cultvo shiitake

5/17/2018 cultvo shiitake - slidepdf.com

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UNIVERSIDAD EARTH

ESTABLECIMIENTO DEL MICELIO DEL HONGO SHIITAKE (Lentinus edodes ) ENTRONCOS DE MADERA Y ASERRÍN ENRIQUECIDO CON NUTRIENTES

Por

ANA SALOMÉ LÓPEZ ARGOTTI

DIANA MARITZA SEGURA DÍAZ

Trabajo de graduaciónpresentado como

requisito parcial paraoptar al título de

INGENIERO AGRÓNOMO

Con el grado de

LICENCIATURA

Guácimo, Costa Rica

Diciembre, 2005



Trabajo de graduación presentado como requisito parcial para optaral título de Ingenieras Agrónomas con el grado de Licenciatura

Profesor Asesor ________________________ Richard Taylor, PH.D.

Profesor Asesor ________________________ Takatsuru Nishikawa, Lic.

Decano ________________________ Marlón Breve, PH.D

Candidata ________________________ Ana Salomé López Argotti

Candidata ________________________ Diana Maritza Segura Díaz

Diciembre, 2005



v

DEDICATORIA

A mi padre, Hernán, por su incansable esfuerzo por sacar adelante a nuestra

familia pensando siempre en lo mejor y dándome el ejemplo de una persona luchadora,

firme y ejemplar, que ha entregado su vida por el bienestar de sus hijos.

A mi madre, Patricia, por su amor, esfuerzo y apoyo incondicional de siempre,

por confiar en mí y hacerme sentir que soy capaz de lograr lo que me proponga.

A mis hermanos, David y Mónica porque son las dos personitas más especiales

en mi vida, mi razón más grande de felicidad en todo momento, mi fuerza para seguir

adelante. Gracias por existir y ser parte de mí.

A José Eduardo, por su amistad y apoyo incondicional siempre.

Ana Salomé

A mis padres, por supuesto.

Gracias por ser mi ejemplo a seguir durante todos estos años y por el gran

esfuerzo que han realizado para brindarme la oportunidad de forjarme un futuro como

profesional. Los amo.

A Paola y Cid por sus consejos, amor y apoyo incondicional.

Y finalmente a todos los que estuvieron ahí sin estar presentes…

Diana



vii

AGRADECIMIENTO

Hace cuatro años empezamos un nuevo ciclo en nuestras vidas, y parece que fue

en un abrir y cerrar de ojos que transcurrió todo este tiempo de grandes esfuerzos,

constancia y perseverancia reflejados en nuestro crecimiento personal y profesional.

Ahora, está por cerrarse esta etapa y es este proyecto el resultado de ello; razón por la

cual agradecemos a Dios y a todas aquellas personas que han hecho posible que este

sueño se haga realidad.

En especial, queremos agradecer a nuestros donantes por confiar en nuestra

capacidad y ser parte de nuestra formación profesional para ser líderes de cambio.

También a nuestros profesores asesores Richard Taylor y Takatsuru Nishikawapor su apoyo, sus conocimientos y el tiempo dedicado a la realización de este proyecto.

Al personal del Taller Didáctico y el Laboratorio de Ciencias Naturales por su

colaboración en el desarrollo de nuestro estudio.

Al profesor Víctor Quiroga quien nos brindó su ayuda, el tiempo, la motivación y la

comprensión para que este trabajo, hoy, sea una realidad.

Finalmente, a ustedes queridas amigas quienes más que amigas han sido

nuestras hermanas y lo más valioso que hemos podido encontrar en este lugar, que nos

han enseñado a vivir, disfrutar, aprovechar y creer en la verdadera amistad. A cada una

de ustedes que con sus personalidades únicas y hasta cierto punto incomprensibles

nos dieron la oportunidad de conocerlas y de brindarles lo mejor de nosotras. Tanto es

así que, ahora las palabras sobran mientras podamos hablar con la mirada y en el

futuro, sean los recuerdos vividos los que permanezcan y fortalezcan este sentimiento

de cariño y amor que tenemos por cada una de ustedes.

Diana y Ana Salomé



viii

Miguel gracias por ser y estar conmigo, por tu paciencia, apoyo y comprensión en

los momentos más difíciles, porque siempre escuche de ti lo que necesitaba y cuando

lo necesitaba. Juan Enrique gracias por una incomprensible pero genial amistad que

espero dure siempre, para que continué siendo llena de risas y momentos felices.

A mi familia por todo el apoyo y cariño que me han dado siempre.

Ana Salomé

Quiero agradecer a toda mi familia por el apoyo que me han dado durante toda mi

vida, en especial quiero agradecer a mis abuelos y mis tíos por alentarme siempre a

luchar por mis sueños y seguir siempre hacia adelante a pesar de que el camino sea

duro.

A Anel mi gran amiga de estos cuatro años, le doy las gracias por ser mi

salvavidas y por su apoyo incondicional. A Juan Enrique, simplemente gracias por esta

amistad y por todo…A Salo, gracias por la oportunidad de realizar este proyecto juntas,

y por permitirme mostrarle que las apariencias engañan…te adoro…A todos mis amigos

Miguel, Santi, Arturo, Luis E., Jacobo, Ronald, Juan y Omari, gracias por compartir junto

a mí los mejores momento de la vida.

Diana



ix

RESUMEN

El Shiitake (Lentinus edodes ) es un hongo exótico de origen asiático, que se

cultiva en troncos de árboles de maderas duras y también en sustratos artificiales

enriquecidos con nutrientes. El consumo de este hongo se ha incrementado durante

los últimos años debido a sus características organolépticas y medicinales.

El objetivo de este proyecto fue el de evaluar el desarrollo del micelio del

Lentinus en tres tipos de madera: Melina (Gmelina arborea ), Eucalipto (Eucaliptus

camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia latifolia), y en dos sustratos artificiales

enriquecidos con nutrientes uno inoculado con EM al 2% y el otro sin EM.

De las tres maderas evaluadas durante seis meses el eucalipto fue la únicamadera que respondió bien al desarrollo del micelio, por otro lado en los sustratos

enriquecidos con nutrientes la diferencia no fue estadísticamente significativa (p<0.05)

entre los dos tratamientos. Sin embargo, durante las ocho semanas de evaluación el

tratamiento con EM al 2% presento un desarrollo más lento del micelio.

Palabras claves: Shiitake (Lentinus edodes ), micelio, sustratos enriquecidos, Melina

(Gmelina arborea ), Eucalipto (Eucaliptus camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia latifolia).

López Argotti, A; Segura Díaz, D. 2005. Establecimiento del micelio del hongo Shiitake

(Lentinus eddes) en troncos de madera y aserrín enriquecido con nutrientes. Proyecto

de Graduación Lic. Ing. Agr. Guácimo, CR, Universidad EARTH. 52 p.



x

ABSTRACT

Shiitake (Lentinus edodes) is an exotic Asian mushroom, that is cultivated in

hardwood logs and in artificial enriched substrates. The consumption of this mushroom

has increased during the last ten years because of its medicinal and gourmet uses.

