UNIVERSIDAD POLITÉCNICA SALESIANA SEDE QUITO · EDISON ANTONIO OSORIO MUÑOZ DIRECTOR: PABLO COBA...

UNIVERSIDAD POLITÉCNICA SALESIANA

SEDE QUITO

CARRERA: INGENIERÍA EN BIOTECNOLOGÍA DE LOS RECURSOS

NATURALES

Tesis previa a la obtención del título de: INGENIERO EN

BIOTECNOLOGÍA DE LOS RECURSOS NATURALES

TEMA:

EVALUACIÓN Y DETERMINACIÓN DE LA CAPACIDAD

SECUESTRANTE DE LOS METALES PESADOS CROMO (Cr) Y CADMIO

(Cd) POR TAXAS DE MOHOS AISLADAS DE LOS ALREDEDORES DE

LOS RÍOS CUTUCHI Y MACHÁNGARA

AUTORES:

CARINA ELIZABETH HIDALGO RAMÍREZ

EDISON ANTONIO OSORIO MUÑOZ

DIRECTOR:

PABLO COBA SANTAMARÍA

Quito, junio del 2013

DECLARATORIA DE RESPONSABILIDAD

Nosotros, Carina Elizabeth Hidalgo Ramírez y Edison Antonio Osorio Muñoz,

autorizamos a la Universidad Politécnica Salesiana la publicación total o parcial de

este trabajo de grado y su reproducción sin fines de lucro.

Además declaramos que los conceptos, análisis desarrollados y las conclusiones del

presente trabajo son de exclusiva responsabilidad de los autores.

Quito, junio de 2013.

__________________________ __________________________

Carina Elizabeth Hidalgo Ramírez Edison Antonio Osorio Muñoz

C.C: 172265551-9 C.C: 172004817-0

DEDICATORIA

A Dios compañero innegable, a mis padres Luis y Lourdes quienes desde siempre me

han brindado su sabiduría, apoyo y sobre todo amor incondicional, a mis hermanos

Sebastián y Ricardo con los que comparto gratos recuerdos y aprendizajes que nos

van formando cada día como buenos hijos, a Edi mi compañero y amigo

incondicional quien en todo este proceso me ha trasmitido sus ganas, empeño,

dedicación y a todas las personas que de una u otra forma han hecho posible la

culminación de mi trayectoria profesional.

Carina Hidalgo R.

A mi hermosa familia.

A mi madre María Elena, mi abuelita Enmita y mi hermano Juan Carlos, quienes

siempre me han brindado su apoyo incondicional en cada meta que me he propuesto

y son mi motivación para superarme.

A mi padre Edison que aunque este lejos siempre lo tengo presente y le agradezco

todo lo que me ha enseñado.

A Cari mi respaldo y alegría.

Edison Osorio M.

AGRADECIMIENTO

A la Universidad Politécnica Salesiana por permanentemente innovar y mejorar la

calidad de la educación en nuestra formación profesional.

A todos los docentes que en estos años de estudio nos han impartido sus

conocimientos con ética profesional y por su apertura para resolver dudas con la

mística de los educadores salesianos.

Al Bqf. Pablo Coba que bajo su dirección ha dedicado tiempo y me ha guiado con

sus conocimientos y experiencias hacia la culminación de este trabajo.

A la Ing. Laura Huachi por el interés de ayudarnos a lo largo de la realización de este

trabajo, por sus sugerencias y conocimientos.

Al Quím. Cristian Larenas por sus conocimientos, tiempo y soporte en la técnica de

Espectrofotometría de Absorción Atómica.

Al Bqf. Carlos Ulloa y al Ing. Edwin Arias, docentes de la carrera de Ingeniería

Ambiental del Campus Sur quienes nos apoyaron con equipos para el desarrollo dela

fase de muestreo.

Al CIVABI y a todo el equipo que lo conforma encabezado por la Ing. Tatiana

Mosquera, gracias por facilitarnos los requerimientos en el desarrollo experimental

de nuestro trabajo. De igual manera a la Ing. Diana Calero e Ing. María Belén Aldás

por darnos su confianza y ayuda en la planificación del trabajo en el laboratorio

cuando fue necesario.

A la Dra. Marinella Rodolfi del Departamento de Micología del Ortobotánico de la

Universidad de Pavía así como al Dr. Mauricio Lafonte, quienes nos han colaborado

con sus conocimientos en la etapa de la identificación morfológica de las taxas.

Carina y Edison

ÍNDICE

INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 1

CAPÍTULO I

MARCO REFERENCIAL

1.1 Contaminación ambiental ................................................................................. 8

1.1.1 Actividades antropogénicas ......................................................................... 9

1.1.2 Contaminación de agua y sedimentos ....................................................... 10

1.1.2.1 Contaminación de ríos ............................................................................. 12

1.1.2.2 Aguas residuales ...................................................................................... 13

1.1.2.3 Tipos de contaminantes comunes en ríos ................................................ 14

1.1.2.4 Contaminación de ríos por metales pesados ........................................... 15

1.1.2.5 Ríos contaminados en Ecuador: Causas y efectos .................................. 15

1.1.2.6 Situación del río Cutuchi ......................................................................... 17

1.1.2.7 Situación del río Machángara .................................................................. 19

1.1.2.8 Legislación y normativas reguladoras del recurso agua en Ecuador ...... 21

1.2 Metales pesados .............................................................................................. 22

1.2.1 Características ............................................................................................ 22

1.2.2 Fuentes de Metales Pesados ...................................................................... 23

1.2.2.1 Fuentes de origen natural ........................................................................ 24

1.2.2.2 Fuentes de origen antropogénico............................................................. 25

1.2.3 Cromo ........................................................................................................ 26

1.2.3.1 Propiedades químicas .............................................................................. 26

1.2.3.2 Toxicología del cromo ............................................................................ 26

1.2.3.3 Fuentes y usos industriales de cromo ...................................................... 27

1.2.4 Cadmio ...................................................................................................... 28

1.2.4.1 Propiedades químicas .............................................................................. 28

1.2.4.2 Toxicología del cadmio ........................................................................... 28

1.2.4.3 Fuentes y usos industriales de cadmio .................................................... 29

1.3 Biorremediación ............................................................................................. 31

1.3.1 Tipos de Biorremediación ......................................................................... 31

1.3.1.1 Micoremediación ..................................................................................... 33

1.3.1.2 Mohos ...................................................................................................... 34

1.3.1.3 Micoremediación de metales pesados ..................................................... 36

1.4 Interacciones microorganismo-metal ............................................................. 36

1.4.1 Generalidades ............................................................................................ 37

1.4.2 Inmovilización del metal ........................................................................... 39

1.4.3 Biosorción .................................................................................................. 39

1.4.4 Bioacumulación ......................................................................................... 40

1.4.5 Biosorción y bioacumulación de metales pesados en hongos ................... 40

1.4.5.1 Estudios ex situ de micoremediación de metales pesados ...................... 41

CAPÍTULO II

MARCO METODOLÓGICO

2.1 Zonificación del estudio ................................................................................. 42

2.1.1 Muestreo y Toma de Datos in situ ............................................................. 46

2.2 Análisis físico químico de muestras de suelos y sedimentos ......................... 47

2.2.1 Potencial Hidrógeno (pH) y conductividad ............................................... 47

2.2.2 Humedad .................................................................................................... 48

2.2.3 Determinación de la concentración de Cromo y Cadmio en muestras de

sedimentos ................................................................................................. 52

2.2.3.1 Digestión de las muestras de sedimentos ................................................ 52

2.2.3.2 Determinación de la concentración de cromo y cadmio en las muestras

digeridas de sedimentos mediante Espectrofotometría de Absorción

Atómica. .................................................................................................. 55

2.3 Aislamiento, selección, identificación y conservación de taxas de mohos ... 58

2.3.1 Aislamiento ................................................................................................ 58

2.3.2 Selección de Taxas de Mohos ................................................................... 62

2.3.3 Identificación de las Taxas ........................................................................ 65

2.3.4 Conservación de las taxas aisladas ............................................................ 65

2.4 Evaluación y determinación de la actividad secuestrante de Cromo y

Cadmio ........................................................................................................... 66

2.4.1 Preparación del Inóculo ............................................................................. 66

2.4.1.1 Conteo aproximado de esporas de las taxas seleccionadas ..................... 66

2.4.2 Inoculación de los Mohos Seleccionados en el Medio Experimental ....... 70

2.4.2.1 Preparación del medio de cultivo líquido Sabouraud Dextrose Broth

(SDB) adicionado Cr y Cd ...................................................................... 70

2.4.2.2 Inoculación de esporas en medio SDB .................................................... 71

2.4.3 Evaluación y determinación de la actividad secuestrante de Cromo y

Cadmio ...................................................................................................... 73

CAPÍTULO III

RESULTADOS

3.1 Muestreo ......................................................................................................... 75

3.1.1 Parámetros ambientales in situ .................................................................. 75

3.2 Análisis físico químico de muestras de sedimentos ....................................... 76

3.2.1 Potencial hidrógeno (pH) y conductividad ................................................ 76

3.2.2 Humedad .................................................................................................... 78

3.2.3 Determinación de la concentración de cromo y cadmio en las muestras de

sedimentos mediante espectrofotometría de absorción atómica................ 80

3.2.3.1 Digestión de las muestras de sedimentos ................................................ 80

3.2.3.2 Determinación de la concentración de cromo y cadmio en las muestras de

sedimentos digeridas. .............................................................................. 82

3.3 Aislamiento, selección e identificación de taxas de mohos ........................... 86

3.3.1 Aislamiento y conservación de taxas de mohos ........................................ 86

3.3.2 Selección de taxas de mohos ..................................................................... 86

3.3.3 Identificación de Taxas de Mohos ............................................................. 91

3.4 Evaluación y determinación de la actividad secuestrante de cromo y

cadmio ............................................................................................................ 94

3.4.1 Preparación del inóculo ............................................................................. 94

3.4.1.1 Conteo aproximado de esporas de las taxas seleccionadas ..................... 94

3.4.2 Método indirecto para la evaluación y determinación de la actividad

secuestrante ................................................................................................ 94

CONCLUSIONES .................................................................................................. 101

RECOMENDACIONES ........................................................................................ 104

LISTA DE REFERENCIAS ................................................................................. 106

ANEXOS ................................................................................................................. 113

ÍNDICE DE GRÁFICOS

Gráfico 1 La contaminación ambiental como subproducto de las actividades

humanas. .................................................................................................... 9

Gráfico 2 Zonas presentes en el cauce de un río. ..................................................... 12

Gráfico 3 Cauce del río Cutuchi cercano a la población e industrias ubicadas en

Latacunga. ............................................................................................... 17

Gráfico 4 Escombros y basura arrojados por la población afectan directa o

indirectamente la calidad del río Cutuchi. ............................................... 18

Gráfico 5 Contaminación evidente por descargas de desechos urbanos de Quito en

el río Machángara. ................................................................................... 20

Gráfico 6 Emisiones de metales pesados en suelos por actividades antropogénicas.

................................................................................................................. 26

Gráfico 7 Estructura del glicocáliz. ......................................................................... 35

Gráfico 8 Delimitación geográfica de los lugares de estudio en el territorio

ecuatoriano. ............................................................................................. 42

Gráfico 9 Cauce del Río Cutuchi-Latacunga........................................................... 43

Gráfico 10 Cauce del Río Machángara-Quito. .......................................................... 43

Gráfico 11 Ubicación geográfica de los puntos de muestreo sobre la cuenca del río

Cutuchi. ................................................................................................... 44


Machángara. ............................................................................................ 45

Gráfico 13 Trazado del área para toma de muestras. ................................................ 47

Gráfico 14 Medición del pH y la conductividad de las muestras de sedimentos. ..... 48

Gráfico 15 Equipo de Detección Halógeno de Humedad. ........................................ 51

Gráfico 16 Equipo microondas para digestión de muestras Berghof MSW2. .......... 54

Gráfico 17 Muestras de suelo digeridas, filtradas y aforadas. .................................. 58

Gráfico 18 Equipo de Espectrofotometría de Absorción Atómica. .......................... 58

Gráfico 19 Siembra de las muestras de sedimentos en medios de cultivo adicionados

antibióticos. ............................................................................................. 60

Gráfico 20 Siembra de los mohos procedentes de las muestras de suelo y sedimentos

en nuevo medio SDA. ............................................................................. 61

Gráfico 21 Medición del crecimiento de las taxas de mohos en el medio SDA con Cr

y Cd. ........................................................................................................ 64

Gráfico 22 Conservación de taxas en tubos con medio sólido Czapek. .................... 66

Gráfico 23 Conteo de esporas en Cámara Neubauer................................................. 68

Gráfico 24 Ubicación de los cuadrantes para conteo de las esporas. ........................ 68

Gráfico 25 Esquema para el conteo de esporas en Cámara Neubauer ...................... 69

Gráfico 26 Conteo de esporas en cuadros de 0.004 mm2 a 40X ............................... 69

Gráfico 27 Toma de alícuota de los medios con Cd y Cr en tratamiento con los

mohos. ..................................................................................................... 74

Gráfico 28 Ingreso de método para lectura de las muestras en el equipo de absorción

atómica. ................................................................................................... 74

Gráfico 29 Variaciones en pH y conductividad en función del lugar de muestreo río

Cutuchi. ................................................................................................... 77

Gráfico 30 Valores promedio de pH y conductividad en función del lugar de

muestreo río Machángara. ....................................................................... 78

Gráfico 31Variación del contenido de humedad de las muestras procedentes del río

Cutuchi. ................................................................................................... 79

Gráfico 32 Variación del contenido de humedad de las muestras procedentes del río

Machángara. ............................................................................................ 80

Gráfico 33 Desarrollo del método de limpieza en el microondas digestor. .............. 80

Gráfico 34 Desarrollo del método de digestión Soil EPA 3051 del digestor

microondas. ............................................................................................. 81

Gráfico 35 Curvas de calibración de Cr y Cd para el análisis de muestras de suelo y

sedimentos. .............................................................................................. 82

Gráfico 36 Gráfico de la concentración de Cromo en las muestras procedentes del

río Cutuchi. .............................................................................................. 83

Gráfico 37 Gráfico de la concentración de Cadmio en las muestras procedentes del

río Cutuchi. .............................................................................................. 84

Gráfico 38 Gráfico de la concentración de Cromo en las muestras procedentes del

río Machángara. ....................................................................................... 85

Gráfico 39 Gráfico de la concentración de Cadmio en las muestras procedentes del

río Machángara. ....................................................................................... 85

Gráfico 40 Crecimiento de mohos en medios modificados con 45 ppm de Cd y Cr. 89

Gráfico 41 Curvas de Calibración para la determinación de Cromo y Cadmio de los

medios SDA modificados........................................................................ 95

Gráfico 42 Concentración de Cromo en el medio tras 7 días de tratamiento. .......... 96

Gráfico 43 Concentración de Cadmio en el medio tras 7 días de tratamiento. ......... 97

Gráfico 44 Porcentaje de remoción de Cromo del medio de cultivo modificado en

función de las taxas seleccionadas. ......................................................... 97

Gráfico 45 Porcentaje de remoción de Cadmio del medio de cultivo modificado en

función de las taxas seleccionadas. ......................................................... 98

Gráfico 46 Variación del valor de pH en el medio de cultivo modificado con Cromo

en función de las determinaciones en el primer día (D1) y al séptimo día

(D7) de evaluación. ................................................................................. 99

Gráfico 47 Variación del valor de pH en el medio de cultivo modificado con Cromo

en función de las determinaciones en el primer día (D1) y al séptimo día

(D7) de evaluación. ............................................................................... 100

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1 Puntos de referencia para la toma de muestras. ........................................... 7

Tabla 2 Tipos y causas de contaminación en cuerpos de agua. .............................. 12

Tabla 3 Contaminantes, procesos y fuentes que afectan a calidad del agua........... 14

Tabla 4 Industrias que influyen en la calidad del agua del río Cutuchi. ................. 19

Tabla 5 Número de establecimientos que generan lodos industriales en el Distrito

Metropolitano de Quito (DMQ), de acuerdo a la Clasificación

Internacional Industrial Uniforme (CIIU). ................................................ 20

Tabla 6 Legislación del agua en Ecuador. .............................................................. 21

Tabla 7 Límites de descarga a un cuerpo de agua dulce......................................... 22

Tabla 8 Los metales pesados más importantes, su densidad, su abundancia y su

categoría como esenciales y/o contaminantes. .......................................... 23

Tabla 9 Metales pesados asociados a minerales primarios sulfurosos. .................. 24

Tabla 10 Metales pesados asociados a minerales secundarios. ................................ 25

Tabla 11 Concentraciones normales de cromo (ppm) de varios medios en el

ambiente. ................................................................................................... 28

Tabla 12 Concentraciones normales de cadmio (ppm) de varios medios en el

ambiente. ................................................................................................... 30

Tabla 13 Clasificación de los hongos. ...................................................................... 34

Tabla 14 Condiciones ambientales requeridas para el crecimiento. ......................... 35

Tabla 15 Reacciones microbianas que conducen a la movilización o inmovilización

de metales. ................................................................................................. 38

Tabla 16 Ejemplos de biomasas fúngicas empleadas en la biosorción de metales

pesados. ..................................................................................................... 39

Tabla 17 Ejemplos de microorganismos acumuladores de metales pesados tóxicos.

................................................................................................................... 40

Tabla 18 Estudios ex situ de micoremediación de metales pesados ......................... 41

Tabla 19 Sitios para realizar los estudios. ................................................................ 42

Tabla 20 Coordenadas geográficas de los lugares muestreados para el río Cutuchi. 44

Tabla 21 Coordenadas geográficas de los lugares muestreados para el río

Machángara. .............................................................................................. 45

Tabla 22 Parámetros del método de limpieza cargado en el microondas de digestión.

................................................................................................................... 52

Tabla 23 Parámetros establecidos en el programa Soil EPA 3051 para el equipo de

digestión microondas. ................................................................................ 55

Tabla 24 Código asignado para cada lugar muestreado. .......................................... 62

Tabla 25 Equipos utilizados para la incubación de las taxas con el medio

experimental que contiene Cd y Cr. .......................................................... 73

Tabla 26 Parámetros ambientales in situ; puntos de muestreo río Cutuchi. ............. 75

Tabla 27 Parámetros Ambientales in situ; puntos de muestreo río Machángara. ..... 75

Tabla 28 Cuadro valores promedio en determinaciones de pH y conductividad;

muestras sedimentos río Cutuchi. .............................................................. 76


muestras sedimentos río Machángara. ....................................................... 76

Tabla 30 Contenido de humedad en las muestras procedentes del río Cutuchi........ 79

Tabla 31 Contenido de humedad en las muestras procedentes del río Machángara. 79

Tabla 32 Pesos de muestra de suelos y sedimentos en teflones de digestión. .......... 81

Tabla 33 Lectura de Cromo y Cadmio por absorción atómica en las muestras de

lodos y sedimentos procedentes del río Cutuchi. ...................................... 83

Tabla 34 Lectura de Cromo y Cadmio por absorción atómica en las muestras de

lodos y sedimentos procedentes del río Machángara. ............................... 84

Tabla 37 Taxas de mohos aisladas de las muestras de sedimentos de los ríos Cutuchi

y Machángara. ........................................................................................... 86

Tabla 38 Géneros identificados de las taxas aisladas procedentes de muestras del río

Cutuchi. ..................................................................................................... 92

Tabla 39 Géneros identificados de las taxas aisladas de muestras del río

Machángara. .............................................................................................. 93

Tabla 40 Número de esporas aproximado por mililitro y número de esporas totales

determinadas por conteo en Cámaras de Neubauer. .................................. 94

Tabla 41 Resumen de las lecturas de concentración de Cromo (ppm) en el medio

experimental durante 7 días (D1 a D7) de interacción con las taxas de

mohos, partiendo de una concentración inicial (D0). ................................ 95

Tabla 42 Resumen de las lecturas de concentración de Cadmio (ppm) en el medio

experimental durante 7 días (D1 a D7) de interacción con las taxas de

mohos, partiendo de una concentración inicial (D0). ................................ 96

Tabla 43 Cuadro de resumen de las determinaciones de pH en el medio de cultivo

en el Día 1 y Día 7 de evaluación. ............................................................. 99

Tabla 44 Métodos para lectura de Cr. ..................................................................... 118

Tabla 45 Métodos para lectura de Cd. .................................................................... 118

Tabla 46 Valores de pH y conductividad en las muestras de suelo del río Cutuchi.

................................................................................................................. 119

Tabla 47 Valores de pH y conductividad de las muestras de suelo del río

Machángara. ............................................................................................ 120

Tabla 48 Porcentajes de contenido de humedad (%MC) en muestras de los ríos

Cutuchi y Machángara. ............................................................................ 121

Tabla 49 Valores obtenidos por absorción atómica de las concentraciones de Cromo

y Cadmio de muestras de sedimentos digeridas procedentes de los ríos

Cutuchi y Machángara. ............................................................................ 122

Tabla 50 Taxas de mohos aislados de los lugares muestreados; río Cutuchi. ........ 123

Tabla 51 Taxas de mohos aislados de lugares muestreados; río Machángara. ....... 134

Tabla 50 Selección de taxas del río Cutuchi. .......................................................... 145

Tabla 53 Selección de taxas del río Machángara.................................................... 146

Tabla 54 Medidas de crecimiento en mm de las taxas seleccionadas del río Cutuchi

en el medio sólido SDA + 100 ppm de Cr y Cd. ..................................... 147

Tabla 55 Medidas de crecimiento en mm de las taxas seleccionadas del río

Machángara en el medio sólido SDA + 100 ppm de Cr y Cd. ................ 147

Tabla 56 Taxas identificadas procedentes de los ríos Cutuchi. .............................. 148

Tabla 57 Taxas identificadas procedentes del río Machángara. ............................. 159

Tabla 58 Valores obtenidos de esporas en los cuadrantes de las cámaras de

Neubauer. ................................................................................................. 170

Tabla 59 Lecturas en el equipo de absorción atómica para el elemento Cromo. ... 171

Tabla 60 Lecturas en el equipo de absorción atómica para el elemento Cadmio. .. 173

ÍNDICE DE DIAGRAMAS

Diagrama 1 Tipos de contaminación en el ambiente. ................................................. 8

Diagrama 2 Toxicocinética del cadmio ..................................................................... 29

Diagrama 3 Tipos de biorremediación. ..................................................................... 31

Diagrama 4 Los tres principales componentes interrelacionados involucrados en la

biorremediación. .................................................................................... 33

Diagrama 5 Mecanismos de interacción entre metales pesados y

microorganismos. .................................................................................. 36

Diagrama 6 Esquema de procedimiento: Preparación del inóculo, conteo de

esporas. .................................................................................................. 69

Diagrama 7 Esquema de procedimiento: Preparación de medio de cultivo

experimental adicionado 100 ppm de Cr y Cd. ..................................... 71

Diagrama 8 Esquema de procedimiento: Inoculación de esporas en medio líquido

experimental SDB con 100 ppm de Cr o 100 ppm de Cd. .................... 72

Diagrama 9 Evaluación del crecimiento de las taxas de mohos del río Cutuchi en

medio SDA modificado con 45 ppm de Cromo. ................................... 87


medio SDA modificado con 45 ppm de Cadmio. .................................. 87

Diagrama 11 Evaluación del crecimiento de las taxas de mohos del río Machángara

en medio SDA modificado con 45 ppm de Cromo. .............................. 87

Diagrama 12 Evaluación del crecimiento de las taxas de mohos del río Machángara

en medio SDA modificado con 45 ppm de Cadmio. ............................. 88

Diagrama 13 Evaluación del crecimiento de las taxas seleccionadas de mohos

procedentes del río Cutuchi en medio SDA modificado con 100 ppm

de Cromo y Cadmio............................................................................... 90


procedentes del río Machángara en medio SDA modificado con 100

ppm de Cromo y Cadmio. ..................................................................... 90

ÍNDICE DE ANEXOS

ANEXO 1 Siglas y acrónimos. ............................................................................. 113

ANEXO 2 Glosario. .............................................................................................. 114

ANEXO 3 Métodos de lectura en absorbancia para cromo y cadmio en el

espectrofotómetro de absorción atómica Varian SpectrAA20. .......... 118

ANEXO 4 Valores de pH y conductividad de las muestras de suelo de los ríos

Cutuchi y Machángara. ....................................................................... 119

ANEXO 5 Valores obtenidos en la determinación del contenido de humedad. ... 121

ANEXO 6 Lecturas de Cromo y Cadmio de muestras de sedimentos de los ríos

Cutuchi y Machángara. ....................................................................... 122

ANEXO 7 Taxas de mohos aisladas de los lugares muestreados; río Cutuchi, río

Machángara. ........................................................................................ 123

ANEXO 8 Selección de taxas de mohos; río Cutuchi y río Machángara. ............ 145

ANEXO 9 Identificación de las taxas de mohos aislados. ................................... 147

ANEXO 10 Valores obtenidos para el conteo de esporas en cámaras de

Neubauer. ............................................................................................ 170

ANEXO 11 Determinación de la actividad secuestrante de Cromo y Cadmio. ..... 171

RESUMEN

Los metales pesados constituyen hoy en día una de las principales fuentes de

contaminación para el medio ambiente, originadas en su mayoría por las actividades

industriales del hombre, afortunadamente algunos organismos vivos, dada su

adaptabilidad en el entorno, pueden constituirse como alternativas de remediación

para estos contaminantes, por tal motivo en el presente trabajo se evaluó la capacidad

secuestrante de Cromo (Cr) y Cadmio (Cd) por taxas de mohos aisladas de

sedimentos a orillas de humedales en los ríos Cutuchi y Machángara.

Fueron aisladas un total de 63 taxas de mohos, de las cuales se seleccionaron ocho,

considerando su crecimiento en placa con medio sólido modificado con 45 ppm de

Cr y Cd. Las taxas seleccionadas correspondieron a los géneros Mucor sp., Rhizopus

sp. y Trichoderma sp., que fueron posteriormente evaluados a 100 ppm de Cr y Cd

respectivamente, en medio líquido modificado. Los resultados se basaron en los

porcentajes de remoción de estos metales después de 7 días de determinaciones

mediante espectrofotometría de absorción atómica empleando un espectrofotómetro

Varian SpectrAA55.

El mayor porcentaje de remoción de Cromo fue del 35% por una taxa del género

Mucor sp., mientras que en el caso del Cadmio el mayor porcentaje de remoción

encontrado fue del 67.86% por otra taxa del género Mucor sp.

