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Monografia de crianza de insectos y organismos beneficos
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CRIANZA DE INSECTOS Y ORGANISMOS BENÉFICOS
“Con patitas de algodón va
paseando de flor en flor”
INTRODUCIÓN
En la actualidad el uso de agroquímicos esta difundido en nuestro país y Latinoamérica de una
manera exagerada, su uso viene ocasionando consecuencias negativas ampliamente conocidas a
nivel de la salud, el medio ambiente y la economía campesina (Gomero y Lizárraga 1995).
Por otro lado se dan alternativas integradas que ejecutan la introducción de técnicas y métodos
biológicos para combatir una serie de plagas y enfermedades; para lograr un equilibrio ecológico
sin contaminar el ecosistema de producción.
Por el uso de plaguicidas que se ha ido incrementando en los últimos años, se están
implementando criaderos de controladores biológicos, que conducidos adecuadamente generan un
importante beneficio económico, ecológico y social (Fuentes 1994).
Ante el crecimiento de la producción agrícola intensiva y sus respectivas tecnologías, se trae
como consecuencia desequilibrios en el ecosistema apareciendo nuevas plagas, por ello se debe
aplicar un modelo de manejo ecológico de plagas, en base al control biológico y otras medidas no
químicas; para ello es necesario contar con asistencia técnica especializada en agricultura
sustentable (Gomero y Lizarraga 1995).
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CAPÍTULO I
GENERALIDADES
1.1. Enemigos naturales y control biológico
Frente al problema de control de plagas, el hombre busca diversas formas de manejo, llegando a
depender casi exclusivamente del control químico y en la enorme promoción de los plaguicidas,
dejando de lado otras alternativas y principalmente desconociendo la información del control
biológico y las ventajas que posee en el beneficio de una agricultura sana y próspera.
Un ejemplo impactante fue el ocurrido en los campos de algodón en el Valle de Cañete- Perú, a
mediados de los años 50, donde los agricultores del valle gastaron alrededor del 30 % del costo
de producción en aproximadamente 40 aplicaciones de insecticidas órganoclorados por
campaña; el resultado fue el desequilibrio del ecosistema del valle.
Los diversos hábitos de alimentación que presentan los organismos vivos, en especial los que
requieren de insectos, ácaros o patógenos como dieta diaria, son los más solicitados por la
importancia que tienen (Herrera 1972)
Control biológico:
Control Biológico es la represión de las plagas mediante sus enemigos naturales; es decir
mediante la acción de predadores, parásitos y patógenos. El control biológico se considera
natural, cuando se refiere a la acción de los enemigos biológicos sin la intervención del hombre;
y se le denomina artificial o aplicado cuando es manipulado por el hombre (Pacora 1979)
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Características generales del control biológico:
El control biológico tiene características propias que lo distinguen de otras formas de control de
plagas, particularmente del control químico:
Es permanente, aunque con fluctuaciones propias de las interacciones entre enemigo natural
y su hospedero, y los efectos de las variaciones físicas del medioambiente.
Los efectos represivos del control biológico son relativamente lentos en contraste con la
acción inmediata de los insecticidas.
La acción del control biológico se ejerce sobre grandes áreas, de acuerdo a las condiciones
climáticas y biológicas predominantes.
A estas tres características esenciales se agregan otras que pueden separarse en favorables y
desfavorables.
Características favorables:
Los parásitos y predadores buscan a sus hospederos y presas en los lugares donde éstos se
encuentran, incluyendo sus refugios.
Los enemigos naturales, a diferencia de los pesticidas, no dejan residuos tóxicos sobre las
plantas ni contaminan el medioambiente.
La acción de los enemigos naturales tiende a intensificarse cuando las progresiones de las
plagas son más altas.
Los enemigos biológicos no producen desequilibrios en el ecosistema agrícola.
Características desfavorables:
efecto represivo lento
Los enemigos naturales son influenciados por las condiciones climáticas y biológicas del
lugar.
No todas las plagas poseen enemigos naturales eficientes desde el punto de vista
Económico. Por ejemplo: La mosca sudamericana de la fruta, Anastrepha fraterculus, es
parasitada en forma natural por la avispa Opius trinidadensis, pero el grado de parasitismo
es insuficiente (Beingolea 1967)
Características deseables de un insecto benéfico:
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Un parásito eficiente, además de desarrollarse normalmente en las condiciones climáticas de la
nueva zona y sincronizar su ocurrencia estacional con la del hospedero, debe tener los siguientes
caracteres:
una gran capacidad de multiplicación.
ser relativamente específico que permita una rápida respuesta numérica a los incrementos de
la población del hospedero.
tener una gran movilidad y capacidad de búsqueda de su presa u hospedero.
estar libre de hiperparásitos.
Ejemplo: El coccinélido Rodolia cardinalis y la mosca Cryptochaetum iceryae pueden ilustrar
estas características. Ambas especies se alimentan prácticamente en forma específica de la
queresa blanca de los cítricos Icerya purchasi y son capaces de encontrar colonias aisladas de
esta queresa (Herrera 1972).
1.2. Importancia de insectos benéficos (Controladores)
a. Importancia de los predadores en el control biológico:
Cuando se refiere a control biológico de plagas agrícolas en cultivos de interés económico se
se menciona a predadores que se encuentran en forma abundante en los agroecosistemas
cuando las condiciones les son favorables.
El hábito de predar se encuentra en 167 familias en 14 órdenes de un total de 224 familias de
15 órdenes que tienen el hábito entomófago (Núñez 1998)
La cuarta parte del orden Hymenoptera tiene el habito predador, incluye principalmente las
familias: Formicidae, Vespidae, Tenthredinidae, Braconidae, Chalcididae y Microgasteridae.
El orden Diptera es importante desde el punto de vista económico por los predadores que
contiene en la familia Dolichopodidae, cuyos adultos se alimentan de adultos de mosca
minadora, mosca blanca y pulgones alados. La familia Syrphidae, es un grupo predador de
pulgones, queresas y ninfas de mosca blanca.
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El orden Coleóptera destacan por sus hábitos predadores, especialmente la familia
Coccinellidae de amplia distribución mundial. También son de utilidad las familias Carabidae
y Cicindellidae de preferencia de hábitos nocturnos.
El orden Lepidóptera es un grupo caracterizado por su fitofagia; también presenta
predadores ocasionales y habituales. Los verdaderos predadores son encontrados en la familia
Lycaenidae, cuyas especies se alimentan de áfidos, cochinillas harinosas o de huevos de
queresas cerosas.
El orden Neuroptera, las familias de este orden son de hábitos predadores, especialmente
en el estadio larval. Desde el punto de vista económico las familias Chrysopidae y
Hemerobiidae son las de mayor importancia por su utilidad para el control de lepidopteros,
gusano defoliadores, minadores y perforadores, pseudocóccidos (piojos harinosos),
aleyródidos (moscas blancas), queresas y áfidos.
Las larvas de la familia Chrysopidae son conocidas como “leones de áfidos”, y ciertos
adultos son considerados los predadores más voraces que se alimentan de cuerpos blandos de
insectos y arácnidos, de huevos y larvas de lepidópteros. Chrysoperla externa (Hagen) y
Ceraeochrysa cincta Schneider, son dos especies peruanas predadoras, de amplia
distribución, presencia de adultos a través de todo el año, fácil crianza en cautiverio, potencial
para adaptarse en varios ambientes de cultivos y su resistencia a numerosos pesticidas
(Núñez 1998).
Cuadro 1. Presas y cultivos donde se han hallado ocho especies de Chrysopidae peruanos.
PREDADOR PRESA CULTIVO
1. Ceraeochrysa cincta Aleurothrixus floccosus(Maskell) cítricos
Schneider Panonychus citri (McGregor) cítricos
Aphididae cítricos
Diaspididae, Coccidae
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Aleurodicus cocois (Curtis) frutales
A. dispersus Russell frutales
Bemisia tabaci Gennadius camote-algodón-tomate
Trialeurodes vaporariorum Westwood hortalizas
2 Ceraeochrysa sp Planococcus citri (Risso) cítricos-olivo-palto
Phenacoccus gossypii (Town-Cock) algodón
3. Chrysoperla externa HagenSpodoptera sp maíz
S. eridania (Guerin) alfalfa-papa
Palpita quadrastigmalis (Guerin) olivo
Heliothis zea (Boddie) maíz
Heliothis virescens (Fab) algodón
Laspeyresia pomonella (L) manzano
Phyllocnistis citrella Stainton cítricos
4. Chrysoperla assoralis
BanksS. eridania (Guerin) alfalfa
5. Chrysopodes sp Phenacoccus gossypii (Town-Cock) algodón
Pseudococcus adenudum L. palto
Coccidae palto
6. Nodita cruentata Schneider
Orthezia olivicola Beingolea olivo
7. Plesiochrysa paessleri Navas
Spodoptera sp alfalfa-camote
Palpita quadrastigmalis (Guerin) papa-maíz-olivo
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Heliothis virescens (Fab) algodón
Phyllocnistis citrella Stainton cítricos
8. Suarius figuralis Banks Pseudococcidae algodón
Aphididae algodón
Fuente: Seminario control biológico, Elizabeth Núñez Sacarías, Jefa del Departamento del . PNCB-SENASA, Lima – Perú. 1998
b. Importancia de los parasitoides en el control biológico:
En el control biológico de insectos, los parasitoides tienen un impacto extremadamente
fuerte, son más aprovechados que los predadores y patógenos en el control de plagas.
Un parasitoide es un animal carnívoro cuya etapa inmadura vive parasíticamente dentro de o
sobre el cuerpo de otro animal, se alimenta de un solo hospedero y lo mata; el adulto vive
libre. Los parasitoides tienen un papel muy sobresaliente en el control biológico clásico, un
ejemplo importante es de Aphytis que controlan por completo las escamas armadas en
cítricos en seis continentes (Cave 1998).
Los parasitoides criados masivamente y comercializados son numerosos:
Trichogramma spp. (Hym : Trichogrammatidae) parasitoide de muchos lepidópteros.
Diglyphus begini (Hym: Eulophidae) parasitoide de minadores en invernaderos.
Diachasmimorpha longicaudata parasitoide de moscas de la fruta
Cephalonomia stephanoderis parasitoide contra la broca de café
Cotesia flavipes (Hym: braconidae) parasitoide de Diatraea spp.
En la ciencia del control biológico existen controversias para los parasitoides. Tres de éstas
son:
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1. El desarrollo de razas o biotipos de parasitoides resistentes a plaguicidas.
2. El impacto de parasitoides liberados sobre la fauna nativa.
3. Métodos cuantitativos para la evaluación del impacto de los parasitoides en el control de
plagas.
Para los agricultores, los parasitoides son demasiado pequeños para observar, su acción e
impacto son difíciles de visualizar y demostrar.
No se debe ignorar el uso potencial de parasitoides como indicadores de la salud de los
agroecosistemas. Debemos dar mayor apoyo ecológico a los parasitoides, conservando y no
contaminando su micro hábitat con productos químicos, facilitando su sobrevivencia con la
siembra de flores o el mantenimiento de vegetación en floración (Cave 1998).
c. Importancia de los patógenos en el control biológico:
Durante la segunda guerra mundial se desarrollaron insecticidas químicos, lo que descarto el
interés de desarrollo de bioinsecticidas. En comparación con los insecticidas químicos, los
entomopatógenos presentaban un rango de hospederos muy estrecho, difíciles de producir,
costosa producción, actividad lenta, eficiencia variable, biodegradabilidad; en la actualidad
se consideran como características ventajosas.
Los patógenos que serán usados en el futuro serán aquellos que se encuentren en forma
natural o bien que puedan ser manipulados genéticamente, que poseen las mejores
características de insecticidas químicos y características patógenas.
Los entomopatógenos pertenecen a cinco grupos principales: nematodos, protozoarios,
hongos, bacterias, y virus (Ibarra 1998).
Los nematodos se desarrollaron significativamente en la década de los noventa a base de
nematodos rhabditicos, destinados al control de plagas de suelo; también se produjo
nematodos para el control de larvas de mosquitos en sus hábitats acuáticos. La habilidad de
algunos nematodos de buscar a su hospedero les confiere una cualidad única entre los
entomopatógenos, su rango de hospederos es más amplio que las bacterias y virus.
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Los protozoarios como insecticidas microbianos han disminuido en las últimas décadas,
debido a problemas que presentan para su desarrollo. La mayoría de protozoarios
considerados como potenciales bioinsecticidas son los microsporidios, estos son patógenos
de lenta acción y se producen en los hospederos vivos, por lo tanto su uso como
bioinsecticidas se restringe a situaciones donde otros patógenos o insecticidas químicos sean
inefectivos, ejemplo Nosema locustae para el control de saltamontes.
Los hongos, se utilizan como bioinsecticidas, se producen en medios de cultivo como
Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae, tienen un rango de hospederos amplio e
infectan a través del exoesqueleto; atacan áfidos, chicharritas, además larvas de
lepidópteros, coleópteros e insectos masticadores. Presentan gran potencialidad en ambientes
protegidos, como invernaderos; Verticillium lecanii se utiliza en cultivos de invernadero de
Gran Bretaña. En las regiones tropicales y subtropicales, Brasil es el mayor productor de
hongos entomopatógenos; su producción se enfoca hacia la muscardina verde, Metarhizium
anisopliae, para el control de salivazos en caña y pasto.
La bacteria esporógena Bacillus thuringiensis (Bt) es un insecticida microbiano exitoso, con
más de 30 sub especies; su espectro de actividad se limita a tres patotipos activos contra:
Lepidópteros, Dípteros, y Coleópteros. La actividad insecticida son los cristales proteicos que
producen durante su esporulación. Estas proteínas son venenos estomacales altamente
específicos, debido a que no existe una actividad de contacto por parte de estas toxinas, no
son activas contra áfidos, escamas, mosquitas blancas o chicharritas.ejemplos:
Bacillus thurigensis Kurstaki contra insectos Lepidópteros.
B. thurigiensis israelensis contra larvas de mosquitos y jejenes.
B. thurigensis tenebrionis contra algunos Coleópteros.
B. sphaericus , se usa en el control de larvas de mosquitos del genero Culex.
B. popilliae, se usa en el control de larvas de algunos escarabajos; no se produce fácilmente,
porque necesita del hospedero para su proliferación.
