Manual Laboratorio- Control de Calidad en Pescados

FORMACIÓN BUQUE INTERMARES

MINISTERIO DE MEDIO AMBIENTE Y

MEDIO RURAL Y MARINO

21/09/2010

CONTROL DE CALIDAD DE PRODUCTOS DE LA PESCA Y

AGUAS DE CONSUMO

Revisión: 00Hoja 2 de 92

ÍNDICE

MÓDULO 1: PARÁMETROS FÍSICO-QUÍMICOS PARA EL CONTROL DE CALIDAD DE LOS PRODUCTOS DE LA PESCA..........................................................................................6

1. CLASIFICACIÓN DE LOS PECES..........................................................................7

2. COMPOSICIÓN QUÍMICA DEL PESCADO.........................................................112.1. Tablas de composición de alimentos.................................................................14

2.1.1. Valores de los alimentos............................................................................142.1.2. Porción comestible.....................................................................................142.1.3. Nutrientes..................................................................................................15

3. PROCESO DE DESCOMPOSICIÓN PESCADO....................................................183.1. Causas de la alteración del pescado...................................................................21

3.1.1. Autolisis enzimática...................................................................................213.1.2. Microbiológica...........................................................................................243.1.3. Oxidativa....................................................................................................26

3.2. Circunstancias que afectan al grado de alteración del pescado.........................263.3. Estimación del grado de alteración del pescado................................................28

3.3.1. Cambios sensoriales...................................................................................283.3.2. Cambios bioquímicos.................................................................................31

3.3.2.1. Cambios en los compuestos nitrogenados.........................................313.3.2.2. Cambios en los compuestos lipídicos.................................................34

4. INDICADORES PARA LA EVALUACIÓN DE LA FRESCURA Y ENRANCIAMIENTO.384.1. Evaluación sensorial de la frescura....................................................................384.2. Indicadores químicos de la frescura...................................................................39

4.2.1. Nitrógeno Básico Volátil Total (NBVT)........................................................394.2.2. Trimetilamina (TMA)..................................................................................404.2.3. Dimetilamina (DMA)..................................................................................444.2.4. Aminas biógenas........................................................................................454.2.5. Catabolismo de nucleótidos (Índice K).......................................................46

4.3. Indicadores químicos del enranciamiento.........................................................484.3.1. Índice de Peróxidos (productos primarios de oxidación)...........................494.3.2. Índice de TBA (productos secundarios de oxidación).................................49

4.4. Indicadores físicos de frescura...........................................................................514.4.1. Propiedades eléctricas...............................................................................514.4.2. pH...............................................................................................................524.4.3. Textura.......................................................................................................53


LEGISLACIÓN MÓDULO 1..........................................................................................54

PRÁCTICAS MÓDULO 1.............................................................................................56Práctica 1.1 - Trimetilamina (UV-Vis).........................................................................57Práctica 1.2 - Índice de Peróxidos..............................................................................63Práctica 1.3 - Indice del Ácido 2- Tiobarbitúrico (TBA)...............................................65

MÓDULO 2: CONTROL DE POTABILIDAD DE AGUAS..................................................67

1. INTRODUCCIÓN............................................................................................68

LEGISLACIÓN MÓDULO 2..........................................................................................73

PRÁCTICAS MÓDULO 2.............................................................................................75Práctica 2.1 - Procedimiento para la Determinación del pH en Aguas.......................77Práctica 2.2 - Procedimiento para la Determinación de la Conductividad en Aguas..78Práctica 2.3 - Procedimiento para la Determinación de Color en Aguas....................80Práctica 2.4 - Procedimiento para la Determinación de Olor/Sabor en Aguas..........81Práctica 2.5 - Procedimiento para la Determinación de Nitritos en Aguas (Espectrofotometría).................................................................................................83Práctica 2.6 - Procedimiento para la Determinación de Amonio en Aguas................88


UNIDAD DE COMPETENCIA: Reconocer parámetros físico-químicos para el control de la

calidad de los productos de la pesca, en los productos de la pesca y control de potabilidad de

aguas

CAPACIDADES Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN:

Identificar los parámetros físico-químicos y microbiológicos de control de calidad de

los productos de la pesca.

Conocer las alteraciones químicas y microbianas que afectan al pescado una vez

muerto así como los factores que las aceleran o retardan.

Conocimiento físico- químico de los determinados parámetros para control de

potabilidad de aguas

CONTENIDOS:

Composición nutricional del pescado

Proceso de descomposición del pescado

Baremo cálculo de frescura

Determinación trimetilamina

Parámetros de rancidez: IP y TBA

Control microbiológico de agua

Control físico químico de aguas: pH, conductividad, color, olor, sabor, nitritos y amonio


CONTROL DE CALIDAD DE LOS PRODUCTOS DE LA PESCA: PARÁMETROS FÍSICO-QUÍMICOS-

MÓDULO 1: PARÁMETROS FÍSICO-QUÍMICOS

PARA EL CONTROL DE CALIDAD DE LOS

PRODUCTOS DE LA PESCA



1. CLASIFICACIÓN DE LOS PECES

Los peces generalmente se definen como vertebrados acuáticos, que utilizan branquias

para obtener oxígeno del agua y poseen aletas con un número variable de elementos

esqueléticos llamados radios.

Existen por lo menos 20.000 especies conocidas y más de la mitad se encuentran en el

ambiente marino. Son más comunes en las aguas cálidas y templadas de las capas

continentales (unas 8.000 especies) encontrándose alrededor de unas 1.100 especies

en las frías aguas polares. En el ambiente pelágico del océano, alejado de los efectos

terrestres, se encuentran sólo unas 225 especies, mientras que en las profundidades

de la zona mesopelágica, entre 100 y 1000 metros de profundidad, el número de

especies aumenta.

Dentro del reino animal, los agnatos, condrictios y osteictios conforman el grupo

parafilético conocido comúnmente como peces, presentando a continuación, la

clasificación taxonómica junto con una descripción general de los mismos.

REINO ANIMALIA

Los peces pertenecen al reino animal, el cual constituye un amplio grupo de especies

eucariotas, heterótrofas y pluricelulares. Se caracterizan por su capacidad para la

locomoción, por la ausencia de clorofila y de pared celular, y por su desarrollo

embrionario, que atraviesa una fase de blástula y determina un plan corporal fijo

(aunque muchas especies pueden sufrir posteriormente metamorfosis).

FILO CHORDATA -SUBFILO VERTEBRATA

Dentro del reino animal se encuadra en el filo cordado, caracterizado por la presencia

de una cuerda dorsal o notocordio, ya sea durante todo el desarrollo o en alguna de

sus fases y a su vez se en sitúa en el subfilo vertebrados que comprende a los animales

con espina dorsal o columna vertebral compuesta de vértebras.

http://es.wikipedia.org/wiki/Pez

http://es.wikipedia.org/wiki/Parafil%C3%A9tico



SUPERCLASE AGNATHA (Peces sin mandíbulas).

Familia Petromyzontidae (lampreas).

Presentan un cuerpo anguiliforme y poseen una boca inmóvil con una estructura en

forma de ventosa con dientes córneos muy afilados con la que se adhieren

fuertemente a la superficie del pescado. Son hematófagos y evitan la coagulación de la

sangre mediante la secreción de unas glándulas localizadas en la boca.

Familia Myxinidae.

Conocidos como peces bruja o anguilas babosas, poseen un cuerpo de forma larga y

cilíndrica, aunque más parecido al de un gusano que al de una anguila. Viven en los

fondos marinos, incluso a gran profundidad, donde sepultan la mitad de su cuerpo

dejando al exterior únicamente el orificio nasal y la boca, con los que captan el

alimento. Se alimentan fundamentalmente de restos animales que caen al fondo del

mar, pero también peces vivos con dificultad para moverse, a los que atacan

introduciéndose entre las branquias y segregando un líquido que recubre el epitelio

respiratorio produciendo la asfixia.

SUPERCLASE Chondrichthyes (Condrictios o peces cartilaginosos)

Incluyen a tiburones, rayas y quimeras. Se caracterizan por poseer hendiduras

branquiales externamente visibles y un esqueleto cartilaginoso. Todas las especies de

condrictios poseen unas escamas afiladas en forma de dientes denominadas escamas

placoideas. A veces, como ocurre en la raya venenosa, estas escamas están

modificadas formando púas. Los dientes, que son escamas modificadas, no suelen

estar fusionados a las mandíbulas y se desprenden y reemplazan progresivamente. Los

condrictios carecen de vejiga natatoria que tienen los peces óseos y que les confiere la

capacidad de flotación. Ciertas especies tienen adaptaciones adicionales para este fin,

incluyendo ciertas formas corporales que les proporcionan una ascensión hidráulica

cuando están nadando. Sin embargo, otras especies habitan en el fondo.



SUPERCLASE Osteichthyes (Peces óseos)

Poseen esqueleto óseo y branquias protegidas mediante un opérculo. A su vez se

subdividen en:

Actinopterigios, peces óseos con aletas provistas de radios.

Sarcopterigios, peces óseos con aletas lobuladas. Son el grupo hermano de los

tetrápodos (vertebrados provistos de cuatro patas); los primeros anfibios se

originaron a partir de sarcopterigios primitivos.

Imagen 1. Esqueleto del pez. Fuente FAO.

La clase de los peces óseos es la más numerosa dentro de la inmensa variedad que

existe. Se caracterizan por tener, a diferencia de los peces cartilaginosos, el esqueleto

total o parcialmente osificado.

La forma del cuerpo es fusiforme, aunque un poco comprimida sobre todo en la región

caudal; pero esta condición no es extensiva para todas las especies, por cuanto unas

presentan formas comprimidas, asimétricas, de globo o más sofisticadas, como el

famoso caballito de mar o el pez alga. En el extremo anterior de la cabeza se

encuentra la boca, ocupando una posición más o menos terminal. Las aberturas

nasales son una a cada lado, detrás de las cuales se ubican los ojos, rodeados de un

párpado circular.



Las aletas varían mucho en cuanto a su forma, número y posición, e incluso hay casos

donde se encuentran completamente atrofiadas.

En la mayoría de las especies óseas se distribuyen de manera similar a los peces

cartilaginosos, con una, dos o más aletas dorsales, una en el extremo caudal, otra

inferior en la región caudal (aleta anal) y dos pares situadas en la región del tronco, las

pélvicas en la zona ventral y las pectorales a los costados.

Los peces óseos pueden tener dos tipos de escamas: escamas rómbicas o circulares

(cicloideas), cubiertas de esmalte duro y ordenadas en forma de mosaico; y escamas

más flexibles (ctenoideas), con una superficie lisa y con puntas como peineta en el

extremo, que se adhiere al cuerpo.

Los dientes y el tubo digestivo se relacionan con el régimen alimenticio que presentes

donde las especies carnívoras suelen tener dientes agudos e intestino corto mientras

que las herbívoras se

Tabla 1. Resumen clasificación de peces y características biológicas y tecnológicas.

Grupo científico Características biológicas

Características tecnológicas

Ejemplos

Agnatos Peces no mandibulados

Lampreas, mixines

Condrictios Peces cartilaginosos Alto contenido de urea en el músculo

Tiburones, rayas, mantas

Osteíctios o peces óseos

Peces pelágicosPescado graso (lípidos almacenados en el tejido muscular)

Arenque, caballa, sardina,

atún

Peces demersales

Pescado (blanco) magro, almacena lípidos solamente en el hígado

Bacalao, eglefino,

merluza, mero, cherna



2. COMPOSICIÓN QUÍMICA DEL PESCADO

La composición química del pescado varía con la especie, individuos dentro de la

misma especie, época estacional en que fue capturado, con la talla, con el estado

nutricional, con la edad, sexo y medio ambiente.

El agua es el componente mayoritario (66-81 %). Se encuentra en proporción inversa al

contenido lipídico. En pescados magros la humedad puede alcanzar valores de hasta el

82 %, mientras que en pescados grasos desciende a niveles inferiores a un 70 %.

El agua contribuye por otro lado, a aportar las cualidades propias de la especie de

pescado, las velocidades de muchas reacciones químicas y es en gran medida

responsable de los efectos secundarios en la congelación.

La proteína en el músculo de pescado oscila entre el 16 y el 21 %. Estos valores están

condicionados también al contenido de humedad y de lípidos, siendo baja su

proporción en el caso de crustáceos y moluscos.

Las proteínas del músculo del pez se pueden dividir en tres grupos:

Proteínas estructurales (actina, miosina, tropomiosina y actomiosina), que

constituyen el 70-80 por ciento del contenido total de proteínas (comparado

con el 40 por ciento en mamíferos). Estas proteínas son solubles en soluciones

salinas neutras de alta fuerza iónica (≥ 0,5 M).

Proteínas sarcoplasmáticas (mioalbúmina, globulina y enzimas), que son

solubles en soluciones salinas neutras de baja fuerza iónica (0,15 M). Esta

fracción constituye el 25-30 por ciento del total de proteínas.

Proteínas del tejido conectivo (colágeno), que constituyen aproximadamente el

3 % del total de las proteínas en teleósteos y cerca del 10 % en

elasmobranquios (comparado con el 17 % en mamíferos).



La composición de aminoácidos es aproximadamente la misma que en las

correspondientes proteínas del músculo de mamíferos, a pesar de que las propiedades

físicas pueden ser ligeramente diferentes. El punto isoeléctrico (pI) está alrededor del

pH 4.5-5.5.

Las proteínas del pescado contienen todos los aminoácidos esenciales y al igual que las

proteínas de la leche, los huevos y la carne de mamíferos, tienen un valor biológico

muy alto.

Existen también compuestos nitrogenados no proteicos muy específicos en algunas

especies que comunican el sabor y aromas particulares y son en gran medida

iniciadores de reacciones de alteración. Esta fracción de nitrógeno no proteico

constituye en los peces teleósteos entre un 9 y 18 % del nitrógeno total. El nitrógeno

no proteico corresponde a aminoácidos (la histidina ha concentrado la mayor atención

debido a que la misma puede descarboxilarse microbiológicamente a histamina),

dipéptidos, bases nitrogenadas, nucleótidos, creatina, guanidina, betaína, urea, etc.

Un compuesto muy interesante es el óxido de trimetilamina presente en la mayoría de

los pescados marinos y prácticamente ausente en los de agua dulce, compuesto que

por reducción enzimática se descompone en trimetilamina o dimetilamina y

formaldehído.

Así mismo, el contenido de lípidos varía enormemente incluso en una misma especie a

lo largo de las estaciones del año. Se clasifican las especies en tres grupos de acuerdo

con su contenido lipídico:

Pescados magros que presentan hasta un 2% de grasa

Pescados semigrasos desde el 2% hasta el 6% de grasa

Pescados grasos desde el 6% hasta el 25%

Los lípidos presentes en las especies de peces óseos pueden ser divididos en dos

grandes grupos: los fosfolípidos y los triglicéridos. Los fosfolípidos constituyen la

estructura integral de la unidad de membranas en la célula, por lo tanto, a menudo se



le denomina lípidos estructurales. Los triglicéridos son lípidos empleados para el

almacenamiento de energía en depósitos de grasas, generalmente dentro de células

especiales rodeadas por una membrana fosfolipídica y una red de colágeno

relativamente débil. Los triglicéridos son a menudo denominados depósitos de grasa.

Algunos peces contienen ceras esterificadas como parte de sus depósitos de grasa.

Los lípidos de los peces difieren de los lípidos de los mamíferos. La principal diferencia

radica en que están compuestos por ácidos grasos de cadena larga (14-22 átomos de

carbono) con un alto grado de instauración.

