MANUAL FISIOLOGIA

ÍNDICE DE PRÁCTICAS No. Prácticas Título

1 Manejo del refractómetro clínico 2 Punción venosa. Osmolalidad del plasma

3 Observación macroscópica de los sistemas y órganos

de la rata (disección de la rata) 4 Sentido del gusto (sistema nervioso) 5 Presión arterial y frecuencia cardiaca en el hombre 6 Prueba de dilución renal de Volhard

7 Prueba de concentración renal de Fishberg 8 Paso polarizado de glucosa a través de la membrana

intestinal

9 Glucosuria fisiológica

10 Funciones reflejas del sistema nervioso 11 Difusión de agua a través de la membrana

12 Oxidación tisular

13 Efectos de las cargas de agua y sal sobre la función

renal

14 Respiración pulmonar: Modelo del pulmón

15 Determinación de la creatinina en orina

UNIVERSIDAD VERACRUZANA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS

LABORATORIO DE FISIOLOGÍA

PRÁCTICA No. 2 PUNCIÓN VENOSA, OSMOLALIDAD DEL PLASMA

OBJETIVO: El alumno adquirirá destreza en la venopunción y manejo de las muestras sanguíneas. MATERIAL: Tubos de ensayo Ligadura Torniquete Agujas para vacutainer Camisa para vacutainer Recipientes para RPBIs 8 tubos de centrifuga de 10 mL graduados Gradilla para tubos de ensaye Pipeta graduada de 10 mL Pipeta graduada de 1 mL Centrifuga de laboratorio MATERIAL BIOLÓGICO: De 10 a 12 ml. De Sangre completa incoagulable. REACTIVOS: Soluciones de NaCl de las siguientes concentraciones: 0.585,0.731, 0.877,1.023, 1.170, 1.315. PROCEDIMIENTO: La sangre para el análisis puede obtenerse de las venas, las arterias o los capilares. La mayoría de las muestras de sangre se obtienen por punción venosa que suele realizarse en la vena antecubital, por su grosor y superficialidad. El brazo debe extenderse en línea recta desde el hombro hasta la muñeca. La vena se detecta por palpación en los casos en que no sea fácilmente localizable esta operación puede facilitarse por movimientos alternativos de apertura y cierre de la mano o frotes con algodón. En algunos casos pueden utilizarse las venas de la parte superior de las manos, teniendo mucho cuidado en la extracción, pues pueden producirse hematomas. Con desinfectarse con una torunda, dejando que la piel se seque al aire, cuando la piel está limpia se coloca un torniquete de goma 10-15 cm. Por encima del lugar de la punción, para obstruir el retorno de la sangre venosa del corazón y para distender las venas.

Las muestras de sangre venosa pueden extraerse por medio de jeringas desechables para evitar contagios o tubos de vació. Jeringa y aguja deben alinearse con la vena introduciéndose en un ángulo de 15°. Cuando se ha salvado la resistencia inicial de la pared de la vena, la sangre fluye hacia la jeringa tirando suavemente del embolo. Terminada la toma de sangre se retira el torniquete luego la aguja extraída esta, el paciente debe sujetar fuertemente una torunda sobre el lugar de la punción con el brezo extendido, para impedir la salida de la sangre. Una vez realizada la toma, la sangre de la jeringa se transfiere, con una presión suave el embolo a los tubos adecuados. Los que contengan anticoagulante deben taparse y mezclarse por inversión.

TÉCNICA: 1 Preparar una serie de 8 tubos de centrifuga y rótulos del 1 al 6, T1 y T2 2 En los tubos rotulados del 1 al 6, colocar 8 ml de cada uno de las soluciones según el

siguiente esquema: Tubo N° Sol. de NaCl g/100ml

1 0.585 2 0.731 3 0.877 4 1.023 5 1.170 6 1.315

3 Mezclar cuidadosamente la sangre llenar una pipeta de 1 ml con esta; vaciar en el tubo

T1 dejando que escurra la sangre durante unos 45 segundos 4 Volver a mezclar la sangre, llenar la pipeta, y pasar al tubo 1 teniendo cuidado de que

la punta de la pipeta toque la pared del tubo un poco arriba del nivel líquido permitiendo que escurra la sangre.

5 Continuar hasta llegar al tubo T2. Mezclar bien los tubos del 1 al 6 y colocarlos en

centrifuga. Los tubos T1 y T2 se pondrán uno frente al otro. centrifugar a 2500-3000 rpm durante 30 minutos.

6 Retirar los tubos de la centrifuga y leer los volúmenes de células centrifugadas en las

escalas graduadas, interpolar las lecturas de volumen hasta 0-0.1 ml. No debe tenerse encuentra la capa blanca entre glóbulos rojos y plasma. Anotar las lecturas de los testigos se promedian.

RESULTADOS

La sangre se añadió a :

Hora en que se añadió la sangre

Cambio de Aspecto en los

G.R.

Hora en que se observaron los

cambios

Tiempo transcurrido

Agua destilada

Solución salina

0.5%

Solución salina

0.9%

Solución salina

1.0%

Defina lo que es hemólisis. 7 Calcular la concentración de las soluciones de NaCl en miliosmoles por litro. Construir

una grafica y en las ordenadas colocar los valores que abarquen los volúmenes globulares observados, y en las abscisas las osmolalidades de NaCl. Trazar una línea recta paralela a las abscisas que pase por las coordenadas correspondientes al valor de T1 y T2. Las lecturas de los volúmenes de eritrocitos obtenidos para las distintas soluciones, permiten construir la grafica, por estos puntos se traza la recta, y el punto donde se cruzan las dos líneas rectas corresponde a la Osmolalidad, es una solución igual a la Osmolalidad del plasma.