Existen una gran diversidad de virus patógenos de insectos; la mayoría de los que se han
desarrollado o se encuentran en proceso de desarrollo como insecticidas microbianos son los
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virus de la poliedrosis nuclear (VPN) y los virus de la granulosis(VG), pertenecientes a la
familia Baculoviridae. Todos los virus son parásitos obligados esto limita el interés
comercial para el desarrollo de virus como insecticidas microbianos, excepto aquellos que
atacan plagas de particular importancia o que presentan un rango de hospederos amplio
(Ibarra 1998).
1.3. Avances del control biológico actual
Control Biológico en Cajamarca.
En la Región de Cajamarca se cuenta con varios Laboratorios de Insectos Útiles y de
Entomopatógenos que producen especies para el control de plagas en cultivos de importancia
económica; el Programa Nacional de Control Biológico, propone a los agricultores una
alternativa para el control de plagas a bajos costos y con los beneficios conocidos de este
método como son:
Evitar la contaminación ambiental.
Evitar los residuos tóxicos en los productos de consumo
Durante las últimas campañas agrícolas se han realizado trabajos de diagnóstico, monitoreo y
evaluaciones sobre dinámica de poblaciones y grado de eficiencia de la fauna benéfica presente
en cultivos de maíz y papa. Así se registran especies nativas de coccinélidos, Telenomus sp,
Trichogramma spp , grupos de macro y micro hymenopteros y tachínidos; y otras en proceso de
identificación.
Los centros de crianza son: Los laboratorios de la Estación Experimental Baños del Inca -
Cajamarca, San Pedro - San Pablo, Malcas – Cajabamba y el proyecto Pejeza (Cajamarca – La
Libertad) ; se están multiplicando principalmente las especies: (Vilar 1995).
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a. Trichogramma spp ( Hym: Trichogrammatidae)
b. Copidosoma koheleri ( Hym: Encyrtidae)
Laboratorios de Entomopatógenos en Cajamarca
Ubicadas en la Estación Experimental Baños del Inca y en la Universidad Nacional de
Cajamarca, operan los laboratorios de Producción del hongo blanco Beauveria brongniarti y de
Baculovirus phthorimaea que son productos específicos para el control de larvas y adultos de
Premnotrypes spp (Gorgojo de los Andes) y Phthorimaea operculella (polilla de la papa)
respectivamente.
El SENASA – Cajamarca, cuenta con una capacidad instalada vía convenio con la Universidad
Nacional de Cajamarca, Estación Experimental Agraria – Baños del Inca, para producir 1 TM de
"Baculovirus" en polvo por mes, cantidad que es suficiente para atender la demanda de la
Dirección Sub Regional de Agricultura Cajamarca.
En el año 1995, se ha producido en el Laboratorio de SENASA – Cajamarca 1205 kilogramos
de "Baculovirus", promocionado su uso en el ámbito de Empresas Asociativas, Agricultores
individuales, entre otros (Vilar 1995).
Mosca de la fruta: control en marcha
El mango es uno de los frutales más importantes que se conducen en el valle Alto Jequetepeque,
en una superficie aproximada de 600 ha. con una producción de 9,000 Tn al año. Tambien
destaca la chirimoya con una superficie de 400 ha. La plaga que causa mayor daño a estos
frutales es la "Mosca de la Fruta" (Anastrepha spp. y Ceratitis capitata) teniendo como
hospederos de primera instancia al Guayabo, Chirimoya, Níspero, Pacae, Ciruela, Cítricos y
otros.
El SENASA Cajamarca a través del Programa de Control y Erradicación de "Moscas de la
Fruta", ha logrado determinar la presencia de dichas especies en niveles y poblaciones bastante
elevados del género Anastrepha, en cultivos de diferentes especies frutales que no presentan una
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floración uniforme, produciéndose maduraciones alternadas la cual da oportunidad a las hembras
de encontrar frutos donde ovipositar y ofrecer alimento suficiente para las larvas.
Las especies de Anastrepha que se han determinado en el valle son: Anastrepha fraterculus, A.
striata y A. distincta. Siendo las rutas de mayor infestación Puclush y Yaminchad (Provincia de
San Miguel y San Pablo).
Para determinar el nivel poblacional de "Moscas de la Fruta", se monitorea todo el valle de
Jequetepeque con la instalación de trampas tipo McPhail, se distribuyen teniendo en cuenta la
formación de frutos y con densidad de trampa cada tres hectáreas.
Las trampas son cargadas cada 7 días con cebos preparados basadas en proteína hidrolizada
como atrayente, Borax granulado como conservante y agua como disolvente en las siguientes
proporciones: por 1 litro de agua 20 ml de Proteína y 10 gr de Borax. Logrando encontrar un
nivel poblacional expresado en Mosca Trampa Día (M.T.D.) , el mismo que tiende a
incrementarse en los meses de verano (enero-marzo) época de producción de la mayoría de los
frutales tanto cultivados como nativos.
Paralelamente a esta actividad se realiza otros métodos que permiten interrumpir el ciclo
biológico de la plaga como: recojo y enterrado de frutos infestados semanalmente de diferentes
frutales hospederos, seguido de la aradura de suelo con la finalidad de exponer las pupas al sol y
a las aves, eliminación de frutales hospederos dentro de huertos organizados de mango, podas de
raleo con el objeto de dar mayor iluminación solar y ventilación a la plantación.
(http://www.senasa.gob.pe/0/sanidad_vegetal.aspx)
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1.4. Plagas en el País controladas por insectos benéficos
Control biológico en el Perú:
El control biológico en el Perú se inicia en el año 1904, y desde ese año a la actualidad se
intentaron de introducir 98 especies benéficas, de las cuales 29 se consideran implantadas; 5
sin información, 12 en proceso de adaptación y 52 no implantadas hasta la fecha.
De las 29 especies benéficas implantadas, 13 especies ejercieron control completo en 11
plagas, habiéndose calculado solo el beneficio obtenido de 10 especies benéficas que controlan
9 plagas.
Si bien el control biológico en el Perú inicia en 1904, alcanza su mayor desarrollo a partir de
1960 con la creación del Centro de Introducción y Cría de Insectos Útiles (CICIU), entidad que
trabajo en la investigación y aplicación del control biológico, hasta la creación del Programa
Nacional de Control biológico en el año 1995,organismo no estructurado de Servicio Nacional
de Sanidad Agraria (SENASA), que tiene como objeto intensificar la utilización del control
biológico en cultivos de importancia económica reduciendo la aplicación de agroquímicos para
la cual se capacita y se alquila equipo de calidad para trabajar en la producción de especies
benéficas (Care- Perú 1998)
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Cuadro 2. Relación de especies benéficas introducidas e implantadas en el país.
Especies benéficas exóticas Plagas que controlan Procedencia
Años intentados Responsable
Aphytis diaspidis (How)
(Hym:Aphelinidae)Pinnaspis strachani Ferris y Rao (Hem: diaspididae) Ceylan 1904-1912 Towsend
Aphytis fuscipennis( How)
(Hym:Aphelinidae)Pinnaspis strachani Ferris y Rao (Hem: diaspididae) Barbados 1904-1913 Towsend
Arhenophagus chionaspidis Auriv.
(Hym:Encyrtidae)
Pinnaspis strachani Ferris y Rao
(Hem: diaspididae) Barbados 1904-1914 Towsend
Aspidiotiphagus citrinus (Crwf.)
( Hym: Aphelinidae)
Pinnaspis strachani Ferris y Rao
(Hem: diaspididae) Hawai 1904-1915 Towsend
Prospaltella berlesei How
( Hym: Aphelinidae)Pinnaspis strachani Ferris y Rao(Hem: diaspididae) Ceylan 1904-1916 Towsend
Aphelinus mali (Haldeman)
(Hym:Aphelinidae)
Eriosoma lanigerum (Hausm.)
(Hem: aphididae) USA 1922 Wille-Solano
Rodalia cardinalis Mulsant
(Col: coccinellidae)
Icerya purchasi Msk
(Hom: margarodidae) USA 1932 E.E.A.L.M
Metaphycus lounsbury How
(Hym: Encyrtidae)
Saissetia oleae Brn.
(Hem: coccidae) USA 1936 E.E.A.L.M
Scutellista cyanea Motsch Saissetia oleae Brn.
(Hem: coccidae) USA 1936 E.E.A.L.M
Hippodamia convergens Guer
(Col: coccinellidae)
Toxoptera spp
(Hem: aphididae) USA 1937 E.E.A.L.M
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Blaesoxipha caridei Brethes
( Dip: Sarcophagidae)
Schistocerca piceifrons peruviana Lynch A.
(Ort: locustidae) Argentina 1947 E.E.A.L.M
Aphytis lepidosaphes Compere
(Hym:Aphelinidae)
Lepidosaphes beckii Newm
(Hem: diaspididae) USA 1957 Beingolea
Lindorus lophantae (Blaisd)
( Col: Coccinellidae)
Selenaspidus articulatus Morgan
(Hem: diaspididae) Trinidad 1971 CICIU
Methapycus helvolus Comp.
(Hym: Encyrtidae)
Selenaspidus articulatus Morgan
(Hem: diaspididae) USA 1961 CICIU
Aphytis holoxantus De Bach.
(Hym:Aphelinidae)
Chrysomphalus ficus L.
(Hem: Diaspididae) USA 1963 CICIU
Coccophagus rusti Compere
(Hym:Aphelinidae)
Saissetia spp
(Hem: coccidae) USA 1970 CICIU
Anagyrus saccharicola Timb.
(Hym: Encyrtidae)
Saccharicoccus sacchari Cock
( Hem: Pseudococcidae) Hawai 1970 CICIU
Rhyzobius pulchellus Montrozier
(Col: Coccinellidae)
Aspidiotus spp
(Hem: diaspididae) Trinidad 1971 CICIU
Aphytis roseni De Bach
(Hym:Aphelinidae)
Selenaspidus articulatus Morgan
(Hem: diaspididae) Uganda 1971 CICIU
Aphidius smithi Sher & Rao
(Hym:Aphelinidae)
Acyrthosiphon pisum (Harris)
( Hem:Aphididae) Chile 1973 CICIU
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Encyrtus lecaniorum (Mayr)
(Hym:Encyrtidae)
Saissetia oleae Bem.
(Hem: coccidae) USA 1974 CICIU
Cales noacki Howard
(Hym:Aphelinidae)
Aleurothrixus floccosus (Maskell)
(Hem: aleyrodidae) USA 1974-1975 CICIU
Trichogramma euproctidis Ashmead
(Hym: trichogrammatidae)
Diatraea saccharalis(Fab.)
(Lep:Pyralidae) Trinidad 1975 CICIU
Pachycrepoideus vindemmiae Ceratitis capitata Wied
(Dip: Tephritidae) Costa Rica 1978 CICIU-EEALM
Trichogramma brasiliensis Ashmead
(Hym: trichogrammatidae)
Alabama argillacea (Hubner)
(Lep: noctudae) Brasil 1983 CICIU
Coccidophilus citricola Brethes
(Col: coccinellidae)
Quadraspidiotus perniciosus Cosmstock
(Hem: diaspididae) Chile 1984-1985 CICIU
Trichogramma fuentesi Torr(Hym: trichogrammatidae)
Pectinophora gossypiella Saunders
(Lep:gelechiidae) Mexico 1985 CICIU
Spalangia endius Wlk
( Hym: Pteromalidae)
Musca domestica Linnaeus
(Dip: muscidae) Chile 1986 CICIU
Ageniaspis citrícola
(Hym: Encyrtidae)
Phyllocnistis citrella
(Lep: gracillariidae) USA 1996-1997 CICIU
Fuente: Seminario Control biológico, Luís Valdivieso Jara, Director Técnico del PNCB- SENASA, Lima – Perú. 1998
Cuadro 3. Especies benéficas introducidas al país en diferentes cultivos importantes.
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CULTIVOS/PLAGAS SUSCEPTIBLE ESPECIE BENÉFICA FAMILIA CARACTERÍSTICA
Alfalfa
Acyrthosiphon pisum(H) N Aphidius smithi S & R Braconidae (1) (A) (PI)
Algodón
Alabama argillacea (Hub) H
Trichogramma brasiliensis Ashmead Trichogrammatidae (1) (A) (PI)
Heliothis virescens Fabricius H T. pretiosum Riley Trichogrammatidae (2) (A) (PI)
Pectinophora gossypiella Saunders H
Trichogrammatoidea bactrae Nagaraja Trichogrammatidae (2) (A) (PI)
Café
Saissetia coffeae Walk H
Scutellista cyanea Motsch Pteromalidae (1) (A) (PI)
S.coffeae W. NMetaphycus helvolus Comp. Encyrtidae (1) (A) (PI)
S.coffeae W. NCoccophagus rusti Compere Aphelinidae (1) (A) (PI)
Caña de Azucar
Diatraea saccharalis F. L
Cotesia flavipes Cameron Braconidae (2) (A) (PI)
Sacchyaricoccus sacchari F. N
Anagyrus saccharicola Timb. Encyrtidae (1) (A) (PI)
Citricos
Aleurothrixus floccosus Mask N Cales noacki Howard Aphelinidae (1) (A) (PI)
Icerya purchasi Mask N y ARodalia cardinalis (Mulsant) Coccinellidae (1) (A) (D)
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Selenaspidus articulatus Morg A Aphytis roseni De Bach Aphelinidae (1) (A) (PE)
Chrysomphalus aonidum L A
Aphytis holoxanthus De Bach Aphelinidae (1) (A) (PE)
Phyllocnisti citrella Station H-L Ageniaspis citricola Encyrtidae (2) (A) (PI)
Manzano
Eriosoma lanigerum (Hausman) N.A
Aphelinus mali (Haldeman) Aphelinidae (1) (A) (PI)
Cydia pomonella L. HTrichogramma enbriophagum Hatig Trichogrammatidae (2) (A) (PI)
C. pomonella L. H T. dendrolini Matsumura Trichogrammatidae (2) (A) (PI)
Olivo
Hemiberlesia latanie (Sign.) N.A Aphytis diaspidis How. Aphelinidae (1) (A) (PE)
H. latanie (S) N.A Aspidiotiphagus citrinus Aphelinidae (1) (A) (PI)
Saissetia coffeae Walk N
Metaphycus helvolus Comp. Encyrtidae (2) (A) (PI)
S.coffeae W. NCoccophagus rusti Compere Aphelinidae (2) (A) (PI)
S.coffeae W. H Scutellista cyanea M. Pteromalidae (2) (A) (D)
Saissetia oleae N.A Metaphycus lounsburyii Encyrtidae (2) (A) (P)
S. oleae N M. helvolus (C) Encyrtidae (2) (A) (P)
S. oleae HScutellista cyanea Motsch Pteromalidae (2) (A) (D)
S. oleae NCoccophagus rusti Compere Aphelinidae (2) (A) (P)
(1) Colectado del campo A=Estado adulto N=Estado ninfa PI=Parasitoide interno
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(2) Criado en laboratorio L=Estado larval H=Estado de huevo PE= Parasitoide externo
V=Viriones C=Conicidas
Fuente : Seminario control biológico, Luís Valdivieso Jara, Director Técnico del PNCB- SENASA, Lima – Perú. 1998
Cuadro 4. Principales plagas de cítricos y sus controladores biológicos en el Perú.