El pescado es una fuente natural de ácidos grasos poliinsaturados omega-3 de cadena

larga, EPA (ácido eicosapentanoico) y DHA (ácido docosahexanoico) a los que desde

hace años se están atribuyendo efectos beneficiosos para la salud como: reducción del

riesgo de enfermedad cardiovascular, mejora de la función pulmonar y del asma,

reducción del crecimiento de células cancerígenas, desarrollo del recién nacido,

reducción del riesgo de partos prematuros, prevención de enfermedades mentales

(depresión, Alzheimer…), efectos beneficiosos en enfermedades inflamatorias (artritis

reumatoide, inflamación intestinal…) y de la piel como eczemas y psoriasis).

Estos ácidos grasos cumplen también una importante función vasodilatadora y

reguladora de los vasos sanguíneos y son precursores de las prostaglandinas,

tromboxanos y leucotrienos, por lo que son indispensables en el organismo y están

implicados en el desarrollo del sistema nervioso, la regulación de la presión sanguínea,

la acción hormonal, algunas reacciones inflamatorias y ciertos mecanismos de defensa.

Actualmente las dos alegaciones de salud avaladas científicamente por la EFSA

(European Food Safety Authority) son que el EPA y el DHA contribuyen al

mantenimiento de niveles normales de la presión sanguínea así como al

mantenimiento de concentraciones normales de triglicéridos en sangre.

Los hidratos de carbono están presentes en pequeñas cantidades en el pescado, si

bien el más representativo es el glucógeno que puede alcanzar valores de hasta un 1%



en el músculo rojo. Sin embargo los carbohidratos son más abundantes en moluscos

que manifiestan oscilaciones hasta el 8 %. El efecto del glucógeno después de la

captura del pez se pone de manifiesto por transformarse en ácido láctico que origina la

instauración del rigor mortis.

La cantidad de vitaminas y minerales es específica de la especie y, además, puede

variar con la estación del año. En general, la carne de pescado es una buena fuente de

vitamina B y en el caso de las especies grasas, también de vitaminas A y D. Respecto a

los minerales, la carne de pescado se considera una fuente particularmente valiosa de

calcio y fósforo, así como también de hierro y cobre. Los peces de mar tienen un alto

contenido de yodo.

2.1. Tablas de composición de alimentos

2.1.1. Valores de los alimentos

Los valores de nutrientes en esta base de datos se expresan por 100 g. de porción

comestible, incluso en aquellos alimentos que se sirven con la porción desechable

formando parte del alimento. (P.E.: una chuleta con su hueso). En el caso de líquidos el

valor también es por 100 gr. En algunos casos los 100 g. se pueden asumir que son

equivalentes a 100 ml pero no en el caso de los aceites, ya que la densidad de este

provocaría un error de 11.1 ml. El error que se comete al asumir la densidad de

bebidas y leche igual a 1 g/ml es suficientemente pequeño como considerarlo

despreciable.

2.1.2. Porción comestible

En este campo se señala la porción del alimento que se puede comer. En algunos casos

esta porción comestible se puede separar totalmente de la porción desechable como

la cascara de una nuez, pero en otros casos la porción comestible solo se separa una



vez cocinado e inmediatamente antes de comerlo. En este programa la porción

comestible del alimento se lista junto con el alimento al final de la misma línea en el

menú de ayuda de hacer recetas o dietas con la finalidad de que el usuario pueda

hacer ajustes por porción comestible en el caso que lo desee.

2.1.3. Nutrientes

Valor energético

El valor energético de todos los alimentos se expresa en forma de kilocalorías en la

base de datos. Este dato se ha tomado directamente del valor reseñado en distintas

tablas de composición de alimentos, donde el equivalente calórico asignado a las

proteínas, carbohidratos y grasas depende del tipo de alimento. Sistemáticamente se

ha considerado como valor energético la energía disponible teniendo en cuenta la

eficacia de la digestión y absorción de los alimentos. Este valor no tiene por que

coincidir exactamente con el valor calculado por el programa, donde se han utilizado

de forma sistemática las equivalencias calóricas expresadas en la tabla V. El programa

calcula el equivalente en kilojulios multiplicando por el factor 4.184 kJ/kcal.

Proteínas

El valor de proteínas es el biodisponible, haciendo las correcciones sobre las proteínas

totales teniendo en cuenta la eficiencia de la digestión y absorción.

Grasa

Los valores de grasa reseñados en las tablas son de grasa total e incluyen no solo

triglicéridos, sino también fosfolípidos y esteroles. Cuando no disponíamos de cifras

absolutas de ácidos grasos, las equivalencias entre porcentaje y cantidad absoluta de la

grasa total se ha calculado según los datos de Anderson y Weihrauch (41-43).

Carbohidratos

La mayoría de los datos de carbohidratos en estas tablas proceden de datos obtenidos

por diferencia, salvo los datos tomados directamente de las tablas de McCance y



Widdowson donde los valores de carbohidratos están determinados por la suma de

sus componentes. El valor expresado es el de carbohidratos disponibles, no incluyendo

por tanto la fibra dietética en este valor.

Fibra dietética

Los valores de fibra incluidos en estas tablas se refieren en su mayoría a fibra total

determinados por el procedimiento de Southgate, incluyendo celulosa, polisacáridos

no celulósicos insolubles, polisacáridos no celulósicos solubles y lignina. Esta última no

se incluye en las determinaciones de fibra por el método de Englyst.

Minerales y oligoelementos

Los minerales y oligoelementos recogidos en esta base de datos se pueden ver junto

con sus unidades en la tabla III.

Vitaminas

Vitamina A: Los valores de vitamina A se expresan en microgramos de retinol cuya cifra

es idéntica a las de equivalentes de retinol. Esta cifra incluye la suma de todos los

transretinol corregidos por su actividad relativa. Las cifras de caroteno se expresan en

la forma de Beta-caroteno, que incluye solamente la cantidad de betacaroteno y no la

de alfacatoteno o cryptoxantinas. Se ha procedido de esta forma porque la mayoría de

los alimentos contienen escasas cantidades de estas dos últimas sustancias y además

su actividad como vitamina A es la mitad que la del betacaroteno, por lo tanto el error

cometido en esta asunción es pequeño y por defecto. En la tabla VI se resumen las

equivalencias utilizadas en los cálculos de los equivalentes de retinol.

Vitamina E: La vitamina E se expresa como vitamina E que incluye la actividad de

vitamina E del alfatocoferol y proporciones correspondientes a demás tocoferoles, y

también como cantidad de alfatocoferol aisladamente. Las diferentes actividades de

vitamina E de distintos tocoferoles se expresan en la tabla VII.

Tiamina: Los valores de vitamina B1 se reflejan en forma de hidrocloruro de tiamina.



Niacina: Los valores expresan la suma de ácido nicotínico y nicotinamida. Aunque el

triptófano se convierte en el organismo en ácido nicotínico, no se incluye el

equivalente de este aportado por el triptófano. Por término medio 60 mg de triptófano

son equivalentes a 1 mg de niacina.

Vitamina B6: se expresa como hidrocloruro de piridoxal.

Vitamina B9 (Acido fólico): La cantidad de folatos en las tablas incluyen tanto el ácido

fólico libre como ligado, siendo por tanto ácido fólico total.

Vitamina C: Los valores incluyen las dos formas activas de la vitamina C: ácido

ascórbico y ácido dehidroascórbico. La primera, la forma reducida, suele estar

presente en los alimentos frescos, mientras que la segunda predomina en los

alimentos cocinados.



3. PROCESO DE DESCOMPOSICIÓN PESCADO

El pescado es uno de los alimentos más perecederos, por lo que necesita un gran

número de cuidados desde que se captura fresco hasta que llega al consumidor. Tan

pronto como el pez muere, comienza su descomposición. El punto clave a partir del

cual se induce y acelera la descomposición del pescado es el Rigor Mortis, por lo que la

degradación del pescado se retrasará más en aquellos casos en los que también se

retrase la llegada del rigor.

La descomposición del pescado es el resultado de una serie de complejas alteraciones

que experimenta el pescado por acción de sus propias enzimas, de bacterias y de

reacciones químicas.

Gran parte de estos van asociados a cambios sensoriales, así como los asociados a la

propia captura. La pérdida de los atributos de la frescura inicial del pescado se debe

principalmente a la actividad de los enzimas endógenos, a la desecación y a la



oxidación de lípidos y pigmentos. La putrefacción bacteriana ocasiona los cambios

indeseables posteriores de la calidad y la descomposición final.

Una serie importante de alteraciones es causada por las enzimas del pez vivo que

permanecen activas después de su muerte. Estas reacciones enzimáticas intervienen,

en particular, en los cambios de sabor que ocurren durante los primeros días de

almacenamiento, antes de que se haya manifestado claramente la putrefacción

bacteriana.

En la mucosidad de la superficie, en las branquias y en los intestinos del pez vivo

existen millones de bacterias, muchas de las cuales son agentes de putrefacción

potenciales. No producen ningún daño, porque la resistencia natural del pez sano las

mantiene a raya. Pero tan pronto como sobreviene la muerte, las bacterias comienzan

a invadir los tejidos a través de las branquias, a lo largo de los vasos sanguíneos y

directamente a través de la piel y de la membrana de la cavidad ventral.

Además de los cambios bacterianos y enzimáticos, las alteraciones químicas en las que

intervienen el oxígeno del aire y la grasa de la carne de especies tales como el atún y la

caballa pueden dar lugar a la aparición de olores y sabores a rancio.

Rigor Mortis o Rigidez Cadavérica

La proporción entre el comienzo y la resolución del rigor varía según la especie y es

afectada por la temperatura, la manipulación, el tamaño y las condiciones físicas del

pescado.

- En algunos casos, altas temperaturas pueden ocasionar un rápido comienzo del rigor

y un rigor mortis. Esto debe ser evitado, dado que las fuertes tensiones producidas por

el rigor pueden causar "desgajamiento", es decir, debilitamiento del tejido conectivo y

posterior ruptura del filete.

- Generalmente el comienzo y la duración del rigor mortis resultan más rápido a mayor

temperatura, pero se ha observado en ciertas especies tropicales el efecto opuesto de

la temperatura. Estudios han demostrado que el comienzo del rigor mortis depende de



la diferencia entre la temperatura del mar y la temperatura de almacenamiento.

Cuando esta diferencia es grande, el rigor se inicia a menor tiempo y viceversa.

- El rigor mortis se inicia inmediatamente o poco después de la muerte, en el caso de

peces hambrientos y cuyas reservas de glucógeno están agotadas, o en peces

exhaustos. El método empleado para aturdir y sacrificar el pez también influye en el

inicio del rigor. El aturdimiento y sacrificio por hipotermia (el pez es muerto en agua

con hielo) permite obtener el más rápido inicio del rigor, mientras que un golpe en la

cabeza proporciona una demora de hasta 18 horas.

En otros casos, en los que el pescado esté exhausto y proceda de aguas templadas, el

proceso de rigor mortis (rigidez cadavérica) puede no apreciarse y se inicia en unas

pocas horas el desarrollo bacteriano, se origina una degradación de los diferentes

componentes de la piel y del músculo que a conducen a un gradual (y más rápido)

deterioro del pescado. De ahí que la temperatura después de la captura sea de gran

importancia.

El significado tecnológico del rigor mortis

El rigor o la rigidez originada afecta a la calidad del pescado. Mientras el pescado se

encuentre en fase pre-rigor, su frescura es óptima. Sin embargo, los procesos

bioquímicos y biofísicos que intervienen en el rigor mortis pueden influir en la

apariencia de los filetes y en la cantidad de líquido que se pierde cuando el pescado es

sometido a procesos como el de congelado, descongelado y/o cocinado.

- La manipulación y repercusiones tecnológicas cobran gran importancia cuando el

pescado es fileteado antes o durante el rigor. Durante el rigor el cuerpo del pescado

está completamente rígido; el rendimiento del fileteado resulta muy bajo y una

manipulación tosca puede causar el desgarramiento de los filetes. Antes del rigor, el

músculo puede contraerse libremente y se encogerá al comenzar el rigor, pero pueden

obtenerse buenos productos si se descongelan cuidadosamente a baja temperatura.



De esta forma, se da tiempo para que pase el rigor mortis mientras el músculo

continúa congelado.

- Si el pescado es cocido antes del rigor, la textura será muy suave y pastosa. Por el

contrario, la textura es dura pero no seca cuando el pescado es cocido durante el rigor.

Posterior al rigor la carne se toma firme, suculenta y elástica.

3.1. Causas de la alteración del pescado

La manera de manipular el pescado desde que se pesca fresco hasta que llega al

consumidor determina la intensidad con que se presentan las alteraciones que

obedecen a tres causas:

3.1.1. Autolisis enzimática

Autolisis significa "auto-digestión". Se sabe desde hace muchos años que existen por lo

menos dos tipos de deterioro en el pescado: bacteriano y enzimático. En muchas

especies, los cambios enzimáticos relativos a la frescura del pescado preceden y no

guardaban relación con los cambios de la calidad microbiológica. En algunas especies

(calamar, arenque), los cambios enzimáticos preceden y por lo tanto predominan al

deterioro del pescado refrigerado. En otros la autolisis, sumada al proceso microbiano,

contribuye en diferentes grados a la pérdida general de la calidad.



Cuadro 1. Resumen de los Cambios Autolíticos en el Pescado Enfriado (FAO)

Enzima (s) Sustrato Cambios encontrados Prevención/Inhibición

Enzimas glucolíticas glucógeno producción de ácido

láctico, disminución del

pH de los tejidos,

pérdida de la capacidad

de enlazar agua en el

músculo

altas temperaturas

durante el rigor pueden

ocasionar

"desgajamiento"

el pescado debe pasar por la

etapa de rigor a temperaturas lo

más cercanas a 0 °C

debe evitarse el agotamiento

(estrés) pre-rigor

Enzimas autolíticas,

involucradas en la

degradación de

nucleótidos

ATP

ADP

AMP

IMP

pérdida del sabor a

pescado fresco,

producción gradual del

sabor amargo con Hx

(estados finales)

igual que el anterior

la manipulación inadecuada

acelera la degradación

Enzima (s) Sustrato Cambios encontrados Prevención/Inhibición



Catepsinas proteínas,

péptidos

ablandamiento del

tejido dificultando o

impidiendo su

procesamiento

la manipulación inadecuada el

almacenamiento y la descarga

Quimotripsina,

tripsina

carboxipeptidasas

proteínas,

péptidos

autólisis de la cavidad

visceral en pelágicos

(estallido de vientre)

el problema se agrava por

congelación/descongelación y el

almacenamiento en frío

prolongado

Calpaína proteínas

miofibrilares

ablandamiento,

ablandamiento

inducido por muda en

crustáceos

¿remover del calcio para

prevenir la activación?

Colagenasas tejido

conectivo

"desgajamiento" de

filetes

ablandamiento

la degradación del tejido

conectivo está relacionada con el

tiempo y temperatura de

almacenamiento en refrigeración

OTMA desmetilasa OTMA endurecimiento

inducido por

formaldehído (gádidos

almacenados en

congelación)

temperatura de almacenamiento

del pescado < -30 °C

Abuso físico y la

congelación/descongelación

aceleran el endurecimiento

Los cambios bioquímicos y microbiológicos que tienen lugar en los tejidos de los peces

después de la captura dependen significativamente de los factores que afectan a la

concentración de substratos y metabolitos en los tejidos de los peces vivos, actividad

de los enzimas endógenos, contaminación microbiana y condiciones de la captura. En

la calidad del pescado como alimento influyen considerablemente las circunstancias en

que se produjeron las capturas, si el ejercicio es extenuante, se puede inducir un



metabolismo anaerobio y estados de acidez en el músculo del pescado. Cuando las

capturas duran más y son menores los niveles de actividad se produce la excreción del

ácido metabólico (ácido láctico). Los cambios bioquímicos que tienen lugar en el

estado post mortem afectan a los principales componentes químicos de los tejidos y

provocan alteraciones estructurales en éstos, como, el rigor mortis y diferentes grados

de desintegración de la estructura muscular.

