Manual Fisiologia 2011 1

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES ZARAGOZA

CARRERA DE MEDICO CIRUJANO

MANUAL DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA

Dr. Alejandro Malpica Vides Dr. Nicolás Avella Martínez Dr. Marcelo Álvarez Córdova

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PRÓLOGO

La compilación del presente manual es idea original del Mtro. Alejandro Malpica Vides, siendo Coordinador del Laboratorio de Morfología y Fisiología de los Sistemas, y actualmente Profesor de Asignatura B Definitivo por concurso de oposición, en Morfología y Fisiología de los Sistemas. En esta compilación tiene influencia sustancial, el paso del autor por las actividades del Laboratorio de Fisiología de Facultad de Medicina de la UNAM, en el año de 1974, así como también en el quehacer docente en el Laboratorio de Fisiología en la Facultad de Estudios Superiores Zaragoza UNAM, desde el año de 1979 La primera edición se realizo en 1985. El trabajo fue llevado a cabo por el Mtro. Alejandro Malpica Vides, El Dr. Nicoles Avella Martínez y el Dr. Marcelo Alvares Córdova; con la valiosa colaboración del los profesores, Guillermo Avella Martínez, Vicente Cárdenas Tovar, Raúl Morín Zaragoza. La segunda edición la realizo el Mtro. Alejandro Malpica Vides en 1999, con la valiosa colaboración del los profesores, Nicolás Avella Martínez, Marcelo Álvarez Córdova INTRODUCCIÓN Este manual pretende ofrecer a nuestros jóvenes estudiantes de la carrera de médico cirujano, una programación sistematizada de las actividades de laboratorio que se realizara en cada modulo y durante todo el año. Por la naturaleza misma de este manual y programa, que funcionará como una guía metodológica, el alumno buscara los fundamentos teóricos en la bibliografía recomendada en sus programas académicos, así como en los manuales de apoyo elaborados para este efecto por los profesores del área. En este manual, el alumno encontrara enumerados, conforme a un plan explicativo, todos los elementos de cada una de las prácticas, desde los objetivos y material, hasta los procedimientos en forma detallada. Las prácticas para cada uno de los siete módulos, han sido escogidas cuidadosamente, tratando de que estas cumplan con los objetivos básicos, apoyen a los elementos teóricos, auxilien a los alumnos a desarrollar sus capacidades psicomotrices, fomenten el espíritu de investigación a través de conocer y aplicar el método científico, inculquen y fomenten el espíritu multidisciplinario que caracteriza la filosofía de la carrera de médico cirujano. Para este efecto, cada una de las practicas a realizar, se encuentra encabezada por los objetivos específicos que se persiguen con la practica misma; una descripción clara y concisa de los pasos y actividades a realizar. Al final de las practicas correspondientes de cada modulo, se lleva cabo una sesión de integración de los conocimientos adquiridos, se

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discute su aplicación práctica y se profundiza en el tema. Además de este, se incluye un caso clínico, sencillo y conciso, dirigido para su discusión, con lo cual, el alumno recurre necesariamente a las fuentes bibliográficas, correlaciona los conocimientos adquiridos con la práctica clínica y se habitúa a la correlación multidisciplinaria de los elementos adquiridos. Para fomentar el interés por la actualización de los conocimientos y como una forma de lograr esta, en cada modulo, se revisa una publicación de reciente edición acerca de algún tópico relacionado con el modulo correspondiente. Índice Módulo: Piel y Músculo Esquelético Página

Actividad Manejo del fisiógrafo 4 Mecánica muscular 11 Transmisión neuromuscular 19 Electromiograma 23 Módulo: Respiratorio

Actividad Respiratorio 1 27 Respiratorio 2 33 Módulo: Cardiovascular

Actividad Transmisión del impulso cardiaco 37 Ciclo cardiaco 42 Electrocardiograma 45 Presión arterial y venosa, pulso, exploración precordial, experimento de Harvey

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Sangre 1 56 Sangre 2 60 Módulo: Digestivo

Actividad Propiedades del músculo liso 67 Módulo: Urinario

Actividad Examen general de orina 72 Diuresis en el hombre 76 Módulo: Nervioso

Actividad Reflejos en la rana 78 Reflejos en el hombre 86 Exploración de nervios craneanos 94 Electroencefalograma 98 Bibliografía 101

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LABORATORIO DE FISIOLOGÍA

EL FISIOGRAFO CPM INTRODUCCIÓN. Es un instrumento por medio del cual se pueden registrar una gran variedad de eventos fisiológicos, tanto en animales como en el hombre.

Este aparato permite el registro de hasta cuatro variables Fisiológicas simultánea mente con la adecuada elección del resto del equipo. E l registro simultáneo de diferentes fenómenos contemporáneos, facilita el análisis ce cada uno de ellos y de las relaciones temporales que guardan entre sí. Las relaciones temporales de los fenómenos inscritos pueden conocerse gracias al mecanismo de avance del papel.

Otra característica importante del fisiógrafo, es que se puede proyectar su registro una pantalla y que se le puede conectar en paralelo a otro fisiógrafo y así transmitir al segundo fisiógrafo, los registro que suceden en el primero DESCRIPCIÓN.- Está formado por cuatro canales, más un accesorio a la derecha en donde se puede colocar un estimulador, respirador o un desfibrilador.)

Presenta el botón de encendido general de color blanco (RECORD) que al presionarlo enciende un foco de color rojo ubicado en la parte superior de dicho botón. .En la parte inferior del botón descrito se localiza el botón para proyección

Cuenta con los siguientes dispositivos auxiliares: el selector de la velocidad del papel con l2 variables que van de (0.0025 cm/seg. hasta 10 cm/seg.); la pluma reloj que presenta señales de: 1, 5, 30 y 60 segundo y que da marcas hacia abajo; observamos un tornillo que presenta la imagen (tierra), que es donde se coloca el cable de tierra; vemos también la polea de arrastre la cual al presionarla a la izquierda hace que avance el papel.

Observamos a la derecha y en la parte inferior a cinco plumas inscriptoras, las cuatro primeras corresponden a cada uno de los canales antes mencionados. La quinta pluma esta en relación con el reloj marcador y que da señales hacia abajo dependiendo de donde este el selector del tiempo (1, 5, 30 y 60 segundos); a nivel de la quinta pluma inscriptora aparece un botón rojo que es el marcador de eventos y que da señales hacia arriba.

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COMPONENTES.- Cada canal consta de un TRANSDUCTOR, AMPLIFICADOR y un REPRODUCTOR El AMPLIFICADOR “7070” es de acoplamiento directo y puede aumentar varias veces la magnitud de la señal eléctrica sin distorsionarla. Presenta los siguientes controles y botones CONTROL DE POSICIÓN

Con este control seleccionamos la línea isoeléctrica o de trabajo, al girarlo hacia la derecha asciende la pluma inscriptora y al gIrarlo a la izquierda desciende

PALANCA DE POLARIDAD Aparece en el centro y siempre debe de marcar hacia lo (+).

CONTROL DE FILTRO Presenta las siguientes señales: 10 k , 100, 30, 10, 3 y 1. Este control regula el paso de la señal y al colocarlo en 10 k , significa que está abierto , el cual debemos de cerrar cuando recibimos una señal distorsionada haciéndolo girar hacia la izquierda.

CONTROL DE SENSIBILIDAD Presenta dos componentes el más grande se denomina MACROMETRICO el cual controla la amplificación de la señal en pasos de: 1000, 500, 200, 100, 50, 20, 10, 5 y 2 mv/cm.

El control denominado MICROMETRICO se localiza en el interior de anterior y modifica la señal en forma continua al girarlo hacia la izquierda

En su parte inferior presenta a la izquierda un botón rojo (POWER), este botón enciende al amplificador al presionarlo. A la derecha presenta un botón blanco (RECORD) que al encenderlo comunica al amplificador con el transductor o preamplificador y reproductor.

Además el amplificador presenta cuatro orificios; dos a la derecha (MON - OUT y AUX - OUT) que sirven para sacar la señal del fisiógrafo. Uno de los orificios de la izquierda (AUX - IN) se utiliza cuando se introduce una señal externa al canal.

El otro orificio de la izquierda presenta la señal ADJ, sirve para calibrar al amplificador a 3 cms., este procedimiento lo realiza el responsable del laboratorio, antes de la práctica

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Dependiendo del fenómeno en estudio el AMPLIFICADOR se acoplará a un PREAMPLIFICADOR o a un TRANSDUCTOR.

El PREAMPLICADOR, se usa cuando la variable es una señal Bio-eléctrica, por

ejemplo la toma del electroencefalograma o del electrocardiograma

EL TRANSDUCTOR, se usa cuando registramos la contracción muscular, la tensión arterial, los movimientos respiratorios, los movimientos intestinales, etc. El transductor se conecta al animal experimental o al sujeto. Su función es convertir el tipo de energía dada en una señal eléctrica proporcional que pueda manejar el amplificador.

Cuando utilicemos un transductor es necesario acoplarlo al amplificador por medio de un ACOPLADOR DE TRANSDUCTORES (7173) que por un lado acopla las resistencias del amplificador y del transductor, y por el otro, el acoplador de transductores proporciona el voltaje necesario para que funcione dicho transductor. Este voltaje se modifica con el control de balance.

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EL REPRODUCTOR Recibe La señal del amplificador y reproduce. Es el dispositivo que convierte la señal elaborada en alguna forma susceptible de ser recibida por los sentidos humanos. Y está representado por la plumilla inscriptora que se encuentra fija a un extremo de la bobina móvil de un galvanómetro y conectada por medio de un tubo de polietileno a un tintero

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MANEJO DEL FISIÓGRAFO GENERALIDADES.

1. Abra la puerta del chasis y saque el cable grueso de conexión y busque en la parte posterior del fisiógrafo el sitio de conexión y lleve el otro extremo del cable a la toma de corriente alterna.

2. Saque el cable delgado que es el de TIERRA , y coloque su punta en el tornillo que presenta la señal (tierra) , lleve el caimán a un tubo de agua

3. Presione el control del encendido general, el cual enciende el foco que se encuentra en la parte superior de dicho control.

4. Coloque el papel y llévelo hasta la polea de control 5. Seleccione la velocidad del papel a.05cm/seg 6. Ascienda el porta tintero con todo y tintero en un 50% sobre el nivel del fisiógrafo 7. Ejerza presión positiva sostenida en la bombilla del tintero y observe como fluye la

tinta en el tubo de látex hasta que aparezca en la punta de la pluma inscriptora USO DEL MIÓGRAFO “C” 1.- Presione el botón POWER para encender el Amplificador (7070) 2.- Con el control de POSICIÓN, seleccione la línea de trabajo o línea basal, que generalmente se deja en la parte media 3.-Con la asesoría de su profesor, conecte el miógrafo “C” al TRANSDUCER COUPLER (7173) 4.- Presione el botón RECORD, así conectará: el amplificador con el transductor y el reproductor

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BALANCE DEL CANAL 1.- Gire el control del MACROMETRICO de 1000 a 500, y así sucesivamente hasta llegar a 2 2.- Sí la pluma inscriptora se sale de línea basal escogida, regrésela con el control de BALANCE, que se localiza en el Transducer Coupler 3.- Gire el control del MACROMETRICO de 2 a 5, y así sucesivamente hasta llegar a 1000. Si la pluma inscriptora se sale de la línea basal, regrésela con el control de POSICIÓN, que se localiza en el Amplificador

CALIBRACIÓN DEL MIÓGRAFO “C” Esta calibración está sujeta al fenómeno a estudiar, pongamos un ejemplo:

Necesitamos que 50 gramos tenga un desplazamiento de 2.5 centímetros 1.- Colocamos el juego de pesas con 50 gr en el gancho del miógrafo “C” y observamos el desplazamiento de la pluma inscriptora. Si no se obtiene el desplazamiento deseado, retiramos el juego de pesas del gancho del miógrafo. 2.- Giramos el macrométrico a 500 y colocamos nuevamente el juego de pesas en el gancho del miógrafo “C” y observamos el desplazamiento de la pluma inscriptora. Si no se obtiene el desplazamiento pretendido, retiramos el juego de pesas del gancho del miógrafo. 3- Giramos el macrométrico a 200 y repetimos el procedimiento anterior. Si no logramos el desplazamiento de 2.5 cm, continuamos girando el macrométrico a 100, a 50 , a 20 de

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amplificación. En esta amplificación lo más probable es que cuando coloquemos el juego de pesas en el gancho del miógrafo “C”; el desplazamiento sea mayor a los 2.5 cm. 4.- Entonces giramos el control del MICROMETRICO, éste control gira en sentido anti-horario y es de desplazamiento continuo de esta manera lo colocamos exactamente en donde de los 2.5 cm. Corroboramos que al colocar el juego de pesas en el gancho del miógrafo “C” de exactamente los 2.5 cm. 5.- De esta manera tenemos ya BALANCEADO y CALIBRADO, nuestro canal y miógrafo “C” respectivamente y podemos conectar el dispositivo de la práctica. EL ARTE DE APAGAR EL FISIÓGRAFO. Una vez terminado de realizar todos los objetivos y variables de la práctica. Proceda de la siguiente manera: 1.- Si utilizó el MICROMÉTRICO .”Es el primer control que debe usted de cerrar” y para lograr esto gire el control en sentido del horario hasta que escuche un “clic.” 2.- Regrese el control del MACROMETRICO de la amplificación en donde realizó su práctica hasta la amplificación de 1000. 3.- Presione el botón de RECORD para apagarlo. 4.- Desconecte el cable de nueve vías del Transducer Coupler. 5.- Presione el botón de POWER para apagarlo. 6.- Con la tijera corte el hilo que conecta al dispositivo de la práctica con el miógrafo “C”. 7.-Descienda el porta tintero con el tintero hasta el fondo. Ejerza presión negativa en la bombilla del tintero y observe como fluye la tinta desde la punta de la pluma inscriptora hasta el tintero, recuerde que NO debe de quedar tinta en el tubo de látex. 8.- Presione el botón de encendido general y observe como se apaga el foco. 9.- Retire ordenadamente los cables de conexión y tierra y guárdelos en el interior del chasis.