This project evaluated the spawning of Lentinus in three diferent kinds of wood:

Melina (Gmelina arborea ), Eucalyptus (Eucaliptus camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia

latifolia); and in two artificial substrates. The substrate was divided into two portions.

One was inoculated with 2% activated EM and the other was treated with equal amounts

of tap water.

Of the three woods evaluated during six months, eucalyptus was the only woodthat responded well as shown by spawning. In the case of the nutrient enriched

substrates, the difference between both treatments was not statistically significant

(p<0.05). During the eight weeks of evaluation, however, the treatment with EM at 2%

presented slower development of the mycelium.

Key words: Shiitake (Lentinus edodes ), spawn, enriched substrates, Melina (Gmelina

arborea ), Eucalyptus (Eucaliptus camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia latifolia).

López Argotti, A; Segura Díaz, D. 2005. Establecimiento del micelio del hongo Shiitake

(Lentinus eddes) en troncos de madera y aserrín enriquecido con nutrientes. Proyecto

de Graduación Lic. Ing. Agr. Guácimo, CR, Universidad EARTH. 52 p.



xii

TABLA DE CONTENIDO

Página

DEDICATORIA........................................................................................................V

AGRADECIMIENTO..............................................................................................VII

RESUMEN.............................................................................................................. IX

ABSTRACT.............................................................................................................X

LISTA DE FIGURAS ............................................................................................XIII

LISTA DE ANEXOS .............................................................................................XIV

1 INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 1

2 OBJETIVOS...................................................................................................... 3

2.1 OBJETIVO GENERAL .............................................................................. 3 2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS..................................................................... 3

3 REVISIÓN DE LITERATURA ........................................................................... 4

3.1 MERCADO MUNDIAL............................................................................... 4 3.2 PROPIEDADES MEDICINALES DEL SHIITAKE...................................... 5 3.3 PRODUCCIÓN ......................................................................................... 6

3.3.1 Producción en troncos de madera............................................... 6 3.4 CULTIVO EN BOLSAS DE POLIPROPILENO ....................................... 11

4 MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 14

4.1 PREPARACIÓN DEL AGAR – PAPA – DEXTROSA (APD): .................. 14

4.1.1 Aislamiento de la cepa .............................................................. 14 4.1.2 Preparación del sorgo para propagación del micelio................. 14 4.1.3 Inoculación del sorgo. ............................................................... 15

4.2 PREPARACIÓN E INOCULACIÓN DE TRONCOS................................ 16 4.2.1 Ubicación de los troncos ........................................................... 18

4.3 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO DE ASERRÍN Y NUTRIENTESCON Y SIN EM. ...................................................................................... 19 4.3.1 Selección del sitio para la fructificación..................................... 19

5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 20

5.1 PRODUCCIÓN EN TRONCOS............................................................... 20 5.2 ESTABLECIMIENTO DEL HONGO SHIITAKE EN BOLSAS

DE ASERRÍN INOCULADAS CON NUTRIENTES ................................. 22

6 CONCLUSIONES ........................................................................................... 26

7 RECOMENDACIONES................................................................................... 27

8 BIBLIOGRAFÍA CITADA................................................................................ 28

9 ANEXOS......................................................................................................... 31



xiii

LISTA DE FIGURAS

Figura Página

Figura 1, 2 y 3. Sorgo escurriéndose luego de ser cocinado durante 30 minutos y lapreparación de las botellas a inocular con el micelio del hongo Shiitake. ......................15

Figura 4. Micelio del hongo Shiitake inoculado en el sorgo............................................15

Figura 5. Troncos seleccionados para la inoculación del micelio...................................16

Figura 6. Perforación del tronco de Sotacaballo para la inoculación..............................17

Figuras 7, 8 y 9. Proceso de inoculación con el micelio del hongo Shiitake del tronco deSotacaballo.....................................................................................................................17

Figuras 10 y 11. Sellado de hoyos con cera de abeja y tronco de eucalipto después deinoculado y sellado.........................................................................................................18

Figura 12. Estructura metálica donde se colocaron los troncos una vez inoculados......18

Figuras 13 y 14. Corte y vista transversal de tronco de Eucalipto mostrando el desarrollo

del micelio del hongo Shiitake a las 5 semanas de inoculado........................................20

Figuras 15 y 16. Ataque de insectos en troncos de Melina y Sotacaballo......................21

Figura 17. Número de bolsas de sustrato enriquecido con nutrientes con más del 50%del desarrollo del micelio del hongo Shiitake en un tratamiento con EM al 2% y uno sinEM, evaluado durante 8 semanas..................................................................................22

Figura 18. Número de bolsas que se contaminaron durante el proceso de desarrollo delmicelio del hongo Shiitake en tratamiento con EM al 2% y tratamiento sin EM durante 8semanas.........................................................................................................................24



xiv

LISTA DE ANEXOS

Anexo Página

Anexo 1. Valor nutricional por cada 100 gr. De hongo Shiitake:.................................... 33

Anexo 2. Constituyentes Activos del Shiitake................................................................ 33

Anexo 3. Clasificación biológica del hongo.................................................................... 34

Anexo 4. Fotos............................................................................................................... 34



1

1 INTRODUCCIÓN

La industria de hongos exóticos ha tenido un gran desarrollo durante los últimos

años a nivel mundial. En la actualidad, la producción mundial es de 6.158.000 toneladas

al año. Es importante mencionar que en 1986, el hongo más consumido fue elChampiñón común (Agaricus bisporus), con un 56.2 % del mercado mundial. Sin

embargo, para el año de 1997 este hongo había disminuido a un 31.8%, debido al

consumo de nuevas especies exóticas tales como el Shiitake (25.4%) y el ostra

(14.2%) (Medina, 2004).

Entre los principales productores a nivel mundial se encuentra China con un 50

% de la producción de hongos exóticos lo que representa 3 millones de toneladas al

año. Actualmente, la producción en América es muy baja, sin embargo; países comoMéxico, Chile y Argentina se han convertido en los principales productores

latinoamericanos (Lora 2000).

El Shiitake (Lentinus edodes ) o también conocido como el hongo Japonés Negro

o el hongo Chino Negro es una seta de origen asiático, que se ha cultivado desde

hace siglos en grandes cantidades sobre troncos de árboles de maderas duras y

semiduras como por ejemplo el eucalipto y el roble entre otros. Su raíz etimológica

proviene del griego y del latín Lentinus que viene de Lentis o Lenshape por su formade sombrero y edodes que significa que esta es una especie comestible. Por otro lado,

la palabra Shiitake proviene del japonés Shii que es árbol proveniente de la familia del

roble (Fabaceae) y take que es hongo (Staments 1983).

El Shiitake no sólo se destaca por ocupar el segundo lugar a nivel mundial de

consumo, si no también por sus propiedades medicinales, entre estas se destacan las

anticancerígenas. Además, este hongo, por sus características organolépticas, es de

fácil colocación en el mercado y por su utilización como materia prima para laelaboración de diversos subproductos como por ejemplo: harinas, suplementos

alimenticios (cápsulas), cerveza, vino, té, galletas entre otros (Medina 2004).