Origen de la sangre: ______________________________________________________ Testigo 1:_______________ Testigo 2: ______________ Promedio: ______________ Osmolalidad del plasma: __________________________________________________

Vol. Globular Concentración de sol. de NaCl Tubo No. Centrifuga g/100ml mol. /1 asm/1 mil osm/1

1. 0.585 2. 0.731 3. 0.877 4. 1.023 5. 1.170 6. 1.315



PRÁCTICA No. 3 OBSERVACIÓN MACROSCÓPICA DE LOS SISTEMAS Y ÓRGANOS DE LA

RATA (DISECCIÓN)

OBJETIVO: Conocer la rata como modelo experimental de mamífero, y se percate de la anatomía microscópica de los principales sistemas de órganos y adquiera cierta practica en algunas manipulaciones necesarias en otros experimentos. MATERIAL: Equipo de disección Vaso de precipitados de 100ml. Vaso de precipitados de 2 Lts. Algodón Gasas Papel higiénico REACTIVOS: Éter etílico PROCEDIMIENTO: Anestesia Se emplea éter etílico cubrir el fondo del vaso con una capa de algodón empapado en éter, cubrir con gasas y tapar el vaso; colocar la rata en el vaso y tapar. Se saca de inmediato cuando cae dormida y se continúa la anestesia por el método de goteo abierto. Se coloca la cabeza de la rata en un vaso pequeño con un cuadro de gasa humedecido con éter y se mantiene la anestesia humedeciendo de vez en cuando la gasa con algunas gotas de éter. Se pesa la rata y se observa la frecuencia y la profunda respiración. Disección Se procede abrir la cavidad torácica, en un momento los pulmones ya no pueden funcionar, por lo tanto pueden suspenderse la anestesia después de abrir el tórax. Se extiende la rata boca arriba se hace una incisión a través de la piel de la superficie ventral desde la sínfisis del pubis hasta el Angulo anterior del maxilar inferior, se retrae la piel sobre el tórax y se introduce la punta de un par de tijeras gruesas en el extremo inferior de la caja torácica; se retrae esta y se quita la sangre de la cavidad torácica. Anotar si se observa alguna actividad en los músculos respiratorios especialmente el diafragma.

Deslizar un trompo de tubo de caucho sobre el hocico de la rata observar los pulmones, se corta una pequeña porción del pulmón y se coloca en un vaso con agua y se observa si flota o se hunde. Retirar del cadáver el corazón y los pulmones, lavarlos con agua y colocarlos sobre la tabla. Abrir el corazón cuidadosamente, observar aurícula, ventrículos y válvulas. Continuar la incisión hasta la cavidad abdominal, cortando el diafragma, observar la lengua, faringe, esófago y buscar el estomago, se va siguiendo el intestino delgado, su forma, el intestino grueso y al ano. Observar el hígado y buscar la desembocadura de las vías biliares en el intestino delgado, observar el páncreas, que son numerosas masas titulares en el mesenterio del intestino delgado. Desplazar los órganos digestivos hasta exponer los riñones. Seguir el uréter hasta la vejiga se quita el riñón y se corta longitudinalmente con una hoja de afeitar y se observa. Los órganos de reproducción dependerán del sexo del animal. En el macho se encontraran los testículos en la hembra los ovarios, el útero cerca de los riñones. Se deben anotar todos los resultados y se realizaran esquemas de los distintos sistemas observados.



PRÁCTICA NO. 4 SENTIDO DEL GUSTO (SISTEMA NERVIOSO)

OBJETIVO: Demostrar interacción del sistema nervioso en el sentido del gusto localizando los receptores en el órgano susceptible: la lengua. MATERIAL: 1 lupa 1 piseta de agua destilada Gasas simples (no estéril) 4 goteros limpios Torundas de algodón REACTIVOS: Sal de sacarosa al 10% NaCl 20% Ácido acético 1% Sulfato de aquilina 10.1%

SENTIDO DEL GUSTO La mayor parte de los receptores del gusto se encuentren diseminados sobre la superficie de la lengua. Sin embargo, las papilas caliciformes de la parte posterior de la superficie dorsal de la lengua, y de las papilas fungiformes que se encuentran sobretodo en los bordes y la punta del órgano, posen una gran cantidad de botones gustativos, se han descrito cuatro tipos diferentes de botones no se hallan exclusivamente limitados a determinadas zonas, se ha visto que los bordes de la lengua son estimulados más fácilmente por las sustancias ácidas, la punta por las saladas y dulces y la parte posterior por la amargas. Es necesidad características de los 4 tipos de receptores que las sustancias de pruebas de encuentren disueltas antes de que pueda producir estimulo. TÉCNICA: 1.- Se pide al sujeto que saque la lengua. Con una lupa se identifican las zonas ricas en papilas y botones gustativos. Se localizan también las papilas caliciformes y las fungiformes. 2.- Se lava la lengua del sujeto y se seca con un pedazo de gasa. 3.- Se humedece la torunda de algodón con algunas gotas de sacarosa. Se aplica la torunda en la punta de la lengua y se dice al sujeto que anote el sabor percibido. Se lava y se seca la

lengua. Se estudia d la misma manera la punta de la lengua con otras torundas humedecidas con las tres soluciones en cada caso se emplea una nueva torunda y se lava y se seca la lengua cuidadosamente entre cada prueba. 4.- Se repite la maniobre aplicando las torundas mojadas en soluciones problemas a los lados, el tercio anterior, el tercio medio y el tercio posterior del órgano. La aplicación debe ser muy ligera evitando que las soluciones difundan una zona amplia se anotan los resultados graduando la intensidad gustativa como:

Intensa (++++) Moderada (+++) Leve (++) Escasa (+) Nula (0)

SENSACIÓN

SUSTANCIA SENSACIÓN GUSTATIVA

Sacarosa al 10 %

Cloruro de sodio al 20%

Ácido acético al 1%

Sulfato de quinina al 0.1%

INTENSIDAD Y LOCALIZACIÓN

ZONA DE LA LENGUA DULCE SALADO ÁCIDO AMARGO

PUNTA

BORDES

TERCIO POSTERIOR

TERCIO ANTERIOR

SUPERFICIE DORSAL

Los receptores para las cuatro sensaciones primarias gustativas, se encuentran en zonas específicas de la lengua. ¿Qué sustancias gustativas causaron sensaciones persistentes?