Plaga
Estado suceptibl
e Especie benefica Orden/FamiliaCarac
t.Contr
ol
Aleurothrixus floccosus Mask N
Cales noacki Howard Hym:Aphelinidae
(1) (A) (PI) C
A. floccosus M. NAmitus spinifera
Brethes Hym:Plategasteridae
(2) (A) (PI) S
Aphis citricidus (Kirkaldy) N-A
Lysiphlebus testaceipes( c ) Hym:Braconidae
(2) (A) (PI) S
Arigyrotaenia sphaleropa
Meyfik HTrichogramma exiguum P&P
Hym:Trichogrammatoidea
(2) (A) (PI) P
Ceratitis capitata Weidman L
Biosteres longicaudatus Hym:Braconidae
(1) (A) (PI) P
Coccus hesperidum L. N
Metaphycus luteolus
(Timberlake) Hym:Encyrtidae
(1) (A) (PI) C
Coccus viridis (Green) N
Metaphycus luteolus
(Timberlake) Hym:Encyrtidae
(1) (A) (PI) C
Chrysomphalus aonidum (L)
N-A Aphytis holoxanthus De
Hym:Aphelinidae (1) (A)
C
20
Bach (PE)
Icerya purchasi Mask H-N-A
Rodalia cardinalis (Mulsant) Col:Coccinellidae
(1) (A-L)
(P) C
Lepidosaphes beckii (Newman) A
Aphytis lepidosaphes
comp. Hym:Aphelinidae
(1) (A) (PE) P
Phyllocnistis citrella Stainton H-Li
Ageniaspis citricola
Logvinoskaya Hym:Encyrtidae
(1) (A) (PI) C
Pinnaspis aspidistrae
Signoret H-Li
Aphytis mytilaspidis (Le
Baron) Hym:Aphelinidae
(1) (A) (PE) P
Planococcus citri Risso) N-A
Leptomastidea abnormis (Girauld) Hym:Encyrtidae
(2) (A) (PI) S
Planococcus citri Risso) N-A Sympherobius sp Neu:Sympherobidae
(2) (A-L)
(P) S
Planococcus citri Risso) N-A
Coccidoxenoides peregrinus Hym:Encyrtidae
(2) (A) (PI) S
Selenaspidus articulatus Morg. A
Aphytis roseni de Bach Hym:Aphelinidae
(1) (A) (PE) C
Saissetia coffea (Wolker) N-A
Metaphycus helvolus Hym:Encyrtidae
(1) (A) (PI) C
Toxoptera aurantii Bay N-A
Aphidius colemani (Vierecki) Hym:Braconidae
(2) (A) (PI) P
N = Ninfa (1) exótico C=Completo
21
Li= Larva inicial (2) nativo S=Sustancial
A= Adulto (P) predador P=Parcial
PI= Parasitoide interno (PE) Parasitoide externo
H= Huevo
L= Larva
Fuente : Seminario control biológico, Luís Valdivieso Jara, Director Técnico del PNCB- SENASA, Lima – Perú. 1998
CAPÍTULO II
INSECTOS COMO CONTROLADORES BIOLÓGICOS
2.1. Predadores:
Se caracterizan porque se alimentan de las plagas, principalmente insectos, causan la
muerte en forma violenta y rápida. Son un grupo muy diverso de animales, incluyendo
vertebrados como batracios, reptiles, aves y murciélagos; e invertebrados como ácaros,
arañas e insectos. Muchos predadores se alimentan de insectos dañinos como de
insectos benéficos. Los insectos son los predadores invertebrados más importantes siguiendo
las arañas y los ácaros (http://www.agritacna.gob.pe/inprex.php?pagina=pagroindus)
Insectos Predadores
Los insectos predadores incluyen especies masticadoras como especies picadoras-chupadoras.
Los insectos masticadores se alimentan solo de presas; los insectos picadores chupadores
22
predadores se alimentan de los jugos de sus presas como de los jugos de las plantas que le
permiten la subsistencia del predador, pero por lo general éste requiere de los jugos animales
para reproducirse. En general los adultos predadores tienen el mismo régimen alimenticio que
los estados inmaduros, larvas o ninfas. La mayoría de los insectos predadores se encuentran
entre los ordenes: Coleópteros, Hemípteros y Neurópteros; Dípteros e Himenópteros en menor
grado (Beingolea 1990).
2.1.1. Neuropteros predadores
Los insectos del orden neuróptero son especialmente predadores y las dos familias más
importantes son Chrysopidae y Hemerobiidae.
a. Familia Chrysopidae
Los crisópidos adultos se caracterizan porque sus alas son reticuladas de color verde, sus
larvas son predadoras voraces de áfidos, arañitas rojas, cochinillas harinosas, huevos de
diversos insectos y larvas pequeñas. Dentro de esta familia se ubican: Chrysoperla
externa (Hagen) común en maíz y Ceraeochrysa cincta Schneider en cítricos
b. Familias Hemerobiidae y Sympherobiidae
Los adultos tienen alas reticuladas de color bruno y son más pequeños que los crisópidos.
Sympherobius californicus Banks es predador de cochinillas harinosas y Hemerobius sp.
predata arañita roja y varios insectos pequeños (Núñez 1988).
23
Figura 1. Predadores crisópidos (Según Núñez 1988).
1-2 : Hemerobius sp (Hemerobiidae) (1: adulto; 2: larva)
3 : Chrysopa californica (Chrysopidae)
4-7 : Chrysoperla externa (4: adulto 5: larva predando 6: huevos 7: cocón)
8 : Ceraeochrysa cincta (Chrysopidae), ciclo biológico.
2.1.2. Coleópteros Predadores
La mayoría de los coleópteros o escarabajos predadores pertenecen a las familias Carabidae,
Cicindellidae y Coccinellidae.
a. Familias Carabidae y Cicindellidae
Los carábidos y cicindélidos son escarabajos grandes a medianos, muy agresivos, voraces, y
zoófagos; caminan rápidamente en el suelo y por lo general no suben a las plantas. Durante
24
la roturación del suelo estos escarabajos se presentan en gran número devorando larvas y
pupas de insectos que quedan al descubierto. El uso de insecticidas ha reducido las
poblaciones de estos predadores. En la costa central del Perú encontramos: Calosoma
abreviatum Chand y Anisotarsus spp (Carábidos) de hábitos nocturnos, Megacephala sp, y
Cicindela sp. (Cicindélidos). Hylithus es un género de carábido registrado en la sierra
(Erwin 1990).
Figura 2. Coleópteros predadores (Según Erwin 1990).
1-2 : Megacephala sp (Cicindelidae) (1: adulto, 2: larva en su túnel subterráneo)
3 : Calosoma sp (Carabidae)
4-5 : Calosoma abreviatum (Carabidae) (4: adulto predatando una oruga; 5: larva
predatando una oruga).
6 : Harpalus sp (Carabidae)
7 : Cicindela sp (Cicindelidae).
b. Familia Coccinellidae
Los coccinélidos son escarabajos predadores de áfídos, cochinillas harinosas y queresas.
Unas pocas especies de los géneros Epilachna y Psylobora son fitófagas o micófagas.
25
Son insectos predadores más comunes; se les conoce comúnmente como "vaquitas de San
José", "mariquitas" y otros nombres. La especie más común es Hippodamia convergens
Guer. especie que ha sido introducida en el país. Entre otras especies están Cycloneda
sanguínea L., Coleomegilla maculata D.E., Eriopis connexa Germ., Pullas sp., Scymnus
ocellatus Sharp (Romero et. al. 1974).
Neda ostrina, Coccinellina sp., Coccinella sp., son especies de preferencia en la sierra;
Brachyacantha bistripustulata y varias especies de Azya en la seja de selva son predadoras
de queresas coccidas (Carrasco 1962).
Microweisia sp. es predador de arañitas rojas del algodonero, Zagreus hexasticta predata
cochinillas harinosas y Orthezia (Pacora 1980).
Lindorus lonphanthae predata al piojo blanco de los cítricos. Rhizobius pulchellus es un
eficiente predador de queresas diaspididas (Beingolea 1990).
La acción de los coccinélidos es relativamente lenta, y en general no se les puede catalogar
entre los más eficientes enemigos naturales, a excepción de Rodolia cardinalis, este es
predador de la queresa algodonosa de los cítricos (Palomino y Dale 1988).
Figura 3. Escarabajos coccinéllidos
26
1-5 : Hippodamia convergens, predador de pulgones (1: adulto; 2: huevos; 3: larva; 4: pupa; 5:
adulto y larva )
6-7 : Scymnus sp., predador de pulgones (6: adulto; 7: larva ) (Según Ojeda 1971)
8 : Cycloneda sanguinea, predador de pulgones.
9 : Coleomegilla maculata, predador de pulgones.
10-11 : Zagreus hexasticta, predador de cochinillas harinosas y queresa móvil (10: adulto; 11:
larva) (Según Pacora 1980)
12-13 Azya sp., predador de queresas (12: adulto; 13: larva)
14-15 Lindorus lophanthae, predador de piojo blanco (14: adulto; 15: larva) (Según Marín
1983).
16-17 Rodolia cardinalis, predador de la cochinilla algodonosa de los cítricos (16: adulto; 17:
larva).
2.1.3. Hemípteros Predadores
Entre los hemípteros existen especies importantes predadoras distribuidas en diversas
familias.
a. Familia Miridae
Son chinches pequeños y ovales; muchas son especies fitófagas otros son predadoras,
especialmente de huevos de Lepidópteros. Los géneros predadores más comunes son:
Rhinacloa, Hyalochloria, Campylomma, Ceratocapsus, Spanogonicus y Hyaliodes
presentes en los campos de algodón.
Los chiches Rhinacloa forticornis, R. aricana y R. subpallidicornis) constituyen el principal
agente regulador de las poblaciones de Heliothis. Hyalochloria denticomis es un importante
predador de huevos del gusano de la hoja del algodonero (Anomis texana). Ceratocapsus
dispersus predata huevos y larvas pequeñas de Bucculatrix y del gusano rosado (Encalada
y Viñas 1990)
27
b. Familia Anthocoridae
Son chinches pequeñas que viven entre las flores y terminales de las plantas. Muchas
especies son predadoras. Orius insidiosus (Say) y Paratriphleps laeviusculus Champ, son
eficientes predadores de huevos de Heliothis y otros lepidópteros (Cueva et. al.1974)
c. Familia Nabidae
Son chinches delgados, frecuentes en gramíneas y plantas herbáceas, se alimentan de
larvitas y otros insectos pequeños. Nabis punctipennis Blanch, y N. capsiformis Germar se
presentan en la costa del país (Ojeda 1971)
d. Familia Neididae
Son chinches muy delgados con patas largas. En la costa se presenta Aknysus spinosus Dist.
predador de huevos y larvas pequeñas.
e. Familia Reduviidae
Son chinches carnívoros y hematófagos; algunas son predadores de insectos. Zelus spp. son
comunes en plantaciones de maíz donde hay larvas de lepidópteros. Rasahus hamatus es
menos común y su picadura al hombre es muy dolorosa.
f. Familia Lygaeidae
Son chinches mayormente fitófagos pero algunas especies son predadoras; entre ellas
destaca Geocoris punctipes Say y G. borealis destruyen huevos y larvas pequeñas de
lepidópteros.
g. Familia Pentatomidae
Llamados también “chinches escudo”, la mayor parte se alimentan del jugo de las plantas
pero algunas especies son predadoras de larvas de lepidópteros y otros insectos. En el
algodonero se presentan las especies: Euchistus convergens (H.S.), E. incies, Piezodorus
28
guildini Westw., Podisus nigrispinus, P. sordidus y Edessa sp. pero su eficiencia no parece
importante.
Figura 4. Hemípteros predadores de huevos y larvas
1-2 : Zelus sp (Reduviidae) (1: adulto; 2: ninfa)
3 : Ceratocapus dispersus (Miridae) (Según Encalada y Viñas 1990)
4-5 : Nabis sp. (Nabidae)(4: Adulto; 5: ninfa)
6-7 : Hyalochloria denticornis (Miridae) (8: adulto; 9: ninfa) (Según Beingolea 1990)
8-9 : Rhinacloa forticornis (Miridae) (8: adulto; 9: ninfa) (Según Herrera 1965)
10-11 : Paratriphleps laeviusculus (Anthocoridae) (10: adulto; 11 ninfas)
12-13 : Geocoris sp (Lygaeidae) (12: adulto; 13: ninfa)
29
14 : Podisus sp (Pentatomidae)
15-16 : Orius insidiosus (Anthocoridae)(15:adulto;16:ninfa)
2.2. Parasitoides:
Se caracterizan porque una parte de su ciclo de vida lo realiza a expensas de un hospedero.
Pueden ser endoparasitoides (internos) o sea la hembra deposita sus huevos dentro del
hospedero o ectoparasitoides (externos), si los huevos son depositados sobre los hospederos
(http://www.agritacna.gob.pe/inprex.php?pagina=pagroindus)
Insectos Parasitoides:
Los parasitoides adultos se alimentan del néctar de las flores, del polen, exudaciones de plantas
o de los fluidos del cuerpo del hospedero herido por la punción del ovipositor, algunos
microhimenópteros parasitoides de queresas producen apreciable mortalidad de los hospederos
como consecuencia del proceso de alimentación, es común en las avispitas de la familia
Aphelinidae. Los parasitoides de las plagas pertenecen casi exclusivamente a las órdenes de los
Himenópteros o avispas y Dípteros o moscas.
2.2.1. Himenópteros parásitos
Las avispas constituyen el grupo más numeroso de parásitos de plagas. Las superfamilias
Ichneumonoidea y Chalcidoidea abarcan el mayor número de especies. En menor importancia
figuran las superfamilias Proctotrupoidea, Bethyloidea, Cynipoidea, Chrysidoidea, Scolioidea
y Sphecoidea (Whu 1985).
a. Familia Braconidae
Son en su mayoría pequeñas avispas que parasitan principalmente lepidópteros y
coleópteros; en menor grado dípteros, homópteros y otros grupos; actúan como ecto o
endoparásitos, parásitos huevo-larvales, huevo-pupales o larvales. Los bracónidos son de
ciclo de vida corta.
