Departamento de Fisiología

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UT III SESIÓN 4

Índice glucémico. Metabolismo y control de la glucemia

Objetivo general:

El alumno comprenderá los procesos implicados en el metabolismo de la glucosa y su

regulación por el sistema endocrino para mantener la glucemia en rangos normales.

Objetivos específicos:

• Interrelacionar los procesos digestivos y endocrinos involucrados en la regulación

de la homeostasis de la glucemia

• Conocer las principales hormonas del sistema endocrino para la regulación de los

niveles de glucemia

• Entender el concepto de índice glucémico y carga glucémica

• Aprender a usar el glucómetro, su aplicación y análisis los resultados

• Diseñar un experimento, analizar e interpretar los resultados.

Resultados de Aprendizaje.

• El alumno entenderá los conceptos de índice glucémico y carga glucémica

• El alumno entenderá los determinantes de la glucemia y sus mecanismos de

regulación.

Cuestionario.

1. Definir los siguientes términos: insulina, glucagón, postprandial, hiperglucemia,

hipoglucemia, resistencia a la insulina, índice glucémico, carga glucémica, diabetes.

2. Describir cuáles son los valores normales de glucemia y cómo se mantienen.

3. Realizar un esquema de los mecanismos para la liberación de insulina por el páncreas

4. Mencionar cómo ejercen sus efectos la insulina y el glucagón y describir cuál es el

resultado de la activación de sus receptores en los órganos blanco.

5. Discutir qué importancia tiene mantener un nivel adecuado de glucosa de forma aguda y

crónica.

6. ¿Cómo se relacionan las complicaciones de la diabetes con la hiperglucemia y el

hiperinsulinismo?

7. ¿Cuáles son las manifestaciones clínicas de una hiperglucemia y de una hipoglucemia y

cuáles pueden ser causas de cada una?

8. ¿Por qué puede haber glucosuria en un paciente diabético?

9. ¿Cómo funciona un glucómetro?

10. ¿Cuáles son los criterios diagnósticos para diabetes?

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Introducción

Mantener niveles adecuados de glucosa en sangre (75-100 mg/dl) es fundamental para

mantener una buena homeostasis del organismo. Niveles bajos de glucosa pueden producir

alteraciones cognitivas, pérdida de la conciencia, convulsiones y eventualmente la muerte,

entre otros. Niveles crónicamente elevados de glucosa pueden producir daño en múltiples

sistemas siendo los principales: cardiovascular, renal, nervioso, inmunológico, entre otros.

El consumo de alimentos es necesario para mantener una fuente de glucosa. Tras consumir

un alimento, los niveles de glucosa en sangre se elevarán y requerimos sistemas de control

para detectar dichos cambios, y realizar los ajustes necesarios para mantener la glucemia

dentro de niveles normales. La glucemia postprandial depende de diversos factores

incluyendo el tipo de comida, los mecanismos de absorción y variaciones propias de cada

individuo. En un intento de predecir el efecto de diferentes alimentos sobre el cambio en la

glucemia postprandial, Jenkins y Wolever propusieron usar el índice glucémico (IG), que

cuantifica la respuesta glucémica ante un alimento (consumido en una cantidad fija y

sin combinar) que contiene la misma cantidad de carbohidratos que un alimento de

referencia (50g de glucosa). Este índice refleja que tan rápido se digieren y absorben los

carbohidratos. La glucosa tiene el máximo índice glucémico y se le asigna un valor de 100.

La curva de cambios en la glucemia producida por otros alimentos es comparada con la

producida por 50g de glucosa para obtener su índice glucémico (Ver Figura 1). Existen

alimentos con alto, mediano o bajo índice glucémico.

Dado que normalmente no se consumen los alimentos en cantidades fijas y sin combinar se

propuso usar un parámetro llamado carga glucémica (CG). Para calcular la carga glucémica

se considera la siguiente fórmula:

CG = índice glucémico (contenido total de carbohidratos (g) - contenido de fibra (g))/100

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Por ejemplo: Una ración de un plátano tiene un índice glucémico de 50 aproximadamente y

contiene aproximadamente 24 g de carbohidratos, de los cuales 3g son fibra. Por lo tanto, la

carga glucémica de un plátano es: CG = 50 * (24-3) /100 da como resultado 10.5.