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ACTIVIDAD: MECANICA MUSCULAR

OBJETIVOS

1. Analizar la actividad mecánica del músculo estriado esquelético. 2. Observar la respuesta al aumento de la tensión muscular. 3. El alumno encontrará el umbral de excitación por estímulo directo al músculo. 4. El alumno provocará una respuesta muscular simple y estudiará el conjunto de sus

características. 5. El alumno caracterizará el fenómeno de la escalera o treppe. 6. El alumno buscará una respuesta muscular máxima. 7. El alumno caracterizará la suma de contracciones. 8. El alumno caracterizará la contracción tetánica o tétanos completo e incompleto. 9. El alumno caracterizará la fatiga muscular.

LISTA DE MATERIAL POR EQUIPO Descripción Cantidad

Fisiógrafo 1 Soporte universal 1 Ajustador de tensión 1 Pesas de 100 grs. 1 Electrodos de aguja 2 Electrodos de vaina 2 Cable estimulador 1 Cable de 9 vías 1 Hilo delgado 15 cm. Hilo grueso 40 cm. Tabla para rana 1 Alfileres 2 Tachuelas 2 Rana 1 Rana 1 Estilete delgado 1 Estilete grueso 1 Ringer para rana variable Algodón variable

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PROCEDIMIENTO. ACTIVIDADES EN EL FISIÓGRAFO a. Se conecta el cable de tierra; de la terminal del fisiógrafo a una llave del suministro de

agua, o a un tubo del sistema de ventilación. b. Se conecta el fisiógrafo al contacto de suministro de corriente alterna y se activa el

botón de encendido general. c. Se coloca el papel, llevando el extremo libre hasta la polea de arrastre. d. Se purgan los tinteros, hasta que fluya una gota de tinta por la plumilla

correspondiente al canal que se utiliza. e. Se enciende el amplificador del canal, con el botón power (botón rojo), y con el canal

de posición se realiza una deflexión máxima y otra mínima que se identifica por un ascenso y descenso de la plumilla sobre el papel, se establece una línea basal sobre el trazo grueso del mismo.

CALIBRACIÓN DEL AMPLIFICADOR. a. El botón macrométrico del amplificador se dirige hacia la izquierda donde indica 3 cm.,

observando que la plumilla correspondiente se desplace 3 cm., hacia arriba, ¿si esto no ocurre? utilizamos el desarmador en la entrada ADJ, gire hasta obtener la distancia requerida.

b. Se regresa el botón macrométrico a 1000 y la plumilla debe recuperar la línea basal original, -si esto no ocurre-, corregir con el botón de posición.

c. Regresar el botón macrométrico a 3 cm., -si no ocurre así-, deberá repetir los pasos, a,b y c, antes descritos.

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BALANCE ACOPLADOR-TRANSDUCTOR. a. Para iniciar esta operación se instala el miógrafo en el soporte universal con el cable

de 9 vías hacia el canal de información (transducer coupler) b. Se inicia oprimiendo el botón blanco del amplificador. c. La plumilla correspondiente no debe moverse, -si esto ocurre-, se procede

nuevamente al balance del canal. d. El botón macrométrico se gira hacia la derecha, cifra por cifra, de 1000 a 2

pausadamente, observando el desplazamiento de la plumilla, cada vez que ésta sea mayor de 1 cm., recuperar la basal con botón de balance.

e. Si al realizar la operación anterior se observa vibración de la plumilla?, gire el botón del filter en sentido antihorario hasta obtener su estabilidad.

f. Después de llevar el indicador del botón macrométrico al número 2, se regresa pausadamente hasta llegar a 1000; si ocurre desplazamiento de la plumilla, corregir con el botón de posición.

g. Al llegar a la cifra de 1000, se apaga y se enciende el botón record (botón blanco) con lo cual no deberá moverse la plumilla

CALIBRACIÓN DEL TRANSDUCTOR a. Se calibra con un peso de 100 grs., los cuales desplazarán la plumilla 2 cm., hacia

arriba. b. Para lo anterior se emplea gancho y pesas con un total de 100 grs. c. Se aplica el peso en el gancho del miógrafo, con lo cual la plumilla se desplaza un

poco.

d. Gire el botón macrométrico a la derecha, poco a poco, hasta lograr los 2 cm. e. Si el desplazamiento rebasa los 2 cm., regrese y ajuste a 2 cm., con el micrométrico

en sentido antihorario. f. Al retirar las pesas la plumilla debe volver a la línea basal, -si no es así-, use el botón

de posición para ubicarla.

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ACTIVIDADES EN LA RANA LESIÓN ENCEFÁLICA

a. Tomar la rana con una toalla de papel para que ésta no resbale y colocarla sobre la

palma de la mano que va a sujetarla, quedando la rana en decúbito ventral en relación a la palma; después colocar su cabeza entre el dedo índice y medio, flexionando ésta en sentido ventral, de tal manera que forme un ángulo de 90 grados en relación al cuerpo.

b. Con el estilete duro se traza una línea imaginaria que pase por el plano sagital de la

cabeza de la rana y otra en sentido transversal que pase por atrás de las membranas acústicas, y en el lugar donde se cruzan ambas, se introduce la punta del estilete unos 2 mm. aproximadamente; en sentido perpendicular a la cabeza.

c. Posteriormente, manteniendo flexionada la cabeza la cabeza de la rana, el estilete se dirige en sentido cefálico y perpendicular al cuerpo, penetrando en la cavidad craneal

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para después realizar movimientos horizontales y verticales con lo que logra la destrucción del encéfalo.

LESIÓN DE MEDULA ESPINAL

a. El estilete delgado se introduce en el mismo orificio sólo que en esta ocasión en sentido caudal y perpendicular a la cabeza, introduciéndolo en el raquis la distancia necesaria para destruir la medula espinal.

a.- Ya descencefalizada, se coloca en decúbito ventral y se sujetan las cuatro extremidades a la tabla.

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b.-Se diseca la piel de la extremidad posterior de la rana.

c.-Se desinserta el músculo por su extremo distal y se sujeta con hilo delgado al gancho del miógrafo. La articulación de la rodilla se sujeta a la tabla con una tachuela.

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d.-La superficie del músculo debe mantenerse húmeda con ringer para rana.

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DINAMICA DE REGISTRO a. Para buscar el umbral por estímulo directo al musculo; el alumno utilizará electrodos

de aguja o de alambre.

b. Se introducen los electrodos al músculo en su tercio distal y proximal; se enciende la unidad estimuladora del fisiógrafo de donde proceden los electrodos y utilizando el mínimo de voltaje con estímulos simples y en forma progresiva se encontrará el umbral. La velocidad ideal del papel, es aquella que permita obtener un registro adecuado.

c. Para encontrar respuesta máxima, se inicia en forma progresiva, hasta observar que aún cuando se incremente el voltaje, no se modifica la amplitud de la respuesta.

d. Para observar el fenómeno de la escalera, utilizamos un número de estímulos máximos con ritmo inferior a la frecuencia utilizada para el tétanos.

e. Para observar las características de una respuesta simple, se recomienda utilizar un voltaje medio, entre el umbral y la respuesta máxima. Aumentar la velocidad del papel para aumentar la longitud del registro del evento lo suficiente para estudiar sus características.

f. Para observar el efecto de la tensión muscular., el alumno utilizará el ajustador de tensión. Considerando que cada vuelta del ajustador de tensión equivale a .5 cm. Al final de la prueba se eliminará el exceso de tensión.

g. Para observar el fenómeno de tétanos, se utilizarán estímulos continuos con voltaje similar para respuesta máxima, aumentando la frecuencia.

h. Cuando existen intervalos incompletos entre cada contracción muscular, se le denomina tétanos incompleto.

i. La fatiga muscular se aprecia, si la estimulación tetánica se prolonga por tiempo suficiente para que ocurra el fenómeno.

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ACTIVIDAD: TRANSMISIÓN NEUROMUSCULAR

OBJETIVOS

El alumno comprenderá los procesos de excitación y contracción muscular como resultado de acontecimientos bioquímicos y eléctricos que son conducidos por los nervios a los músculos.

El alumno analizará que es un estimulo umbral y subumbral. El alumno analizará que es un potencial de acción El alumno analizará que es una respuesta todo o nada.. El alumno encontrará el umbral por estimulación directa al nervio isquiático de la rana

y demostrará una respuesta máxima en un registro gráfico de la actividad muscular. El alumno analizará las propiedades fisiológicas de la sinapsis. El alumno analizará los fenómenos implícitos en la fatiga sináptica. El alumno analizará los efectos de la acetilcolina en la placa neuromuscular. El alumno analizará el efecto de sustancias como el curare y prostigmina, en la placa

neuromuscular. El alumno analizará el efecto de sodio, potasio, calcio, en la placa neuromuscular.

LISTA DE MATERIAL POR EQUIPO

Descripción Cantidad

Fisiógrafo 1

Soporte universal 1

Ajustador de tensión 1

Pesas de 100 grs. 1

Electrodos de aguja 2

Electrodos de vaina 2

Cable estimulador 1

Cable de 9 vías 1

Hilo delgado 15 cm.

Hilo grueso 40 cm.

Tabla para rana 1

Alfileres 2

Tachuelas 2

Rana 1

Miógrafo tipo C 1

Estilete delgado 1

Estilete grueso 1

Ringer para rana variable

Algodón variable

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varillas de vidrio 2

Algodón variable

toallas desechables variable

segmento de hule latex 1 cm,

Acetilcolina variable

Na, CaCl, KCl. Sol, 1 mol. variable

prostigmina.amp. 1 ml. 1 por gpo

pipetas pasteur 4

jeringa desechable de 1ml. 1 por equip

PROCEDIMIENTO

Ver, incisos de actividades en el fisiógrafo, calibración del amplificador, balance acoplador y calibración del transductor en la práctica de actividad mecánica muscular.

Ver, instrucciones para lesión del encéfalo de la rana . Ver, instrucciones para lesión de la médula espinal

Actividades en la rana Después de realizar lo anteriormente descrito, la rana se sujeta de sus cuatro

extremidades y en decúbito dorsal a la tabla. Con tijeras, pinzas de disección y varillas de vidrio, se diseca el músculo

gastrocnemio, se desinserta su extremo distal, y éste se sujeta con hilo delgado al gancho del miógrafo C. En éste tiempo se fija la articulación de la rodilla a la tabla por medio de una tachuela.

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Utilizando pinzas de disección y las varillas de vidrio, se procede a disecar el nervio

izquiático, (situado profundamente en la región dorsal del muslo); se aísla de los tejidos adyacentes por medio de unos trocitos de hule látex, lugar donde se colocarán los electrodos de vaina.

Se recomienda mantener húmeda la superficie del nervio y del músculo, con ringer para rana

DINAMICA DE REGISTRO

a. La velocidad del papel adecuada, será aquella que permita observar un registro ejemplar.

b. Para encontrar el umbral realice lo siguientes pasos: o Se utiliza el mínimo de voltaje (0.1, 0.2, 0.3 volts), duración 2 mseg.. y

estímulos simples. o Aumentar el voltaje paulatinamente en forma progresiva, hasta encontrar el

umbral. c. Utilizando otro juego de electrodos se busca el umbral en el músculo y se establecen

diferencias. d. Para encontrar la respuesta máxima, se estimula el nervio en forma progresiva hasta

observar que el voltaje no modifica la amplitud de la respuesta. e. Se deja un tiempo corto de reposo y se busca la respuesta máxima en el músculo

para establecer una correlación. f. Utilizando el voltaje de respuesta máxima, estímulos continuos durante un tiempo

suficiente y directamente al nervio, se encontrará la fatiga.

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g. Utilizar el mismo voltaje y el mismo tiempo de estimulación directamente al músculo y establecer y tomar nota de las diferencias.

h. Para observar los efectos de la acetilcolina u otra substancia sobre la placa neuromuscular, se realizan los siguientes pasos:

1.- Se registra una onda basal, se mide la amplitud, duración y voltaje. 2.- Se aplica 0.2 ml de acetilcolina sobre el nervio isquiático 3.- Se aplica el mismo voltaje de onda basal, en forma continua o simple y se mide amplitud, duración de la respuesta. 4.- Se deja reposar la preparación, algunos segundos y se registra una nueva basal 5.- Se deberán repetir los 4 pasos anteriores, cada vez que se aplique alguna sustancia 6.- Se inyecta 0.1 ml. de acetilcolina en el tercio medio del músculo. 7.- Se estimula el nervio con el voltaje basal, en forma simple o continua. 8.- 8.- Medir duración y amplitud de las ondas, estableciendo las diferencias. 9.- Para observar la respuesta a otra sustancia, se utiliza otro músculo.

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ACTIVIDAD: ELECTROMIOGRAMA OBJETIVOS

1. Analizar en un registro gráfico, la actividad eléctrica muscular. 2. Caracterizar una contracción isométrica. 3. Caracterizar una contracción isotónica. 4. Caracterizar el fenómeno de carga libre. 5. Caracterizar el fenómeno de carga ulterior. 6. Identificar en un registro gráfico, la actividad eléctrica provocada por las contracciones

agonista y antagonista



Fisiógrafo. 1

Cable SC 13. 2

Electrodos de disco. 6

Soporte universal. 2

Maskingtape Variable

Pasta electrolítica 1 tubo.

Alcohol 50 ml.

Algodón variable

Bandas de goma 2

ACTIVIDADES EN EL FISIÓGRAFO Ver actividades en el fisiógrafo, calibración del amplificador, en la practica de actividad mecánica muscular.

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Calibración acoplador-amplificador. Se utiliza un HI-GAIN COUPLER. Ganancia X 100. Constante de tiempo 0.3. Se conecta el cable SC 13 a la entrada del acoplador. El interruptor del acoplador (INPUT) se baja hacia (off/cal.) Se oprime el botón blanco del amplificador. Se gira hacia la derecha el botón blanco del amplificador, hacia donde indica 500. El interruptor de la izquierda del acoplador (cal) se dirige hacia donde indica (.1 mv.). Continúe girando el macro del amplificador hacia la derecha, hacia la siguiente cifra y

dirija el interruptor (cal) hacia (.1 mv.), repitiendo este procedimiento tantas veces sea necesario hasta que la plumilla se desplace 2.5 cm. En caso de interferencia en el registro, gire el botón del filtro del amplificador hacia la derecha, hasta que deje de vibrar la plumilla.

