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Producto 3

ANÁLISIS DE RIESGO DE PLAGAS (ARP) PARA LA IMPORTACIÓN DE MATERIAL PROPAGATIVO (TROZOS Y/O VÁSTAGOS) DE CAÑA DE AZÚCAR (SACCHARUM

OFFICINARUM) ORIGINARIOS Y PROCEDENTES DE GUATEMALA, PARA EVALUACIÓN EN CAMPO.

1

Info

rme

2009

Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria

Etapa l.

Identificación de plagas cuarentenarias potenciales.

A. Metodología.

Inicialmente se integro una lista completa mediante la búsqueda en diferentes fuentes informativas que refieren directa ò indirectamente a la República de Guatemala, de donde se pretenden importar los Trozos (Vástagos) de Caña de Azúcar. La lista inicial (Cuadro 1) se integro por 81 organismos considerados como plagas, enfermedades y malezas asociadas a la especie a importar, Saccharum officinarum.

Se ordenaron las diferentes plagas de acuerdo al tipo de organismo (insectos, ácaros, hongos, nematodos, bacterias, virus, malezas, etc.), reportadas en distintas fuentes informativas para el cultivo y lugar de origen referido.

Posteriormente se revisó cada una de las plagas para ubicar la familia a la que pertenecen, así como para determinar su presencia y/o ausencia en México, así como su situación reglamentaria en el país, lo anterior para establecer su estatus cuarentenario en apego a los lineamientos nacionales e internacionales para la elaboración del ARP.

Para identificar su presencia y/o ausencia tanto en la República de Guatemala como en México se utilizaron las siguientes Bases de Datos:

Bases de Datos. CABI. 2007. Crop Protection Compendium. Global Module. CAB International. United

Kingdom. Data Base European and Mediterranean Quarantines Pest Data Sheet. UK (PQR) Global Plant Quarantine Information System. Version 2.1. Food and Agriculture Organization

of the United Nations (FAO).

Etapa Il. Evaluación del Riesgo de Plagas El proceso para la evaluación del riesgo de plagas puede dividirse en tres pasos relacionados

entre sí: - categorización de las plagas - evaluación de las probabilidades de introducción y dispersión - evaluación de las consecuencias económicas potenciales (incluidas los impactos ambientales).

Con las fuentes de información anteriormente referidas se requisito la matriz de análisis de datos “Cuadro 1” para identificar y determinar las posibles plagas potenciales de importancia cuarentenaria, de acuerdo a los criterios geográficos y regulatorios.

Posteriormente se analizó el “Cuadro 2” si alguna de estas plagas está asociada al producto a importar “Trozos (Vástagos) de Caña de Azúcar” para siembra experimental (Evaluación) y su importancia económica.

Analisis de cuadro 1 y 2

Primero: Derivado del análisis de la matriz de datos (Cuadro 1), para identificar y determinar las posibles plagas potenciales de importancia cuarentenaria para México asociadas a la especie Saccharum officinarum originarias de la República de Guatemala, de acuerdo a los criterios geográficos y regulatorios, se hacen las siguientes consideraciones:

2

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Producto 3

De los 81 organismos considerados en el cuadro 1, se han determinado 12 asociadas a la especie Saccharum officinarum para siembra experimental (Evaluación), no presentes en México o si presentes se encuentran bajo alguna regulación oficial y limitadas a un área geográfica.

De los 12 organismos antes referidos se documento su posible asociación al producto a importar “Trozos (Vastagos)”, así como su impacto económico a fin de cumplir con la definición de plaga cuarentenaria, identificando 2 potenciales plagas de importancia cuarentenaria, para las cuales se elaboró una ficha técnica para cada plaga. De estos 2 organismos, es una bacteria, y un insecto.

Bacteria:

1. Erwinia chrysanthemi

Insecto:

2.Metamasius hemipterus sericeus

Cuadro 1. Plagas asociadas al cultivo de Caña de Azucar (Saccharum officinarum) presentes en Guatemala y su situación fitosanitaria en México

Núm

Tipo de plaga

Identidad de la plagaPresencia o ausencia en el área de origen Guatemala

Presencia o ausencia en el área

de ARP - MéxicoSR

PAM y/o

REG.Plaga (Nombre

científico)Ubicación

taxónomica Orden:Familia

CPC

EPPO

FAO

Otras fuente

s

Inf. del país de origen

CPC

EPPO

FAO

Otras fuentes

1 Bacteria Acidovorax avenae subsp. avenae, Pseudomonas rubrilineans

Burkholderiales: Comamonadacea

e

P ND

ND

P ND

ND

7,8

2 Bacteria Erwinia chrysanthemi

Enterobacteriales: Enterobacteriacea

e

P ND

A A ND

A 7,8,11 NOM-07, NOM-12

3 Bacteria Xanthomonas albilineans

Xanthomonadales:

Xanthomonadaceae

P ND

A P ND

P 3, 9, 10

4 Hongo Bipolaris sacchari Hongo anomorfico

P ND

ND

P ND

ND

8, 19,52

5 Hongo Ceratocystis paradoxa

Microascales: Ceratocystiaceae

P ND

ND

P ND

ND

14, 53

6 Hongo Cochliobolus sativus

Pleosporales: Pleosporaceae

P ND

ND

P ND

ND

7,8,14,16

7 Hongo Corticium rolfsii Polyporales: Corticiaceae

P ND

ND

P ND

ND

8,9,22

8 Hongo Gibberella fujikuroi, Fusarium moniliforme

Hypocreales: Nectriaceae

P ND

A P ND

A 7,8,9,14,18

H.R

9 Hongo Gloeocercospora sorghi

Hongo anomorfico

P ND

ND

P ND

ND

7, 8, 52

10 Hongo Glomerella tucumanensis, Physalospora

Ascomycetes: Glomerellaceae

P ND

ND

A ND

ND

8, 14

3

Info

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2009


Núm

Tipo de plaga

Identidad de la plagaPresencia o ausencia en el área de origen Guatemala


de ARP - México

SRPAM y/o

REG.