3.1.2. Microbiológica

La flora bacteriana en peces vivos

Los microorganismos se encuentran en todas las superficies externas (piel y branquias)

y en los intestinos de los peces vivos y recién capturados. El número total de

microorganismos varía enormemente.

La flora bacteriana en pescados recién capturados depende más del medio ambiente

de captura, que de la especie. Los pescados capturados en aguas muy frías y limpias

contienen menor número de microorganismos, mientras que el pescado capturado en

aguas cálidas presenta recuentos ligeramente superiores. Números muy elevados se

encuentran en pescados capturados en aguas muy contaminadas.

Muchas especies diferentes de bacterias pueden ser encontradas en la superficie de

los peces. Las bacterias en peces de aguas templadas son clasificadas en psicrotrófas y

psicrófilas, de acuerdo al rango de su temperatura de crecimiento. Las psicrotrófas

(tolerantes al frío) son bacterias capaces de crecer a 0 °C pero su óptimo es alrededor

de los 25 °C.

Cuadro 2. Flora bacteriana de pescado capturado en aguas limpias no contaminadas (FAO)

Gram-negativas Gram-positivas Comentarios

Pseudomonas Bacillus



Moraxella Clostridium

Acinetobacter Micrococcus

Shewanella putrefaciens Lactobacillus

Flavobacterium Coryneformes

Cytophaga

Vibrio Vibrio y Photobacterium son típicas de aguas marinas;

Photobacterium

Aeromonas Aeromonas es típica de agua dulce

Invasión microbiana

El músculo de un pez saludable o de un pescado recién capturado es estéril, debido a

que el sistema inmunológico del pez previene el crecimiento de bacterias en el

músculo. Cuando el pez muere, el sistema inmunológico colapsa y las bacterias

proliferan libremente. En la superficie de la piel, las bacterias colonizan en una amplia

extensión la base de las escamas. Durante el almacenamiento, las bacterias invaden el

músculo penetrando entre las fibras musculares.

Sólo un número muy limitado de bacterias invade el músculo durante el

almacenamiento en hielo, hecho que pone de manifiesto la importancia de disponer

de un adecuado sistema de refrigeración.

El pescado se deteriora a velocidades muy diferentes, de acuerdo a las diferencias en

las propiedades de la superficie del pescado. Las pieles de los peces tienen texturas

muy diferentes. Así, pescados que tienen una cubierta muy frágil se deterioran

rápidamente en comparación con algunos pescados planos que posee una dermis y

una epidermis robusta. Además, este último grupo cuenta con una gruesa cubierta de

mucus, que contiene algunos compuestos antibacterianos, como anticuerpos,

complementos y enzimas bacteriolíticas.



3.1.3. Oxidativa

Es debida principalmente a la acción del oxígeno del aire, y afecta fundamentalmente a

los lípidos (grasas). Está favorecida por todo lo que aumente el volumen de aire en

contacto con la superficie del pescado, almacenamientos prolongados, porosidad en la

superficie debida a la deshidratación o a la desnaturalización proteica, factores

tecnológicos, etc. La naturaleza de los lípidos del pescado hace que se produzcan

fácilmente oxidaciones como consecuencia de la rotura de las insaturaciones de los

ácidos grasos.

En el mecanismo de oxidación se forman radicales libres que reaccionan con el oxígeno

dando radicales peróxido. Estos compuestos se transforman en hidroperóxidos por

interacción con moléculas de ácidos grasos insaturados, son inestables, desdoblándose

en aldehídos, cetonas, alcoholes, ácidos grasos de cadena corta e hidrocarburos,

responsables de la aparición del olor y sabor característico “a rancio”.

Los productos de la oxidación son muy reactivos y merman el atractivo organoléptico,

las propiedades funcionales y el valor nutritivo del pescado congelado. También

pueden producir niveles de toxicidad.

3.2. Circunstancias que afectan al grado de alteración del pescado

Las circunstancias más importantes que afectan a la frescura del pescado:

Grado de agotamiento: genera un rápido rigor mortis, al que siguen precoces

signos de alteración durante la conservación en hielo. El cambio más

importante es el ataque del rigor mortis. Inmediatamente después de la

muerte el músculo del pescado está totalmente relajado, la textura flexible y

elástica generalmente persiste durante algunas horas y posteriormente el

músculo se contrae. Cuando se toma duro y rígido, todo el cuerpo se vuelve

inflexible y se dice que el pescado está en rigor mortis. Esta condición

generalmente se mantiene durante uno o más días y luego se resuelve el rigor.



La resolución del rigor mortis hace que el músculo se relaje nuevamente y

recupere la flexibilidad, pero no la elasticidad previa al rigor.

o Peces más activos pueden sufrir una gran excitación e incluso morir en

estado de intensa agitación.

o Algunos aparejos de pesca pueden provocar la muerte del pez tras un

forcejeo extenuante (por ejemplo las redes).

o Conservación de la frescura: lo ideal es utilizar un dispositivo que aturda

o sacrifique al pez de forma rápida.

Daños físicos: la formación de orificios así como contusiones en los peces

conlleva a que las alteraciones de origen bacteriano progresen con gran

rapidez.

o Carga o descarga de peces en los barcos con garfios, tridentes,…

o Conservación de la frescura: utilizar aparejos que no acaben en forma

de gancho para izar y descargar el pescado

Faenado: las vísceras y agallas pueden producir alteraciones autolíticas a causa

de las enzimas digestivas

o Mayores alteraciones en pescados que estaban comiendo activamente

en el momento de la captura

o Conservación de la frescura: eliminar las vísceras y las agallas

inmediatamente después de la captura

Tiempo de conservación: las alteraciones en el pescado aumentan en función

del tiempo que transcurre desde el momento de captura hasta el de consumo.

Temperatura de conservación: factor decisivo en la conservación del pescado.

3.3. Estimación del grado de alteración del pescado



3.3.1. Cambios sensoriales

Los cambios sensoriales son los que percibimos a través de los sentidos, por ejemplo,

apariencia, olor, textura y sabor.

Los primeros cambios sensoriales del pescado durante el almacenamiento están

relacionados con la apariencia y la textura. El sabor característico de las especies

normalmente se desarrolla durante los dos primeros días de almacenamiento en hielo.

Los cambios sensoriales característicos en el pescado post mortem varían

considerablemente dependiendo de la especie y el método de almacenamiento. En

general, se pueden resumir en:

Rigor mortis resuelto: el cuerpo ha perdido firmeza y retiene la marca de los

dedos al presionar.

Ojos hundidos y opacos.

Las agallas pasan de del color rojo brillante a otros más pardos recubiertos de

mucus y olores pútridos.

Ano húmedo, hinchado y rojizo.

Superficie del pescado oscura, recubierta de limo opaco y de olor pútrido al

final.

Los cortes transversales muestran decoloraciones rojas cerca de las espinas.

Carne blanda y fácilmente separable de los huesos o espina central.

Carne anormalmente verdosa o rojiza y al final de olor pútrido.

No obstante existen parámetros y baremos de valoración del pescado establecidas en

normativa de la Unión Europea, así como numerosas guías y documentos de referencia

(FAO, Codex Alimentarius,…) de referencia para evaluación de la calidad del pescado

que se detallan en apartados posteriores (módulo 3).



a. Cambios organolépticos en el pescado fresco y refrigerado

Olor

El pescado fresco despide un olor que se define como a “mar”, durante el

almacenamiento se hace menos intenso, pasa por olor neutro, por diferentes matices

hasta la presencia de olores intensos que son inicio de descomposición. El olor de

pescado fresco se debe a la presencia de compuestos carbonílicos y alcoholes de seis,

ocho y nueve átomos de carbono. El aroma a fresco se debilita y pasa desde el dulzón

al neutro, causado por el aumento de las fracciones alcohólicas y la presencia de

ésteres de cadena corta. Posteriormente aparecen otros olores que se pueden definir

como mohoso, lácteo, agrio, acético y fuerte “a pescado”, este último es el resultado

de la presencia de cantidades de ácidos grasos volátiles procedentes de la

desaminación de aminoácidos y de la abundancia de aminas volátiles.

Los signos de deterioro más característicos de malos olores son debidos a la presencia

de compuestos sulfurados. Los olores pútridos son causados por la presencia de indol,

putrescina, cadaverina y otras diaminas resultantes de la degradación bacteriana de

los aminoácidos. El pescado graso puede presentar olor a aceite rancio, debido a la

presencia de compuestos carbonílicos procedentes de la autoxidación de los ácidos

grasos poliinsaturados.

Color

Los cambios que se aprecian en la coloración superficial del pescado y en la tonalidad

alterada de la carne, son causados principalmente por oxidaciones enzimáticas y no

enzimáticas. La presencia de coloraciones amarillas, anaranjada y roja, o las

decoloraciones que a veces se observan en el pescado y crustáceos se deben a la

oxidación de los carotenoides presentes en grandes cantidades en la piel, conchas, etc.

La pigmentación oscura de la piel de los peces, debida a la melanina, se debilita,

perdiendo su brillo. El color blanco del músculo del pescado cambia de cremoso a gris.



En el pescado fresco la carne es translúcida, sin embargo en los peces alterados se

vuelve opaca. El mucus existente sobre la piel, que al principio es claro y transparente,

se enturbia, se vuelve pastoso como resultado del abundante desarrollo bacteriano.

Textura

Los principales cambios que experimenta la textura del músculo del pescado incluyen

la disminución de la elasticidad y el aumento de la pérdida de consistencia, se vuelve

blando, pastoso.

En la primera fase del almacenamiento, la pérdida de textura es el resultado de la

desintegración estructural como consecuencia de la relajación del tejido conjuntivo y

de la fragmentación de las miofibrillas, más que de cambios proteolíticos en las

proteínas miofibrilares. Estas proteínas se ven significativamente afectadas por

proteinasas endógenas y bacterianas solamente en fases avanzadas de

descomposición.

b. Cambios organolépticos en el pescado congelado

Es un tema muy conocido el endurecimiento que tiene lugar en la textura del pescado,

particularmente del pescado blanco, durante la congelación y en el almacenamiento

en estado congelado. Existe también una pérdida en la capacidad del pescado para

retener los fluidos del tejido durante el descongelado, que da lugar a lo que se

denomina “exudado”. La combinación de estos dos efectos produce un pescado

congelado cocinado, seco, gomoso y elástico o incluso fibroso. Estos efectos, debidos

principalmente a la desnaturalización proteica, ocurren a velocidades mayores en

pescado picado congelado, que en filetes o pescado entero eviscerado, y dependen de

la temperatura (altas temperaturas de almacenamiento originan cambios más

rápidos).



Por otra parte, una inadecuada congelación, un inadecuado almacenamiento o rotura

de la cadena de frío, puede dar lugar a decoloraciones, presencia de quemaduras por

congelación, cristales de hielo, presencia de olores impropios (mohoso, a cartón), etc.

que permanecerán presentes a lo largo de la vida del producto.

3.3.2. Cambios bioquímicos

3.3.2.1. Cambios en los compuestos nitrogenados

El metabolismo post-mortem seguido por los compuestos nitrogenados en el músculo

del pescado es el principal responsable de la pérdida gradual de frescura y de la

aparición de signos putrefacción. Esta se debe a la descomposición de algunos de los

componentes no proteicos intervienen en el apreciado aroma de los alimentos

marinos, en la formación de compuestos aromáticos volátiles y en la degradación

parcial y en los cambios sufridos por las proteínas, todo ello causante de las

coloraciones y de los cambios no deseados en las propiedades reológicas y texturales

del músculo. Durante los primeros días de almacenamiento en estado refrigerado,

intervienen sobre todo enzimas endógenos (autolisis). Posteriormente son las

bacterias las que predominan y son estas las que conducen a la descomposición final

del pescado. Muchas de las reacciones de descomposición pueden ser catalizadas por

los enzimas tanto endógenos como microbianos, motivo por el que resulta difícil

diferenciar con precisión los cambios autolíticos de los bacterianos.

Compuestos nitrogenados no proteicos

Normalmente tienen lugar cambios en los compuestos nitrogenados no proteicos

presentes en músculo del pescado que conducen a la formación de compuestos

olorosos volátiles, además tienen un papel importante en el sabor y en la alteración,

siendo característicos de cada especie de pescado.

Compuestos nitrogenados proteicos



El músculo del pescado está constituido por varios grupos de proteínas: las que forman

la fracción sarcoplasmática, que desempeñan las funciones bioquímicas en las células;

las proteínas miofibrilares del sistema contráctil; y las proteínas de los tejidos

conjuntivos, responsables principalmente de la integridad del músculo.

Las proteínas miofibrilares intervienen en la rigidez que experimentan los músculos

post mortem (rigor mortis). En esas proteínas es donde se producen cambios más

importantes y tienen más repercusión desde el punto de vista tecnológico. Los

cambios que tienen lugar en estas proteínas conducen posteriormente a la aparición

de la rigidez cadavérica y, originan el endurecimiento del músculo durante el

almacenamiento prolongado del pescado congelado. Las proteínas miofibrilares son

también responsables de la capacidad de retención de agua del músculo y, como

consecuencia, de la textura característica del pescado, así como de las propiedades

organolépticas del músculo picado y en particular de la capacidad formadora de geles.

Tipo de compuesto Alteración

Compuestos

nitrogenados

no proteicos

Oxido de trimetilamina (OTMA). Estimación de

TMA y DMA

Alteración bacteriana

Bases volátiles totales. Determinación de todo

el contenido de Nitrógeno Básico Volátil Total

Alteración bacteriana

Aminoácidos libres.

Aminas biogénicas: histamina, ornitina,

putrescina, cadaverina, agmatina, espermidina,

espermina, etc.

Enzimática y bacteriana o por otras

reacciones.

Generación de olores pútridos.

Hipoxantina (Hx).

Se mide a través del índice K

Cambios enzimáticos

Sabor amargo

Urea (músculo de los elasmobránquios

(tiburón, raya))

Acúmulo de amoníaco, incluso en el



pescado fresco.

Formación de amoníaco y dióxido

de carbono.

Compuestos

nitrogenados

proteicos

Proteínas sarcoplasmáticas

Proteínas miofibrilares

Proteínas de los tejidos conjuntivos

a. Alteraciones en pescado fresco y refrigerado

La degradación que experimentan en el estado post mortem las proteínas del músculo

de pescado, origina cambios lentos en las propiedades reológicas del músculo de

pescado refrigerado. Esto se debe a la fragmentación parcial de las moléculas y a la

menor rigidez de la estructura.

La sensibilidad de las miofibrillas a la fragmentación es característica de cada especie

de pescado. Es mayor en los peces que pierden rápidamente su frescura que en

aquellas especies de larga vida comercial. En el transcurso de la etapa de depósito en

hielo va disminuyendo la resistencia de las miofibrillas a la fragmentación,

conservándose las características de la especie.