Si la plumilla llegase a rebasar los 2.5 cm., gire al micro del amplificador hacia el lado izquierdo, hasta ajustar que .1 mv. desplace la plumilla los 2.5 cm.

Cuando se inicia el registro se realizan los siguientes pasos: El interruptor (trace reset) se dirige hacia abajo. El interruptor (INPUT) se dirige hacia arriba (on) al mismo tiempo que el anterior.

Se activa la polea de arrastre. Si no se va a registrar en ese momento, apagar el botón blanco del amplificador

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ACTIVIDADES EN EL PACIENTE

Se utilizan de preferencia regiones musculares accesibles y voluminosas; puede ser la región braquial o la región del muslo.

La región donde se van a colocar los electrodos se limpian con alcohol, para retirar el exceso de grasa de la piel.

Se aplica pasta electrolítica sobre el disco y la piel para asegurar una mayor conducción.

Se fijan los electrodos a la región con una banda de goma. Se recomienda utilizar un electrodo en el tercio medio de la masa muscular y otro en

el extremo distal; un tercero (tierra) en la región del hombro


Se toma un registro basal antes de cada evento. Cuando se registra la acción agonista y antagonista se utilizan dos canales, dos

cables SC 13 y dos juegos de electrodos de disco, de la siguiente forma: Dos electrodos en el músculo agonista.

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Dos electrodos en el músculo antagonista. Dos electrodos a tierra Para registrar una contracción isotónica, la tensión muscular se mantiene constante, y

la longitud del músculo se modifica realizando un trabajo muscular. Para registrar una contracción isométrica, el músculo se dispone de tal manera que no

pueda acortarse, por la carga que se le aplica. Carga libre: a un sujeto de pie, se le pide colocar su antebrazo en un ángulo de 90º,

posteriormente se le aplica un peso de 5kg. aprox. en su mano y se le pide que levante o flexione la extremidad.

Carga ulterior: La extremidad del sujeto queda sobre una mesa, de tal manera que el bíceps esté relajado y todo el peso que se le aplique a la mano, recaiga sobre la mesa; posteriormente se le pide al paciente que flexione su extremidad.

NOTA.- Recordar que se debe registrar durante todo el evento

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ACTIVIDAD: RESPIRATORIO (PARTE 1) OBJETIVOS

1. Analizar los procesos fisiológicos involucrados en la actividad mecánica respiratoria. 2. Caracterizar los cambios que se presentan en las dimensiones torácicas y

abdominales que ocurren durante los movimientos respiratorios. 3. Analizar el efecto del aumento o disminución de la ventilación pulmonar, en la

respiración. 4. Caracterizará la prueba (aptitud cardio-respiratoria) del escalón de Harvard.



Cinta métrica 2

Regla de madera 1

Escuadra de madera 2

Cronómetro 1

Escalera o plataforma de 50 cm. de altura. 2

PROCEDIMIENTO En un sujeto en aparente reposo y de pie, determinar el diámetro torácico, utilizando

una cinta métrica a nivel del tercer espacio intercostal.

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Utilizando cinta métrica a nivel de la tercera costilla, determinar el diámetro torácico en

inspiración profunda y espiración profunda así como en superficial. Medir el diámetro transverso del tórax en reposo, colocando las escuadras tangentes y

perpendiculares al tórax, proximal a la región axilar. El desplazamiento transverso de las escuadras, equivale al diámetro transverso del tórax y se mide con una regla o cinta métrica situada frente a los vértices de ambas escuadras.

Utilizar el procedimiento anterior en inspiración y espiración profunda. Medir el diámetro ventro - dorsal del tórax en reposo, colocando una escuadra

tangente a la pared dorsal del tórax, y otra escuadra tangente a la anterior. El desplazamiento que sufren las escuadras en sentido ventro-dorsal se mide con una regla y equivale a el diámetro ventro-dorsal.

Utilizar el procedimiento anterior, ahora en inspiración y espiración profunda.

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Con una cinta métrica medir el diámetro abdominal en reposo y las modificaciones que este sufre durante la inspiración y espiración profunda.

Efecto de la ventilación pulmonar. Cuantifique las respiraciones por minuto en un sujeto en estado de reposo. Se le pide el sujeto que realice quince respiraciones profundas y consecutivas. Cuantifique el tiempo que hay desde el final de la última espiración, hasta el momento

en que se presenta la primera inspiración. Analice los procesos fisiológicos involucrados

Prueba del Escalón de Harvard. Propósito: Evaluar la tolerancia cardio-respiratoria... fundamento: La prueba del escalón de Harvard se fundamenta sobre el hecho de que

el tiempo de recuperación es un índice confiable para establecer la tolerancia aeróbica o aptitud cardiorespiratoria

Área de la Prueba: espacio grande. PROCEDIMIENTO:

Preparación para la prueba: Explicar el concepto fisiológico de la prueba del escalón al participante. Lectura y firma de la hoja de enterado del significado de la prueba Preparar las hojas para vaciar los datos obtenidos de la prueba del escalón. Previo reposo de 3 a 5 minutos. Tome la presión arterial y frecuencia

cardiaca en reposo Preguntar al participante, si está lista para llevar a cabo la prueba. Caracterizar la forma correcta de subir y bajar el escalón. Iniciando siempre

con el mismo pie. Se requiere una extensión completa las piernas al estar arriba del escalón. Mantener los brazos a los lados del cuerpo durante la prueba.

Se instruye al participante a subir y bajar el escalón en un conteo de cinco tiempos:

30

Es importante que el participante practique la secuencia correctamente para cada tiempo:

Hombres 2 segundos para cada ejecución (30 veces por min)

Mujeres 2.5 segundos para cada ejecución (24veces por min)

Se deberá corroborar la secuencia correcta de cada ciclo.

DINÁMICA

Se da inicio a la prueba:

El sujeto que realiza la prueba deberá subir una escalera, plataforma, escalón o silla de 50 cm.820 pulgadas) de altura (hombres) y 45 cm. (18 pulgadas) (mujeres).

Hombres: Suben y bajan el escalón 30 veces por minuto (2 segundos por cada ciclo completo), durante un período de 5 minutos.

Mujeres: Suben y bajan el escalón 24 veces por minuto (2.5 segundos por cada ciclo completo), durante un período de 4 minutos.

:

Conteo Actividad Posición 1 Pie izquierdo arriba Inicia 2 Pie derecho arriba Arriba 3 Pie izquierdo arriba Arriba 4 Pie derecho abajo Abajo

5 Pie izquierdo abajo Abajo

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Finalizando los 5 min. de ejercicio continuo; inmediatamente se toma el pulso radial o carotideo, en intervalos de 30 segundos, de la siguiente forma:

1.- de 1 a 1 1/2 minutos después.

2.- de 2 a 2 1/2 minutos después.

3.- de 3 a 31/2 minutos después.

Para concluir realice las siguientes operaciones:

Índice de aptitud cardio-respiratoria = Duración del ejercicio en seg. X 100

2 X (suma del número de pulsaciones)

La prueba debe detenerse cuando: 1.- Se complete el tiempo requerido (varones 5 minutos; mujeres 4 minutos).

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2.- El individuo sienta fatiga excesiva o cualquier otro síntoma o signo de intolerancia al ejercicio.

Establecer el tiempo real de ejercicio en caso de presentar fatiga o molestias

Clasificación del Índice de Aptitud Cardio-Respiratoria.

Resultado del IACR Significado Menos de 55 Muy pobre 56-64 Pobre 65-79 Promedio 80-89 Bueno Más de 90 Excelente Escalón de Harvard. Ficha de recolección de datos

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ACTIVIDAD: RESPIRATORIO (PARTE 2) OBJETIVOS

1. Con base en un registro gráfico de la actividad muscular del tórax, durante la mecánica respiratoria, establecer una correlación entre los fenómenos fisiológicos involucrados.

2. Caracterizar los volúmenes pulmonares. 3. Caracterizar las capacidades pulmonares. 4. Analizar el afecto de la hiperventilación en la actividad respiratoria. 5. Analizar el efecto del aumento de la concentración de C02 en la actividad respiratoria

y extrapolarlos a la práctica medica 6. Discriminar la actividad mecánica respiratoria durante ciertos eventos fisiológicos,

como la lectura, tos, estornudo, hipo, llanto, risa, ronquido, bostezo.

Descripción Cantidad Fisiógrafo. 1 Pneumógrafo. 1 Correa de cuero. 1 Cable de 9 vías. 1 Transducer Coupler 1 Cinta adhesiva Variable

PROCEDIMIENTO ACTIVIDADES EN EL FISIÓGRAFO Ver actividades en el fisiógrafo y calibración del amplificador en la práctica de

mecánica muscular. BALANCE DEL PNEUMÓGRAFO

Se conecta el neumógrafo a la entrada del transducer coupler. Se oprime el botón blanco del amplificador. Se coloca el neumógrafo sobre la mesa, con el resorte extendido y se procede a

balancear en forma ordinaria (ver balance transductor-acoplador de la práctica de actividad mecánica muscular).

Después se coloca el pneumógrafo a nivel de, entre el tercero y cuarto espacios intercostales, sujetándolo

34

al tórax con la correa y fijándola con tela adhesiva, de tal manera que el resorte del pneumógrafo se estire ligeramente, sin deformarse. Durante estas maniobras se apaga el botón blanco del amplificador.

Ya colocado el pneumógrafo, se enciende el botón blanco del amplificador, y se le

pide al sujeto que realice una inspiración profunda y una espiración profunda.

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Se busca un punto intermedio entre la inspiración y la espiración profunda realizadas y

allí colocamos la basal DINAMICA DE REGISTRO

a. Se activa la polea de arrastre, y se busca una velocidad de papel que permita obtener un registro basal ejemplar.

b. Se le pide el paciente que respire en forma tranquila y normal, para que obtengamos un registro equivalente al volumen corriente.

c. Se obtienen los registros que equivalen gráficamente a los volúmenes y capacidades: haciendo énfasis que los volúmenes y capacidades se registran utilizando un espirómetro.

Volumen de reserva inspiratoria. Volumen corriente Volumen de reserva espiratoria. Volumen residual Capacidad vital. Capacidad inspiratoria. Capacidad pulmonar total.

d. Posteriormente se le pide el sujeto que realice 15 respiraciones profundas y consecutivas; observar en el registro el tiempo que tarde en presentarse la primera inspiración después de la última espiración.

e. Se deja reposar el sujeto hasta que se regularice su frecuencia respiratoria. f. A continuación se le coloca una bolsa de plástico alrededor de boca y nariz, de tal

manera que el sujeto respire dentro de la bolsa.

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g. Observar las modificaciones que se presentan en la respiración, e interrumpir la prueba cuando el sujeto lo requiera.

h. Se le pide el sujeto que simule ciertos estados como: tos, estornudo, hipo, llanto, risa, ronquido, bostezo. Se Indica con una I si el movimiento que se realiza es predominantemente inspiratorio y con una E si el movimiento que se realiza es predominantemente espiratorio

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ACTIVIDAD: TRANSMISIÓN DEL IMPULSO EN EL CORAZÓN OBJETIVOS

1. Demostrar la presencia del sistema de excito-conducción del corazón 2. Demostrar la influencia del marcapaso en la actividad del corazón. 3. Demostrar el automatismo del corazón. 4. Observar cuantitativamente la acción de la temperatura sobre la actividad del corazón. 5. Inferir los procesos fisiológicos que se llevan cabo en los eventos anteriores.


PROCEDIMIENTO Parte de estas medidas son tomadas para evitar el sufrimiento del animal y liberar al corazón de la Influencia del sistema nervioso LESIÓN ENCEFÁLICA Tomar la rana con una toalla de papel para que ésta no resbale y colocar sobre la

palma de la mano que va a sujetarle, quedando la rana en decúbito ventral en relación a palma, después colocar su cabeza entre el dedo índice y medio, flexionando ésta en


Rana 1

Tabla para rana 1

Estilete grueso 1

Estilete delgado 1

varillas de vidrio con punta roma 6

vaso de precipitado de 1000 ml. 1



pinzas de disección con dientes 1

tijeras curvas o rectas 1

hilo grueso 80 cm.


algodón variable

toallas de papel 4

caja de petri 1

cronómetro 1

termómetro 1

cinta adhesiva 1 rollo

hielo variable

parrilla eléctrica 1

extensión eléctrica 1

ringer para rana

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sentido ventral de tal manera que forme un ángulo de 90 grados en relación a el cuerpo.

Con el estilete duro se traza una línea imaginaria que pase por el plano sagital de la

cabeza de la rana y otra en sentido transversal que pase por atrás de las membranas acústicas, y en el lugar en donde se cruzan estas dos líneas; se introduce el estilete unos 2 mm. aproximadamente en sentido perpendicular a la cabeza.

Posteriormente, manteniendo flexionada la cabeza de la rana, el estilete se dirige en

sentido cefálico y perpendicular el cuerpo, penetrando en la cavidad craneal para después realizar movimientos horizontales y verticales, con lo que se logra la lesión del encéfalo.

LESIÓN MEDULAR

El estilete delgado se introduce en el mismo orificio solo que en ésta ocasión en sentido caudal y perpendicular a la cabeza, introduciéndolo en el raquis a la distancia necesaria para destruir la médula espinal.

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a. Sujetar les extremidades de la rana a la tabla, quedando la rana en decúbito dorsal.

b. Con tijeras y pinzas de disección se realiza un corte sagital y dos horizontales; uno superior y otro inferior, perpendiculares al primero, hasta observar el corazón.

40

Una vez hecho esto, es importante mantener húmeda la superficie del corazón con solución de rínger.

c. Identificar, el seno venoso; tomando el ápex cardiaco con pinza de disección y dirigirla hacia arriba y atrás donde se observa como la, zona más obscura.

d. Determinar la frecuencia cardiaca in situ tanto en atrios y ventrículos como seno venoso.

e. Utilizar las varillas de vidrio, previamente colocadas en un vaso de precipitado con hielo, aplicándolas durante un minuto al seno venoso, al ventrículo y a los atrios, cuantificando la frecuencia cardiaca, después de cada paso.