2

García (1987) menciona en su libro Cultivo de Setas y Trufas que el Shiitake

presenta una estructura que asemeja la forma de un sombrero convexo que se aplana e

incluso se hunde en el centro, este posee de 4 – 16 cm. de diámetro y un color variable

desde ocre parduzco a claro pardo –rojizo con cierto tono violáceo. La carne es blanca,

con un leve sabor ácido y un alto contenido proteico.



3

2 OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GENERAL

Evaluar la eficiencia de producción del hongo Shiitake utilizando diferentes

medios de cultivo (troncos de maderas locales y aserrín tratado con EM al 2% y

sin él).

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Evaluar la respuesta de tres tipos de maderas a la inoculación del micelio de

Shiitake en troncos de melina, sotacaballo y eucalipto.

Evaluar el efecto en el crecimiento del micelio de hongo Shiitake en sustrato de

aserrín blanco tratado con EM al 2% y sin él.

Recomendar los sustratos más adecuados para la propagación y establecimientodel micelio del hongo Shiitake bajo condiciones del Trópico Húmedo.



4

3 REVISIÓN DE LITERATURA

Según Medina (2003) los hongos se encuentran distribuidos ampliamente en

todo el planeta y se adaptan a casi todos los climas, sin embargo se requieren ciertos

elementos indispensables para su crecimiento tales como materia orgánica y agua.

Desde hace cientos de años, los hongos se han venido utilizando como alimento

humano y, en muchos casos, en la medicina también. En la actualidad, han venido

cobrando gran importancia debido a las amplias alternativas de sabores, texturas y

formas de preparación (Medina, 2003).

Los hongos son una fuente alternativa de alimentación, debido a su alto

contenido de proteínas, que en algunos casos llega al 40% de su peso seco. Algo que

vale la pena resaltar es su utilización en terapias contra enfermedades como el cáncer y

el sida, debido al efecto activador del sistema inmunológico que presentan algunos de

ellos (Medina, 2003).

3.1 MERCADO MUNDIAL

De acuerdo con Lora, (2000) en los últimos 32 años la industria de los hongos

exóticos ha tenido un gran desarrollo a nivel internacional. Su producción mundial

representa, en la actualidad, cerca de 6.160.800 toneladas métricas por año con un

crecimiento sostenido cercano al 5% por año (Chang, 2004). El hongo más consumido

sigue siendo el champiñón común (Agaricus bisporus ), seguido de cerca por el

Shiitake (Lentinula edodes ) y por último el hongo Ostra (Pleurotus spp ).

El principal productor es China con un 50% de la producción mundial de hongosexóticos, casi 3.000.000 toneladas anualmente. Sin embargo, la calidad no ha sido tan

buena, lo que ha ocasionado una reducción en el mercado Europeo, en países como

Italia (Lora 2000).



5

El hongo Shiitake es uno de los que tiene mayor interés económico ya que ofrece

atractivas oportunidades de mercado, por lo que en la actualidad muchas empresas se

dedican a producirlo. Cabe destacar que al ser un hongo gourmet se caracteriza por

estar destinado a nichos selectivos y de alto poder adquisitivo (Cisterna 2004).

Según Carlos Cisterna (2004), el Shiitake es altamente apreciado en países

asiáticos tales como Japón, Tailandia, Corea y China, especialmente por su sabor y por

sus beneficios en la salud humana. Tradicionalmente, el Shiitake ha sido cultivado en

las regiones montañosas de Asia utilizando técnicas milenarias, no obstante, en los

últimos treinta años se han realizado estudios para desarrollar sistemas de cultivos

mejorados, con el propósito de incrementar su rendimiento y su comercialización en

países occidentales.

3.2 PROPIEDADES MEDICINALES DEL SHIITAKE

Los hongos, en general, presentan un alto valor nutritivo (Anexo 1); muestra de

ello es que varios análisis realizados, confirman que las setas son muy ricas en

oligoelementos, hierro, silicio, magnesio o azufre, además; en vitaminas, especialmente

la vitamina C, D, riboflavina y el ácido fólico entre otros (Albertó, 2003).

De acuerdo con Vicobos (2005) el Shiitake es el más popular y el más estudiado

entre los hongos medicinales desde finales de los años sesenta, en el anexo 2 se

pueden observar los constituyentes activos de este hongo. El cual posee los nueve

aminoácidos esenciales en la dieta del ser humano y un bajo contenido calórico (390

calorías por Kg.).

Este hongo posee un agente anti- cáncer (Lentinan), sustancias anti-oxidantes,vitaminas y elementos inorgánicos como el selenio, además; estimula en el organismo

la producción de interferón que es un agente antiviral. El consumo de este hongo

reduce el colesterol, previene la trombosis y la formación de altos niveles de azúcar en

la sangre (Medina, 2003).



6

3.3 PRODUCCIÓN

La producción del Shiitake se divide en dos categorías: cultivo en troncos y

cultivo en sustratos sintéticos. La innovación en el uso de sustratos sintéticos (aserrín)

fue adoptada en 1983 por K. Mori. Esta nueva tecnología promovió el desarrollo de la

industria de producción de hongos comestibles en China, con esto este país toma el

liderazgo en producción y mercado a nivel mundial, dejando atrás a Japón su mayor

competidor.

3.3.1 Producción en troncos de madera

El Shiitake crece de forma natural en la madera muerta (descomposición) de

diferentes especies de maderas duras y en diferentes condiciones climáticas. Elmaterial usado se puede dividir en tres categorías: los que fructifican a los 20°C, los que

crecen entre los 10 y 15°C y los que fructifican a los 10°C. No hay inóculo que pueda

producirse durante todo el año. Si se desea tener una producción constante se debe

usar una combinación de diferentes materiales (Chang; et al ., 2004).

Según (Chang; et al ., 2004) el Lentinus es un hongo saprofito, que crece en el

cambium de los troncos secos, mediante la absorción de los nutrientes que se

encuentran en la madera. La corteza de los troncos protege el crecimiento del micelio y juega un rol importante en el desarrollo del cuerpo fructífero. Los troncos utilizados para

la producción del Shiitake deben contener suficiente cantidad de nutrientes para el

desarrollo de los hongos. El Lentinus crece en troncos de hoja ancha que provienen

principalmente de las familias de las Fagaceae que incluye especies como el roble.

Bratkovich (2004) menciona en su investigación sobre la Producción del Hongo

Shiitake, que el crecimiento del hongo va a depender de la edad y/o el grosor del

tronco, además es mejor utilizar troncos de un tamaño uniforme para facilitar el manejoy los costos de producción. Por lo general, se sabe que los troncos viejos y gruesos son

de difícil manipulación, además que el crecimiento del micelio es mucho más lento por

lo que retrasa el desarrollo del hongo. Sin embargo, cuando el desarrollo ha iniciado y si

los hongos son de buena calidad estos tendrán un alto rendimiento y la duración en

producción de los troncos será por varios años.