Las alteraciones autolíticas que tienen lugar en el pescado sin eviscerar están causadas

no sólo por las enzimas musculares endógenas, sino también por las captesinas renal y

hepática, así como por los enzimas digestivos del tracto alimenticio. El efecto final

depende de la actividad de los enzimas, pH del músculo, propiedades del tejido

conjuntivo, y de la presencia de inhibidores de la proteinasa. El desdoblamiento

proteolítico avanzado, originado principalmente por los enzimas liberados en el tracto

digestivo, puede hacer reventar el abdomen en peces pequeños y bien alimentados. El

papel desempeñado por las bacterias proteolíticas en la degradación de las proteínas

musculares poco después de la captura es despreciable, ya que dichos gérmenes



constituyen un pequeño porcentaje de la población bacteriana aerobia total presente

en la piel, la carne está prácticamente estéril, excepto en puntos lesionados.

Los cambios proteicos que tienen lugar en pescado con músculo coloreado (atunes)

implican también la oxidación de la mioglobina y oximioglobina del músculo rojo. El

grado de la oxidación depende de la especie y de la temperatura de almacenamiento.

b. Alteraciones en pescado almacenado congelado

Durante la congelación y posterior conservación en estado congelado, se aprecia en el

músculo del pescado un endurecimiento progresivo “pérdida de textura”, acompañado

de una pérdida de fluido al descongelar y de una menor capacidad de retención de

agua, así como, un descenso en la facilidad de formación de geles y en la capacidad de

emulsificar las grasas. Estos cambios tienen lugar debido tanto a la desnaturalización,

es decir, el desdoblamiento de las moléculas de proteína, como a las reacciones

secundarias que originan entrecruzamientos (“cross-linking”) y formación de

agregados proteicos. Como resultado de estos cambios las proteínas pierden parte de

su solubilidad, pueden tener menor actividad enzimática y alteran sus propiedades

funcionales.

3.3.2.2. Cambios en los compuestos lipídicos

Los lípidos en el pescado

Los lípidos constituyen uno de los componentes principales de los organismos marinos.

Aunque están presentes en todos los tejidos, se concentran mayoritariamente en la

capa grasa subcutánea de los mamíferos marinos y peces grasos, en el hígado de los

peces magros, en el tejido muscular y en las gónadas maduras. Los lípidos marinos

están compuestos por fosfolípidos, triglicéridos, esteroles, ésteres de ceras, y

pequeñas cantidades de productos metabólicos de estos, así como por pequeñas

cantidades de lípidos menos habituales, como ésteres de la glicerina, glucolípidos,

sulfolípidos e hidrocarburos.



La presencia de los distintos ácidos grasos en los lípidos del pescado, dependen de

diversos factores, como la dieta, localización geográfica, temperatura ambiente,

estación del año, longitud del cuerpo, contenido en lípidos, etc. La composición de los

lípidos de las especies de agua dulce es intermedia entre la de los mamíferos terrestres

y la de los peces marinos.

a. Alteraciones en pescado fresco y refrigerado

La degradación que experimentan los lípidos post-mortem es resultado de la hidrólisis

enzimática y de la oxidación de los lípidos del pescado. Aproximadamente un 20% de

los lípidos son hidrolizados durante la vida comercial del pescado refrigerado. En este

período viene a duplicarse, más o menos, la cantidad de ácidos grasos libres. Los

cambios hidrolíticos que afectan a los lípidos del pescado refrigerado se aceleran al

cabo de pocos días.

La oxidación de los lípidos en el pescado es de especial importancia en las especies

grasas. Estos peces contienen mayor cantidad de lípidos libres y de músculo oscuro, en

los que se produce la oxidación con mayor rapidez que en el músculo blanco.

Especialmente sensibles a la oxidación son los lípidos del tejido subcutáneo y de la piel.

Se sabe que la oxidación lipídica no se origina si tiene lugar la descomposición

bacteriana. Coincidiendo con la descomposición bacteriana, el enranciamiento es

imperceptible, incluso cuando el nivel de oxidación es tan elevado como para no ser

comestible el pescado a causa del enranciamiento. La autoxidación puede también

verse retardada por los productos de la hidrólisis fosfolipídica y por compuestos

nitrogenados no proteicos.

b. Alteraciones en pescado almacenado congelado

Los cambios que tienen lugar en los lípidos del pescado almacenado en estado

congelado son responsables directos e indirectos de las alteraciones de calidad. Se



incluyen procesos de lipolisis, oxidación lipídica e interacciones de los productos

resultantes con componentes no grasos.

Los ácidos grasos libres que se acumulan en el músculo durante el almacenamiento

por congelación, no desarrollan ningún efecto sobre la calidad organoléptica del

producto. Sin embargo, pueden influir en la alteración de la textura al reaccionar con

las proteínas, y, también pueden influir en los cambios oxidativos de los lípidos.

En el pescado con porcentajes de lípidos superiores al 2 %, los productos de la

oxidación reducen significativamente las características sensoriales olor, color y sabor.

Sin embargo, en el pescado magro carecen de efecto directo sobre las características

sensoriales, pero, pueden participar en estados de agregación de la proteína y en

comunicar al músculo decoloraciones no deseables.

Lipolisis

En los alimentos marinos almacenados por congelación, la lipolisis se inicia con la

degradación de los fosfolípidos.

La hidrólisis de los fosfolípidos es la causa principal de la acumulación de ácidos grasos

libres en la carne congelada de muchas especies de pescado. Es más rápida en la zona

de temperaturas inmediatamente inferior a 0° C que en cualquier otro intervalo.

La actividad fosfolipasa o lipasa ocurre de una forma más acentuada en el pescado

magro. Los ácidos grasos libres pueden llegar a constituir el 30% de los lípidos totales

en este pescado, y sólo un porcentaje muy bajo en el graso. La velocidad de

descomposición es rápida, por ejemplo, después de un año de almacenamiento a -20

°C, en el pescado magro la tasa de fosfolípidos desciende al 20-40% de su valor inicial.

A temperaturas más altas (-10° C), la descomposición de la mayoría de los fosfolípidos

tiene lugar en el primer mes de almacenamiento.

Los triglicéridos se hidrolizan menos fácilmente en el pescado congelado y los ésteres

de colesterol y las ceras se modifican ligeramente.



El contenido de ácidos grasos libres es el parámetro más usual para medir la lipolisis

originada en el pescado. Está relacionada con el tiempo y temperatura de

almacenamiento y también depende de la especie de pescado. Dentro de cada especie

la lipolisis varía en función del sexo, madurez de las gónadas, época de captura y de

otros factores relacionados con las técnicas de procesamiento (p.e. el picado del

músculo antes de la congelación acelera el proceso).

Oxidación de los lípidos

Es debida principalmente a la acción del oxígeno del aire. Está favorecida por todo lo

que aumente el volumen de aire en contacto con la superficie del pescado,

almacenamientos prolongados, porosidad en la superficie debida a la deshidratación o

a la desnaturalización proteica, factores tecnológicos, etc. La naturaleza de los lípidos

del pescado hace que se produzcan fácilmente oxidaciones como consecuencia de la

rotura de las insaturaciones de los ácidos grasos.

En el mecanismo de oxidación se forman radicales libres que reaccionan con el oxígeno

dando radicales peróxido. Estos compuestos se transforman en hidroperóxidos por

interacción con moléculas de ácidos grasos insaturados, son inestables, desdoblándose

en aldehídos, cetonas, alcoholes, ácidos grasos de cadena corta e hidrocarburos,

responsables de la aparición del olor y sabor característico “a rancio”.

Los productos de la oxidación son muy reactivos y merman el atractivo organoléptico,

las propiedades funcionales y el valor nutritivo del pescado congelado. También

pueden producir niveles de toxicidad.

4. INDICADORES PARA LA EVALUACIÓN DE LA FRESCURA Y ENRANCIAMIENTO

4.1. Evaluación sensorial de la frescura



Un análisis sensorial como tal es difícil de realizar. Exige disponer de un equipo de

varias personas especializadas y entrenadas. No obstante, este control se perfila como

uno de los controles rutinario de calidad que de manera permanente debe ser llevado

a cabo por el personal que manipula pescado.

La evaluación sensorial del pescado crudo en mercados, instalaciones y sitios de

desembarque debe efectuarse mediante la evaluación de la apariencia, textura y olor.

La mayoría de los sistemas de evaluación están basados en los cambios que se

producen durante el almacenamiento en hielo derretido. Los cambios característicos

varían dependiendo del método de almacenamiento. La apariencia del pescado

almacenado en condiciones de enfriamiento sin hielo no cambia tanto en relación con

el pescado en hielo, pero su deterioro es más rápido y se hace necesario efectuar una

evaluación sensorial del pescado cocido. Por consiguiente, es esencial conocer la

historia tiempo/ temperatura del pescado al momento del desembarco.

Para concretar mejor la determinación sensorial, se suelen utilizar escalas, que varían

desde cuatro hasta diez. Estas escalas permiten calificar alguno de los caracteres,

como el olor en crudo, sabor en el cocinado, color. También se pueden determinar los

defectos del pescado. Se están haciendo intentos por combinar la prueba

organoléptica con análisis objetivos físicos, químicos o microbiológicos.

Es de vital importancia, sea cual sea el caso, que el personal que realiza el análisis

tenga suficientes conocimientos sobre qué indicativos son propios de una inaptitud

para el consumo.

Entre los numerosos sistemas de evaluación sensorial de los productos de la pesca que

existen, el establecido en el reglamento comunitario y documentos del Codex

Alimentarius, se perfila de fácil manejo y comprensión para su aplicación incluso por

personal no especializado.

En el módulo 3 se tratará con profundidad la evaluación sensorial de la frescura

mediante el método QIM.



4.2. Indicadores químicos de la frescura

La alteración del pescado da lugar a la producción de diferentes sustancias químicas

(hidrógeno, CO2, amoníaco, compuestos azufrados, ácidos grasos de cadena corta,

bases orgánicas incluyendo las monoaminas (metilamina, dimetilamina y

trimetilamina), monoaminas cíclicas (histamina) y diaminas (putrescina y cadaverina).

Algunas de ellas no se encuentran en el animal vivo, mientras que otras,

habitualmente presentes, aumentan de concentración de forma paralela al

crecimiento microbiano.

Un test de frescura debe ser rápido, fiable, coincidir con la apreciación sensorial y

preferiblemente que pueda ser aplicado a todo el pescado. Para determinar la frescura

se utilizan frecuentemente índices químicos indirectamente relacionados con la

actividad microbiana. Entre otros, amoníaco, TMA, bases volátiles totales (BVT), ácidos

volátiles, sustancias reductoras volátiles (VRS), pH, sulfuros, productos del

desdoblamiento nucleótido, etc. Ningún indicador es suficiente por si solo para definir

la frescura de un pescado. Es conveniente realizar por lo menos dos pruebas, una para

determinar la pérdida de frescura, si se produjo, y la otra para detectar el desarrollo

bacteriano.

Los principales índices de frescura del pescado son los siguientes:

4.2.1. Nitrógeno Básico Volátil Total (NBVT)

Expresa cuantitativamente el contenido de bases volátiles de baja masa molecular y

aminas procedentes de la descarboxilación microbiana de los aminoácidos.

Comprenden el amoníaco, TMA, pequeñas cantidades de DMA y metilamina. El

incremento significativo de las BVT coincide tanto en pescados como en crustáceos

con la descomposición bacteriana. Los límites de aceptación en pescado están en 35

mg de N de BVT por 100 g de músculo en determinadas especies. Los niveles de NBVT

varían enormemente dependiendo de la especie.



La determinación de bases volátiles totales (BVT) es uno de los métodos más

ampliamente usado en la evaluación de la calidad de los productos pesqueros. Es un

término general que incluye la medición de trimetilamina (producida por deterioro

bacteriano), dimetilamina (producida por enzimas autolíticas durante el

almacenamiento en congelación), amoniaco (producido por desaminación de

aminoácidos y catabolitos de nucleótidos) y otros compuestos nitrogenados básicos

volátiles asociados con el deterioro de los productos pesqueros. A pesar de que los

análisis de BVT son relativamente simples de realizar, generalmente reflejan sólo los

últimos estadios del deterioro avanzado y son generalmente considerados poco

confiables para la medición del deterioro durante los primeros diez días de

almacenamiento del bacalao enfriado, como también de otras especies (Rehbein y

Oehlenschlager, 1982). Son particularmente útiles para la medición de la calidad en

cefalópodos como el calamar (LeBlanc y Gill, 1984), en la pesca industrial para harina y

ensilado (Haaland y Njaa, 1988), y en crustáceos (Vyncke, 1970). Sin embargo, debe

tenerse en cuenta que los valores de BVT no reflejan el modo de deterioro (bacteriano

o autolítico), y los resultados dependen en gran medida del método de análisis. Botta

et al. (1984) encontraron poca concordancia entre seis procedimientos de BVT

publicados. La mayoría depende de la destilación de las aminas volátiles o de la

microdifusión de un extracto (Conway, 1962); el último método es el más popular en el

Japón. Para un examen comparativo de los procedimientos más comunes usados en el

análisis de BVT, véase Botta et al., (1984).

4.2.2. Trimetilamina (TMA)

El Óxido de Trimetilamina (OTMA) presente en el pescado se reduce por acción

bacteriana principalmente a TMA cuando el pescado está en refrigeración. Los cambios

que experimenta la cantidad de TMA presente en el pescado durante el

almacenamiento se corresponde con la tasa bacteriana y con la calificación sensorial.

La TMA se considera un buen indicador en los gádidos, si bien los resultados son



variables de unos pescados a otros. Los límites se sitúan por 10-12 mg de N de TMA

por l00g de músculo.

La trimetilamina es una amina volátil pungente, generalmente asociada con el olor

típico "a pescado" del pescado en deterioro. Su presencia en el pescado en deterioro

es debido a la reducción bacteriana del óxido de trimetilamina (OTMA), el cual está

naturalmente presente en el tejido vivo de muchas especies de pescados marinos. Se

cree que la TMA es generada por la acción de las bacterias del deterioro, sin embargo,

su correlación con el número de bacterias no es generalmente muy buena.

Actualmente se piensa que este fenómeno es debido a la presencia de un pequeño

número de bacterias "específicas del deterioro", las cuales no siempre representan la

mayor proporción de la flora bacteriana total pero son capaces de producir grandes

cantidades de compuestos relacionados con el deterioro como la TMA. Uno de estos

organismos específicos del deterioro, Photobacterium phosphoreum, genera

aproximadamente 10-100 veces la cantidad de TMA producida por el organismo

deteriorante más comúnmente conocido, Shewanella putrefaciens (Dalgaard, 1995).

Como se mencionó anteriormente, la TMA no es un indicador particularmente bueno

de la calidad comestible del arenque pero resulta de utilidad, como un medio rápido,

para medir objetivamente la calidad comestible de muchos pescados demersales

marinos. La correlación entre el nivel de TMA, o preferiblemente el índice de TMA

(donde el índice de TMA = log (1 + valor de TMA)), y la calidad comestible ha sido

excelente en algunos casos (Hoogland, 1958; Wong y Gill, 1987). La Figura 8.8 ilustra la

relación entre la puntuación en olor y el nivel de TMA para bacalao en hielo. El

coeficiente linear de la determinación fue estadísticamente significativo a un nivel de

P=0,05.



Cuadro 3. Relación entre la puntuación en olor y TMA para bacalao en hielo.