Conocer el índice glucémico o la carga glucémica de los alimentos puede ser importante en

el manejo de enfermedades como la diabetes, donde se prefieren alimentos que no produzcan

cambios tan drásticos en los niveles plasmáticos de glucosa. Además, estos valores se

relacionan íntimamente con la glucemia y con la insulinemia postprandial.

Además de que la glucemia postprandial difiere de acuerdo con los alimentos que

consumimos, existe una gran cantidad de hormonas que mantienen la homeostasis de la

glucosa en sangre. Una de estas es la insulina, una proteína sintetizada por las células beta

pancreáticas, que se secreta después de consumir una comida rica en hidratos de carbono y

permite una rápida captación, almacenamiento y aprovechamiento de la glucosa por casi

todos los tejidos, principalmente: musculo, tejido adiposo e hígado. Cuando falta insulina los

procesos relacionados con la degradación de los lípidos y su uso con fines energéticos se

estimulan. Dentro de las principales hormonas contra reguladoras de la insulina se encuentran

el glucagón secretado por las células alfa del islote pancreático, el cortisol, secretado por la

glándula suprarrenal y la adrenalina sintetizada en la medula suprarrenal, las cuales aumentan

los niveles de glucosa en sangre, y activan la utilización de las reservas energéticas en el

organismo, generando disminución en los efectos de la insulina a nivel periférico.

En esta práctica se realizarán dos actividades

1) Actividad: Respuesta glucémica ante un alimento

2) Actividad: Simulador en computadora sobre el papel de la Insulina en el control de la

Glucemia.

Materiales:

1. Datos ya recopilados de un estudio previo donde se evaluó la glucemia tras la ingesta

de diferentes alimentos.

2. Muestras de “suero” de participantes del estudio (se proporcionarán).

3. Glucómetro y las tiras reactivas (se proporcionarán).

4. Computadoras con el programa PhysioEx Instalado.

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ACTIVIDAD 1: Respuesta glucémica ante un alimento

En un estudio para investigar el efecto sobre la glucemia que tenían diferentes alimentos,

se seleccionaron voluntarios, se dividieron en grupos a quienes se les pidió ayunar por un

periodo de 10 horas y una vez transcurrido el ayuno se les dieron diferentes alimentos.

Grupo 1: 250 ml de bebida energética y dos “poptars” de Kellogs.

Grupo 2: Bagel con 2 cucharadas de crema de cacahuate, y un plátano.

Grupo 3: 200 gramos de jamón y 120 gramos de queso Oaxaca.

A continuación, se dan las características nutricionales de cada tratamiento. Nótese que las

calorías totales son muy parecidas.

A en la siguiente página se proporcionan las determinaciones de la glucemia para cada grupo,

tanto en ayuno y a diferentes tiempos tras la ingesta de los diferentes alimentos.

Registro de glucemia a diferentes tiempos postprandiales tras diferentes tratamientos

Grupo 1

S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10

Ayuno 79 103 107 101 109 72 95 77

30 min 129 93 92 87 77 152 166 135

60 min 108 158 141 128 154 175 135 118

2 hrs. 105 143 116 105 146 145 109 114

Grupo 2

S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10

Ayuno 86 79 77 76 77 83 89 71

30 min 86 159 100 88 124 115 105 87

60 min 123 147 98 92 103 121 122 100

2 hrs. 112 91 89 101 86 115 120 114

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Grupo 3

S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 S9 S10

Ayuno 80 79 84 85 92 99 79 78

30 min 89 84 80 83 102 76 88 87

60 min 77 89 81 99 95 91 94 83

2 horas 80 91 82 94 79 86 85 78

Procedimiento:

1. Completa la tabla midiendo la glucemia en las muestras faltantes (S9 y S10),

proporcionadas por el departamento.