PRÁCTICA NO. 5 PRESIÓN ARTERIAL Y FRECUENCIA CARDIACA EN EL HOMBRE

OBJETIVO: Mediante la aplicación de técnicas sencillas, el alumno comprenderá los principios fisiológicos básicos que intervienen en la función del organismo humano. En esta práctica se persigue que el alumno deduzca los ajustes reguladores de los sistemas cardiovasculares por la determinación de la presión arterial y la frecuencia cardiaca como una respuesta a los cambios de posición y ejercicio. PRESIÓN ARTERIAL La presión arterial la necesitamos todos. Sin ella, la sangre no podría circular a través del cuerpo. Sin un aporte continuo de sangre, nuestros órganos no recibirían el oxigeno y nutrientes que necesitaría para funcionar. Por lo tanto, es importante como mantener la presión arterial a un nivel saludable. La frecuencia e intensidad de los latidos cardiacos están sujetas a un control nervioso a través de una serie de reflejos que los acelera o los disminuye. Sin embargo, el impulso de la contracción no depende de estímulos nerviosos externos, sino que se origina en el propio músculo cardiaco. TÉCNICA: La presión arterial se medirá por la técnica de auscultación y de palpación. La palpación cardiaca por palpación del tórax a nivel del corazón. La frecuencia del pulso se medirá por palpación de arteria radial de la muñeca o de la carótida en el cuello. Nos podemos formar ideas de las presiones venosas observando a qué altura por encima o por debajo del corazón se colapsa las venas superficiales del dorso de la mano. Método de medición de las presiones parciales arteriales por auscultación El sujeto se acuesta con ambos brazos extendidos a lo largo del cuerpo de modo que la bolsa de aire en el manguito quede sobre la cara anterior del brazo como tres centímetros; del pliegue del codo. El manguito debe apretarse bien. Se busca el pulso radial cerca de la base del pulgar, en la cara anterior de la muñeca. Mientras se palpa el pulso radial se infla rápidamente el manguito hasta que la presión del manómetro sea de 200 mm. La válvula del bulbo de hule se abre ligeramente de modo que la presión disminuya lentamente se sigue palpando el pulso y se observa el manómetro mientras sale el aire del manguito se anota la presión en la cual se vuelve a sentir el pulso. Se deja la que la presión siga avanzando. Observando los cambios en pulso radial. La presión del manguito se lleva ahora a unos 10 mm, por debajo de la presión en que se sintió el pulso radial por primera vez se coloca la cápsula del estetoscopio sobre la piel en el pliegue del codo sobre la arteria humeral describiendo los sonidos recogidos por el estetoscopio. Se bacía el manguito y se deja descansar al sujeto por unos minutos.

Se palpa la arteria radial y se eleva la presión hasta que el pulso radial desaparezca. De coloca la cápsula del estetoscopio sobre la piel que cubra la arteria humeral y se deja que el aire salga lentamente por el manguito. Se anotan las presiones en las cuales se siente por primera vez el pulso radial y se oye el primer sonido por el estetoscopio, se deja que deja saliendo el aire, el sonido se vuelve cada vez más intenso al bajar la presión y bruscamente adquiere un tono sordo y desaparece. De ordinario, la desaparición del sonido y su cambio de calidad (ruido sordo) son casi simultáneos. La presión en la cual s oyó el ruido por primera vez se anota como presión sistólica en tanto que la presión en la cual desapareció el sonido, corresponde a la diastólica. La diferencia entre ambas se anota como presión diferencial o presión del pulso. Se repite cuando menos 3 veces las mediciones de presión arterias o hasta que domine la técnica de modo que mediciones sucesivas den los mismos resultados. Frecuencia cardiaco y frecuencia del pulso Sin que el sujeto se levante, se palpa el pulso radial con una mano y el latido cardiaco sobre el tórax con la otra mano. Se miden las frecuencias y se observan las condiciones y se observan las coincidencias de los pulsos recogidos por palpación se auscultan los ruidos cardiacos con el estetoscopio, aplicando la cápsula sobre la piel en el lugar donde se sintió el latido. Medición de la presión venosa Se observan las venas del cuello, del dorso de la mano; de la piel, mientras el sujeto esta costado. Se levante y baja pasivamente el bazo buscando vaciamiento y llenado de las venas del dorso de la mano, se mide la distancia en mm entre la posición en la cual las venas se vacían y el nivel del corazón (aprox. a la mitad entre la columna vertebral y el esternón). Esto nos dará la presión venosa en mm, de sangre. Efectos del ejercicio de los cambios de posición Se repiten las mediciones de presiona arterial, frecuencia cardiaca y presión venosa estando el sujeto sentado, con el brazo descansado sobre la mesa y una vez más cuando el sujeto está de pie. Después de llevar a cabo estas mediciones sobre el sujeto de pie se le pide que brinque el mismo lugar durante 5 min.; en cuanto cesa el ejercicio, se repiten las mediciones. Medición de la presión arterial de la pierna Repetir esta medición cuando menos 3 veces esta medición estando el sujeto recostado bocabajo y de pie, anotando las presiones sistólica y diastólica.



PRÁCTICA NO. 6

PRUEBA DE DILUCIÓN RENAL DE VOLHARD OBJETIVO: Medir la capacidad extractora de agua del riñón. Esta prueba se basa la medición del volumen y en la densidad de una serie de ocho muestras de orina posterior a la ingesta de un volumen de 150 mL de agua potable. Principio: en un sujeto aparentemente sano, los riñones regulan la cantidad de agua normal, en un sujeto con ingesta copiosa de agua, los riñones eliminan el excedente por medio de loa orina consecuentemente esta muestra una disminución de su densidad, el mayor volumen eliminado se presenta dentro de las primeras dos horas. SISTEMA: Orina humana MATERIAL: 1 probeta graduada de 500 mL 1 refractómetro clínico Papel secante 1 piseta con agua destilada 1 pipeta graduada de 1 mL 8 frascos limpios de vidrio 1.5 litros de agua potable TÉCNICA: 1.- El sujeto cena dieta seca y se acuesta. A partir de este momento no bebe más líquido hasta finalizar la prueba. 2.-En al día siguiente, al despertarse, vaciar completamente la vejiga (esta muestra se desecha), ingerir 1500 mL. De agua potable en ayunar en un lapso de 30 a 45 min. Y volver a acostarse. 3.- Colectar la orina cada 30 min. Durante un periodo de 4 horas, a partir de la ingesta de agua. 4.- Medir el volumen (aquí si interesa) y la densidad de cada muestra. INTERPRETACIÓN: Un sujeto aparentemente sano elimina 1500 mL. En las 4 horas de la prueba la densidad baja de 1.005, la densidad por lo menos uno de las muestras es igual o menor a 1.005, la cantidad total eliminada es mayor o igual ala ingerida y la mayor parte de agua se elimina en las 2 primeras horas.