Entre las especies importantes tenemos: Ragas gossyppi Mués, y Meteorus molinensis
Porter, parásitos del gusano de hoja del algodonero. Lysiphlebus testaceipes Cressan,
30
Aphidius colemani Viereck, A. matricariae Haliday, Diaeretiella rapae (Me. Intosh) y
Praon sp. parásitos de pulgones o áfidos ( Redolfi y Ortiz 1980).
Apanteles gelechiidivoris Marsh y otras especies del mismo género parasitan a las polillas
de la papa ( Redolfi y Vargas 1983).
Apanteles flavipes es una especie introducida contra el barreno de la caña, Orgilus sp.
parasita al gusano perforador de plantas tiernas de maíz; Chelonus sp. parasita al pegador de
las hojas del fríjol (Cueva et. al. 1980).
4 5
Figura 5. Parasitoides de la Familia Braconidae (Según Redolfi y Ortiz 1980)
1 Aphidius sp
2 Larva de Trioxys en cuerpo de pulgón
3 Lysiphlebus parasitando
4 Apanteles sp
5 Leurinion primum, parasitoide del gusano perforador de la hoja del algodonero
b. Familia Trichogrammatidae:
31
Son avispitas muy pequeñas que parasitan huevos de lepidópteros y homópteros. El género
Trichogramma es mundialmente conocido, estas avispitas se crían en el Perú desde hace
muchos años. Las primeras referencias nacionales mencionan a Trichogramma minutum
pero en realidad esta especie no existe en América del Sur sino en América del Norte donde
parásita huevos de lepidópteros en árboles frutales y forestales.
En el Perú se cría comúnmente Trichogramma fasciatum Perkins contra el barreno de la
caña de azúcar y la especie T. brasiliensis contra Heliothis y otros lepidópteros del
algodonero (Pollack 1975).
El año 1976 se introdujeron al país las especies T. euproctidis contra huevos del gusano de
brotes del olivo; T. japonicum, T. australicum y T. chilotraea contra huevos del cañero; T.
robustus y Trichogrammatoidea armígera contra Heliothis (Whu 1985).
Figura 6. Parasitoides de huevos
1 : Trichogramma brasiliensis (Trichogrammatidae), parasitoide de huevos de
Heliothis sp. (1: ciclo de vida).
2 : Telenomus remus (Scelionidade), paraitoide de huevos de cogollero y otros noctuidos
3 : Tetrastichus sp. ( Eulophidae), parasitoide de huevos de escarabajos
32
Figura 7. Parasitoides de la polilla de la papa (Según Redolfi y Ortiz 1980)
1 : Apanteles gelechiidivoris (Braconidae)
2 : Chelonus phthorimaeae (Braconidae)
3 : Dibrachys cavus (Pteromalidae), parasitoide polífago: ataca lepidopteros, dípteros,
coleópteros.
4 : Copidosoma koehleri (Encyrtidae).
Figura 8. Parasitoides de moscas blancas
1 : Eretmocerus haldemani (aphelinidae)
2 : Eretmocerus serius (aphelinidae)
33
3-6 : Encarsia sp (aphelinidae) (3: pupas de mosca blanca enegrecidas por parasitismo; 4: larva
del parasitoide; 5: larva de parasitoide en cuerpo de pupa de mosca blanca; 6: adulto).
7 : Amitus sp (Platygasteridae)
2.2.2. Dípteros parásitos
Las moscas parásitas atacan larvas de lepidópteros y en menor grado larvas y adultos de
coleópteros, ninfas y adultos de hemípteros. No poseen ovipositor alargado, la mayoría de sus
hospederos son insectos que no están protegidos en túneles o minas, salvo algunas
excepciones.
Las moscas parásitas son en su mayor parte larvípara u ovo-larvíparas, pero también hay
algunas especies que son ovíparas. Las larvitas de las moscas suelen permanecer inactivas por
un tiempo dentro del cuerpo del hospedero hasta que el hospedero ha alcanzado cierto
desarrollo, luego la larva del parasitoide crece en forma rápida. Las moscas adultas se
alimentan del néctar de las plantas y de diversos detritos.
La mayoría de las especies de moscas parásitas pertenecen a la familia Tachinidae. También
se encuentran algunas especies parásitas en las familias Sarcophagidae, Cecidomyiidae,
Phoridae y otras.
a. Familia Tachinidae
Son moscas de tamaño mediano a grande con cerdas bien desarrolladas. La actividad de los
adultos es influenciada por las condiciones ambientales pero en general son buenos
voladores; parasitan larvas de lepidópteros y coleópteros, ninfas y adultos de hemípteros, y
otros insectos.
Los hábitos de oviposición son muy variados por ejemplo Las hembras de Winthemia
reliqua y de otras especies son parásitos comunes del cogollero y otros noctuidos, y colocan
los huevos en los segmentos torácicos del hospedero (Vergara y Cisneros 1990).
Archytas marmoratus parasitoide de las mismas plagas, deposita sus larvas sobre las hojas
en donde quedan a la expectativa del paso de sus hospederos.
34
Rhamphinina discalis T.T., parásito de los gusanos blancos del suelo depositan sus
pequeñas larvas en el suelo donde penetran hasta alcanzar a sus hospederos.
Paratheresia claripalpis Wulp, parásito del barreno de la caña del azúcar, deposita sus
larvas sobre el tallo y de allí se movilizan en busca del hospedero en las galerías de la caña
(Risco 1963).
Gonia peruviana, parasitoide de gusanos de tierra o gusanos cortadores, deposita sobre las
hojas huevos microscópicos que son ingeridos por las larvas junto con su alimento.
b. Familia Sarcophagidae
Son moscas pequeñas a medianas de hábitos desde saprófagos hasta parásitos de animales
superiores. Las especies parásitas de plagas son en su mayoría larvíparas y atacan
especialmente a orthópteros y en menor grado a lepidópteros, moscas, chinches y avispas.
Sarcophaga chrysostoma W. ataca a los huevos de la langosta migratoria sudamericana en
Jaén y Blaesoxipha caridei Brethes es un parasitoide importante de la misma langosta en
Ayacucho (Beingolea 1990)
c. Familia Bombyliidae
Son moscas que tienen el aspecto de abejorros, cuerpo robusto cubierto densamente de
pelos. Las larvas pueden ser parasitoides o predadoras. Las formas parásitas atacan a las
larvas de avispas, moscas, escarabajos y lepidópteros.
Otras familias de moscas que incluyen especies parásitas de plagas son:
Cecidomyiidae, Phoridae, Pyrgotidae, Drosophilidae y Cryptochaetidae, a ésta última
familia pertenece Cryptochaetum iceryae (Will.) eficiente parásito de la queresa algodonosa
de los cítricos.
35
Figura 9. Moscas parasitoides (Según Vergara 1985.).
1 : Winthemia sp (Tachinidae) parasitoide de noctuidos
2 : Gonia peruviana (Tachinidae) parasitoide de gusanos de tierra o cortadores
3-7 : Paratheresia claripalpis (Tachinidae) parasitoide del barreno de la caña de azúcar (3:
adulto; 4: larva parasitada; 5: larva del parasitoide dentro de la larva del barrerno; 6: larva
del parasitoide; 7: pupario)
8-9 : Winthemia reliqua (Tachinidae) parasitoide el cogollero del maíz (8: huevos del parasitoide
sobre los segmentos toráxicos del cogollero; 9: larva del parasitoide abandonando el
cuerpo del cogollero)
10 : Ramphinina discalis (Tachinidae) parasitoide de gusanos blancos o aradores)
11 : Acaulona peruviana (Tachinidae) parasitoide del arrebiatado
36
2.3. Hiperparasitoides y parasitoides de predadores
Los parasitoides y los predadores de las plagas tienen a su vez sus propios enemigos naturales.
El parasitoide de un parasitoide se llama hiperparásito o hiperparasitoide. De allí que
cuando se introducen enemigos naturales de una plaga a una nueva región hay que tener
cuidado de no introducir hiperparasitoides.
Antes de liberar parasitoides en el campo se requiere criarlos en el laboratorio por dos o tres
generaciones asegurándose que todos los enemigos naturales que emergen sean iguales.
La mosca nativa Paratheresia claripalpis parasitoide del barreno de la caña de azúcar, es
parasitada por Trichopria cubensis Fouts (Diapriidae), Aulatopria tucumana Brths
(Diapriidae), Thysanus dipterophagus Gir (Thysanidae), Melittobia sp. (Eulophidae) y
Conostigmus sp. (Ceraphronidae) que afecta sus poblaciones significativamente.
Las pupas de Anagyrus pseudococci, Leptomastidea sp. y Aenasius maíz parasitoides de la
cochinilla harinosa del algodonero son parasitados por Achrysophagus sp. (Encyrtidae) y
Thysanus sp. (Thysanidae)
Por otro lado, los huevos de crisópidos predadores de áfidos y otros insectos son parasitados
por la avispita Telenomus chrysopae Ashmead (Scelionidae) y las pupas por la avispita
Arachnophaga sp (Eupelmidae).
Las larvas de los coccinélidos, importantes predadores de áfidos, son parasitadas por avispitas
del género Pachyneuron (Pteromalidae) y tanto pupas como adultos por la avispa Perilitus
coccinellae (Schrank) (Braconidae) (Coquis y Salazar 1975).
37
CAPÍTULO III
OTROS ORGANISMOS BENÉFICOS COMO CONTROLADORES BIOLÓGICOS
3.1. Arañas
Arañas predadoras
Las arañas de la Clase Arachnida, Orden Araneida constituyen predadores generales. Algunas
especies cazan sus presas directamente, mientras que otras lo hacen por medio de sus telarañas.
Es posible que las telarañas atrapen un mayor número de insectos benéficos debido a su mayor
movilidad, y que los cazadores directos destruyen más insectos fitófagos, por ser más lentos.
3.1.1. Familias que no tejen telaraña (en campo) están:
a. Familia Thomisidae o arañas-cangrejo.
b. Familia Oxyopidae
c. Familia Salticidae o arañas saltadoras.
3.1.2. Familias que tejen telaraña están:
a. Famllia Theridiidae con telas asimétricas
b. Familia Argiopidae con telas simétricas.
Las arañas más frecuentes en los terminales y hojas del algodonero en la costa central son
Theridion calcynatum Holmberg y Theridula gonygaster (Simón) (Theridiidae), Leucauge sp.
(Argiopidae), Oxyopes gracilis Keyserling y Misumenops variegatus Keys. (Thomisidae). Las
arañas más frecuentes en botones, flores y bellotas son: Steatoda andina Keys. (Theridiidae);
Gasteracantha raimondii Taczanowski (Argiopidae); Lycosa sp. (Lycosidae); Clubiona sp.
(Clubionidae); Anyphaena sp. (Anyphaenidae); Metaphidippus sp. y Phiale sp. (Salticidae)
(Aguilar 1988).
38
Figura 10. Principales Familias de arañas predadoras
1 : Anyphaenidae / 2 : Gnaphosidae / 3-4 : Salticidae o araña saltadora / 5 :
Clubionidae
6 : Lycosidae o araña lobo / 7 : Oxyopidae / 8 : Thomisidae o araña cangrejo
9 : Tetragnathidae / 10 : Therdiidae / 11 : Araneidae / 12 : Linyphiidae
3.2. Ácaros predadores
Los ácaros predatores son pequeños, muy móviles que se alimentan de huevos, larvas y adultos
de trípidos y otros insectos pequeños, pero sobre todo son predadores de las arañitas rojas y
otros ácaros fitófagos. También hay ácaros parásitos de larvas e insectos adultos grandes. Son
importantes los géneros Typhlodromus y Amblyseius de la familia Phytoseidae que abarca
muchas especies benéficas.
El acaro Pyemotes ventricosus (Newport) predata diversas queresas diaspididas. También son
importantes especies de las familias Trombidiidae, Cheyletidae, Bdellidae, Cunaxidae,
Tydeidae, Stigmaeidae y Anystidae (CIP 1992)
39
3.3. Nematodos
Algunos nematodos son parásitos obligados de insectos y otros invertebrados. Algunos producen
esterilización o muerte del hospedero; requieren de una película líquida para poder desplazarse
en el suelo o en la parte aérea. Estos ingresan por las aberturas naturales del cuerpo del insecto;
en general son muy susceptibles a la desecación aunque algunas especies presentan un estado
especial más resistente que las formas activas. Las especies más conocidas pertenecen a las
familias: Steinernematidae, Heterorhabditidae y Mermitidae que suelen matar rápidamente a sus
hospederos, esto se debe a que los nematodos están asociados con bacterias que causan
infecciones en los insectos.
Neoplectana carpocapsae, parásita gorgojos, orugas noctuidas, algunas moscas, la polilla
de la manzana y diversos insectos de vida subterránea; Heterorhabditis parásita larvas de
lepidópteros; Heterotylenchus parásita moscas y escarabajos; Mermis spp. y otros
mermítidos parasitan langostas, Howardula benigna, parásita adultos de diabróticas y
Deladenus parásita gorgojos y otros insectos (Van Diesche et. al. 2007).
3.4. Protozoarios
Los protozoarios patógenos de insectos tienen limitada importancia práctica por que su
desarrollo es relativamente lento, es difícil su multiplicación y no siempre presentan alta
patogenicidad. Las especies que tienen alguna importancia están dentro del Orden de los
Microsporidios que infectan especialmente langostas, moscas y lepidópteros, y entre ellas
destaca el género Nosema. La especie N. locustae parásita langostas y grillos mormones.
Las enfermedades por microsporidios son crónicas,los insectos mueren gradualmente y en
algunos casos la enfermedad se transmite transovarialmente. La incidencia de estas
enfermedades ha sido detectada especialmente entre lepidópteros de importancia forestal. Otros
géneros de cierta importancia entre los microsporidios son Thelohania y Plistophora (Van
Diesche et. al. 2007).
40
3.5. Hongos:
Actualmente se reconocen 100 géneros y 750 especies de hongos entomopatógenos que infectan
artrópodos habitantes de las plantas, el suelo y el agua. Solo alrededor de 25 especies tienen
importancia como controladores naturales de plagas , dentro de estos tenemos a los géneros:
Beauveria
Metarhizium
Paecilomyces
Fusarium
Vericillium
Nomuraea
Enthomophtora
Zoopthora
Aschersonia
Se considera que la influencia de las condiciones climáticas, especialmente la humedad es
importante en estas enfermedades y puede considerarse como un factor limitante.