tucumanensis 11 Hongo Puccinia

melanocephalaUredinales:

PucciniaceaeP P P P P P 51,54

12 Hongo Pythium arrhenomanes

Oomycetes: Saprolegniales

P ND

P A ND

P 8

13 Hongo Sclerotinia sclerotiorum

Helotiales: Sclerotiniaceae

P ND

ND

P ND

ND

7,8,9,10,14

14 Hongo Sporisorium cruentum

Ustilaginales:Ustilaginaceae

P ND

ND

P ND

ND

15 Hongo Ustilago scitaminea

Ustilaginales:Ustilaginaceae

P ND

A P ND

P 14, 54

16 Insecto Aeneolamia contigua

Hemiptera: Cercopidae

P ND

ND

P ND

ND

3, 25, 26

17 Insecto Aphis gossypii Hemiptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,3

18 Insecto Aspidiotus destructor

Hemiptera: Diaspididae

P ND

ND

P ND

ND

56, 57

19 Insecto Diatraea lineolata Lepidoptera: Crambidae

P ND

ND

P ND

ND

64, 65

20 Insecto Diatraea saccharalis

Lepidoptera: Crambidae

P P P A-4 P P P 1,2,3,24

21 Insecto Dysmicoccus brevipes

Hemiptera: Pseudococcidae

P ND

ND

P ND

ND

1, 20, 21

22 Insecto Elasmopalpus lignosellus

Lepidoptera: Pyralidae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,3,32

23 Insecto Ferrisia virgata Hemiptera: Pseudococcidae

P ND

ND

P ND

ND

1,3

24 Insecto Metamasius hemipterus sericeus

Coleoptera: Curculionidae

P P ND

P P ND

25 Insecto Mocis latipes Lepidoptera: Noctuidae

P ND

ND

P ND

ND

67, 68

26 Insecto Mythimna unipuncta

Lepidoptera: Noctuidae

P ND

ND

P ND

ND

6, 16, 26

27 Insecto Myzus persicae Hemiptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

2, 3, 36

28 Insecto Orthezia insignis Hemiptera: Ortheziidae

P ND

ND

P ND

ND

29 Insecto Peregrinus maidis

Hemiptera: Delphacidae

P ND

ND

P ND

ND

1, 50

30 Insecto Phyllophaga spp. Coleoptera: Scarabaeidae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,24

31 Insecto Planococcus citri Hemiptera: Pseudococcidae

P ND

ND

P ND

ND

6, 35 NOM-009

32 Insecto Podischnus agenor

Coleoptera: Scarabaeidae

P ND

ND

A ND

ND

72, 73

33 Insecto Rhopalosiphum maidis

Homoptera: Aphididae

P ND

ND

P ND

ND

1,2,3,16,23

34 Insecto Rhynchophorus palmarum

Coleoptera: Curculionidae

P P P P P P 3, 6, 26

35 Insecto Saccharicoccus sacchari

Hemiptera: Pseudococcidae

P ND

ND

P ND

ND

1, 3, 26

36 Insecto Saccharosydne saccharivora

Hemiptera: Delphacidae

P ND

ND

A ND

ND

4

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Producto 3

Núm

Tipo de plaga

Identidad de la plaga

Presencia o ausencia en el área de origen Guatemala


de ARP - MéxicoSR

PAM y/o

REG.

37 Insecto Spodoptera frugiperda

Lepidoptera: Noctuidae

P P ND

P P ND

1,2, 3

38 Insecto Xyleborus volvulus

Coleoptera: Scolytidae

P ND

ND

P ND

ND

69, 70

39 Maleza Acanthospermum hispidum

Asterales: Asteraceae

P ND

ND

A ND

ND

NOM-43

40 Maleza Ageratum conyzoides


P ND

ND

P ND

ND

5, 59

41 Maleza Boerhavia diffusa Caryophyllales: Nyctaginaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 63

42 Maleza Cenchrus echinatus

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 32, 33

43 Maleza Chromolaena odorata


P ND

ND

P ND

ND

5, 63

44 Maleza Commelina diffusa

Commelinales: Commelinaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 30

45 Maleza Conyza canadensis


P ND

ND

P ND

ND

5, 30

46 Maleza Cynodon dactylon

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 24

47 Maleza Cyperus rotundus

Cyperales: Cyperaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 15

48 Maleza Dactyloctenium aegyptium

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 60

49 Maleza Datura stramonium

Solanales: Solanaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 63

50 Maleza Echinochloa colona

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 24

51 Maleza Eleusine indica Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 15

52 Maleza Euphorbia heterophylla

Euphorbiales: Euphorbiaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 12

53 Maleza Euphorbia hirta Euphorbiales: Euphorbiaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 62

54 Maleza Lantana camara Lamiales: Verbenaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 61

55 Maleza Leersia hexandra Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 60

56 Maleza Mimosa diplotricha

Fabales: Fabaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 61

57 Maleza Mimosa pudica Fabales: Fabaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 63

58 Maleza Momordica charantia

Violales: Cucurbitaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 62

59 Maleza Oxalis latifolia Geraniales: Oxalidaceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 17

60 Maleza Panicum maximum

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 31, 33

61 Maleza Parthenium hysterophorus


P ND

A P ND

P 5, 62

62 Maleza Passiflora foetida Violales: Passifloraceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 34, 62

63 Maleza Pennisetum clandestinum

Cyperales: Poaceae

P P P A A A 5, 63

64 Maleza Portulaca oleracea

Caryophyllales: Portulacaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 62

5

Info

rme

2009


Núm

Tipo de plaga Identidad de la plaga

Presencia o ausencia en el área de origen Guatemala


de ARP - México SRPAM y/o

REG.