Palabras Clave: Metales pesados, mohos, absorción atómica, capacidad

secuestrante, Cadmio, Cromo.

ABSTRACT

Heavy metals are now a major source of environmental pollution, caused mostly by

man's industrial activities, fortunately some living organisms because of their

adaptability to the environment, can provide remediation alternatives for these

pollutants, for this reason in this work we evaluated the sequestering capacity of

Chromium (Cr) and Cadmium (Cd) by mold’s taxas isolated from sediments on the

banks of wetlands in the rivers Cutuchi and Machángara.

There were isolated a total of 63 mold’s taxas, of which, eight were selected

considering its growth in agar plate modified with 45 ppm Cr and Cd. The selected

taxas corresponded to the genus Mucor sp., Rhizopus sp. and Trichoderma sp., which

were subsequently evaluated at 100 ppm Cr and Cd respectively in a modified liquid

medium. The results were based on the percentages of removal of these metals after

7 days of determinations by atomic absorption spectrophotometry using a Varian

SpectrAA55 spectrophotometer.

The highest removal percentage of Chromium was 35% by genus Mucor sp. taxa

whereas in the case of Cadmium the highest removal percentage was 67.86% by

another taxa of the genus Mucor sp.

Keywords: Heavy metals, molds, atomic absorption, sequestering capacity,

Cadmium, Chromium.

1

INTRODUCCIÓN

En la actualidad hablar de la contaminación está en boga, esto se debe en gran parte a

que cada vez son más palpables, tanto en el ambiente como en la salud de la

población, los efectos inducidos por una amplia gama de agentes tóxicos derivados

de actividades que, paradójicamente, están destinadas a brindarle al hombre una

mejor calidad de vida. En el Ecuador lamentablemente esta realidad no es ajena y

han sido desveladas noticias alarmantes que hacen eco del impacto que están

teniendo las acciones antropogénicas, sobre todo en fuentes del recurso vital: el agua.

Tal como se hace referencia a estas actividades en la publicación del boletín Páramo

y Contaminación; “Los cursos de agua son utilizados como vertederos para eliminar

los desechos líquidos y sólidos de las áreas urbanas y aguas de los procesos

agroindustriales e industriales, sin considerar la capacidad de autodepuración de las

corrientes” (Lara, 2005).

Dentro de estos contaminantes los metales pesados son una seria amenaza para el

ambiente y los seres vivos que habitan en él, puesto que desde un enfoque

toxicológico y bioquímico no pueden ser degradados o eliminados, sino que se

acumulan en los tejidos y órganos acarreando una serie de problemas en la salud.

Varios autores coinciden en que la acción del hombre fruto de la innovación

industrial y tecnológica ha servido de precedente para que en las últimas décadas se

haya incrementado la presencia de estos elementos tóxicos en el ecosistema como lo

aseveran Cárdenas et al., en 2010.

La cuestión es por qué actualmente se da importancia a encontrar alternativas

biológicas para contrarrestar la presencia de estos agentes contaminantes en el

ambiente, la respuesta tiene su fundamento en que algunos organismos biológicos

pueden presentar notables ventajas sobre tratamientos fisicoquímicos en los cuales

según Wang et al., (2009) se presentan dificultades cuando hay altas concentraciones

de metales, así como también, el elevado costo que implican algunas de estas

tecnologías de tratamiento.

2

En este marco “el potencial de adaptación de muchos microorganismos a zonas

contaminadas con metales pesados está recientemente establecido, por lo que se

puede emplear esta biomasa para la biosorción y bioacumulación” (Cárdenas et al.,

2010), en las cuales los agentes tóxicos son retenidos en el interior de la célula y/o la

biomasa celular (Orbegozo et al, 2008).

Justificación del problema

Se sabe que el deterioro de la calidad en los diferentes elementos ambientales es

consecuencia del vertido sin previo tratamiento, de residuos líquidos y sólidos que

contienen sustancias contaminantes por parte de las actividades humanas.

El desarrollo industrial viene acompañado de un aumento de la contaminación

ambiental, lo que se evidencia claramente en casi todos los países del mundo, en el

Ecuador esta situación no es diferente ya que varias industrias generan una serie de

contaminantes que alteran las condiciones normales de los sistemas biológicos y a

pesar del establecimiento de ordenanzas y normas técnicas de calidad ambiental se

ve un deterioro significativo de los ecosistemas en particular los acuáticos,

ocasionado por las poblaciones inmersas e industrias que se asientan dentro de su

área de influencia directa.

La generación y el vertido sin un previo tratamiento de aguas residuales de industrias

cargadas de sustancias potencialmente tóxicas y contaminantes es en menor

intensidad una de las fuentes de contaminación de ríos ya que informes de planes de

descontaminación de ciertos ríos del Ecuador presentados por la SENAGUA

(Secretaria Nacional de Agua), determinan que el principal foco de contaminación de

efluentes son las descargas directas de aguas servidas y desechos provenientes de

cuencas de drenaje urbano que carecen de sistemas de tratamiento en casi todas las

ciudades del país. Haciendo referencia a las ciudades de Quito y Latacunga y a sus

ríos Machángara y Cutuchi respectivamente los cuales han sido catalogados por el ex

Consejo Nacional de Recursos Hídricos (CNRH), ahora SENAGUA y otras

entidades como ríos muertos con altos niveles de contaminación y pese a ello no se

ha evidenciado un monitoreo permanente y continuo de los planes de

3

descontaminación y manejo integrales que han propuesto hace mucho tiempo atrás

las respectivas municipalidades.

Como consecuencia se han presentado graves problemas tanto a nivel ambiental

como económico y social, siendo afectadas directamente las poblaciones rurales

cercanas a las zonas de descarga y vertido de los desechos contaminantes a los ríos,

encontrándose dentro de este grupo agricultores, ganaderos y moradores que de

alguna u otra forma dependen de los ríos para su supervivencia, la misma que se ha

visto deteriorada principalmente por daños a la salud a causa de la toxicidad

producida por la sustancias presentes en el agua, suelo y plantas.

Esto lo confirma Mónica Garcés, del programa Agua Segura del Ministerio de Salud

Pública, quien informa, que se ha presentado un aumento significativo en el número

de enfermedades por infecciones estomacales, refiriéndose a las enfermedades

diarreicas agudas, generadas por la mala calidad de agua y alimentos,

posicionándolas entre las 10 principales causas de mortalidad y morbilidad en el país

(Ortega y Poveda, 2012).

Entre las tantas sustancias contaminantes se pone énfasis a los elementos químicos

no degradables y de tipo acumulativo como son los metales pesados, los mismos que

se movilizan con facilidad de un ambiente a otro, siendo altamente tóxicos a

mínimas concentraciones y ocasionando graves efectos negativos e irreversibles en la

salud.

La búsqueda para la solución de estos problemas ambientales es constante y se ha

vuelto un verdadero desafío para la biotecnología, por lo que, en su intento por

mitigar el avance de esta contaminación ha desarrollado nuevas e innovadoras

tecnologías que remplazan a los métodos de tratamiento convencionales para la

remoción de metales pesados, ya que en algunos casos la aplicación de estos es

inadecuada por diferentes aspectos técnicos o económicos.

Un tratamiento alternativo utilizado para el caso particular de efluentes contaminados

es la implementación de materiales de origen biológico, incluyendo bacterias,

hongos, levaduras, algas los mismos que según Wang y Chen, 2009, mediante

4

procesos de biosorción y bioacumulación secuestran iones metálicos disueltos en

soluciones complejas con alta eficiencia y rapidez.

En el caso de los hongos se estima que de 1,5 millones de especies de hongos

existentes en el mundo, tan solo cerca del 5% han sido descritas, y en un número más

reducido (0,3%) se ha estudiado su actividad biológica (Ordoñez et al., 2000). Estas

biomasas aplicadas han reportado enlazar una gran variedad de metales pesados, por

lo que muchos biomateriales con alta capacidad de ligar metales pesados han sido en

parte identificados (Wang et al., 2009).

Con estos precedentes se ha desarrollo este trabajo investigativo el cual se enmarca

dentro de la Biotecnología Ambiental desde la perspectiva de la biorremediación

mediante el uso de microorganismos para el tratamiento y control de la

contaminación.

El presente trabajo de tesis, expone el uso de biomasa viva fácilmente disponible,

específicamente de taxas de mohos aisladas de los humedales cercanos a los ríos

Cutuchi y Machángara, para posteriormente determinar la capacidad secuestrante de

los metales pesados Cromo y Cadmio, los mismos que han sido analizados en la

mencionada investigación por formar parte de los diferentes procesos industriales y

desechos urbanos que son diariamente descargados a los efluentes mencionados, esto

con la finalidad de generar información confiable, que pueda utilizarse para futuros

proyectos en la recuperación de aguas y suelos contaminados a escala industrial.

5

Planteamiento del problema

Tema

Evaluación y determinación de la capacidad secuestrante de los metales pesados

Cromo (Cr) y Cadmio (Cd) por taxas de mohos aisladas de los alrededores de los ríos

Cutuchi y Machángara.

Hipótesis

Hipótesis afirmativas

H1: Las taxas de mohos seleccionadas presentan la capacidad de secuestrar

cromo en un ensayo ex situ.

H2: Las taxas de mohos seleccionadas presentan la capacidad de secuestrar

cadmio en un ensayo ex situ.

Hipótesis nulas

H01: Las taxas de mohos seleccionadas no presentan la capacidad de secuestrar

cromo en un ensayo ex situ.

H02: Las taxas de mohos seleccionadas no presentan la capacidad de secuestrar

cadmio en un ensayo ex situ.

6

Objetivos

Objetivo general

Evaluar y determinar la capacidad secuestrante de los metales pesados cromo y

cadmio empleando cuatro taxas de mohos, aisladas de los alrededores de los ríos


Objetivos específicos

o Muestrear sedimentos de humedales a las orillas de puntos fijados en los ríos

Cutuchi y Machángara, mediante el empleo de técnicas e implementos de

muestreo que permitan la recolección y el traslado apropiado de las muestras

de sedimentos al laboratorio, para su consecuente análisis.

o Aislar y seleccionar taxas de mohos de los sedimentos muestreados

procedentes de los ríos Cutuchi y Machángara, mediante técnicas

microbiológicas selectivas, con concentraciones definidas de cromo y

cadmio, y su posterior identificación.

o Cuantificar las concentraciones de cromo y cadmio en los medios

experimentales con los mohos seleccionados, utilizando la metodología de

espectrofotometría de absorción atómica para evaluar y determinar la

capacidad secuestrante.

7

Población y muestra

Población

Para esta investigación se consideraron como población los humedales a

orillas de dos ríos dentro de la hidrografía ecuatoriana sometidos a

contaminación industrial, agrícola y urbana, originada por las actividades de

las ciudades que éstos atraviesan: En la provincia de Cotopaxi, cantón

Latacunga el río Cutuchi y en la provincia de Pichincha, cantón Quito el río

Machángara.

Muestra

En el muestreo se consideraron lugares accesibles tomando como referencia

cinco puntos a lo largo de los cauces en sentido de norte a sur para ambos

ríos, estos puntos se muestran en la siguiente tabla.

Tabla 1 Puntos de referencia para la toma de muestras.

Río Cutuchi Río Machángara

Ciudad Nombre del lugar Ciudad Nombre del lugar

Lasso Puente Callo

Mancheno

Quito Sector Guápulo

Lasso Puente Navisco Quito Sector Orquídeas

Latacunga Puente Norte Quito Sector El Sena

Latacunga Puente Centro Quito Sector El Recreo

Latacunga Punto Sur Quito Sector Parque Las

Cuadras

Elaborado por: Carina Hidalgo y Edison Osorio.

8

CAPÍTULO I

MARCO REFERENCIAL

1.1 Contaminación ambiental

Para llegar a definir la contaminación ambiental es necesario primero señalar a un

contaminante, como:

“Toda materia o sustancia, sus combinaciones o compuestos, los derivados químicos

o biológicos, así como toda forma de energía térmica, radiaciones ionizantes,

vibraciones, ruido, que al incorporarse o actuar en la atmósfera, agua, suelo, flora,

fauna o cualquier elemento ambiental, alteren o modifiquen su composición” (Solís y

López, 2003).

En este marco etimológicamente la palabra contaminación “proviene del latín

contaminare que significa manchar” (Fraume, 2007).

Por lo tanto la contaminación ambiental “es un cambio indeseable en las

características del ambiente, ésta puede ser física, química o biológica, tener lugar en

el aire, aguay/o suelo, y evidenciarse en la flora y fauna” (Solís y López, 2003).

En el Diagrama 1 se pueden apreciar algunas fuentes de contaminación y al recurso

ambiental que estas afectan.

Diagrama 1 Tipos de contaminación en el ambiente.

Fuente: Barragán, 2009.

9

1.1.1 Actividades antropogénicas

El término antropogénico según (Nebel y Wright, 1999) se describe de esta manera:

“Dícese de los contaminantes y otros efectos en al ambiente que se deben a las

actividades humanas”.

Gráfico 1 La contaminación ambiental como subproducto de las actividades humanas.

Fuente: Nebel y Wright, 1999.

Coincidiendo con Sans y De Pablo (1989), el incremento considerable del nivel y

calidad de vida del hombre por parte del desarrollo industrial ha concebido una

sociedad consumista, que demanda nuevos productos manufacturados, sin embargo

en este proceso se generan una gran cantidad de residuos de diferentes tipos, los

cuales requieren tratamientos para ser eliminados o reutilizados, desafortunadamente

muchos de estos tratamientos atentan con degradar al medio ambiente y

comprometer cada vez más el futuro de próximas generaciones.

10

1.1.2 Contaminación de agua y sedimentos

El agua es un elemento fundamental para la vida, por lo que gran parte de ésta se ha

desarrollado cerca de ríos y lagos. Si bien la naturaleza tiene una gran capacidad de

asimilación y autodepuración, degradando una serie de compuestos e

incorporándolos nuevamente al ciclo de vida, esta capacidad es limitada y las

actividades antropogénicas la han rebasado en varias ocasiones (Ortiz, 2010).

Estas actividades y el paso de tiempo han sido los encargados de dar origen a la

contaminación del agua como hoy se la conoce, la cual es definida como “la acción

y/o efecto de introducir en el agua, elementos, compuestos, materiales o formas de

energía, que alteran la calidad de ésta para usos posteriores, que incluyen uso

humano y su función ecológica. La contaminación del agua altera sus propiedades

físico-químicas y biológicas de forma que puede producir daño directo o indirecto a

los seres humanos y al medio ambiente” (Frith y Ubiera, 2011).

Es importante entender que el agua en una corriente fluvial se encuentra en

interacción con partículas suspendidas en esta y con sedimentos formando un

conjunto denominado sistema acuático, en donde, “el sedimento desempeña un

importante papel en la dinámica global del ecosistema. El intercambio de

compuestos entre los dos compartimentos (agua y sedimento) es uno de los factores

que afecta en mayor grado a la composición del agua, y por tanto, indirectamente a

los organismos que en ella viven” (López, 1986).

Los sedimentos son las capas de materia finamente dividida que cubren los fondos

de ríos, arroyos, lagos, embalses, bahías, estuarios y océanos. Típicamente consisten

en mezclas de minerales granulados de tamaños finos, medio y grueso, incluyendo

arcilla, fango y arena, mezclados con materia orgánica. Su composición puede variar

de materia mineral pura a materia predominantemente orgánica. Los sedimentos son

depositados de una variedad de desechos biológicos, químicos y contaminantes

(residuos) en los cuerpos o reservorios de agua, siendo sumideros de contaminantes

como metales pesados y compuestos orgánicos tóxicos (Manahan, 2007).

11

Un sedimento contaminado se puede definir como aquel material acumulado en el

fondo de cuerpos de agua conteniendo sustancias químicas en exceso, en relación a

criterios geoquímicos y/o toxicológicos de calidad, o que pueden tener efectos

adversos en el ambiente o en la salud humana (Peluso, 2011).

El autor Escobar en 2002, publica un artículo acerca de la contaminación de los ríos

y sus efectos en las áreas costeras y el mar, en él expone dos principales fuentes de

contaminación de ríos y mares:

Fuentes puntuales o fijas

Fuentes no puntuales o difusas

Las fuentes puntuales de contaminación en tierra representan aquellas actividades

cuyos desechos son vertidos directamente a los cuerpos de aguas receptoras y el sitio

de vertimiento es fácilmente distinguible.

Las fuentes no puntuales de contaminación terrestre se generan por una gama amplia

de actividades humanas en la que los contaminantes producidos por ellas y

contenidos en sus descargadas, no tienen un punto obvio de entrada a los cuerpos de

agua receptoras, es decir que provocan contaminación dispersa en zonas amplias, en

las que no es fácil identificar un foco principal. Ambas fuentes se suman al llegar a

los ríos y todo llega a desembocar a los mares en puntos de alta concentración

(Escobar, 2002).

Como ya se mencionó la actividad humana es la principal responsable de generar

considerables sumas de desechos tóxicos que ingresan en los diferentes

compartimentos de los ecosistemas. Los cuerpos de agua reciben directa o

indirectamente descargas de estos contaminantes como consecuencia de las

diferentes actividades antropogénicas que tienen lugar en las cercanías de los

mismos, en la Tabla 2 se detalla el tipo de contaminación y la causa que la origina.

12

Tabla 2 Tipos y causas de contaminación en cuerpos de agua.

Tipo de contaminación Causa de contaminación

Contaminación

industrial

Producida por los vertidos que las industrias realizan

directamente a los ríos o a la atmósfera a través de

chimeneas de expulsión de humos (gases partículas que

reaccionan o se depositan con la lluvia llegando al suelo y

finalmente se filtran hacia los acuíferos).

Contaminación

agrícola y ganadera

Producida por el tratamiento de los productos con

herbicidas, pesticidas y fertilizantes, los que por

escurrimiento o infiltración llegan hasta cursos o masas de

agua.

Contaminación

doméstica o urbana:

Producida por los hogares al descargar por el desagüe o

alcantarillado gran cantidad de residuos orgánicos e

inorgánicos.

Contaminación marina

El agua de mar con alto contenido en sal es responsable de

la contaminación de los acuíferos cercanos a la costa por

salinización del agua. Este fenómeno ocurre cuando los

acuíferos bajan su nivel, lo que facilita que el agua de mar

penetre en el agua dulce ocasionando una pérdida de las

cualidades del agua por adición de sales.

Fuente: Ortiz, 2010; recopilada por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

1.1.2.1 Contaminación de ríos

Valdovinos y Parra en 2006, definen a los ríos como “cuerpos de aguas lóticas (aguas

corrientes) que aun cuando pueden dividirse de varias formas son, en última

instancia, corrientes de agua continua que desembocan en otra corriente de agua o en

el mar”.

En ríos con corriente continua de agua la producción de procesos geológicos como

erosión, transporte y sedimentación prevalecen por una pendiente y la velocidad del

agua. A lo largo del río se pueden diferenciar tres zonas: el curso alto; donde el agua

circula a gran velocidad ya que desciende de las montañas con un gran poder erosivo,

el curso medio; en el que el río transporta los materiales que ha ido erosionando y el

curso bajo; donde se produce la sedimentación (Cervantes, 2007).

13

Gráfico 2 Zonas presentes en el cauce de un río.

Fuente: Cervantes, 2007.

En los sistemas acuáticos se disuelven numerosas sales y sustancias de acuerdo a sus

solubilidades. La presencia en el terreno de diferentes materiales y estructuras

geológicas son fuente de una gran variedad de iones disueltos en aguas superficiales.

Algunos de estos iones se encuentran en forma mayoritaria, respecto a los demás

elementos en todas las aguas continentales: Na , K , Ca2

, Mg2

, SO42

, CO32

,

mientras que otros se hallan en niveles trazas, como es el caso de los metales

pesados, siendo algunos de ellos necesarios para el correcto desarrollo de

microorganismos, plantas y animales (Peluso, 2011).

La contaminación de ríos se produce, bien por la presencia de compuestos o

elementos que normalmente no estarían sin la acción del hombre, o por un aumento o

descenso de la concentración normal de las sustancias ya existentes debido a la

acción humana, siendo la minería, los procesos industriales, los residuos domésticos

fuente importante de contaminación (Peluso, 2011). Algunos de los componentes

químicos potencialmente más tóxicos son los metales pesados, y entre ellos Sb, As,

Cd, Cu, Cr, Hg, Ni, Pb, Se, Zn (Smith y Huyck, 1998).

1.1.2.2 Aguas residuales

Son aguas de composición variada provenientes de las descargas de usos municipales

industriales, comerciales, de servicios agrícolas, pecuarios, domésticos, incluyendo

14

fraccionamientos y en general de cualquier otro uso, que hayan sufrido degradación

en su calidad original (TULSMA Texto Unificado Legislación Secundaria, 2003).

Los vertidos, descargas e infiltraciones ocasionados por los diferentes tipos de

contaminación que desembocan en ríos, lagos y ambientes litorales o estuarios

exceden drásticamente en sus volúmenes principalmente en aéreas muy pobladas

ocasionando una degradación creciente seguida de la destrucción de los recursos

biológicos que dependen de estos cuerpos de agua.

1.1.2.3 Tipos de contaminantes comunes en ríos

En la Tabla 3 se de describen a continuación algunos contaminantes del recurso

hídrico además de una breve descripción y sus principales fuentes antropogénicas.

Tabla 3 Contaminantes, procesos y fuentes que afectan a calidad del agua.

Fuente: Kraemer et al., 2001.

15

1.1.2.4 Contaminación de ríos por metales pesados

Numerosos investigadores coinciden en que más del 90 % de la carga metálica de

una corriente fluvial se halla en las partículas en suspensión del agua y en los

sedimentos (Rosas, 2001). Las partículas en suspensión en las aguas consisten en

minerales de arcilla, óxidos de hierro y/o manganeso, carbonatos, sustancias

orgánicas (ácidos húmicos) y materiales húmicas biológicas (algas y bacterias). La

estabilidad de los metales pesados está ligada a estos compuestos que son factores

decisivos para la movilidad y biodisponibilidad de metales.

Dentro de los estudios de contaminación por metales pesados en sistemas acuáticos,

los sedimentos constituyen un material fundamental para conocer el grado de

contaminación de una determinada zona (Rosas, 2001).

1.1.2.5 Ríos contaminados en Ecuador: Causas y efectos

La República del Ecuador está localizada en la parte noroeste de América del Sur,

tiene una extensión territorial de 256 370 km², de las cuales 8 006 km² corresponde

al Archipiélago de Colón o Galápagos; mismo que está ubicado a unos 1 000 km del

territorio continental. La conformación del sistema hidrográfico en el Ecuador está

determinada por la localización de la Cordillera de los Andes. El país posee 31

sistemas hidrográficos que se dividen en 79 cuencas hidrográficas las mismas que se

subdividen en 137 cuencas y subcuencas (SENAGUA, 2009).

Sin embargo se ha presenciado un deterioro evidente de la gran mayoría de los

sistemas hidrográficos del país, “en general afectados principalmente por altos

grados de deforestación y destrucción de la cubierta vegetal, por intensos procesos

erosivos, por elevados índices de contaminación del agua y del suelo, por destrucción

masiva de sistemas ecológicos enteros y en general por una sobre explotación de los

recursos” (Lloré y Rodríguez , 2010).

Y es así que los principales ríos del Ecuador están contaminados básicamente por

causas antropogénicas. Esto lo asevera el Programa de Comunicación del Fondo para

la Protección del Agua (FONAG) en 2011, que resalta la participación de Ramiro

Escobar, experto en manejo de cuencas hidrográficas, quien sostiene que “el

16

fenómeno se da por causas físicas, químicas y bacteriológicas, entre las que

sobresale la actividad petrolera en la Amazonía, evacuación de desechos domésticos

e industriales en ciudades, funcionamiento de centrales hidroeléctricas y represas

que desvían el cauce normal de ríos. Otras están vinculadas con actividades

agrícolas, por el uso y abuso de agroquímicos, acumulación de sedimentos por la

erosión del suelo y deforestación para ubicar poblaciones o industrias”.

Adicionalmente García en 2008, mediante el Foro de los Recursos Hídricos de

Pichincha sostiene que en el Ecuador solo 5 de cada 100 litros de aguas servidas son

tratados antes de ser arrojados a nuestros ríos, pese a que las leyes prohíben arrojar

aguas contaminadas. Esto se evidencia según cifras expuestas por el autor en donde

menciona que existen 218 municipios, y de ellos solo tres depuran sus aguas antes de

descargarlas a los ríos.

En el país a más de las descargas de desechos tóxicos, otro problema de

contaminación en cuerpos de agua está directamente relacionado con los diferentes

usos que se le da al recurso, ya sea para actividades productivas o domésticas.

Según el Consejo Nacional de Recursos Hídricos (CNRH) en 2003, citado en el

Programa de las Naciones Unidas para el Medio Ambiente (FLACSO, MAE, y

PNUMA, 2008), “Los usos del agua en el Ecuador corresponden a diferentes tipos de

industria, de los cuales las más contaminantes son: química y petroquímica, refinería

de petróleo, explotaciones mineras, metalúrgica, textil, curtiembres, fábricas de

alimentos y de alcohol, papel y celulosa”.

Si bien no existen datos concretos de cuánto usa cada tipo de industria, sí hay

información acerca de la forma en que este sector productivo afecta la calidad del

recurso. Y en efecto, según Carrera, 2003 citado en el libro GEO Ecuador (FLACSO,

MAE, & PNUMA, 2008), informa sobre el estado del medio ambiente, y manifiesta

que los principales ríos del país que tienen algún tipo de contaminación son los ríos

Machángara y Monjas en Quito; el río Cutuchi en Latacunga; el río Ambato en

Ambato, los ríos Machángara y Tomebamba en Cuenca; los ríos de Santo Domingo

de los Colorados; en los ríos Teaone y Esmeraldas; el río Guayas en Guayaquil; el río

Bugay de Azogues y en los ríos del Oriente (Napo, Coca, Aguarico, Cuyabeno),

17

todos ellos padecen los efectos que los desechos de las industrias causan en el agua,

en el suelo y la biodiversidad.