Mecanismos de acción del hongo: (Helen 2005.)
1. adhesión al tegumento
2. germinación de las conidias
3. Penetración por la cutícula
4. Multiplicación en el hemocele
5. Producción de toxinas
6. Muerte del insecto
7. Colonización
8. Emergencia del micelio
9. Esporulación del hongo
10. Diseminación
Los hongos ingresan al cuerpo del insecto a través de la cutícula, de los hongos que pueden
encontrarse en un insecto muerto, deben diferenciarse los hongos saprófagos que invaden el
41
cuerpo del insecto después que éste ha muerto, y los hongos entomófagos que infectan a los
insectos vivos provocándoles micosis.
Entre los hongos más importantes esta el orden de los Entomophthorales que son patógenos de
insectos. La rápida propagación de la enfermedad se debe a la formación y dispersión de
conidias entre los segmentos del cuerpo del insecto. El género principal Entomophthora infecta
a ortópteros, lepidópteros, hemípteros, homópteros y otros.
En la costa central, en otoño y primavera, con una humedad que oscila entre 80 y 100% se
presentan en áfidos enfermedades por efecto de un hongo del género Entomophthora
(Beingolea 1985).
Dentro de los Ascomicetos destaca el género Cordyceps por su gran tamaño y la forma notoria
en que emerge del cuerpo del insecto. Las especies de Sphaerostilbe(de fructificación rojiza);
Nectria( de fructificación rosada); Podonectria (de fructificación blanca); Myriangium, entre
otras infectan a las queresas diaspididas. Las especies de Aschersonia y Aegerita atacan a
moscas blancas.
Entre los Deuteromicetos se encuentran los hongos que causan las llamadas "muscardinas" en
las que el hongo cubre totalmente el cuerpo del insecto en estado larval, pupal o adulto. El
género Beauveria causa las muscardinas blancas; se le ha registrado en diversos insectos como
el arrebiatado del algodonero, el barreno del café, el cogollero del maíz, y el gorgojo de los
Andes. En la costa y selva del Perú se presenta B. bassiana y en la sierra B. brogniartii.
Otros géneros de este grupo son Metarhizium, Spicaria, Acrostalagmus, Cladosporium y
Stemphylium.
Vertícillium lecanii infecta al pulgón Aphis gossypii y moscas blanca.
42
Figura 11.Ciclo biológico de los entomopatógenos
3.6. Bacterias:
Los insectos normalmente contienen un gran número de bacterias: saprofitas, parasitas; y
simbióticas.
Ocasionalmente se presentan bacterias patógenas que son capaces de ocasionar enfermedades
especialmente en larvas que se vuelven lentas, dejan de aumentarse y expulsan una sustancia
liquida por la boca y el ano. Al morir se vuelven oscuras y negras, blandas, con los tejidos
internos transformados en una masa viscosa, contenida dentro de la piel (Wightman 1991).
Las bacterias esporógenas, resisten a las condiciones adversas, son las más favorables. Las
bacterias no esporógenas, aunque pueden ser muy patógenos, son muy susceptibles a la
desecación.
Un primer caso extraordinario de utilización exitosa de las bacterias fue la introducción del
Bacillus popilliae y B. lentimorbus contra el escarabajo japonés Popillia japónica en los Estados
Unidos. Estos gérmenes causan la"enfermedad lechosa" de las larvas subterráneas del
escarabajo, se llenan de bacilos esporulados que pueden mantenerse infectivos por más de cinco
años.
43
Ningún patógeno ha recibido tanta atención como el Bacillus thuringiensis Berliner. Después de
haberse perfeccionado los métodos de su cultivo masal y haberse desarrollado diversas razas
biológicas La orientación en su uso, está más relacionada con el uso de los insecticidas que con
el desarrollo de la enfermedad. En realidad el efecto de la bacteria se debe a uno o dos cristales
(endotoxinas) que se forman dentro de las esporas y que resultan tóxicos particularmente para
las larvas de lepidópteros.
Para ser infectadas, las orugas deben ingerir las bacterias junto con su alimento, en este sentido
guarda algunas características con los insecticidas de ingestión. Una vez aplicado, su eficiencia
es mayor en los primeros días y es gradualmente reducida después de los siete días
(Sarmiento y Razuri 1978).
Se ha perfeccionado la calidad tóxica del B. thuringiensis habiéndose identificado razas de
mayor toxicidad para ciertos grupos de insectos:
B.t. var. aizawai para la polilla de la cera en colmenas.
B.t. var israelensis, para zancudos y mosquitos.
B.t. var. kurstaki y B.t., var morrisoni para las larvas de lepidópteros.
B.t. var. tenebrionis para coleópteros.
Una manera de utilizar las endotoxinas de B. thuringiensis es inducir, por medio de la ingeniería
genética, que la planta produzca su propia toxina y de esta manera quede protegida contra las
plagas. Hay dudas sobre esta tecnología pues se han registrado casos de desarrollo de resistencia
a las endo-toxinas como resultado del uso frecuente de B. thuringiensis (Wightman 1991).
44
3.7. Virus:
Ciertos insectos (larvas de lepidópteros y larvas de himenópteros fitófagos) son ocasionalmente
atacados en forma intensa por los virus. Las larvas infectadas se vuelven lentas, dejan de
alimentarse y se paralizan. En la mayoría de los casos, el integumento se vuelve blando y de
color marrón o negro, los tejidos internos se deshacen, quedando la larva como una bolsa de
líquido. Las larvas quedan con la cabeza hacia abajo permaneciendo sujetas por las patas
posteriores, el cuerpo se vuelve blando y entra en putrefacción. En otros casos la larva se vuelve
simplemente opaca.
Las infecciones virósicas pueden ser introducidas accidentalmente en los laboratorios, con larvas
aparentemente sanas recolectadas en el campo, y causar grandes mortalidades en el laboratorio.
Al contrario, un virus que resulta muy efectivo en el laboratorio puede no dar buenos resultados
en el campo. Los virus pueden estar latente y ser transmitido por varias generaciones antes de
que se desarrolle una enfermedad favorecida posiblemente por condiciones climatológicas,
alimenticias, fisiológicas o de otra naturaleza.
Los virus que atacan a los insectos pertenecen a siete familias: baculovirus, reovirus, poxivirus,
iridovirus, parvovirus, rhabdovirus y picornavirus (Faulkner y Boucias 1985).
Los baculovirus son los más comunes y se dividen en dos grupos principales: Virus de la
poliedrosis nuclear y virus de la granulosis que son las enfermedades más comunes y mortíferas
por lo que han sido motivo para su utilización en el campo (Tañada 1959).
Los insectos atacados por virus de la poliedrosis:
Presentan en sus células cuerpos flexibles de forma poliédrica irregular de hasta 15 u. Los virus
son ingeridos e inician la infección en las células epiteliales del intestino medio en donde se
multiplican y pasan al hemocele y otros tejidos. Los virus permanecen infectivos por períodos
variables según las condiciones de almacenamiento; generalmente no más de dos años sin
refrigeración
45
Se han obtenido buenos resultados en el control de la oruga de la alfalfa de California Colias
philodice eurytheme; el gusano de la col Pieris spp y Anticarsia en soya. Se comercializa en los
Estados Unidos, un virus contra el perforador de las bellotas del algodonero y mazorca del maíz,
Heliothis virescens y H. zea (Lewis y Rollinson 1978).
Los insectos atacados por granulosis:
Presentan en sus células cuerpos granulosos de 0.2 y 0.5 u, especialmente visibles en el
citoplasma de las células del cuerpo graso de las larvas de lepidópteros.Los virus pueden ser
multiplicados en el laboratorio criando el hospedero e infectándolo. En un individuo se
multiplica de 1,000 a 10,000 veces la cantidad de virus requerida para la infección. Se han
registrado casos de éxito con virus de granulosis en el gusano de la col Pieris brasicae, y
algunas otras orugas (CIP 1992).
46
CAPÍTULO IV
CENTROS DE CRIANZA DE INSECTOS BENÉFICOS
4.1. Lugares de crianza en el Perú
En los siguientes cuadros resume los principales lugares de crianza de especies benéficas de
insectos y organismos benéficos en todo el País.
Cuadro 5. Relación de convenios de producción y promoción de control biológico de la
SDCB-Lima
CONVENIO SITUACION DEL CONVENIO
INSTITUCION Y/O EMPRESA UBICACIÓNFECHA DE
INICIOFECHA DE TERMINO
SITUACION
TUMBES
SENASA-TUMBES
1Instituto Superior Tecnologico"24de Julio" Junio del
2011Vigente
PIURA
SENASA PIURA
2 Asociación del Chira. –Mallares 01/02/2011 Vigente
3Limones Piuranos S.A.C 30/04/2010 En trámite
renovación4 Ecoacuicola S.A.C 15/03/2010 Concluyo5 Sociedad Agrícola Saturno S.A 15/02/2009 15/02/2010 Concluyo
ANCASH
SENASA-ANCASH
6 ISTE Virgen de Guadalupe-Nepeña Nepeña7 Asociación de Productores de Casma Casma 19/02/2010 Concluyo8 ISTE " Agustín Haya La Torre" – SIHUAS Sihuas 27/01/2010 Concluyo9 ISTP "San Pedro " Corongo 07/01/2010 Concluyo10 ISTP "Chacas" Chacas 12/05/2012 Vigente
11Instituto Superior Narciso Villanueva Manzo
Pallasca 17/08/2010Concluyo
LA LIBERTAD
SENASA-LA LIBERTAD
12BIOPERÚ S.A.C Viru 21/09/2007 21/09/2009 En trámite de
renovaciónLaredo
13Agricola Vallesol SAC ( EX EMPRESA AGRÍCOLA BARRAZA S.A.)
28/10/2009 28/10/2010 Vigente
14 Bioinsumos Agricolas SAC (BIOINSA) Trujillo 16/11/2011 Vigente
15 PE Chavimochic Viru 13/09/2007 13/09/2009 En tramite
47
renovación
16Sol del Valle Agrícola SAC Casa
grande15/12/2008 15/12/2009 En trámite
renovación17 Agrícola BPM Viru 04/07/2008 04/07/2010 Concluyo18 Bioseguridad de Cultivos SAC Trujillo 28/01/2011 Vigente
19Laboratorio de Agentes de Biocontrol Agrícola S.A.C
Trujillo 10/03/2009 10/03/2010 En trámite renovación
20Sociedad Agrícola Viru S.A
30/03/2009 30/03/2010 En trámite renovación
21 AGROBIOL V & R SAC 22/04/2011 Vigente22 EPYCAB SRL 12/04/2011 Vigente
23Corporación Peruana de Manejos Biológicos SAC ( ex K & M BIOL SAC)
Trujillo 31/03/2009 31/03/2010 En trámite renovación
24Solagro SAC. Larco 03/04/2008 03/04/2010 En trámite
renovación
25BIOCONTROL. Abanto Machuca Jesús Viru 05/12/2008 05/12/2009 En trámite
renovación
26Universidad Privada Antenor Orrego (UPAO)
Laredo 04/09/2006 04/09/2008 Renovación
27 Municipalidad Distrital de Cao
28
Empresa Agrícola Sintuco (Se fusiono a un solo convenio con grupo gloria, quedando no vigentes los convenios con casa grande y cartavio)
Chocope 01/092009 01/09/2010 Vencido
Fuente: Sub Dirección de Control Biológico SENASA – Lima, 2011
Cuadro 6. Relación de Convenios de Producción y Promoción de Control Biológico de la
SDCB-Lima
LAMBAYEQUE UBICACIÓNFECHA DE
INICIOFECHA DE TERMINO
SITUACION
SENASA- LAMBAYEQUE
29Procesadora S.A.C Mochumi 30/05/200
830/05/2009 Concluyo
30Agrícola San Juan SA Chongoyape 08/03/200
908/03/2010 Vigente
31Agro MIP SAC 23/06/200
923/06/2010 Vigente
32
INIA-EE Vista Florida 18/09/2007
18/09/2008 Culminado (En
revisión)
33 Agrícola Cerro Prieto SACPampas de
Mucupe2010 Vigente
34 Lab. Biotec y CIP-UNPRG 12/11/200 12/112009 Vigente
48
835 ONG NED RED RURAL INKAHUASI 15/07/2010 Vigente36 Proyecto Especial Olmos Tinajones 31/08/2010 Vigente
37PSI – Asociación de Productores de palto (APALA) - Pítipo
30/06/2010 Vigente
38FAG – UNPRG – AGRORURAL – INST YATRAYHUASI
30/10/2010 Vigente
LIMA CALLAO
SENASA LIMA CALLAO
39Agrícola Poseidon S. A Lima -
Pucusana24/08/201
0Vigente
40Fundo Santa Patricia S. A. Huaral 21/12/201
031/12/2011 Vigente
41Ecocontrol SRL Lima -
Vitarte08/09/200
808/09/2009 Vencido
42Fundo Santa Rosita SAC Huaura -
Irrig. Sta Rosa
03/09/2008
03/09/2009 Vencido
43Agroindustrial Paramonga S. A. A. – AIPSAA
Barranca - Paramonga
10/09/2010
31/05/2011 Vigente
44Eco Benéficos EIRL Lima -
Breña20/02/201
020/02/2011 Vigente
45PBA Lima - 20/01/201
020/01/2011 Vigente
46Agrocontrol Asociados SAC Huaura -
Irrig. Sta Rosa
15/06/2010
15/06/2011 Vigente
47Agropecuaria Pamajosa SAC Huaura -
Irrig. Sta Rosa
05/03/2010
05/03/2011 Vigente
48Fruits & Life SAC Huaura -
Irrig. Sta Rosa
21/12/2009
21/12/2010 Vigente
49Vivero Arona San Luis de
Cañete06/10/200
906/10/2010 Vigente
50Instituto Superior Tecnológico Huando - ISTH.
Huaral - Huando
02/02/2010
02/02/2011 Vigente
51Universidad Católica Sede Sapientiae – UCSS
Huacho 09/02/2009
09/02/2011 Vigente
52Promotora de Obras Sociales y de Instrucción Popular - PROSIP.
Cañete - San Vicente
11/02/2009
11/02/2011 Vigente
53Asociación de Productores Fruticultores del Valle Collo - APFCV
Canta - Arahuay.