2. Identifica si existen alteraciones que sugieran un trastorno del metabolismo de los

carbohidratos en alguno de los participantes.

3. Calcula el promedio y la desviación estándar para cada tiempo dentro de cada grupo.

4. Evalúa por medio de una T. de Student si hay diferencias significativas entre: a) diferentes

puntos de tiempo de un mismo tratamiento, o b) entre diferentes tratamientos al mismo

tiempo.

5. Grafica los resultados.

6. Identifica en las gráficas cuál de los grupos recibió alimentos con carga glucémica alta,

baja y media.

Preguntas:

¿Cuáles son las bases fisiológicas que subyacen a estas diferencias?

¿En qué difieren los criterios de la ADA (American Diabetes Association), la Organización

Mundial de la Salud (OMS) y la Secretaría de Salud de México para determinar si hay

trastornos en el metabolismo de la glucosa?

¿Cómo se realiza una prueba de tolerancia oral a la glucosa y en que casos se indica

realizarla?

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ACTIVIDAD 2: Papel de las células beta pancreáticas en el control de la Glucemia

Las dos computadoras de los laboratorios tendrán en el escritorio una carpeta llamada

“PhysioEx 6.0”. Para hacer más dinámica la clase y trabajar en equipos, se sugiere que se

solicite a los alumnos traer otras computadoras y copiar dicho programa a sus computadoras.

Metodología.

Abra la carpeta con el nombre PhysioEx 6.0 ubicada en el escritorio de la computadora. Se

abrirá una pantalla con varios archivos, en la cual se debe dar clic en Start_PhysioEx6.0.

Abrirá una página de internet, posterior a aceptar los términos y condiciones, se observará

una ventana como la siguiente:

Seleccionar Menú principal (Main

Menu), para acceder a las

diferentes actividades que ofrece el

programa.

Dar clic en el punto 4 – Endocrine

System Physiology, Se observara

una ventana como la siguiente:

Dar clic en “Experiment” y

seleccionar la barra de “Insulin and

Diabetes-Part 1”

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En la primera parte del experimento aparecen:

Lado izquierdo:

Soluciones en frasco gotero con glucosa estándar, agua desionizada y enzima cromogénica

Tubo de ensayo vacío, y gradilla para tubos de ensayo con la numeración de 1 al 5

Del lado derecho:

Aparece un espectrofotómetro, el cual es uno de los instrumentos, que dentro de la

investigación se usa para medir diferentes cantidades de luz de diferentes longitudes de onda

absorbidas y transmitidas por una solución coloreada. Se usará para determinar cuanta

glucosa hay en las muestras de los diferentes tubos de ensayo con solución previamente

preparada.

Paso 1. Dar clic en el tubo de ensayo y arrastrar a la ranura 1 de la gradilla. Automáticamente

el distribuidor de tubos otorgara uno nuevo. Se debe de repetir la operación hasta llenar las 5

ranuras con los tubos de ensayo.

Paso 2. Dar clic en la cabeza del gotero del frasco con el nombre “glucose standar” y

arrástralo hasta el tubo de ensayo de la ranura número 1, automáticamente verterá solución y

regresará al frasco donde estaba. Se debe de repetir esta operación con los tubos de ensayo

restantes.

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Paso 3. Dar clic sobre la cabeza del gotero de frasco con nombre “deionized water” y

arrastrar hasta el tubo de ensayo no. 1, automáticamente se añaden gotas al tubo de ensayo y

el gotero regresa al frasco. Se debe repetir esta operación con los tubos de ensayo 2 al 4.

Paso 4. Dar clic en el botón “Mezclar” (mix), después en el botón “centrifuge” y

posteriormente en el botón “remove pellet”.

Paso 5. Seleccionar la cabeza del gotero del frasco con el nombre “enzyme-color reagent”

(reactivo enzimático para colorear) y arrastrar hasta el tubo de ensayo número 1. Repetir la

operación con los tubos de ensayo restantes (del 2al 5). Notara que se torna de color morado

el líquido contenido en los 5 tubos de ensayo.