65 Maleza Rottboellia cochinchinensis

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

A ND

ND

NOM-43

66 Maleza Rumex crispus Polygonales: Polygonaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 63

67 Maleza Sonchus arvensis


P ND

P P ND

P

68 Maleza Sorghum halepense

Cyperales: Poaceae

P P P P P P 5,16

69 Maleza Tagetes minuta Asterales: Asteraceae

P ND

ND

A ND

ND

5, 48

70 Maleza Trianthema portulacastrum

Caryophyllales: Aizoaceae

P ND

ND

P ND

ND

4, 5

71 Maleza Tridax procumbens


P ND

P P ND

P 5, 79

72 Maleza Urochloa plantaginea

Cyperales: Poaceae

P ND

ND

P ND

ND

5, 58

73 Nematodo

Helicotylenchus dihystera

Hoplolaimidae P ND

ND

P ND

ND

8,13

74 Nematodo

Helicotylenchus multicinctus

Hoplolaimidae P ND

ND

P ND

ND

13, 38

75 Nematodo

Hoplolaimus seinhorsti

Hoplolaimidae P ND

ND

A ND

ND

76 Nematodo

Meloidogyne exigua

Meloidogynidae P P P A A A 55 NOM-012

77 Nematodo

Meloidogyne javanica

Meloidogynidae P ND

ND

P ND

ND

13, 71 NOM-012

78 Nematodo

Pratylenchus brachyurus

Pratylenchidae P ND

ND

P ND

ND

13

79 Nematodo

Radopholus similis

Pratylenchidae P P P P P A 8, 39, 40 H.R.

80 Nematodo

Xiphinema americanum

Dorylaimida: Xiphinematidae

P ND

A P ND

A 8,13

81 Virus Sugarcane Mosaic Virus

Potyviridae P ND

A P ND

A 50, 66

P= Presente A=Ausente ND= No Disponible

SR= Situación Reglamentaria

PAM o REG= Plaga Ausente de México o Regulada

P DR= Presente con distribución restringidaCPC= CABI. 2007. Crop Protection Compendium. CAB International (CABI). Wallingford, United Kingdom.FAO= FAO. 1994. Global Plant Quarantine Information System. Versión 2.1. Food and Agriculture Oragnization of the United Nations (FAO).EPPO= EPPO. 2007. Plant Quarantine information Retrieval System (PQR). Ver 4.6. European and Mediterranean Plant Protection Organization (EPPO).

Literatura consultada Cuadro 11. Garcia Martell C. 1981. Lista de Insectos y Ácaros Perjudiciales a los Cultivos en México. FITOFILO. Núm. 86. Secretaría de

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6

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Producto 3

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7. Hernández P., D.1998. Enfermedades de Maíz (Zea mays L.), Trigo (Triticum aestivum L.) y Cebada (Hordeum vulgare L.) presentes en México. Tesis de Licenciatura. Parasitología Agrícola. Chapingo, Edo. Méx. México.

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7

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rme

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58. Heike Vibrans (ed.), 2004. Malezas de México, 2010. Melilotus indica. En: http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/fabaceae/melilotus-indica/fichas/ficha.htm.

59. Ortiz B. E.; Vllaseñor J.L y Tellez O..1998. LA FAMILIA ASTERACEAE EN EL ESTADO DE NAYARIT (MEXICO). Instuto de Biología ed la UNAM. Departamento de Botánica. Acta Botánica Mexicana (1998), 44: 25-57

60. Torres Rivera J. A. y Martinez Perez D. 1993 Descripción de Gramineas en plantaciones citricolas en Martinez de la Torre Veracruz. Colección Cuadernos Universitarios. Universidad Autónoma Chapngo.México

61. Herbario del Instituto Nacional de Biodiversidad (INBIO). Consulta 2010. Disponible en: http://www.conabio.gob.mx/remib/doctos/checklist/55-16.html


63. Malezas de México. http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/2inicio/home-malezas-mexico.htm

64. Rodríguez, L. A. D y J. W. Smith, J. W., 1995. Casos de hiperparasitismo en barrenadores del tallo, diatraea spp. (lepidoptera: pyralidae), en México. Nota de Investigación. Vedalia. Consulta 2010 en: http://www.controlbiologico.org.mx/Vedalia/Volumen%202_1995/020302.pdf

65. Rodríguez, L. A. D., 2009. Los barrenadores del tallo de la caña de azúcar en México. INIFAP. Mazatlán, Sinaloa; México. Consulta 2010 en: http://www.cesavesin.gob.mx/memoria/mega2009/canaazucar/luisangellosbarrenadores.pdf

66. Espejel, F., Jeffers, D., Noa-Carrazana, J. C., Ruiz-Castro, S. and Silva-Rosales, L. (2006) Coat protein gene sequence of a Mexican isolate of Sugarcane mosaic virusand its infectivity in maize and sugarcane plants. Archives of Virology.151:409-412

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68. Garza, E. G., 2009. Control de calidad en entomófagos en programas de control biológico en caña de azúcar. AGROIONSA S.A de C.V. Mazatlán, Sinaloa; México. Consulta 2010. Diponible en: http://www.cesavesin.gob.mx/memoria/mega2009/canaazucar/enriquegarzacontroldecalidad.pdf

69. Burgos, A. S. y Equihua A. M., 2007. Platypodidae y Scolytidae (Coleoptera) de Jalisco, México. Universidad de Guadalajara.