09/03/2009
09/03/2011 Vigente
54Centro de Educación Técnico Productivo CETPRO - Sayan
Huaura - Sayan
11/05/2009
11/05/2011 Vigente
55 Asociación de productores de Palto y 12/01/201 12/01/2012 Vigente
49
Cultivos afines "Santa Rosalia" - APROPAL – SR
0
56Municipalidad Distrital Santa Rosa de Quives
Canta - Yangas
06/07/2009
06/07/2011 Vigente
57Universidad Nacional Mayor de San Marcos – UNMSM
Lima. 21/12/2009
21/12/2011 Vigente
58PROHVILLA (Pantanos de Villa) 18/03/200
918/03/2011 Vigente
59Patronato de Parque de las leyendas Lima. 15/07/200
915/07/2011 Vigente
60Asesoría y Entrenamiento en Control Biológico SRL - AECB SRL
Lima 30/12/2010
Vigente
ICASENASA – ICA
61 AGROKASA Ica 31/07/2010 En tramite
62EURO S.A Ica 30/10/2009 Por
renovasrse
63BIOAGRO Ica 30/04/2009 Por
renovasrse64 COEXA S.A Ica 2010 En tramite
65COBISA EIRL marzo.
2011Vigente
66Complejo Agroindustrial Beta S. A Chincha
Alta30/08/2009 Por
renovarse67 AGRÍCOLA ALAMEIN Ica 30/04/2010 En tramite68 Proagro EIRL Ica 30/04/2009 En tramite
69Rosas Ingenieros Asociados E. I. R. L Chincha
Alta30/04/2010 En tramite
70ROJAS INSECTARIO E. I. R. L Chincha
Alta30/01/2010 En tramite
71 Cia. AgroInd. Lanchas – CALSA 31/08/2009 En tramiteGAP DEL PERU S. R. L – GAPERU Ica En tramite
72Instituto S. Nazca 30/10/2009 Por
renovarse
73El Rosario 30/04/2009 Por
renovarse74 OLIPERU S.A.C Ica En tramite
AREQUIPA
SENASA AREQUIPA
75 EPSA Las Avispas Camana 28/02/2011 Vigente
76Virgen de Chapi CORIRE
Valle de Majes
28/02/2001 Vigente
77CIPROBIDA
Bella Unión
28/02/2011 Vigente
78 El Canto - Cocachacra Valle de Tambo Cocachacra Valle de
14/01/2011 Vigente
50
Tambo79 APROSAD 28/02/2011 Vigente
80INAGROP Irrigación
Majes14/01/2011 Vigente
81 NOVAGRI Arenal 30/08/2010 ConcluyoFuente: Sub Dirección de Control Biológico SENASA – Lima, 2011
Cuadro 7. Relación de convenios de producción y promoción de control biológico de la
SDCB-Lima
CAJAMARCA UBICACIÓNFECHA DE
INICIOFECHA DE TERMINO
SITUACION
SENASA CAJAMARCA
82Proyecto Especial Jequetepeque - Zaña – PEJEZA
31/12/2010 Vigente
HUÁNUCOSENASA HUÁNUCO
83 Lab. Muni. De Molino 22/07/2009
84Universidad Nacional Hermilio Valdizan – Huánuco
10/08/2009
JUNÍNSENASA JUNÍN
85Estación INIA Sta Ana –Hyo
Vencido se Renovara en 2010
SAN MARTÍNSENASA SAN MARTÍN
86Estación experimental " el Porvenir" – INIA
03/03/2011 Vigente
87 Palmas del Espino Vencido88 Proyecto Especial Alto Mayo Moyobamba 31/05/2010 Concluyo89 Universidad Nacional de San Martin Tarapoto 31/01/2009 Concluyo
90Asoc. De Prod. Agrop. Defensores de la ecología y MA
Tarapoto 30/11/2010 Vigente
AMAZONAS0
HUANCAVELICASENASA HUANCAVELICA
91Acobamba No registra Vencido no se ha
renovado
92Colcabamba No registra Vencido no se ha
renovadoAYACUCHO
SENASA AYACUCHO
93Asociación Regional de Productores Orgánicos de Ayacucho (ARPOA)
31/07/2011 Convenio en tramite
94 Instituto Superior Tecnológico Publico 31/072011 Convenio en
51
de Churcampa tramiteCUZCO
SENASA CUZCO
95
Municipalidad Distrital de Maranura Se entregó los oficios
correspondientes y borradores de
convenio
96Cooperativa Agraria Cafetalera Santa
Ana
Se entregó los oficios
correspondientes y borradores de
convenio
97Facultad de Agronomía Tropical –
UNSAAC
Se entregó los oficios
correspondientes y borradores de
convenioAPURIMAC
SENASA APURIMAC
98 UTEA Apurímac 15/04/2009 15/04/2010 Vigente99 Municipalidad Santa María de Chicmo 06/08/2011 Vigente
PUNOSENASA PUNO
100Instituto Superior Tecnológico Publico de Cabanillas
04/01/2010 En tramite
101Universidad Nacional del Altiplano – UNA
En trámite
102 Municipalidad Distrital de Yanuahuaya 06/05/2010 En tramite103 MADRE DE DIOS
SENASA MADRE DE DIOS
104Asociación de Productores Agropecuarios defensores de la Ecología y medio Ambiente APADEMA
may-10 Vigente
105 Proyecto Especial Alto Mayo PEAM nov-10 VigenteUCAYALI
SENASA UCAYALI
106 SEMPERU SELVA may-12 Vigente
107Instituto Superior Tecnológico "MASISEA" "
28/04/2012 Vigente
108 BOSQUES AMAZÓNICOS S. A. C. Pucallpa 10/02/2011 Vigente
109Servicios y Negocios Amazónicos S. A –SERNASA
Pucallpa 28/02/2011 En trámite
110 ECOTRAD S. A. C Pucallpa 11/02/2011 En trámiteLORETO
SENASA LORETO
52
PASCOSENASA PASCO
TACNASENASA TACNA
111Empresa Conservation of Enviromental Group COEG S.C.R.L
Tacna 07/09/2010 Vencido
112Instituto Superior Tecnológico Partucular " Centro de Formación Agrícola Tacna" ISTP- CFAT
Tacna 21/10/2010 Vigente
113 Carlos Mostacero Neira Tacna 12/10/2010 Vigente
114Universidad Nacional Jorgue Basadre Grohmann-INPREX
Tacna 15/02/2010 Vencido
MOQUEGUASENASA MOQUEGUA
115 Laboratorio de Control Biológico "El Algarrobal" - Valle de Ilo
Valle de Ilo-Provincia de
Ilo 31/12/2008En tramite de renovación
Fuente: Sub Dirección de Control Biológico SENASA – Lima, 2011
Convenios de promociónConvenios de producción microorganismosConvenio producción de insectosConvenio producción insectos y microorganismos
(1) Convenio de Producción (Con materiales)(2) Convenio de Producción (Sin materiales)
4.2. Formas y métodos de reproducción:
Crianzas realizadas en la Sub dirección de Control biológico (SDCB) SENASA – Lima:
Insectos benéficos:
Crianza de Trichogramma spp en la Sub Direccion de Control Biologico Lima -Perú
Según (WHU 2009)
a. Crianza de Sitotroga cerealella Oliver
53
1. Substrato:
Como substrato para la crianza de S. cerealella se emplea trigo blando o semi-duro,
cebada o sorgo.
2. Tratamiento al substrato:
El substrato se somete a dos tipos de tratamientos:
- Químico con fumigante:
Se realiza en un cuarto de fumigación o en baldes plásticos con tapa hermética, la
fumigación dura 4 a 5 días, luego airear el substrato durante 3 o 4 días antes de usarlo.
- Hidrotérmico (agua caliente):
Poner agua al fuego en un recipiente grande y cuando el agua este hirviendo se
sumerge durante 3 minutos el trigo colocado en una malla, procurando que se
humedezca completamente
Figura 12. Tratamiento de substrato con veneno. (Fuente SDCB)
3. Secado al medio ambiente:
Después del tratamiento hidrotérmico, el trigo debe secarse bien antes de colocarlo en las
bandejas para la infestación; porque de lo contrario se corre el riesgo de que le aparezcan
hongos.
4. Tratamiento a los huevecillos:
54
Los huevecillos de S. cerealella que van a servir para la infestación, deben someterse a
un tratamiento de desinfección, que consiste en preparar una solución con un acaricida,
sumergirlos durante 1 o 2 minutos, se cuelan y se hace secar sobre papel toalla. Luego
pasan por un tamiz hasta quedar como polvillo.
Figura 13. Huevecillos de S. cerealella después de tratamiento. (Fuente SDCB)
5. Infestación:
Para la infestación se emplea como mínimo 1 gramo de huevecillos por kilogramo de
substrato. Esta se puede hacer por capas, colocando una capa de substrato y sobre ella
una parte de los huevecillos y así sucesivamente por 2 ó 3 capas. También se puede
colocar todo el substrato en la bandeja y encima se esparcen todos los huevecillos y con
los dedos se procura que estos penetren en el substrato. El tiempo de infestación al trigo
dura de 25 a 30 días.
55
Figura 14. Forma de infestación con huevos de S. cerealella al trigo tratado. (Fuente Lab.
C.B - La unión Piura)
6. Armado de gabinetes:
Cuando las polillas empiezan a emerger se procede a colocar el trigo en los bastidores
que van dentro de los gabinetes de crianza, a razón de 1.5 kg. de trigo por bastidor, en
donde se mantendrá por espacio de 40 días produciendo S. cerealella.
Figura 15. Armado de gabinetes para crianza de S. cerealella.( Fuente: SDCB- SENASA
- Lima)
56
Figura 16. Bastidores metálicos que se colocan dentro de los gabinetes y que contendrán
el trigo infestado con la polilla S. cerealella. (Fuente: Lab. De C.B- La unión-
Piura).
7. Cambio de frascos de recuperación de polillas:
Diariamente se procederá al cambio de frascos de recuperación de polillas y se tendrá
cuidado de observar la presencia de polillas muertas, lo cual será un indicio de la
presencia del ácaro Pyemotes ventricosus
Figura 17. Frascos con polillas adultas de S. cerealella de los que sacan de los gabinetes
de producción para obtener sus huevos. (Fuente: Lab. de C.B- La unión -
Piura).
8. Colado de huevos:
Consiste en recuperar los huevecillos de las polillas de los frascos, mediante un tamizado
sobre una bandeja y luego limpiarlos cuidadosamente para que queden libres de
impurezas. Debe realizarse diariamente para obtener huevecillos frescos, los cuales son
destinados a la parasitación. Cuando los huevecillos están maduros de un color
anaranjado serán utilizados para la infestación de trigo.
57
Figura 18. Proceso de colado de huevos de polilla S. cerealella. Fuente: Lab. De C.B- La
Unión - Piura).
9. Marcado de cartulina:
La cartulina donde son pegados los huevecillos de S. cerealella para su parasitación se
marca en pulgadas cuadradas, esto se hace para facilitar la venta y distribución del
material; habiéndose calculado que por cada pulgada cuadrada vamos a obtener un
aproximado de 3,000 huevecillos pegados y una emergencia de 2,800 avispitas de
Trichogramma.
10. Pegado de huevecillos:
Para el pegado de los huevecillos se emplea goma líquida transparente diluida en agua en
la proporción de 1:1. Se distribuye con una esponja sobre la cartulina. Luego, con la
ayuda de un tamiz se esparcen los huevecillos sobre toda el área engomada, se sacude la
cartulina para retirar el exceso de huevecillos; se deja secar por espacio de 15 a 20
minutos antes de proceder a colocarlos en los frascos de parasitación.
11. Conservación en refrigeración:
Los huevos de S. cerealella se pueden conservar en refrigeración a una temperatura de 8
°C por un lapso de 8 a 10 días; pasado ese tiempo se debe tener en cuenta que a mayor
tiempo de refrigeración menor será su viabilidad. Los huevos destinados para la crianza
de crisopas deben ser congelados a 0° C a los 7 días de estar en refrigeración.
58
b. Crianza del parasitoide Trichogramma spp.
1. Parasitación:
Se coloca en un frasco una cantidad de huevos parasitados y se espera la emergencia de
las avispas, cuando se observa un 30% de emergencia de adultos se colocan los huevos
frescos de S. cerealella que han sido pegados en una cartulina marcada por pulgadas
cuadradas, en la proporción de 4 a 5 pulgadas cuadradas de huevos sin parasitar por cada
pulgada cuadrada de huevos parasitados.
Figura 19. Huevos de la polilla S. cerealella
Figura 20. Vista de la emergencia de Trichogramma spp de un huevo de S. cerealella
parasitado
59
2. Tiempo de parasitación:
El tiempo que dura la parasitación es de 4 a 5 días en verano y de 6 a 7 días en invierno.
Figura 21. Frascos con cartulina de huevos de S. cerealella en sus fases de parasitación.
3. Deslarvado:
Transcurrido el tiempo de parasitación y cuando ya las avispas están muertas se procede
a retirar del frasco las cartulinas con los huevos recientemente parasitados y se colocan
en una rejilla sobre una bandeja con agua, esto se hace con la finalidad de que las larvas
de los huevos que no fueron parasitados caigan al agua y que en la cartulina sólo queden
los huevos parasitados por Trichogramma.
4. Conservación en refrigeración:
Los huevos parasitados se pueden conservar en refrigeración hasta por 15 días a una
temperatura de 7 a 8 °C, al cabo de los cuales empieza a disminuir la emergencia de las
avispitas.
Crianza de predadores en la Sub Direccion de Control Biologico Lima -Perú
Según (WHU 2009)
c. Crianza masiva de crisopas. Según (WHU 2010).
1. Unidad de crianza de larvas:
60
Se emplea tapers de plástico rectangulares N° 5 a los cuales se le corta la tapa en el
centro en forma de rectángulo dejando 3 cm de borde y se reemplaza con un pedazo de
organza pegado con terokal para ventilar el recipiente.
Como sustrato para la crianza de larvas se utiliza cartón corrugado o cartulina.
El cartón se coloca en capas en forma paralela una con respecto a la otra, dentro del
taper. Colocar los 1000 huevos de crisopas mezclados con 5 gramos de huevos
congelados de S. cerealella, tapar y colocar fecha de instalación.
Después de 7 días de emergidas las larvitas se procederá a agregarles nuevo alimento, La
frecuencia y cantidad de alimento dependerá del consumo de estas. Cuando las larvitas
están en el tercer estadio se procede a retirar el alimento consumido para cambiarlo.