En un individuo con trastornó renal no obstante de haber eliminado mayor volumen de agua de haber ingerido, la alteración funcional se evidencia por que la densidad no desciende por debajo de 1.005 y la cantidad de orina en las 4 horas es más o menos la misma, aquí hay disuria. En pacientes con un trastornó renal más avanzado, la eliminación total es inferior a la ingerida, se elimina aproximadamente al 50%, la densidad no desciende de 1.005 (perdidas de la capacidad de dilución) y hay alteración del ritmo de eliminación, la cantidad de agua eliminada en las 2 primeras horas s casi igual ala excretada en las 2 últimas horas



PRÁCTICA NO. 7

PRUEBA DE CONCENTRACIÓN RENAL DE FISHBERG

OBJETIVO: Medir la reabsorción tubular renal Esta práctica se basa en privar de agua al sujeto durante un periodo corto de tiempo y medir posteriormente la densidad de una serie de tres muestras de orina a fin de evaluar la capacidad de concentración renal en pruebas fisiológicas. Bajo condiciones fisiológicas el hombre elimina unos 1500 ml. De orina por día cuando la diuresis cae por debajo de 600 ml se presenta oliguria, la densidad de la orina es función de la cantidad de agua que elimina el sujeto y de los solutos en esta. Normalmente se elimina 35 gramos diarios de soluto por consiguiente, se disminuye la ingesta de agua, debe aumentar la intensidad de la orina en un sujeto aparentemente sano en cuyo caso los valores de referencia para la densidad urinaria van de 1.015 a 1.025. SISTEMA: Orina humana MATERIAL: 1 Refractómetro clínico 3 frascos limpios recolectores de orina 1 pipeta graduada de 1 ml Piseta con agua destilada Papel secante TÉCNICA: 1.- El paciente cena dieta seca, hiperproteica y se acuesta a dormir, a partir de este momento no bebe mas liquido hasta finalizar la prueba. 2.- Al día siguiente al despertarse, recolectar en un frasco limpio la primera orina de la mañana, muestra 1. 3.- Permanecer en la cama y recolectar otra muestra a la siguiente hora muestra 2. 4.- Permanecer en la cama y recolectar otra muestra a la siguiente hora muestra 3. 5.- Medir en el refractómetro clínico únicamente la densidad de las tres muestras.

La densidad de por lo menos una de las tres muestras debe ser superior a 1.022 en un sujeto con una reabsorción tubular renal normal. En la insuficiencia renal existe incapacidad para concentrar la orina. A mayor insuficiencia, mayor incapacidad para concentrar, disminuyendo la densidad máxima sin relación con el volumen urinario, hasta una cifra alrededor de 1.010, que es equivalente a la densidad del plasma sanguíneo.



PRÁCTICA NO. 8 PASO POLARIZADO DE GLUCOSA A TRAVES DE LA MEMBRANA

INTESTINAL OBJETIVO: OBJETIVO GENERAL

Mediante la aplicación de técnicas sencillas el alumno comprenderá los principios fisiológicos básicos que intervienen en la función del organismo humano.

Entender mecanismos de la digestión y absorción de nutrientes. OBJETIVOS ESPECIFICOS:

Comprender el proceso fisiológico de la absorción de glucosa.

Conocer los sistemas intrínsecos y extrínsecos reguladores del tubo digestivo. MATERIAL: 2 tubos de ensayo boca ancha 1 tubo de vidrio delgado Alambre de cable telefónico 1 jeringa con aguja de 3 ml 1 jeringa con aguja de 10 ml SOLUCIÓN Solución Ringer Solución glucosada 5% MATERIAL BIOLÓGICO Segmento de intestino delgado de rata TÉCNICA: 1.- Sacrificar a una rata por medio de exceso de anestésico volátil. 2.- Extraer el intestino delgado en el menor tiempo posible y lavarlo en solución Ringer incubarlo a 37 °C. 3.- Una vez limpia la porción del intestino, cortar una sección de 4 cm. Aproximadamente y colocarla en un vaso de precipitado con solución Ringer incubada a 37°C.

4.- A la porción del intestino introduzca a través de su luz un alambre, cuya punta a de anudarse a la boca del intestino. 5.- Inviértalo mediante tracción y retire el alambre. 6.- A partir de este momento, trabaje de manera simultánea con una pieza del intestino con la mucosa normal y una pieza del intestino con la mucosa invertida. 7.- Anude el extremo para formar un saco del intestino y verifique que no exista fuga. El extremo opuesto anúdelo de la punta del tubo de vidrio que emerge del tapón de la cámara para el intestino y asegurarse que no exista fuga. 8.- Llene la cámara para intestino con solución de glucosa al 5% en el volumen suficiente para que el intestino quede sumergido por completo. 9.- Llene la luz intestinal con solución Ringer sin glucosa a través del tubo de vidrio por medio de una jeringa hasta observar la columna de solución a nivel del tapón del tubo de vidrio. 10.- Introduzca aire por la aguja cada en el tapón por medio de una jeringa de 10 ml con la finalidad de comprimir el intestino y que la columna de liquido de la luz intestinal ascienda. 11.- No retire la jeringa y mediante hora de 3 ml obtenga una alícuota. De la columna de líquido del intestino de mL. 12.- Lea la concentración de glucosa en la muestra recién obtenida y regístrela como concentración basal. 13.- Retire la jeringa para que el líquido regrese a su nivel. 14.- Coloque la cámara para el intestino a baño de 37°C durante 30 min. 15.- Al finalizar el tiempo de incubación, introduzca de nuevo aire por la aguja colocada en el tapón para comprimir el intestino y haga que la columna de líquido de la luz intestinal ascienda. 16.- No retire la jeringa y mediante otra jeringa obtenga una alícuota de la columna del liquido del intestino de 0.5 ml. 17.- Lea la concentración de glucosa en la muestra obtenida y repórtela como concentración final de ambos tubos

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FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE FISIOLOGÍA