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Consulta 2010. Disponible en: http://www.cucba.udg.mx/publicaciones1/page_dugesiana/Platypodidae.pdf70. Paquetes Tecnológicos. Bursera simaruba(L.) Sarg. SIRE, CONAFOR, CONABIO. Consulta 2010. Disponible en:

http://www.conafor.gob.mx/portal/docs/secciones/reforestacion/Fichas%20Tecnicas/Bursera%20simaruba.pdf71. Carillo J. A. F., et al 2000. Identificación y distribución de especies del nematodo nodulador (Meloidogyne spp.) en hortalizas,

en Sinaloa; México. Revista Mexicana de Fitopatología. Consulta 2010. Disponible en: http://redalyc.uaemex.mx/redalyc/pdf/612/61218208.pdf

72. Carrillo R. H. Y -RUIZ y Moró M. A. 2003. FAUNA DE COLEOPTERA SCARABAEOIDEA DE CUETZALAN DEL PROGRESO, PUEBLA, MÉXICO. Departamento de Entomología, Instituto de Ecología, A. C. Acta Zool. Mex. (n.s.) 88: 87-121 (2003) 87.

73. Pacheco F. C.; Castro R. A.; Morón M. A. y Gómez G. B. 2008 FAUNA DE ESCARABAJOS MELOLÓNTIDO (COLEOPTERA: SCARABAEOIDEA) EN EL MUNICIPIO DE VILLAFLORES, CHIAPAS, MÉXICO. Colegio de la Frontera Sur -Unidad San Cristóbal de Las Casas, Departamento de Biología de Suelos, Instituto de Ecología. Acta Zoológica Mexicana (n.s.) 24(1): 139-168 (2008)

Cuadro 2. Listado de plagas asociadas al cultivo de Caña de Azúcar proveniente de Guatemala, ausentes y/o presentes, pero reguladas en México, así como su daño económico.

No. Plaga Asociación con Vastagos Sustento

Hospederos asociados presentes

en el área de ARPDaño Económico

1 Acanthospermum hispidum No

Es una hierba anual erecta de hasta 90 cm. de altura. Las semillas de esta maleza pueden contaminar los granos al momento de la cosecha. Los aquenios miden 6 mm de largo y están cubiertos con numerosas y cortas espinas (CABI, 2007).

2 Erwinia chrysanthemi Si

E. chrysanthemi puede afectar a cualquier órgano de la planta como: raíces, vástagos, hojas y órganos almacenados, dependiendo de la especie de la planta y de la condiciones ambientales. La bacteria afecta el tejido parenquimatoso y paquetes vasculares, induciendo una putrefacción suave y el marchitámiento de toda la planta y partes afectadas. (CABI, 2007).

tomate (Lycopersicon esculentum), plátano (Musa spp.), tabaco (Nicotiana tabacum), arroz (Oryza sativa), petunia (Petunia hybrida), prímula (Primula spp.), hierba santa o manzanilla (Tanacetum parthenium). Otros hospedantes de forma secundaria o esporádica son: endivia o escarola (Cichorium endivia), achicoria (Cichorium intybus), papa (Solanum tuberosum) (CABI, 2007).

E. chrysanthemi causa pérdidas en crisantemos cultivados en invernadero, todas las plantas jóvenes pueden ser destruidas en las camas de propagación bajo condiciones ambientales favorables. Sin embargo, los daños en los crisantemos al aire libre suele estar restringida a un número limitado de tallos (CABI, 2007).

3 Hoplolaimus seinhorsti No

H. seinhorsti es un nematodo semiendoparasito que ataca las raices de las plantas, los requerimientos ambientales optimos son una temperatura de 30ºC, suelo arenosos con un pH de 7, con 16% de humedad. El ciclo de vida toma de 4 a 5 semanas. Sólo se disemina por raices en tratados internacionales (CABI, 2007).

4 Meloidogyne exigua No

Es un ecopaasito de las raices. Sólo se reporta su dispersión a través de rizomas, tubercuos y tieera. (CABI, 2007).

5 Metamasius hemipterus

Si Estos cucurculionides se alimentan de frutos y tallos en

Infesta principalmente plátano (Musa spp.), y

En la Florida nfesta del 8 al 32% de os

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sericeus, Sphenophorus sericeus

descomposición principalmente, sin embargo tambien se les ha encontrado atacando tallos verdes, haciedo pequeñas galerias (Coto y Sauders, 2004)

los híbridos interespecíficos de caña de azúcar (Saccharum spp.). También varias palmas ornamentales (CABI, 2007)

tallos. Las pérdidas estimadas en caña de azúcar en la Florida han alcanzado los $ 402.40 dl/ha, o casi 6 millones de dólares en toda la industria (Weissling y Giblin, 1998).

6 Orthezia insignis No

Las colonias se establecen principalmente en las hojas donde se alimentas de la savia mediante la extración de savia (Zurhilma, 2003). O. insignis secreta una mielecilla que en ocasiones atrae hormigas.(CABI, 2007). Esta plaga no es consideradas como una plaga de importancia cuarentenaria por el CABI.

