente existen más factores que merecen ser
considerados, por estar interactuando en el medio con los organismos cultivados
y por ende tener incidencia directa sobre el crecimiento de las larvas.
El desarrollo del índice de masa muscular abdominal en las larvas, no tiene
relación directa con el tamaño corporal y más bien es indiferente al crecimiento de
los animales en forma general, pero es un buen indicador del estado de salud de
las larvas y en la asimilación de los alimentos, sobre todo en los factores de
conversión alimenticia de una producción.
Los resultados obtenidos y analizados mediante el modelo estadístico ANOVA
de una Vía, indican que no existen diferencias significativas entre las varianzas
de los distintos tipos de alimentación, ni aun dentro de una misma alimentación,
es decir el crecimiento de las larvas de camarón no es privativo para alguno de los
tipos de alimentos empleados. Sin embargo hay una notable superioridad en el
crecimiento de las larvas, alimentando con algas de manera continua durante todo
el tiempo que dure el ciclo de producción.
29
Este trabajo de investigación contiene una recopilación científica tanto de
procedencia nacional como internacional, que de cierto modo han aportado para
la elaboración de este proyecto, el mismo que a su vez servirá de apoyo para
futuros estudios sobre los problemas de crecimiento de las larvas de camarón y
sus consecuencias.
4 RECOMENDACIONES
Continuar el estudio y seguimiento de los crecimientos de larvas en las
piscinas de engorde de las fincas acuícolas, que permitan adquirir más datos de
información y a través de un análisis estadístico correspondiente determinar los
niveles de incremento alcanzados.
Realizar estudios de alimentación considerando otras especies de algas en las
dietas de larvas de camarón y efectuar comparaciones entre los crecimientos
obtenidos al final de las mismas.
Fortalecer los procedimientos de alimentación, empleando prácticas
funcionales que favorezcan el crecimiento de las larvas tales como selección de
tamaños de partículas de alimentos, combinación de tamaños de partículas de
alimentos, etc.
Mantener el equilibrio del medio donde se encuentran las larvas, sin dejar de
tener en cuenta que deben mantenerse los eslabones de la cadena alimenticia para
mejorar la nutrición y de esta forma beneficiar el crecimiento de las larvas, por
ello es tan importante inocular algas hasta el final del cultivo.
30
Es necesario implementar análisis microbiológicos del agua y de los
organismos cultivados, realizar monitoreos de manera periódica, para detectar
una probable presencia de patógenos en el medio, lo que brinda mucha ayuda y es
un buen soporte técnico para llevar adelante una producción. Esta información es
imprescindible, para tener más elementos de juicio y poder controlar de mejor
forma los factores que inciden en el crecimiento de las larvas en el laboratorio.
Las detecciones oportunas de manera permanente de la presencia de
microorganismos en el agua, proporcionan una información muy valiosa al
momento de realizar los análisis de producción y las estimaciones
correspondientes.
Tomar medidas correctivas para que el personal de trabajadores relacionados a
la producción de las larvas en los laboratorios, implementen buenas prácticas de
manejo, para que ayuden a solucionar la problemática de los bajos crecimientos,
por lo tanto se sugiere un mayor control en la planificación y ejecución de los
procedimientos operacionales, manejo técnico, supervisión, etc., con el fin de
obtener mejores resultados de crecimiento en las larvas.
Referencias bibliográficas
Aguirre, G., Lara, M., Sanchez, J., Campa, A., & Luna, A. (2013). Una revisión sobre el uso
de probióticos en el cultivo de organismos acuáticos. AQUA Cultura, 22-26.
Alday, d. G., & Flegel, T. (1999). Diagnosis of shrimp diseases. Bangkok: FAO, NACA,
Multimedia Co., Ltd.
Almanza, M., Barraco, M., Cuéllar, J., Lightner, D., Mendes, E., Lemos, A., . . .
Vasconcelos, T. (2008). Guia Técnica - Patología e Inmunología de camarones penaeidos.
Panamá: ISBN: 978-9962-661-02-3.
Andrino, K., Serrano, A., & Corre, V. (2013). Efectos de la adición de nucleotidos en el
alimento sobre el crecimiento y la respuesta inmune de Litopenaeus vannamei. AQUA
Culture, 34-37.