PRÁCTICA NO. 9 GLUCOSURIA FISIOLÓGICA

DETERMINACIÓN DE GLUCOSA EN SANGRE OBJETIVO: El alumno conocerá y comprobara el efecto del consumo excesivo de carbohidratos sobre los mecanismos de reabsorción tubular renal de la glucosa. MATERIAL. 3 recipientes de vidrio boca ancha (para preparar la sol.) Frascos recolectores de orina Tiras reactivas para análisis de orina Balanza granataria Tubos para recolectar sangre 300 gramos de glucosa Reactivo estándar de glucosa Espectrofotómetro MATERIAL BIOLÓGICO 3 sujetos aparentemente sanos SISTEMA Orina Sangre (suero) TÉCNICA: 1.- Seleccionar los sujetos de experimentación, cada uno deberá presentar un periodo de ayu8no comprendido entre 8 y 12 horas. 2.- Se desechara la primera orina del día, cada uno de ellos tomara 100 gramos de glucosa disuelta en 200 ml de agua al mismo tiempo que se toma la muestra 0 de orina y sangre. 3.- Durante el transcurso de la prueba los sujetos deberán estar en reposo, se le dan instrucciones para que a los 30 y 60 min. Proporcionen muestras de orina y se les tome nuevamente una muestra de sangre para ser almacenada hasta el momento de análisis. 4.- Una vez obtenidas las muestras de orina introducir una tira reactiva en busca de glucosuria en cada una de las muestras de los diversos sujetos.

5.- parar el tratamiento de las muestras de sangre se realizara un blanco con 30 µl de agua, un tubo estándar con 30 ml de estándar de glucosa de 100 mg/dL y los 3 tubos para las muestras de sangre se hará con 3 ml de suero en cada muestra. A todos los tubos se les adiciona 3 ml de reactivo de glucosa. 6.- Se harán revisiones en espectrofotómetro parar comparar la absorción de glucosa que presente cada muestra. El rango de glucosa para un paciente normal es de 70-105 mg/dL. 7.- Hacer una tabla para el vaciado de los resultados compararlos mismos y redactar conclusiones.

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FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS LABORATORIO DE FISIOLOGÍA

PRÁCTICA NO. 10 FUNCIONES REFLEJAS DEL SISTEMA NERVIOSO

MATERIAL: 1 Abatelenguas 1 Martillo precursor de reflejos 1 Lámpara de mano 1Tarjeta de cartón para tapar los ojos 1 Silla de escritorio giratorio sin ruedas Un mecanismo reflejo está constituido por un órgano receptor, un órgano efector, y algún tipo de red de comunicaciones entre ambos. La acción refleja se inicia con un estimulo de entrada axónico hasta los reflejos complejos que suponen intervención cerebral. TÉCNICA: Reflejo axónico Se raspa la piel del antebrazo firmemente con un abate lenguas y se observa la respuesta. Se describe el aspecto inicial de la zona estimulada, el que adquiere más tarde. Se anota el tiempo necesario para que aparezca la zona de eritema (mm) a los 5, 10 y 15 min. Del estímulo. Reflejos tendinosos Las inserciones tendinosas de los músculos poseen receptores sensitivos especiales que responden a la distensión que tienen a su cargo al en vio información al sistema nervioso y a su central acerca de la posición de un músculo o un miembro. Cuando estos receptores tendinosos son estimulados por una distensión rápida y brusca, mandan impulso a la médula espinal y a través de una sinapsis a la neurona motora anterior que inerva el músculo. Estos mandan impulsos al músculo, y se produce una rápida sacudida. De estos reflejos tendinosos el más conocido es el patalear o rotuliano. Ay otros como los del bíceps, tríceps, el radial, el cubital y el tendón de Aquiles Para buscar el reflejo rotuliano, el sujeto se sienta en posición cómoda y cruza las piernas. La pierna superior debe estar relajada. Por a palpación, se localiza el tendón rotuliano, y se da el consabido golpe seco con e martillo de caucho. La respuesta adecuada es la contracción del cuádriceps, que produce extensión de la pierna. Para buscar el reflejo del tendón de Aquiles se pide al sujeto que se ponga de rodillas sobre una silla, dejando colgar los pies por fuera sin contracción de los músculos gemelos y del soleo, que produce extensión del pie. Para reflejo de bíceps el sujeto reflexiona su antebrazo 90° sobre el brazo, mientras el examinador soporta el antebrazo. El examinador busca el tendón del bíceps con el pulgar de

la mano que sostiene el antebrazo; se deja el pulgar sobre l tendón y el golpe de martillo se da sobre el pulgar del examinador. La respuesta adecuada en la contracción del bíceps y la reflexión del antebrazo. El reflejo del bíceps se encuentra sujetando en forma parecida el brazo del sujeto. Se palpa el tendón del bíceps y mediatamente sobre su inserción, arriba del codo y se golpea el propio tendón con el martillo; la respuesta adecuada es la votación del bíceps con extensión del antebrazo. Para, los reflejos radial y cubital se golpea los tendones insertados sobre los extremos inferiores de dicho hueso inmediatamente arriba de la muñeca. El examinador también detiene el brazo del sujeto. La respuesta adecuada para el reflejo cubital es la propagación de la mano, y para el radial, la reflexión del antebrazo. La respuesta de los reflejos finales puede incrementar elevando el nivel de excitación de la medula espinal. Puede lograr esta facilitación diciendo al sujeto que enganche sus manos una contra la otra y tire con todas sus fuerzas. Se repite en estas condiciones la búsqueda de los reflejos rotulianos y del tendón de Aquiles mientras el sujeto está elevando su estado de excitación medular. Reflejos oculares Estos tiene como receptor la retina, y la respuesta requiere para producirse, la intervención de varias partes del SNC. Reflejo de parpadeo. En este caso, el sujeto ve acercarse rápidamente un objeto y automáticamente cierra los parpados, para proteger los ojos. Se pasa rápidamente una mano frente a la cara del sujeto y se observa la respuesta no debe tocarse los ojos y de ser posible no debe producirse corrientes de aire que podían dar origen a reflejos conjuntivales o cornéales. Reflejos a la luz Esto refleja ayuda a la visión además de proteger la retina. Si llega demasiada luz a la retina la retina se cierra disminuyendo así la cantidad de luz que entra al ojo. Inversamente en un ambiente poco iluminado, la pupila e dilata dejando así que entre al ojo bastante luz para una visión adecuada. Se miden los diámetros pupilares de ambos ojos del sujeto con una regla en mm, se dirige el haz de luz de lámpara de mano al ojo derecho; se mide otra vez ambos diámetros pupilares en esta condición de iluminación aumentada. Luego se cubren ambos ojos para disminuir la iluminación. Se miden los diámetros pupilares finalmente se destápale ojo derecho y se mide ambos diámetros pupilares otra vez. Reflejo vestibulares El utrículo, con sus otolitos, manda constantemente impulsos a la parte integradora del sistema nervioso para informar al cerebro acerca de la orientación de la cabeza en el espacio. Puesto que la orientación de la cabeza y la del cuerpo no son obligatoriamente iguales al cerebro, reciben impulsos propio detectores de los músculos del cuello y del tronco esta información es analizada junto con la que viene utrículo; y parte hacia el músculo las ordenes apropiadas para ajustar su contracción de modo de mandar el cuerpo