7

La mejor época para talar los árboles en países subtropicales es cuando los troncos

tienen niveles altos de carbohidratos y otras sustancias orgánicas, y cuando la corteza

no es fácilmente arrancada, esto por el alto contenido de nutrientes. Después de

talados los árboles estos, deben ser colocados por aparte sin cortar sus ramas, ya que

la humedad de los mismos puede perderse fácilmente, causando algunos rompimientos

al final de los cortes (Chang; et al ., 2004).

En la guía de producción a pequeña escala de cultivo del Shiitake en troncos

publicada por Davis (1995), menciona que el contenido óptimo de humedad de los

troncos debe estar entre 40 y 55 %. Si es menor al 40% el crecimiento del micelio se

verá reducido y si es menor al 20%, el micelio no podrá crecer. Si el contenido de

humedad es 60%, pero muy alcalino (el pH óptimo debe estar entre 4.5-5.5) el tronco es

inadecuado para el crecimiento del micelio de Lentinus y puede fácilmente

contaminarse con otros hongos dañinos.

Si los árboles están muy secos, la viabilidad del micelio es muy poca debido al

contenido insuficiente de humedad, y el trabajo de inoculación se torna más difícil. Por

lo tanto, hay un incremento en la tendencia de inoculación de troncos inmediatamente

luego de ser cortados, este proceso tiene la ventaja de estimular el suave desarrollo del

micelio del hongo, esto porque los troncos comienzan a secarse desde el hoyo de

inoculación, y el desarrollo del micelio sigue en dirección del proceso de secado (Davis,

1995).

Chang; et al ., (2004) menciona que el material de trabajo es derivado de una parte

del tejido del cuerpo fructífero por lo cual la selección del material del hongo con el que

se va a trabajar es de suma importancia ya que debe dar al micelio una excelente

viabilidad, un alto rendimiento de cuerpos fructíferos de calidad superior y, si es posible,

una gran adaptabilidad al medio ambiente.

El crecimiento del cultivo puro del micelio en un plato de agar no es

recomendado para su uso directo como medio de cultivo, este tiene que ser transferido

para su crecimiento en un medio de cultivo específico, que sea fácil de manejar, barato

y conveniente para la inoculación. En general, hay dos tipos de sustratos para el cultivo



8

del Lentinus . El primero es hecho por la inoculación del micelio del hongo dentro de un

medio de aserrín y el segundo es con trozos de madera (Chang; et al ., 2004).

Según Chang; et al . (2004) el aserrín se debe tamizar para remover todas las

impurezas y luego se mezcla con ingredientes suplementarios. Se disuelve agua conazúcar y se rocía sobre el sustrato extendido. La humedad de la mezcla es la adecuada

cuando esta es apretada con la mano y el agua gotea levemente. Luego, la mezcla se

deposita en botellas de cultivo o en bolsas de polipropileno. Se presiona hasta aplanar

la superficie del medio y con una varilla en el centro del mismo se hace un hoyo de 1.5-

2 cm. de diámetro para la inoculación. Los contenedores son tapados con algodón y

cubiertos con papel aluminio después de ser inoculados. Luego de esto se debe

inocular entre 24 a 25 ºC durante 30-40 días.

El segundo tipo de sustrato para el Lentinus es hecho por la inoculación del

hongo dentro de cuñas o piezas cilíndricas de madera. Cuando el micelio ha crecido

totalmente en las piezas de madera, estos pueden ser usados como el sustrato para el

hongo (Chang; et al ., 2004).

Seguidamente se da la inoculación de los troncos, los hoyos se realizan

directamente en la madera y estos son preparados con la utilización de una herramienta

adecuada para esta labor (taladro). El tamaño adecuado del hoyo es entre 1-1.5 cm. de

diámetro y 1.5 –2 cm. de profundidad. Debe tenerse en cuenta que el hoyo debe estar 1

cm. por debajo de la corteza. La separación entre hoyos hacia lo largo debe ser de 20 –

30 cm., además debe existir una separación a lo ancho de 5 –6 cm. entre cada hoyo.

Los hoyos son ordenados en patrones alternos creando espacios entre cada fila de 12

cm. de separación (Bratkovich, 2004).

De acuerdo a Bratkovich (2004), las esporas son tomadas de las botellas de

cultivo o de las bolsas plásticas de polipropileno y se dividen en pequeñas partes

aproximadamente del tamaño del dedo pulgar y con un peso aproximado de 1g, luego

cada parte de las esporas son colocadas en cada hoyo. Se debe evitar que las esporas

sean contaminadas por el polvo.



9

Los hoyos son sellados con un tapón del tamaño correcto hecho de la corteza del

tronco o de otro material. Se puede utilizar un taladro o un sacabocados para hacer los

tapones. Estos deben ser ligeramente más largos que el hoyo, para asegurar un buen

sellado. El grueso del tapón es de 3 a 4 mm, los tapones que son muy delgados son

aptos para perderse durante el secado y los que son muy gruesos tienden a entrar muy

profundo en el hoyo. Los tapones de corteza deben ser obtenidos de árboles jóvenes o

de ramas donde la parte de madera es incluida. Estos tapones son golpeados

ligeramente con un martillo dentro del hoyo, luego se sella con una capa de parafina

para prevenir la contaminación de otros hongos y además para mantener constante el

contenido de humedad (Chang; et al ., 2004).

Es importante mencionar que el micelio del Lentinus comienza a crecer

vigorosamente cuando la temperatura se encuentra en 10ºC y se inhibe el crecimiento

de microorganismos dañinos por la baja temperatura. Cuando la temperatura alcanza

los 20ºC el crecimiento del micelio es adecuado, por otro lado, a esta temperatura se da

el desarrollo de microorganismos competidores para el micelio. Al mismo tiempo

durante la esporulación, la humedad relativa en el aire debe ser entre 70 y 80 % y no

debe ser mayor al 85% ya que se puede dar una contaminación mayor de los troncos

(Chang; et al., 2004).

Davis (1995) sugiere que luego de la inoculación, los troncos deben ser

colocados en un lugar con condiciones favorables para el desarrollo del micelio. Los

principales requerimientos para el rápido y vigoroso crecimiento del micelio son:un

correcto contenido de agua en los troncos y una apropiada temperatura alrededor de

los troncos. Bajo condiciones naturales no hay que irrigar durante el crecimiento del

micelio, por lo tanto, los troncos deben ser ordenados para prevenir la excesiva pérdida

por evaporación.

La selección del lugar de colocación de los troncos es importante para el éxito o

el fracaso del cultivo, porque el lugar puede tener mucha influencia para el secado de

los troncos. Esto significa que el sitio seleccionado debe localizarse hacia el sur o

sureste con una leve inclinación, con un 30% de la luz solar a través de las ramas de

los árboles, una buena ventilación y una baja humedad (Bratkovich, 2004).



10

Bajo condiciones favorables, un micelio blanco comienza a crecer dentro del

tapón alrededor de los 20 días después de la inoculación y luego de una forma lenta se

extiende hacia adentro de los troncos. El esparcimiento del micelio es lento en un

estado inicial, pero este se convierte más vigoroso y alcanza la colonización a través

del interior del tejido del tronco. Después de 40-50 días de la inoculación, el micelio

blanco crece desde el cambium y se puede observar en ambos lados del final del tronco

(Davis, 1995).