La minería por su parte utiliza grandes cantidades de agua que son devueltas a los

cauces sin ningún tipo de tratamiento, por lo que se pueden encontrar sustancias

químicas y metales pesados. Así mismo, la industria textil y del cuero en la ciudad de

Ambato causa la contaminación del río con el mismo nombre debido a que se

descargan aguas saturadas con altos niveles de cromo (43,94 mg/L, cuando el

máximo aceptado es de 0,1 mg/L) (Almeida, 2006).

1.1.2.6 Situación del río Cutuchi

En el boletín Páramo y Contaminación No. 20 en 2005, Lara indica que las aguas del

río están contaminadas por elementos naturales y por acción del ser humano. La

primera se manifiesta por la presencia de sales y en la alta alcalinidad y dureza del

agua, en todo el trayecto del río, debida al contacto con las formaciones volcánicas

de la región. El boro se presenta a lo largo del río Cutuchi, pero aumenta después de

la unión con el río Pumacunchi. Las características naturales del agua generada en

toda la cuenca son una limitante para la optimización de la producción agropecuaria.

Para lo que el autor señala: “Es necesario realizar estudios completos para demostrar

la factibilidad técnica, social, económica y ambiental de proyectos que pretendan

aprovechar las tierras fértiles que no cuentan actualmente con sistemas de riego”

(Lara, 2005).

Gráfico 3 Cauce del río Cutuchi cercano a la población e industrias ubicadas en

Latacunga.


18

La contaminación por acción humana se manifiesta por una alta concentración de

grasas y aceites a lo largo de todo el río, de manera especial, en el tramo en que

atraviesa la zona urbana de Latacunga (Gráfico 3), por la falta de tratamiento de las

aguas residuales que son vertidas al cauce de los ríos Cunuyacu, Yanayacu,

Pumacunchi y al propio Cutuchi, además, se estiman en más de 18 Ton/día de

escombros y de basura que posiblemente afecten directa o indirectamente a la calidad

del agua de los citados ríos (Gráfico 4), así como un volumen diario de más de 30000

metros cúbicos de aguas servidas de uso doméstico, que se vierten a los cauces

naturales sin tratamiento (Lara, 2005).

Gráfico 4 Escombros y basura arrojados por la población afectan directa o

indirectamente la calidad del río Cutuchi.


Aseverando lo explicado por Lara, el Gobierno Municipal de Latacunga también

hace referencia a la influencia directa e indirecta que algunas industrias ubicadas en

esta ciudad tienen en la calidad de este recurso hídrico, a continuación se compilan

en la Tabla 4.

19

Tabla 4 Industrias que influyen en la calidad del agua del río Cutuchi.

INDUSTRIA No. EMPRESAS

Florícola 40

Estación de Servicio 25

Industria Láctea 10

Industria Alimenticia 6

Lubricadora 6

Saneamiento Ambiental 4

Curtiembre 3

Alcantarillado 3

Agroindustria 2

Industria Metalúrgica 2

Recicladora 1

Embotelladora 1

Automotriz 1

Industria Licorera 1

Industria Productora de Papel 1

Hidrocarburos 1

Avícola 1

Industria Maderera 1

Industria Textilera 1

Fuente: Informe de Situación Ambiental del Gobierno Municipal de

Latacunga, 2012 compilada por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

1.1.2.7 Situación del río Machángara

El principal sistema hidrográfico de la ciudad de Quito se compone de tres ríos: el río

Machángara, que cruza la zona urbana de sur a norte, el río Monjas que corre hacia el

norte de la ciudad, y el río San Pedro que atraviesa los valles orientales del Distrito.

Los tres cursos hídricos presentan algún nivel de contaminación proveniente,

principalmente, de la descarga de aguas servidas domésticas; de aguas residuales

provenientes de procesos industriales; por la disposición clandestina de residuos

sólidos en sus orillas y cauces (Gráfico 5). El 75% de la población del área urbana

20

descarga sus aguas residuales en el río Machángara. Además, el Machángara es el

mayor receptor del drenaje natural proveniente de las laderas del Pichincha. Estas

razones fundamentales, y otras de menor magnitud, determinan su elevado nivel de

contaminación (Dirección Metropolitana de Medio Ambiente DMMA, 2004).

Gráfico 5 Contaminación evidente por descargas de desechos urbanos de Quito en el

río Machángara.


Otro factor importante que incide en la calidad ambiental del agua de este río, son los

residuos generados por distintos establecimientos dedicados a actividades

comerciales e industriales ubicados en distintas zonas del Distrito Metropolitano de

Quito como se muestra en la Tabla 5.

Tabla 5 Número de establecimientos que generan lodos industriales en el Distrito

Metropolitano de Quito (DMQ), de acuerdo a la Clasificación Internacional

Industrial Uniforme (CIIU).

Tipo de Establecimiento (Clasificación CIIU) Número

Fabricación de papel y productos de papel, imprentas y editoriales 68

Servicios comunales, sociales y personales 31

Textiles, prendas de vestir e industrias del cuero 24

Industrias metálicas básicas 22

Agricultura, caza, silvicultura y pesca 17

Productos alimenticios, bebidas y tabacos 15

Fabricación de sustancias químicas, derivados del petróleo y del

carbón, de caucho y plástico 12

Explotación de minas y canteras 5

Fuente: Plan de Gestión Ambiental de la Dirección Metropolitana de Medio Ambiente

(DMMA), 2004 recopilado por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

21

1.1.2.8 Legislación y normativas reguladoras del recurso agua en Ecuador

A partir de la actual Constitución el Estado ecuatoriano reconoce a la población el

derecho humano al agua, esta disposición se puede encontrar en el artículo 12 de la

Constitución: “El derecho humano al agua es fundamental e irrenunciable. El agua

constituye patrimonio nacional estratégico de uso público, inalienable,

imprescriptible, inembargable y esencial para la vida” (Guaranda, 2011).

En atención a lo expuesto Guaranda en 2011, hace también referencia en el campo

legal, al Reglamento 1215 sobre operaciones hidrocarburíferas, e indica que, en éste

se establecen parámetros de calidad en agua, como niveles de presencia de metales

pesados, tanto en la fase de descarga como en la disposición final de residuos

relacionados a dichas actividades. En la Tabla 6, se resumen Leyes y Decretos que

aplican sobre el preciado recurso.

Tabla 6 Legislación del agua en Ecuador.

Fuente: Guaranda, 2011.

En cuanto a las normas de calidad y permisibilidad de parámetros en este recurso

ambiental, en el país se cuentan entre las principales a la expuesta en el Texto

Unificado de Legislación Secundaria Ambiental (TULSMA), en su Libro VI, Anexo

primero.

Esta norma fue emitida bajo el amparo de la Ley de Gestión Ambiental y del

Reglamento a la Ley de Gestión Ambiental para la Prevención y Control de la

Contaminación Ambiental. Es de aplicación obligatoria y rige en todo el territorio

nacional. Esta norma técnica determina o establece: a) Los límites permisibles,

disposiciones y prohibiciones para las descargas en cuerpos de aguas o sistemas de

alcantarillado; b) Los criterios de calidad de las aguas para sus distintos usos; y, c)

Métodos y procedimientos para determinar la presencia de contaminantes en el agua.

22

Otra normativa que tiene relación al control de agua, es la normativa INEN

(Instituto Nacional de Normalización), que es una norma técnica

obligatoria ecuatoriana, la cual establece los requisitos que debe cumplir el agua para

consumo humano en el Ecuador (Guaranda, 2011).

A continuación se muestra en la Tabla 7 (TULSMA Texto Unificado Legislación

Secundaria, 2003), un extracto que hace referencia a los límites de ciertos parámetros

en la descarga en un cuerpo de agua dulce, haciendo referencia a los límites máximos

permisibles de los metales pesados entre ellos el cromo y cadmio.

Tabla 7 Límites de descarga a un cuerpo de agua dulce.

Fuente: TULSMA (Libro VI- Anexo1), 2003.

1.2 Metales pesados

1.2.1 Características

Respecto a los contaminantes denominados metales pesados, la tabla periódica

incluye unos setenta elementos metálicos y de ellos cincuenta y nueve pueden ser

considerados metales pesados. Varios son los autores que concuerdan con la

definición otorgada a los metales pesados entre ellos se encuentran: Sema et al.,

2011; Naja et al., 2009; quienes los denominan como elementos químicos con

elevados pesos atómicos, superiores a 44,956 y una densidad superior a 5 g/cm3

cuando están en forma elemental; excluyendo a los grupos alcalino y alcalinotérreo,

23

forman iones positivos en solución y cabe señalar que son de importancia

toxicológica particular.

Cabe pues aclarar que algunos metales constituyen micronutrientes esenciales para

los seres vivos pero a concentraciones elevadas se vuelven tóxicos mientras otros que

no esenciales son muy tóxicos a concentraciones mínimas como lo señala Alonso, en

2004.

En la Tabla 8 (Bautista, 1999), se detalla de forma más clara la situación de algunos

metales como esenciales y/o contaminantes.

Tabla 8 Los metales pesados más importantes, su densidad, su abundancia y su

categoría como esenciales y/o contaminantes.

Fuente: Bautista, 1999.

1.2.2 Fuentes de Metales Pesados

Los metales pesados se encuentran en forma natural en la corteza terrestre, pero

como ya se mencionó, estos elementos posteriormente se pueden convertir en

contaminantes si su distribución en el ambiente se altera mediante actividades

humanas, precisamente el investigador Emilio Galán en 2003, asegura que esto ha

venido sucediendo durante los últimos 300 años, en donde el hombre al intervenir en

los ciclos geoquímicos modifica sustancialmente con su actividad el ciclo de alguno

24

de los elementos, por ejemplo más del 80% del cadmio liberado a la atmósfera

proviene de la actividad humana (fusión de metales, combustión del petróleo) y

sólo un 20% deriva de las emisiones volcánicas, de esta manera se puede recalcar

que tanto las fuentes naturales como las antropogénicas pueden contribuir

importantemente a la emisión de elementos metálicos a la atmósfera y por ende al

agua y suelo.

1.2.2.1 Fuentes de origen natural

El origen natural de los elementos en los suelos es muy poco significativo en relación

con las aportaciones antropogénicas y en general se encuentran en formas estables y

por tanto poco disponibles.

Según Francisco Bautista en su libro Introducción al estudio de la contaminación del

suelo por metales pesados las fuentes naturales se pueden clasificar por su origen,

siendo producto de:

Interperismo o meteorización que se denomina a la transformación parcial o

total de las rocas y minerales al entrar en contacto con la atmósfera, por muy

cerca de la superficie.

Emisiones volcánicas.

Los metales pesados pueden encontrarse en los minerales primarios (Tabla 9) es

decir los constituyentes de la roca, y en coprecipitación con los metales secundarios

(Tabla 10) como cristalizados productos del interperismo (Bautista, 1999).

Tabla 9 Metales pesados asociados a minerales primarios sulfurosos.


25

Tabla 10 Metales pesados asociados a minerales secundarios.


Todos los elementos están implicados en ciclos geoquímicos y biogeoquímicos

característicos de la dinámica terrestre. De acuerdo con estos ciclos los metales se

pueden concentrar o dispersar en la litosfera y moverse en la hidrósfera, atmósfera y

biosfera o en la interface entre ellas que son los suelos (Galán, 2003).

1.2.2.2 Fuentes de origen antropogénico

Las actividades humanas han ejercido un efecto considerable en la concentración y

movilidad de los metales en suelos. Las principales fuentes antropogénicas

encargadas de eliminar metales pesados contenidos en desechos y descargas son las

industrias productoras de cuero y procesos de curtido, la minería, producción de

combustibles, los fertilizantes, plaguicidas, la metalurgia, la siderurgia, la

galvanoplastia, fabricación de pigmentos, pilas, escape de vehículos, electricidad,

alcantarillado y actividades relacionadas, etc.

Al hablar de residuos domésticos aproximadamente el 10% de la basura está

compuesta de metales. Uno de los problemas más serios de las sociedades modernas

es cómo deshacerse de este volumen de basuras. Las dos alternativas son enterrar o

incinerar. El enterramiento puede contaminar las aguas subterráneas, mientras que la

incineración puede contaminar la atmósfera al liberar algunos de los metales volátiles

(Consejería de Medio Ambiente de la Junta de Andalucía, 1999).

En sí la contaminación de metales pesados en suelos tiene orígenes muy diversos lo

cuales se compilan a continuación en el Gráfico 6.

26

Gráfico 6 Emisiones de metales pesados en suelos por actividades antropogénicas.

Fuente: García y Dorronsoro, 2005.

1.2.3 Cromo

1.2.3.1 Propiedades químicas

El cromo no es un elemento muy abundante en la corteza terrestre, pero se encuentra

bastante disperso. Su abundancia media en la corteza es de 122 ppm, siendo menor

que la del manganeso (Fortescue, 1980).

Este elemento es un miembro de la primera serie de transición de los elementos de la

tabla periódica junto con escandio, titanio, vanadio, manganeso, hierro, cobalto,

níquel, cobre, y zinc. Los principales estados de oxidación del cromo son 0, +2,+3, y

+6. Es también conocido un estado de oxidación +5, que parece ser insignificante en

al algunas reducciones bioquímicas de Cr (VI) (Suzuki et al., 1992).

Su principal ocurrencia mineral es como cromita, en el que el cromo tiene un estado

de oxidación de +3, y es de origen ígneo. En este mineral el cromo puede ser

parcialmente sustituido por aluminio o hierro (Smith, 1972).

1.2.3.2 Toxicología del cromo

El cromo en el estado hexavalente es muy tóxico, en parte debido a su alta

solubilidad como cromato (CrO42-

) y dicromato (Cr2O72-

) en el rango fisiológico del

pH. A una concentración lo suficientemente alta, el Cr (VI) puede ser mutagénico y

cancerígeno. El cromo en estado trivalente es menos tóxico, probablemente debido a

que es menos soluble en este estado de oxidación a un pH fisiológico (Mertz, 1993).

27

El Cr (III) es necesario para mantener el metabolismo normal de la glucosa, lo que se

demostró por primera vez en ratas. La deficiencia de Cr en los humanos causa

intolerancia a la glucosa, glucosuria, y elevaciones de insulina sérica, colesterol y

triglicéridos totales (Bradl, 2005).

En los animales, los síntomas como alteraciones en el crecimiento, la función inmune

alterada, alteraciones de la placa aórtica, formación de lesión corneal, disminución de

las funciones reproductivas se han observado adicionalmente (Bradl, 2005).

Niveles altos de cromo (VI) puede producir en el hombre irritación del revestimiento

interno de la nariz, úlceras nasales, secreción nasal y problemas respiratorios tales

como asma, tos, falta de aliento o respiración jadeada, los efectos del cromo (VI)

ocurren a concentraciones mucho más bajas que los del cromo (III) (ATSDR, 2008).

1.2.3.3 Fuentes y usos industriales de cromo

El mineral de cromo más importante es la cromita (FeOCr2O3), con una producción

mundial en el orden de más de 9 millones de toneladas siendo su extracción la fuente

más evidente que puede causar las concentraciones más de polvo de cromo en el

ambiente (Tapia , 1997).

Desde un punto de vista industrial, el cromo y sus compuestos se utilizan

fundamentalmente en: la industria metalúrgica; en la manufacturación de acero

inoxidable y aleaciones, cromado frente a la corrosión, industria química, en

catalizadores, pigmentos para plásticos, barnices, pinturas, tintas de imprenta,

vidriado de la porcelana y coloreado de vidrio, industria textil, como mordiente en la

tinción y encurtido del cuero, como conservador de la madera, fotografía y

fotograbado, industria refractaria, sistemas de enfriamiento de calderas, como

anticorrosivo (Gil et al., 2006).

Los procesos industriales que pueden liberar aguas residuales contaminadas incluyen

la galvanoplastia, curtido de cuero, procesamiento de metales, coloración textil y de

pieles, y la fabricación de goma animal. Los fertilizantes y lodos de aguas residuales

pueden contener varios cientos a miles de ppm de Cr (Bradl, 2005).

A continuación en la Tabla 11, se muestran concentraciones normales promedio de

cromo en algunos medios.

28

Tabla 11 Concentraciones normales de cromo (ppm) de varios medios en el ambiente.

Material

Concentración

Promedio

(ppm)

Rango (ppm)

Ultramáficas ígneas 1800 1000-3400

Cenizas volantes 247 37-651

Basálticas ígneas 200 40-600

Corteza continental 125 80-200

Lodos de depuradora 74 2-1100

Suelos 40 10-150

Graníticas ígneas 20 2-90

Carbón 20 10-1000

Caliza 10 <1-120

Agua dulce (µg/L) 1 0.1-6

Agua de mar 0,3 0,2-50

Fertilizantes fosfatados - 30-3000

Fuente: Bradl, 2005 traducida por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

1.2.4 Cadmio

1.2.4.1 Propiedades químicas

Elemento químico relativamente raro, símbolo Cd, número atómico 48; tiene

relación estrecha con el zinc, con el que se encuentra asociado en la naturaleza. Es un

metal dúctil, de color blanco con un ligero matiz azulado. Su peso atómico es de

112,40 g y la densidad relativa es de 8,65 g/cm3 a 20 ºC. Su punto de fusión es de

320,9 ºC y ebullición de 765 ºC, siendo inferiores a los del zinc. Hay ocho isótopos

estables en la naturaleza y se han descrito once radioisótopos inestables de tipo

artificial. El cadmio es miembro del grupo IIB (zinc, cadmio y mercurio) en la tabla

periódica, y presenta propiedades químicas intermedias entre las del zinc metálico en

soluciones ácidas de sulfato. Es divalente en todos sus compuestos estables y su ion

es incoloro (Cima, 2009).

1.2.4.2 Toxicología del cadmio

El cadmio se sabe que es tóxico para las plantas, así como para los invertebrados y

los vertebrados en un grado mucho mayor y en concentraciones más pequeñas que,

por ejemplo Zn, Pb, o Cu (Bradl, 2005).

29

En los seres humanos, el cadmio interfiere con el metabolismo de Ca, vitamina D,

colágeno, y causa degeneraciones óseas tales como la osteoporosis. Se promueve la

pérdida de Ca a través de la excreción urinaria. La inhalación prolongada y la

exposición oral a cadmio afectan a los riñones y pulmones, dando lugar a la

proteinuria, disminución de la tasa de filtración glomerular, y el enfisema. En

general, la transferencia de cadmio a los cultivos de alimentos es un problema mayor

así como el consumo de estos cultivos es la vía de exposición más crítica de cadmio

para la población en general (Bradl, 2005).

El cadmio es un tóxico acumulativo, y al ser lenta su eliminación, los síntomas

pueden manifestarse después de haber cesado la exposición. Se le considera como

potencialmente cancerígeno para el hombre, por observarse una tendencia de

correlación entre la exposición y el aumento de cánceres pulmonares o de próstata

(SIAFA, 2003).

Diagrama 2 Toxicocinética del cadmio

Fuente: Ramírez, 2002.

1.2.4.3 Fuentes y usos industriales de cadmio

El cadmio se obtiene como subproducto del tratamiento metalúrgico del zinc y del

plomo, a partir de sulfuro de cadmio; en el proceso hay formación de óxido de

cadmio, compuesto muy tóxico (Ramírez, 2002). Se utiliza principalmente en

30

aleaciones, en galvanoplastia, en pigmentos, como estabilizador de plásticos

vinílicos, en baterías, y para la protección de hierro y acero contra la corrosión

(Bradl, 2005).

El uso de cadmio se ha restringido en todo el mundo debido a consideraciones

medioambientales ya que sus diversos usos y su larga vida media no permite el

reciclaje, por lo que se acumula progresivamente en el ambiente. Sin embargo, el

cadmio se puede encontrar en muchos productos de consumo y también se utiliza

como fungicida. (Bradl, 2005)

Las principales fuentes de contaminación son: la minero metalurgia de metales no

ferrosos, la metalurgia del hierro y acero, la fabricación de fertilizantes fosfatados, la

incineración de residuos de madera, carbón o plásticos, la combustión de aceite y

gasolina y las aplicaciones industriales de cadmio (Ramírez, 2002).

En la Tabla 12, se muestran concentraciones promedio de cadmio en algunos medios

dispuestos en el ambiente.

Tabla 12 Concentraciones normales de cadmio (ppm) de varios medios en el ambiente.

Material Concentración

Promedio (ppm) Rango (ppm)

Lodos de depuradora 74 2-1100

Rocas fosfóricas 25 0,2-340

Cenizas volantes 11,7 6,5-17

Fertilizantes fosfatados 4,3 1,5-9,7

Rocas sedimentarias 3,42 0,05-500

Sedimentos recientes 0,53 0,02-6,2

Suelos (sin contaminar) 0,35 0.001-2,0

Agua de mar 0,11 <0,01-9,4

Carbón 0,1 0,07-0,18

Agua dulce (µg/L) 0,1 0,01-3

Rocas ígneas 0,082 0,001-0,60

Rocas metamórficas 0,06 0,005-0,87

Petróleo crudo 0,008 0,0003-0,027

Frutas (EEUU, n=3202) 0,005 0,0043-0,012

Granos de cultivo (Campo EEUU,

n=1302) 0,0047 0,014-0,21

Sedimentos de río (contaminado) - 30- >800

Fuente: Bradl, 2005 traducida por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

31

1.3 Biorremediación

El término biorremediación, acuñado a principios de la década de los 80, proviene

del concepto de remediación. Se centra en la remediación biológica, basada

esencialmente en la capacidad de los microorganismos para degradar en forma

natural ciertos compuestos contaminantes; los sistemas biológicos frecuentemente

utilizados son microorganismos o vegetales. La biorremediación permite entonces

reducir o remover los residuos potencialmente riesgosos presentes en el ambiente

(Marta y Vicién, 2010).

1.3.1 Tipos de Biorremediación

Las técnicas de biorremediación se pueden clasificar en tres grandes tipos expuestos

en el Diagrama 3.

Diagrama 3 Tipos de biorremediación.


Degradación enzimática

Consiste en el empleo de enzimas en el área contaminada con el objetivo de degradar

las sustancias contaminantes. Dichas enzimas son producidas a escala industrial

utilizando a bacterias que las generan naturalmente o por bacterias genéticamente

modificadas (Unidad de Vigilancia y Transferencia de Tecnología, 2010).

Degradación Enzimática

Remediación microbiana

Fitorremediación BIORREMEDIACIÓN

32

Fitorremediación

El término fitorremediación hace referencia a una serie de tecnologías que se basan

en el uso de plantas para limpiar o restaurar ambientes contaminados, como aguas,

suelos, e incluso aire. Es un término relativamente nuevo, acuñado en 1991. De

manera más completa, la fitorremediación puede definirse como una tecnología

sustentable que se basa en el uso de plantas para reducir in situ la concentración o

peligrosidad de contaminantes orgánicos e inorgánicos de suelos, sedimentos, agua, y

aire, a partir de procesos bioquímicos realizados por las plantas y microorganismos

asociados a su sistema de raíz que conducen a la reducción, mineralización,

degradación, volatilización y estabilización de los diversos tipos de contaminantes

(Nuñez et al.,2004).

Remediación microbiana

Uso sobre el área contaminada de microorganismos que degradan las sustancias

contaminantes. Los microorganismos utilizados en este proceso pueden estar

presentes en el área contaminada o ser exógenos a la misma (Unidad de Vigilancia y

Transferencia de Tecnología, 2010).

Existe la posibilidad del uso de bacterias con la propiedad de acumular o metabolizar

compuestos orgánicos y metales pesados. La utilización de microorganismos que

transforman diferentes compuestos nocivos en otros de menor impacto ambiental ha

experimentado un gran desarrollo reciente. Aunque las bacterias son las más

empleadas en el proceso de biorremediación, también se han empleado otros

microorganismos como hongos, algas y actinomicetos para la degradación de

compuestos tóxicos en el suelo (Cruz-Guzmán, 2007).

Los componentes interrelacionados que intervienen en el proceso de remediación

microbiana se resumen en tres: El microorganismo, el contaminante y el ambiente,

explicados en el Diagrama 4.

33

Diagrama 4 Los tres principales componentes interrelacionados involucrados en la

biorremediación.

Fuente: Bitton, 2002 traducida por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

1.3.1.1 Micoremediación

Los hongos han sido aprovechados por el hombre en muchas aplicaciones diversas

por miles de años. En cualquier ecosistema, los hongos están entre los principales

descomponedores de polímeros vegetales tales como celulosa, hemicelulosa y

lignina. Además tienen la capacidad para mineralizar, liberar, y almacenar distintos

elementos e iones y acumular materiales tóxicos. Pueden facilitar el intercambio de

energía entre la biomasa aérea y los sistemas bajo tierra. Los hongos han demostrado

modificar la permeabilidad del suelo e intercambiar iones para desintoxicar suelo

contaminado. Hongos comestibles y/o medicinales juegan también un papel como

reparadores naturales del medio ambiente (Singh, 2006).

Los hongos en cultivos líquidos constituyen sistemas modelos adecuados para

explorar la biotransformación de una amplia variedad de compuestos. El proceso

fúngico de biotransformación de compuestos, residuos o aguas residuales se

denomina micotransformación. La mayoría de nuestros conocimientos sobre las

interacciones entre los hongos y los desechos se basa en los estudios realizados en el

laboratorio. Sin embargo, durante la última década, los hongos se han utilizado en el

tratamiento de una amplia variedad de residuos y aguas residuales (Singh, 2006).

Microorganismo

•Capacidad metabólica

•Población degradante

•Autóctonos o Nativos

•Genéticamente modificados

Ambiente

•Temperatura

•Contenido de humedad

•pH

•Aceptores de electrones

•Nutrientes

Contaminante

•Toxicidad

•Concentración

•Disponibilidad

•Solubilidad

•Sorción

34

1.3.1.2 Mohos

Entre los hongos microscópicos se incluyen las levaduras, con células esféricas,

germinativas y a los mohos con alargados filamentos (hifas) en un micelio. Ambos se

hallan dentro de la clasificación de los hongos como se muestra en la Tabla 13.

Tabla 13 Clasificación de los hongos.

Grupo Nombre

común

Hifa Representante

típico

Ascomycetes Hongos con

sacos

Septada Neurospora,

Saccharomyces,

Morchella

Basidiomycetes Setas Septada Amanita, Agaricus

Zygomycetes Mohos del pan Cenocítica Mucor, Rhizopus

Oomycetes Mohos de agua Cenocítica Allomyces

Deuteromycetes Hongos

imperfectos

Septada Penicillum,

Aspergillus,

Candida

Fuente: Wang et al., 2009 traducida por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

A título ilustrado Wang y Chen en 2009 señalan que los mohos son hongos

microscópicos filamentosos que constan de unos largos y ramificados a modo de

hilos, filamentos de células, llamadas hifas, las cuales forman una masa enredada

denominada micelio.