en posición normal. También puede colaborar a este resultado la información visual procedente de la retina, pero esto no es indispensable para la orientación en el espacio. Los conductos semicirculares actúan junto con el utrículo sin embargo, las células ciliadas en estos órganos solo responden a hace relaciones, y no a la posición estática. De esta suerte, el organismo conoce no solo su orientación en el espacio, si no también si existe una acelere ración positiva o negativa. La percepción virtual es la única fuente de información acerca de la velocidad, para saber si el cuerpo se mueve a una velocidad constante de 0 Km/h o una velocidad constante de 1000 Km/h. Pruebas de equilibrio de orientaron en el espacio Puede estudiarse el equilibrio estático diciendo al sujeto que se mantenga de pie juntando los talones y extendiendo los brazos. Se observan las oscilaciones del cuerpo y los movimientos de corrección que se hesitan para mantener el equilibrio. Primero se hace la prueba con los ojos abiertos y depuse con los ojos cerrados. Luego se le pide que se mantengan de pie, y depuse en el otro. Esta prueba también se realiza con los ojos abiertos y cerrados después. Se anotan las observaciones. Conductos semicirculares Una de la funciones d los conductos semicirculares consiste en ayudar a mantener la mirada sobre los objetos movible. Si los conductos se estimulan en condiciones experimentales, se produce una respuesta refleja, que es un movimiento de los ojos llamado nistagmos. Este tipo particular de nistagmos se caracteriza con sus componentes lento rápido. En otras palabras los ojos se desvían muy lentamente en una dirección, como si fuesen siguiendo un objeto móvil, y luego regresan rápidamente en la dirección opuesta. Estos reflejos pueden ser producidos por aceleración angular del sujeto como poniendo la cabeza en tal posición que estimulen determinados conductos. Si luego se produce una aceleración angular negativa y brusca, el liquido de los conductos semicirculares se desplazan en relación con las paredes d lo conductos el flujo del liquido por las ampollas estimula las crestas, y da la sensación de estar girando en sentido opuesto. Esta sensación se acompaña de nistagmos. El sujeto se sienta en una silla giratoria de oficina sin ruedas. Varios miembros del grupo debe encontrase presentes, para que no se lastime en caso de caer de la silla. Sentado sin tocar el piso de los pies, inclina la cabeza 30 ° hacia delante. Se hace girar rápidamente la silla (una vuelta por segundo) Hasta completar 10 vueltas y se para bruscamente se observa el movimiento de los ojos y se anota la dirección del giro de la silla, y la dirección del componente rápido de los movimientos oculares. Se repite el experimento disiento al sujeto que reflexione la cabeza sobre un hombro a un ángulo de unos 90°. Se anotan las observaciones. Se repite otra vez, pero la cabeza ahora se echa hacia atrás hasta formar un ángulo de 60° con el cuerpo. Se anotan las observaciones. Se escoge otro sujeto y se repiten los ejercicios. Esta vez, inmediatamente depuse de cada periodo experimental, se pide al sujeto que se levante y camine. Se describe la actitud y marcha del sujeto. Se pide al voluntario que describa la sensación que experimenta la intentar caminar depuse de la rotación.

EQUILIBRIO ESTÁTICO Sujeto 1___________________________ Peso:_____ Edad:_____ Género: _____

Sujeto 2___________________________ Peso :_____ Edad:_____ Género: _____

Condiciones Dirección Nistagmos Experimentales del giro dirección del componente rápido

Dirección Equilibrio Marcha Del giro

Flexión de Cabeza 30°

Flexión Lateral de Cabeza

Extensión de Cabeza 60°

CONDICIONES EXPERIMENTALES

DE PIE, OJOS ABIERTOS

OJOS CERRADOS

DE PIE

SOBRE PIE DERECHO, OJOS ABIERTOS OJOS CERRADOS

DE PIE, SOBRE PIE IZQUIERDO,

OJOS ABIERTOS

OJOS CERRADOS



PRÁCTICA NO. 11

DIFUSIÓN EN AGUA A TRAVÉS DE LA MEMBRANA OBJETIVO:

Que el alumno comprenda la función de la membrana celular en equilibrio osmótico, así como las alteraciones celulares que ocurren cuando este se va alterando MATERIAL: 4 portaobjetos 8 cubre objetos 4 pipetas graduadas de 1 ml Microscopio Lápiz graso 2ml de sangre completa nitratada Sol. De NaCl al 0.5%, 0.9%, 1.5% TÉCNICA: 1.- Dividir cada uno de los portaobjetos en 2 partes marcando con el lápiz graso. 2.- Portaobjeto 1 colocar 2 gotas de agua destilada. Portaobjeto 2 colocar 2 gotas sol.0.5% Portaobjeto 3 colocar 2 gotas sol.0.9% Portaobjeto 4 colocar 2 gotas sol.1.5% 3.- Colocar en cada unja de las superficies así preparadas una gota de sangre bien mezclada y mezclar cuidadosamente. 4.- Se debe anotar la hora en que se coloca la sangre y poner el cubreobjetos sobre cada una de las superficies y observar inmediatamente al microscopio. 5.- Se debe anotar la hora en la cual se nota algún cambio en las células asiendo las observaciones cada minuto. 6.- Las solución 0.95 sirve como testigo para los cambios de volumen en las de más preparaciones.