Según Davis (1995), luego que el micelio se ha desarrollado totalmente en los

troncos, estos deben ser transferidos a otro lugar con diferentes condiciones del medio,

esto para la estimulación de la fructificación. La localización apropiada para el

desarrollo de los cuerpos fructíferos debe ser más húmeda y con menos ventilación que

el lugar pasado.

Para la estimulación de la fructificación de los hongos, los troncos son ordenados

en posición vertical por la inclinación de las filas, uno u otro en uno de los lados o en

ambos lados alternamente en diferentes soportes. El método de ordenamiento de los

troncos permite un conveniente manejo y una fácil cosecha. El desarrollo de los hongos

en este nivel requiere de mucha humedad durante su crecimiento vegetativo. El cultivo

debe ser cuidadosamente sombreado y el porcentaje de humedad debe mantenerse

alto. Bajo condiciones naturales depende del tipo de árbol usado, después de que los

troncos son removidos de la inmersión en agua, los cuerpos fructíferos aparecerán

(Chang; et al., 2004).

En promedio, se pueden obtener tres cosechas por tronco por año. Con este

método es posible obtener hongos de los troncos por 6 años, pero el rendimiento al

quinto año es generalmente bajo, no obstante; un periodo de uso de 3 años de

producción es una práctica normal (Chang; et al., 2004).

De acuerdo con Chang; et al., (2004), el rendimiento en fresco del Lentinus a

través del tiempo de vida natural de los troncos puede ser como mucho hasta un 35% y

en promedio es alrededor de 15-20%. El tiempo de cosecha depende de la naturaleza

del producto deseado, por ejemplo, para el hongo fresco, la cosecha se realiza cuando



11

el 50-60% del sombrero esta abierto, para hongos deshidratados se cosecha con un 70-

80% del sombrero abierto.

3.4 CULTIVO EN BOLSAS DE POLIPROPILENO

Como se ha mencionado, el Lentinus ha sido tradicionalmente cultivado en troncos

de madera dura en un ambiente natural, pero una alternativa ha sido el desarrollo de

técnicas de cultivo que permiten una producción más intensa. Muestra de ello es la

utilización del sustrato obtenido de la mezcla de aserrín con otros ingredientes, y con un

crecimiento controlado o semi controlado de las condiciones del ambiente (Chang; et

al., 2004). Se pueden mencionar dos características especiales del método de cultivo

de hongos en bolsas plásticas, estas pueden ser generalizadas en:1. Los materiales usados para hacer los troncos sintéticos son principalmente

aserrín y otros productos o remanentes agrícolas, como por ejemplo desechos

de café, cáscaras de semillas de girasol y cáscaras de semillas de algodón, las

cuales son abundantes y se encuentran disponibles en la mayor parte del

mundo.

2. Este método acorta el tiempo de producción y da un alto rendimiento. En troncos

sintéticos, los hongos pueden ser cosechados alrededor de los 60-80 díasdespués de la inoculación. Esto es 5 meses más temprano que los hongos

cultivados en troncos naturales. El proceso completo de cosecha toma menos de

8 meses el cual se acorta en 1 1/2 a 2 años comparado con el método natural.

Bajo condiciones semicontroladas y controladas, la eficiencia biológica puede

alcanzar un promedio del 80%. Esto significa que de 100 Kg. de aserrín con

suplementos, se puede producir 80 Kg. de hongos frescos.

Los materiales usados para el cultivo del Lentinus son bolsas de polipropilenoademás de varias elementos usados como sustratos para el crecimiento del Shiitake.

La bolsa debe ser de polipropileno porque este polímero soporta las temperaturas

requeridas en el autoclavado (121ºC). El tamaño de la bolsa que comúnmente se utiliza

es de 15 x 30 cm. Las botellas de vidrio pueden también usarse para el cultivo del

hongo en un sustrato sintético debido a que estos sirven como contenedores



12

resistentes de temperatura. El principal constituyente del sustrato es el aserrín de

diferentes tipos de maderas, pero el salvado de arroz, de maíz y CaCO3 son también

incluidos. Otras fuentes de celulosa, hemicelulosa y lignina como hojas de té, cáscaras

de semillas de algodón y girasol y desechos de café, pueden ser utilizadas en diversas

combinaciones con aserrín o sin él (Chang; et al., 2004).

De acuerdo con Albertó (2003), los tipos comunes de aserrín contienen, usualmente,

pequeñas piezas de madera y otro tipo de materiales duros. Consecuentemente, el

aserrín debe ser tamizado para remover pedazos duros e indeseados que pueden

perforar la bolsa cuando estas son llenadas. Tales perforaciones pueden permitir la

entrada de hongos nocivos y contaminantes al sustrato. Todos estos materiales deben

estar frescos y secos.

La mezcla del sustrato debe ser colocada en contenedores resistentes al calor,

comúnmente en bolsas de polipropileno de 30 x 15 cm., luego se debe presionar

suavemente dentro de la bolsa, dándole forma de tronco, posteriormente se esteriliza a

121ºC por una hora. Cuando el contenido de los contenedores se haya enfriado, el

inóculo es despositado en la superficie del sustrato. El sustrato inoculado es incubado

entre 20 y 25ºC en la oscuridad durante 3 a 6 meses, esto dependiendo del sustrato y

del inóculo utilizado (Albertó, 2003).

Chang; et al., (2004) menciona que durante la expansión del micelio, este secreta

enzimas que degradan sustancias complejas en el compost, como la lignina, celulosa y

hemicelulosa, en pequeñas moléculas solubles, las cuales pueden ser absorbidas por el

micelio en crecimiento y usadas como nutriente para ayudar al crecimiento del micelio.

Si inicialmente el tronco artificial se encuentra listo para la fructificación, el

plástico de la bolsa debe ser removido completamente y el tronco que queda debe

invertirse y colocarse en un lugar húmedo o en una superficie mojada durante un día.

Después de dos o tres días el tronco debe ser reinvertido y colocado en estantes. A

este tiempo empezarán a aparecer, en la parte superior de la bolsa, pequeñas cabezas

con coloración oscura. Después de inducir la fructificación, tres o cuatro días después

los hongos podrán ser cosechados. (Chang; et al., 2004).



13

Según Albertó (2003) bajo condiciones normales los troncos artificiales no

necesitan ser regados, después de la iniciación de las cabezas del hongo porque el

contenido de humedad del compost es usualmente alrededor del 70%. Si el contenido

de humedad baja entre 60% y 50%, la bolsa debe ser regada, sin embargo la

productividad se verá afectada.



14

4 MATERIALES Y MÉTODOS

Las actividades que se llevaron a cabo para la realización del proyecto se describirán

en los siguientes pasos:

4.1 PREPARACIÓN DEL AGAR – PAPA – DEXTROSA (APD):

Para la preparación del Agar- Papa – Dextrosa, se usó una marca comercial

(DIFCO) que viene lista para ser preparada en Laboratorio.