Paso 6. Dar clic en el botón “incubate”

Paso 7. Dar clic en el botón “Set UP”. Esto dejara listo el espectrofotómetro para analizar

los tubos de ensayo.

Paso 8. Dar clic en el tubo de ensayo de la ranura 1 y arrastrar hasta el espectrofotómetro

(arriba del botón Set Up). El tubo automáticamente se colocará en el lugar.

Paso 9. Dar clic en el botón “ANALYZE”. Observara que en la gráfica de la derecha se grafica

un punto de color rojo, que corresponde a la medición de la densidad óptica obtenida del tubo

de ensayo número 1. Debe de dar clic en el botón “Record data”.

Paso 10. Dar clic en el tubo de ensayo analizado por el espectrofotómetro y arrastrarlo hasta

el lado izquierdo del simulador al “Test Tube Washer”

Paso 11. Repetir el paso 9 con los tubos de ensayo restantes (no.2 al no. 5)

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Paso 12. Una vez que el espectrofotómetro haya analizado los 5 tubos se registraran los

resultados y se debe de dar clic en “graph” para que nos muestre la curva estándar de

glucosa, esta gráfica nos ayudara para la parte II del experimento.

PARTE II. INSULINA Y DIABETES

En este experimento administrarás un fármaco que destruye las células beta pancreáticas y

posteriormente evaluarás el efecto de administrarles insulina.

Tendrás cuatro grupos:

Ratas controles a las que les aplicas una

inyección de solución salina.

Ratas controles a las que les aplicas una

inyección de insulina.

Ratas con destrucción de las células beta

pancreáticas a las que les aplicas una

inyección de solución salina.

Ratas con destrucción de las células beta

pancreáticas a las que les aplicas una

inyección de insulina.

Formula una hipótesis sobre como esperas encontrar los valores de glucosa en sangre

en cada uno de los grupos. Fundamenta tu respuesta.

Inicia el experimento:

Paso 1. Seleccionar “Experiment” de la barra superior del simulador y dar clic en “Insulin

and diabetes – Part 2”

En la pantalla del lado

izquierdo aparecerán dos

ratas experimentales, una con

el letrero de Control y otra

con el letrero de

Experimental. Al lado de

ellas 3 jeringas, marcadas con

el nombre de insulina,

solución salina, aloxan,

respectivamente. El aloxan es

un fármaco que destruye

selectivamente las células

beta pancreáticas. Abajo se mostrarán las ranuras enumeradas del 1-5, del dispensador de

tubos, y los botones de mezclar, centrifugar, remover que se mostraron en la parte I del

experimento. Del lado derecho de la pantalla se muestra el espectrofotómetro y botones

iguales a la Parte I.

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Paso 2. Dar clic en la jeringa con Solución Salina y arrastrar hasta la rata Control y soltar

para inyectar al animal

Paso 3. Dar clic en la jeringa de Aloxan hasta la rata Experimental y soltar para inyectar al

animal.

Paso 4. Dar clic en el tubo de ensayo del dispensador y arrastrar hasta la cola de la rata

Control, caerán tres gotas de sangre al tubo y después arrastrar el tubo hasta la ranura con el

numero 1

Paso 5. Dar clic en un nuevo tubo de ensayo del dispensador y arrastrar a la cola de la rata

Experimental, se verterán 3 gotas de sangre se arrastrará el tubo a la ranura con el numero 2

Paso 6. Dar clic en la jeringa de insulina y arrastrar hasta la rata Control y soltar para inyectar.

Paso 7. Repetir el paso 6 con la rata Experimental.

Paso 8. Obtener con tubos de ensayo nuevos muestras de sangre de la rata control y

experimental, y colocar en la ranura 3 y 4 correspondiente.