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f. Realizar el mismo procedimiento, ahora utilizando las varillas con calor.

Disecar el corazón y colocarlo en una caja de petri con ringer a temperatura ambiente y determinar su frecuencia.

g. Con tijeras o bisturí separar los atrios del ventrículo y determinar la frecuencia en ambos.

h. Con tijeras o bisturí separar el atrio derecho del atrio izquierdo y determinar la frecuencia en ambos

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ACTIVIDAD: CICLO CARDIACO OBJETIVOS

1. Demostrar gráficamente la actividad mecánica del corazón durante el ciclo cardiaco. 2. Correlacionar los eventos gráficos con la actividad atrial y ventricular. 3. Discriminar entre los eventos gráficos producidos por lo actividad atrial y ventricular. 4. Comprobar mediante un registro gráfico, la acción de mediadores químicos del

sistema simpático y del sistema parasimpático, en la actividad mecánica del corazón. 5. Demostrar mediante un registro gráfico, las modificaciones en la actividad mecánica

del corazón, como respuesta al incremento de iones como el sodio, potasio y calcio. 6. Inferir los procesos fisiológicos que se llevan a cabo en cada uno de los puntos

anteriores.


PROCEDIMIENTO Ver lesión medular y encefálica en actividad de transmisión del impulso cardiaco. Se sujeta la rana a la tabla en decúbito dorsal. Con tijeras y pinzas de disección con dientes, se realiza un corte sagital en la pared

anterior del tórax, hasta visualizar el pericardio. Se realiza un corte sagital en el pericardio, hasta visualizar el ligamento pericardio

frénico; durante este acto se realizan dos cortes horizontales en el pericardio; uno superior y otro inferior con la finalidad de exponer totalmente el corazón.

Colocamos de 3 a 5 gotas de ringer sobre el corazón, no permitiendo la desecación, manteniendo la superficie brillante.


Fisiógrafo 1

Miógrafo tipo A 2

Desarmador de ajuste amplificador 1

cable de 9 vías 2

soporte universal 2

ajustador de tensión 2

tabla para rana 1

hilo delgado y grueso 40 cm.

estilete grueso 1

estilete delgado 1

pinza cardiográfica 2


tijeras 1

pinzas de disección 2

bisturí 1

algodón variable

toallas de papel variable

adrenalina variable

acetilcolina variable

cloruro de sodio variable

cloruro de potasio variable

cloruro de calcio variable

ringer para rana 10 ml

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Se sujeta la punta del corazón con una pinza cardiográfica y por medio de un hilo delgado se fija a un miógrafo tipo A, a unos 20 cm., de altura; manteniendo la perpendicularidad de éste con respecto el espécimen.

El atrio derecho es sujetado por una pinza cardiográfica del cual se fija un hilo que se

sujeta a otro miógrafo tipo A, una altura y posición similar al anterior. El dispositivo quedará de tal forma, que la tabla con el espécimen estará en medio de

los dos miógrafos montados en sus respectivos soportes universales.

Se conecta el cable de 9 vías, que va del miógrafo al acoplador del fisiógrafo,

cuidando que coincidan las muescas. Mientras algunos alumnos se dedican a las actividades con el espécimen, otras se

dedican a las actividades con el fisiógrafo que a continuación se explica Ver calibración del amplificador y balance acoplador transductor.

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a. Ya realizados los pasos anteriores (calibración y balanceo), se procede a registrar, dándole velocidad al papel (de .5 o 1 cm/seg); se enciende el reloj para marca de cada segundo, se enciende el botón blanco, y se da la amplitud necesaria con el macro del amplificador,

b. Si no obtenemos un registro adecuado, se debe ajustar la tensión, dar más amplitud con el macro y acudir a un instructor para que realice los ajustes necesarios.

c. Se obtiene un registro basal de la actividad mecánica del corazón. d. Cada vez que utilicemos alguna sustancia, debemos de realizar lo siguiente, por

ejemplo: o Se aplican unas gotas de adrenalina sobre el corazón; en ese momento lo

indicamos con el marcador de eventos. o Registramos durante un minuto el efecto de este fármaco e interrumpimos la

velocidad del papel. o Lavamos con ringer, colocando unas gotas sobre el corazón dándole un tiempo

de recuperación mínimo de un minuto. o Obtenemos otro registro basal o Procederemos a utilizar otra sustancia que designemos, siguiendo los pasos

anteriores. e. Las sustancias que se deben utilizar son: adrenalina, acetilcolina, sodio, potasio y

calcio. f. El orden de utilización dependerá del planteamiento de sus hipótesis

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ACTIVIDAD: ELECTROCARDIOGRAMA OBJETIVOS

1. Explicar la técnica empleada para la toma de un electrocardiograma. 2. Analizar las bases fisiológicas de la actividad eléctrica del corazón 3. Interrelacionar el registro gráfico, con la actividad eléctrica y mecánica del corazón así

como con el fonocardiograma 4. Identificar en un registro gráfico de la actividad eléctrica del corazón, los elementos

que constituyen éste para su estudio o Onda P o Onda Q o Onda R o Onda S o Onda T o Onda U o Segmentos o Intervalos

5. Analizar los parámetros normales de cada uno de los elementos que constituyen el registro electrocardiográfico:

o Ritmo, frecuencia, eje eléctrico, morfología. o Ondas P, QRS, T, sus voltajes, duración. o Segmentos e intervalos



Fisiógrafo 1

Cardiac coupler 1

Electrodos de placa 4

Electrodo explorador 1

Cable para electrodos 1

Bandas de hule para electrodo de placa 4

Dc-Ac coupler 1


Micrófono para ruidos cardiacos 1

Banda de hule para tórax 1

Beeper 1

Frasco con alcohol 1

Mesa de exploración 1

Pasta electrolítica un tubo

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PROCEDIMIENTO

ACTIVIDADES EN EL FISIÓGRAFO Se conecta el cable de tierra; de la terminal del fisiógrafo a una llave del suministro de

agua, o a un tubo el sistema de ventilación. Se conecta el fisiógrafo al contacto de suministro de corriente y se activa el botón de

encendido general. Se coloca el papel, llevando el extremo libre hasta la polea de arrastre. Se purgan los tinteros, hasta que fluya una gota de tinta por la plumilla

correspondiente al canal que se utiliza. Se enciende el amplificador del canal, con el botón power (botón rojo), y con el canal

de posición se realiza una deflexión máxima y otra mínima que se identifica por un ascenso y descenso de la plumilla sobre el papel, se establece una línea basal sobre el trazo grueso del mismo.

CALIBRACIÓN DEL AMPLIFICADOR.

El botón macrométrico del amplificador se dirige hacia la izquierda donde indica 3 cm., observando que la plumilla correspondiente se desplace 3 cm., hacia arriba, ¿si esto no ocurre? utilizamos el desarmador en la entrada ADJ, gire hasta obtener la distancia requerida.

Se regresa el botón macrométrico a 1000 y la plumilla debe recuperar la línea basal original, si esto no ocurre, corregir con el botón de posición.

Regresar el botón macrométrico a 3 cm., si no ocurre así, deberá repetir los pasos, a, b y c, antes descritos. CALIBRACIÓN DEL CARDIAC COUPLER

La llave de ganancia se coloca en X2. El selector de derivaciones se coloca en CAL Constante de tiempo en 0.3

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Encender el botón blanco del amplificador. Mover el macro a 500 y aplicar un estímulo con la llave de l mv. (recordar que lo

calibración es de l mv = l cm), no soltar la llave hasta que le plumilla regrese a la línea basal.

Girando el macro, descender a la siguiente cifra repitiendo la misma operación hasta obtener un desplazamiento de 1 cm. de la plumilla, (al aplicar un milivoltio.) Si llegase a pasarse la plumilla algunos milímetros; corregir con el micro. Una vez que se logró la calibración, apagar el botón blanco y colocar los cables al paciente

ACTIVIDADES EN EL PACIENTE

1. Seleccionar un integrante del equipo. 2. Se le pide que se quite comisa o blusa, zapatos, calcetines o medias, así como

objetos de metal, por ejemplo: reloj, aretes, etc. 3. Se coloca el paciente en decúbito dorsal. 4. Con una torunda con alcohol, limpiar el tercio inferior de cara ventral del antebrazo y

tercio inferior de cara medial de la pierna. 5. Aplicar sobre ésta zona, pasta electrolítica en capa delgada. 6. Colocar los electrodos a los placas de la siguiente forma:

Electrodo Ubicación LA Extremidad superior izquierda. RA Extremidad superior derecha. RL Extremidad inferior derecha (tierra) LL Extremidad inferior izquierda C Derivaciones precordiales.

7. Los cables de estos electrodos, confluyen a otro que va conectado al cardiac coupler. 8. Las placas se fijan a las extremidades por medio de una liga, con la cual se ajusta lo

suficiente para obtener buena recepción.

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9. En el tórax del paciente se señalan los sitios de colocación del electrodo receptor, por ejemplo:

o V1.-4o espacio intercostal, línea paraesternal derecha. o V2.-4o espacio intercostal, línea paraesternal izquierda. o V3.-Entre V2 y V4. o V4.-5o espacio intercostal, línea media clavicular, izquierda. o V5.-5o espacio intercostal, línea axilar anterior izquierda. o V6.-5o espacio intercostal, línea axilar media izquierda.

10. Pasos a seguir para obtener el fonocardiograma. o Se utiliza un DC.AC coupler con ganancia de X10 y constante de tiempo de .3 o Se coloca el micrófono con una banda de goma en el 5º espacio intercostal

línea media clavicular izquierda.

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o Se repiten los PASOS que implican la calibración del amplificador. o Se enciende el botón blanco y se le da amplitud con el macro del amplificador,

hasta obtener un registro adecuado.


a. Velocidad del papel 2.5 cm. /seg. constante de tiempo 3.2. b. Ganancia en derivaciones aumentadas de los miembros y estándar X2, en

derivaciones precordiales X1. c. Se enciende el botón blanco del amplificador y se activa la polea de arrastre, también

el selector de derivaciones se coloca en DI, descendiendo el Trace Reset y soltándolo suavemente.

d. Se registra un cuadro de papel por cada derivación. e. Para cambiar de una derivación a otra, se baja el interruptor Trece Reset. f. Después de haber registrado las derivaciones de los miembros, se procede a registrar

las derivaciones precordiales, además se retira el micrófono del fonocardiograma. g. Se coloca pasta electrolítica en cada uno de los lugares marcados en el tórax. h. El selector de derivaciones del fisiógrafo se coloca en V utilizando Trace Reset. i. Para colocar el electrodo C se realiza lo siguiente:

o Se dirige hacia abajo Trece Reset, se suelta Trece Reset y se activa la polea de arrastre.

o se oprime la perilla de hule del electrodo C o se coloca le cápsula en el lugar previamente señalado en el tórax.

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o se suelta perilla de hule y con la presión negativa ejercida, la cápsula se adhiere a la piel.

o Todo esto se repite con cada una de las derivaciones precordiales

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ACTIVIDAD: Exploración de área precordial, técnica de las tensiones arterial y venosa, así como el experimento de Harvey. O B J E T I V O S

1. Analizar algunas de las funciones de regulación del sistema cardiovascular. 2. Enunciar y aplicar las técnicas para la exploración del área precordial. 3. Enunciar y aplicar la técnica de la toma de la tensión arterial. 4. Enunciar y aplicar la técnica para la toma de la tensión venosa. 5. Caracterizar el experimento de Harvey. 6. Inferir los procesos fisiológicos involucrados en cada uno de los eventos.

LISTA DE MATERIAL POR EQUIPO Descripción Cantidad Estetoscopio 3 Esfigmomanómetro 2 Regla de madera 45 cm 2 Tubo de hule látex 30 cm EXPLORACION DE AREA PRECORDIAL Observar las características del tórax, en especial de la región precordial.

Palpación; maniobra para palpar el choque de la punta: Se coloca al paciente en posición sentado y por palpación se busca en el quinto espacio intercostal y línea medio clavicular izquierda, palpar el choque de la punta del corazón; se puede flexionar ventralmente al paciente para facilitar esta maniobra.

Percusión: Esta maniobra se utiliza para determinar el área cardiaca. Auscultación: Con el estetoscopio se localizan los cuatro puntos principales de

auscultación de la región precordial; o Foco aórtico; segundo espacio intercostal, línea paraesternal derecha. o Foco pulmonar: Segundo espacio intercostal, línea paraesternal izquierda. o Foco mitral: Quinto espacio intercostal, línea medio clavicular izquierda. o Foco tricuspídeo: Base del apéndice xifoides.

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En cada uno de estos focos, el alumno escuchará el primer ruido como un “Tum” y el

segundo como un “Tac”. Se puede considerar que el primer ruido coincide con el pulso. Determinar la frecuencia cardiaca por el método auscultatorio, aplicando la cápsula del en el área cardiaca y contar los latidos por minuto

TÉCNICA PARA LA TOMA DE LA TENSION ARTERIAL Se utiliza un esfigmomanómetro de mercurio y un estetoscopio. Se colocar el manguito del esfigmomanómetro alrededor del brazo, teniendo el cuidado de que se ajuste firmemente; para tomar la tensión arterial en extremidades inferiores usar un manguito más grande, y para tomarla en niños utilizar uno más pequeño. Recordar que los cables que van al manguito deberán quedar hacia abajo y hacia afuera del brazo. También recuerde que el esfigmomanómetro se coloca a nivel del corazón.