4.1.1 Aislamiento de la cepa

A partir de una cepa madre, se obtiene el material de reproducción del hongo

esto se realiza a través del micelio. El cultivo madre puede replicarse una vez por

semana, mientras este se encuentre a una temperatura entre los 20 y 25ºC puede

permanecer por un período de dos meses.

4.1.2 Preparación del sorgo para propagación del micelio.

Se dejó remojando aproximadamente 4 Kg. de sorgo en agua destilada durante24 horas. Este mismo día se lavaron las botellas con jabón neutro y agua destilada,

posteriormente se dejaron secando en el horno durante un día. Al día siguiente, se

cocinó el sorgo durante 30 minutos, se escurrió y se dejó enfriar (Figura 1). Luego se

llenaron ¾ partes de cada botella con sorgo, se taparon con algodón (Figuras 2 y 3), se

recubrieron con papel celofán transparente, se sujetaron con una liga y se cubrieron

con papel aluminio. Finalmente, se colocaron las botellas en el autoclave por una hora.



15

Figura 1, 2 y 3. Sorgo escurriéndose luego de ser cocinado durante 30 minutos y

la preparación de las botellas a inocular con el micelio del hongo

Shiitake.

4.1.3 Inoculación del sorgo.La inoculación se realizó en un cuarto limpio, preferiblemente en una cámara de

flujo laminar. El inoculador debe de mantener la asepsia durante el proceso, debe

lavarse las manos con agua, jabón y alcohol etílico al 70%. Los materiales con los que

se van a trabajar (botellas con sorgo, alcohol etílico al 70%, cepa, cuchilla, mechero)

deben encontrarse en la cámara. Se asperjó la cuchilla con alcohol y se flameó antes

de cada corte e inoculación. Se destapa la caja petri, se introduce la cuchilla y se corta

un trozo de 1cm. Se abre la botella con el sorgo, se flamea la boca, se introduce el

corte y se tapa con la mecha, el celofán y el papel aluminio. Este proceso se repite

hasta terminar de inocular todas las botellas preparadas. Por último, se coloca en la

incubadora o un lugar oscuro a temperatura ambiente durante 15 días. Como se

muestra en la figura 4, el sorgo deberá quedar colonizado con el micelio del hongo

Shiitake.

Figura 4. Micelio del hongo Shiitake inoculado en el sorgo.



16

4.2 PREPARACIÓN E INOCULACIÓN DE TRONCOS.

Se evaluaron 3 tipos de madera: Melina (Gmelina arborea ), Eucalipto (Eucaliptus

camaldulensis ) y Sotacaballo. (Zygia latifolia).

Los troncos deben presentar condiciones óptimas para el desarrollo del hongo,

por ejemplo debe estar libre de pudriciones, agujeros o plagas ya que en este estado el

tronco es más susceptible al ataque de otras plagas como hormigas y comején (Figura

5). Se deben escoger troncos recién cortados por el alto porcentaje de humedad que

poseen; estos deben limpiarse con un cepillo y agua para eliminar el musgo y ramas

pequeñas. Si los troncos presentaran alguna herida esta debe ser sellada con la cera

de abeja para que no se de ningún problema de contaminación durante el proceso de

crecimiento.

Figura 5. Troncos seleccionados para la inoculación del micelio.

El lugar en el que se debe realizar la inoculación debe ser amplio, limpio y bajo

techo. Como se muestra en la figura 6, para hacer los agujeros se va a usar un taladro

con una broca de 11/2 pulgada de largo por 1/2 pulgada de grosor, los agujeros nodeben ser de más de 3 cm de profundidad. La broca debe ser esterilizada cada vez que

se realice una perforación en el tronco, sumergiéndola en alcohol etílico al 70% y

flameándola posteriormente.



17

Figura 6. Perforación del tronco de Sotacaballo para la inoculación.

Después de realizar cada agujero, este debe inocularse inmediatamente,

agregando el sorgo hasta llegar al borde del hoyo (al ras de la superficie) este proceso

se puede observar en la figura 7,8 y 9, luego se utiliza un hisopo de esponja esterilizada

para sellarlo con cera de abeja derretida para evitar la contaminación por agentes

externos (Figura 10 y 11). Es importante mencionar que durante el proceso se debe de

esterilizar la espátula antes de cada inoculación y evitar el menor contacto con la

superficie del tronco.

Figuras 7, 8 y 9. Proceso de inoculación con el micelio del hongo Shiitake del

tronco de Sotacaballo.



18

Figuras 10 y 11. Sellado de hoyos con cera de abeja y tronco de eucalipto

después de inoculado y sellado.

La cantidad de agujeros por tronco va a depender del diámetro del mismo, sin

embargo el promedio para un tronco de 1m de largo es de 7 agujeros por fila y de 5 a 6

filas por tronco (generalmente siembra 5cm entre surco o fila y 14cm entre agujero).

4.2.1 Ubicación de los troncos

Luego de inoculados los troncos estos deben colocarse en un lugar con buena

ventilación, alta humedad y baja luminosidad. Es importante mencionar que los troncosno pueden estar en contacto directo con el suelo esto para reducir el riesgo de

contaminación, lo ideal es colocarlos en una estructura de metal (Figura 12) que

permita que el tronco se encuentre durante los primeros meses de crecimiento en

posición horizontal y antes de la fructificación en posición vertical.

Figura 12. Estructura metálica donde se colocaron los troncos una vez

inoculados.



19

4.3 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO DE ASERRÍN Y NUTRIENTES CON Y SINEM.

La elaboración del sustrato se realizó con 100 Kg. de aserrín, 5 Kg. de salvado

de arroz, 2 Kg. de azúcar granulada, 5 Kg. de carbonato de calcio, 200 gramos de

sulfato de magnesio con 7 aguas y 1 Kg. de sulfato de calcio (Ver Anexo 4, figura 3, 4 y5). . Como se observa en el anexo 4 en las figuras 6,7 y 8, con todos estos materiales

se elaboró una mezcla homogénea con una humedad del 50- 60 %. Se separó el

aserrín en dos lotes de 50 Kg. y se agregó agua con EM activado al 2% a uno de ellos y

al otro solo agua. En ambos casos, la humedad se ajustó entre 50 y 60%.

Seguidamente, se llenaron las bolsas de polipropileno con un 1 Kg., del sustrato de

aserrín con EM al 2% y sin él, asegurándose que quedaran bien compactadas.

Posteriormente, se esterilizaron las bolsas en un autoclave para proceder a inocularlas

una vez que estuvieran frías (Ver Anexo 4, Figura 9).

Para la inoculación se abrieron las botellas que contenían el micelio (Anexo 4,

Figura 10). Se prepararon las bolsas con el sustrato para que estas no permanecieran

por mucho tiempo expuestas a la contaminación. Con un asa, previamente esterilizada

y flameada con alcohol etílico al 70%, se depositaron aproximadamente 10 gr. del

micelio en cada bolsa con sustrato. Luego se taparon las bolsas inoculadas con papel

periódico previamente autoclavado y secado, asegurándose el cierre con una liga en la

parte superior de cada bolsa.