Barnes, R. D. (1996). Zoología de Invertebrados. México D.F.: McGraw-Hill
Interamericana Editores, S.A. de C.V.
Bautista, C. (1994). Crustaceos Tecnologia de Cultivo. Madrid: Ediciones Mundi-Prensa.
31
Chanratchakool, P. (2015). Buenas Prácticas de manejo y bioseguridad en el cultivo de
camarón. En CNA-ESPOL, XVII Congreso Ecuatoriano de Acuicultura & Aquaexpo 2015
(págs. 59,60). Guayaquil: DSM Nutritional Products Ecuador S.a.
CNA. (2011). Beneficios de la manipulación de dietas en condiciones de baja salinidad.
AQUA Cultura, 21,22.
Cobo, M., & Wouters, R. (2010). ¿Se puede sustituir la artemia en la alimentacion de
larvas de camarón? AQUA Cultura, 30-32.
Coll, M. J. (1991). ACUICULTURA MARINA ANIMAL. Madrid: S.A. MUNDI-PRENSA LIBROS.
Cuéllar-Anjel, J., Morales, V., Lara, C., & García, O. (2014). Buenas prácticas y
bioseguridad para el cultivo del camarón blanco Penaeus (Litopenaeus) vannamei
(Boone, 1931). In V. Morales, & J. Cuéllar-Anjel, Guía Técnica. Patología e Inmunología
de camarones penaeidos (pp. 331-360). Panamá: Oirsa.
Defoirdt, T., Boon, N., Sorgeloos, P., Verstraete, W., & Peter, B. (2014). Alternativas para
el control de infecciones bacterianas en acuacultura. El caso de la vibriosis luminiscente.
AQUA Cultura, 30-37.
Dominguez, C., Agurto, G., Solórzano, R., & Rodrìguez, J. (2015). Busqueda de productos
naturales por sus propiedades antioxidantes e inhibitorias del Quorun Sensing. En CNA-
ESPOL, XVII Congreso Ecuatoriano de Acuicultura & Aquaexpo 2015 (págs. 63,64).
Guayaquil: DSM Nutritional Products Ecuador S.A.
Earth, G. (25 de Enero de 2016). Google Earth. Localización de un sitio. La Libertad, Santa
Elena, Ecuador: Google Earth.
FAO. (2004). Roma: ISBN 92-5-305022-5.
FAO. (16 de Noviembre de 2014). Obtenido de http://www.fao.org/fishery/about/es
FAO. (25 de Noviembre de 2015). Manual para la cria de camarones peneidos. Obtenido
de http://www.fao.org/docrep/field/003/ab466s/AB466S05.htm
FAO. (24 de Enero de 2016). Obtenido de
http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Penaeus_vannamei/es
Gamboa, J. (2015). La importancia nutricional de la productividad natural en piscinas de
engorde de camarón. AQUA Cultura, 38-42.
Gamboa, J., & Le Vay, L. (2015). Efecto del reemplazo de la artemia en la alimentación
de los estadíos Mysis y Postlarva del camarón Litopenaeus vannam. AQUA Cultura, 327.
Globefish, F. (2015). Reporte del mercado mundial del camarón . Aquacultura, 74.
Guillaum, J. K. (2004). Nutrición y alimentación de peces y crustáceos. Madrid: Ediciones
Mundi-Prensa.
32
Krummenauer, D., Poersch, L., Romano, L., Lara, G., Encarnacao, P., & Wasieleski, J.
(2015). El efecto de la adición de probióticos comerciales en el cultivo de camarón en
sistemas con bioflocs. AQUA Cultura, 44-48.
Martinez, R. (2009). CAMARONICULTURA SUSTENTABLE Manejo y Evaluacioón. México:
Edtorial Trillas, S.A. de C. V.
Morales, V., & Cuellar-Angel, J. (2014). Guía Técnica. Patología e Inmunología de
camarones penaeidos. En V. Morales, J. V. Cuellar-Angel, & J. Cuellar-Angel, Guía
Técnica. Patología e Inmunología de camarones penaeidos (pág. 25). Panamá: Oirsa.