La mayor ventaja del análisis de TMA, con respecto a la determinación del número de

bacterias, es que puede ser realizado mucho más rápidamente y generalmente refleja

más acertadamente el grado de deterioro (según pruebas organolépticas) que los

recuentos bacterianos. Por ejemplo, incluso filetes de alta calidad cortados con un

cuchillo de fileteado contaminado pueden tener altos recuentos bacterianos. Sin

embargo, en este caso las bacterias no han tenido oportunidad de causar deterioro, de

este modo los niveles de TMA tienen que ser forzosamente bajos. Las mayores

desventajas del análisis de TMA radican en que: no refleja los estadios primarios de



deterioro y sólo es confiable en ciertas especies de pescados. Una palabra de

precaución en relación con la preparación de las muestras de pescado, para el análisis

de aminas. La TMA y muchas otras aminas se volatilizan a pH elevado. La mayoría de

los métodos analíticos, propuestos hasta la fecha, comienzan con un paso de

desproteinación que involucra homogeneización en ácido perclórico o tricloroacético.

La volatilización de las aminas presentes en las muestras puede ocasionar serios

errores de análisis. Por lo tanto, las muestras deben ser neutralizadas a pH 7

inmediatamente antes del análisis y deben permanecer en su forma ácida, dentro de

contenedores sellados, cuando deban ser almacenadas por extensos períodos de

tiempo antes del análisis. También es importante remarcar que debe emplearse

protección adecuada para manos y ojos cuando se manipule ácido perclórico o

tricloroacético. Además, el ácido perclórico presenta peligro de ignición cuando entra

en contacto con materia orgánica. Las salpicaduras deben ser lavadas con abundante

agua. Algunos de los métodos de análisis reportados hasta la fecha incluyen

colorimetría (Dyer, 1945; Tozawa, 1971), cromatografía (Lundstrom y Racicot, 1983;

Gill y Thompson, 1984) y análisis enzimático (Wong y Gill, 1987; Wong et al,. 1988), por

nombrar sólo algunos. Para una revisión más profunda de las técnicas analíticas para

TMA véase los artículos de Gill (1990, 1992).

El Índice P relaciona los 2 parámetros anteriores, y corresponde al valor obtenido a

partir de la siguiente ecuación:

4.2.3. Dimetilamina (DMA)

Ciertos tipos de pescados contienen una enzima, la OTMA dimetilasa (OTMA-asa), que

convierte el OTMA en cantidades equimolares de DMA y formaldehído (FA). Así, para

los peces de la familia del bacalao (gádidos), la DMA es producida junto con el FA

durante el almacenamiento en congelación, con el concomitante endurecimiento de



las proteínas inducido por el FA. La cantidad de proteína desnaturalizada es

aproximadamente proporcional a la cantidad de FA/DMA producida, pero es más

común vigilar la calidad de los pescados gádidos, almacenados en congelación,

mediante la medición de DMA. Mucho del FA se une al tejido, así deja de ser extraíble

y no puede ser medido cuantitativamente. El método más común para el análisis de la

DMA es su determinación colorimétrica en extractos de pescado desproteinizados. El

procedimiento de Dyer y Mounsey (1945) continúa actualmente en uso, aunque puede

resultar más útil el ensayo colorimétrico propuesto por Castell et al. (1974) para la

determinación simultánea de la DMA y la TMA, dado que ambos compuestos están

generalmente presentes en el pescado congelado de deficiente calidad.

Desgraciadamente, muchos de los métodos colorimétricos propuestos hasta la fecha

carecen de especificidad cuando las muestras presentan mezclas de diferentes aminas.

Los métodos cromatográficos, incluyendo la cromatografía gas-líquido (Lundstrom y

Racicot, 1983) y la cromatografía líquida de alto desempeño (Gill y Thompson, 1984),

son algo más específicos y no son tan propensos a las interferencias como los métodos

espectrofotométricos. De igual forma, la mayoría de los métodos propuestos hasta la

fecha para el análisis de aminas son destructivos y no muy adecuados para analizar un

gran número de muestras. El análisis de los compuestos volátiles que emanan del

producto, mediante cromatografía de gas, ha sido propuesto como una alternativa no

destructiva para la determinación de aminas; sin embargo, todos los métodos

propuestos presentan serias limitaciones prácticas.

La dimetilamina es producida autolíticamente durante el almacenamiento congelado.

En pescados gádidos, como la merluza, se ha encontrado que puede servir como un

indicador confiable del endurecimiento inducido por el formaldehído (Gill et al., 1979).

Por estar asociada con las membranas del músculo, su producción se incrementa por la

manipulación tosca y por las fluctuaciones de temperatura durante el almacenamiento

en frío. La dimetilamina tiene poco o ningún efecto en el sabor o la textura del pescado

per se, pero es un indicador indirecto de la desnaturalización de las proteínas,



generalmente ocasionada con la manipulación inapropiada antes y/o durante el

almacenamiento congelado.

4.2.4. Aminas biógenas

La presencia de cantidades significativas de diaminas, principalmente putrescina y

cadaverina e histamina es el resultado de la descomposición de pescados y crustáceos.

Su contenido aumenta con la descomposición bacteriana. Hay especies (escómbridos)

en las que la histamina es un indicador útil de descomposición, así como, el indol en las

gambas. El músculo del pescado es un medio muy propicio para la formación

bacteriana de una amplia variedad de aminas, como resultado de la descarboxilación

directa de los aminoácidos. La mayoría de las bacterias del deterioro, que poseen

actividad descarboxilasa, son activas en respuesta al pH ácido, presumiblemente para

elevar el pH del medio de crecimiento a través de la producción de aminas.

La histamina, la putrescina, la cadaverina y la tiramina son producidas a partir de la

descarboxilación de la histidina, ornitina, lisina y tirosina, respectivamente. La

histamina ha recibido mayor atención desde que ha sido asociada con incidentes de

envenenamiento por escómbridos relacionados con el consumo de atún, caballa, mahi-

mahi (dorado del Hawaii). Sin embargo, la ausencia de histamina en escómbridos

(atún, caballa, entre otros) no garantiza la salubridad del producto; el deterioro

durante el almacenamiento, a temperaturas de enfriamiento, no siempre resulta en la

producción de histamina. Mietz y Karmas (1977) propusieron un índice de calidad

química basado en las aminas biógenas, indicadoras de la pérdida de la calidad en el

atún enlatado, donde:



Ellos encontraron que cuanto más incrementa el índice de la calidad, más decrece la

puntuación sensorial del producto enlatado. Posteriormente, Farn y Sims (1987)

estudiaron la producción de histamina, cadaverina y putrescina en atún listado y atún

aleta amarilla a 20°C y encontraron que la cadaverina y la histamina incrementan

exponencialmente después de una fase inicial de demora de 48 horas. Los niveles de

cadaverina e histamina incrementaron hasta niveles máximos de 5-6 m g/g de atún,

pero los autores reportaron que la ausencia de estas aminas en el producto crudo o

cocido no necesariamente significa que el producto no está deteriorado.

Es interesante notar que la mayoría de las aminas biógenas son estables al proceso

térmico, por lo tanto, su presencia en productos enlatados terminados es una buena

indicación de que la materia prima estaba deteriorada antes de la cocción.

Algunos de los métodos para el análisis de aminas biógenas incluyen cromatografía

líquida de alta presión (Mietz y Karmas, 1977), cromatografía de gas (Staruszkiewicz y

Bond, 1981), espectrofluorometría (Vidal-Carou et al., 1990) y un método enzimático

rápido recientemente desarrollado para histamina, usando un lector de microplaca

(Etienne y Bregeon, 1992).

4.2.5. Catabolismo de nucleótidos (Índice K)

El índice de frescura K proporciona una puntuación de frescura relativa, basada

principalmente en los cambios autolíticos que tienen lugar durante el almacenamiento

post mortem del músculo. De este modo, cuanto más alto el valor de K, menor el nivel

de frescura. Sin embargo, el valor K no puede ser considerado como un índice

confiable de frescura para todos los peces marinos con aletas. Asimismo, la

degradación de nucleótidos es sólo coincidencial con los cambios percibidos en la

frescura y no está necesariamente relacionada con su deterioro, considerándose que

sólo la hipoxantina (Hx) tiene un efecto directo en el sabor amargo percibido en el

pescado deteriorado. Actualmente, es ampliamente aceptado que el IMP es

responsable del deseable sabor a pescado fresco, sólo presente en los productos



pesqueros de alta calidad. Ninguno de los nucleótidos se considera relacionado con los

cambios percibidos en la textura durante el proceso autolítico, a excepción del ATP,

por supuesto, cuya disminución está asociada con el rigor mortis.

La tasa de Hx se corresponde bien con los caracteres organolépticos, en particular con

el aroma. En calamares se produce un notable incremento de este compuesto una vez

que comienza la descomposición inicial.

La mayoría de las enzimas involucradas en la degradación de la adenosina trifosfato

(ATP) a inosina monofosfato (IMP) se consideran autolíticas en la mayoría de los casos,

mientras que la conversión de IMP a inosina (Ino) y después a hipoxantina (Hx) se cree

es debido principalmente a bacterias del deterioro, aunque se ha demostrado que la

Hx se acumula lentamente en el tejido del pescado estéril. Dado que el nivel de cada

catabolito intermediario incrementa o disminuye dentro del tejido, a medida que

progresa el deterioro, la evaluación de la calidad nunca debe estar basada en los

niveles de un solo metabolito, dado que el análisis no puede discriminar sobre la base

de un solo componente si el mismo está aumentando o disminuyendo. Por ejemplo, si

el contenido de IMP en una muestra de pescado se determina en 5 m moles/gramo de

tejido, la muestra bien puede haber sido tomada de un pescado muy fresco como de

un pescado en el límite del deterioro, dependiendo de si la AMP está o no presente.

De este modo, casi siempre se recomienda el análisis completo del perfil de

nucleótidos. El análisis completo de los catabolitos de nucleótidos puede ser

completado, empleando un extracto de pescado, en 12-25 minutos usando el sistema

de cromatografía liquida de alta eficacia (HPLC), equipado con una bomba y un

detector espectrofotométrico (longitud de onda de 254 nm). Quizá la técnica HPLC

más simple publicada hasta la fecha sea la propuesta por Ryder (1985).

Otras aproximaciones han sido propuestas para el análisis individual o combinaciones

de catabolitos de nucleótidos, pero ninguna es más confiable que la HPLC. Una palabra

de precaución en relación con el análisis cuantitativo de los catabolitos nucleótidos; la

mayoría de los métodos propuestos hasta la fecha involucran desproteinización de las

muestras de pescado mediante extracción con ácido perclórico y tricloroacético. Es



importante que los extractos ácidos sean neutralizados con una base (generalmente

hidróxido de potasio) inmediatamente después de la extracción, para prevenir la

degradación de los nucleótidos en el extracto. Los extractos neutralizados parecen ser

muy estables incluso si se mantienen congelados por varias semanas. Una de las

ventajas de usar el ácido perclórico es que el ion perclorato es insoluble en la

presencia de potasio. De esta forma, neutralizar con KOH es un método conveniente

de "limpieza" de la muestra antes del análisis HPLC, este procedimiento ayuda a

extender la vida de la columna HPLC. También, debe notarse que la determinación de

nucleótidos en pescado enlatado no refleja necesariamente los niveles en la materia

prima. Gill et al. (1987) encontró recuperaciones del 50, 75, 64 y 92 por ciento para

patrones de AMP, IMP, Ino y Hx, añadidos en atún enlatado antes del proceso térmico.

Algunos métodos inusuales, pero innovadores, que utilizan ensayos enzimáticos han

sido propuestos durante años y son presentados en el Cuadro 8.3. Todos los métodos

hasta la fecha se basan en destrucción de la muestra (homogeneización del tejido).

Debe tenerse en consideración que independientemente del método, las enzimas se

desnaturalizan con el tiempo y por ende los equipos de prueba, las tiras cubiertas de

enzimas y los electrodos o sensores tienen una duración limitada, no así la técnica

HPLC.

4.3. Indicadores químicos del enranciamiento

4.3.1. Índice de Peróxidos (productos primarios de oxidación)

Los ácidos grasos, altamente insaturados, presentes en los lípidos del pescado son muy

susceptibles a la oxidación. Los productos primarios de la oxidación son los lípidos

hidroperóxidos. Estos compuestos pueden ser detectados por métodos químicos,

generalmente haciendo uso de su potencial de oxidación para oxidar yoduro a yodo o

para oxidar hierro (II) a hierro (III). La concentración de hidroperóxidos puede ser



determinada mediante titulación o mediante métodos espectrofotométricos,

obteniéndose el valor de peróxido (VP) como miliequivalentes (mEq) de peróxido por 1

kg de grasa extraída del pescado. Lea (1952) describe un método para la

determinación del VP y Stine et al. (1954) otro para la determinación, por

espectrofotométria, del hierro (III) tiocianato. Los métodos para la determinación del

VP tienen una base empírica, así, las comparaciones entre valores de peróxido sólo son

posibles para resultados obtenidos mediante métodos idénticos.

Por ejemplo, el método del tiocianato puede arrojar valores 1,5-2 veces mayores que

el método de titulación con yodo (Barthel y Grosch, 1974).

Debido algunas razones, la interpretación del VP como un índice de la calidad no

proporciona un resultado directo. Primero: los hidroperóxidos carecen de olor y sabor,

de esta forma el VP no está relacionado con la calidad sensorial del producto

analizado. Sin embargo, el valor de peróxido puede indicar un potencial para la

formación posterior de compuestos sensorialmente objetables. Segundo: los lípidos

hidroperóxidos se descomponen con el tiempo. Un VP bajo, durante un cierto punto

del almacenamiento, puede indicar tanto una fase temprana de autoxidación como

una fase tardía, o también un producto severamente oxidado donde la mayoría de los

hidroperóxidos han sido degradados (Kranner y Rosenthal, 1992), por ejemplo en

pescado seco salado (Smith et al., 1990).

4.3.2. Índice de TBA (productos secundarios de oxidación)

Durante los estados posteriores de la oxidación generalmente están presentes los

productos secundarios de la oxidación y, por lo tanto, indican una historia de

oxidación. Estos productos comprenden aldehídos, cetonas, ácidos grasos de cadena

corta y otros; muchos de los cuales tienen olores y sabores desagradables, que

combinados producen el carácter "a pescado rancio" asociado con los lípidos oxidados

del pescado.



Algunos de los productos secundarios de la oxidación aldehídica reaccionan con el

ácido tiobarbitúrico, formando un producto de coloración rojiza que puede ser

determinado mediante espectrofotometría. Usando este principio, pueden medirse las

sustancias que reaccionan con el ácido tiobarbitúrico (TBA-RS). Existen algunas

variaciones del método; un método para lípidos de pescado es descrito por Ke y

Woyewoda (1979), y para pescado por Vyncke (1975). Los resultados son expresados

en función del patrón (di-)aldehído empleado (malonaldehído) y reportados como

micromoles de malonaldehído presentes en 1 gramo de grasa (Una nota de

precaución: algunas veces los resultados de TBA pueden ser expresados como mg de

malonaldehído en 1 gramo de grasa, o como cantidad de malonaldehído (m mol o ag)

en relación a la cantidad de tejido analizado). Algunos trabajos (como el de Hoyland y

Taylor (1991) y el de Raharjo et al. (1993)) indican alguna correlación entre TBA-RS y

evaluaciones sensoriales, pero otros autores no encontraron una correlación (como

Boyd et al., 1993). De este modo, es necesaria cierta precaución en la interpretación

de los valores de TBA-RS, en relación con las mediciones de la calidad sensorial.