Por medio de la palpación se busca el pulso arterial a nivel del pliegue del codo, en la unión del tercio medial con el medio, lugar donde se colocará la cápsula del estetoscopio. Se cierra la válvula que se encuentra a un lado de perilla de insuflación. Se insufla el manguito a una presión superior a la sistólica normal. Por ejemplo. 150 y/o 180 mm Hg

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Se coloca la cápsula del estetoscopio en el lugar ya mencionado. Se abre lentamente la válvula de la perilla de insuflación, hasta que se empieza a escuchar un ruido a través del estetoscopio, él cual equivale a la presión sistólica indicada en la columna de mercurio. Si continuamos abriendo la válvula de la perilla, llegará el momento en que se dejará de escuchar el ruido, el inicio de este silencio equivale a la presión diastólica, por ejemplo; si el ruido se comienza a escuchar cuando la columna de mercurio marca 120, y el ruido se deja de escuchar cuando la columna marca 80, nuestro paciente tendrá una T.A. de 120/80. Observación: Detectar cambio de tono para la presión diastólica. Información complementaria: Ruidos de "Korotkoff" . Estos ruidos se presentan en 5 fases

Fase I: Ruidos golpeantes claros. Conforme escapa el aire podrá escuchar por el estetoscopio los primeros dos ruidos golpeantes claros de la sangre que pasa por la arteria en este tiempo. observa el número de la columna por el que pasa el extremo superior de la columna de mercurio y registre esta cifra como la presión sistólica. Para obtener una cifra exacta, hay que mantener el esfigmomanómetro en una superficie plana y observar la presión del manómetro con sus ojos colocados perpendicularmente en relación a la columna de mercurio

Fase II: Ruidos golpeantes junto con un soplo. Fase III: Ruidos golpeantes junto con un soplo. Fase IV: Ruidos disminuidos de intensidad. Al escuchar los primeros dos ruidos

apagados de esta fase, registrar la presión diastólica de la fase IV. Fase V: Silencio. Conforme se desinfla el brazal el sonido del pulso se volverá mucho

más suave y desaparecerá a continuación. En este punto (inicio del silencio) registra el número correspondiente del medidor de mercurio como la presión diastólica de la fase V

Una vez concluido el procedimiento se abre totalmente la válvula de la perilla, con el objeto de que salga todo el aire del manguito, para que este se pueda guardar en su estuche respectivo. PALPACION DEL PULSO ARTERIAL Pulso Radial: Se toma la mano del paciente con la palma hacia arriba, aplicar los pulpejos de los dedos índice, medio y anular sobre la arteria radial, en el extremo distal de la cara anterior del antebrazo, ejerciendo discreta presión sobre ella; con esta maniobra deberá palparse adecuadamente el pulso de la arteria así como sus características de: Frecuencia Amplitud Ritmo Tipo de onda Utilizando la misma técnica es posible palpar el pulso en las arterias carótidas, humeral, femoral, poplítea y pédia. Tome la frecuencia durante 15 segundos y multiplíquelo por cuatro y es igual a la frecuencia por minuto. Tome la frecuencia durante 60 segundos y compare la diferencia entre las dos tomas

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Compare la frecuencia del radial, carotideo, femoral y pedio.

EXPERIMENTO DE HARVEY Utilizar la extremidad superior de un voluntario, colocándola sobre una mesa. Se coloca una ligadura (tubo de hule látex) en el extremo inferior del brazo, a unos 3 o 4 cm por arriba del pliegue del codo, ejerciendo la presión suficiente para disminuir el retorno venoso.

Se pide al paciente que cierre y abra la mano unas 10 veces consecutivas, para favorecer de esta forma el retorno venoso del antebrazo. Una vez que se encuentren suficientemente ingurgitadas dichas venas, se localizan las válvulas venosas, las cuales se observan como nodulaciones a lo largo del trayecto venoso.

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El explorador comprimirá con el pulgar de la mano izquierda la porción proximal de un trayecto venoso con la finalidad de impedir el paso de la sangre en la vena que estamos explorando. Se desliza entonces el pulgar de la mano derecha de la porción distal a la proximal sobre el vaso, ejerciendo presión suficiente hasta desalojar completamente el contenido del vaso. Anote sus observaciones. Prueba para tomar la presión venosa Se coloca al sujeto en decúbito dorsal. Se le pide que levante la extremidad superior, hasta que dejen de hacerse aparentes los trayectos venosos de la extremidad.

Se mide con una regla de distancia que hay desde el lugar donde dejo de hacerse aparente el trayecto venoso hasta la parte media de la cadera en su cara lateral. Aplicar la siguiente fórmula para obtener la tensión venosa en mm de Hg Distancia en cm /13.6 = T.V en mm Hg (13.6 es la densidad del mercurio)

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ACTIVIDAD: SANGRE I O B J E T l V O S

Analizar algunas de las características de la sangre. Caracterizar qué es el hematocrito y cuál es la metodología para realizar esta prueba

e interpretarla. Analizar qué es la velocidad de eritrosedimentación, cuál es el procedimiento para

realizar esta prueba y cuál es su interpretación. Discriminar el resultado de la exposición de eritrocitos a soluciones hipertónicas,

hipotónicas e isotónicas. Discriminar las características de los grupos sanguíneos, realizar los procedimientos

que se siguen para elaborar esta prueba y cuál es su interpretación. MATERIAL DE LABORATORIO POR EQUIPO

Descripción Cantidad Lancetas estériles Tubos de ensayo 7 Porta objetos plano 4 Cubreobjetos 2 Microscopio 1 Pipetas de 1 ml 2 Pipetas Pasteur de tallo largo 1 Sol. salina isotónica 1 Sol. salina hipertónica 1 Agua destilada variable Heparina frasco ámpula. 1 Reactivos A,B,D (caja de 1 juego) 1 Jeringas desechables de 5 ml 1 X grupo Aplicadores de madera 2 Ligadura de látex 1 Centrifuga 1 Gasa estéril 2 sobres Gradilla de madera 1 X grupo Tubos de hematocrito 1 Jeringa desechable de 1 ml 2 Reglas graduadas en cm 1 Algodón 1 Cinta adhesiva variable PROCEDIMIENTO Se necesitan 5 mililitros de sangre para realizar esta prueba. En un tubo de ensayo colocar .1 mililitro, de heparina por cada mililitro de sangre. Se coloca la ligadura en el tercio inferior del brazo; inmediatamente se aprecia ingurgitación de las venas del antebrazo; con la jeringa preparada con el bisel hacia arriba, introducimos la aguja en una vena del pliegue del codo (vena mediana), después de obtener los 5 mililitros

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de sangre se retira la ligadura, hacemos un poco de presión con la torunda, retiramos la aguja y seguimos presionando con la torunda, en el sitio de la punción. Se retira la aguja de la jeringa y se vacía la sangre en el tubo ya preparado. De los 5 mililitros de sangre, se distribuye de la siguiente forma:

1 mililitro se emplea para el hematocrito 1 mililitro para cuantificar velocidad de eritrosedimentación 1 mililitro agregar a la solución isotónica 1 mililitro agregar a la solución hipertónica 1 mililitro agregar a la solución hipotónica

Hematocrito Utilizando la pipeta Pasteur se coloca 1 mililitro de sangre en un tubo para hematocrito, procurando llenarlo de la profundidad a la superficie para evitar la formación de burbujas. Se marca el tubo y se introduce a la centrífuga, se procesa a 3000 revoluciones/ minuto, durante 20 minutos. Se saca el tubo de la centrífuga y se lee el resultado.

Eritrosedimentación globular o velocidad de sedimentación globular En otro tubo para hematocrito se coloca un mililitro de sangre y se fija a la pared con cinta adhesiva y se lee una hora después.

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Crenación y eritrolisis En tres tubos de ensaye se coloca 1 mililitro de sangre respectivamente. Tubo 1.- se le agrega 2 mililitros de solución hipotónica, al segundo 2 mililitro Tubo 2.- se le agrega 2 mililitros de solución isotónica Tubo 3.- se le agrega 2 mililitros de solución hipertónica .Anote los cambios que ocurren inmediatamente; puede tomar una muestra de cada solución y observarla al microscopio.

Grupos Sanguíneos y Factor Rh Se divide imaginariamente en tres tercios la superficie de un porta objetos, también se utiliza un recipiente especialmente destinado para este fin. Utilizando una lanceta estéril y previo aseo de la región, pinchar el vértice de alguno de los dedos de la mano, hacer presión hasta que salga sangre y colocar una gota en cada tercio del porta objetos.

De izquierda a derecha; en la gota de sangre del primer tercio se coloca una gota de suero anti-A, en la gota del tercio medio suero anti-B y en la gota de sangre del siguiente tercio se coloca suero anti-D.

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En cada uno de los procedimientos se agita con un pequeño trozo de aplicador de madera. NOTA: no utilizar el mismo pedazo de aplicador para mezclar el reactivo en cada gota. La lectura se realiza durante los dos minutos de iniciada la prueba, y se interpreta de la siguiente manera: Si aglutina la sangre con el suero anti-D, el factor Rh es (+) Si no aglutina la sangre con el suero anti-D el factor es Rh (-) Si aglutina la sangre con el suero anti-A, el grupo es A Si aglutina la sangre con el suero anti-B, el grupo es B Si aglutina la sangre con el suero anti-A y anti-B el grupo es AB Si no aglutina la sangre con ninguno de los sueros el grupo es O Para corroborar si hay o no aglutinación se puede llevar el porta objetos al microscopio.

Recordar que la aglutinación se aprecia en forma de aglomeraciones de eritrocitos (grumos) microscópicas y microscópicas. Determinar el número tipos de grupo sanguíneo, en cada integrante de cada grupo.

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ACTIVIDAD: SANGRE (II parte) O B J E T l V O S 1. Analizar los procesos de la hemostasis como mecanismos biológicos esenciales para

mantener una homeostasis. 2. Reconocer la eficacia de los mecanismos intrínsecos de la coagulación. 3. Analizar la participación de los elementos vasculares y celulares en la hemostasis. 4. El alumno analizará la resistencia que presentan las paredes de los vasos sanguíneos,

que se encuentran sujetos a la presión y a la anoxia. 5. El alumno interpretará el fenómeno de la retracción del coágulo. 6. El alumno comprobará in vitro la eficacia de algunos anticoagulantes. 7. El alumno logrará los objetivos a través de las siguientes pruebas:

-Tiempo de coagulación de la sangre. (Método de Lee-White) -Tiempo de coagulación capilar. (Método de Dale Laidlaw; modificación de Wright Colebrook) -Tiempo de sangrado (Método de Marx) -Tiempo de sangrado (Método de Duke) -Prueba de resistencia capilar (Prueba de Rumpel-Leed) -Prueba de retracción del coagulo -Acción de anticoagulantes LISTA DE MATERIAL POR EQUIPO

DESCRIPCION CANTIDAD

DESCRIPCION CANTIDAD

Lancetas estériles 8 Parrilla eléctrica 1 Tubos capilares 6 Termómetro 1 Alfileres 6 Alambre de cobre AWG

29 1

Porta objetos planos 2 Reloj con segundero 1 Tubos de ensayo 8 Algodón Variable Gradilla 1 Ligadura 1 Papel filtro Variable Gasas estériles Variable Vaso precipitado de 1000 ml

1 Heparina solución 1 ml

Vaso de precipitado de 250 ml

2 Oxalato o citrato de sodio

1 ml

Agua destilada Variable Oxalato o citrato de potasio

1 ml

Jeringa desechable de 5 ml

3 EDTA solución 1 ml

Jeringa desechable de 1 ml

1 Alcohol variable

Vaso de precipitado de 50 ml

2

61

PROCEDIMIENTO A dos voluntarios se les extrae 6 y 7 ml de sangre respectivamente. Colocar en la gradilla 9 tubos de ensaye y proceder de la siguiente manera:

Tubo Cantidad Actividad Tubo # 1 1 ml de sangre Lee-White Tubo #2 1 ml de sangre Lee-White Tubo #3 1 ml de sangre Lee-White Tubo #4 1 ml de sangre Lee-White Tubo #5 1 ml de sangre Anticoagulante Tubo #6 1 ml de sangre Anticoagulante Tubo #7 1 ml de sangre Anticoagulante Tubo #8 1 ml de sangre Testigo (controlar tiempo) Tubo # 9 5 ml de sangre Retracción del coagulo Se procede a la extracción de sangre venosa de una vena del pliegue del codo. El alumno

será supervisado por el profesor en este procedimiento, tratando de que la punción sea perfecta y la cantidad adecuada para distribuirle en los tubos de ensaye ya indicados.

TIEMPO DE COAGULACION DE LA SANGRE En esta prueba se pone en marcha el reloj desde el momento en que penetra sangre a la

jeringa. Posteriormente se coloca 1 mililitro de sangre en cuatro tubos de ensaye perfectamente

limpios, los cuales se colocan en una gradilla y se colocan en baño María a 37 grados centígrados.

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Transcurridos tres minutos y procurando que los tubos permanezcan el menor tiempo

posible fuera del agua, se inclinan uno a uno cada 30 seg. Es importante evitar la agitación, porque aumenta el tiempo de coagulación.

El tiempo de coagulación corresponde al momento en que inclinamos los tubos de ensaye

sin que se derrame el contenido y se toma como resultado definitivo el promedio del resultado de los cuatro tubos.

.

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ACCIÓN DE ANTICOAGULANTES

Se coloca 1 mililitro de sangre en cada tubo con anticoagulante, en una proporción de 0.1 mililitro de anticoagulante por cada mililitro de sangre, excepto la heparina que se utiliza 10 UI por cada mililitro de sangre

Es muy importante que antes de hacer la punción para extraer la sangre, se tengan listos

los tubos con sus respectivos anticoagulantes. PRUEBA DE RETRACCION DEL COAGULO Se extraen 5 mililitros de sangre venosa y se colocan en un tubo de ensaye. Se prepara un alambre enrollado a manera de espiral y se introduce hasta el fondo del

tubo. Se rotula el tubo y se coloca en baño María a 37 grados centígrados.

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Una hora después se saca cuidadosamente el alambre y se deja escurrir el coágulo durante dos minutos.

Se cuantifica el volumen del líquido que queda en el tubo y se expresa en porcentaje en relación con el coágulo.

TIEMPO DE COAGULACIÓN CAPILAR Se utiliza el pulpejo de un dedo o el lóbulo de la oreja previamente ingurgitado. Se limpia la región que se va a emplear, empleando algodón y alcohol. Se realiza una punción con una lanceta estéril desechable, en ese momento se empieza

a tomar el tiempo con el cronómetro.