Paso 9. Dar clic en el botón “Obtain reagents”. (encima de las jeringas)

Al dar clic en el botón, desaparecerán las dos ratas y las jeringas y aparecerán 4 frascos

rotulados con el nombre de Agua desionizada, Hidróxido de Bario, Reactivo con enzima

cromogénica y Heparina respectivamente.

Paso 10. Dar clic en la cabeza del gotero del

frasco marcado como Deionized Water y

arrastrar hasta el tubo de la ranura número 1.

Repetir esta operación con todos los tubos de

ensayo.

Paso 11. Dar clic en la cabeza del gotero del

frasco marcado con el nombre Barium

Hydroxide y arrastrar hasta el tubo de ensayo

número 1, se añadirán gotas al tubo. Repetir

la operación con todos los tubos de ensayo.

Paso 12. Dar clic en la cabeza del gotero con el frasco marcado como Heparin y arrastrar

hasta el tubo de ensayo en la rendija número 1, se verterán gotas al tubo. Repetir la operación

con los todos los tubos de ensayo.

Paso 13. Seleccionar el botón de Mix, después pulsar el botón Centrifuge y posteriormente

dar clic en el botón Remove Pellet.

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Paso 14. Dar clic en la cabeza del gotero del frasco con el nombre Enzyme Color Reagent y

arrastrar hasta el tubo de ensayo de la ranura 1. Repetir la operación con todos los tubos de

ensayo. Dar clic en el botón Incubate.

Paso 15. Dar clic en el botón Set Up del espectrofotómetro, el cual activara el instrumento

para poder analizar los tubos de ensayo (como en la parte I del experimento).

Paso 17. Dar clic en el botón de Graph Glucose Standard. Aparecera la gráfica del

experimento I (curva standard)

Paso 18. Dar clic en el tubo de ensayo de la ranura número 1 y arrastrar hasta el

espectrofotómetro, el tubo se colocará en su lugar. Dar clic en el botón Analyze y aparecerá

una línea horizontal en la gráfica que corresponde a la densidad óptica medida para dicha

muestra.

Paso 19. Arrastra la línea roja (vertical en el lado derecho del espectrofotómetro) y observa

los cambios que ocurren en el Indicador de Glucosa (debajo del espectrofotómetro). ¿Qué

valor obtienes cuando se interceptan la línea horizontal con la curva estándar? En este punto

de intersección pulsa Record Data.

Paso 20. Dar clic en el tubo de ensayo que está en el espectrofotómetro y arrastrar al Test

Tube Washer. Dar clic en el botón Clear. Repita los pasos 18 a 21 con los tubos restantes.

Responde las siguientes preguntas:

1) Menciona otra forma para medir la glucemia, y explica cuál es el mecanismo para

hacer dicha medición

2) ¿Para qué se requiere hacer una curva estándar?

3) ¿Qué enzima crees que se puedo haber usado en este experimento? ¿Cuál es el papel

del hidróxido de bario?

4) ¿Qué esperarías ver si hicieras el mismo experimento, con ratas que tuvieran

resistencia a la insulina?

5) ¿Qué esperarías ver si en lugar de insulina inyectaras las siguientes hormonas:

glucagon, cortisol, noradrenalina?

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Resultados

Realiza un reporte de práctica de las dos actividades realizadas. Discute los resultados en

el contexto del papel de los sistemas endocrino, gastrointestinal y nervioso en regulación

de la homeostasis de la glucemia.

Referencias

• Guyton, A. C. y Hall, J. E. Tratado de Fisiología Médica. 13a Ed. Barcelona,

España. Editorial Elsevier Saunders, 2016.

• Ganong WF. Fisiología Médica. Mc Graw Hill - Lange, 25ª Edicion 2016.

• Boron W. y Boulpaep, E. Medical Physiology, 3a Ed., Philadelphia, Editorial

Elsevier Saunders, 2017.

• Mari K. Hopper and Luke W. Maurer, Adv Physiol Educ 37: 254–263, 2013

Jenkins DJ, et al. Am J Clin Nutr., 1981.