Asumiendo que el VP no ha disminuido debido a un extenso almacenamiento o

exposición a altas temperatura, su valor (por titulación iodométrica) no debiera ser

superior a 10-20 meq/kg de grasa de pescado (Connell, 1975).

A continuación algunos ejemplos directrices para los valores de TBA-RS: productos con

TBA-RS superiores a 1-2 m mol de eq.-malonaldehído por gramo de grasa (Connell,

1975) o por encima de 10 m mol de eq.-malonaldehído por 1 kg de pescado (Ke et al.,

1976) probablemente presentan olor rancio.

Los métodos instrumentales modernos permiten una mayor definición en el análisis de

los productos de oxidación (hidroperóxidos específicos, contenido actual de

malonaldehído). Pero para las estimaciones de la calidad general, se prefieren

métodos que permitan determinar un amplio rango de productos de oxidación (como

el VP y el TBA-RS), a pesar de que estos métodos tienen sus limitaciones según lo

discutido anteriormente. El análisis de los compuestos volátiles, productos de la

oxidación que se encuentran en interfase sobre la superficie del producto, proporciona



resultados que se correlacionan muy bien con la evaluación sensorial (como en el caso

del bagre (Freeman y Hearnsberger, 1993)), pero el método requiere de un

cromatógrafo de gases.

4.4. Indicadores físicos de frescura

4.4.1. Propiedades eléctricas

Desde hace tiempo se sabe que las propiedades eléctricas de la piel y de los tejidos

cambian después de la muerte y podrían proporcionar un medio para medir los

cambios post mortem o el grado de deterioro. Sin embargo, se han encontrado

muchas dificultades para desarrollar un instrumento destinado a tal fin, por ejemplo:

las variaciones de las especies; la variación dentro de un mismo lote de pescado;

diferentes lecturas del instrumento cuando el pescado está dañado, congelado,

fileteado, desangrado o no desangrado; y una correlación deficiente entre la lectura

del instrumento y el análisis sensorial. Se sostiene que la mayoría de estos problemas

están superados con el GR Torrymeter (Jason y Richards, 1975). Sin embargo, el

instrumento no es capaz de medir la calidad o frescura de un solo pescado, no

obstante puede tener aplicación en la calificación de lotes de pescado, según se

muestra en la Figura. (Relación entre las lecturas del GR Torrymeter de varias especies

de pescado y la frescura)



Hasta hace algún tiempo, ningún instrumento había sido capaz de determinar la

calidad "en línea", a pesar de que este tipo de evaluación mecanizada sería altamente

deseable en las plantas de procesamiento. El desarrollo del Calificador de Frescura RT

comenzó en 1982, y para 1990 estaba disponible un modelo de producción capaz de

clasificar 70 pescados por minuto, en 4 canales. La empresa Rafagnataekni Electronics

(Reykjavik, Islandia) desarrolló el modelo basado en la unidad sensora en el GR

Torrymeter.

4.4.2. pH

Se sabe el que pH de la carne de pescado proporciona cierta valiosa información

acerca de su condición. Las mediciones se llevan a cabo mediante un pH-metro,

colocando los electrodos (vidrios calomel) directamente dentro de la carne o dentro de

una suspensión de la carne de pescado en agua destilada. Normalmente se utiliza

haciendo una disolución de 20 g de pescado, completando hasta 100 g con agua.



4.4.3. Textura

La textura es una propiedad muy importante del músculo de pescado, ya sea crudo o

cocido. El músculo del pescado puede tornarse duro como resultado del

almacenamiento en congelación, o suave y blando debido a la degradación autolítica.

La textura puede ser vigilada organolépticamente, pero por muchos años ha existido la

necesidad de desarrollar una prueba reológica confiable que pueda reflejar en forma

precisa la evaluación subjetiva de un panel de jueces bien entrenados. Gill et al. (1979)

desarrollaron un método para evaluar el endurecimiento del músculo de pescado

congelado, inducido por el formaldehído. El método empleaba un Instron, Modelo TM,

equipado con una celda de corte Kramer, con cuatro cuchillas de corte. Con este

método se obtiene una buena correlación con los datos obtenidos de un panel de

textura entrenado. Johnson et al. (1980), reportan un método designado como

"deformación a la compresión" para medir la dureza o la suavidad de la carne de

pescado. Una muestra, exactamente cortada, se comprime por medio de un émbolo y

se registra la curva de esfuerzo a la deformación. El módulo de deformación se calcula

mediante el gráfico registrado. Otro método investigado por Dunajski (1980), mide la

fuerza de corte de la carne de pescado. De este trabajo se concluye que puede

emplearse una de celda de fuerza de corte, de hoja delgada del tipo Kramer.

Estos son sólo algunos de los ejemplos citados en la literatura y, hasta recientemente,

todos requerían de equipos costosos y destrucción de muestras. Así, Botta (1991)

desarrolló un método rápido, no destructivo, para medir la textura de filetes de

bacalao. Consiste de un pequeño penetrómetro portátil, que mide tanto la firmeza

como la elasticidad. Cada prueba toma sólo 2-3 segundos y el resultado parece

correlacionar bien con la calificación subjetiva de la textura.



LEGISLACIÓN MÓDULO 1



REGLAMENTO (CE) nº 853/2004 del Parlamento Europeo y del Consejo, de 29 de abril

de 2004 por el que se establecen normas específicas de Higiene de los alimentos de

origen animal

REGLAMENTO (CE) no 2074/2005 DE LA COMISIÓN de 5 dic 2005 por el que se

establecen medidas de aplicación para determinados productos con arreglo a lo

dispuesto en el Reglamento (CE) nº 853/2004 del Parlamento Europeo y del Consejo y

para la organización de controles oficiales con arreglo a lo dispuesto en los

Reglamentos (CE) no 854/ 2004 (CE) no 882/2004 del Parlamento Europeo y del

Consejo, se introducen excepciones a dispuesto en el Reglamento (CE) no 852/2004

del Parlamento Europeo y del Consejo y se modifican Reglamentos (CE) nº 853/2004 y

(CE) nº 854/2004



PRÁCTICAS MÓDULO 1



PRÁCTICA 1.1 - TRIMETILAMINA (UV-VIS)

Determinación de TMA en productos de la pesca, de la acuicultura, y sus derivados. En

especies marinas, que contienen cantidades altas de óxido de trimetilamina (OTMA), la

determinación de su producto de degradación, Trimetilamina (TMA), es un índice

ampliamente utilizado y quizás el mejor para medir el deterioro causado por bacterias.

La trimetilamina se forma principalmente por acción bacteriana; las bacterias

responsables son Pseudomonas, Enterobacterias y Flavobacterias principalmente,

mediante la acción de la enzima triaminooxidasa. El desarrollo de la TMA tiene lugar

en condiciones de almacenamiento refrigerado.

Se sigue el método de Dyer (1945) que consiste en la extracción de TMA, bajo

condiciones alcalinas, de un extracto ácido de pescado con tolueno. Posteriormente la

solución de tolueno deshidratada se hace reaccionar con el ácido pícrico. En el extracto

de tolueno se encuentra la TMA y en la fase acuosa, el formaldehído, el amoníaco y las

aminas primarias. Separadas las dos fases por decantación, las aminas secundarias y

terciarias después de reaccionar con el ácido pícrico, se miden como sales amarillas de

picratos.

En el método original de Dyer se utilizaba carbonato potásico como agente alcalino,

pero Tozawa et al. (1970) sugieren el empleo de hidróxido potásico para evitar la

interferencia de la dimetilamina, cuando ésta está presente, debido a que también

forma un complejo coloreado con el ácido pícrico pero de coloración

aproximadamente un 75% menos intensa.

Medios Necesarios

Equipos y materiales:

- Espectrofotómetro UV-VIS

- Cubetas de cuarzo de 1 cm de paso de luz.



- Balanza electrónica.

- Ultraturrax,

- Picadora de varilla y cuchillas.

- Micropipeta de 100-1000 µl,

- Matraces aforados

- Vasos de precipitados de al menos 250ml.

- Probeta 100 ml.

- Embudos de cristal.

- Pipetas

- Tubos de vidrio de 10 y 25 ml. con tapa de rosca.

- Filtros de papel

- Bureta

- Termómetro de 1 ºC de precisión.

Reactivos:

- Ácido tricloracético

- Sulfato sódico anhidro

- Tolueno

- Ácido clorhídrico al 37%

- Formaldehído 40%

- Hidróxido potásico

- Ácido pícrico

- Hidróxido sódico

- Ácido bórico



- Alcohol etílico

- Rojo de metilo

- Verde de bromocresol

- Ácido nítrico concentrado

- Trimetilamina clorhidrato

Preparación de Reactivos

- Ácido clorhídrico al 25%:

Se toman 67,6 mL HCl 37%, y se enrasa a 100 mL con agua destilada.

- Ácido tricloracético al 5%:

Se pesan 50 g de TCA y se llevan a 1 litro con agua destilada en un matraz aforado.

- Disolución de formaldehído al 10%:

Se toman 25mL de formaldehído al 40%, y se llevan a 100 mL con agua destilada.

- Hidróxido potásico al 25% p/p:

Se disuelven 25 g de hidróxido potásico en 75 g de agua destilada.

- Disolución madre de ácido pícrico 2 %:

Se disuelven 2 g de ácido pícrico seco en tolueno y se diluye con tolueno a 100 mL.

- Disolución estándar de ácido pícrico al 0,02%:

Se lleva 1 mL de la disolución madre a 100 mL con tolueno.

Preparación de los Patrones de Calibración

- Solución madre de trimetilamina:



Se disuelven 1,706 g de clorhidrato de trimetilamina en agua destilada, se añaden

2,5 mL de ácido clorhídrico al 25% y se llevan a 250 mL con agua destilada. Esta

disolución contiene teóricamente 1,0 mg de nitrógeno de TMA (N-TMA) por mL.

- Disolución estándar de trimetilamina:

Se diluye 1 mL de la solución madre de trimetilamina añadiendo 1 mL de clorhídrico

al 25% a 100 mL con agua destilada. La concentración teórica de esta disolución es

de 0,01 mg de N-TMA por mL.

Realización

Análisis de la muestra

Se pesan 20 g de muestra triturada en la balanza electrónica; se homogeneiza con 60

mL aproximadamente, de TCA 5%, se deja en nevera durante 15 minutos y se filtra a

través de un filtro de papel; el filtrado se enrasa a 100 mL con TCA 5%.

En tubos de vidrio de 20 mL dotados de tapa de rosca, se dispone la alícuota de 5 mL

del filtrado. Se añade 1 mL de formaldehído al 10%, 10 mL de tolueno, y 3 mL de

hidróxido potásico al 25%, se tapan los tubos, se agitan, y se calientan en un baño a 30

2 ºC durante 5 minutos, midiendo previamente la temperatura del mismo con el

termómetro.

A continuación se retiran del baño y se agitan enérgicamente durante 30 segundos y se

dejan reposar hasta que las dos fases estén separadas.

Se transfieren 8 mL de la fase orgánica (superior) a tubos limpios y secos, con unos 500

mg de sulfato sódico anhidro, se agitan y se dejan reposar. 5 mL de la fase orgánica

desecada, se trasvasan a otro tubo que contiene 5 mL de solución estándar de ácido

pícrico y se mezclan.

Las muestras se leen en un espectrofotómetro UV-VIS a 410 nm en el en cubetas de

cuarzo de 1 cm de paso de luz.



Obtención de la curva patrón

La coloración obtenida sigue la ley de Lambert-Beer cuando la cantidad de N-TMA

está comprendida entre 0,210-2 y 4,010-2 mg.

Los diferentes patrones de calibrado se preparan como sigue:

En tubos de vidrio de 20 mL de capacidad, se disponen alícuotas de 0,2, 1, 2 y 4 mL

de la solución estándar de clorhidrato de trimetilamina, completando hasta 5 mL

con ácido tricloracético 5%, que se corresponden con cantidades teóricas de N-TMA

de 0,210-2, 110-2, 210-2 y 410-2 mg N-TMA. A partir de aquí se trata igual que la

muestra.

Tratamiento de resultados

Cálculo y expresión del resultado

Mediante regresión lineal, se calcula la recta de calibrado: y = a + bx, donde:

x = mg de N-TMA en cada patrón.

y = valores de absorbancia para dichas muestras.

a = punto de corte con el eje Y

b = pendiente de la recta

Los mg de N-TMA en 1 g de muestra original (x muestra) se calculan según la expresión:

x muestra =

Siendo:

a y b: los parámetros de la recta de calibrado

Absmuestra : la absorbancia de la muestra

g: peso de la muestra utilizado para hacer el extracto

Vextracto: Volumen total del extracto ácido de la muestra (100 ml)



Valicuota: Volumen de la alícuota tomada a partir del extracto (5 ml)

Los mg de N-TMA en 1 g de muestra original (x muestra) se calculan según la expresión:

x muestra =

Siendo:

a y b: los parámetros de la recta de calibrado

Absmuestra : la absorbancia de la muestra

g: peso de la muestra utilizado para hacer el extracto

Vextracto: Volumen total del extracto ácido de la muestra (100 mL)

Valicuota: Volumen de la alícuota tomada a partir del extracto (5 mL)



PRÁCTICA 1.2 - ÍNDICE DE PERÓXIDOS

El procedimiento utilizado para determinar el índice de peróxidos (IP) es el método de

Pearson (1965) modificado; consiste en una técnica yodométrica en la cual se realiza la

medida de yodo liberado por los peróxidos a partir de Yoduro potásico por valoración

volumétrica.

Procedimiento:

- Se pesan 80 g de muestra previamente triturada

- Se le añaden 40 mg de galato propílico como antioxidante

- Se añaden 40 g de sulfato sódico anhidro

- Se homogeniza con 100 ml de cloroformo

- Se filtra inmediatamente y se enrasa a un volumen de 100 ml. Se parte de este

filtrado para la determinación de peróxidos, se inertizan dos matraces con

cierre esmerilado (por duplicado), y se pipetean alícuotas de 10 ml a partir del

filtrado obtenido

- Se evapora el disolvente hasta obtener aproximadamente 1 ml de muestra (en

rotavapor aplicando vacío y sin calor).

- Se inertiza de nuevo el matraz con la muestra evaporada y se añade:

- 1.5 ml de acético glacial

- 1 ml de solución de yoduro potásico saturada, agitando durante exactamente 1

minuto

- Se deja 5 minutos en oscuridad, se añade 7.5 ml de agua y se valora con

tiosulfato sódico 0.001 N usando almidón como al 1 % como indicador.

- El ensayo testigo, sin muestra, debe dar un índice nulo.

Se expresa en miliequivalentes de oxígeno por kilogramo de muestra, y se calcula así:



I.P. = V* N* 1000/ P = mequiv./Kg.

V = volumen de solución de sodio tiosulfato, en ml, consumidos en la valoración

N = normalidad de la solución de sodio tiosulfato

P = peso, en gramos, de la muestra de grasa tomada para la determinación

Para calcular el peso de la grasa en la muestra, se parte de 10 ml del filtrado inicial y se

evapora el disolvente (rotavapor, aplicando calor); por diferencia de peso se determina

la cantidad de grasa en la alícuota.



PRÁCTICA 1.3 - INDICE DEL ÁCIDO 2- TIOBARBITÚRICO (TBA)

Procedimiento: consiste básicamente en tratar un material lipídico o una fracción que

contenga los lípidos con una solución de ácido 2- tiobarbitúrico (TBA) y calentar la

mezcla para que se forme un cromógeno rojo-rosa que presenta un máximo de

absorción a 532 nanómetros.