Transcurridos unos 15 a 20 días empezarán a empupar, para retirar los cocones se deben
humedecer los cartones y dejarlo por unos minutos para aflojar la goma del cartón, luego
es fácil separar una de las capas del cartón dejando expuestos los cocones, los cuales se
pueden retirar.
Figura 22. Instalación de crianza de crisopas en tapers y cartones con huevos de S.
cerealella
2. Alimentación de las larvas:
El alimento de las larvas consiste en huevos de S. cerealella congelados por un mínimo
de 24 horas, se les proporciona esparciéndolos entre las capas de cartón. El alimento se
les proporciona cada 1 ó 2 días hasta que lleguen a empupar.
61
Figura 23. Crisopas alimentándose con huevos de S. cerealella
3. Obtención de adultos:
Una vez formados los cocones se procede a retirarlos de los cartones y a colocarlos en
unas bandejitas; los cocones van a los cubos de oviposicion donde emergen los adultos,
se aparean y posteriormente van a colocar sus huevos. Durante esta etapa se les debe
proporcionar alimento y agua.
Figura 24. Cocones cosechados de Chrysoperla externa
62
4. Unidades de oviposición:
Para la oviposición se pueden utilizar baldes de plástico transparente de un galón de
capacidad o cubos de madera.
Oviposición en cubos: En este caso se utilizan cubos de 80 cm de lado, consistentes en
armazones de madera cubiertas en 3 de sus lados por una malla de tela que impide la
salida de las crisopas. La parte superior del cubo queda libre para colocar papel el cual
se sujeta con un bastidor; en este papel colocarán sus huevos. En otro de los lados del
cubo se coloca una manga de tela por donde se efectua la labor de alimentación de los
adultos, así como de la limpieza de la unidad.
En estos cubos se colocan alrededor de 800 crisopas, y el cambio de papel cosechando
los huevos se debe hacer diario.
Se retira el papel kraft conteniendo los huevos de las crisopas, se separan para el empleo
de reciclaje, y otros son conservados en refrigeración hasta por 7 días a 8 °C.
Figura 25. Cubos de madera donde emergen, copulan y ovipositan las crisopas adultas
63
5. Alimentación de los adultos:
El alimento de los adultos consiste en mezclar 1/2 cucharadita de polen, 5 cucharadas
de miel de abejas, 5 cucharadas de agua y 10 cucharadas de levadura de cerveza en polvo
para formar una pasta ligeramente espesa, también se les suministra agua en un algodón
o esponja colocada sobre la tapa. El alimento y el agua se les deben suministrar
diariamente.
Figura 26. Alimentación de crisopas con dieta en reglas de plástico
d. Crianza de Orius insidiosus Según (WHU 2009).
1. Recojo de posturas:
Se utiliza taper rectangular No 5, aquí se colocan huevos de Sitotroga cerealella, papel
cortado y esquejes de camote (tallo con hojas), se colocan un numero de 500 individuos
adultos de Orius insidiosus, la finalidad de colocar esquejes es brindar agua a los insectos
adultos y para que las hembras ovipositen sus huevos en los tallos; el papel cortado tiene
por finalidad absorver la humedad.
El alimento se cambia interdiario los días lunes, miércoles y viernes.
64
Figura 27. Esquejes de camote en donde oviposita Orius insidiosus para el recojo de
posturas
2. Instalación:
Dentro de un taper rectangular No 5 se colocan aproximadamente 14 esquejes de
camote, 1500 huevos de Orius insidiosus obtenidos del recojo de las posturas, además
papel cortado y aprox 5g de huevos de presa ( 3g de S cerealella y 2g de Ephestia
cuniella ), luego con papel kraft se sella el taper.
Figura 28. Esquejes de camote para proporcionar agua a Orius insidiosus
65
3. Cambio de papel:
Después de 7 días se realiza el cambio de tapa con la finalidad de proporcionar alimento
y H2O a los insectos.
Encontramos ninfas del 2-3 estadio.
Figura 29. Cambio de papel kraft para proporcionar alimento y agua a Orius insidiosus
4. Cosecha para reciclaje
Los insectos en estadio ninfal 2 y 3 pasan a ventas inmediatamente y la otra proporción
van a reciclaje, es decir seguirán en los tapers creciendo para seguir el proceso de
reproducción.
Figura 30. Adultos de Orius insidiosus que van a ventas y reciclaje
El costo de 1000 individuos es de S/. 37.50
66
Desde la oviposición hasta la eclosión son 4 días, de ninfa a adulto 9 días y de huevo a
adulto 15 días.
Crianza de la especie Galleria melonella para la producción de nemátodos
entomopatógenos en la Sub Direccion de Control Biológico Lima -Perú
Según (WHU 2009)
e. Crianza de Galleria melonella:
1. Recuperación de posturas:
Sobre la tapa del taper se coloca un pedazo de papel kraft de forma circular donde las
polillas adultas van ovipositando sus huevos a través de la tela con rejilla que posee dicha
tapa, estas posturas se cosechan dejando un día (lunes-miércoles-viernes), por un periodo
de 10 días.
Figura 31. Huevos de Galleria melonella sobre papel Kraft
2. Instalación:
Los huevos que fueron retirados de los tapers son colocados en un nuevo taper mas
pequeño que el anterior dentro y sobre la dieta que se ha preparado para las polillas,
luego este envase se sella con papel kraft pegándolo a manera de tapa para evitar el
escape de larvas.
3. Cambio de tapa:
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Las larvas van emergiendo, al cabo de 7 días, se cambia la tapa con la finalidad de
incrementar el oxigeno en el recipiente; para identificar el cambio de tapa las larvitas
deben de tener aprox. 1cm de longitud. Hay que tener en cuenta en sacar los papeles
donde estaban los huevos impregnados.
4. Cambio de tapers:
Después de 7 días que se ha cambiado la tapa se realiza el cambio de tapers, que consiste
en separar en dos partes el sustrato del primer taper, cada mitad se coloca en dos nuevos
tapers anchos y grandes, las tapas deben estar agujereadas en donde se coloca mallas
para una adecuada aeración, además se le agrega a cada taper nuevo una porción de dieta
recién preparada en una cantidad que compense para el crecimiento larval.
5. Desarrollo larval:
Las larvas van desarrollándose por un periodo de 7 días más, para nuevamente separarlos
en tapers diferentes y sustratos con dieta nueva.
Después de 14 días del cambio de tapers, se hace la última división de los tapers, no
olvidar que por cada taper viejo se obtendrá 2 nuevos con sus respectivas larvas.
Figura 32. Larvas de G. melonella antes de empupar
6. Recuperación de pupas:
Finalmente cuando los insectos han completado su estado larval se coloca dentro del
taper además de dieta trozos de papel la cual es un medio para que las larvas suban a la
parte superior del taper y puedan empupar, luego estas pupas son recogidas y colocadas
en otro taper en donde van a salir los adultos y así seguir su ciclo biológico.
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Figura 33. Pupas de G. melonella en la parte superior del envase
Figura 34. Pasos para la obtención de G. melonella
La dieta para las larvas de G. melonella consta de los siguientes ingredientes y
proporciones:
Parte sólida:
- comida para perro…….... 2
- afrecho……….……..….. 4
Parte líquida:
- miel de abeja………….…2
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Otros organismos benéficos: Según (WHU 2010).
a. Hongos:
El insecto muerto con posible agente entomopatógeno procedente de campo es llevado al
laboratorio, es colocado en una cámara húmeda para la esporulación del hongo,
colocándolo en una incubadora a una temperatura de 24 a 27 ºC por un tiempo de 8 a 10
días.
Una vez que el hongo ha crecido se procede a identificarlo haciendo uso del microscopio
con ayuda libros y folletos que poseen claves taxonómicas.
Aislamos el hongo en medio PDA (papa-dextrosa-agar) para un crecimiento puro, una
vez que ha completado su desarrollo lo conservamos en envases pequeños o en tubos de
ensayo con medio de cultivo ya sea para la producción masiva del entomopatógeno o
para su respectiva venta a instituciones, productores o laboratorios interesados.
Producción en masa:
De la muestra conservada se extrae un diminuto pedazo de medio conteniendo al hongo,
este se coloca en un matraz que contiene solo PD (papa y dextrosa), se deja en agitación
sobre un instrumento llamado “shaker” por un periodo de 3 a 4 días. de esta solución se
preparara la producción en masa de hongos entomopatógenos.
El sustrato a utilizar en la producción del hongo es el arroz previamente esterilizado en
autoclave por 40 minutos a una temperatura de 121 ºC y con una presión de 15 lb.; para
un kilogramo de arroz se necesita 30ml. de medio preparado y 500 ml de agua destilada.
Cuando ya están mezclados son llevados a los anaqueles en los estantes dentro de bolsas
plásticas para la germinación del hongo por un periodo de 2 días con una temperatura
que oscila entre 25 a 27 ºC.
Transcurrido los 2 días estas bolsas plásticas se abren y el contenido es expandido en
tinas de plástico o sobre bolsas gruesas dejándolas allí por un periodo de 5 a 8 días, en
esta fase la concentración de esporas se incrementa; por último el preparado va a la sala
de cosecha y empaquetado donde se tamiza el sustrato solo para obtener esporas, se
muele el sustrato para su venta, y se pesa para su posterior empaquetamiento. El precio
actual es de s/. 13.00 por 800 g.
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Parámetros de calidad:
- Concentración de esporas ≥ 109conidias /ml
- Porcentaje de germinación ( viabilidad del hongo) ≥ 90 %
- Pureza: 90 - 100 %
Especies en alta producción:
- Beauveria bassiana, para la “broca”
- Lecanicillium lecanii, para mosca blanca
- Metarhizium anisopliae, para gorgojo negro del plátano
- Isaria fumosorosea, para otras moscas blancas
Especies en baja producción:
- Pochonia chlamidosporia, para huevos de nematodos
- Isaria farinosa , para mosca blanca
- Hirsutella thompsoni, para ácaros
- Beauveria brogniartii, para gorgojo de los andes
Figura 35. Secuencia de producción de entomopatógenos
b. Nematodos:
Para criar nematodos es necesario contar con un hospedero, se utiliza larvas del
lepidóptero del género Galleria que viene a ser una plaga de las colmenas de las abejas.
Se espolvorea las larvas con una solución de nemátodos que se prepara con agua
destilada y aproximadamente 20 nematodos (lo que hay en un cuadrante de Siracusa). La
inoculación del nemátodo es en el estadio III (estado libre donde busca a sus presas),
71
estos nematodos ingresan a las larvas por la boca, por el ano o por los espiráculos,
después de 48 horas de su ingreso matan a las larvas a través de la bacteria que vive
dentro de su cuerpo en simbiosis .
Se cosechan los nemátodos de las larvas muertas, para esto se colocan en una cámara
húmeda, no es más que un taper rectángulo con una malla por dentro y agua, la cual va a
proporcionar humedad a estos organismos y poder activarlos, así poder cosecharlos, los
nematodos cosechados son colados en una pequeña esponja fina donde luego es sellada
con plástico transparente, esta esponja siempre hay que mantenerla húmeda para
conservar en estado vivo a los nemátodos.
El nemátodo es el Heterorhabditis spp y la bacteria simbiótica es del género
Photorhabdus.
Figura 36. Larvas de G. melonella muertas, en cámara húmeda para la obtención del
nematodo Heterorhabditis spp.
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Figura 37. Conservación del nematodo Heterorhabditis spp en esponjas húmedas.
c. Virus:
Los dos virus utilizados principalmente en la SDCB – SENASA - Lima son de la familia
Baculoviridae con los géneros:
VPN (Virus poliedrosis nuclear), ataca a muchos ordenes de insectos
VG (Virus de la granulosis), ataca solamente a lepidópteros
Para la producción de virus se utiliza larvas de la polilla de la papa (Phthorimaea
operculella) o larvas de lepidóptero Dione juno enfermas traídas de campo, se hace con
estas una solución utilizando 0.2 g larvas de polillas, 1 litro de agua destilada y de 0.3 -
0.5 ml de un dispersante.
En esta solución se vierten discos de huevos de polilla de la papa por un minuto, se
colocan los huevos sobre la papa (amarilla, huayro, peruanita), la papa también tiene que
ser inhibida en la misma solución por un lapso de 2 minutos utilizando una malla que se
usa para tapar botellas de champagne u otra parecida. Dejar secar estas papas a la sombra
luego hay que acomodarlas en bandejas con tapas ventiladas en un lugar oscuro y a una
temperatura de 25 – 27 °C, luego de 15 días retiramos las papas de las bandejas,
cortamos las papas cuidadosamente con un cuchillo, luego sacamos las larvas de la papa
utilizando pequeñas pinzas estas larvas serán utilizadas para preparar el virus en grandes
cantidades.
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Producto en masa:
El producto a producir se llama “Polivirin” (Baculovirus phthorimaea); que necesita lo
siguiente:
- 0.4 a 0.5 g de larvas enfermas (molidas)
- 1 lt. de agua destilada
- 1 kg de silicato de magnesio
- 1ml de dispersante adherente
Estos compuestos se mezclan en un recipiente hasta que quede una masa homogénea,
luego dejamos secar al medio ambiente, una vez que está seco se procede a molerlo
para luego empaquetarlo. Es recomendable utilizarlo en polvo cuando se usa como
semilla vegetativa y para papa en campo como solución viral.
Recomendaciones:
- 5 kg de talco viral se usa para 1 t de papa
- 3 cucharadas de talco viral se usa para 1@
- 125g de talco viral se usa para 25 Kg de tubérculos
Figura 38. Larvas del lepidóptero D. juno utilizadas en la producción de Baculovirus.
74
4.3. Características de ambientes de Reproducción de enemigos naturales
a. Para la crianza insectos benéficos. Según (Batra 1994).
A continuación se presenta la unidad mínima para la iniciación de crianzas y producción
masiva de insectos benéficos.
1. Local:
1.1. Tipo variado: utilizado principalmente para parasitoides y predadores, con una
superficie de 9m2, para trabajar con 5 especies benéficas de insectos. Requiere de
una fuente de luz (fluorescente de 40 w de luz blanca), un caño para el agua de
preferencia ubicada afuera para evitar excesiva humedad e inundaciones.
Las especies que pueden criarse en conjunto son: Metaphycus helvolus,
Coccidexenoides peregrinus, Aphytis roseni, Aphidius smithi y Leptomastidea
abnormis.