7 Pratylenchus brachyurus No

Es un endoparasito migratorio, puede encontrarse asociado con otros miccroorganismos como hongos, bacterias y otros nematodos formando enfermedades complejas (CABI, 2007).

8 Pythium arrhenomanes No

P. arrhenomanes es parte de un complejo de hongos del suelo causantes de damping-off y pudrición de la raiz en diferentes cultivos. En caña de azucar es conocido como sindrome de la raíz pobre de la caña, donde es muy patógenico; aunque este patogeno no ha sido perfectamente confirmado como el responsable en caña de azucar. Su daños son sólo en raices, su diseminación sólo es por estructuras vegetales subterraneas (CABI, 2007).

9 Rottboellia cochinchinensis No

Se reporta que las semillas de esta maleza pueden contaminar princpalmente grano pequeño, como es el arroz, donde se reportan perdidas importantes por la competencia de esta maleza (CABI, 2007).

10 Saccharosydne saccharivora

Los adultos y las ninfas se alimentan chupando la savia de las hojas de la caña. El insecto adulto es una chinche saltahojas de color verde mar, hasta verde pálido las hembras son de mayor tamaño y además segregan una sustancia cerosa blanca que le cubre el abdomen, las ninfas son similares pero no tienen alas. Los huevos los pone la hembra en una herida que le produce a las hojas, estos están protegidos por una sustancia cerosa. El ciclo de vida de estos insectos es de alrededor de 50 días (Anónimo, 2003).

11 Sonchus arvensis No El control de esta maleza es dificil

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ya que tiene una raíz regenerativa que permite reinvadir áreas. Así mismo la alta producción de semilla brinda a la maleza tambien la capacidad de invadir nuevas areas, es una maleza que alcanza 1.5 mt. de altura (CABI, 2007).

12 Sporisorium cruentum No

Sólos se ha reportado su diseminación por semilla, toda vez que ataca la panicula de sus hospederos (Poaceas), situación poco comun en caña de azucar ya que la planta se reproduce de manera vegetativa y no por semilla botánica (CABI, 2007).

Literatura consultada en el Cuadro 2

Anónimo, 2010. Centro de Investigación de la Caña de Azúcar de Colombia (CENICAÑA). http://www.cenicana.org/investigacion/variedades/sanidad_vegetal.php?opcion=2&opcion2=11

CABI. 2007. Crop Protection Compendium. CAB International (CABI). Wallingford, United Kingdom.Coto D. y Saunders J. 2004. Insectos Plagas de Cultivos Peerenes con Énfasis en Frutales en América

Central. Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza (CATIE)Weissling, T. J. and Giblin R. M. D., 1998. Silky Cane Weevil, Metamasius hemipterus sericeus(Oliver)

(Insecta: Coleoptera: Dryophthoridae). Entomology and Nematology Department, University of Florida. Consulta marzo de 2010 en: http://edis.ifas.ufl.edu/pdffiles/IN/IN21000.pdf

Ficha técnica

Nombre científico: Erwinia chrysanthemi

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http://edis.ifas.ufl.edu/pdffiles/IN/IN21000.pdf

Info

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º (Burkholder et al. 1953) Dye 1969.

Sinónimos: Pectobacterium chrysanthemi

Erwinia carotovora subsp. chrysanthemi

Pectobacterium carotovorum var. chrysanthemi

Nombre común: Tizón Bacteriano del Crisantemo

Marchitamiento bacteriano del clavel,

Podredumbre blanda del clavel,

A. Clasificación TaxonómicaA.1. Ubicación Taxonómica

Dominio: Bacteria

Phylum: Proteobacteria

Clase: Gammaproteobacteria

Orden: Enterobacteriales

Familia: Enterobacteriaceae

Género: Erwinia

Especie:E.chrysanthemi

(CABI, 2007).

A.2. Características Morfológicas

E. chrysanthemi pv. chrysanthemi es una bacteria Gram-negativa, anaeróbica facultativa, forma de varilla y tamaño de 1.05-3.85 x 0.46-1.06 µ. Es móvil, con un número variable de flagelos peritricosos (CABI, 2007).

B. Rango de hospedantes

E. chrysanthemi pv. chrysanthemi es una de las bacterias que más daño causan al follaje y flores de plantas ornamentales, sus hospedantes son de gran importancia económica; los principales hospedantes son:

Crisantemo (Chrysanthemum coronarium, Ch. frutescens, Ch. máximum, Ch. morifolium), clavel (Dianthus caryophyllus), noche buena (Euphorbia pulcherrima), begonia (Begonia spp.), violeta africana (Saintpaulia ionantha), dalia (Dahlia spp.) (Bautista et al, 2002); cebolla (Allium cepa), Col (Brassica oleracea var. capitata), chile (Capsicum annuum), taro o ñame

(Colocasia esculenta), Espuelas de caballero (Consolida ambigua), cucurbitáceas, Lirio leopardo (Dieffenbachia maculata), calankoe (Kalanchoe blossfeldiana), lechuga (Lactuca sativa), margarita (Leucanthemum vulgare), tomate (Lycopersicon esculentum), plátano (Musa spp.), tabaco (Nicotiana tabacum), arroz (Oryza sativa), petunia (Petunia hybrida), prímula (Primula spp.), hierba santa o manzanilla (Tanacetum parthenium). Otros hospedantes de forma secundaria o esporádica son: endivia o escarola (Cichorium endivia), achicoria (Cichorium intybus), papa (Solanum tuberosum) (CABI, 2007).