4.3.1 Selección del sitio para la fructificación

La selección del lugar se hizo tomando en cuenta las mejores condiciones para

el desarrollo del micelio. Las bolsas con el micelio se colocaron en un vivero ubicado en

las instalaciones de las residencias estudiantiles. La infraestructura usada fue muy

sencilla .Entre los materiales empleados están: madera, zarán y un techo de plástico.Las bolsas se colocaron sobre unas mesas hechas de hierro.



20

5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN

5.1 PRODUCCIÓN EN TRONCOS

Al realizar el primer muestreo a las 12 semanas de haber inoculado los troncos,

los micelios que lograron desarrollarse fueron los que se inocularon en los troncos de

Eucalipto. Esto se puede observar en el la Figuras 13 y 14, donde se muestra, en un

corte transversal, la expansión del micelio (color blanco) hacia el centro del tronco y una

vista de la colonización en el extremo izquierdo del tronco. Cabe resaltar que en el

Sotacaballo y la Melina el micelio no logró establecerse por el ataque de insectos que

penetraron la capa de cera y consumieron el sorgo inoculado (Figura 15 y 16).

Figuras 13 y 14. Corte y vista transversal de tronco de Eucalipto mostrando el

desarrollo del micelio del hongo Shiitake a las 5 semanas de inoculado.

El desarrollo del micelio en los troncos de Eucalipto puede obedecer a su efecto

alelopático. Espinosa, (1996) hace referencia a que las hojas y cortezas de estos

árboles contienen numerosos ácidos fenólicos, flavonoides, taninos y monoterpenoides

los cuales tienen propiedades fitotóxicas e insecticidas. Además menciona que estos

compuestos aleloquímicos se pueden liberar naturalmente de todo tipo de tejidos del

tronco, ya sean vivos o muertos, y su capacidad de liberación depende de la parte del

árbol así como de la especie del mismo. Por esta razón, puede ser, que el ataque de



21

hormigas y tijeretillas no afectó directamente al desarrollo del micelio en los troncos de

Eucalipto.

Figuras 15 y 16. Ataque de insectos en troncos de Melina y Sotacaballo.

Otro factor que pudo evitar el crecimiento del micelio son las condiciones

climáticas, ya que durante la etapa de incubación los troncos estuvieron expuestos a

grandes variaciones del clima. Esto puede deberse a que a mediados del mes de junio,

según los datos obtenidos en la estación meteorológica de la Universidad EARTH, hubo

10 días continuos de sequía por lo que los troncos de Melina y Sotacaballo, pudieron

haber perdido un alto porcentaje de humedad. Según Davis (1995), el contenido óptimo

de humedad de los troncos debe estar entre 40 y 45 %. Si es menor al 40% el

crecimiento del micelio se verá reducido y si es menor al 20%, el micelio no podrá

crecer.

Posteriormente a esta sequía vino una temporada de lluvias cortas de alta

intensidad, por lo que el golpe de las gotas de lluvia posiblemente hizo que muchos de

los sellos de cera se aflojaran y cayeran permitiendo la contaminación del micelio y

facilitando la entrada de insectos.

Durante la etapa de inoculación, dos troncos de Sotacaballo y uno de Melina se

contaminaron, esto fue evidente a los dos día de inoculados tras la formación de unas

esporas de color negro alrededor de cada hoyo. Esto pudo deberse a errores cometidos

durante el proceso metodológico como una inadecuada esterilización de los

instrumentos utilizados o un mal sellado de los troncos.



22

5.2 ESTABLECIMIENTO DEL HONGO SHIITAKE EN BOLSAS DE ASERRÍNINOCULADAS CON NUTRIENTES

En la figura 17, se puede observar el aumento de las bolsas de aserrín con un

desarrollo del más del 50% del micelio del hongo Shiitake durante las 8 semanas de

evaluación. Cabe destacar que el tratamiento sin EM al 2% tuvo al final de laevaluación 6 bolsas más que el tratamiento con EM al 2%(Ver Anexo 4, Figura 1 y 2).

Suponemos que esto se dio porque el EM retardó el desarrollo del micelio. Esto pudo

suceder porque cuando se aplicó al sustrato de aserrín el EM, éste originó una mayor

cantidad de microorganismos, los cuales no se eliminaron definitivamente en el proceso

de esterilización quizás por no haber dejado el sustrato el tiempo necesario en el

autoclave, por lo que a la hora de la inoculación, el micelio tuvo que competir con otros

microorganismos para poder establecerse.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

1 2 3 4 5 6 7 8

Semanas evaluadas

B o l s a s c o n

m á s d e l 5 0 %

d e

m i c e l i o d e s a r r o l l a d o

Con EM al 2% Sin EM

Figura 17. Número de bolsas de sustrato enriquecido con nutrientes con más del50% del desarrollo del micelio del hongo Shiitake en un tratamiento con

EM al 2% y uno sin EM, evaluado durante 8 semanas.



23

Otro factor importante es que durante el proceso de compostaje, la máxima

temperatura que alcanzó el sustrato con EM al 2% fue de 44°C y para el sustrato sin

EM, la temperatura alcanzada fue de 49°C. En este último tratamiento se pudo dar una

mayor eliminación de microorganismos lo que facilitó el proceso de esterilización del

sustrato a pesar de no haberse realizado durante el tiempo adecuado; en cambio, en el

primer tratamiento, al alcanzar una temperatura menor, puedo ser que los

microorganismos resistieran esta temperatura y que durante el proceso de esterilización

no se eliminaran totalmente y compitieran con el micelio. Esto podría explicar, en parte,

la razón por la cual el número de bolsas desarrolladas en el caso del sustrato con EM al

2% fue menor que en el tratamiento testigo (sin EM).

A pesar que se obtuvo una baja cantidad de bolsas con más del 50% del micelio

desarrollado (14 para el tratamiento sin EM y 8 para el tratamiento con EM al 2%) cabe

destacar que aún se encuentran en etapa de crecimiento 12 bolsas para el tratamiento

sin EM y 7 bolsas para el tratamiento con EM al 2%, esto se debe a que el micelio no

tiene el mismo comportamiento a la hora de desarrollarse en cada bolsa por lo que

puede tener diferencia de tiempo de desarrollo entre bolsas del mismo lote.

En cuanto a los resultados obtenidos por la contaminación de las bolsas de

sustratos enriquecidos con nutrientes en los dos tratamientos durante 8 semanas de

evaluación, se obtuvo por medio de la regresión lineal de los resultados (Figura 18) que

el número de bolsas contaminadas por semana, en el tratamiento con EM al 2%, es de

cinco en promedio, asimismo se puede observar en la ecuación del tratamiento sin EM

que se contaminaban tres bolsas por semana, sin embargo, al no existir diferencia

significativa se puede decir que cualquiera de los dos métodos se pudieron contaminar

durante el proceso por las mismas razones.