La primera gota se desecha y las siguientes se toman por capilaridad en dos tubos

capilares de 7.5 cm de largo. Después de dos minutos se cortan en pequeños trozos de .5 cm. Se detiene el cronómetro cuando se observa un hilo de fibrina entre los dos fragmentos

separados. Se reporta el tiempo promedio de coagulación de los dos tubos. TIEMPO DE COAGULACION Se utiliza el pulpejo de un dedo o el lóbulo de la oreja, previamente ingurgitados; se limpia

la región con algodón y alcohol. Se realiza la punción con una lanceta estéril desechable.

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Un porta objetos se divide imaginariamente en tres tercios (lateral izquierdo, medio y lateral derecho), se coloca una gota de sangre en cada tercio.

En el momento de depositar la primera gota de sangre, se echa a andar el cronómetro y se marca como T1.

Se coloca la segunda gota en el tercio medio, marcándose como T2. Se coloca la tercera gota en el tercio lateral derecho marcándose como T3. Se agita con la punta de un alfiler las gotas de sangre, empezando por la designada como

T1, cuando aparezcan los hilos de fibrina o cuando comience a coagular se detiene el cronómetro y se anota el resultado. Proceder de igual manera con las gotas de sangre T2 y T3 sucesivamente.

Se saca el promedio de los tres tiempos y se expresa como el resultado Final. TIEMPO DE SANGRADO Método de Duke Se limpia perfectamente el lóbulo de la oreja. Se produce una punción con una lanceta estéril desechable, en este momento se pone a

funcionar el cronómetro. Se aplica un trozo de papel fieltro sobre la gota de sangre a intervalos de medio minuto,

cuidando de no toca la piel.

Cada medio minuto se cambia la zona de absorción del papel filtro. Se detiene el cronómetro en el momento en que el papel fieltro ya o absorbe sangre. TIEMPO DE SANGRADO Método de Marx Se limpia perfectamente e ingurgita el lóbulo de la oreja. Se realiza una punción con una lanceta estéril desechable, y en ese momento se pone a

funcionar el cronómetro. Posteriormente se introduce el lóbulo de la oreja en un vaso de precipitado de 50 mililitro

lleno de agua destilada.

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A través de las paredes del vaso se observa como sale la sangre del sitio donde se produjo la punción.

Se detiene el cronómetro en el momento que deja de salir la sangre del sitio mencionado. PRUEBA DE RESISTENCIA CAPILAR

Prueba de Rumpel - Leed Para realizar esta prueba. se traza un círculo de 5 cm de diámetro en el tercio superior de

la cara anterior del antebrazo, a 4 cm por debajo del pliegue del codo. Se coloca el manguito del esfigmomanómetro en el brazo y se insufla a una presión

intermedia de 80 a 100 mmHg, durante 5 minutos. Se cuantifican las petequias existentes dentro del círculo trazado.

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ACTIVIDAD: PROPIEDADES DEL MÚSCULO LISO O B J E T l V O S 1. Observar gráficamente la actividad mecánica del músculo liso. 2. Observar cuantitativamente la respuesta del músculo liso a substancias como la adrenalina, acetilcolina, 3.-atropina, Na, K, Ca. 4.-Observar cuantitativamente en el músculo liso los efectos de la temperatura. a. Alta temperatura b. Baja temperatura 5.-Observar cuantitativamente el efecto de la hipoxia, en la actividad del músculo liso. 6.-Observar en un registro gráfico de la actividad muscular, la respuesta al aumento de la tensión. ACTIVIDADES EN EL FISIOGRAFO a. Seguir lineamientos generales de conexión a tierra, corriente eléctrica, colocar papel y accionar tinteros. b. Calibrar el amplificador. c. Balancear el amplificador (transducer coupler).

d. Colocar el miógrafo tipo A en la varilla del ajustador de tensión, el cual se encuentra fijo al soporte universal. e. Recordar que el miógrafo va conectado al amplificador del fisiógrafo a través del cable de nueve vías. f. La cámara húmeda se fija al soporte universal a través de una pinza de bureta.

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g. En este tiempo se prueba el mecanismo de entrada y salida de agua a la cámara húmeda a través de los tubos de látex. h. Un tubo es para cambiar el agua de la cámara, el cual tiene una pinza. i. El otro tubo, es para oxigenar continuamente y para ello se conecta al suministro de oxígeno ACTIVIDADES EN EL CONEJO a. Calentar ringer a 35°C. b. Sacrificar al animal en la forma indicada por su instructor. c. Disecar por planos la pared abdominal hasta ver el intestino, seccionar un segmento de intestino delgado proximal, de longitud suficiente para todos los equipos.

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d. Colocar el segmento de intestino en una caja de Petri con Ringer a temperatura de 35°C; De éste segmento cortar otros segmentos de 1.5 a 2 cm de longitud, proporcionándole uno a cada equipo.

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e. Oxigenar continuamente el segmento de intestino, utilizando la unidad de suministro de oxigeno

f. Cada equipo se encargará de tener lista su caja de Petri con Ringer a la temperatura indicada para recibir su segmento de intestino, oxigenándolo continuamente. g. Teniendo ya el segmento de intestino en la caja de Petri, se fija por los extremos con aguja curva e hilo delgado; un extremo se fija al miógrafo y otro al fondo de la cámara húmeda, quedando el intestino lo más cerca posible a la zona de fijación.

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h. La cámara húmeda se llena con Ringer a la temperatura de 35°C y se oxigena en forma continua a través del suministro de aire del fisiógrafo, que se localiza en la punta de una aguja en forma de “s” i. Se le da tensión adecuada al músculo, para obtener un buen registro. DINAMICA DEL REGISTRO DE VARIABLES a. Se enciende el botón blanco del amplificador y se le da amplitud con el botón macrométrico hasta obtener un registro adecuado. b. Accione la velocidad del papel y la plumilla reloj. Cada vez que desee registrar la respuesta del intestino a la acción de substancias, realice lo siguiente: 1. Se registra una basal. 2. Se aplica la substancia en el líquido de la cámara húmeda. 3. Se toma el registro. 4. Se cambia el líquido de la cámara y se deja reposar al intestino por espacio de un minuto en cada evento. 5.-Se repiten los pasos con cada substancia que se quiera experimentar. c. Interrumpir el burbujeo y en seguida registrar los efectos de la hipoxia en el músculo liso. d. Para registrar los efectos de cambios de temperatura; aplicar a la cámara húmeda Ringer a mayor temperatura que la normal y después, aplicar Ringer a temperatura ambiente o previamente refrigerada, teniendo cuidado de cuantificar con exactitud la temperatura. e. Se registra una basal, se aplica una mayor tensión utilizando el ajustador de tensión (considerando que cada vuelta del ajustador de tensión equivale a .5 cm) registrar durante un período corto. Es probable que no responda a los primeros cambios de tensión, intentar nuevamente.

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ACTIVIDAD: EXAMEN GENERAL DE ORINA OBJETIVOS a).-El alumno será capaz de comprender que la orina es el resultado de fenómenos complejos, realizados por la unidad anatómica y funcional del riñón. b).-El alumno analizará las características físicas de la orina. c).-El alumno analizará las características químicas de la orina. d).- El alumno inferirá los procesos fisiológicos que acontecen en cada uno de los eventos. LISTA DE MATERIAL POR EQUIPO

Descripción Cantidad Tiras reactivas 1 (Combus 8 Test) 1 Probeta graduada de 1000 ml 2 Vaso de precipitado de 1000 ml 2 Vaso de precipitado de 250 ml 2 Tubos de ensayo 2 Porta objetos 2 Cubre objetos 2 Pipeta Pasteur con perilla 1 Pipeta graduada de 10 ml 1 Refractómetro 1 por grupo Microscopio 1 por grupo Centrífuga 1 por grupo. Jeringa con lugol 1 por grupo Algodón Variable. Agua destilada variable Cinta adhesiva variable PROCEDIMIENTO Se pide al sujeto una muestra de orina en un vaso de precipitado, suficiente para

realizar nuestra prueba. Se cuantifica la muestra de orina

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En este momento se distribuyen las actividades a cada uno de los integrantes del

equipo para realizar las diferentes pruebas.

Con una pipeta graduada de 10 ml se colocan aproximadamente 8 ml en un tubo de ensayo, la cual vamos a --centrifugar durante 20 minutos a 3000 rpm...

Una vez cumplidos los 20 min. se apaga la centrífuga. Se tira el sobrenadante del tubo de ensayo, quedando exclusivamente el sedimento,

del cual tomamos un poco en una pipeta Pasteur,

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Depositando una gota sobre un porta objetos plano. Después le agregamos una gota de lugol y posteriormente le colocamos un cubre

objetos, para observar al microscopio. En el microscopio, vamos a observar las características de la muestra, ya sea ácida o

alcalina. La observación será dirigida por el profesor, y con apoyo de unas láminas que

contienen las características de la orina ácida y alcalina. Mientras alguno de sus compañeros se dedica a realizar lo anterior , otros realizarán

lo siguiente: De la orina que quedó en el vaso de precipitados, con una pipeta Pasteur, vamos a

depositar una gota en el refractómetro de la siguiente forma:

Un refractómetro se sujeta a un soporte universal, por medio de una pinza de bureta, de tal manera que el refractómetro quede perpendicular a la varilla del soporte universal.

En un extremo del refractómetro, casi en forma de bisel, existe un área cubierta por una placa de acrílico, esta placa se levanta y se deposita una gota de agua destilada. Si observamos por el otro extremo del refractómetro, procurando que se encuentre éste por debajo de una fuente de luz, apreciaremos una escala graduada, que nos proporciona en este caso, la densidad del agua.

Posteriormente, secamos suavemente la gota de agua.

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Ahora, se coloca una gota de orina en el área ya mencionada del refractómetro, y se sigue el procedimiento que se utilizó con el agua, para observar la densidad de la orina.

Después de esto, limpiamos la gota de orina con algodón, y colocamos una gota de agua destilada, con el objeto de mantener el área siempre limpia.

Otros integrantes del equipo, trabajarán con la orina que quedo en el vaso de precipitados de la siguiente forma:

a). Sacar del tubo Combur 8 Test, una tira reactiva, cuidando de no contaminar las demás. b). Se mete la tira en la orina, casi en su totalidad.

c). Al sacar la tira, se sacude suavemente para quitar el exceso de la orina. d). Se lee entre los 30 y 60 seg, después de sacar la tira de la orina, comparando la tira con

una escala colorimétrica que se encuentra en el tubo, en la cual se puede identificar la variabilidad en la tonalidad: nitritos, pH, proteínas, glucosa, cueros cetónicos, urobolinógeno, bilirrubina, sangre y hemoglobina

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ACTIVIDAD: DIURESIS EN EL HOMBRE O B J E T l V O S

El alumno comprenderá que existen mecanismos reguladores de los líquidos corporales que responden a los cambios de osmolaridad y que son de importancia para coadyuvar para mantener la homeostasis

El alumno explicará los procesos fisiológicos que derivan de la ingesta o aplicación de una solución isotónica.

El alumno explicará los procesos fisiológicos que derivan de la ingesta o aplicación de una solución hipotónica.

El alumno explicará los procesos fisiológicos que derivan de la ingesta o aplicación de una solución hipertónica.

El alumno realizará una curva por cada uno de los eventos realizados El alumno explicará procesos fisiológicos involucrados en los distintos eventos de la

practica LISTA DE MATERIAL POR EQUIPO __

Descripción Cantidad Fco. de sol. Salina 0.9% de 500 ml 3 Fco.de sol. Glucosada al 5% de 500 ml 3 Fco.de sol. Glucosada al 10% de 500 ml 3 Agua destilada o hervida. 2 litros Vaso de precipitado de 1000 ml 4 Probetas graduadas de 200 ml 4 Refractómetro 1 Papel milimétrico 4 hojas PROCEDIMIENTO Se utilizan 4 sujetos para esta prueba. El sujeto #1 ingerirá 1.5 lts. De agua destilada o hervida. El sujeto #2 ingerirá 1.5 lts. De solución fisiológica. El sujeto #3 ingerirá 1.5 lts. De solución glucosada al 5%. El sujeto #4 ingerirá 1.5 lts. De solución glucosada al 10%. El tiempo estimado para ingerir este volumen es de 5 a 15 min. Se recomienda iniciar la prueba con la recolección de una muestra basal. A continuación se recolectan las muestras de orina conforme se vayan emitiendo, debiendo anotar la hora en que se inicia la prueba así como la hora en que se recolecta la muestra. A cada muestra recolectada se le estudian las siguientes características: Color Olor Volumen PH Densidad El volumen de cada muestra recolectada se cuantifica en un vaso de precipitado o en

una probeta graduada. El pH de cada muestra se determina con una tira de papel indicador de pH.

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La densidad de cada muestra se determina colocando una gota de orina en un refractómetro y leyéndose a través de la lente del mismo. Se debe tener el cuidado de colocar el refractómetro debajo de una fuente de iluminación.

Con los resultados obtenidos, el alumno debe realizar una curva de densidad, una de volumen, y otra de pH; hacer una correlación y análisis de ellas.