PRÁCTICA NO. 12

OXIDACIÓN TISULAR OBJETIVO:

En este experimento el alumno demostrara la función oxidativa de algunas enzimas celulares, observando la acción de fragmentos de tejido sobre una solución de azul de metileno en presencia de oxígeno. TÉCNICA

En cada uno de tres tubos de ensayo de 15 ml, se ponen 5 ml de amortiguador de fosfato 115 molar (pH= 7) y tres gotas de azul de metileno al 0.01%.

Se debe preparar un baño de agua a 37 ° y un vaso de agua hirviendo en el mechero. Se abre rápidamente el abdomen de la rata por la línea media. Se quita el hígado y se ponen inmediatamente en un vaso de solución salina isotónica a 37 °C. Se quita la piel de las patas posteriores y se extirpan los músculos, evitando tocarlo con pelos u otras sustancias.

Uno de los dos músculos se deja caer en el agua hirviente de 23 a 5 min. De inmediato se desmenuza otro músculo con una navaja de afeitar en un vidrio de reloj. Colocar una pequeña parte del músculo desmenuzado en uno de los tubos de ensaye preparados. Se mezclan los tejidos y las soluciones se tapan herméticamente.

Se anotan las horas en que se realizaron estas maniobras, y se ponen en los tubos en el baño de agua. A partir de este momento, no deben agitarse los tubos. Se saca del vaso el músculo hervido y se desmenuza también se añade el tercer tubo la misma cantidad de tejido hervido, que el añadido de tejido fresco; mezclar y sellar la boca del tubo y colocarlo también en el baño a 37°C.

Deberán hacerse lecturas de intervalos de 1 min., observando el color de las soluciones. Se anotan los posibles cambios de color, y el momento en que se produce. RESULTADOS:

Tubo No. Contenido 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11

1 Músculo fresco

2 Músculo hervido

3 Hígado



PRÁCTICA NO. 13

EFECTO DE LAS CARGAS DE AGUA Y SAL SOBRE LA FUNCIÓN RENAL OBJETIVO.

Demostrar como los riñones modifican el volumen y la composición de la orina en respuesta a varias condiciones de ingestión. MATERIAL: Solución de cloruro de sodio al 0.9%, 0.5% Solución de NaHCO3 0.1% Solución de K2CrO4 al 20% Solución de nitrato de plata al 2.9% Papel pH probeta de 100 ml Vaso de precipitado de 500 ml Pipeta graduada de 10 ml 5 tubos de ensaye de 20 x 150 TÉCNICA: Se trabajara de acuerdo al siguiente protocolo: Estudiante No. 1: beber 750 a 1000 ml de agua tan rápida como pueda. Estudiante No. 2 beber 750 a 1000 ml de solución de cloruro de sodio al 0.9% Estudiante no. 3 beber de 75 a 100 ml de solución de cloruro de sodio al 5% Estudiante No.4 beber 500ml de carbonato de sodio al 0.1% Cada estudiante vaciara lo más completamente su vejiga cada 30 min. Durante las tres horas siguientes. Las muestras deberán rotularse y conservarse. No deben ingerirse alimentos ni otros líquidos durante el experimento. Análisis de la orina. Medir encada muestra: el volumen con una probeta graduada. La densidad con unorinómetro (normal 1.015-1.025) El pH mediante papel de rango corto. Los cloruros: colocar 10 gotas de orina en un tubo de ensaye empleando un gotero de 20 gotas/ml. añadir una gota de solución indicadora con un gotero, titular con solución de nitrato de plata al 2.9% agitando durante la titilación contar las gotas de AgNO3 necesarias para conseguir cambio de color en la titilación. Cada gota de solución de AgNO3 = 1g de NaCl / de orina.

NaCl= volumen de la muestra x gotas AgNO3 1.000 Este cálculo se realiza en cada una de las muestras.



PRÁCTICA NO. 14

RESPIRACIÓN PULMONAR: MODELO DEL PULMÓN OBJETIVO:

Crear un modelo del pulmón cuyo fin es el de observar como está formado este y la función que desempeña en el cuerpo. MATERIAL:

El modelo del pulmón está formado por un recipiente rígido transparente (campana de vidrio) que representa el tórax. El extremo ancho de la campana está cerrado por una membrana de caucho que representa el diafragma. Se pega al centro de esta membrana un botón para poder hacer la contracción y relajación del diafragma. En la boca de un frasco se pone un tapón de caucho atravesado por un tubo; se ata un globo en el extremo de este, que se encuentra dentro de la campana este tubo representa las vías aéreas, y el globo representa a los pulmones. También pasa por el mismo tapón otro tubo que une al manómetro de mercurio U para medir las opresiones en la pleura (espacio comprendido entre, los pulmones y la pared del tórax), un tubo T, de tubo de huele que puede cerrarse con unas pinzas, permite sacar el aire por aspiración del espacio intrapleural, creando una presión intrapleural negativa y expandiendo los pulmones. El tubo que representa las vías áreas también tiene una T cuya rama horizontal se une a otro manómetro para medir la presión en los pulmones y las vías aéreas. La otra rama está abierta a la atmósfera. Unas pinzas de tornillo que se ponen sobre el tubo de hule unido al tubo en T, permite variar la resistencia a la entrada de aire. Cuando se contrae el diafragma, la cavidad torácica aumenta, la presión intrapleural disminuye, y los pulmones se expanden; la presión intrapulmonar desciende como y entra aire por las vías aéreas hasta llegar a los plumones. Cuando se suelta el diafragma, su elasticidad así como la de los pulmones ase que el sistema vuelva a su posición inicial, aumentando las presiones tanto intrapleural como intrapulmonar; el aire es empujado a las vías aéreas, desde los pulmones hacia la atmósfera. Cuando se empuja el diafragma dentro de la campana, el modelo permite demostrar la relación entre presión y flujo de aire durante la expiración activa. Los cambios relativos que tiene lugar durante un ciclo respiratorio son muy parecidos en el modelo en el hombre. TÉCNICA: Mecánica de la respiración. Se suelta las pinzas del espacio intrapleural; se espira aire de este hasta que el globo, llena la cuarta parte del tórax. Se cierran las pinzas, se lee y se anotan la presión intrapleural. Anotar los cambios en el globo y en el diafragma. A continuación muy lentamente, empezar a mover el diafragma en ambos sentidos; observar los ambos que presenta el globo