Las hifas pueden ser ya sean septadas con protoplastos uninucleados, donde la hifa se

divide en paredes transversales o septas y cada compartimiento contiene un solo

núcleo; septadas con protoplastos multinucleados entre septas; o cenocíticas, en las

cuales la hifa contiene una masa de citoplasma multi-nucleado, y son llamadas

también como aceptadas o no septadas (Wang y Chen, 2009).

En cuanto a la estructura de la pared celular de los hongos, esta se encuentra

constituida por el glicocáliz, que a su vez está formado por capas de polisacáridos y

proteínas como se aprecian en el Gráfico 7.

35

Gráfico 7 Estructura del glicocáliz.

Sección transversal a través del ápice de una célula fúngica muestra la estructura de la pared

celular y otras características. En la parte superior una fotomicrografía (S: Punta en crecimiento,

CV: Vesículas recubiertas, G: Aparato de Golgi, M: Mitocondria), Parte inferior: La pared celular

es una gruesa y rígida estructura compuesta de complejas capas de polisacáridos y proteínas.

Fuente: Wang y Chen, 2009.

Los mohos como parte del conglomerado de hongos pueden adaptarse a condiciones

ambientales extremas para la mayoría de microorganismos como lo confirma García

en su libro Introducción a la Microbiología en 2004: “Los hongos son, entre los

microorganismos, los mejor capacitados para soportar ambientes de baja humedad

así como pH ácidos y alcalinos”.

A continuación en la Tabla 14 se resumen las condiciones básicas de crecimiento

para estos microorganismos.

Tabla 14 Condiciones ambientales requeridas para el crecimiento.

Parámetro Descripción

Oxígeno Necesitan oxígeno para desarrollarse, y la mayoría son aerobios

estrictos, su crecimiento se favorece en abundante suministro de este

elemento.

pH Tienen un amplio rango de tolerancia a pH. El rango de pH para una

gran mayoría es de 2,0 a 9,0; pero crecen mejor a pH ácido. El pH

óptimo está alrededor de 5,6

Temperatura

La gran mayoría se consideran mesófilos, con temperaturas óptimas de

crecimiento entre 22ºC a 30ºC, algunos patógenos tienen una

temperatura óptima más elevada entre 30ºC y 37ºC; otros crecen a

temperaturas de refrigeración y a 0ºC o menos; un pequeño grupo es

termófilo y crecen a temperaturas de hasta 62ºC

Concentración de solutos Pueden crecer en medios con una concentración de solutos inhibitoria

para otros microorganismos.

Fuente: García, 2004 recopildada por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

36

1.3.1.3 Micoremediación de metales pesados

La capacidad de los hongos y levaduras para ligar a los metales también ha sido

ampliamente explorada (Gadd y Sayer, 2000).

La importancia de la quitina y el quitosano presentes en las paredes este tipo de

biomasa es relevante lo expresa Galun et al. en 1983, ya que permiten remoción

mediante la unión al metal, obteniendo una disminución significativa de la

concentración de metales pesados.

Dentro de estos polímeros o grupos amino protonados están fuertemente vinculadas a

la adsorción especies aniónicas, mientras que los grupos fosfato y carboxilo son

importantes en la adsorción de especies catiónicas (Tobin et al., 1990).

1.4 Interacciones microorganismo-metal

“La transformación de metales y metaloides en el medio ambiente está influenciada

por interacciones fisicoquímicas y biológicas interfaciales” (Huang, 2008).

En el Diagrama 5, se exponen los mecanismos que presentan los microorganismos al

interactuar con los metales pesados.

Diagrama 5 Mecanismos de interacción entre metales pesados y microorganismos.

Fuente: Vullo, 2003.

37

1.4.1 Generalidades

Todas las interacciones entre los microorganismos y los metales u otros elementos

como carbono, nitrógeno, azufre y fósforo son componentes fundamentales de ciclos

biogeoquímicos. Las interacciones metal-microbiota son estudiadas entonces en

profundidad en el contexto de la biotecnología ambiental, con el objeto de

implementar métodos de remoción, recuperación o detoxificación de metales pesados

y radionúclidos (Vullo, 2003).

Dependiendo del estado de oxidación que se presente un metal y la especie que esté

conformando, un microorganismo puede realizar dos transformaciones posibles. Una

correspondería a la movilización del metal, es decir el pasaje de un estado insoluble

inicial (metales asociados a suelos, sulfuros u óxidos metálicos, por ejemplo)

correspondiente a una fase sólida, a un estado soluble final, en fase acuosa. El otro

corresponde a la inmovilización del metal, es decir el pasaje de un estado soluble

inicial en fase acuosa a uno insoluble final en fase sólida. A su vez existen en la

naturaleza diferentes mecanismos por los cuales la inmovilización del metal puede

llegar a ocurrir (Vullo, 2003).

La Tabla 15 (Brandl, 2002), muestra una visión esquematizada de las reacciones

posibles y mecanismos resultantes en la movilización de metales sólidos o

inmovilización de metales solubilizados.

38

Tabla 15 Reacciones microbianas que conducen a la movilización o inmovilización de metales.

REACCIÓN MECANISMO PRINCIPIO

Movilización

Lisis Redox

Los metales son microbianamente oxidados o reducidos

durante procesos de óxido-reducción. Como resultado, la

movilidad del metal se incrementa en función del tipo de

metal y de su estado de oxidación.

Acidólisis

El mecanismo también es llamado solubilización del metal

inducida por protones. La secreción microbiana de protones

conlleva a cambios en la movilidad del metal.

Bajo estas condiciones los protones son unidos a la superficie

resultando en el debilitamiento de uniones críticas así como

también en la sustitución de los iones metálicos que salen de

la superficie sólida.

Lisis de

Complejos

El mecanismo es también llamado solubilización del metal

inducida por ligandos. La formación de agentes complejantes

o quelantes conduce a un incremento de la movilidad del

metal. Los complejos se forman en las superficies del metal

por intercambio de ligandos polarizando uniones críticas y

facilitando la separación de especies metálicas desde la

superficie. Los ligandos orgánicos de naturaleza bidentada o

multidentada son particularmente efectivos.

Alquilación

Grupos alquilo son enzimáticamente transferidos al metal y

unidos covalentemente. El proceso se describe a menudo

como “volatilización del metal”, debido a que los metales

alquilados muestran potenciada volatilidad comparada con sus

formas elementales o iónicas. La metilación es el proceso de

alquilación mejor conocido.

Inmovilización

Biosorción

Es definida como un proceso pasivo de secuestramiento

metálico y de concentración por sitios químicos (grupos

funcionales como carboxilo, sulfonato, fosfato, hidroxilo,

amino o residuos imino) presentes de forma natural en la

superficie de biomasa viva o muerta. La sorción puede ser más

o menos selectiva dependiendo de los organismos utilizados y

de las condiciones ambientales como por ejemplo: pH,

salinidad.

Bioacumulación Metales solubles son transportados activamente a través de la

membrana celular y acumulados dentro de las células como

partículas sólidas o en vacuolas.

Reacción Redox

Los metales son microbianamente oxidados o reducidos

durante procesos de óxido-reducción. Como resultado, la

movilidad del metal se reduce en función del tipo de metal y

de su estado de oxidación.

Formación de

Complejos

Especies metálicas solubles son inmovilizadas (precipitadas)

por agentes complejantes formados por microorganismos por

ejemplo: los sulfuros.

Los sulfuros metálicos muestran productos de solubilidad muy

baja, por lo que el metal es eficientemente precipitado aún a

bajas concentraciones de sulfuros.

Además, de actividades bacterianas puede resultar la

reducción de la acidez en un entorno llevando a la

precipitación de metales como hidróxidos.

Fuente: Brandl, 2002 traducida por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

39

1.4.2 Inmovilización del metal

La separación o inmovilización del metal implica mecanismos de biosorción (sorción

del contaminante en biomasa) y cambios en el estado redox (reducción de formas

metálicas oxidadas solubles a formas insolubles), así como la acumulación,

precipitación y/o volatilización de los contaminantes a través de la fitorremediación.

(Volke et al., 2005).

1.4.3 Biosorción

La biosorción se define como, “el proceso mediante el cual la biomasa microbiana

actúa como una superficie sobre la que los metales son absorbidos pasivamente”

(Volesky y Holan, 1995).

Esta tiene una gran ventaja sobre tecnologías químicas similares explican Volesky y

Holan, ya que grandes cantidades de biomasa fúngica y bacteriana implican un bajo

costo y además son fácilmente regenerables o están disponibles a partir de residuos

de fermentación industrial, aguas residuales y lodos.

Entre algunos de los principales géneros que han sido reportados en investigaciones

de biosorción de metales pesados tenemos: Penicillium, Aspergillus, Mucor,

Rhizopus y Trichoderma, tal como se muestran en la Tabla 16.

Tabla 16 Ejemplos de biomasas fúngicas empleadas en la biosorción de metales

pesados.

ORGANISMO IÓN

METÁLICO REFERENCIAS

Aspergillus niger, Mucor rouxii, Rhizopus

arrhizus (células vivas)

Au Kapoor and

Viraraghavan (1997)

Penicillium sp. (células vivas) Ag, Cu Kapoor and

Viraraghavan (1997)

Penicillium sp., Aspergillus sp., Trichoderma

sp., Rhizopus sp., Mucor sp., Saccharomyces

sp., Fusarium sp. (células vivas)

Cd, Pb Kapoor and

Viraraghavan (1997)

Aspergillus sp., Penicillium sp., Rhizopus sp.,

Saccharomyces sp., Trichoderma sp., Mucor

sp. (células vivas)

Cu, Cd, Zn, Th Kapoor and

Viraraghavan (1997)

Phanerochaete chryosporium (células vivas) U, Sr, Cs, La,

Cd, Pb, Cu

Day et al. (2001)

Fuente: Wang y Chen, 2009 traducida por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

40

1.4.4 Bioacumulación

Este mecanismo celular involucra un sistema de transporte de membrana que

internaliza al metal pesado presente en el entorno celular con gasto de energía. Este

consumo energético se genera a través del sistema hidrogeno-ATPasa. Una vez

incorporado el metal pesado al citoplasma, éste es secuestrado por la presencia de

proteínas ricas en grupos sulfhidrilos llamadas metalotioneínas o también puede ser

compartimentalizado dentro de una vacuola, como ocurre en hongos. Algunos

ejemplos de este proceso son muy interesantes, como el caso de acumulación de

uranio por la bacteria Pseudomonas aeruginosa, el cual fue detectado íntegramente

en el citoplasma, al igual que en la levadura Saccaromyces cerevisiae (Vullo, 2003).

A continuación en la Tabla 17se consideran otros ejemplos de microorganismos

acumuladores de metales pesados.

Tabla 17 Ejemplos de microorganismos acumuladores de metales

pesados tóxicos.

ORGANISMO ELEMENTO

Citrobacter sp. Pb, Cd

Thiobacillus ferrooxidans Ag

Bacillus cereus Cd

Bacillus subtilis Cr

Pseudomonas aeruginosa U

Micrococcus luteus Sr

Rhizopus arrhizus Hg

Aspergillus niger Th

Saccharomyces cerevisiae U

Fuente: Gazsó, 2001.

1.4.5 Biosorción y bioacumulación de metales pesados en hongos

El proceso de biosorción y bioacumulación de metales por microorganismos no es

nuevo. La acumulación de metales por hongos ha recibido más atención en los

últimos años debido a sus aplicaciones en la protección del medio ambiente y la

recuperación de los metales. La eliminación biológica de metales a partir de

soluciones se pueden dividir en tres categorías: (1) biosorción de iones metálicos en

la superficie de hongos, (2) la absorción intracelular de iones metálicos, y (3)

41

transformación química de los iones metálicos por los hongos. En las dos últimos

casos se requiere biomasa fúngica viva (Singh, 2006).

1.4.5.1 Estudios ex situ de micoremediación de metales pesados

Los estudios y evaluaciones ex situ acerca de la remediación fúngica de metales

pesados son un tema de gran interés para muchos autores, a continuación en la Tabla

18se muestra amplía un resumen de algunos de estos estudios realizados.

Tabla 18 Estudios ex situ de micoremediación de metales pesados

GÉNERO DEL ORGANISMO METALES

EVALUADOS AUTORES AÑO

MA

CR

OM

ICE

TO

S

Agaricus, Boletus, Coprinus,

Lepista, Macrolepiota, Calvatia,

Lactarius

Cd, Hg, Pb, Cu,

Zn Alonso et al. 2003

Clitocybe, Hebeloma, Lactarius,

Boletus, Tricholoma,

Lycoperdon, Collybia, Inocybe,

Melanoleuca, Sarcosphaera,

Marasmius, Mycena, Suillus,

Clitoybe, Macrolepiota,

Geastrum

Cd, Zn , Pb Moyano et al. ---

Trametes Cd Arica et al. 2001

Lentinus Cd Bayramoglu et al. 2002

MIC

RO

MIC

ET

OS

Rhizopus Cr Bai y Abraham 2002

Mucor Cr Tobin y Roux 1998

Mucor Gardea –Torresdey

et al. 1996

Aspergillus As, Cu, Cd, Zn,

Cr, Co, Pb y F Díaz et al. ---

Aspergillus, Penicillum,

Saccharomyces, Candida Cr Gutiérrez, et al. 2010

Paecilomyces Cr Cárdenas y Acosta 2010

Rhizopus, Aspergillus Cu Dursun et al. 2003

Rhizopus Th Gadd y White 1992

Rhizopus Pb Naja et al. 2005

Rhizopus Ph, Cd, Ni, Cr Bhattacharyya et al. 2002

Rhizopus Mn, Zn, Cd, Cu,

Pb Brady y Tobin 1995

Absidia, Rhizopus, Penicillum Pb, Cd ,Ni Holan y Volesky 1995

Saccharomyces Pb Kogej y Pavko 2001

Kluyceromyces, Saccharomyces,

Candida, Schizosaccaromyces, Cu Donmez y Aksu 1999

Aspergillus, Mucor, Rhizopus,

Penicillum Au, Ag, Cu

Kapoor y

Viraraghavan 1997

Trichoderma, Aspergillus,

Penicillum, Saccharomyces,

Fusarium

Cd, Pb Kapoor y

Viraraghavan 1997


42

CAPÍTULO II

MARCO METODOLÓGICO

2.1 Zonificación del estudio

Los lugares a estudiar propuestos son sectores cercanos a afluentes industriales o

vertederos de residuos, en los que tienden a acumularse los minerales y los

microorganismos autóctonos. Por tal razón se ha tomado en cuenta los siguientes

lugares considerando las incidencias industriales y sanitarias que influyen en ellos.

Gráfico 8 Delimitación geográfica de los lugares de estudio en el territorio ecuatoriano.

Fuente: Google Earth, 2011 modificado por Carina Hidalgo y Edison Osorio.

Tabla 19 Sitios para realizar los estudios.

LUGAR UBICACIÓN

Orillas y humedales del Río

Cutuchi

Provincia Cotopaxi- Cantón Latacunga -

Ciudades Lasso y Latacunga

Orillas y humedales del Río

Machángara

Provincia Pichincha- Cantón Quito - Ciudad

Quito


COTOPAXI

PICHINCHA

Quito

Latacunga

43

Gráfico 9 Cauce del Río Cutuchi-Latacunga.


Gráfico 10 Cauce del Río Machángara-Quito.


44

Tabla 20 Coordenadas geográficas de los lugares muestreados para el río Cutuchi.

Nombre Coordenada Geográfica

Punto 1: Puente Callo

Mancheno (Lasso)

Latitud 0° 45’ 14’’ S

Longitud 78° 36’ 27’’O

Punto 2: Puente Navisco

(Lasso)

Latitud 0º 45’ 44’’ S

Longitud 58º 36’ 27’’ O

Punto 3: Puente Norte

(Latacunga)

Latitud 0º 55’ 37’’S


Punto 4: Puente Centro

(Latacunga)



Punto 5: Puente Sur

(Latacunga)





Cutuchi.


LATACUNGA

LASSO

Río Cutuchi

N

45

Tabla 21 Coordenadas geográficas de los lugares muestreados para el río

Machángara.

Nombre Coordenada Geográfica

Punto 1: Orquídeas

Latitud 0° 13’ 20’’ S

Longitud 78° 29’ 11’’O

Punto 2: Guápulo



Punto 3: El Cena



Punto 4: El Recreo



Punto 5: Las Cuadras



Elaborado por: Carina Hidalgo y Edison Osorio, 2012.


Machángara.


N

46

2.1.1 Muestreo y Toma de Datos in situ

El muestreo empleado fue al azar simple mediante el cual se tomaron muestras de

suelos y sedimentos además de parámetros ambientales y geográficos, estos últimos

descritos anteriormente en las Tablas 20 y 21.

Materiales

Piceta

Cuerda 1 m

Guantes de Látex

Botas de caucho

Alcohol antiséptico

Tubos de ensayo

Jeringa

Termómetro de campo

Fundas Ziploc

Frascos de vidrio

Procedimiento

El área delimitada de muestreo fue 1 m2 y se la dividió en 8 partes, Gráfico 13,

de las cuales se recogieron muestras de suelo y sedimentos mediante un barreno

para el análisis físico-químico y con jeringas estériles de 50 mL para el análisis

microbiológico, a una profundidad aproximada de entre 15 a 20 cm.

Las submuestras recolectadas en cada punto de muestreo formaron una muestra

compuesta de aproximadamente 1 kg y fueron transportadas dentro de una

hielera portátil en frascos de vidrio y en fundas Ziploc para los análisis físico-

químico y microbiológico respectivamente.

En cada punto de muestreo se midió la temperatura del suelo a nivel superficial

con un termómetro de campo, así como el pH con un potenciómetro portátil

Mettler Toledo Seven Go SG2-FK.

Adicionalmente los datos de altitud y presión fueron registrados con la ayuda del

GPS Magellan Tritón 500.

47

Gráfico 13 Trazado del área para toma de muestras.


2.2 Análisis físico químico de muestras de suelos y sedimentos

2.2.1 Potencial Hidrógeno (pH) y conductividad

Del manual EPA SW-846 se utilizó como guía el método 9045 para la determinación

de pH en suelo.

Materiales y reactivos

Materiales Reactivos

Vasos de precipitación de 50 mL

Imanes

Espátulas metálicas

Guantes de látex

Gotero de vidrio

Ácido clorhídrico concentrado

(Baker)

Agua Destilada

Soluciones buffer de calibración pH

4-7-10 (Fisher Scientific)

Procedimiento

A una pequeña porción de la muestra de suelo se le colocaron gotas de HCl 37,2%

para determinar su naturaleza calcárea mediante la presencia de burbujas, el

resultado fue negativo.

De cada una de las muestras de suelo y sedimento se pesaron 20 g en una

balanza analítica Mettler Toledo ML204, se añadió 20 mL de agua destilada y se

48

colocaron en un agitador magnético Thermo Scientific SSP13101 por 30

minutos. Una vez agitadas las muestras se las dejó reposar por una hora.

Los valores del potencial de hidrógeno y la conductividad de cada una de las

muestras fueron determinados con un Potenciómetro-Conductímetro Mettler

Toledo Seven Multi. Gráfico 14.

Gráfico 14 Medición del pH y la conductividad de las muestras de sedimentos.


2.2.2 Humedad

Materiales

Cristalizador

Espátula metálica

Guantes de látex

Procedimiento

Según el método ISO 11465 para el análisis del contenido de humedad de muestras

de suelo y sedimentos antes de iniciar la determinación se retiraron las hierbas y

piedras con diámetro mayor a 2 mm presentes cada muestra.

49

Con la asistencia de un Detector Halógeno de Humedad Mettler Toledo HB43-S

Halogen, Gráfico 15, se determinó por triplicado la humedad de las muestras de

suelo y sedimentos, de la siguiente manera:

El detector de humedad fue activado oprimiendo la tecla «On/Off» localizada en

el panel de control.

Pulsando la tecla «Menú» fue posible acceder al menú y seleccionando la tecla

«B» se ingresó al banco de datos de métodos en donde se eligió la opción «Sel»

para asignar el método.

Con las teclas de flecha se seleccionó el método “almidón de maíz” cuyos

parámetros eran muy semejantes a los requeridos usándolo de base para

determinar el nuevo el método.

Para acceder a los parámetros del método se pulsó «Edit», en el indicador

apareció una lista de todos los parámetros de métodos: nombre, peso final,

programa de desecación, temperatura de desecación, criterio de desconexión,

modo de visualización.

Para determinar el nombre del método con las teclas de flecha se seleccionó el

parámetro "Nombre", se pulsó «Edit» y se introdujo el nombre del nuevo método:

“Muestra 1, Muestra 2, etc.”

Para determinar el peso final de la muestra; se seleccionó con las teclas de flecha

el parámetro "Peso teórico" y se pulsó «Edit.». Con las teclas «+» y «–» se

modificó el peso a 1g, y se confirmó el nuevo peso con la tecla « ».

Para la elección del programa de desecación; se seleccionó con las teclas de flecha

el parámetro "Programa secado" y se pulsó «Edit.», se eligió el programa de

desecación rápida.

Para el ajuste de la temperatura de desecación; se pulsó la tecla «Temperatura de

desecación», ajustándola a 131 ºC.

50

Para elegir el criterio de desconexión: se eligió la opción “Ajuste de la duración

de desecación para la desconexión controlada por tiempo”, posteriormente se

seleccionó con las teclas de flecha el parámetro "Hora" y se pulsó «Edit.». La

duración de la desecación se muestra de modo intermitente. Con las flechas «+» y

«–» se pudo modificar la duración de la desecación para 8 minutos.

Para la elección del modo de visualización; se escogió con las teclas de flecha el

parámetro "Modo visualización" y se pulsó «Edit.». El modo seleccionado fue

%MC o porcentaje de contenido de humedad, de esta manera se visualizó el

contenido de humedad de la muestra en porcentajes del peso húmedo (PH = peso

inicial = 100%). Durante la desecación apareció el valor medido actual en tanto

por ciento.

Después de definir todos los parámetros del método nuevo, se pulsó la tecla « »,

para guardar los cambios.

Se eligió el método definido seleccionando «B» y se pudo determinar el

contenido de humedad continuando con los siguientes pasos.

Inicialmente con la unidad de calentamiento cerrada se visualizó en la parte

superior izquierda de la pantalla el indicador de estado que simboliza el estado

inicial del equipo.

Al abrir la unidad de calentamiento apareció inmediatamente el indicador de

estado: Listo para el tarado, el cual indicó con parpadeo que se coloque el

plato de muestras vacío, realizada esta acción se cerró la unidad de calentamiento

provocando que la balanza integrada en el analizador de humedad se ponga

automáticamente a cero.

Después del tarado el indicador de estado cambio de forma

indicando que debía colocarse la muestra. Por lo que se abrió la unidad de

calentamiento y se añadió la muestra al portamuestras.

51

El indicador de estado señaló que se puede iniciar el proceso de desecación, para

lo cual se cerró la unidad de calentamiento, y el equipo inició de manera

automática la desecación y medición.

En el proceso de medida el indicador de estado simbolizó con burbujas

ascendentes el proceso de desecación, mientras se actualizaron y visualizaron

continuamente los valores siguientes:

o Temperatura actual en la unidad de calentamiento

o Tiempo transcurrido desde que empieza el proceso de medición

o Resultado actual en el modo de visualización seleccionado.

Tan pronto se cumplió el criterio de desconexión prescrito en la definición de

métodos sonó una señal acústica indicando que se puede dar lectura al resultado

medido en el indicador.

Se abrió la unidad de calentamiento y con cuidado se sacó el portamuestras de la

cámara de muestras.

Pulsando la tecla « » se borró el resultado final y la indicación de tiempo.

Ya con el método definido se realizó desde el punto 6 el mismo procedimiento

para las 10 muestras de suelo tanto del río Cutuchi como del Machángara.

Se desactivó el equipo con la tecla «On/Off» y se cerró la unidad de

calentamiento.

Gráfico 15 Equipo de Detección Halógeno de Humedad.


52

2.2.3 Determinación de la concentración de Cromo y Cadmio en muestras de

sedimentos

2.2.3.1 Digestión de las muestras de sedimentos



Vasos de digestión

Matraces

Espátula metálica

Guantes de látex

Gotero de vidrio

Agua Destilada

Ácido Nítrico

Ácido Clorhídrico

Procedimiento

Las muestras fueron colocadas en el Digestor microondas Berghof Speed Wave Two,

Gráfico 16, utilizando el método Soil, Sediment EPA 3052 preinstalado en el equipo.

Fue oportuno realizar la limpieza de los teflones y el tambor en el digestor antes de

cada uso, empleando para ello agua destilada y activando el método de limpieza

propio del equipo (Tabla 22).

Tabla 22 Parámetros del método de limpieza cargado en el microondas de digestión.

Fuente: Manual del digestor SW2, 2010.

53

Una vez limpios los envases de teflón para digestión, se procedió de la siguiente

manera, tomando en cuenta que las muestras de suelo y sedimentos fueron digeridas

por duplicado:

Sobre un vidrio reloj se pesó aproximadamente 4 g de la muestra en una balanza

analítica Boeco Germany BLC-500 (Tabla 23).

Cada muestra pesada fue colocada dentro de un envase de teflón, añadiendo a

cada uno 10 mL de Agua regia; 1:3 (HNO3: HCl) se dejó reposar 10 minutos antes

de cerrarlos adecuadamente.

Los envases fueron colocados y ajustados al rotor de posicionamiento individual,

el mismo que se acomodó dentro del digestor, se conectó la parte inicial del tubo

de ventilación dentro del microondas y se sacó la parte final a la sorbona.

Se encendió el equipo presionando el interruptor verde colocado en la parte

posterior derecha de este.

Para activar el controlador táctil del digestor se pulsó el botón de alimentación

negro-amarillo ubicado en el lado izquierdo, el mismo que permitió operar de

forma táctil la pantalla del controlador.

De esta manera se digitó el nombre del usuario al presionar el recuadro

perteneciente a la opción “User name”, de la misma forma se colocó en

“password” la contraseña asignada al administrador y se presionó el botón “login”

el mismo permitió ingresar al menú principal (main menu).