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ACTIVIDAD: REFLEJOS EN LA RANA Rana espinal. Reflejos medulares. O B J E T l V O S 1. El alumno comprenderá la importancia que tiene el sistema nervioso en algunos de los diversos fenómenos que acontecen en el organismo. 2. El alumno analizará algunas de las actividades del sistema nervioso en orden caudo- cefálico. 3. El alumno discriminará algunos de los reflejos que se integran a nivel de la médula espinal. 4. El alumno observará los efectos de la sección de la médula espinal a nivel de ésta y la unión con el tallo cerebral de la rana. 5. El alumno observará los efectos de la desencefalización en la rana. 6. El alumno analizará algunas de las actividades reflejas del SNC, en la rana descencefalizada. 7. El alumno observará la respuesta a un estimulo eléctrico variable en intensidad, en una rana descencefalizada. 8. El alumno observará la respuesta a estímulos eléctricos de variable intensidad en una rana descencefalizada. 9.-El alumno observará cuantitativamente la respuesta a estímulos químicos de variable intensidad. 10. El alumno cuantificará el umbral a estos estímulos. 11. El alumno comprenderá los fenómenos fisiológicos involucrados en los experimentos realizados y, deberá extrapolarlos al hombre. LISTA DE MATERIAL POR EQUIPO

Descripción Cantidad Rana 1 Tabla para rana 1 Hilo grueso Variable Estilete grueso 1 Estilete delgado 1 Aplicadores de madera 2 Lámpara de bolsillo 1 Vaso de precipitados de 1000 ml 1 Vaso de precipitados de 250 ml 1 Pinza de disección con dientes 1 Algodón Variable Cronómetro o reloj 1 Soporte universal 1 Pinza de fémur 1 Varilla de vidrio 1 Lámpara de alcohol 1 Fisiógrafo 1

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Electrodos de aguja 2 Toallas de papel Variable Papel filtro Variable Sol. de ac. acético al 10% 50 ml. Sol. de ac. clorhídrico al 0.5% 50 ml. Sol. de ac. clorhídrico al 0.25% 50 ml. Sol. de ac. clorhídrico al o.125% 50 ml Sol. de ac. clorhídrico al 1% 50ml. Cinta adhesiva Variable Tijeras 1 Solución de NaHCO3 Variable PROCEDIMIENTO 1.-Coloque la rana dentro del vaso de precipitado de 1000 ml o en recipiente de acrílico.

2. Anote la posición que adopta el cuerpo con relación a las extremidades. 3. Con la lámpara de bolsillo, dirigir un haz de luz hacia la pupila de la rana, anotando lo que se observa y procurando realizarlo con el mínimo de luz ambiental.

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4. Toque la córnea del animal con un trocito de algodón o con las cerdas de un pincel; anote sus observaciones.

5. Utilizando una pinza de disección con dientes, pellizque cada una de las extremidades posteriores, anote sus observaciones.

6. Describir los movimientos respiratorios que se aprecian en los orificios nasales, piso de la boca, tórax y abdomen. 7. Haga girar la jaula (1 vuelta cada 5”) en el sentido de las manecillas del reloj. Realice sus observaciones anotando los cambios que hay en la postura y movimientos oculares. 8. Repita la operación haciendo girar la jaula en sentido contrario.

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9. Incline el vaso de precipitado hacia adelante lentamente, de tal manera que el plano donde se apoyan las extremidades posteriores se observe hacia arriba.

10.-Repita la operación anterior, ahora las extremidades anteriores quedan en un plano superior a las posteriores. Anote los cambios de postura que presenta el animal. 11. Incline el vaso de precipitado lateralmente de tal manera que las extremidades del lado derecho queden 2 cm por arriba de las del lado izquierdo. 12. Repita la operación anterior, ahora las extremidades del lado izquierdo quedan 2 cm por arriba de las del lado derecho. Anote los cambios de postura que se observan. 13. Lesione con un estilete la unión de la médula espinal con el tronco cerebral, dejando integro el resto del encéfalo; proceda de la forma siguiente: a. Tomar la rana con una toalla de papel desechable para que ésta no resbale b. Colocarla ventralmente en la palma de la mano, de tal manera que la cabeza de la rana quede entre el dedo índice y medio. c. Flexione la cabeza de la rana 90° en relación al tronco. d. Localizar el cruce de una línea imaginaria que pase 2 a 3 mm por detrás de las manchas óticas y el plano sagital de la cabeza. e. En este punto introducir el estilete (2 o 3 mm) rígido; Perpendicular a la cabeza. f. Realizar movimientos horizontales con la punta del estilete para asegurarse de que se está haciendo la sección adecuada. Anote los efectos inmediatos a la sección. g.Después de 15 min. Repita los primeros 12 pasos anteriores Lesión del encéfalo. a. Con el estilete en el mismo lugar donde se lesionó anteriormente, ahora se dirige el estilete en dirección cefálica y perpendicular al cuerpo. b. Se realizan movimientos elípticos, horizontales y verticales con la punta del estilete, para asegurarnos de que hubo destrucción del encéfalo. Anote los cambios que observan. c. Fije una pinza de fémur a un soporte universal y con el extremo de la pinza sujete la mandíbula de la rana, de tal manera que las patas de la rana queden a 2 cm de la superficie de la mesa. d. Con la pinza de disección con dientes, pellizque una de las extremidades. Anote sus observaciones.

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Aplique estímulos térmicos en forma progresiva de la siguiente forma: a. Caliente una varilla de vidrio durante 2 segundos, en una lámpara de alcohol. b. Aplique la varilla caliente a una extremidad de la rana por un tiempo no mayor de 1 segundo. c. Puede ir aumentando el tiempo de exposición al calor, segundo a segundo. Anote sus observaciones

Estimular eléctricamente la extremidad de la rana de la siguiente manera: a. Encienda la unidad estimuladora del fisiógrafo.

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b. Coloque los electrodos en sus bornes respectivos. Es recomendable que los controles de voltaje, duración y frecuencia marquen ceros. c. Se aplican los electrodos en la piel del muslo del animal.

d. Se recomienda iniciar la estimulación con décimas de mv, para lo cual descendemos la palanca indicadora que se encuentra debajo del control del voltaje (X.1). e. Se utilizan estímulos simples hasta encontrar el umbral; a continuación se aumenta en forma progresiva el voltaje, evitando que el estímulo queme la piel del animal. Aplicar estímulos de orden químico de la siguiente forma: a. Utilizar la otra extremidad de la rana. b. Preparar un vaso de precipitado de 1000 ml lleno de agua, tener a la mano algodón; El agua se utiliza para mantener húmeda la piel de la extremidad que se está utilizando.

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c. Coloque un trozo de papel filtro de 3 x 3 mm impregnado de ácido acético al 10% sobre el muslo de la rana. d. Observe las respuestas, e inmediatamente lave la región con una torunda de algodón empapada de sol. De bicarbonato de sodio; enseguida sumerja la extremidad de la rana en el vaso con agua para evitar la desecación.

e.- Después de 5 min. Vuelva a realizar la operación anterior, ahora sujetando la extremidad contralateral. Observe y anote los cambios que se presentan. Estimulación química con ácido clorhídrico. a. Utilizar diferentes concentraciones de ácido clorhídrico; al 1% al 0.5%, al 0.125%. b. Sumergir durante 15 segundos la extremidad en la solución de menor concentración. Observe los resultados, mida el tiempo de latencia y observe la magnitud de la respuesta a estímulos de diferente concentración.

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c. Lave inmediatamente la extremidad sumergiéndola en agua durante algunos segundos y seque con el algodón. d. Utilizar las soluciones en orden progresivo con un intervalo de 5 minutos entre cada una y un período de lavado intercalado para evitar la desecación e. Infiera los procesos fisiológicos que se llevan a cabo en cada uno de los eventos realizados.

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ACTIVIDAD: REFLEJOS EN EL HOMBRE. O B J E T I V O S l.- El alumno analizara le integración que realiza el sistema nervioso a diferentes niveles

mediante su unidad de organización funcional, con la información que recibe. 2.- Caracterizar los arcos reflejos integrados en el ámbito de la medula espinal. 3.- Caracterizar los arcos reflejos integrados a nivel del tallo cerebral. 4.- Inferir los procesos fisiológicos involucrados en cada uno de los

eventos.

MATERIAL DE LABORATORIO POR EQUIPO

CDESCRIPCION CANTIDAD Lámpara de bolsillo 2 Martillo de reflejos 3 Aplicadores de madera 4 Abatelenguas 6 Algodón. variable

PROCEDIMIENTO 1. Es importante que el sujeto que se explora se encuentre tranquilo y cooperador.

Los reflejos se exploran en forma bilateral.

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2. REFLEJO AXÓNICO Y TRIPLE RESPUESTA DE LEWIS. a). Se desplaza un objeto de punta roma por la cara anterior del antebrazo, haciendo

presión. b). Inmediatamente observamos una línea blanca.

c). Si deslizamos un objeto de punta aguda, haciendo presión sobre la cara anterior del antebrazo, se aprecia una línea roja; después se observa una zona enrojecida alrededor de la línea roja, así como una zona de edema.

3.- REFLEJO PLANTAR. a). Deslice un objeto de punta roma, haciendo presión en la planta.

b). Se observará una flexión del pie.

4.- REFLEJO AQUILEANO.

a). Se le pedirá al sujeto que flexione la pierna derecha y la coloque sobre el asiento de una silla, la extremidad Izquierda se apoya firmemente al piso.

b). Con el martillo de reflejos se percute sobre el tendón de Aquiles de la extremidad flexionada, observándose extensión del pie derecho.

c). Repetir la maniobra en la otra extremidad.

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5.- REFLEJO PATELAR.

a). Se pide al paciente que se siente cruzando la pierna derecha sobre la izquierda. b). Con el martillo de reflejos se percute el tendón del cuadríceps del muslo derecho,

que se encuentra entre la patela y la tuberosidad anterior de la tibia. c). Se observa extensión de la pierna, repetir le maniobra en la otra extremidad

6.- REFLEJO CREMASTERIANO. a). Con el sujeto de pie, se desliza un objeto ramo en el tercio superior de la cara

medial del muslo, cerca del periné. b) . Se observa retracción a elevación del escroto del lado ipsilateral. Realizar la misma maniobra del lado contrario. 7. - REFLEJO EPIGASTRICO. Se coloca al sujeto en decúbito dorsal y se le descubre el abdomen. a). Se desliza suavemente un objeto romo sobre le piel de un lado del abdomen; se observa retracción de le pared abdominal del lado estimulado. b). Realizar la misma maniobra del lado contrario.

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8.- REFLEJO BICIPITAL.

a). El explorador sostiene con su brazo izquierdo el brazo derecho del paciente, flexionándolo ligeramente. b). El explorador coloca el dedo pulgar de su mano izquierda, sobre el tendón del bíceps braquial, que se palpará como una cuerda dispuesta longitudinalmente en el pliegue del codo.

c). Con el martillo de reflejos se golpea suavemente sobre la uña del dedo pulgar del explorador colocado sobre el área mencionada.

d). Como respuesta se observa contracción del bíceps braquial o flexión del antebrazo.

9. - REFLEJO SUPINADOR.

a). El explorador sostiene con su mano, el brazo del paciente por su cara ventral y proximal a la articulación de la muñeca.

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b). Se le pide al paciente que descanse su brazo sobre la mano del explorador, de tal manera que su mano quede en supinación

c). Con el martillo de reflejos se percute suavemente el tendón del músculo braquio radial que se inserta en el proceso estiloides del radio.

Nota: Se golpea el tendón, por detrás de su sitio de inserción .

10. - REFLEJO FOTOMOTOR. a). Se cubren los ojos del paciente con una mano. b). Destape un ojo y dirija una fuente de luz hacia él. c). Inmediatamente se observará constricción de la pupila (miosis).

d). Repita el mismo procedimiento en el otro ojo.

11. - REFLEJO CONSENSUAL.

a). El explorador coloca su mano con los dedos juntos y extendidos (o una tarjeta de trabajo) entre un ojo y otro, de tal manera que la luz que se aplique el ojo derecho no pase al izquierdo

b). Se acerca una fuente de luz (lámpara de bolsillo) a la pupila derecha y se observan los cambios que presenta la pupila izquierda (miosis).

c). Repetir el mismo procedimiento del lado contralateral.

12. - REFLEJO CUTANEO PUPILAR.

a) Pellizque ligeramente la mejilla del paciente (región geniana). b) Paralelamente observe la pupila de ese mismo lado.

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e) Observará una dilatación de la pupila (midriasis).

13. REFLEJO FARINGEO. a). Se pide el paciente que abra la boca.

b). Con un abatelenguas toque ligeramente la pared de la faringe. c). Se observa contracción de Ios músculos de la faringe.

14. - REFLEJO PALATINO.

a). Se pide al paciente que abra le boca. b). Con un abatelenguas toque suavemente el paladar blando. c). Como respuesta observará contracción de los músculos del paladar.

15. - REFLEJO CORNEAL. a). Se le pide al paciente que mantenga los párpados abiertos.

b). Toque ligera y suavemente la córnea con un algodón limpio. c). Se observará constricción del músculo orbicular de los párpados.

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16. - PRUEBA DE EQUILIBRIO: Equilibrio estático. a). Con el paciente en posición de pie y los talones ligeramente separados, los brazos extendidas y las ojos abiertos. b). Se observan las oscilaciones que presenta el cuerpo y los movimientos de ajuste y

corrección que se realizan para mantener el equibrio. c). Realizar los mismo procedimientos, ahora con párpados cerrados.

d). Se le pide al paciente, que flexione una pierna y que se mantenga en equilibrio en un solo pie, con las extremidades superiores extendidas y los ojos abiertos. e). Ahora se le pide al paciente que cambie de pie, en la misma posición anterior, con los ojos abiertos.

f). Repetir los dos mismos pasos anteriores, ahora con los ojos cerrados. g). Se repiten los incisos e y f, variando la posición de la cabeza. Primera flexionándola a la derecha, después flexionándola a la izquierda y, finalmente la cabeza en extensión.

EQUILIBRIO EN ACELERACION. (Dinámica)

a). Se sienta al paciente en una silla giratoria sin ruedas, los integrantes del equipo vigilarán atentamente. Nota: en caso de que no existan sillas giratorias en el 1aboratorio, el equipo formará una rueda, en el centro la cual estará el paciente explorado b). Se hace girar rápidamente a un sujeto (una vuelta por segundo) hasta completar diez vueltas.

c). Se para bruscamente el sujeto, sosteniéndolo por los hombros; una persona le detiene la cabeza y le pide que abra los ojos para poder observar el nistagmos. d). Anotar la dirección en la que gira el sujeto, la dirección del componente rápido y el componente lento del nistagmos.

e). Se repite el procedimiento pidiendo al paciente que flexione la cabeza 90 grados a hacia la derecha. f). Se repite el procedimiento, ahora flexionando la cabeza 90 grados a la izquierda. g). Repetir el procedimiento, ahora el paciente extenderá la cabeza en un ángulo de aproximadamente 60 grados h). Se elige otro sujeto, se repiten los procedimientos anteriores, con las siguientes observaciones:

Inmediatamente después de terminar los giros se le pide al paciente que camine. Los integrantes del equipo serán responsables de que el compañero explorado

no pierda el equilibrio.