Naranjo, J., Porchas, A., Robles, M., Magallón, F., Valdéz, J., & Villarreal, H. (1999).
Sobrevivencia, metamorfosis y crecimiento de larvas de camarón Penaeus californiensis
(Decapoda: Peneidae) alimentadas con diferentes microalgas. Revista de Biología
Tropical, 6.
Newman, S. (2015). Control de vibrio en las maduraciones y laboratorios de camarón.
Aqua Cultura, 46.
Pamulapati, S., & Chandra, P. (2014). Importancia de los minerales en la alimentacion
del camarón. AQUA cultura, 22-24.
Pattanavivat, S., Limsuwan, C., Chuchird, N., & Pattarakulchai, N. (2013). Comparación
de varios métodos para la selección de larvas de camarón y su efecto sobre el
rendimiento en piscina. AQUA cultura, 32-37.
Prasertsri, S., Limsuwan, C., & Churchird, N. (2014). El efecto de una infección con
microsporidios sobre el crecimiento del camarón Litopenaeus vannamei . AQUA cultura,
44-47.
Rodríguez, G. (2014). Análisis comparativo entre el manejo de dos sistemas de
producción de postlarvas de camarón (Litopenaeus vannamei) orgánica vs. convencional
y su influencia sobre los parámetros biologicos obtenidos. tilapia & camarones, 29-34.
Rodríguez, J., Bayot, B., Betancourt, I., Chalén, B., Dominguez, C., Malavé, R., & F., P.
(2014). Reporte de problemas asociados a vibrios en la larvicultura de camarón. AQUA
Cultura, 36-39.
Saborío, A., & José, M. (2008). Buenas Prácticas de Manejo en la Camaronicultura. En V.
Morales, & J. Cuellar-Angel, Guía Técnica. Patología e Inmunología de camarones
penaeidos (pág. 227232). Panamá: ISBN: 978-9962-661-03-3.
Seaby, R., Henderson, P., Prendergast, & Somes, R. (2007). QED Statistics 1.1. Reino
Unido: Pisces Conservation Ltd.
SENPLADES. (2013-2017). Plan Nacional del Buen Vivir. En SENPLADES, Plan Nacional del
Buen Vivir. Quito: Secretaría Nacional de Planificación y Desarrollo.
Sokal, R. R., & Rohlf, F. J. (1999). Introducción a la Biostadística. México, D.F.: REVERTÉ
EDICIONES, S.A. DE C.V. .
33
Sonnenholzner, S., Cobo, L., Román, R., & May, C. (2010). Evaluación de concentrado de
microalga Chaetoceros gracilis en la larvicultura de Penaeus vannamei. AQUA Cultura,
30-32.
Universo, E. (11 de Agosto de 2015). Producción de larvas de camarón bajó 30%. El
Universo.
Wouters, R., Naessens, E., Cobo, M., & Bequé, E. (2015). Mejoras en las técnicas de
larvicultura , Calidad de las larvas y su relación con el rendimiento en el engorde del
camarón. En CNA-ESPOL, XVII Congreso Ecuatoriano de Acuicultura & Aquaexpo 2015
(pág. 25). Guayaquil: DSM Nutritional Products Ecuador S.A.
Anexo 1
34
Fotografía 1. Acuarios con larvas de camarón
Anexo 2
Fotografía 2. Cámara de Neubauer para observación de algas
Fotografía 3. Preparación de muestra de algas para observación
35
Anexo 3
Fotografía 4. Observación microscópica de muestras
Fotografía 5 Algas: Thalassiosira weissflogii
36
Anexo 4
Fotografía 6. Cosecha y recolección de alimento vivo: artemia para las larvas
Fotografía 7. Observación microscópica de nauplios de artemia
37
Anexo 5
Fotografía 8. Observación de las larvas en placas dobles de vidrio
38
Anexo 6
Fotografía 9. Obtención de pesos de larvas en balanza digital
Fotografía 10. Determinación de PL gramo en larvas
39
Anexo 7
Fotografía 11. Observación microscópica de índices de masa muscular en
postlarvas de camarón
40
Anexo 8
Fotografía 12. Observación microscópica de índices de masa muscular en
postlarvas de camarón