En la pantalla desplegada se seleccionó el botón “Applications”, el cual permitió

elegir de un listado de 40 aplicaciones preinstaladas la adecuada para digerir suelo

y sedimentos. Se escogió la aplicación “Soil, Sediment EPA 3052” y se presionó

la opción “select”.

Apareció inmediatamente en la pantalla el recuadro de los pasos y los parámetros

(tiempo de rampa, tiempo de mantenimiento, temperatura) asignados a la

54

aplicación seleccionada permitiendo que la digestión se desarrolle de manera

óptima (Tabla 23).

Al guardar el método presionando la opción “save” se pudo nombrarlo de manera

inmediata. En la misma pantalla se observó el gráfico de la aplicación

seleccionada además de la tabla resumida de los valores numéricos programados.

Se revisó la información y se dio comienzo a la digestión presionando “start”.

Al finalizar el período de digestión, el controlador cambió automáticamente y

mostró en la pantalla un recuadro en donde se escribió el comentario final del

proceso de digestión.

Ya obtenida la curva de digestión se dejó reposar los envases de teflón dentro del

equipo alrededor de 10 minutos. Pasado este tiempo se sacó el rotor de

posicionamiento individual con los envases, desconectando antes el tubo de

ventilación, se los colocó dentro de una cabina de extracción de gases Esco EFB-

4A2 para un enfriamiento adicional.

Se apagó el controlador y el microondas presionado el botón negro-amarillo y el

interruptor verde respectivamente.

Una vez fríos los envases, se los abrió cuidadosamente para liberar la presión

generada. La muestra digerida fue filtrada, aforada a 50 mL y finalmente

analizada por Espectrofotometría de Absorción Atómica.

Gráfico 16 Equipo microondas para digestión de muestras Berghof MSW2.


55

Tabla 23 Parámetros establecidos en el programa Soil EPA 3051 para el equipo de

digestión microondas.

Fuente: Manual del digestor SW2, 2010.


digeridas de sedimentos por Espectrofotometría de Absorción Atómica.

La determinación de la concentración de Cr y Cd se realizó por un método

espectrofotométrico, utilizando un espectrofotómetro de absorción atómica (EAA)

VARIAN SpectrAA55, Gráfico 18, de aspiración directa, con llama de aire-acetileno

y lámparas Photron Hollow Cathode Lamp (Cr: A=357,9 nm, Cd: A= 228,8 nm).

Materiales y reactivos:


Balones de aforo de 50 mL


Pipetas de 0,5; 1,5; 10 mL

Guantes de látex

Piceta

Agua Destilada

Solución stock estandarizada de Cr

(Inorganic Ventures)

Solución stock estandarizada de Cd

(Inorganic Ventures)

Procedimiento

Partiendo de soluciones Stock estandarizadas de 1000 ppm de cromo y 1000 ppm

de cadmio se preparó las soluciones estándar de cada metal.

56

En cuanto a la posición de las lámparas en el equipo; se abrió la puerta del

compartimento de las mismas, se colocó cuidadosamente cada lámpara tomándola

por su base y se fijó su hendidura al soporte, adicionalmente se situó la palanca de

la parte superior dependiendo de la posición 1 o 2 en la que se encuentre la

lámpara de interés.

El equipo se encendió presionando el interruptor verde situado en la parte frontal

izquierda del mismo, se esperó a que se carguen las opciones de pantalla, entre

las cuales se eligió la opción cargar método presionando el botón “Load method”

y posteriormente seleccionando la opción “cookbook”, al cargarse este método

apareció la lista de parámetros que al modificarlos según las necesidades pudieron

determinar las concentraciones de los metales de interés presentes en las muestras

de suelo y sedimentos. Las lecturas se realizaron por separado para cada metal al

igual que la modificación de parámetros, dentro de los cuales constaron:

o Elemento: en esta opción presionando “Enter” se pudo elegir

indistintamente los metales a analizar Cr o Cd.

o Modo Instrumental: permitió escoger el modo Absorbancia.

o Lámpara activa: se escogió entre 1 o 2, datos que hacen referencia a la

posición de la lámpara.

o Corriente activa: se eligió en función de la lámpara activa: para el caso

de Cr; 7 mA mientras que para Cd; 4 mA.

o Tipo de gas: seleccionando acetileno para los dos casos.

o Longitud de onda expresada en nanómetros (nm): se seleccionó las

opciones 357,9 y 326,1 para Cr y Cd respectivamente.

o Ancho de banda espectral (ancho de la rendija) expresada en

nanómetros (nm): seleccionando 0,2 para Cr y 0,5 para Cd.

Por último aparece la opción Salvar método la cual fue seleccionada al presionar

“Enter”; se desplegó una lista de métodos cargados, seleccionando así una

posición vacía, de esta manera el método fue guardado en el espacio

seleccionado con un número y el elemento escogido.

57

Posteriormente se presionó el botón “Optimize” el mismo que permite optimizar

los componentes del sistema, incluidos la lámpara, el quemador y la señal de

llama.

Para la optimización de la lámpara se seleccionó la opción alinear lámpara y

ajustando suavemente las perillas de esta se esperó a que la barra muestre la

máxima señal.

Con respecto al quemador se lo movió apretando las pinzas del controlador de

giro, hasta que la ranura quede paralela a la trayectoria de la luz, se colocó la

tarjeta de alineación propia de equipo en medio de la ranura del quemador

posicionándola perpendicularmente y se ajustó la altura de este hasta que el haz

de luz caiga dentro del área delimitada. Se comprobó la correcta alineación

mediante la colocación de la tarjeta en los extremos de la ranura del quemador.

Para encender la llama se presionó el botón negro ubicado en la parte anterior

izquierda del equipo manteniéndolo presionado hasta que la llama encienda. Fue

necesario comprobar los ajustes del regulador de gas para evitar cualquier

inconveniente. Se regulo la llama con la perilla exterior del quemador

ajustándola para obtener la máxima absorción.

Para optimizar la señal de la llama se presionó la tecla “Optimize” y seleccionó

la opción “Signal”.

Se aspiró el blanco y presionando simultáneamente las teclas “Alt” y “Read” se

enceró el equipo.

Ya definidas las concentraciones de los estándares se presionó la tecla

“Calibrate” donde se ingresó de manera ascendente los valores de las

concentraciones, posteriormente se leyó la primera solución estándar

presionando la tecla “Read”, antes de continuar con la siguiente lectura se aspiró

el blanco (agua destilada) para que no exista interferencia en la lectura.

Al finalizar la lectura de las soluciones se presionó conjuntamente las teclas

“Alt” y “Calibrate” para obtener la curva de calibración.

58

De esta manera se pudo dar inicio a la lectura independiente de los metales Cr y

Cd presentes en las muestras de suelo y sedimentos previamente digeridas.

Gráfico 17.

Gráfico 17 Muestras de suelo digeridas, filtradas y aforadas.


Gráfico 18 Equipo de Espectrofotometría de Absorción Atómica.


2.3 Aislamiento, selección, identificación y conservación de taxas de mohos

2.3.1 Aislamiento

En esta sección a partir de las muestras de suelo y sedimentos se aisló y promovió el

crecimiento de mohos utilizando técnicas microbiológicas para obtener mediante el

uso de sustratos específicos y la adición de antibióticos la mayor variedad

59

morfológica posible con un correcto desarrollo evitando al mismo tiempo el

crecimiento de otros microorganismos presentes en las muestras.

Materiales, medios de cultivo y antibióticos

Materiales Medios de cultivo

Frascos Boeco de 1 L

Micropipeta regulable de 1 mL

Mechero Bunsen

Espátula metálica

Guantes de látex


Jeringas de 1 mL

Cajas Petri desechables

Tubos de ensayo con tapa rosca

Tubos de ensayo abiertos

Parafilm

Sabouraud Dextrose Agar (Dipco)

Czapek Solution Agar (Dipco)

Potato Dextrose Agar (Acumedia)

Antibióticos

Gentamicina 160 mg Sol. inyectable

(Gentrax)

Cloranfenicol 1 g Polvo inyectable

(Acromaxfenicol)

Procedimiento

En esta fase se trabajó dentro de una cámara de flujo laminar Forma Scientific

Inc. 1845, donde las muestras tomadas (5 por cada río), de aproximadamente 1

kg se homogenizaron, manipulando el exterior del contenedor, posteriormente se

les realizó una dilución 1X10-1

; para lo cual se pesó dentro de envases estériles

Boeco 100 g de muestra en una balanza Ohaus Scoutt II SC4010 y se agregó 900

mL de agua destilada estéril, se agitó los frascos por 15 min dejándolos reposar

20 minutos (Gráfico 19).

Con una micropipeta regulada se tomó 1 mL de la disolución y mediante el

método de placa pobre se colocó en las cajas Petri por duplicado con medios de

cultivo: SDA, Czapek y PDA adicionados cloranfenicol y gentamicina, el

procedimiento se repitió para cada muestra.

Tomando las precauciones necesarias para evitar contaminación se realizó un

barrido microbiológico de cada una de las cajas sembradas con la ayuda de

60

estéreo microscópios Boeco Germany BLC-500, se señaló al reverso de cada

caja las posibles colonias de mohos.

Para el primer aislamiento, de cada colonia señalada se tomó un pequeño

fragmento de micelio o esporas con ayuda de jeringas desechables para insulina

y se picó por triplicado a nuevas cajas con medios SDA y Czapek sin

antibióticos Gráfico 20, obteniendo aproximadamente 600 cajas sembradas; 300

SDA y 300 Czapek de ambos ríos. Las cajas fueron incubadas a 25 °C +/- 1 °C

por 7 días.

Consecuentemente el crecimiento de las colonias fue evaluado descartando así

las cajas contaminadas con micelios estériles y levaduras las mismas que fueron

llevadas a un autoclave Tuttnauer 3870M para luego ser desechadas, quedando

así con un total de 150 cajas procedentes de ambos ríos.

Para el segundo aislamiento se procedió de igual manera que en el primero pero

esta vez con un único picado central en cajas de cultivo con SDA y Czapek

obteniendo 300 cajas que fueron incubadas a 25 °C +/- 1 °C por 7 días.

Las cajas contaminadas o con micelios estériles obtenidas en el segundo

aislamiento fueron descartadas una vez más, quedando finalmente 63 cajas con

taxas aisladas de las cuales 32 pertenecieron al río Cutuchi y 31 al río

Machángara.

Gráfico 19 Siembra de las muestras de sedimentos en medios de cultivo adicionados

antibióticos.


61

Gráfico 20 Siembra de los mohos procedentes de las muestras de suelo y sedimentos en

nuevo medio SDA.


Cabe indicar que se asignó un código para una fácil identificación y trazabilidad de

cada una de las cajas Petri y de los mohos aislados. Las taxas aisladas se registraron

con la siguiente codificación:

Código asignado: Código del medio de cultivo, seguido del Código del lugar

de muestreo y finalmente Código del hongo aislado, los mismos que se

detallan.

Código de Medio de Cultivo: se asignó las letras A, B o C, dependiendo del

medio de cultivo de donde se aisló el moho.

Letra A: PDA

Letra B: SDA

Letra C: Czapek

Además se añadió el número 1 o 2 ya que cada muestra se sembró por

duplicado.

Código de Lugar: Se asignó en base al lugar donde se recolectó la muestra

de suelo que tratada en el laboratorio permitió obtener los microorganismos

de interés.

62

Tabla 24 Código asignado para cada lugar muestreado.


Código de Hongo : Se obtuvo del barrido microbiológico en donde se señaló

al reverso de la caja Petri las posibles colonias con la letra h más el número

de colonia encontrado por ejemplo h5, quiere decir que es el quinto hongo

filamentoso (moho) encontrado en esa caja.

Por ejemplo en la codificación asignada, el código A2-3C-h4 representa:

o A2: La taxa se encontró en la caja número 2 con medio de cultivo PDA.

o 3C: Se obtuvo del Puente Latacunga Norte.

o h4: Fue el cuarto moho que se encontró en esa caja.

2.3.2 Selección de Taxas de Mohos

En este apartado se propició el crecimiento de las taxas aisladas en un medio de

cultivo sólido modificado que contenía una concentración de 45 ppm de Cr y Cd

respectivamente.

Para este proceso se consideraron 2 criterios de selección; La adaptación del

microorganismo a la mayor concentración y el crecimiento de este en el menor

tiempo.

Río Cutuchi Código Río Machángara Código

Punto 1: Puente Callo Mancheno 1C Punto 1: Las Cuadras 1M

Punto 2: Puente Navisco 2C Punto 2: El Recreo 2M

Punto 3: Puente Latacunga Norte 3C Punto 3: El Sena 3M

Punto 4: Puente Latacunga Centro 4C Punto 4: Orquídeas 4M

Punto 5: Latacunga Sur 5C Punto 5: Guápulo 5M

63

Materiales, medios de cultivo y reactivos

Materiales Medios de cultivo

Frascos Boeco

Balones aforados

Micropipeta regulable 1 mL

Puntas estériles

Mechero Bunsen


Guantes de látex


Jeringas de 1 mL

Cajas Petri desechables

Parafilm

Calibrador (sensibilidad +/-0,1 mm)

Sabouraud Dextrose Agar (Dipco)

Reactivos

Dicromato de potasio AR 99,9 % de

pureza

Sulfato de cadmio AR 99 % de

pureza

Procedimiento

Partiendo de dicromato de potasio (K2Cr2O7) y sulfato de cadmio

(3CdSO4.8H20) se prepararon soluciones madre de 1000 ppm de Cr y Cd

respectivamente, para lo cual considerando la pureza de las sales, se disolvieron

2,8565 g de Dicromato de potasio y 2,3049 g de sulfato de cadmio con agua

destilada y se los llevó a un volumen de aforo de 1 L.

En total se prepararon 2520 mL de medio SDA, cantidad dividida en 2 partes de

1260 mL, utilizadas para preparar medio solido experimental SDA + Cr y SDA

+ Cd indistintamente.

Adicionalmente las concentraciones deseadas de 45 ppm de Cr y Cd fueron

calculadas con la fórmula general del estado C1*V1 = C2*V2, la misma que

permitió saber que eran necesarios 56,7 mL de una solución de 1000 ppm para

preparar 1260 mL de medio de cultivo sólido experimental SDA con una

concentración de 45 ppm.

64

En condiciones de total asepsia y partiendo de las soluciones preparadas de 1000

ppm tanto de Cr como de Cd se tomó; 56,7 mL de cada una y se incorporó a

1203,3 mL de medio de cultivo contenido en frascos Boeco respectivos para

cada metal, previamente autoclavados, aclimatados y antes que se solidifiquen

fueron distribuidos en cajas petri codificadas.

Posteriormente las taxas fueron sembradas en las cajas Petri con los medios de

cultivo experimentales SDA: Cr 45 ppm y SDA: Cd 45 ppm y se incubaron a 25

°C +/- 1 °C.

Con la ayuda del calibrador o nonio el diámetro de crecimiento de las taxas

formadas en estos medios fueron determinados a los 3 y 7 días de siembra

(Gráfico 21).

Las 8 taxas que crecieron a los 3 primeros días fueron nuevamente sembradas

pero en medios de cultivo experimental SDA de 100 ppm tanto para Cr como Cd

evaluando así la adaptabilidad de estas taxas al doble de la concentración inicial.

La preparación de los medios con las nuevas concentraciones de Cr y Cd fueron

calculados de la misma forma pero esta vez se utilizó solo 250 mL de medio

experimental por lo que se tomó 25 mL de la solución de 1000 ppm para

preparar 250 mL de medio de cultivo SDA con una concentración de 100 ppm.

Gráfico 21 Medición del crecimiento de las taxas de mohos en el medio SDA con Cr y

Cd.


65

2.3.3 Identificación de las Taxas

Materiales y Reactivos


Cinta adhesiva

Porta y Cubre objetos

Gotero

Algodón

Guantes de Látex

Azul de Lactofenol

Lactofenolo di Aman

Aceite de inmersión


Procedimiento

Mediante cinta adhesiva se adhirió las estructuras fúngicas a un porta objetos. Se

complementó la preparación de las placas utilizando reactivos colorantes que

definen las estructuras como el Lactofenolo di Aman, o el azul de Lactofenol.

La morfología de todas las taxas fue observada y fotografiada con un

Microscopio Micros Austria MCX 100 LCD, recopilando información necesaria

y útil para la identificación de las mismas.

Las taxas seleccionadas se identificaron a nivel de género, tomando en cuenta la

morfología y características de crecimiento en los medios de cultivo además de

la difusión de colores en el medio. Para esto fueron empleadas las guías de

identificación de diferentes autores de entre los que se citan: Pictorial Atlas of

Soil and Seed Fungi (Watanabe, 2002), Ilustrated Genera of Imperfect Fungi

(Barnett y Hunter, 1998), Medically Important Fungi a Guide to Identification

(Larone, 2002), además de algunos bancos fotográficos de micólogos

internacionales publicados en el sitio web Photobucket.

2.3.4 Conservación de las taxas aisladas

Las taxas aisladas se conservaron mediante 2 técnicas: tubos con agua destilada

estéril y tubos con medio Czapek inclinados. Para esto se tomaron bajo condiciones

asépticas partes miceliares y esporas con jeringas estériles de 5 mL depositándolos

66

en tubos de agua estéril y picándolos en tubos de agar inclinados respectivamente

(Gráfico 22).

Los tubos de agua estéril se conservan a temperatura ambiente y en un contenedor

protegidos de luz, mientras que los tubos inclinados fueron incubados por 7 días a

25°C+/-1°C y luego llevados a un refrigerador Indurama VFV-520 a 2°C.

Gráfico 22 Conservación de taxas en tubos con medio sólido Czapek.


2.4 Evaluación y determinación de la actividad secuestrante de Cromo y

Cadmio

2.4.1 Preparación del Inóculo

2.4.1.1 Conteo aproximado de esporas de las taxas seleccionadas

El número de esporas por volumen, contenidas en una determinada suspensión fue

determinado mediante un hematocímetro o cámara de Neubauer, descrito por Cañedo

y Ames, 2004 en el Manual de Laboratorio para el Manejo de Hongos

Entomopatógenos.

Materiales y reactivos:


Tubos de ensayo con tapa rosca

Micropipetas regulable de 10 µL

Caja de puntas estériles

Mechero Bunsen

Tween 80

Agua destilada estéril

67

Gradillas de plástico

autoclavables

Guantes de látex


Jeringas de 1mL

Parafilm

Cámara de Neubauer

Procedimiento

Para la suspensión de esporas se preparó una solución de tween 80 al 1% (0,1

mL tween 9,9 mL agua destilada estéril), se distribuyó en 8 tubos de ensayo en

donde se inocularon esporas de las 8 taxas seleccionadas, sucesivamente cada

tubo fue agitado por 5 minutos en un vórtex mixer Germany Industrial Corp.

VM-300.

Previo al conteo de esporas se limpió la cámara de Neubauer y con ayuda de una

micropipeta se llenó la cámara con 30 µL de la suspensión de esporas

procedente del tubo y se colocó el cubreobjeto.

Una vez colocada la cámara de Neubauer en el microscopio Micros Austria

MCX 100 LCD, Gráficos 23 y 24, se enfocó con el objetivo 10X, esto con el fin

de que el campo cubra el cuadrado con un área de 1 mm2, generalmente se

trabaja con el cuadro central. El área del cuadro central al ser de 1 mm2 se

encontró subdividida en 25 cuadrados, cada uno de estos cuadrados con un

diámetro de 0,2 mm de lado, por lo que el área de cada uno fue de 0,04 mm2

(Gráfico 25).

Ya ubicada la cuadrícula de 25 cuadros de 0,04 mm2, se hizo un cambio de lente

al objetivo 40X y se contó las esporas presentes en los cuadrados elegidos;

generalmente se cuentan en los cuadrados de los cuatro ángulos y el centro

(Gráfico 25), también se contaron las esporas que están ubicadas tocando la

primera de las tres líneas que se encuentran circundando el cuadrado. En total se

contaron 10 cuadrados, cinco en cada cámara de la placa de Neubauer (Gráficos

25 y 26).

68

Finalmente se determinó el número de esporas por mL y el número total de

esporas utilizando la siguiente fórmula:

Esporas / mL = # de esporas contadas x 25,000 x factor de dilución.

Esporas total = esporas / mL x Vol. de la suspensión original de esporas.

Gráfico 23 Conteo de esporas en Cámara Neubauer.


Gráfico 24 Ubicación de los cuadrantes para conteo de las esporas.


69

Gráfico 25 Esquema para el conteo de esporas en Cámara Neubauer.

Fuente: Aquiahuatl y Pérez, 2004.

Gráfico 26 Conteo de esporas en cuadros de 0.004 mm2 a 40X.


Diagrama 6 Esquema de procedimiento: Preparación del inóculo, conteo de esporas.


70

2.4.2 Inoculación de los Mohos Seleccionados en el Medio Experimental

2.4.2.1 Preparación del medio de cultivo líquido Sabouraud Dextrose Broth

(SDB) adicionado Cr y Cd

Materiales y Reactivos


Frascos Boeco

Balones aforados 500 mL

Micropipeta regulable de 1mL

con puntas estériles

Mechero Bunsen


Guantes de látex


Parafilm

Matraces Erlenmeyer 100 mL

Agua destilada

Soluciones preparadas de 1000

ppm de Cr y Cd.

Medios de cultivo

Sabouraud Dextrose Broth

(SDB)

Procedimiento

El medio de cultivo experimental SDB adicionado 100 ppm de Cd y Cr fue

preparado utilizando la ecuación general del estado C1*V1 = C2*V2, la misma

que permitió saber que para obtener 500 mL de medio de cultivo SDA con una

concentración de 100 ppm de Cr o Cd se necesitó tomar 50 mL de una solución

preparada de 1000 ppm.

Según las especificaciones de la etiqueta se deben disolver 65 g de medio de

cultivo SDB en 1 L de agua destilada, en este caso el requerimiento para preparar

500 mL de medio de cultivo líquido fue de 32,5 g.

De esta manera se pesaron por separado 32,5 g de medio SDB en una balanza

Boeco Germany BLC-500 dentro de 2 frascos Boeco, a los que se les adicionó

450 mL de agua destilada, se los disolvió en planchas calefactoras con agitación

magnética Velp Scientifica F20510100 y se los esterilizó en el autoclave

Tuttnauer 3870M por 20 minutos a 121 oC.

71

Adicionalmente de las soluciones de 1000 ppm tanto de Cr como de Cd se tomó

50 mL y se los colocó en balones de aforo previamente esterilizados con alcohol

y cloro al 70% y 3% respectivamente.

Los 50 mL de solución de 1000 ppm contenidos en los 2 balones fueron aforados

con 450 mL de medio de cultivo SDB previamente esterilizado y enfriado,

obteniendo 2 soluciones experimentales de 500 mL con 100 ppm tanto para Cr

como para Cd.

Diagrama 7 Esquema de procedimiento: Preparación de medios de cultivo

experimental adicionados 100 ppm de Cr y 100 ppm de Cd indistintamente.


2.4.2.2 Inoculación de esporas en medio SDB

Procedimiento

Bajo condiciones asépticas y con la ayuda de una micropipeta se tomó 1mL de

cada inóculo y se colocó en dos matraces con medio de cultivo SDB obteniendo

19 matraces, los mismos que fueron rotulados, sellados, empacados en papel

aluminio e incubados con agitación constante en dos incubadoras-shaker:

72

Tecnal-420 para Cr y New Brunswick Scientific Excella E-24 para Cd a 26,5 oC;

110 rpm durante 7 días.

Ya obtenida la biomasa a los 7 días, se filtró el medio de cultivo líquido SDB, se

le adicionó con un pipeta volumétrica 50 mL del medio de cultivo experimental

con 100 ppm Cr y el mismo procedimiento se realizó con el medio de 100 ppm

Cd, se tomó una alícuota de 1mL (día cero) y se procedió con la fase de

determinación de la capacidad secuestrante de las taxas asiladas.

Los matraces sobrantes con 100 ppm de Cr y Cd respectivamente fueron

destinados a ser los controles para descartar cualquier tipo de contaminación

ocasionada por otros microorganismos.

Diagrama 8 Esquema de procedimiento: Inoculación de esporas en medio líquido

experimental SDB con 100 ppm de Cr o 100 ppm de Cd.


73

Tabla 25 Equipos utilizados para la incubación de las taxas con el medio experimental

que contiene Cd y Cr.

Shaker-Incubador empleado para la el

tratamiento de las taxas con Cd

Shaker-Incubador empleado para la el

tratamiento de las taxas con Cr


2.4.3 Evaluación y determinación de la actividad secuestrante de Cromo y

Cadmio

Una vez en puesta en contacto la biomasa de las taxas de mohos seleccionadas con

los medios de cultivo experimentales SDB + 100 ppm Cr y SDB + 100 ppm Cd, se

determinó por espectrofotometría de absorción atómica y mediante el empleo de un

método indirecto la concentración de los metales en el medio líquido desde el día

cero al día 7.



Micropipeta regulada de 1 mL

Caja de puntas estériles para

micropipeta


Pipeta volumétrica de 10 mL

Pipeta volumétrica de 25 mL

Sabouraud Dextrose Broth (Dipco)

Ácido Nítrico concentrado

Peróxido de Hidrógeno 80%

74

Procedimiento

El procedimiento a continuación detallado se realizó una vez al día por un periodo

continuo de 7 días:

De cada matraz se tomó 1 mL del medio de cultivo y se llevó a un balón de

aforo de 25 mL (Gráfico 27).

En el balón de aforo se agregaron 10 mL de ácido nítrico y 2 mL de peróxido de

hidrógeno para digerir y mineralizar los compuestos de la alícuota tomada, se

dejó reposar por 30 minutos bajo la campana extractora de gases ESCO Frontier

Junior y finalmente se aforaron con agua destilada.

La determinación de los metales Cr y Cd fue realizada mediante

espectrofotometría de absorción atómica siguiendo el mismo procedimiento del

apartado (2.2.3.2), con la diferencia que la curva de calibración fue obtenida con

estándares a concentraciones de 0-1-2-3-4 y 5 ppm tanto para Cr como para Cd

(Gráfico 28). Mientras que los parámetros se modificaron para cada metal con

los datos:

o Cromo: o Cadmio:

-Longitud de onda: 357,9 nm

-Ancho de la rendija: 0,5 nm

-Llama: Óxido Nitroso

-Longitud de onda: 228,8 nm

-Ancho de la rendija: 0,5 nm

-Llama: Acetileno

Se procedió a dar lectura a las muestras; el número total de muestras leídas por

día fue de 18. Los datos obtenidos se tabularon para su posterior análisis.