C. Distribución GeográficaEste patógeno se encuentra distribuido en tres continentes, donde su distribución es restringida y vigilada. En Europa se reporta en: Austria, Bélgica, Yugoslavia, Francia, Italia y Reino Unido; en Asia: Bangladesh, China (Jilin) y Japón (Honshu); en América se reporta en: Canadá (Ontario), EUA (Connecticut, Florida, Nueva York, Ohio y Pensilvania) y Brasil (CABI, 2007).

C.1. Distribución de hospederos en México

La distribución de hospederos en el territorio nacional es amplia ya que se reportan muchos de ellos en diversos estados a lo largo de todo el territorio, dentro de los hospederos de mayor importancia se reportan los siguientes en los cuadros 1, 2 y 3.

Cuadro 1. Crisantemo (Chrysanthemum spp.): con una superficie sembrada a nivel nacional de 2, 581. 75 has. y un valor de la producción de $ 1, 359, 703. 27 (SIAP, 2008).

Estado Superficie sembrada

Valor de producción

Participación en Sup. Sem.

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(ha) ($) (%)

México 2, 308. 5 11, 412, 700 1, 265, 631. 85

Morelos 270. 5 447, 260 93, 686. 48

Cuadro 2. Melón (Cucumis melo): con una superficie sembrada a nivel nacional de 24, 911. 68 has. y un valor de la producción de $ 1, 704, 397. 55 (SIAP, 2008).

EstadoSuperficie sembrada

(ha)


($)


(%)

Coahuila 4, 652 104, 507. 45 306, 030. 92

Guerrero 3,867 77, 218 129,666.3

Sonora 3,114 84,004.37 312,002.96

Cuadro 3. Nochebuena (Euphorbia pulcherryma): con una superficie sembrada a nivel nacional de 218. 52 has. y un valor de la producción de $ 291, 279. 10 (SIAP, 2008).

EstadoSuperficie sembrada

(ha)


($)


(%)

Morelos 74. 6 4, 743, 500 83, 516. 40

Puebla 54. 7 1, 254, 700 52, 774. 50

Michoacán 48 2, 400, 000 43, 200

D.E. BiologíaDurante el desarrollo de la enfermedad son esenciales las condiciones de alta temperatura y humedad; generalmente se manifiesta debajo de los 27 ºC y menos del 80% de humedad relativa. Además, el patógeno es afectado por las condiciones del hospedante, ya que el tejido

suculento es más fácilmente afectado; mientras que las plantas menos suculentas son menos susceptibles (Bautista et al, 2002).

Linares (2005) menciona que Erwinia chrysanthemi es causante del tizón bacteriano y que se presenta en condiciones de elevada temperatura (de 27 a 32 ºC) y alta humedad relativa. Se disemina de forma mecánica; por medio de las manos y herramientas principalmente.

F. SíntomasEl tizón bacteriano, causado por Erwinia chrysanthemi, es una enfermedad relativamente nueva (Romero, 1996). Los primeros síntomas se caracterizan por la aparición de un color gris en las hojas, al que le sigue el marchitamiento durante los días de intensa iluminación. La médula se vuelve gelatinosa y el tallo se aplasta fácilmente o puede cuartearse. También aparecen lesiones por hidrólisis del tejido (Linares, 2005).

Bajo condiciones favorables, la pudrición avanza hasta la base del tallo. Los tejidos internos son completamente podridos y convertidos en una masa gelatinosa. En algunos casos el tallo se agrieta y a través de las grietas salen gotas de un líquido café rojizo y pegajoso. La pudrición de las raíces no es severa, aunque en algunos casos, es extensa. El grado de daño que causa el tizón depende de la variedad cultivada y de las condiciones del medio ambiente.

En ornamentales recurrentemente se encuentran plantas con una sola rama enferma, mientras las otras permanecen aparentemente sanas y dan flores de calidad satisfactoria. En otros casos, la pudrición queda confinada a la parte superior del tallo y de la base salen brotes nuevos que llegan a producir flor. Cuando los esquejes son infectados en su base se desarrolla una pudrición de color café a negro. La médula, con frecuencia es totalmente disuelta, en cuyo caso, la base del tallo queda vacía. Los esquejes infectados ocasionalmente enraízan, lo más común es que se marchitan y mueren (Romero, 1996). El síntoma predominante es ocasionado por la producción de enzimas pectinoliticas que afectan gran cantidad de tejido en las plantas (hojas, tallo y raíces) (Bautista et al, 2002).

G. Importancia económica

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E. chrysanthemi causa pérdidas en crisantemos cultivados en invernadero, todas las plantas jóvenes pueden ser destruidas en las camas de propagación bajo condiciones ambientales favorables. Sin embargo, los daños en los crisantemos al aire libre suele estar restringida a un número limitado de tallos.

Aunque E. chrysanthemi ataca una amplia gama de plantas, la importancia económica de este agente patógeno no está claro, esto es en parte, debido a la incertidumbre de la identificación del agente patógeno, que puede confundirse con otros del mismo género (Erwinia spp.) (CABI, 2007).

H. Control Deben destruirse las plantas tan pronto como aparezcan los síntomas (Linares, 2005).

Puesto que algunas plantas pueden estar enfermas y no mostrar síntomas, existe la posibilidad de diseminar la bacteria por medio de material vegetativo. Entonces, para el control lo más importante es el uso de esquejes sanos,

la esterilización del suelo, y si se van a obtener esquejes o cosechar flores, los tallos deben romperse y no cortar con navaja o tijeras. Y, si para el enraizamiento de los esquejes se usa enraizador, la suspensión que de éste se prepare debe ser completada con un bactericida efectivo, como estreptomicina. Por otro lado, como el tizón bacteriano es muy sensible al medio ambiente, mucho puede hacerse regulando temperatura y humedad (Romero, 1996).