24

y = 4.8571x - 0.1071

R2

= 0.9317

y = 2.9643x + 1.7857

R2 = 0.8982

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0 2 4 6 8 10

Semanas

C o n t a m i n a

d a s

Tratamiento sin EM Tratamiento con EM

Linear (Tratamiento con EM) Linear (Tratamiento sin EM)

Figura 18. Número de bolsas que se contaminaron durante el proceso de

desarrollo del micelio del hongo Shiitake en tratamiento con EM al 2% y

tratamiento sin EM durante 8 semanas.

Como se mencionó anteriormente, en ambos tratamientos hubo una altaincidencia en la contaminación de las bolsas inoculadas. El primer factor que pudo ser

el causante de esta contaminación es el insuficiente tiempo (60 minutos) de

esterilización del sustrato en la autoclave, ya que según la investigación realizada por

Cisterna (2004) donde compara las ventajas y desventajas de la esterilización y

pasteurización para sustratos en el cultivo de hongos, menciona que para el Shiitake se

debe realizar una esterilización en autoclave a una temperatura de 121°C durante 90-

150 minutos. También durante el proceso de esterilización por la alta temperatura y la

presión a las que se sometieron las bolsas, se pudieron crear micro perforaciones que

permitieron la entrada de agentes contaminantes. Además, algunas bolsas se pegaron

entre sí, por lo que a la hora de separarlas existió la posibilidad de que se formaran

pequeñas fisuras. Otro factor que pudo aumentar la posibilidad de contaminación es la

falta de práctica para la inoculación, que se vio reflejada en un lento procedimiento, que



25

aumentó el tiempo de exposición del inóculo y del sustrato con los microorganismos del

medio, al mismo tiempo, se pudo dar una mala esterilización de los instrumentos

contaminando el sustrato entre cada inoculación realizada.

Por último, en el campo se dio la contaminación de tres bolsas debido a que la ligase reventó esto pudo obedecer a las altas temperaturas a que fueron expuestas en el

autoclave por lo que el papel periódico se cayó, permitiendo la entrada de otro tipo de

microorganismos.



26

6 CONCLUSIONES

De las tres maderas evaluadas, el eucalipto es la única especie que permitió el

establecimiento y desarrollo del micelio del hongo Shiitake en el TrópicoHúmedo.

La utilización de EM al 2% en el compostaje del sustrato de aserrín, no tuvo

ninguna diferencia significativa en el efecto en el desarrollo del micelio del hongo

Shiitake en comparación con el tratamiento sin EM.

La contaminación de las bolsas fue muy alta en ambos tratamientos durante el

proceso de establecimiento del sistema, por lo que la eficiencia del mismo es

baja.

Durante el establecimiento del sistema en troncos de madera surgieron factores

externos, principalmente climáticos, que no pudieron ser controlados, por lo que

estos, en determinado momento, afectaron el desarrollo adecuado del micelio.



27

7 RECOMENDACIONES

El sorgo para el establecimiento del micelio debe ser cocinado durante 30 minutos

máximo, para evitar que pierda su estructura y para facilitar su manejo durante la

inoculación.

Para la inoculación de los troncos de madera se recomienda evaluar el uso de otros

sustratos tales como el aserrín con semolina de arroz o trigo para facilitar el sellado

de los agujeros en donde se realiza la inoculación.

Las botellas de vidrio utilizadas en la propagación del micelio deben tener la boca de

un diámetro mayor que facilite la extracción del inóculo.

Se recomienda utilizar parafina, en lugar de cera de abeja, para el sellado de los

hoyos en los troncos, debido a que este material es más resistente al golpe de la

lluvia y al ataque de los insectos.

Es importante que los materiales (bolsas, ligas y argollas plásticas) que se vaya a

esterilizar en el autoclave sean resistentes a las altas temperaturas a las que se

someten, ya que muchas veces estos reducen su tamaño original.

Se recomienda el uso de pabilo para cerrar las bolsas después de ser inoculadas,

ya que las ligas se rompen con facilidad.



28

8 BIBLIOGRAFÍA CITADA

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Cisterna, C. 2004. Esterilización vs pasteurización en sustratos de cultivo (en línea).Micotec Talca, CL. Consultado 10 oct. 2005. Disponible enhttp://www.micotec.cl/Pasteurizacion_vs_Esterilizacion.pdf

Chang, S; Miles, P. 2004. Mushrooms: cultivation, nutritional value, medicinal effect, andenvironmental impact. 2 ed. Boca Ratón, US. 464 p.

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México, MX; Universidad Nacional Autónoma. Consultado 10 oct. 2005.Disponible en http://www.socbot.org.mx/publicaciones/boletin/bolres58e.html

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Vicobos. Sección de nutrición: las setas y el hombre (en línea). s.n.t. Consultado 27mar. 2005. Disponible en

http://usuarios.lycos.es/vicobos/nutricion/setas/setas3.html



9 ANEXOS



33

Anexo 1. Valor nutricional por cada 100 gr. De hongo Shiitake:

39 calorías

15-35% proteínas

7.3 g. carbohidratos0.8 g. fibra

0.8 mg. tiamina (53% cdr)

0.5 mg. riboflamina (29% cdr)

5.5 mg. niacina (27.5% cdr)

Alto contenido en vitamina D (200iu. 50%)

Anexo 2. Constituyentes Activos del Shiitake

Los principales componentes químicos del hongo, son los siguientes:

Eritadenina Hipolipidémico

C-1-2 (polisacárido) Inmunoactivo

Lectina Inmunoactivo

Lentinan (poliacárido) Inmunoactivo

Emitanina (polisacárido) Inmunoactivo

EP3 (lignina) Antiviral, inmunoactivoKS-2, KS-2-B Antiviral, inmunoactivo (péptido) antibacterial

Poli ribonucleótidos Inmunoactivo

Ac2p (polisacárido) Antiviral

FBP (proteína) Antiviral

Thioprolina (TCA) Eliminador de nitritos (aminoácido)



34

Anexo 3. Clasificación biológica del hongo.

Reino: Fungi

División: EumycotaSub-división: Basidiomycota

Clase: Hymenomycetes

Sub-clase: Holobasidiomycetidae

Orden: Agaricales

Familia: Tricolomataceae

Género: Lentinula

Espécie: L. edodis

Anexo 4. Fotos.

Figura 1. Colonización del micelio del Hongo Shiitake en la bolsa del tratamiento sin

EM.



35

Figura 2. Colonización del micelio del hongo Shiitake en la bolsa del tratamiento con EMal 2%.

Figura 3. Aserrín utilizado para la elaboración del sustrato enriquecido con nutrientes.



36

Figura 4. Aplicación de los nutrimentos al aserrín.

Figura 5. Mezcla del aserrín con los nutrimentos.



37

Figura 6. Aplicación de agua al aserrín.

Figura 7. Mezcla para homogenizar la humedad en el sustrato.



38

Figura8. Cubierta plástica para proteger el sustrato durante el proceso de compostaje.

Figura 9. Bolsas esterilizadas con sustrato de aserrín enriquecido con nutrientes.

Figura 10. Inoculación de las bolsas de aserrín con el micelio del hongo Shiitake.

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