Gráfico 27 Toma de alícuota de los

medios con Cd y Cr en tratamiento con

los mohos.


Gráfico 28 Ingreso de método para

lectura de las muestras en el equipo de

absorción atómica.


75

CAPÍTULO III

RESULTADOS

3.1 Muestreo

3.1.1 Parámetros ambientales in situ

Se obtuvieron los siguientes datos ambientales para el río Cutuchi que se indican en

la Tabla 26 y para el río Machángara la Tabla 27.

Tabla 26 Parámetros ambientales in situ; puntos de muestreo río Cutuchi.

Lugar Altitud

(msnm)

Presión

atmosférica(mm

Hg)

Temperatura

ambiente (ºC)

Temperatura

suelo (ºC)

Temperatura

agua (ºC)

pH agua

PUNTO 1 (C1)

Callo Mancheno 3010 546 16,1 11,4 15,0 7,24

PUNTO 2 (C2)

Puente Ciénega 2970 546 16,1 14,4 15,0 7,02

PUNTO 3 (C3)

Puente Norte

2749 559 16,1 16,7 16,1 7,02

PUNTO 4 (C4)

Puente Centro

2766 558 21,1 16,9 15,5 7,75

PUNTO 5 (C5)

Punto Sur

2776 558 16,7 15,5 15,5 7,03


Tabla 27 Parámetros Ambientales in situ; puntos de muestreo río Machángara.

Lugar Altitud

(msnm)

Presión

atmosférica(mm

Hg)

Temperatura

ambiente (ºC)

Temperatura

suelo (ºC)

Temperatura

agua (ºC)

pH agua

PUNTO 1 (M1)

Guápulo 2601 570 28,9 19,4 18,3 8,30

PUNTO 2 (M2)

Orquídeas 2654 565 15,5 17,8 16,7 7,48

PUNTO 3 (M3)

El Sena

2671 558 24,4 17,8 20,5 7,04

PUNTO 4 (M4)

El Recreo

2810 555 15,0 21,7 16,7 6,97

PUNTO 5 (M5)

Las Cuadras

2893 550 14,4 16,7 16,7 7,08


76

3.2 Análisis físico químico de muestras de sedimentos

3.2.1 Potencial hidrógeno (pH) y conductividad

Los valores obtenidos de la determinación de pH y conductividad se aprecian en el

Anexo 2: (En la Tabla 46 las muestras de sedimentos del río Cutuchi y en la Tabla 47

para las muestras de sedimentos del río Machángara).

A continuación en las Tablas 28 y 29 se presenta un resumen de los valores promedio

obtenidos para estos parámetros y con los cuales se obtuvieron los gráficos 29 y 30

correspondientes a las variaciones de pH y conductividad en las muestras de

sedimentos según los puntos indicados en estos cauces hídricos.


muestras sedimentos río Cutuchi.

Lugar Valor pH

Valor

conductividad

(µS/cm) Punto 1 (C1) Cayo

Mancheno 7,86 154,0 Punto 2 (C2) Puente

Navisco 8,38 200,9

Punto 3 (C3) Puente Norte 8,23 366,7 Punto 4 (C4) Puente

Centro 8,05 508,3

Punto 5 (C5) Punto Sur 8,04 496,2



muestras sedimentos río Machángara.

Lugar Valor pH

Valor

conductividad

(µS/cm)

Punto 1 (M1) Guápulo 7,628 145,9

Punto 2 (M2) Orquídeas 7,742 264,0

Punto 3 (M3) El Sena 7,700 152,3

Punto 4 (M4) El Recreo 7,913 331,1 Punto 5 (M5) Parque las

Cuadras 7,489 273,7


77

En las tablas 28 y 29, se señalan los valores más altos de pH y conductividad

obtenidos de los dos lugares; en el caso del pH, para el río Cutuchi, el punto 2

(Puente Navisco) muestra un pH ligeramente más básico que los demás puntos; de

igual manera el punto 4 (El Recreo), tiene un pH ligeramente más básico que el resto

de puntos muestreados del Machángara. Con respecto a la conductividad el valor más

alto corresponde al punto 4 (Puente Centro) del río Cutuchi, y el punto 4 (El Recreo)

para el río Machángara.

Gráfico 29 Variaciones en pH y conductividad en función del lugar de muestreo río

Cutuchi.


7,86

8,38

8,23

8,05 8,04

7,6

7,7

7,8

7,9

8,0

8,1

8,2

8,3

8,4

8,5

Punto 1 (Cayo

Mancheno)

Punto 2 (Puente

Navisco)

Punto 3 (Puente

Norte)

Punto 4 (Puente

Centro)

Punto 5 (Punto

Sur)

Va

lore

s p

H

Variación del pH en función del lugar de muestreo

pH

154,0

200,9

366,7

508,3

496,2

0,0

100,0

200,0

300,0

400,0

500,0

600,0

Punto 1 (Cayo

Mancheno)

Punto 2 (Puente

Navisco)

Punto 3 (Puente

Norte)

Punto 4 (Puente

Centro)

Punto 5 (Punto

Sur)

Va

lores

Co

nd

ucti

vid

ad

(µ

s/cm

)

Variación de la Conductividad en función del lugar de muestreo

Cond (µS/cm)

78

Gráfico 30 Valores promedio de pH y conductividad en función del lugar de muestreo

río Machángara.


3.2.2 Humedad

Los valores obtenidos en la determinación de la humedad mediante el método del

detector halógeno se indican compilados en el Anexo 3: (Tabla 48).

En las Tablas 30 y 31 se muestra un resumen con los valores promedio obtenidos de

estas determinaciones y con los cuales se han elaborado las respectivas gráficas de

variación del contenido de humedad de las muestras en función del lugar de muestreo

para ambos ríos (Gráficos 31 y 32).

7,63

7,74 7,70

7,91

7,49

7,2

7,3

7,4

7,5

7,6

7,7

7,8

7,9

8,0

Punto 1 (M1)

Guápulo

Punto 2 (M2)

Orquídeas

Punto 3 (M3) El Sena Punto 4 (M4) El

Recreo

Punto 5 (M5) Parque

las Cuadras

Va

lore

s p

H

Variación del pH en función del lugar de muestreo

pH

145,9

264,0

152,3

331,1

273,7

0,0

50,0

100,0

150,0

200,0

250,0

300,0

350,0

Punto 1 (M1)

Guápulo

Punto 2 (M2)

Orquídeas

Punto 3 (M3) El

Sena

Punto 4 (M4) El

Recreo

Punto 5 (M5) Parque

las Cuadras

Va

lores

Co

nd

ucti

vid

ad

(µ

s/cm

)

Variación de la Conductividad en función del lugar de muestreo

Cond (µs/cm)

79

Tabla 30 Contenido de humedad en las muestras procedentes del río Cutuchi.

Lugar

Contenido de

Humedad

(%)

Punto 1 (C1) Cayo Mancheno 28,94

Punto 2 (C2) Puente Navisco 21,26

Punto 3 (C3) Puente Norte 31,55

Punto 4 (C4) Puente Centro 37,34

Punto 5 (C5) Punto Sur 25,05


Gráfico 31Variación del contenido de humedad de las muestras procedentes del río

Cutuchi.


Tabla 31 Contenido de humedad en las muestras procedentes del río Machángara.

Lugar

Contenido de

Humedad

(%)

Punto 1 (M1) Guápulo 20,90

Punto 2 (M2) Orquídeas 30,11

Punto 3 (M3) El Sena 11,06

Punto 4 (M4) El Recreo 29,07 Punto 5 (M5) Parque las

Cuadras 16,39


28,94

21,26

31,55

37,34

25,05

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

30,0

35,0

40,0

Punto 1 (C1)

Cayo Mancheno

Punto 2 (C2)

Puente Navisco

Punto 3 (C3)

Puente Norte

Punto 4 (C4)

Puente Centro

Punto 5 (C5)

Punto Sur

Po

rcen

taje

de c

on

ten

ido

de

Hu

med

ad

(%

)

Porcentajes del Contenido de Humedad en las muestras del río

Cutuchi

% de Contenido de

Humedad

80

Gráfico 32 Variación del contenido de humedad de las muestras procedentes del río

Machángara.


3.2.3 Determinación de la concentración de cromo y cadmio en las muestras

de sedimentos mediante espectrofotometría de absorción atómica

3.2.3.1 Digestión de las muestras de sedimentos

Gráfico 33 Desarrollo del método de limpieza en el microondas digestor.


En el Gráfico 33, se muestra el proceso de limpieza previo a la digestión; la línea

negra representa el método teórico establecido y la línea roja el progreso del método.

20,90

30,11

11,06

29,07

16,39

0,0

5,0

10,0

15,0

20,0

25,0

30,0

35,0

Punto 1 (M1)

Guápulo

Punto 2 (M2)

Orquídeas

Punto 3 (M3) El

Sena

Punto 4 (M4) El

Recreo

Punto 5 (M5)

Parque las

Cuadras

Po

rcen

taje

de

con

ten

ido

de

Hu

med

ad

(%

)

Porcentajes del Contenido de Humedad en las muestras del río

Machángara

% de Contenido de

Humedad

81

Tabla 32 Pesos de muestra de suelos y sedimentos en teflones de digestión.

# Muestra Río Cutuchi

Río

Machángara

Peso (g) Peso (g)

M1 4,01 4,00

4,01 4,01

M2 4,00 4,00

4,02 4,00

M3 4,07 4,00

4,00 4,00

M4 4,02 4,01

4,02 4,00

M5 4,02 4,01

4,02 4,01


Gráfico 34 Desarrollo del método de digestión Soil EPA 3051 del digestor microondas.


En el Gráfico 34, se muestra el proceso de digestión de las muestras de suelo según

el método EPA 3051; la línea negra representa el método teórico establecido y la

línea roja el progreso real del método.

82


de sedimentos digeridas.

En el Gráfico 35, se muestran las curvas de calibración para Cr y Cd mostradas en el

equipo de absorción atómica al medir las absorbancia de una serie ascendente de

concentraciones de estándares para ambos metales.

Gráfico 35 Curvas de calibración de Cr y Cd para el análisis de muestras de suelo y

sedimentos.

Parámetros de Calibración (Cr)

Estándar No. Concentración

(ppm)

Absorbancia

0 0 0,000

1 5 0,030

2 10 0,056

3 25 0,134

4 50 0,253

5 75 0,365

Parámetros de Calibración (Cd)

Estándar No. Concentración

(ppm)

Absorbancia

0 0 0,000

1 5 0,005

2 10 0,010

3 25 0,022

4 50 0,043

5 75 0,063


Del Gráfico 35 se puede obtener el valor de correlación R=0,9993 para Cromo y

R=0,9996 para Cadmio, de las rectas obtenidas con las lecturas de los estándares en

el equipo de absorción atómica. Estos resultados fueron cercanos a 1, lo que obtuvo

un buen ajuste y una posterior lectura fiable de las muestras.

R² = 0,9988

0,000

0,050

0,100

0,150

0,200

0,250

0,300

0,350

0,400

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80

Ab

sorb

an

cia

Concentración (ppm)

Curva de calibración para lectura de Cr en

las muestras de suelo y sedimentos de los

ríos Cutuchi y Machángara

R² = 0,9994

0,000

0,010

0,020

0,030

0,040

0,050

0,060

0,070

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80

Ab

sorb

an

cia

Concentración (ppm)

Curva de calibración para lectura de Cd en

las muestras de suelo y sedimentos de los

ríos Cutuchi y Machángara

83

Los valores obtenidos de la determinación de Cromo y Cadmio por absorción

atómica de las muestras de sedimentos (aforo 50 mL), se muestran en el Anexo 4:

(Tabla 49).

En las Tablas 33 y 34 se muestran los valores promedio obtenidos en estas

determinaciones, con los cuales se graficó la variación de la concentración de estos

metales en función de los lugares muestreados (Gráficos 36 y 37 para el río Cutuchi;

y los Gráficos 38 y 39 para el río Machángara).

Tabla 33 Lectura de Cromo y Cadmio por absorción atómica en las muestras de lodos y

sedimentos procedentes del río Cutuchi.

Lugar Cromo

(ppm)

Cromo

(mg/kg)

muestra

Cadmio

(ppm)

Cadmio

(mg/kg)

muestra

Punto 1 (C1)

Cayo

Mancheno

1,17 14,58 2,58 32,29

Punto 2 (C2)

Puente Navisco 3,67 45,83 2,02 25,21

Punto 3 (C3)

Puente Norte 1,83 22,92 2,47 30,83

Punto 4 (C4)

Puente Centro 1,67 20,83 2,43 30,42

Punto 5 (C5)

Punto Sur 1,00 12,50 2,37 29,58


Gráfico 36 Gráfico de la concentración de Cromo en las muestras procedentes del río

Cutuchi.


14,58

45,83

22,92 20,83

12,50

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

40,00

45,00

50,00

1 2 3 4 5

Co

nce

ntr

aci

ón

(m

g/k

g)

Puntos de muestreo

Concentraciones de Cromo (mg/kg) en función del lugar

muestreado - Río Cutuchi

Cr

84

Gráfico 37 Gráfico de la concentración de Cadmio en las muestras procedentes del río

Cutuchi.


Tabla 34 Lectura de Cromo y Cadmio por absorción atómica en las muestras de lodos y

sedimentos procedentes del río Machángara.

Lugar Concentración

Cromo (ppm)

Cromo

(mg/kg)

muestra

Concentración

Cadmio (ppm)

Cadmio

(mg/kg)

muestra

Punto 1 (M1)

Guápulo 1,27 15,83 0,28 3,54

Punto 2 (M2)

Orquídeas 1,25 15,63 0,32 3,96

Punto 3 (M3)

El Sena 1,57 19,58 0,23 2,92

Punto 4 (M4)

El Recreo 0,93 11,67 0,22 2,71

Punto 5 (M5)

Parque las

Cuadras

1,40 17,50 0,20 2,50


32,29

25,21

30,83 30,42 29,58

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

1 2 3 4 5

Co

nce

ntr

aci

ón

(m

g/k

g)

Puntos de muestreo

Concentraciones de Cadmio (mg/kg) en función del lugar

muestreado - Río Cutuchi

Cd

85

Gráfico 38 Gráfico de la concentración de Cromo en las muestras procedentes del río

Machángara.


Gráfico 39 Gráfico de la concentración de Cadmio en las muestras procedentes del río

Machángara.


15,83 15,63

19,58

11,67

17,50

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

1 2 3 4 5

Co

nce

ntr

aci

ón

(m

g/k

g)

Puntos de muestreo

Concentraciones de Cromo (mg/kg) en función del lugar

muestreado - Río Machángara

Cr

3,54

3,96

2,92 2,71

2,50

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

4,50

1 2 3 4 5

Co

nce

ntr

aci

ón

(m

g/k

g)

Puntos de muestreo

Concentraciones de Cadmio (mg/kg) en función del lugar

muestreado - Río Machángara

Cd

86

3.3 Aislamiento, selección e identificación de taxas de mohos

3.3.1 Aislamiento y conservación de taxas de mohos

Las taxas de mohos aisladas, sus características morfológicas así como el

crecimiento que tuvieron en los medios de cultivo SDA y Czapek se describen en el

Anexo 5: (Tabla 50, las taxas aisladas del río Machángara; y en la Tabla 51, las

procedentes del río Cutuchi).

En total se aislaron 32 taxas de los puntos muestreados en el río Cutuchi mientras

que del río Machángara se aislaron 31 taxas de mohos, dando un total de 63 taxas

resumidas a continuación en la Tabla 37.

Tabla 35 Taxas de mohos aisladas de las muestras de sedimentos de los ríos Cutuchi y

Machángara.

TAXAS AISLADAS

RÍO CUTUCHI RÍO MACHÁNGARA

No. Código Taxa No. Código Taxa No. Código Taxa No. Código Taxa

1 A1-1C-h2 21 B2-4C-h3 33 A1-1M-h1 53 B2-4M-h4

2 A1-2C-h1 22 B2-4C-h4 34 A1-1M-h2 54 B2-4M-h5

3 A1-3C-h2 23 B2-5C-h2 35 A1-1M-h3 55 B2-5M-h5

4 A1-3C-h3 24 C1-1C-h1 36 A1-3M-h2 56 C1-1M-h1

5 A1-5C-h3 25 C1-1C-h2 37 A1-3M-h3 57 C1-3M-h3.1

6 A2-3C-h1 26 C1-3C-h1 38 A1-4M-h2 58 C1-3M-h3.2

7 A2-3C-h1.2 27 C1-3C-h3 39 A1-4M-h5 59 C1-4M-h1

8 A2-5C-h3 28 C1-3C-h4 40 A1-4M-h6 60 C1-5M-h3

9 B1-1C-h3 29 C2-3C-h1 41 A1-5M-h3 61 C2-2M-h1

10 B1-1C-h4 30 C2-3C-h3 42 A2-1M-h2 62 C2-3M-h4

11 B1-2C-h1 31 C2-4C-h1 43 A2-1M-h4 63 C2-4M-h2

12 B1-4C-h2 32 C2-5C-h2 44 A2-2M-h1

13 B1-4C-h3 45 A2-4M-h1

14 B1-5C-h2.1 46 A2-4M-h2

15 B2-1C-h1 47 A2-4M-h4

16 B2-1C-h3 48 A2-5M-h4

17 B2-3C-h1 49 B1-3M-h5.1

18 B2-3C-h3 50 B2-1M-h3

19 B2-3C-h4 51 B2-1M-h4

20 B2-4C-h1 52 B2-4M-h1


3.3.2 Selección de taxas de mohos

Se seleccionaron las taxas que presentaron mayor y mejor crecimiento en el medio de

cultivo SDA+Cr y SDA+Cd, tomando en cuenta los criterios de selección

establecidos en la parte experimental, se procedió con las mediciones obtenidas en

87

los días de incubación establecidos, Anexo 6: (En la Tabla 52, las taxas del río

Machángara; y en la Tabla 53, las correspondientes al río Cutuchi).

Posteriormente con los resultados mencionados, se construyeron diagramas de barras

para establecer las diferencias más significativas en cuanto al crecimiento, nótense

señaladas las taxas seleccionadas, (Diagramas 9 y 10 para las taxas del río Cutuchi y

los Diagramas 11 y 12 para las taxas del río Machángara).

Diagrama 9 Evaluación del crecimiento de las taxas de mohos del río Cutuchi en medio

SDA modificado con 45 ppm de Cromo.



medio SDA modificado con 45 ppm de Cadmio.


,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

A1-1

C-h

2

A1-2

C-h

1

A1-3

C-h

2

A1-3

C-h

3

A1-5

C-h

3

A2-3

C-h

1.1

A2-3

C-h

1.2

A2-5

C-h

3

B1

-1C

-h3

B1

-1C

-h4

B1

-2C

-h1

B1

-4C

-h2

B1

-4C

-h3

B1

-5C

-h2.1

B2

-1C

-h1

B2

-1C

-h3

B2

-3C

-h1

B2

-3C

-h3

B2

-3C

-h4

B2

-4C

-h1

B2

-4C

-h3

B2

-4C

-h4

B2

-5C

-h2

C1-1

C-h

1

C1-1

C-h

2

C1-3

C-h

1

C1-3

C-h

3

C1-3

C-h

4

C2-3

C-h

1

C2-3

C-h

3

C2-4

C-h

1

C2-5

C-h

2

Diámetro de

crecimiento (mm)

TAXAS (Código)

3 días En SDA + 45ppm de Cr

7 días En SDA + 45ppm de Cr

,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

A1-1

C-h

2

A1-2

C-h

1

A1-3

C-h

2

A1-3

C-h

3

A1-5

C-h

3

A2-3

C-h

1.1

A2-3

C-h

1.2

A2-5

C-h

3

B1

-1C

-h3

B1

-1C

-h4

B1

-2C

-h1

B1

-4C

-h2

B1

-4C

-h3

B1

-5C

-h2.1

B2

-1C

-h1

B2

-1C

-h3

B2

-3C

-h1

B2

-3C

-h3

B2

-3C

-h4

B2

-4C

-h1

B2

-4C

-h3

B2

-4C

-h4

B2

-5C

-h2

C1-1

C-h

1

C1-1

C-h

2

C1-3

C-h

1

C1-3

C-h

3

C1-3

C-h

4

C2-3

C-h

1

C2-3

C-h

3

C2-4

C-h

1

C2-5

C-h

2

TAXAS (Código)

3 días En SDA + 45ppm de Cd


Diámetro de

crecimiento (mm)

0

0

88

Diagrama 11 Evaluación del crecimiento de las taxas de mohos del río Machángara en

medio SDA modificado con 45 ppm de Cromo.


El diámetro de crecimiento de las taxas inoculadas a 45ppm sobrepasaron los 80 mm,

mostrando una resistencia al metal.

Diagrama 12 Evaluación del crecimiento de las taxas de mohos del río Machángara en

medio SDA modificado con 45 ppm de Cadmio.


0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

A1-1

M-h

1

A1-1

M-h

2

A1-1

M-h

3

A1-3

M-h

2

A1-3

M-h

3

A1-4

M-h

2

A1-4

M-h

5

A1-4

M-h

6

A1-5

M-h

3

A2-1

M-h

2

A2-1

M-h

4

A2-2

M-h

1

A2-4

M-h

1

A2-4

M-h

2

A2-4

M-h

4

A2-5

M-h

4

B1

-3M

-h5.1

B2

-1M

-h3

B2

-1M

-h4

B2

-4M

-h1

B2

-4M

-h4

B2

-4M

-h5

B2

-5M

-h5

C1-1

M-h

1

C1-3

M-h

3.1

C1-3

M-h

3.2

C1-4

M-h

1

C1-5

M-h

3

C2-2

M-h

1

C2-3

M-h

4

C2-4

M-h

2

Diámetro de

crecimiento (mm)

TAXAS (Código)

3 días en SDA + 45ppm de Cr

7 días en SDA + 45ppm de Cr

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

A1-1

M-h

1

A1-1

M-h

2

A1-1

M-h

3

A1-3

M-h

2

A1-3

M-h

3

A1-4

M-h

2

A1-4

M-h

5

A1-4

M-h

6

A1-5

M-h

3

A2-1

M-h

2

A2-1

M-h

4

A2-2

M-h

1

A2-4

M-h

1

A2-4

M-h

2

A2-4

M-h

4

A2-5

M-h

4

B1

-3M

-h5.1

B2

-1M

-h3

B2

-1M

-h4

B2

-4M

-h1

B2

-4M

-h4

B2

-4M

-h5

B2

-5M

-h5

C1-1

M-h

1

C1-3

M-h

3.1

C1-3

M-h

3.2

C1-4

M-h

1

C1-5

M-h

3

C2-2

M-h

1

C2-3

M-h

4

C2-4

M-h

2

Diámetro de

crecimiento (mm)

TAXAS (Código)



89

En los Diagramas 9, 10, 11 y 12, se pone en evidencia las taxas, que se seleccionaron

en base a la corroboración de resistencia a 45 ppm (metales), mediante la

confirmación de un crecimiento progresivo del halo, considerando el tiempo de

incubación a los 3 y 7 días.

Estudios realizados por Cárdenas et al. en 2010, evidencian que la concentración

utilizada para el metal cadmio (200 ppm) generó sensibilidad sobre los mohos

inoculados en medio sólido, en nuestro caso a pesar de trabajar con la cuarta parte de

la concentración (45 ppm) se presentó inhibición del crecimiento de la mayor parte

de taxas inoculadas en medio sólido cuyo diámetros no sobrepasaron los 7 mm,

además se observó cambios en su morfología y color atribuidas a la sensibilidad

ocasionada por el metal (Gráfico 40).

Gráfico 40 Crecimiento de mohos en medios modificados con 45 ppm de Cd y Cr.

Crecimiento en Cromo Crecimiento en Cadmio

Taxa S

ensi

ble

Taxa R

esis

ten

te


90

Posteriormente como ensayo previo de adaptabilidad de las taxas seleccionadas a 100

ppm de concentración de Cr y Cd se evaluó su crecimiento en medio sólido con esta

concentración de Cr y Cd a los 3 y 7 días de incubación, a continuación en el Anexo

6: (En las Tablas 54 y 55),se muestran las mediciones del crecimiento. Utilizando

estos valores se representan gráficamente en los Diagramas 13 y 14 el crecimiento

que evidenciaron las taxas a esta concentración.


procedentes del río Cutuchi en medio SDA modificado con 100 ppm de Cromo y

Cadmio.



procedentes del río Machángara en medio SDA modificado con 100 ppm de Cromo y

Cadmio.


00

10

20

30

40

50

60

70

80

90

B2-4C-h4 A1-2C-h1 A2-5C-h3 B1-2C-h1

Crecimiento

(mm)

TAXAS

3 días En SDA + 100ppm de Cd7 días En SDA + 100ppm de Cd3 días En SDA + 100ppm de Cr7 días En SDA + 100ppm de Cr

00

10

20

30

40

50

60

70

80

90

A2-1M-h4 A2-2M-h1 A1-4M-h5 A2-4M-h1

Crecimiento

(mm)

TAXAS

3 días En SDA + 100ppm de Cd7 días En SDA + 100ppm de Cd3 días En SDA + 100ppm de Cr7 días En SDA + 100ppm de Cr

91

Según señalan Hemambika, Johncy, y Rajesh en el Diario de Ecología y Ambiente

Natural en 2011, en la técnica de difusión en placa, se pueden evidenciar que los

aislamientos resistentes a metales pesados no muestran inhibición del crecimiento

para altas concentraciones, mientras que los aislamientos sensibles muestran

inhibición de crecimiento a más altas concentraciones de metales pesados.

Corroborando estos datos encontramos que las taxas seleccionadas a 45 ppm de

concentración; tanto de Cromo como de Cadmio, crecen también sin problemas al

aumentar la concentraciones a 100 ppm, no mostranto inhibición significativa del

cremiento por lo que se las seleccionó como taxas resistentes.

3.3.3 Identificación de Taxas de Mohos

El resumen de la identificación se aprecia en el Anexo 7: (Tabla 56, para las taxas del

río Machángara y Tabla 57, para las taxas del río Cutuchi).

A continuación en las Tablas 38 y 39 se resumen los principales géneros encontrados

para las taxas de ambos ríos.

92

Tabla 36 Géneros identificados de las taxas aisladas procedentes de muestras del río

Cutuchi.