El procedimiento seguido es el método de Vyncke (1970) y Cervantes (1984)

modificado, a partir de extracto tricloroacético.

Extracción:

20 g de muestra se homogenizan con ácido tricloroacético (TCA) 5 % en Ultra-Turrax;

se deja en frío durante 15 minutos, se filtra y se enrasa hasta 100 ml.

Preparación reactivos:

Reactivo TBA: solución de ácido 2- Tiobarbitúrico (TBA) (4,6 dihidroxi-2-tiopirimidina)

(Merck 8180) 0.02 M en agua destilada. Pesar 0.72075 g y llevar a 250 ml (pm= 144.15

g(mol).

Solución stock de TEP: solución de 1,1,3,3-tetraetoxipropano (TEP) (malondialdehído-

bis (dietilacetal)) (Merck-Schuchardt) 10-3 en ácido tricloracético 5 %. Tomar 0.0598 ml

y llevar a 250 ml con TCA 5 % (d= 0.92 kg/l; Pm= 220.31 g/mol).

Solución standard de TEP: solución de TEP 10-5 M en TCA 5 %. Tomar 2.5 ml de la

disolución stock de TEP y llevar a 250 ml con TCA 5 %.

Construcción de la curva patrón:



Se pipetean alícuotas desde 0 a 2 ml (0, 0.2, 0.4, 0.6, 0.8, 1.0, 1.4, 1.6, 2.0) de la

solución standard de TEP en tubos con tapón de rosca y se completan hasta un

volumen de 5 ml con TCA al 5 %.

Se añaden 5 ml de reactivo TBA. Se agitan los tubos bien y se incuban a 90 º C durante

50 minutos. Se enfrían con agua bajo grifo y se lee la absorbancia a 531.4 nm.

Realización (Preparación de muestra):

Se toman 5 ml del extracto de tricloroacético, se añaden 5 ml de reactivo TBA y se

procede de la misma forma que para la recta patrón. El resultado se expresa como mg de

malonaldehído/ Kg de músculo.

Alícuotas TEP

10-5 M (ml)

TCA 5 % (ml) Reactivo TBA

(ml)

TEP (mg) Abs 531.4 (nm)

0 5 5 0 0

0.2 4.8 5 0.44062*10-3 0.033

0.4 4.6 5 0.88124*10-3 0.064

0.6 4.4 5 1.32186*10-3 0.096

0.8 4.2 5 1.76248*10-3 0.127

1 4.0 5 2.20310*10-3 0.159

1.4 3.6 5 3.08434*10-3 0.217

1.6 3.4 5 3.52496*10-3 0.249

2.0 3.0 5 4.4062*10-3 0.314


CONTROL DE POTABILIDAD DE AGUAS

MÓDULO 2: CONTROL DE POTABILIDAD DE

AGUAS



1. INTRODUCCIÓN

Aplicación de la Directiva 98/83/CE relativa a la calidad de las aguas destinadas al consumo

humano

La Directiva tiene por objeto proteger la salud de las personas de los adversos de cualquier

tipo de contaminación de las aguas destinadas al consumo humano garantizando su salubridad

y limpieza.

A efectos de la presente Directiva se entenderá por “aguas destinadas al consumo humano”:

Todas las aguas utilizadas en empresas alimentarias para fines de fabricación, tratamiento,

conservación o comercialización de productos o sustancias destinados al consumo humano, a

menos que a las autoridades nacionales competentes les conste que la calidad de las aguas no

puede afectar a la salubridad del producto alimenticio.

Los controles que deben realizarse son los siguientes:

Olor, sabor, color, turbidez, conductividad, pH, amonio, nitrito, Bacterias coliformes,

Escherichia Coli (E.coli), Recuento de colonias a 22 ºC, Clostridium perfringens, Cobre, cromo,

níquel, hierro, plomo u otro parámetro relacionado con el material de la instalación: cuando se

sospeche que la instalación interior tiene este tipo de material instalado, y Cloro libre residual

y/o cloro combinado residual: cuando se utilice cloro o sus derivados para el tratamiento

potabilizador del agua.

La presencia y el nivel de contaminación fecal constituyen un factor importante en la

evaluación de la calidad de una masa de agua y del riesgo de infección que representa

para la salud humana. La presencia de bacterias coliformes, aunque no pruebe de

forma concluyente una contaminación de origen fecal, si puede indicar fallos en el

tratamiento o en la distribución del agua. Las bacterias coliformes son bacterias Gram

negativas, no formadoras de esporas, oxidasa negativas y con forma de bastoncillo que

puedan crecer en medio aerobio y anaerobio facultativo en presencia de sales biliares.

Normalmente son lactosa-positivas con producción de ácido y aldehído en 48 horas.



Son capaces de formar colonias en condiciones aerobias a 36 ± 3 ºC en un medio de

cultivo de lactosa selectivo y diferencial, con producción de ácido en 21 ± 3 horas.

Las bacterias coliformes son bacterias Gram negativas, no formadoras de esporas,

oxidasa negativas y con forma de bastoncillo que pueden crecer en medio aerobio y

anaerobio facultativo en presencia de sales biliares. Normalmente son lactosa-

positivas con producción de ácido y aldehído en 48 horas. Son capaces de formar

colonias en condiciones aerobias a 36 ± 2 ºC en un medio de cultivo de lactosa

selectivo y diferencial, con producción de ácido en 21 ± 3 horas. Escherichia coli son

bacterias coliformes que producen indol a partir de triptófano en 21 ± 3 h a 44 ± 0.5

ºC. El análisis de muestras de agua para detectar la presencia de E. coli, que

normalmente habita en el tracto gastrointestinal de hombres y otros animales de

sangre caliente, proporciona una indicación de contaminación fecal.

pH: El pH es una medida directa de la concentración de iones hidrógeno (H+) en un

medio determinado indicando la acidez o alcalinidad de una solución.

El pH típicamente va de 0 a 14 en disolución acuosa, siendo ácidas las disoluciones con

pH menores a 7, y alcalinas las que tienen pH mayores a 7. El pH = 7 indica la

neutralidad de la disolución (donde el disolvente es agua).

El valor del pH se puede medir de forma precisa mediante un potenciómetro, también

conocido como pH-metro, un instrumento que mide la diferencia de potencial entre

dos electrodos: un electrodo de referencia (generalmente de plata/cloruro de plata) y

un electrodo de vidrio que es sensible al ión hidrógeno.

También se puede medir de forma aproximada el pH de una disolución empleando

indicadores, ácidos o bases débiles que presentan diferente color según el pH.

Generalmente se emplea papel indicador, que se trata de papel impregnado de una

mezcla de indicadores cualitativos para la determinación del pH.

El valor del pH en una muestra exigido por la legislación suele estar entre: 6.5-9.5.

http://es.wikipedia.org/wiki/Indicador_de_pH

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Cloruro_de_plata&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/Plata

http://es.wikipedia.org/wiki/Electrodo

http://es.wikipedia.org/wiki/PH-metro

http://es.wikipedia.org/wiki/Base_(qu%C3%ADmica)

http://es.wikipedia.org/wiki/%C3%81cido

http://es.wikipedia.org/wiki/Disoluci%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Base_(qu%C3%ADmica)

http://es.wikipedia.org/wiki/Acidez



Conductividad: En los procesos industriales se llevan a cabo mediciones de

conductividad principalmente para obtener información de las concentraciones iónicas

totales (ej. compuestos disueltos) en soluciones acuosas.

El agua pura es un buen conductor de la electricidad. Debido a que la corriente

eléctrica se transporta por medio de iones en solución, la conductividad aumenta

cuando aumenta la concentración de iones. Las unidades de medida son Siemens por

metro [S/m] o S/cm, a 20-25 ºC.

El valor máximo permitido en un agua de consumo humano es de 2500 S/cm a 20 ºC.

Color: El color aparente de un agua se define como el color debido a las sustancias

disueltas y a las materias en suspensión. Se determina en la muestra de origen sin

filtrado ni centrifugado.

La cuantificación del color se realiza mediante la comparación de la muestra de agua

con una solución de cloruro de cobalto y cloroplatinato de potasio, expresándose la

intensidad de color en función de los miligramos de platino contenidos en un litro.

Sin embargo, la Norma UNE-EN-ISO 7887:1995, sección dos, especifica un método de

examen del color aparente mediante observación visual de una muestra de agua en

una botella. (Así lo realizan las empresas).

El valor del color en una muestra exigido por la legislación es de 15 mg/l Pt/Co.

Olor/ Sabor: El examen organoléptico consiste en la valoración de las características

organolépticas del agua de consumo humano en base al olor, sabor y color.

El olor (TON) es la propiedad organoléptica perceptible por el órgano olfativo al inhalar

ciertas sustancias volátiles.



El sabor (TFN) es el conjunto completo de sensaciones olfativas y gustativas percibidas

durante la degustación.

El objetivo fundamental es dar una medida cuantitativa del olor y sabor de una

muestra de agua a una temperatura de 25 ºC.

El valor máximo permitido en el umbral de olor y sabor en un agua de consumo

humano es de 3 a 25 ºC.

Nitritos: El ion nitrito es NO2−. En la naturaleza los nitritos se forman por oxidación

biológica de las aminas y del amoníaco, o por reducción del nitrato en condiciones

anaeróbicas. La nitrificación es la oxidación de un compuesto de amonio a nitrito,

especialmente por la acción de la bacteria nitrificante llamada nitrosomas. Los nitritos

son oxidados a nitratos NO3- mediante bacterias del género nitrobacter.

Los nitritos en el agua proceden de diversas fuentes:

En aguas superficiales:

Procesos de mineralización y nitrificación de la materia orgánica por las

bacterias del género de las Nitrosomonas .

Procesos de desnitrificación.

En aguas subterráneas:

Procedentes de la infiltración en los acuíferos de aguas residuales ricas en fertilizantes.

Infiltración de vertidos industriales.

Aguas residuales de industrias:

Alimentarias : se utiliza como conservante de productos cárnicos (nitritos de

sodio y potasio).

Metalúrgica: utilizan sales de nitrito.

http://www.gtz.de/uvp/publika/Spanish/Vol146a.htm

http://www.xtec.es/~gjimene2/bscw/treballs_alumnes/bscw.gmd.de_bscw_bscw.cgi_d40324921-2_____Na_2003.html

http://www.consumaseguridad.com/web/es/investigacion/2004/03/17/11377_print.php

http://cidta.usal.es/cidta/Analisis/residuales/residuales.htm

http://www1.ceit.es/Asignaturas/Ecologia/Hipertexto/11CAgu/170AgSub.htm

http://www.prodibio.fr/espagne/biodigest.htm

http://platea.pntic.mec.es/~cmarti3/2000/sesion/aguas.htm

http://es.wikipedia.org/wiki/Anaer%C3%B3bico

http://es.wikipedia.org/wiki/Nitrato

http://es.wikipedia.org/wiki/Amon%C3%ADaco

http://es.wikipedia.org/wiki/Amina

http://es.wikipedia.org/wiki/Oxidaci%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Ion



Aguas residuales domésticas ya que forman parte de las proteínas y la urea.

Utilización de fertilizantes y pesticidas en la agricultura.

El valor máximo permitido en un agua de consumo humano es de 0,5 mg/l de nitrito.

Amonio: el amonio es el principal indicador químico de contaminación fecal, pues el

cuerpo los expulsa en esta forma, lo que supone que indica una contaminación

reciente.

A ph altos el amonio pasa a amoníaco afectando las aguas para la producción piscícola.

si el medio es aerobio el amoníaco se transforma en nitritos.

El valor máximo permitido en un agua de consumo humano es de 0,5 mg/l de amonio.

http://www.canal-h.net/webs/sgonzalez002/Toxico/PESTICIDAS.htm

http://edafologia.ugr.es/conta/Tema14/nitrog.htm

http://laguna.fmedic.unam.mx/~evazquez/0403/ciclo%20urea.html

http://www.arrakis.es/~lluengo/pproteinas.html



LEGISLACIÓN MÓDULO 2



- Directiva 98/83/CE del Consejo, de 3 de noviembre de 1998, relativa a la calidad

de las aguas destinadas al consumo humano.

- Real Decreto 140/2003, de 7 de febrero, por el que se establecen los criterios

sanitarios de la calidad del agua de consumo humano.



PRÁCTICAS MÓDULO 2



PRÁCTICA 2.1 - PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DEL pH EN AGUAS

El objeto del presente documento es describir un método cualitativo para realizar la

medida del pH en aguas de consumo humano.

Equipos y materiales

- Papel indicador de 2.0-9.0

- Vaso de precipitados de polietileno.

Realización

Medida de pH en una muestra:

Sumergir el papel indicador en el vaso de polietileno con la muestra (se recomienda

que la muestra se encuentre a Tª ambiente).

Se expresa el dato de pH indicado en el papel indicador.



PRÁCTICA 2.2 - PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DE LA CONDUCTIVIDAD EN AGUAS

El objeto del presente documento es describir el método para realizar la medida de

conductividad en aguas destinadas al consumo humano. Método cuantitativo basado

en la técnica de la conductimetría.

La conductividad es una expresión numérica de la capacidad de una solución para

transportar una corriente eléctrica. Esta capacidad depende de la presencia de iones, y

de su concentración total, de su movilidad, valencia y concentraciones relativas, así

como de la temperatura de la medición.

Las medidas de conductividad deben realizarse lo antes posible, particularmente

cuando exista la posibilidad de intercambio de gases como dióxido de carbono o

amoníaco con la atmósfera, o bien, posibilidad de actividad biológica. Ésta última

puede reducirse almacenando las muestras en lugar oscuro entre 2 y 8 ºC. El periodo

recomendado de almacenamiento antes de realizar la medida son 48 horas.


- Conductímetro.

- Vasos de precipitados de polietileno.

- Equipo de Equipo de destilación de agua.

Reactivos

- Patrón de cloruro potásico (KCl).

Preparación de Reactivos y Material

Patrón de 147 µS/cm (25ºC): se prepara una disolución de KCl 0,001 M.

Patrón de 1413 µS/cm (25ºC): se prepara una disolución de KCl 0,01 M.

Patrón de 12,88 mS/cm (25ºC): se prepara una disolución de KCl 0,1 M.



El KCl debe secarse durante dos horas a 105 ± 2ºC, antes de la preparación de la

disolución.

Realización

Calibración de trabajo o diaria y verificación:

Al iniciar la jornada de trabajo, antes de realizar la medida en una muestra, se

procede a realizar la operación de calibración de trabajo del equipo.

Medida de la conductividad:

1º Secar ligeramente el extremo de las células con papel de rollo.

2º Esperar a que la muestra se encuentre a Tª ambiente. Echar una alícuota de la

muestra en un vaso de precipitados y agitar manualmente durante un minuto

aproximadamente.

3º Sumergir las células en la alícuota de la muestra, agitarla hasta que la lectura de

temperatura sea estable.

4º Se registra el dato de la medida de conductividad.

5º Lavar la célula con agua mili-Q y secar con papel.


Expresión del resultado

Se debe expresar el dato de conductividad en las unidades adecuadas: S/cm.

Debe indicarse la temperatura de referencia (20ºC o 25ºC) en la que se expresa el

resultado.



PRÁCTICA 2.3 - PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DE COLOR EN AGUAS

Se mantiene todo el material de vidrio que vaya a estar en contacto con la muestra en

condiciones de limpieza escrupulosa, mediante lavado con ácido clorhídrico 2 mol/l. Se

aclara a continuación con agua destilada y se deja escurrir.