y anotar los cambios de presión entre pulmón y pleura. Mover el diafragma un poco más rápido y notar los cambios si es que los hay. Efectos del aumento de resistencia en las vías aéreas. Moviendo lentamente el diafragma en ambos sentidos cerrar gradualmente la entrada de las vías aéreas con esto se intenta similar las enfermedades pulmonares que se acompañan de obstrucción de las vías aéreas. Leer anotar los cambios de presión que suceden durante este tipo de ciclo respiratorio. Presiones intrapulmonar e intrapleural durante el ciclo respiratorio. Soltar las pinzas de las vías respiratorias, colocar en modelo en posición espiratoria normal; cerrar las vías respiratorias y sacar el diafragman lo más posible sin romperlo; manteniendo esta posición anotar las presiones intrapulmonar e intrapleural. Dejando el diafragma en esta posición de contracción máxima, dejar entrar aire a los pulmones en forma progresiva de manera que se necesiten aproximadamente cinco etapas para que la presión intrapulmonar se vuelva igual ala atmosférica. Leer las presiones tanto intrapulmonar como intrapleural después de cada una de las etapas. Una vez equilibrada las presiones intrapulmonar y atmosférica. Cerrar las vías aéreas y soltar el diafragma; anotar ambas presiones. Esto corresponde a una expiración contra una vía área cerrada soltar por etapas la obstrucción de estas y anotar ambas presiones. Reportar los resultados y observaciones.



PRÁCTICA NO. 15

DETERMINACIÓN DE CREATININA EN ORINA OBJETIVO:

Mediante la aplicación de técnicas sencillas, el alumno comprendiera los principios fisiológicos básicos que intervienen en la función del organismo humano. MUESTRA:

Suero o plasma heparinisado La creatinina en suero y plasma tiene una estabilidad de al menos 24horas a 2-8 °C. Orina diluir previamente a 12.50 con agua destilada, multiplicar el resultado por 50. TÉCNICA: Mezcla reactivo Mezclar ambos reactivos a partes iguales según necesidades. Esta mezcla es estable a 10 días a temperatura ambiente.

Standard MuestraSuero u

Orina diluida - 200 ml

Standard 200 ml - Mezcla reactiva 2.0 ml 2.0 ml

Mezclar y poner en marcha el cronometro anotar la Densidad Óptica (DO) a los 30s (E1) y a los 90s (E2). Lectura a 492 nm (490-510).



PRÁCTICA NO. 16

EFECTO DEL EJERCICIO SOBRE LA EXCRECIÓN URINARIA DE CREATININA ENDÓGENA

OBJETIVO: El alumno comprobara el efecto que ejerce el ejercicio sobre la excreción de creatinina endógena por día. MATERIAL: 10 tubo de de serología 1 probeta de 1000 ml de vidrio una pipeta automática de 10 a 100 ml 2 pipetas graduadas de 5 ml 1 marcador de tinta indeleble 1 kit para la determinación de creatinina 1 frasco de boca ancha de vidrio para 2 o tres litros de capacidad 1 rollo de papel higiénico 1 piseta con agua destilada MATERAL BIOLÓGICO 1 sujeto experimental por cada equipo de trabajo. SISTEMA: Orina de 24 horas en condiciones cotidianas (sin ejercicio). Orina de 24 horas en condiciones no habituales (con ejercicio extenuante). TÉCNICA: 1.- Se selecciona un sujeto en cada equipo de trabajo y se le pide que durante los 3 días previos a la práctica procura hacer el menor ejercicio posible, además se le explica cómo debe recolectar la orina de 24 horas que se necesitara para la realización de la practica. 2.- El día de la prueba, a las 7:00 AM se le pide al sujeto que vacié la vejiga y que deseche toda la orina emitida en ese momento, a partir de ese instante debe recolectar toda la orina que se genere durante el resto del día y hasta las 7:00 AM del día siguiente. Se recomienda guardar el frasco con la orina en el refrigerador durante el tiempo que dure la recolección. 3.-Una vez terminado el periodo de recolección de orina bajo condiciones cotidianas (reposo), se le pide al sujeto que mida el volumen de orina de 24 horas que la mezcle por rotación y en un tubo de ensayo tome una muestra representativa de aproximadamente 5 ml.

4.- Con el kit proceda a cuantificar la creatinina endógena en la muestra de orina de condiciones cotidianas. Recuerde que es muy necesario diluir la muestras de orina según especifique el fabricante del equipo empleado. 5.-Una vez obtenido el resultado en mg/dL de creatinina calcular la cantidad total de la misma eliminada en el volumen medido previamente de orina de 24 horas. 6.- Al siguiente día solicitar al mismo sujeto que a las 7:00 AM vacié la vejiga y que deseche toda la orina que emita, a partir de este momento deberá recolectar toda la orina que se produzca durante el día al que está sometido a un ejercicio extenuante y la orina que sea emitida hasta las 7:00 AM del día siguiente. 7.- Una vez concluido el periodo de recolección de orina bajo condiciones de ejercicio no habitual, se le pide al sujeto que mida el volumen de orina de 24 horas, mezcle perfectamente por rotación todo el volumen recolectado y en un tubo de ensayo tome una muestra de 5 ml aproximadamente. 8.- Con el kit cuantificar la creatinina endógena en la muestra de orina que procede de condiciones de ejercicio no habitual. Recuerde que es necesario diluir la muestra de orina según especifique el fabricante de equipo empleado. 9.- Una vez obtenido el resultado de mg/dL de creatinina, calcular la cantidad total de la misma eliminada en el volumen medido previamente en orina de 24 horas. 10.- Comparen los resultados de la cantidad total de creatinina eliminada en 24 horas en condiciones de reposo o ejercicio no habitual con la cantidad eliminada bajo condiciones de ejercicio extenuante y redacten sus conclusiones.

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