I. Literatura ConsultadaBautista, N. M., Alvarado, J. L., Chavarín, J. C. P., y Sánchez, H. A. (Eds.), 2002. Manejo fitosanitario de ornamentales. Instituto de Fitosanidad, Colegio de Postgraduados. Montecillo, Texcoco; Edo. De Méx. México. pp. 237.

Ficha Técnica

Nombre científico: Metamasius hemipterus sericeus Olivier

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Sinónimos: Sphenophorus sericeus

Nombre común: Picudo rayado, picudo de seda de la caña

A. Clasificación TaxonómicaA.1. Ubicación Taxonómica

Reino: Animalia

Phylum: Arthropoda

Clase: Insecta

Orden: Coleóptera

Familia: Curculionidae

Género: Metamasius

Especie: M. hemipterus sericeus (CABI, 2007).

A.2. Características Morfológicas

Los adultos varían en color de rojo a naranja y negro (Fig. 1). Además, el patrón de coloración de los élitros, pronoto y el vientre es también variable. Los fémures son normalmente de color rojo, o rojo con patrón negro. Longitud total de adultos de la punta del rostrum hasta el extremo del pigidio varía desde 9 hasta 14 mm. Las larvas son curculioniformes (sin patas), y son de color crema a amarillo. Su cabeza prominente es de color marrón rojizo y muy esclerosada (dura) y tienen una protuberancia ventral posterior (Weissling y Giblin, 1998).

Figura 1. Adulto de Metamasius hemipterus sericeus.

B. Rango de hospederos

Infesta principalmente plátano (Musa spp.), y los híbridos interespecíficos de caña de azúcar (Saccharum spp.). También varias palmas ornamentales como: palmeras canarias (Phoenix canariensis), palma MacArthur (Ptychosperma macarthurii), palma majestad (Ravenia rivularis), palma real (Roystonia regia), palma huso (Hyophorbe verschaffeltii), la palma de Washington (Washingtonia robusta) (Giblin-Davis et al. 1994, Peña et al. 1995, Vaurie 1966; Weissling y Giblin, 1998) y la palma dátil (Phoenix dactylifera) (CABI, 2007).

C. Distribución Geográfica

Su distribución es muy limitada, ya que el CABI (2007) solo la reporta en EUA (Florida). Sin embargo como Metamasius hemipterus se reporta en centro y Sudamérica y Caribe.

C.1. Distribución de hospederos en México

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La distribución de hospederos potenciales en el territorio nacional es amplia ya que el cultivo de Caña de Azúcar se reporta prácticamente en todos los estados de clima cálido, dentro de los hospederos con mayor potencial se reportan los siguientes en los cuadros 1, 2.

Cuadro 1. Plátano (Musa spp.): la superficie nacional total sembrada es de 79,375.14 ha, con una producción de 2, 150, 800. 84 ton y un valor de la producción de 4, 514, 292. 80 miles de pesos (SIAP, 2008).

Estado Superficie Sembrada

(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Chiapas 25,007.88 831,006.41 1,954,600.21

Veracruz

15,162.83 164,829.38 396,127.24

Tabasco 10,422.28 545,387.30 1,032,013.82

Cuadro 2. Caña de azúcar (Saccharum officinarum): la superficie nacional total sembrada es de 758, 580. 41 ha, con una producción de 51, 931, 329. 12 ton y un valor de la producción de 20, 891, 955. 52 miles de pesos (SIAP, 2008).

Estado Superficie Sembrada

(Ha)

Producción (Ton)

Valor

de la

Producción

Veracruz

268,122.00 18,160,401.00 6,999,520.59

Jalisco 71,548.96 5,974,607.95 2,565,918.64

S. L. P. 67,081.00 3,819,687.70 1,709,548.36

D. BiologíaSu ciclo de vida consta de: huevecillo, varios estadios larvales, pupa y adulto (Weissling y Giblin, 1998).

Los adultos pueden vivir por 60 días y las hembras depositan un promedio de 500 huevos

(Castrillón y Herrera 1980; Weissling y Giblin, 1998). Las hembras son atraídas a ovipositar en tallos de caña de azúcar dañados o estresados, pseudotallos de banano, fruta madura (piña, mango, papaya), o vainas o tallos de palma (Giblin-Davis et al. 1994; Weissling y Giblin, 1998).

Los huevos eclosionan en unos cuatro días y las larvas comienzan a alimentarse. En la caña de azúcar, las larvas se alimentan de la médula en tejido sano. En los inicios de construcción de túneles en palma, primero en los pecíolos, heridas en pecíolos, corona o en el eje, y luego se extiende en la hoja sana o tejido del tronco (Weissling y Giblin, 1998).

Después de aproximadamente siete semanas, las larvas construyen un cocon pupal fibroso (Woodruff y Baranowski 1985; Weissling y Giblin, 1998).

Después de 10 días, las pupas se transforman en adultos que de inmediato se pueden desprender del capullo, o pueden quedar en el capullo hasta que las condiciones son favorables para la emergencia (Woodruff y Baranowski 1985; Weissling y Giblin, 1998).

El estado adulto es de vida libre y con frecuencia se encuentran en o dentro de pseudotallos de plátano, hojas de palma, tallos de caña de azúcar o en la hojarasca (Weissling y Giblin, 1998).

E. DañosEn la palma de “manitas”, a las que afecta con frecuencia, sus ataques se caracterizan por la producción de un exudado de color ámbar y gomoso en el tallo, eje de la corona o pecíolos, y galerías en los pecíolos, hojas y tallos (Giblin-Davis et al. 1994; Weissling y Giblin, 1998).