- Matraces aforados.

Reactivos

- Agua destilada.

Realización

Se coloca la muestra de agua no filtrada en un matraz, y se examinan la

intensidad del color y el tono de la muestra bajo una luz difusa sobre fondo

blanco. Si la muestra contiene materias en suspensión, si es posible, se le deja

decantar antes del examen.


Se definen la intensidad del color (incoloro, pálido, claro u oscuro) y el tono (por

ejemplo, amarillo, marrón amarillento).

Ejemplo: Color aparente conforme a la Norma ISO 7887, sección dos: Examen

visual: Pálido, marrón amarillento.



PRÁCTICA 2.4 - PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DE OLOR/SABOR EN AGUAS

Se evalúa el olor y sabor de una muestra de agua mediante la comparación de la

muestra o de diluciones de la muestra con agua de referencia.

El local utilizado para la evaluación del olor y del sabor debe estar exento de corrientes

de aire y de ruidos molestos.


- Estufa de secado.

- Equipo de destilación de agua.

- Cronómetro digital.

- Pipetas.


- Pipeta pasteur.

Reactivos

- Agua destilada.


El material de vidrio debe estar reservado de forma exclusiva para la evaluación del

TON y TFN, debe lavarse independientemente de otros objetos de laboratorio y,

cuando no vaya a utilizarse, debe almacenarse en condiciones de limpieza tales que

eviten la contaminación accidental.

Los recipientes de muestra y material volumétrico, deben limpiarse antes de su

utilización, de modo que no tengan influencia perceptible sobre el resultado de la

evaluación.



Es recomendable que los recipientes de muestra sean de vidrio y que tengan una

capacidad adecuada.

Realización

Determinación del umbral del olor y sabor

Para la evaluación del TON y TFN, se transfieren 100 ml de cada muestra o dilución de

la muestra, así como del agua de referencia (agua destilada carente de olor y sabor), a

matraces limpios y codificados de 250 ml. Se tapan los matraces y, si fuera necesario,

se reajusta la temperatura a (25±1 ºC), durante 15 minutos.

Se reparten a cada analista los matraces con el agua problema y el agua de referencia.

Se solicita que agiten cada matraz, quiten el tapón, procedan a oler y anoten su

decisión.

Si no se percibe diferencia entre la muestra y el agua de referencia, el resultado se

expresa como menor del umbral. Si se percibe olor se estima que la muestra también

tiene sabor. En ningún momento los analistas deben probar la muestra.


- El umbral de olor (TON) se calcula como: TON= A+B/A

donde:

A: es el volumen de muestra en ml.

B: es el volumen de agua de referencia en ml.

- El umbral de sabor (TFN) se calcula como: TFN=A+B/A

donde:

A: es el volumen de muestra en ml.

B: es el volumen de agua de referencia en ml.



PRÁCTICA 2.5 - PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DE NITRITOS EN AGUAS (ESPECTROFOTOMETRÍA)

Introducción

Este procedimiento describe un método para la determinación de nitrito en aguas

potables mediante el empleo de espectrofotometría de absorción visible.

La técnica de determinación de nitritos descrita en este método se basa en la reacción

del nitrito presente en la muestra con el reactivo 4-aminobenceno sulfonamida para

formar una sal de diazonio que, en presencia de dihidrocloruro de N-(1-naftil)-1,2-

diaminoetano, forma un compuesto coloreado. La reacción se produce a pH 2,0 a 2,5.

La concentración de nitrito es proporcional a la intensidad de color del compuesto

formado, determinándose mediante la medida de la absorbancia a 540 nm.


- Balanza analítica.

- Estufa de secado.

- Equipo de destilación de agua.

- Cronómetro digital.

- Pipetas.


- Tiras pH.

- Espectrofotómetro.

- Pipeta automática.

- Cubetas de paso de luz de 1 cm.

- Pipeta pasteur.

- Vasos de precipitados.

Reactivos

- Agua destilada.



- Ácido ortofosfórico, P.A.

- 4-aminobencenosulfonamida (NH2C6H4SO2NH2), P.A.

- Dihidrocloruro de N-(1-naftil)-1,2-diaminoetano (C10H7-NH-CH2-CH2-NH2.2HCl), P.A.

- Nitrito sódico, P.A.

Almacenamiento de las muestras

Las muestras no analizadas dentro de las cuatro primeras horas tras ser recogidas, se

almacenarán en lugar oscuro, a una temperatura de refrigeración comprendida entre 2

y 8 ºC, y sin la adición de ningún aditivo para su conservación.

Las muestras deben ser analizadas tan pronto como sea posible y no más tarde de 24

horas tras su recepción.


- Preparación de la disolución madre de nitrito sódico de 100 mg/l de NO2-N:

Se disuelven 0,4922 g de nitrito sódico, previamente secado en estufa a 105 2ºC

durante al menos 2 horas, y se llevan a 1000 ml con agua destilada en un matraz

aforado.

Esta disolución debe conservarse en un recipiente de vidrio de color topacio entre 2 y

8 ºC, siendo estable durante un mes, al cabo del cual, deberá prepararse una nueva

disolución.

- Disolución patrón de nitrito sódico de 1 mg/l de NO2-N:

Se diluyen 10,0 ml de la disolución madre de nitrito y se llevan a 1000 ml con agua

destilada en un matraz aforado. Se prepara cada día que vaya a realizarse el análisis y

se desecha tras su empleo.

- Ácido ortofosfórico, disolución 15 mol/l, (densidad= 1,70 g/ml).



- Ácido ortofosfórico, disolución 1,5 mol/l aproximadamente:

Se añaden por medio de una pipeta, 25 ml de ácido ortofosfórico a 150 ml de agua. Se

mezcla y se enfría a temperatura ambiente. Se transfiere la disolución a un matraz

aforado de 250 ml y se diluye hasta el aforo con agua.

Se almacena en un recipiente de vidrio de color topacio. La disolución es estable

durante 6 meses.

- Reactivo de desarrollo del color:

Se disuelven 40 gramos de 4-aminobencenosulfonamida (NH2C6H4SO2NH2) en una

mezcla de 100 ml de ácido ortofosfórico (15 mol/l) y se llevan a 500 ml con agua

destilada en un vaso de precipitados.

Se disuelven 2 gramos de dihidrocloruro de N-(1-naftil)-1,2-diaminoetano (C10H7-NH-

CH2-CH2-NH2.2HCl) en la disolución anterior. Se trasvasa a un matraz aforado de 1000

ml y se diluye con agua. Se mezcla bien. Esta disolución se conserva en un recipiente

de vidrio de color topacio. La solución es estable durante un mes y debe conservarse

entre 2 y 8 ºC.

Precaución: Este reactivo es peligroso. Debe evitarse el contacto con la piel o la

ingestión del mismo o de sus ingredientes.

Preparación del equipo de medida

Se enciende el espectrofotómetro, como mínimo, 15 minutos antes de la realización

de las medidas.

Realización


A partir de la disolución patrón de nitrito sódico de 1 mg/l de NO2-N, se preparan 25 ml

de diversas disoluciones que abarcan concentraciones de NO2-N comprendidas entre

0,01 y 0,20 mg/l. Para ello, con una pipeta automática se añade en un matraz aforado



de 25 ml el volumen de patrón indicado en la siguiente tabla, enrasándose con agua

destilada hasta 25 ml.

Numero de matraces I II III IV V VI VIII VIII

Patrón de 1 mg/l de NO2-N (ml) 0,25 0,50 0,75 1,0 1,5 2,5 3,5 5

Agua destilada hasta (ml) 25 25 25 25 25 25 25 25

NO2-N (mg/l) 0,01 0,02 0,03 0,04 0,06 0,10 0,14 0,20

Ensayo en blanco

Para fijar el valor cero de absorbancia a 540 nm, antes de cada secuencia de medida

(patrones de calibrado, muestras o ensayo control) se emplea un blanco. El blanco se

prepara añadiendo a 25 ml de agua destilada, medidos en un matraz aforado de 25 ml,

0,5 ml de reactivo de desarrollo de color mediante una pipeta automática. Deben

esperarse 20 minutos antes de realizar la medida espectrofotométrica.

El espectrofotómetro toma como referencia la absorbancia de esta muestra a la

longitud de onda del ensayo como referencia para fijar el cero de absorbancia.

Obtención de la curva de calibrado

A cada uno de los patrones preparados como se describió en el apartado 2.3.1 se le

adicionan, mediante una pipeta automática 0,5 ml de reactivo de desarrollo de color.

Se esperan 20 minutos para que se estabilice el color y se mide la absorbancia en el

espectrofotómetro a 540 nm.

Análisis de las muestras

Sobre 25 ml de muestra transparente, filtrada si fuera preciso, y con pH entre 5 y 9

medido con papel indicador de pH, medidos en un matraz aforado de 25 ml, se añaden

0,5 ml de reactivo de desarrollo de color.



Se esperan 20 minutos para que se estabilice el color y se mide la absorbancia en el



En función de las absorbancias medidas a los patrones y de sus concentraciones

teóricas, mediante regresión lineal, se calcula la recta de calibrado y = a+b·x,

siendo:

x: Absorbancia obtenida en el espectrofotómetro.

a: Término independiente de la recta de calibrado.

b: Pendiente de la recta de calibrado.

y: Concentración de cada patrón, en mg NO2-N /l.

La concentración de NO2-N de las muestras analizadas se obtiene sustituyendo en la

ecuación obtenida de la regresión lineal, el valor de absorbancia medido en la muestra.

Dado que las concentraciones se han manejado en mg NO2-N/l y los resultados deben

expresarse como mg NO2/l, debe aplicarse el siguiente factor de corrección:

mg NO2/l = 3,29 x mg NO2-N



PRÁCTICA 2.6 - PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DE AMONIO EN AGUAS

El objeto del presente documento es describir el método para la determinación de

amonio en el agua, mediante un método espectrofotométrico.

El método se basa en la reacción del amonio con el reactivo de Nessler (nesslerización)

que genera la formación de un compuesto coloreado, con un máximo de absorbancia

en el visible, en torno a los 425 nm. La medida de la absorbancia de las muestras tras la

nesslerización, a esta longitud de onda permite calcular la concentración de amonio en

el rango de concentraciones incluidas en el alcance del método, siendo necesaria

previamente la realización de una recta de calibrado que relaciona los valores de

absorbancia con valores de concentración conocidos.

En general, en el caso de aguas potables purificadas y aguas superficiales limpias se

utiliza la nesslerización directa.

Equipos y materiales:

- estufa de secado.

- balanza analítica.

- cronómetro digital.

- pipetas graduadas.

- matraces aforados.

- espectrofotómetro UV-visible.

- cubetas de paso de luz de 1 cm.

Reactivos: - cloruro de amonio, p.a.



- hidróxido sódico, p.a.

- yoduro de mercurio, p.a.

- yoduro potásico, p.a.

- agua destilada

Almacenamiento de las muestras

Las muestras no analizadas dentro de las cuatro primeras horas tras ser recibidas

recogidas, se almacenarán en lugar oscuro, a una temperatura de refrigeración

comprendida entre 2 y 8 ºC, y sin la adición de ningún aditivo para su conservación.

Las muestras deben ser analizadas tan pronto como sea posible y no más tarde de 24

horas tras su recepción.

Si hay que conservar las muestras antes de realizar el análisis, siempre y cuando hayan

pasado las 24 horas, se añaden 2 ml de ácido sulfúrico concentrado por litro de

muestra y se conservan entre 2 y 8ºc. Si es necesario tomar una alícuota del total de la

muestra para su acidificación, antes de tomarla se agitará la muestra

homogeneizándola bien.

Preparación de reactivos y material

- Preparación de la disolución madre de cloruro de amonio de 1000 mg/l de NH3-N:

Se disuelven 3,819 g de NH4Cl, previamente secado en estufa a 105 2ºc, y se llevan a

1000 ml con agua destilada en un matraz aforado.

Esta solución debe conservarse en la nevera por un período máximo de seis meses.

- Disolución patrón de cloruro de amonio de 10 mg/l de NH3-N:



Se diluyen 10,0 ml de la solución madre de cloruro amónico y se llevan a 1000 ml con

agua destilada en un matraz aforado. Se prepara de forma diaria.

- Reactivo Nessler:

Se disuelven 100 gramos de HgI2 y 70 gramos de KI en una pequeña cantidad de agua

mili-q. Se añade esta mezcla, lentamente y agitando, a una solución fría de 160 gramos

de NaOH en 500 ml de agua destilada. Se diluye la mezcla a un litro. Este reactivo se

debe conservar protegido de la luz solar, en un frasco pyrex para mantener la

estabilidad del reactivo y en refrigeración. Esta solución permanecerá estable durante

un periodo superior a un año.

Preparación del equipo de medida

Se enciende el espectrofotómetro, como mínimo, 15 minutos antes de la realización

de las medidas.

Realización


A partir de la disolución patrón de nitrógeno amoniacal de 10 mg/l de NH3-N, se

preparan 50 ml de diversas disoluciones que abarcan un contenido de NH3-N

comprendido entre 0,005 y 0,050 mg. Para ello, con una pipeta se añade en un matraz

aforado de 50 ml el volumen de patrón indicado en la siguiente tabla, enrasándose con

agua destilada hasta 50 ml.

numero de matraces i ii iii iv v vi

patrón de 10 mg/l de NH3-N (ml) 0,50 1,0 2,0 3,0 4,0 5,0

agua destilada hasta (ml) 50 50 50 50 50 50

NH3-N (mg) 0,005 0,010 0,020 0,030 0,040 0,050



Ensayo en blanco

Para fijar el valor cero de absorbancia a 425 nm, antes de cada secuencia de medida

(patrones de calibrado, muestras) se emplea un blanco. El blanco se prepara

añadiendo a 50 ml de agua destilada, medidos en un matraz aforado de 50 ml, 1,0 ml

de reactivo Nessler y se mezcla. Deben esperarse 10 minutos antes de realizar la

medida espectrofotométrica.

El espectrofotómetro toma como referencia la absorbancia de esta muestra a la

longitud de onda del ensayo como referencia para fijar el cero de absorbancia.

Obtención de la curva de calibrado

A cada uno de los patrones preparados como se describió en el apartado 2.3.1 se le

adicionan, mediante una pipeta, 1,0 ml de reactivo Nessler y se mezcla. Se esperan 10

minutos para que se estabilice el color y se mide la absorbancia en el


Análisis de las muestras

En un matraz aforado de 50 ml se toman 50 ml de muestra. Mediante una pipeta, se

añade 1,0 ml de reactivo Nessler, y se mezcla. Después de 10 minutos se lee la

absorbancia a 425 nm.


En función de las absorbancias medidas a los patrones y de sus concentraciones

teóricas, mediante regresión lineal, se calcula la recta de calibrado y = a+b·x,



siendo:

x = mg de N-NH3 en cada patrón.

y = valores de absorbancia.

a = punto de corte con el eje y.

b = pendiente de la recta.

La concentración de NH3-N de las muestras y patrones de control analizados se obtiene

sustituyendo en la ecuación obtenida de la regresión lineal, el valor de absorbancia

medido en la muestra, teniendo en cuenta que la variable a calcular es la abcisa. De

este modo, la ecuación empleada será la siguiente:

siendo: a y b: los parámetros de la recta de calibrado.

abs: la absorbancia de la muestra o el patrón.

Dado que, para la tipología de aguas en las que es aplicable el alcance de este método,

el resultado suele expresarse en concentración de amonio, la ecuación que se debe

emplear es la siguiente:

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