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Anotar el tipo de marcha que presenta, la dirección que sigue, así como las sensaciones que experimenta al intentar caminar después de los giros.

Nota: es muy importante mantener siempre bajo estrecha vigilancia al sujeto que se explora.

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ACTIVIDAD: EXPLORACION DE LOS NERVIOS CRANEANOS OBJETIVOS: 1. - El alumno caracterizará el arco reflejo como la unidad de organización del sistema nervioso. 2. - El alumno caracterizará a los nervios craneanos, correlacionándolos con el arco reflejo. 3. - El alumno discriminará los componentes sensitivos, motores y vegetativos de los nervios craneanos. 4. - El alumno identificará durante la práctica los siguientes elementos de cada uno de nervios craneanos: a.- receptor. b.- neurona aferente o vía aferente. c.- centro integrador. d.- neurona o vía eferente. e.- efector. 5. - El alumno interrelacionará la exploración de los nervios craneanos con los niveles de integración de los mismos. 6. - Todas las actividades se realizarán en forma bilateral. ACTIVIDADES EN EL PACIENTE. I Nervio craneano o nervio olfatorio. a.- Para su exploración se usan olores de sustancias no irritantes, además de conocidas para el paciente como el olor de algún perfume, esencias de flores o frutas, especias, café etc.… b.- La exploración se llevará a cabo en cada una de las fosas nasales por separado, c.- Se acerca la sustancia al poro nasal, en un vaso de precipitado de 50 ml y ocluyendo el lado contrario. d.- Se deberá considerar oclusiones nasales, postraumáticas o fenómenos alérgicos o infecciosos en general que pudiesen obstruir la cavidad nasal. II Nervio craneano o nervio óptico (del latín, óculu=ojo) Su exploración se resume a las siguientes formas. a.- Agudeza visual.- Se utilizan las cartas de Snellen para personas con visión aproximadamente normal o también se utiliza la pantalla visual de bolsillo Rosenbaum.

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b.- Perimetría. Esta prueba se deberá hacer en cada globo ocular por separado, ocluyendo uno mientras se explora otro. -Graficar o delimitar los campos visuales mediante la exploración física; dirigiendo los dedos en movimiento, desde atrás del paciente hacia delante, hasta que paciente detecte en su campo visual el movimiento de los dedos. -Ésta maniobra se realizará en la parte superior, inferior, lateral y medial del campo visual del paciente, tomando nota de ello. c.- Identificación de colores. Esta prueba se aplica con el uso de cartas de colores conocidos para el paciente y podrá determinarse se puede o no haber ceguera para los colores. III Nervio craneano o nervio óculo motor (antes motor ocular común). IV Nervio craneal o troclear (antes patético) VI Nervio craneal o abductor (antes motor ocular externo). a.- Se le pide al paciente que dirija su mirada hacia la derecha e izquierda para explorar los rectos internos y externos. b.- Mientras el paciente mira hacia un lado, se le pide que mire hacia arriba y abajo; en esta posición con el ojo en abducción, es elevado por el recto superior y descendido por el recto medial. c.- Estando el ojo en aducción es elevado por el músculo oblicuo menor y descendido por el oblicuo mayor. d.- También se utiliza el seguimiento de los dedos para explorar los movimientos del globo ocular. e.- Exploración parasimpática.- Se dirige un haz de luz en forma lateral hacia la pupila del ojo y se observa midriasis como respuesta. (Ver exploración de reflejos en el hombre). Incluye: -reflejo fotomotor directo.

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-reflejo fotomotor cruzado o consensual. V Nervio Craneal o Nervio Trigémino. -Sensibilidad.- Se exploran las tres ramas del trigémino; la oftálmica, la maxilar y la mandibular, aplicando estímulos táctiles, térmicos y nocicepivos; se utilizará algodón, alfileres y tubos de ensaye con agua caliente y fría. - reflejo corneal.- ver exploración de reflejos en el hombre. -reflejo mandibular. -reflejo del estornudo. -reflejo de la masticación. Se palpan los músculos temporal y masetero cuando la mandíbula se encuentra contraída, el tono de ambos lados deberá ser similar. VII Nervio craneal o Nervio facial. Función motora.- Se le pide al paciente que sonría o que muestre sus dientes, también se le pide que apriete fuertemente sus párpados; las comisuras de sus labios y la oclusión de sus párpados serán simétricas. Sensibilidad.- Se explorarán las sensaciones gustativas de los tercios anteriores de la lengua utilizando sabores dulces, ácidos, amargos y salados. VIII Nervio craneal o nervio vestíbulo coclear. Función coclear.- a). - Agudeza auditiva. Se aplica una regla en forma perpendicular al pabellón auricular, colocando un reloj en la parte distal; se va acercando el reloj al pabellón auricular y se toma nota en el momento que se comienza a oír el tic tac del reloj. b). - Prueba de Weber. Normalmente no se presenta lateralización del sonido a ningún oído, cuando la base de un diapasón que se hace vibrar se aplica al vértice de la línea media del cráneo. Si el sonido se llegase a referir a un oído que oye mas mal, la perdida de la audición se deberá a una conducción defectuosa en oído externo o interno. Si el sonido de la vibración fuese referido a un oído que oye mejor, la perdida de la audición podrá atribuirse a deterioro funcional del nervio auditivo o de la cóclea. c). - Examen otoscopico. Se explorará el oído con el otoscopio, describiendo las estructuras. d). - Función vesicular. Se realizan pruebas de equilibrio (ver practica d reflejos en el hombre). IX Nervio craneal o Nervio glosofaríngeo. a). - Reflejo faríngeo. b). -Reflejo del seno carotideo.- Al ejercer presión sobre el seno carotídeo, se produce bradicardia e hipotensión. c). - Exploración gustativa del tercio posterior de la lengua. X Nervio craneal o Nervio Vago. Se realizan las siguientes actividades: a). - Exploración laringoscopica. b). - Sensibilidad de faringe y laringe. c). - Reflejo faríngeo. d). - Reflejo óculo cardiaco. e). - Reflejo del seno carotídeo.

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XI Nervio Craneal o Nervio espinal o accesorio. a). - Para su exploración se le pide al paciente elevar los hombros y rotar la cabeza contra una resistencia. b). - También se puede tomar un electromiograma de los músculos involucrados. XII Nervio craneal o Nervio Hipogloso. a). - Para su exploración se le pedirá al paciente, que empuje con la punta de su lengua la parte interna de su mejilla, contra la fuerza ejercida por el dedo del examinador. b).- También se le pide al paciente que proyecte su lengua hacia delante, la dirija hacia la derecha, izquierda, abajo y hacia arriba.

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ACTIVIDAD: ELECTROENCEFALOGRAMA. OBJ E T I V 0 S: 1. -Analizar que la información que llega el sistema nervioso provoca potenciales eléctricos que discurren por los líquidos corporales y que pueden ser captados en la piel a través de dispositivos electrónicos para su estudio. 2. -En un registro gráfica de la actividad eléctrica del encéfalo distinguir los diferentes tipos de ritmos que se observan. 3. -. Discriminar los diferentes patrones de actividad eléctrica en relación a los estados emocionales. 4. -Caracterizar el aumento de las concentraciones del Bióxido de carbono en la actividad eléctrica del sistema nervioso. 5. -Caracterizar el efecto de la hiperventilación en la actividad eléctrica del sistema nervioso. 6. -Correlacionar un registro gráfico de actividad eléctrica del sistema nervioso, con la actividad somato-sensitiva. 7. -Correlacionar un registro gráfico de la actividad del sistema nervioso con la actividad motora. 8. -Correlacionar un registro gráfico de la actividad eléctrica del sistema nervioso, con la actividad intelectual. 9.-Carrelacionar un registra gráfico de la actividad del S.N con el estado de dormido. 10. - Realizar un análisis general da actividad eléctrica del sistema nervioso. MATERIAL DE LABORATORIO POR EQUIPO DESCRIPCION CANTIDAD Fisiógrafo 1 Electrodos de disco 6 Cable SC 13 2 Banda de goma 1 Pasta electrolítica 1 Estilete 1 Alcohol 10 ml Algodón Variable Cinta adhesiva Variable Lámpara de bolsillo 1 Diapasón 1 PROCEDIMIENTO ACTIVIDADES EN EL FISIOGRAFO. 1. Ver actividades en el fisiógrafo y calibración del amplificador en la práctica de actividad mecánica muscular. 2. Ver actividades de calibración acoplador-amplificador.

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a). Después de calibrar el amplificador encienda el botón blanco del amplificador. b). Se utiliza un HI-GAIN coupler Ganancia X 100 Constante de tiempo de 0.3 c). El interruptor del acoplador (INPUT), que se encuentra en el ángulo inferior derecho, se dirige hacia abajo. d). Se abre El macro del amplificador hacia la derecha, hacía 500. e). El interruptor (CAL), se dirige hacia 0.1 mv, se debe observar un ascenso de la plumilla; si no ocurre esto, gire el macro pausadamente hasta la siguiente cifra y repita el procedimiento hasta que 0.1 mv desplace la plumilla 2.5 cm. f). Una vez concluido la calibración acoplador-amplificador, se apaga el botón blanco. ACTIVIDADES EN EL PACIENTE 1. Se buscará un sujeto, de preferencia que sea de carácter apacible y espíritu cooperador,

ya que de esto depende poder obtener un buen registro. Se le pedirá que se despoje de todo objeto de metal.

2. El cable SC 13 se conecta por una de sus extremos a la entrada del acoplador y el otro extremo a los electrodos; en éste extremo tiene un dispositivo que presenta tres entradas, dos de ellas presentan un número (l y 2 respectivamente), y otra presenta la letra G. Los electrodos se disponen de la siguiente forma: Número 1. Electrodo activo: frontal Número 2. Electrodo de referencia: occipital. Letra G. Electrodo a tierra: lóbulo de la oreja

Electrodo 1. Éste se coloca en las eminencias frontales, uno derecho y otro izquierdo. Electrodo 2. Éste electrodo se coloca a unos 4 cm. de la protuberancia occipital externa, uno derecho Y otro izquierdo. Electrodo G. Éste electrodo se coloca en el lóbulo de la oreja, uno derecho y otro izquierdo. 3. -Antes de colocar los discos de los electrodos, se limpia la piel con alcohol para quitar el exceso de grasa. 4. -Después se aplica pasta electrolítica en capa delgada, en la piel donde se aplicarán los discos de los electrodos, así como en la superficie del disco que hará contacto con la piel. 5. Los discos de los electrodos se fijan a la piel de los lugares ya mencionados (electrodos 1 y 2) a través de una banda de goma.

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6. El electrodo que va a tierra (lóbulo de la oreja) se fija con cinta adhesiva 7. A continuación se pide al paciente que se relaje. Se enciende el botón blanco del amplificador. 8. El interruptor (Trase Reset) se dirige hacia abajo, el mismo tiempo, el interruptor (INPUT) se dirige hacia arriba. 9. Se comienza a registrar con una velocidad de papel que permita observar un registro adecuado. 10. Si existiera interferencia, manifiesta por vibración de la plumilla, se gira el botón del filtro hacia la izquierda hasta que permita observar un registro adecuado. 11. Si a pesar de haber aplicado filtro seguimos registrando mucha interferencia, se recomienda revisar qué se encuentren adecuadamente aplicados los electrodos. Para esto, se apaga antes el botón blanco del amplificador. DINAMICA DE REGISTRO 1. Se le pide al paciente que esté tranquilo, con el mínimo de movimientos musculares y los párpados cerrados, se apaga la luz y se pide guardar silencio en el área. 2. Se activa la polea de arrastre y se obtiene un registro que se deduce por el tipo de onda que presenta, y su frecuencia en ciclos por segundo. , además de por las condiciones en que se encuentra el sujeto 3. Después se le pide al paciente que abra los párpados, se observará un cambio en el registro (ritmo) qué se deducirá por el tipo de anda, su frecuencia en ciclos por segundo y por las condiciones del sujeto. 4. Para obtener un registro relacionado con los estados emocionales se realiza lo siguiente: a). Se le pide al sujeto que cierre los párpados. b). Se toma un registro basal. c) Se le induce al estado emocional sugiriéndole que piense en situaciones que lo introduzcan en dicha estado emocional. 5. Para obtener un registro relacionado con la actividad intelectual, se realiza lo siguiente: a). Se le pide el sujeto que cierre los párpados. b). Se toma un registro basal. c). Se le somete a actividad intelectual; como pedirle que realice operaciones matemáticas mentalmente. Se activa la polea de arrastre y se obtiene el registro. 6. Para obtener un registro relacionado con la actividad somato-sensitiva, se realiza la siguiente: a). -se le pide al sujeto, que cierre los párpados. b). -Se toma un registro basal. c). -Se aplican estímulos luminosos a los ojos del sujeto, o se pueden aplicar estímulos dolorosas de maderada intensidad en otra porte del cuerpo. Se activa la polea de arrastre y registramos . 7. - Para obtener un registro relacionado con la actividad motora se realiza la siguiente: a). - Se pide al paciente que cierre los párpados. b). -Tomar un registro basal. c). -Se le sugiere al paciente que flexione una de sus extremidades. d). -Relacionar la respuesta con el hemisferio cerebral que se activa. 8. Para obtener un registra relacionado con el aumento de la frecuencia respiratoria, realice

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la siguiente; a). - Se toma un registro basal. b). -Se le pide al paciente que realice diez respiraciones profundas y consecutivas. 9. Para obtener un registro relacionado con el aumento de la concentración del bióxido de carbono, realizar lo siguiente: a). Se pide al sujeto que cierre los párpados. b). Se toma un registro basal. c). Colocar una bolsa de plástico alrededor de boca y nariz del sujeto, de tal manera que respire dentro de la bolsa. Registrar durante minuto y medio; suspender en caso de molestar al sujeto. BIBLIOGRAFÍA.

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