No. Código Taxa

1 A1-1C-h2 Absidia sp.

2 A1-2C-h1 Rhizopus sp.

3 A1-3C-h2 Penicillium sp.

4 A1-3C-h3 Beauveria sp.

5 A1-5C-h3 Geotrichum sp.

6 A2-3C-h1 Aspergillus sp.

7 A2-3C-h1.2 Aspergillus sp.

8 A2-5C-h3 Mucor sp.

9 B1-1C-h3 Penicillium sp.

10 B1-1C-h4 Stachybotrys sp.

11 B1-2C-h1 Mucor sp.

12 B1-4C-h2 Aspergillus sp.

13 B1-4C-h3 Geotrichum sp.

14 B1-5C-h2.1 Myrothecium sp.

15 B2-1C-h1 Humicola sp.


17 B2-3C-h1 Trichoderma sp.



20 B2-4C-h1 Botrytis sp.


22 B2-4C-h4 Trichoderma sp.

23 B2-5C-h2 Geotrichum sp.

24 C1-1C-h1 Fusarium sp.

25 C1-1C-h2 Humicola sp.

26 C1-3C-h1 G1sp. (Sin Identificar)

27 C1-3C-h3 Penicillium sp.

28 C1-3C-h4 Aspergillus sp.

29 C2-3C-h1 Penicillium sp.

30 C2-3C-h3 Acremonium sp.




93

Tabla 37 Géneros identificados de las taxas aisladas de muestras del río Machángara.

No. Código Taxa

1 A1-1M-h1 Humicola sp.

2 A1-1M-h2 Rhizopus sp.

3 A1-1M-h3 Mucor sp.

4 A1-3M-h2 Fusarium sp.

5 A1-3M-h3 Penicillium sp.

6 A1-4M-h2 Aspergillus sp.









15 A2-4M-h4 Alternaria sp.

16 A2-5M-h4 Paecilomyces sp.

17 B1-3M-h5.1 Cladosporium sp.

18 B2-1M-h3 Rhizopus sp.

19 B2-1M-h4 Beauveria sp.

20 B2-4M-h1 Penicillium sp.

21 B2-4M-h4 Humicola sp.

22 B2-4M-h5 Trichoderma sp.

23 B2-5M-h5 Penicillium sp.

24 C1-1M-h1 Beauveria sp.

25 C1-3M-h3.1 G2sp. (Sin Identificar)

26 C1-3M-h3.2 Gliocladium sp.

27 C1-4M-h1 Humicola sp.

28 C1-5M-h3 Cladosporium sp.

29 C2-2M-h1 Penicillium sp.

30 C2-3M-h4 Cladosporium sp.

31 C2-4M-h2 Penicillium sp.


La identificación de las taxas de mohos aisladas realizada a nivel de género se basó

en la observación de las características macroscópicas y microscópicas particulares

de cada taxa, con la ayuda de manuales, libros y artículos publicados con claves

taxonómicas, concordando con Ordoñez et al.en 2000.

94

3.4 Evaluación y determinación de la actividad secuestrante de cromo y

cadmio

3.4.1 Preparación del inóculo

3.4.1.1 Conteo aproximado de esporas de las taxas seleccionadas

En la Tabla 58, (véase Anexo 8), se presentan los valores del conteo realizado en las

cámaras de Neubauer, posteriormente aplicando la fórmula previamente descrita en

el marco metodológico, se compila seguidamente en la Tabla 40, la cual presenta

valores aproximados de esporas por mililitro y esporas totales de las taxas

seleccionadas.

Tabla 38 Número de esporas aproximado por mililitro y número de esporas totales

determinadas por conteo en Cámaras de Neubauer.

Código Nº esporas/ml Equivalencia Nº esporas

Total/10ml Equivalencia

A2-5C-h3 625000 6,25x105 6250000 6,25x10

6

B1-2C-h1 712500 7,12x105 7125000 7,12x10

6

A1-2C-h1 775000 7,75x105 7750000 7,75x10

6

B2-4C-h4 3312500 3,31x106 33125000 3,31x10

7

A2-2M-h1 862500 8,62x105 8625000 8,62x10

6

A2-1M-h4 3112500 3,12x106 31125000 3,12x10

7

A1-4M-h5 1950000 1,95x106 19500 000 1,95x10

7

A2-4M-h1 787500 7,87x105 7875000 7,87x10

6


3.4.2 Método indirecto para la evaluación y determinación de la actividad

secuestrante

En el Gráfico 41, se aprecian las curvas de calibración obtenidas para Cromo y

Cadmio, una vez ingresados los estándares con una serie ascendente de

concentraciones de estos metales hasta los 5 ppm.

95

Gráfico 41 Curvas de Calibración para la determinación de Cromo y Cadmio de los

medios SDA modificados.

Parámetros de Calibración (Cr) Estándar

No.

Concentración

(ppm)

Absorbancia

1 0 0,000

2 1 0,007

3 2 0,014

4 3 0,021

5 4 0,028

6 5 0,035

Parámetros de Calibración (Cd) Estándar

No.

Concentración

(ppm)

Absorbancia

1 0 0,000

2 1 0,130

3 2 0,248

4 3 0,316

5 4 0,390

6 5 0,438


Las Tablas 41 y 42 contienen los valores promedio obtenidos en las determinaciones

de Cromo y Cadmio para cada día de tratamiento desde el Día 0 (Día de inoculación)

al Día 7 (Día final de evaluación), los cuales se observan en el Anexo 9: (Tabla 59

para Cromo; y Tabla 60 para Cadmio).

Tabla 39 Resumen de las lecturas de concentración de Cromo (ppm) en el medio

experimental durante 7 días (D1 a D7) de interacción con las taxas de mohos, partiendo

de una concentración inicial (D0).

CROMO (ppm)

TAXAS D0 D1 D2 D3 D4 D5 D6 D7

A2-4M-h1 (Mucor sp.) 87,50 87,50 86,67 84,17 81,67 78,33 75,83 73,33

A2-2M-h1 (Rhizopus sp.) 91,67 84,17 82,50 79,17 75,83 73,33 72,50 69,17

A2-1M-h4 (Mucor sp.) 83,33 79,17 78,33 76,67 72,50 70,00 65,83 65,00

B2-4C-h4 (Trichoderma sp.) 92,50 83,33 77,50 75,00 73,33 67,50 67,50 66,67

B1-2C-h1 (Mucor sp.) 97,50 97,50 96,67 96,67 96,67 96,67 95,83 95,83

A1-4M-h5 (Rhizopus sp.) 93,33 90,00 86,67 85,00 84,17 79,17 78,33 74,17

A2-5C-h3 (Mucor sp.) 83,33 75,00 64,17 62,50 57,50 56,67 55,00 54,17

A1-2C-h1 (Rhizopus sp.) 63,33 59,17 55,83 54,17 52,50 50,00 47,50 44,17

CONTROL 98,00 98,33 98,00 98,00 98,33 98,00 98,33 98,33


96

Tabla 40 Resumen de las lecturas de concentración de Cadmio (ppm) en el medio

experimental durante 7 días (D1 a D7) de interacción con las taxas de mohos, partiendo

de una concentración inicial (D0).

CADMIO (ppm)

TAXAS D0 D1 D2 D3 D4 D5 D6 D7

A2-4M-h1 (Mucor sp.) 95,83 91,67 88,33 87,50 82,50 82,50 80,00 78,33

A2-2M-h1 (Rhizopus sp.) 78,33 70,83 67,50 66,67 65,83 65,00 64,17 64,17

A2-1M-h4 (Mucor sp.) 93,33 73,33 71,67 66,67 60,83 60,00 56,67 30,00

B2-4C-h4 (Trichoderma

sp.) 83,33 82,50 80,83 80,00 73,33 73,33 73,33 72,50

B1-2C-h1 (Mucor sp.) 100,00 99,17 98,33 87,50 84,17 85,00 84,17 82,50

A1-4M-h5 (Rhizopus sp.) 77,50 59,17 55,83 52,50 45,83 43,33 35,83 25,00

A2-5C-h3 (Mucor sp.) 84,17 77,50 75,00 70,83 65,00 60,00 60,83 60,83

A1-2C-h1 (Rhizopus sp.) 79,17 64,17 62,50 60,00 58,33 54,17 51,67 50,00

CONTROL 99,00 99,00 99,33 99,67 99,00 99,33 99,33 99,67


Utilizando los datos anteriormente señalados se construyeron los respectivas gráficas

de las concentraciones en función de los días de evaluación (Gráficos 42 y 43), para

de esta manera poder apreciar de mejor manera el desempeño de las taxas evaluadas

en el medio SDA modificado.

Gráfico 42 Concentración de Cromo en el medio tras 7 días de tratamiento.


0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

60,0

70,0

80,0

90,0

100,0

D0 D1 D2 D3 D4 D5 D6 D7

Concentración

(ppm) Concentración de Cromo vs. Tiempo

A2-4M-h1

A2-2M-h1

A2-1M-h4

B2-4C-h4

B1-2C-h1

A1-4M-h5

A2-5C-h3

A1-2C-h1

CONTROL

Leyenda

Tiempo (DÍAS)

97

Gráfico 43 Concentración de Cadmio en el medio tras 7 días de tratamiento.

Elaborado por: Carina Hidalgo y Edison Osorio

Finalmente con estos datos también se consideró interesante evaluar el porcentaje de

remoción de estos metales, relacionando los valores de las concentraciones iniciales

y las concentraciones finales determinadas en el medio experimental, en el cual

interactuaron las ocho taxas de mohos así como los medios de control (Gráficos 44 y

45).

Gráfico 44 Porcentaje de remoción de Cromo del medio de cultivo modificado

en función de las taxas seleccionadas.

CROMO A2-4M-h1

(Mucor sp.) 16,19%

A2-2M-h1

(Rhizopus sp.) 24,55%

A2-1M-h4

(Mucor sp.) 22,00%

B2-4C-h4

(Trichoderma sp.) 27,93%

B1-2C-h1

(Mucor sp.) 1,71%

A1-4M-h5


A2-5C-h3

(Mucor sp.) 35,00%

A1-2C-h1


CONTROL 0,00%

Remoción Promedio de

Cr 22,27%


0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

60,0

70,0

80,0

90,0

100,0

D0 D1 D2 D3 D4 D5 D6 D7

Concentración

(ppm)

Concentración de Cadmio vs. Tiempo

A2-4M-h1

A2-2M-h1

A2-1M-h4

B2-4C-h4

B1-2C-h1

A1-4M-h5

A2-5C-h3

A1-2C-h1

CONTROL

Leyenda

0%

5%

10%

15%

20%

25%

30%

35%

Remoción de Cromo del medio experimental

en función de las taxas de mohos

TAXA

Porcentaje de

remoción (%)

Tiempo (DÍAS)

98

Gráfico 45 Porcentaje de remoción de Cadmio del medio de cultivo modificado

en función de las taxas seleccionadas.

CADMIO A2-4M-h1

(Mucor sp.) 18,26%

A2-2M-h1


A2-1M-h4

(Mucor sp.) 67,86%

B2-4C-h4

(Trichoderma sp.) 13,00%

B1-2C-h1 (Mucor sp.) 17,50%

A1-4M-h5 (Rhizopus sp.) 67,74%

A2-5C-h3

(Mucor sp.) 27,72%

A1-2C-h1


CONTROL 0,00%

Remoción Promedio de

Cd 33,38%


Los medios de control con los que se trabajó en la fase de determinación se

mantuvieron con valores entre 98 y 100 ppm tanto para cromo como para cadmio en

los 7 días de evaluación sin presentar índice de remoción, por lo que se atribuye el

secuestramiento de estos metales a la interacción de las taxas de mohos

seleccionadas e inoculadas en el medio de cultivo modificado.

En cuanto a las mediciones del pH en los medios de cultivo modificados, estas se

indican a continuación en la Tabla 43, los mismos que fueron tomados en después

del primer día de evaluación (D1), y al final en el séptimo día (D7).

Así también el pH en los medios de control de cromo y cadmio se mantuvieron en

valores de 4 y 3 respectivamente.

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

Remoción de Cadmio del medio

experimental en función de las taxas de

mohos

TAXA

Porcentaje de

remoción (%)

99

Tabla 41 Cuadro de resumen de las determinaciones de pH en el medio de cultivo en el

Día 1 y Día 7 de evaluación.

CADMIO CROMO

Muestra pH Día 1 pH Día 7 pH Día 1 pH Día 7

A2-4M-h1 4,02 4,75 3,99 4,32

A2-2M-h1 4,13 3,98 4,51 5,32

A2-1M-h4 6,14 7,83 4,36 3,36

B2-4C-h4 3,86 3,69 4,46 3,96

B1-2C-h1 3,36 3,28 4,34 4,28

A1-4M-h5 6,38 7,38 4,69 4,62

A2-5C-h3 4,10 5,09 4,19 6,44

A1-2C-h1 4,32 5,92 6,71 5,33

CONTROL 3,41 3,43 4,11 4,12


Datos bibliográficos obtenidos de García en el 2004, corroboran que los valores de

pH en los 7 días de evaluación (Tabla 43), estuvieron dentro del rango general de

crecimiento para mohos, siendo este de 2 a 9, incluso los datos del pH nativo

procedente de las muestras de suelo de las cinco localidades de cada río tuvieron un

valor promedio de 7,7 para el río Machángara y 8,1 en el caso del río Cutuchi,

encontrándose también dentro de este rango bibliográfico.

Posteriormente con los valores de la Tabla 43, se obtienen los Gráficos 46 y 47 en los

cuales se observa la variación del pH en función del tiempo.

Gráfico 46 Variación del valor de pH en el medio de cultivo modificado con Cromo en

función de las determinaciones en el primer día (D1) y al séptimo día (D7) de

evaluación.


3,00

4,00

5,00

6,00

7,00

8,00

pH Inicial pH Final

pH

Variación de pH en medio SDA+Cromo inoculado vs. Tiempo

A2-4M-h1

A2-2M-h1

A2-1M-h4

B2-4C-h4

B1-2C-h1

A1-4M-h5

A2-5C-h3

A1-2C-h1

CONTROL

100

Gráfico 47 Variación del valor de pH en el medio de cultivo modificado con Cromo en

función de las determinaciones en el primer día (D1) y al séptimo día (D7) de

evaluación.


3,00

4,00

5,00

6,00

7,00

8,00

pH Inicial pH Final

pH

Variación de pH en medio SDA+Cadmio inoculado vs. Tiempo

A2-4M-h1

A2-2M-h1

A2-1M-h4

B2-4C-h4

B1-2C-h1

A1-4M-h5

A2-5C-h3

A1-2C-h1

CONTROL

101

CONCLUSIONES

Se acepta la hipótesis afirmativa H1, la cual señala que las taxas de mohos

seleccionadas presentan una capacidad secuestrante de cromo. De igual manera se

acepta la hipótesis afirmativa H2, la cual indica que las taxas de mohos

seleccionadas presentan una actividad secuestrante de cadmio.

De un número de 63 cultivos puros aislados, se seleccionaron 4 procedentes del

río Machángara y 4 del río Cutuchi, tomando como criterios de selección su

resistencia a concentraciones de 45 ppm de cromo y 45 ppm de cadmio dispuesto

en un medio de cultivo sólido, y su crecimiento en función del tiempo de

evaluación para 3 y 7 días.

En la selección a 45 ppm de cromo y cadmio se evidenció una sensibilidad mayor

a cadmio. En el caso del Cutuchi, de los 4 cultivos puros correspondieron a 3

géneros con diámetros de crecimiento de 50 a 70 mm / 7 días; siendo Rhizopus,

Mucor y Trichoderma, mientras que para el río Machángara de los 4 cultivos

puros se identificaron 2 géneros con diámetros de 50 a 60 mm / 7 días, que

corresponden a Rhizopus y Mucor.

En el proceso de adaptación en medio sólido, se determinó una mayor resistencia

a Cr (100 ppm); 5 de los 8 cultivos puros, evidenciándose un crecimiento entre

80,0 y 85,0 mm de diámetro, las 3 taxas restantes demostraron resistencia media

con un diámetro de crecimiento de 60 a 70mm. No obstante para Cd (100 ppm); 1

de los 8 cultivos puros, evidenció un crecimiento de 80 a 85 mm, 1 entre 60 a 70

mm y 6 menores a 60 mm.

En la determinación de la capacidad secuestrante de metales pesados, para el caso

del cromo, dentro de los ocho cultivos puros; uno presentó una remoción entre 1%

a 10%; uno entre 10% a 20%; cuatro entre 20% a 30% y dos entre 30% a 40%.

Para el caso del cadmio de los ocho cultivos puros; cuatro presentaron una

remoción entre 10% a 20%; uno entre 20% a 30%; uno entre 30% a 40% y dos

entre 60% a 70%.

102

En promedio, el porcentaje de remoción para las 8 taxas seleccionadas en cromo

fue de 22,7 % y en cadmio de 33.38%, datos que se pueden ampliar en las

gráficos 42 y 43.

Las dos taxas que presentaron mayor porcentaje de remoción para cromo

proceden del río Cutuchi y corresponden a las designadas A2-5C-h3 (Mucor sp.) y

A1-2C-h1 (Rhizopus sp.), mientras que las taxas que presentaron mayor remoción

para cadmio proceden del río Machángara y son las denominadas A1-4M-h5

(Rhizopus sp.) y A2-1M-h4 (Mucor sp.).

El porcentaje de remoción de cromo más alto se identificó para la taxa Mucor

(A2-5C-h3), siendo de 35% con un dato inicial de 83,33 ppm de concentración y

un inoculo de 6,25x105 esporas/mL, además se evidenció un incremento en el pH

del medio de 4,2 a 6,4. Para cadmio se observó que el mismo género Mucor

correspondiente a la taxa (A2-1M-h4) removió el 67,86% de cadmio en el medio

partiendo de una concentración de 99,33 ppm, 3,12x106 esporas/mL y con una

variación de pH de 4,1 a 3,9.

Con respecto a la variación del pH se partió de un valor de 4 para cromo y un

valor de 3 para cadmio; sin sufrir modificación, neutralización, tamponamiento

con el fin de observar su variabilidad con respecto al rango bibliográfico óptimo

de crecimiento para mohos (2 a 9).

Los cultivos (B1-2C-h1), y (B2-4C-h4), Mucor y Trichoderma respectivamente

evidenciaron una alta adaptabilidad a 100 ppm para cromo y cadmio en medio

sólido, en contraste estos géneros evidenciaron el menor porcentaje de remoción;

1,71% (cromo) y 13% (cadmio) en el medio líquido.

Es preciso señalar que en este proceso de evaluación y determinación de la

capacidad secuestrante de cromo y cadmio se consideró a la biomasa viva de las

ocho taxas seleccionadas de mohos, considerando que este es un método indirecto

para la determinación de las concentraciones de los metales pesados, sin embargo

103

es un método perfecto para identificar el metal pesado en el seno del

microorganismo.

Se evidencia en base a los resultados que el comportamiento en cuanto al

crecimiento y la adaptabilidad a distintos metales pesados como, a sus diferentes

concentraciones son diferentes para cada taxa; a pesar de pertenecer a un mismo

género, lo cual se presume que se debe a características intrínsecas de cada

género, especie y diferencias genéticas.

104

RECOMENDACIONES

La fase de identificación de las taxas de mohos aisladas realizada a nivel de

género se basó en la observación de las características macroscópicas y

microscópicas particulares de cada taxa, con la ayuda de manuales, libros y

artículos publicados con claves taxonómicas y concordando con Ordoñez et

al.en 2000, aun así seria interesante ampliar la investigacion; a nivel de especie,

para lo cual se recomienda la identificacion de las taxas obtenidas mediante

técnicas moleculares en donde se pueda obtener su perfil metabólico y genético.

Se propone además para futuras investigaciones estudiar de manera más

profunda el mecanismo de acción de cada moho a los que se les atribuye la

capacidad secuestrante de metales pesados.

Se pone a consideración estudiar cada taxa de moho; por separado, empleando

tratamientos en isotermas y estudios cinéticos para determinar los

requerimientos, parámetros óptimos en los que se pueda tener datos directos en

remoción de cromo y cadmio.

Se sugiere realizar una comparación de los datos obtenidos en el presente trabajo

con biomasa fúngica viva frente a un estudio con biomasa fúngica muerta de los

géneros utilizados.

Dada la gran variedad de microorganismos que se pueden obtener de lugares con

diferentes tipos de contaminación ambiental, es necesario promulgar estudios de

biorremediación en otros escenarios críticos de contaminación en el país.

Para estudios ex situ se debe investigar la toxicidad, la disponibilidad de cadmio

y cromo, la efectividad entre un medio líquido y un soporte sólido. No obstante

sería interesante ampliar el estudio de estos microorganismo frente a la

asociación con diferentes consorcios microbianos como mohos levaduras,

mohos bacterias, mohos algas en la captación de los metales pesados en una

misma solución.

105

Experimentalmente se recomienda; utilizar llama de óxido nitroso, en vez de

aire/acetileno/absorbancia para determinar concentraciones de cromo, debido a

que se pueden obtener lecturas más estables y fiables, sobre todo para aquellas

menores a 10 ppm de concentración.

106

LISTA DE REFERENCIAS

Almeida, A. (2006). Contaminación de los recursos hídricos. Foro de los Recursos

Hídricos. Segundo Encuentro Nacional (págs. 371-383). Quito: CAMAREN.

Alonso, J. (2004). Acumulación de metales pesados en macromicetos comestibles y

factores que influyen en su captación. Revista de Toxicología Vol. 21.

Aquiahuatl , M., & Pérez , M. (2004). Manual de prácticas del laboratorio de

microbiología general. México, D.F.: Universidad Autónoma Metropolitana,

Unidad Iztapalapa, Departamento de Biotecnología.

ATSDR, A. p. (2008). Reseña Toxicológica del Cromo . Atlanta: Departamento de

Salud y Servicios Humanos de los EE.UU.

Barnett, H., & Hunter, B. (1998). Illustrated genera of imperfect fungi. Minnesota:

American Phytopathological Society Press.

Barragán, R. (2009). Contaminación Ambiental. Recuperado el 19 de 09 de 2012, de

Blog.espol.edu.ec: http://blog.espol.edu.ec/divxd/contaminacion-ambiental/

Bautista, F. (1999). Introducción al Estudio de Suelos Contaminados por Metales

Pesados. Yucatán, México: Universidad Autónoma de Yucatán.

Bitton, G. (2002). Encyclopedia of Environmental Microbiology. Florida, Estados

Unidos: John Wiley.

Bradl, H. (2005). Heavy Metals in the Environment. Neubrucke, Alemania:

ELSEVIER.

Brandl, H. (2002). Metal-Microbe Interactions and their Biotechnological

Applications for mineral waste treatment. Zurich, Suiza: University of

Zurich, Institute of Environmental Sciences.

Cañedo, V., & Ames, T. (2004). Manual de laboratorio para el manejo de hongos

Entomopatógenos. Perú: CIP.

Cárdenas, J., Moctezuma-Zarate, M. d., & Acosta-Rodriguez, I. (2010). Aislamiento

de hongos resistentes a metales pesados a partir de agua de diferentes ríos de

la Huasteca Potosina. Tlatemoani, 2.

107

Cervantes, M. (2007). Conceptos fundamentales sobre ecosistemas acuáticos y su

estado. En O. Sánchez, & M. Cervantes, Perspectivas Sobre Conservación de

Ecosistemas Acuáticos en México (pág. 37). México DF.: Libri Mundi.

Cima. (2009). La galvanoplastia: Aplicaciones y descripción del Cadmio metálico

puro. Buenos Aires: Sarmiento.

CNRH Consejo Nacional de Recursos Hídricos. (2003). La contaminación del agua

en el Ecuador. Quito: CNRH, Secretaría General.

Consejería de Medio Ambiente de la Junta de Andalucía. (1999). Los criterios y

estándares para declarar un suelo contaminado en Andalucía y la

metodología y técnicas de toma de muestra y análisis para su investigación.

Andalucía.

Cruz-Guzmán, M. (2007). La Contaminación de Suelos y Aguas. Su Prevención con

Nuevas Sustancias Naturales. Sevilla-España: Publidisa.

DMMA Dirección Metropolitana del Medio Ambiente. (2004). Plan maestro de

gestión ambiental. Quito: DMQ Distrito Metropolitano de Quito.

Escobar, J. (2002). La contaminación de los ríos y sus efectos en las áreas Costeras y

el mar. Naciones Unidas, 10-11.

FLACSO, F. L., MAE, M. d., & PNUMA, P. d. (2008). GEO ECUADOR Informe

sobre el estado del medio ambiente. Quito: FLACSO Ecuador - El Comercio.

FONAG, (. p. (2011). Concientización y sensibilización de los impactos de la

contaminación en los ecosistemas acuáticos de agua dulce y marina.

Estrategia de difusión y sensibilización para el cuidado y protección de los

ecosistemas acuáticos de agua dulce y marina. (págs. 4 -7). Quito: Programa

de Comunicación del FONAG.

Fortescue, J. (1980). Environmental Geochemistry. New York : Springer-Verlag

New York Inc., publisher.

Fraume, N. J. (2007). Diccionario Ambiental. Bogotá, Colombia: ECOE.

Frith, M., & Ubiera, F. (2011). Norma de calidad de aguas y control de descargas.

Santo Domingo: Buho.

Gadd , G., & Sayer, J. (2000). Environmental Microbe-Metal Interactions: Fungal

transformations of metals and metalloids. . Washington, DC: Lovley DR .

108

Galán, E. (2003). Aportaciones de la mineralogía a la evaluación y tratamientos de

suelos y sedimentos contaminados por elementos traza. Boletín de la

Sociedad Española de Mineralogía Publicado por la Sociedad Española de

Mineralogía, 3,5,12.

Galun, M., Keller, P., Malki, D., Feldstein, H., Galun, E., Siegel, S., y otros. (1983).

Removal of uranium (VI) from solution by fungal biomass and fungal wall-

related biopolymers. Texas: Science.

García, D. (2008). Foro de los Recursos Hídricos de Pichincha; Los problemas del

agua en el Ecuador. Quito.

García, I., & Dorronsoro, C. (2005). Tecnología de Suelos: Contaminación por

Metales Pesados. Granada: Universidad de Granada.

García, V. (2004). Introducción a la Microbiología. San José-Puerto Rico: EUNED.

Gazsó, L. (2001). The Key Microbial Processes in the Removal of Toxic Metals and

Radionuclides from the Environment. Central European Journal of

Occupational and Environmental Medicine , 178-185.