Por lo general, infestaciones de Metamasius hemipterus sericeus en las palmas no son letales. Sin embargo, los problemas estéticos se observan como exudados corriendo por el tronco de palma o el eje de la corona (Weissling y Giblin, 1998).

Además, con el estrés creado por la infestación de esta plaga, puede aumentar las posibilidades de infestación por el picudo de palmito (Rhynchophorus cruentatus). Mientras que puede ser letal para las palmeras como P.

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canariensis. Debido a que se pueden mover fácilmente dentro de las plantas y es considerado como un problema de reglamentación (Weissling y Giblin, 1998).

F. Importancia económicaEn la Florida M. h. sericeus infesta del 8 al 32% de tallos bajo cultivo. Las pérdidas estimadas en la producción de caña de azúcar debido a M. h. sericeus en la Florida han corrido tan alto como $ 402.40 dl/ha, o casi 6 millones de dólares en toda la industria (Sosa et al. 1997; Weissling y Giblin, 1998).

G. ControlG.1. Biológico

El uso de entomopatógenos proporciona un medio prometedor para el control de M. h. sericeus. Los hongos entomopatógenos, Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) Sorokin, han ganado una considerable atención como agentes potenciales de control de gorgojos (Mesquita et al. 1981, Peña et al. 1995, Giblin-Davis et al. 1996a; Weissling y Giblin, 1998).

Giblin-Davis et al. (1996a; Weissling y Giblin, 1998) demostraron que el nematodo Steinernema carpocapsae fue eficaz contra las larvas, pero no con los adultos.

Siequeira et al. (1996$; Weissling y Giblin, 1998) identificaron depredadores pertenecientes a las siguientes familias: Labiduridae, Histeridae, Staphylinidae, Carabidae, Cicindelidae, Formicidae y Reduviidae. Un parasitoide fue avistado e identificado como un taquínido.

G.2. Químico

Es el método recomendado para el control de este insecto. Giblin-Davis et al. (1996a; Weissling y Giblin, 1998) demostraron que los adultos de M. h. sericeus fueron controlados por los productos: acetato, carbofurano, clorpirifos, ciflutrina, disulfotonsulfona, imidacloprid, isofenphos, lindano y vydate.

H. Literatura Consultada

CABI International, 2007. Crop Protection Compendium. Wallingford, UK: CAB International.

SIAP. 2008. Anuarios Estadístico de la Producción Agrícola en México. Secretaria de Agricultura, Ganadera, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación. Versión Electrónica.

Weissling, T. J. and Giblin R. M. D., 1998. Silky Cane Weevil, Metamasius hemipterus sericeus(Oliver) (Insecta: Coleóptera: Dryophthoridae). Entomology and Nematology Department, University of Florida. Consulta marzo de 2010 en: http://edis.ifas.ufl.edu/pdffiles/IN/IN21000.pdf

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2009


Etapa III.

Manejo del Riesgo para la importación de material propagativo (Trozos y/o vástagos) de caña de azúcar (Saccharum officinarum) originarios y procedentes de la República de Guatemala, para

evaluación en campo.

Como resultado del Análisis de los cuadros 1 y 2 fueron identificadas 2 plagas con potencial cuarentenario, las cuales representan un riesgo fitosanitario para México. Por lo que se proponen las siguientes medidas de manejo.

1 El Certificado Fitosanitario Internacional debe especificar que el material propagativo (Trozos y/o Vastagos) son originarios y procedentes de la República de Guatemala.

2 El Certificado Fitosanitario Internacional debe señalar que el material propagativo de caña de azúcar (Trozos y/o Vastagos), se encuentran libres de la Bacteria: Erwinia chrysantemi y del Insecto: Metamasius hemipterus sericeus

3 Los empaques utilizados deberán ser nuevos y limpios

4 El cargamento deberá estar libre de partículas de suelo o cualquier residuo vegetal (hojas principalmente)

5 Los vástagos serán sometidos a un tratamiento con agua caliente por 20 minutos a 50 °C, con el fin de eliminar las plagas que pudieran estar presentes (Flores, 1994).

6 Aplicar Carboxin (20 %) + Captan (20 %) 3 gr/L de agua y Clorpirifos a una dosis de 2 g de i. a. /L. La aplicación de los tratamientos deberá ser anotada en el apartado correspondiente del CFI.

7 La semilla vegetativa de caña de azúcar deberá estar empacada en envases nuevos que garanticen la exclusión de insectos y ácaros.

8 En el punto de ingreso se verificará que se cumplió con los puntos anteriores, además se realizara una toma de muestra para inspección visual y en caso de no detectar algún agente extraño, síntoma o signo de alguna plaga, el embarque se liberara.

9 En caso de detectar algún síntoma o signo de una potencial plaga de importancia cuarentenaria, se tomará una muestra y será enviada a un laboratorio aprobado por la Dirección General de Sanidad Vegetal.

10 La semilla vegetativa de caña de azúcar será liberada con acta de guarda cuarentena custodia y responsabilidad a fin de asegurar que todo el material experimental sea transportado a las Estaciones de Investigación de la Cámara Nacional de las Industrias Azucarera y Alcoholera ubicadas en Tizimín, Yucatán y/o Tapachula. Chiapas, México en espera del diagnóstico de la DGSV.

11 El jefe de Programa de Sanidad Vegetal de la entidad donde se siembre la semilla para evaluación, verificará que el producto y volumen importado se encuentra en los campos y laboratorios del importador

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