Gil, G., Manrique , A., & Fernandez, J. (2006). Dermatitis de contacto por cemento:

toxicocinética del cromo y derivados.

Gobierno Municipal de Latacunga. (3 de Junio de 2012). Gobierno Autónomo

Descentralizado Municipal del Cantón Latacunga. Recuperado el 7 de

Noviembre de 2012, de Marco legal; Ordenanzas y Reglamentos; PD y OT

del canton Latacunga; Diagnóstico; Situación Ambiental:

http://www.latacunga.gob.ec/latacunga/

Guaranda, W. V. (2011). Estudio Comparado de Derecho Ambiental. Quito,

Ecuador: INREDH (FUNDACIÓN REGIONAL DE ASESORÍA EN

DERECHOS HUMANOS).

Hemambika, B., Johncy, M., & Rajesh, V. (2011). Biosorption of Heavy metals by

immovilized and dead fungal cells: A comparative assessment. Journal of

Ecology and the Natural Environment, 170-175.

Huang, P. M. (2008). Impacts of Physicochemical Biological Interactions On Metal

And Metalloid Transformations In Soils: An Overview. En A. Violante, P. M.

Huang, & G. M. Gadd, BIOPHYSICO-CHEMICAL PROCESSES OF HEAVY

109

METALS AND METALLOIDS IN SOIL ENVIRONMENTS (pág. 4). New

Jersey, EEUU: John Wiley.

Kraemer, A., Choudhury, K., & Kampa, E. (2001). Protecting Water Resources:

Pollution Prevention. International Conference on Freshwater. Bonn:

Secretariat of the International Conference on Freshwater Bonn 2001 (Ed).

Lara, R. (2005). Recursos Hídricos y Contaminación de la Cuenca del Río Cutuchi.

En P. Mena, Páramo y Contaminación (pág. 62). Quito, Ecuador: ABYA

YALA.

Larone , D. (2002). Medically Important Fungi: A guide to identification. New York:

Elsevier.

Lloré , I., & Rodríguez , S. (8 de Diciembre de 2010). Repositorio digital de la

Universidad Técnica del Norte. Recuperado el 5 de Septiembre de 2012, de

Repositorio UTN: http://repositorio.utn.edu.ec/simple-

search?query=LLore+Rodriguez

López, P. (1986). Composición del sedimento en Sistemas acuáticos del Litoral

mediterraneo español. Limnética: Asociación Española de Limnologia, 11-

18.

Manahan, S. (2007). Introducción a la química ambiental. México D.F.: REVERT É.

Marta, M., & Vicién, C. (2010). Biorremediación: vinculaciones entre investigación,

desarrollo y legislación. Buenos Aires: Ceur-Conicet.

Mertz , W. (1993). Chromium in Human Nutrition. Beltsville: The journal of

nutrition.

Naja, G. M., & Volesky, B. (2009). Toxicity and Sources of Pb, Cd, Hg, Cr, As, and

Radionuclides in the Environment. En L. K. Wang, J. P. Chen, Y.-T. Hung, &

N. K. Shammas, Heavy metals in the environment (pág. 14). New York,

EEUU: CRC Press.

Nebel, B., & Wright, R. (1999). Ciencias Ambientales. Naucalpan de Juárez,

México: Prentice Hall.

Nuñez, R., Meas, Y., Ortega, R., & Olguín, E. (2004). Fitoremediación:

Fundamentos y aplicaciones. Ciencia, 69.

110

Orbegozo, J., Michel, A., García, R., & Ramírez, P. (2008). Identificación molecular

de Picchia guillermondii aislada de aguas ácidas de minas en el Perú y su

resistencia a metales pesados. Revista Peruana de Biología, 91.

Ordoñez, N., Ordoñez, A., & Cárdenas, W. (2000). Aislamiento e identificación de

microhongos terrestres de Punta Ford William, Antártida. Revista

Tecnológica ESPOL, 1.

Ortega , G., & Poveda , S. (2012). La calidad y el tratamiento a paso lento. Vistazo.

Ortiz, P. (2010). Contaminación y Tratamientos de Aguas. Rancagua: SISS.

Peluso, M. L. (2011). Evaluación de efectos biológicos y biodisponibilidad de

contaminantes en sedimentos del Río de la Plata y afluentes. CIMA, 14,32.

Programa de Comunicación del FONAG. (2011). Estrategia de difusión y

sensibilización para el cuidado y protección de los ecosistemas acuáticos de

agua dulce y marina. Fondo para la protección del Agua 2011:

Sistematización de experiencias (pág. 6). Cayambe: Nancy Puente.

Ramírez, A. (2002). Toxicología del cadmio: Conceptos actuales para evaluar

exposición ambiental u ocupacional con indicadores biológicos. American

College of Occupational and Environmental Medicine, 54-61.

Rosas, H. (6 de Julio de 2001). TDR Tesis Doctorales en Red. Recuperado el 15 de

Octubre de 2012, de TDR Tesis Doctorales en Red:

http://www.tdx.cat/handle/10803/6978

Sans Fonfría, R., & De Pablo Ribas, J. (1989). Ingeniería Ambiental: Contaminación

y tratamientos. Barcelona: MARCOMBO.

Sema, C., Karaca, A., Kizilkaya, R., & Can, O. (2011). Role of Plant Growth

Promoting Bacteria and Fungi in Heavy Metal Detoxification. En I. Ajit,

Detoxification of Heavy Metals (págs. 371-376). New York, EE.UU:

Springer.

SENAGUA. (2009). Delimitación y codificación de unidades hidrográficas del

Ecuador. Quito: Unión internacional para la conservación de la naturaleza,

Secretaria Nacional del Agua - SENAGUA, Comunidad Andina.

SIAFA. (04 de 2003). SIAFA Seguridad, Higiene y Medio ambiente. Recuperado el

16 de Agosto de 2012, de Ficha informativa Toxicológica de Cadmio:

http://www.siafa.com.ar/notisiafa/fichas/cadmio.pdf

111

Singh, H. (2006). Mycoremediation. New Jersey, Estados Unidos: John Wiley.

Smith, C. (1972). The Encyclopedia of Geochemistry and Environmental Sciences.

New York: Fairbridge, R.W.

Smith, K., & Huyck, H. (1998). An Overview of the abundance, relative mobility,

Bioavailability and human toxicity of metal. Denver: Plumlee GS .

Solís, L. M., & López, J. A. (2003). Principios básicos de contaminación ambiental.

Toluca, México: Universidad Autónoma del Estado de México.

Suzuki, T., Miyata, N., Horitsu, H., Kawai, K., Tai, Y., & Okazaki, M. (1992).

NAD(P)H-dependent chromium (VI) reductase of Pseudomonas ambigua G-

1: a Cr(V) intermediate is formed during the reduction of Cr(VI) to Cr(III).

Korea: Pubmed.

Tapia , J. (1997). Fuentes de Contaminación por Cromo. Talca: Instituto de Química

de Recursos Naturales, Universidad de Talca.

Tobin, J., Cooper, D., & Neufeld, R. (1990). Enzyme and Microbial Technology;

Investigation of the mechanism of metal uptake by denatured Rhizopus

arrhizus biomass. Atlanta: Elsevier.

TULSMA Texto Unificado Legislación Secundaria, M. A. (2003). Decreto Ejecutivo

3516 Políticas básicas ambientales del Ecuador. Quito: Registro Oficial

Suplemento # 2.

Unidad de Vigilancia y Transferencia de Tecnología. (2010). Biorremediación:

aplicación de microorganismos externos. Ferrol-España: BIOEMPRENDE.

Valdovinos, C., & Parra, O. (2006). La Cuenca del Río Biobío: Historia Natural de

un Ecosistema de uso Múltiple . Publicaciones Centro EULA , 2.

Volesky, B., & Holan , Z. (1995). Biotechnology progress; Biosorption of heavy

metals. Montreal: PubMed.

Volke, T., Velasco, J., & De la Rosa, D. (2005). Suelos Ccontaminados por Metales

y Metaloides: Muestreo yAlternativas para su Remediación. México: Mundi-

Prensa.

Vullo, D. (2003). Microorganismos y Metales Pesados: Una Interacción en Beneficio

del Medio Ambiente. Química Viva.

112

Wang, J., & Chen, C. (2009). Biosorbents for heavy metals removal and their future.

En Biotechnology Advances (págs. 195–226). Beijing: Elsevier.

Watanabe, T. (2002). Pictorial atlas of soil and seed fungi: morphologies of cultured

fungi and key to species. New York: CRC PRESS.

113

ANEXOS

ANEXO 1 Siglas y acrónimos.

UPS: Universidad Politécnica Salesiana

CIVABI: Centro de Investigación y Valoración de la Biodiversidad

EPA: Agencia de Protección Ambiental Americana (Environmental

Protection Agency)

SDA: Agar dextrosa Saboroud (Saboroud dextrose agar)

PDA: Agar dextrosa de papa (Potatoe dextrose agar)

TULSMA: Texto Unificado de Legislación Secundaria del Medio Ambiente

DMQ: Distrito Metropolitano de Quito

DMMA: Dirección Metropolitana de Medio Ambiente

FONAG: Fondo para la Protección de Agua

SENAGUA: Secretaría Nacional del Agua

INREDH: Fundación Regional de Asesoría en Derechos Humanos

CNHR: Consejo Nacional de Recursos Hídricos

INEN: Instituto Ecuatoriano de Normalización

CIIU: Clasificación Industrial Internacional Uniforme

mmHg: Milímetros de mercurio (Unidad de medida para presión atmosférica)

msnm: Metros sobre el nivel del mar

ppm: Partes por millón

°C: Grados Centígrados

nm: Nanómetros

114

ANEXO 2 Glosario.

Agua lótica: Masas de agua que se mueven siempre en una misma

dirección como ríos, manantiales, riachuelos, arroyos.

Acuífero: Zona subterránea impregnada de agua. En ocasiones el

agua aflora al exterior y da lugar a fuentes o manantiales.

Aguas residuales: Aguas procedentes de hogares o de la industria que se

recogen y se transportan por el sistema de alcantarillado

(tuberías o túneles).

Antropogénico: De origen humano o derivado de la actividad del hombre.

Bioacumulación: El término bioacumulación hace referencia a la

acumulación neta, con el paso del tiempo, de metales (u

otras sustancias persistentes) en un organismo a partir de

fuentes tanto bióticas (otros organismos) como abióticas

(suelo, aire y agua).

Biodisponibilidad: Medida del grado al cual una dosis de una sustancia se hace

fisiológicamente disponible a los tejidos del organismo,

dependiendo de los índices de absorción, distribución,

metabolismo y excreción.

Biorremediación: Proceso que tiene como fin remediar un problema

ambiental mediante el empleo de organismos vivos.

Biosorción: Adsorción de metales a la Biomasa Microbiana (viva o

muerta): sorción química de metales con ligandos celulares.

115

Biotecnología: Conjunto de técnicas aplicadas a la obtención de productos

mediante la actividad metabólica de organismos vivos.

Contaminante: Toda materia, sustancia, o sus combinaciones, compuestos

o derivados químicos y biológicos, así como toda forma de

energía, que al entrar en contacto con el aire, el agua, el

suelo o los alimentos, altera o modifica su composición y

condiciona el equilibrio de su estado normal.

Efluente: La salida o flujos salientes de cualquier sistema que

despacha flujos de agua.

Ensayo: (Ciencias experimentales). Prueba, examen,

reconocimiento o análisis que se realiza en un experimento.

Estuario: Cuerpos de agua donde la desembocadura de un río se abre

a un ecosistema marino.

Ex situ: Que se desarrolla fuera del lugar de origen.

Hifa: Cada uno de los filamentos que constituyen el aparato

vegetativo de algunos hongos, que sirve para tomar los

nutrientes del suelo.

In situ: En el lugar, en el sitio.

Ligando: Todo ión o molécula que pueda asociarse a un metal para

formar un compuesto de coordinación.

Metal pesado: Elemento químico metálico que tenga una densidad

relativamente alta y que sea toxico o venenoso en

concentraciones pequeñas.

116

Micelio: Cuerpo vegetativo de los hongos, formado por hifas que

crecen a partir de una espora que germina.

Micoremediación: Forma de biorremediación, un proceso que usa hongos para

degradar o retener los contaminantes en el ambiente.

Moho: Hongo de pequeño tamaño que crece en la superficie de los

alimentos y otros materiales orgánicos, y que provoca su

descomposición.

Reservorio: Un área natural o artificial sostenida y usada para

almacenar agua.

Sedimento: Materia que, habiendo estado suspensa en un líquido, se

posa en el fondo por su mayor gravedad.

Solubilidad: Cantidad máxima de una sustancia que, a una determinada

presión y temperatura, puede disolverse en un volumen

dado de líquido.

Sumidero: Agujero y conducto por donde sale el agua de un recipiente

o del lugar en que están contenida.

Suspensión: Mezcla formada por pequeñas partículas de una sustancia

dispersas en un fluido en el que no se disuelven.

Taxa: Plural latino de taxón, y es la forma natural en inglés.

Taxón: Referencia a un objeto concreto, zoológico o botánico, que

consiste en una población de organismos (o un grupo de

poblaciones) clasificable.

117

Tóxico: Se aplica a la sustancia que puede causar trastornos graves

o la muerte de un ser vivo por envenenamiento.

Urbano: Relativo a la ciudad.

Vertedero: Lugar donde se arrojan residuos y escombros, ubicado en

las afueras de una ciudad.

Xenobiótico: Sustancia química que no es un componente natural del

organismo, a la cual está expuesto.

118

ANEXO 3 Métodos de lectura en absorbancia para cromo y cadmio en el

espectrofotómetro de absorción atómica Varian SpectrAA20.

Tabla 42 Métodos para lectura de Cr.

Condiciones de trabajo (fijas)

Corriente de la lámpara 7mA

Combustible acetileno

Soporte aire

Llama estequiométrica reductor

Condiciones de trabajo (variables)

Longitud de onda

nm

Ancho de reja

nm

Rango óptimo de

trabajo

µg/mL

357.9 0.2 0.06-15

425.4 0.2 0.4-40

428.9 0.5 1-100

520.8 0.2 20-2600

520.4 0.2 50-6000


Tabla 43 Métodos para lectura de Cd.

Condiciones de trabajo (fijas)

Corriente de la lámpara 4mA

Combustible acetileno

Soporte aire

Llama estequiométrica oxidante

Condiciones de trabajo (variables)

Longitud de onda

nm

Ancho de reja

nm

Rango óptimo de

trabajo

µg/mL

228.8 0.5 0.02-3

326.1 0.5 20-1000


119

ANEXO 4 Valores de pH y conductividad de las muestras de suelo de los ríos Cutuchi y

Machángara.

Tabla 44 Valores de pH y conductividad en las muestras de suelo del río Cutuchi.


120

Tabla 45 Valores de pH y conductividad de las muestras de suelo del río Machángara.


121

ANEXO 5 Valores obtenidos en la determinación del contenido de humedad.

Tabla 46 Porcentajes de contenido de humedad (%MC) en muestras de los ríos


Muestra Peso Muestra

(g) % MC Muestra

Peso

Muestra (g) % MC

Muestra 1.1 1,014 30,74 Muestra 1.1 1,011 21,88

Muestra 1.2 1,018 29,99 Muestra 1.2 1,001 19,58

Muestra 1.3 1,004 26,10 Muestra 1.3 1,007 21,25

Promedio C1 (Cayo Mancheno) 28,94 Promedio M1 (Guápulo) 20,90

Muestra 2.1 1,001 24,68 Muestra 2.1 1,005 31,34

Muestra 2.2 1,019 20,61 Muestra 2.2 1,008 29,39

Muestra 2.3 1,001 18,50 Muestra 2.3 1,007 29,59

Promedio C2 (Puente Navisco) 21,26 Promedio M2 (Orquídeas) 30,11

Muestra 3.1 1,044 30,97 Muestra 3.1 1,005 10,35

Muestra 3.2 1,007 32,37 Muestra 3.2 1,008 11,52

Muestra 3.3 1,006 31,31 Muestra 3.3 1,009 11,30

Promedio C3 (Puente Norte) 31,55 Promedio M3 (El Sena) 11,06

Muestra 4.1 1,001 35,46 Muestra 4.1 1,001 30,87

Muestra 4.2 1,002 38,26 Muestra 4.2 1,006 29,95

Muestra 4.3 1,001 38,30 Muestra 4.3 1,008 26,39

Promedio C4 (Puente Centro) 37,34 Promedio M4 (El Recreo) 29,07

Muestra 5.1 1,002 24,55 Muestra 5.1 1,010 16,75

Muestra 5.2 1,001 25,70 Muestra 5.2 1,006 14,02

Muestra 5.3 1,008 24,90 Muestra 5.3 1,006 18,39

Promedio C5 (Punto Sur) 25,05 Promedio M5 (Parque las

Cuadras) 16,39


122

ANEXO 6 Lecturas de Cromo y Cadmio de muestras de sedimentos de los ríos Cutuchi

y Machángara.

Tabla 47 Valores obtenidos por absorción atómica de las concentraciones de Cromo y

Cadmio de muestras de sedimentos digeridas procedentes de los ríos Cutuchi y

Machángara.


123

ANEXO 7 Taxas de mohos aisladas de los lugares muestreados; río Cutuchi, río

Machángara.

Tabla 48 Taxas de mohos aislados de los lugares muestreados; río Cutuchi.

133


134

Tabla 49 Taxas de mohos aislados de lugares muestreados; río Machángara.

144


145

ANEXO 8 Selección de taxas de mohos; río Cutuchi y río Machángara.

Tabla 50 Selección de taxas del río Cutuchi.

TAXAS DE RÍO CUTUCHI

No. GÉNERO TAXA

3 días En

SDA +

45ppm de

Cd

3 días En

SDA +

45ppm de

Cr

7 días En

SDA +

45ppm de

Cd

7 días En

SDA +

45ppm de

Cr

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

1 Rhizopus sp. A1-2C-h1 32,7 72,8 54,2 84,5

2 Mucor sp.

A2-5C-h3 33,0 73,2 48,4 84,5

3 B1-2C-h1 35,6 76,5 61,6 84,5

4 Trichoderma sp.

B2-4C-h4 48,4 78,8 84,5 84,5

5 B2-3C-h1 30,0 45,8 45,5 84,4

6

Penicillium sp.

A1-3C-h2 2,1 65,3 3,4 74,3

7 B1-1C-h3 1,5 45,9 2,9 75,5

8 B2-1C-h3 2,9 20,5 7,4 38,9

9 B2-3C-h3 2,8 37,0 8,0 82,3

10 B2-3C-h4 4,9 34,5 7,6 63,0

11 B2-4C-h3 3,5 8,7 3,5 55,5

12 C1-3C-h3 6,5 15,2 10,5 44,5

13 C2-3C-h1 4,0 36,3 5,0 77,7

14 Beauveria sp. A1-3C-h3 3,7 29,2 6,4 65,9

15

Aspergillus sp.

A2-3C-h1.1 2,6 56,6 15,2 70,8

16 A2-3C-h1.2 6,3 38,7 15,8 52,1

17 B1-4C-h2 6,1 44,6 16,6 54,3

18 C1-3C-h4 4,7 71,9 25,7 75,6

19 C2-4C-h1 13,7 23,4 28,5 58,4

20 C2-5C-h2 3,6 11,7 10,3 37,0

21 Humicola sp.

B2-1C-h1 0,7 39,4 2,5 48,7

22 C1-1C-h2 4,3 14,8 4,3 53,3

23 Fusarium sp. C1-1C-h1 3,2 33,7 11,3 77,9

24 Absidia sp. A1-1C-h2 32,6 72,1 39,0 83,4

25

Geotrichum sp.

A1-5C-h3 10,9 12,3 20,3 35,8

26 B1-4C-h3 3,4 20,1 6,5 59,2

27 B2-5C-h2 6,4 18,3 20,5 45,7

28 Stachybotrys sp. B1-1C-h4 11,7 14,2 19,2 27,6

29 Myrothecium sp. B1-5C-h2.1 7,4 4,5 18,1 4,5

30 Botrytis sp. B2-4C-h1 11,3 4,1 20,9 4,1

31 Acremonium sp. C2-3C-h3 2,0 10,6 3,6 27,2

32 Sin identificación C1-3C-h1 0,6 34,8 1,8 52,4


146

Tabla 51 Selección de taxas del río Machángara.

TAXAS DE RÍO MACHÁNGARA

No. GÉNERO TAXA

3 días En

SDA +

45ppm de Cd

3 días En

SDA +

45ppm de

Cr

7 días En

SDA +

45ppm de

Cd

7 días En

SDA +

45ppm de

Cr

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

Crecimiento

de diámetro

en (mm)

1

Rhizopus sp.

A1-1M-h2 34,1 73,3 42,8 82,5

2 A1-4M-h5 43,4 73,9 73,8 84,5

3 A2-2M-h1 36,9 74,2 69,8 84,5

4 B2-1M-h3 27,6 70,8 52,9 84,3

5

Mucor sp.

A1-1M-h3 32,4 67,7 55,7 82,8

6 A1-4M-h6 22,4 73,4 43,2 84,4

7 A2-1M-h2 30,1 73,2 47,5 84,3

8 A2-1M-h4 37,7 73,6 71,0 84,5

9 A2-4M-h1 24,7 74,8 56,8 84,5

10 Trichoderma sp. B2-4M-h5 23,3 7,0 41,5 7,0

11

Penicillium sp.

A1-3M-h3 2,2 24,5 5,0 69,5

12 A1-5M-h3 3,4 36,7 6,1 61,8

13 A2-4M-h2 7,1 33,9 9,8 55,1

14 B2-4M-h1 3,5 28,0 3,5 55,0

15 B2-5M-h5 5,3 46,5 10,7 77,4

16 C2-2M-h1 5,6 37,2 5,6 64,4

17 C2-4M-h2 2,2 36,5 4,9 69,0

18 Beauveria sp.

B2-1M-h4 5,7 29,2 25,0 64,6

19 C1-1M-h1 7,5 28,5 9,6 63,6

20 Aspergillus sp. C2-2M-h1 5,6 37,2 5,6 64,4

21

Humicola sp.

A1-1M-h1 2,0 28,2 2,5 66,8

22 B2-4M-h4 2,8 22,3 3,3 35,8

23 C1-4M-h1 1,5 21,2 2,2 65,1

24 Fusarium sp. A1-3M-h2 4,4 30,8 11,8 63,7

25 Gliocladium sp.

C1-3M-

h3.2 3,2 15,0 16,8 41,3

26 Cladosporium

sp.

B1-3M-

h5.1 9,3 7,1 22,9 22,1

27 C1-5M-h3 6,4 13,8 15,9 25,5

28 C2-3M-h4 3,4 7,3 6,1 31,9

29 Paecilomyces sp. A2-5M-h4 3,0 9,1 12,7 21,7

30 Alternaria sp. A2-4M-h4 4,2 11,2 13,8 49,1

31 Sin identificación

C1-3M-

h3.1 4,6 19,3 16,6 38,5


147

Tabla 52 Medidas de crecimiento en mm de las taxas seleccionadas del río Cutuchi en el

medio sólido SDA + 100 ppm de Cr y Cd.

TAXAS SELECCIONADAS DE RÍO CUTUCHI

No. TAXA

3 días En

SDA +

100ppm de

Cd

7 días En

SDA +

100ppm de

Cd

3 días En

SDA +

100ppm de

Cr

7 días En

SDA +

100ppm de

Cr

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

1 B2-4C-h4 45,1 84,5 75,3 84,5

2 A1-2C-h1 26,2 49,7 43,9 80,2

3 A2-5C-h3 23,1 37,7 40,9 80,3

4 B1-2C-h1 28,3 44,6 22,9 70,45


Tabla 53 Medidas de crecimiento en mm de las taxas seleccionadas del río Machángara

en el medio sólido SDA + 100 ppm de Cr y Cd.

TAXAS SELECCIONADAS RÍO MACHÁNGARA

No. TAXA

3 días En

SDA +

100ppm de Cd

7 días En

SDA +

100ppm de

Cd

3 días En

SDA +

100ppm de

Cr

7 días En

SDA +

100ppm de

Cr

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

Crecimiento de

diámetro en

(mm)

1 A2-1M-h4 35,1 59 47,7 81,3

2 A2-2M-h1 39,2 60,35 43 84,5

3 A1-4M-h5 30,8 56,75 31,4 72,05

4 A2-4M-h1 22,3 40,25 23,9 66,4


ANEXO 9 Identificación de las taxas de mohos aislados.

148

Tabla 54 Taxas identificadas procedentes de los ríos Cutuchi.

158


159

Tabla 55 Taxas identificadas procedentes del río Machángara.

169


170

ANEXO 10 Valores obtenidos para el conteo de esporas en cámaras de Neubauer.

Tabla 56 Valores obtenidos de esporas en los cuadrantes de las cámaras de Neubauer.

Conteo de esporas en Cámara de

Neubauer

Conteo de esporas en Cámara de

Neubauer

Código

Nº esporas

Código

Nº esporas

Cámara 1 Cámara 2

Cámara 1 Cámara 2

A2-5C-h3 8 6

A2-2M-h1 7 12

5 3

15 4

4 4

8 5

5 3

6 2

3 9

7 3

25 25

43 26

25

34,5

B1-2C-h1 9 3

A2-1M-h4 26 14

11 7

29 32

6 4

22 20

3 2

23 32

10 2

28 23

39 18

128 121

28,5

124,5

A1-2C-h1 9 4

A1-4M-h5 12 16

7 3

15 15

10 6

20 16

7 8

24 12

5 3

11 15

38 24

82 74

31

78

B2-4C-h4 88 158

A2-4M-h1 27 16

122 132

26 20

120 130

33 25

114 142

18 20

115 150

32 31

132,5

31,5


171

ANEXO 11 Determinación de la actividad secuestrante de Cromo y Cadmio.

Tabla 57 Lecturas en el equipo de absorción atómica para el elemento Cromo.

172


173

Tabla 58 Lecturas en el equipo de absorción atómica para el elemento Cadmio.

174


UNIVERSIDAD POLITÉCNICA SALESIANA SEDE QUITO · EDISON ANTONIO OSORIO MUÑOZ DIRECTOR: PABLO COBA...

Documents

Transcript of UNIVERSIDAD POLITÉCNICA SALESIANA SEDE QUITO · EDISON ANTONIO OSORIO MUÑOZ DIRECTOR: PABLO COBA...