1.2. Tipo especifico: destinada a la crianza masiva de la avispita de Trichogramma
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1.3. Tipo mixto: Puede ser un local de dos plantas, la primera destinada para la crianza
de varias especies de insectos y la segunda solo para Trichogramma.
Es Importante tener cerca un invernadero o vivero de plantas hospederas de las
especies plaga, con el fin de tener material fresco y poder liberar lo enemigos
naturales.
2. Mobiliario:
2.1. Jaula de manga: cajas de madera, vidrio y tul. Para obtener enemigos naturales a
partir de material vegetal del campo. Sirve para criar parásitos introducidos y para
aislar todo material indeseable
2.2. Jaula de cría: específicamente para criar especies del género Aphytis
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2.3. Caballetes de madera: Sirve como base para las jaulas de manga, para una buena
comodidad de trabajo.
2.4. Bandejas de madera: Tiene tres usos como depósito de frutos para crecimiento de
hospederos, brotar tubérculos de papa, recipiente de trigo infestado.
2.5. Vitrinas: sirve para acondicionar frascos, bandejas, equipo e instrumental de
laboratorio.
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2.6. Mesa de trabajo: útil para examinar muestras de campo y otros trabajos.
2.7. Basurero metálico: aparte de receptor de desecho sirve para quemar restos
infestados de insectos y ácaros extraños a la crianza.
2.8. Soporte metálico para bandejas: sirve para almacenar bandejas de madera en
forma vertical.
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3. Equipos, materiales e instrumentos fundamentales:
3.1. Cámara negra: Es el más apropiado para el brotamiento de la papa, lugar donde se
efectué la infestación de frutos de la calabaza Citrullus o de tubérculos de papa.
Puede variar de tamaño desde un pequeño frasco de 4 litros hasta el tamaño de una
habitación.
3.2. Frascos: tiene diferentes usos de los cuales podemos citar: frascos de oviposición
de Trichogramma, para aislar insectos recién introducidos, para transportar últimos
estadios de insectos, entren otros.
3.3. Acordeones de cartón o cartulina: se usa para recibir la oviposición de huevos
hospederos de Trichogramma, traslado de avispitas de un lugar a otro.
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3.4. Cajas entomológicas: para realizar colección de insectos
3.5. Jaulas de envió: Para Trichogramma spp, las pupas se levan en cajas con
cartulinas que llevan pegados huevos de Sitotroga parasitados. Para Sympherobius
sp los adultos son llevados en vasos duros descartables y las pupas pegadas en
cartulina dentro de vasos descartables.
3.6. Tubo aspirador o “cazabichos”: útiles para capturar insectos pequeños.
80
3.7. Tocuyo: para cubrirlos diferentes frascos de crianza o frascos para liberación
4. Equipo adicional:
4.1. Lipa 10x: necesaria para hacer identificaciones de insectos pequeños.
4.2. Estereoscopio: fundamental para las disecciones a nivel macroscópico y
evaluaciones de insectos.
4.3. Microscopio plano: útil para montajes de insectos en láminas y determinaciones
taxonómicas.
4.4. Refrigerador: preservar cualquier material biológico ya sea plaga o parasito.
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4.5. Estufa: importante en la elevación de temperatura en invierno para los gabinetes
de crianza.
4.6. Olla de aluminio: para hervir materiales infectados con organismos no deseados.
4.7. Cilindro de cartón: para conservar granos.
4.8. Asperjador de mano: para tratamiento de ácaros y otros artrópodos indeseables.
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4.9. Cartulina perforada en pulgadas cuadradas: para pegar huevos de Sitotroga con
fines de ser parasitado por Trichogramma
5. Insumos para la crianza:
5.1. Tubérculos de papa: utilizadas en la mayoría de crianza de queresas , puede ser de
la variedad (amarilla, peruanita o huayro)
5.2. Citrillus silvestre: tiene un amplio rango de plagas insectiles como queresas, debe
tener una duración larga para mantener a los insectos plaga.
5.3. Trigo: debe ser un trigo de grano blando, para la entrada de la polilla S. cerealella.
5.4. Plantones de cítricos: para el mantenimiento de plagas comunes
5.5. Plantas de alternanthera: como hospederas de especies de queresas, es una
maleza de crecimiento rápido.
5.6. Miel de abeja: Forma parte de la dieta de predatores y parasitoides.
A continuación se muestra un modulo mínimo para la crianza de Trichogramma spp, con
capacidad para 40 gabinetes, Según (Valdivieso 1996).
83
Donde:
A. Sala de parasitación:
1 : mesa de pegado
2 : estereoscopio
3 – 6 : mesa de trabajo
4 – 5 : taburete
7 : balanza
8 : refrigeradora
9 : estante de parasitación
B. Almacén:
1 – 2 : estantería
3 – 4 : cilindro
C. Sala de cría de S. cerealella:
1 – 2 : gabinete de producción
3 : escalera de tres pasos
4 : coche de colección de frascos
5 : estante de producción
6 : cajas de infestación
D. Sala de colado:
1 : lavadero
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2 : mesa de colado
3 : estractor
E. Sala de tratamiento:
1 : zaranda para el secado
2 : cocina
3 : lavadero
b. Para la crianza de entomopatógenos: Según (SDCB 2011)
Para la obtención de entomopatógenos se tiene con un laboratorio especializado en donde se
identifica y realiza la producción de organismos benéficos, este laboratorio consta de las
siguientes partes:
1. Oficinas:
- Oficina de comando: cuenta con cámaras de seguridad en diferentes puntos del
laboratorio.
- Oficina de recepción y reuniones: para atender las diferentes visitas y consultas.
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2. Esclusas:
- Consta de un ambiente previo de limpieza para las personas que van a visitar o a
realizar trabajos en distintos ambientes.
- Consta de un ambiente de recepción de objetos personales, además se tiene ropa de
laboratorio para las personas que trabajan y los visitantes.
3. Laboratorio central: Es el laboratorio donde se identifica y reproduce hongos
entomopatógenos
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Este laboratorio consta de los siguientes equipos:
- Refrigeradora - microscopio
- Estereoscopio - balanza
- estufa esterilizadora - incubadora
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- cámara de flujo laminar horizontal - cámara de flujo laminar vertical
- mesa de trabajo
4. Sala de preparación de medios: En esta sala se preparan todos los medios que necesitan
los agentes entomopatógenos para desarrollarse, así como por ejemplo la elaboración de
medios a base de PDA (papa-dextrosa-agar) y otros según sea el hongo a producir.
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Esta sala de preparación de medios cuenta principalmente con los siguientes equipos:
- autoclaves eléctricas - estufas esterilizadoras
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- autoclave de frontera - destilador
- cocina - horno microondas
- licuadora - balanza
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- gavetas - lavaderos
5. Sala de siembra y enfriamiento: En esta sala se realiza la producción en masa de los
hongos entomopatógenos con la ayuda de medios de cultivo PD (papa-dextrosa) y
sustrato (arroz); para luego dejar reposar para su respectivo enfriamiento.
Esta sala costa básicamente de:
- mesa de trabajo (grande)
- cámara de siembra
- estante
- aire acondicionado
6. Sala de germinación y esporulación: Luego de la sala de siembra y enfriamiento pasan
a esta sala en donde el hongo se propaga rápidamente en el sustrato (arroz) en
condiciones óptimas (humedad, temperatura y luz) para cosechar grandes cantidades del
producto final.
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Consta de:
- deshumificador
- estantes
- bandejas plásticas o plástico transparente
- bolsas de polipropileno
7. Sala de cosecha: En esta sala con la ayuda de tamizador se tendrá esporas puras, la cual
servirá para la reproducción en masa del hongo y para la venta directa.
Esta sala consta de:
- tamizador
- balanza
- mesa
- bolsas de polipropileno para envasado
8. Sala de empaque y almacén: En esta sala se realiza la molida del sustrato con el hongo,
en donde se convertirá en polvo para un fácil empaquetado y sellado.
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Esta sala consta de:
- Molino - sellador de pedal
- cajas
- bolsas
- cintas de embalaje
9. Sala de Nematodos y Virus:
Es una sala especial en donde se crían principalmente virus de la familia Baculoviridae y
el nemátodo Heterorhabditis sp .
Posee casi los mismos equipos y componentes que el laboratorio central (mesa de
trabajo, lavaderos, gavetas, equipos, etc.), con la diferencia que en lugar de refrigeradora
posee un ultra congeladora para virus; que puede conservar muestras hasta los – 40 °C.
Ultracongeladora
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CAPÍTULO V
FACTORES QUE INFLUYEN EN LA EFICIENCIA Y ESTABLECIMIENTO DE
ENEMIGOS NATURALES
Para insectos beneficos en general: (Según Catillo 2003)
1. Factores climáticos:
El clima usualmente es favorable para el cultivo y plagas. Para muchos enemigos naturales
altas temperaturas y/o humedad limitan su distribución o suprimen su abundancia.
La población del parasitoide Praon exsoletum (Nees) está restringida a periodos de veranos
calurosos, las altas temperaturas son limitantes para la sobrevivencia y oviposición de los
adultos.
Cryptolaemus montrouzieri Mulsant predador muy efectivo durante el periodo de
crecimiento del cultivo, pero es incapaz de mantener su población durante las condiciones
de invierno contra Planococcus citri (Risso).
El parasitoide de la escama purpura ((Aphytis lepidosaphes (Compere)) es limitado en su
eficiencia en el sur de California por el frio invierno y el caluroso verano, aunque ocasiona
una mortalidad suficiente de su hospedero Lipidosophis beckii (Newman)
2. Asincronía de los ciclos de vida:
La asincronía en los ciclos de vida entre los enemigos naturales y sus hospederos constituye
una limitación principal, a veces esta asincronía resulta de la respuesta diferencial al clima.
Los estados de los ciclos de vida de los enemigos naturales y hospederos deben ocurrir al
mismo tiempo.
Un caso de asincronía en los ciclos de vida concierne al parasitoide Metaphycus helvolus
(Compere) y su hospedero, la escama negra, Saissetia oleae (Oliv.), en cítricos y olivo en el
centro y norte de California., pero muy efectivo en el control en la costa sur de California.
3. Alimento de adultos:
Enemigos naturales adultos requieren de alimento para la supervivencia y reproducción.,
cuando falta en el agroecosistema, las poblaciones de enemigos naturales sufren de esta
escasez.
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La limitación de alimentos para los adultos en la abundancia de enemigos naturales ha sido
explorada por Hagen et al(1970), aplicaron alimentos artificiales a campos de algodón y
alfalfa con la finalidad de mantener poblaciones de predadores tales como Chrysopa carnea
Stephens e Hippodamia convergens Guerin.
4. Disponibilidad de hospederos:
Particularmente para parasitoides, la identidad, naturaleza, condición y microdistribución de
hospederos son frecuentemente muy importantes.
En Europa el parasitoide Cotesia glomeratus (L.) esta principalmente asociado con el
hospedero Pieris brassicae (L.) y cuando ataca a P. rapae frecuentemente es encapsulado
internamente.
El parasitoide de pupas Nasonia vitripennis (Walker) exhibe una fecundidad mas alta y una
mayor capacidad de incremento numérico cuando ataca y se desarrolla sobre variantes de su
hospedero Musca domestica L., de florida que de Nueva York. Se presume que esto sea
debido a resultados de diferencias en el valor nutritivo de estos variantes.
La microdistribución del hospedero puede interferir con la eficiencia del enemigo. Las
infestaciones en hoja y tallo por Eriosoma lanigerum (Hausman) en manzano, son bien
controlados por el parasitoide Aphelinus mali (Haldeman), mientras que las infestaciones en
las raíces subterráneas y troncos no son controladas.
5. Hospederos alternantes:
Enemigos naturales efectivos fracasan al establecerse para el control de las plagas, debido a
que el agroecosistema careció de hospederos alternantes necesarios. Esto ocurre cuando el
hospedero principal no está disponible durante algunos periodos del año.
6. Competencia entre enemigos naturales:
Es un factor que frecuentemente afecta a los enemigos naturales en los agroecosistemas.
Cuando más de una especie de enemigo natural ataca al mismo hospedero, existe la
posibilidad de ocurrencia de competencia interespecifica entre ellos. Tal competencia puede
llevar al desplazamiento del área de un enemigo inferior por otro superior.
Tal es el caso de Aphytis melinis De Bach cuando desplazo a A. lingnanensis restringiendo su
eficiencia al área costera de California para un control de la escama roja Prospaltella
perniciosa Tower.
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7. Hormigas:
Ciertas especies de hormigas pueden encontrase en asociación con poblaciones que
producen secreciones cerosas (áfidos, pseudococcidos, queresas de cuerpo blando),
alimentándose de secreciones dulces. Estas hormigas protegen a los productores de
secreciones azucaras de sus enemigos naturales, y es allí donde estas hemípteras se
incrementan a niveles perjudiciales. Se tiene por ejemplo a Planococcus citri , Saissetia
oleae y Aonidiella citrina en cítricos al sur de california, siendo la hormiga Linepithema
humile (Mayr) la más frecuente.
8. Hiperparasitoides:
Los Hiperparasitoides constituyen factores de mortalidad que pueden reducir la eficiencia de
los parasitoides primarios en la supresión de la plaga. La eficiencia de Diarietiella rapae,
sobre Brevicoryne brassicae L., es inhibida por el ataque de hiperparasitoides.
En el sur de california, Methaphycus lounsburyi (Howard), su eficiencia es reducida por el
hiperparasito Quaylea whittieri (Girault).
9. Pesticidas:
El uso de DDT para el control de Cydia pomonella en el noreste de USA a mediados de los
40 condujo a la exterminación del parasitoide Aphelinus mali, trayendo como consecuencia
el incremento de Eriosoma lanigerum.
10. Otras influencias:
La forma u oportunidad de ciertas `practicas culturales usadas para el cultivo de plantas,
frecuentemente interfiere con los enemigos naturales.
El polvo interfiere en la acción de los parasitoides con relación a la escama de los cítricos.
Refugios artificiales cerca a campos de tabaco proveen sitios de anidamiento para las avispas
Polistes predadores de las larvas de Heliothis y otras larvas de Lepidóptera
Para el parasitoide Trichogramma spp (Según Fuentes 1994).
1. Calidad del material biológico para las liberaciones
A medida que los laboratorios especializados de crianza se popularizan, se corre el riesgo de
que la calidad del material se vea afectada más por una mentalidad comerciante que por una
de servicio.
Importante tener en cuenta factores de calidad, para ser posible control de plaga en campo:
96
- Lotes de huevos parasitados no menos de un 85 %.
- Proporción sexual (predominio de la hembra sobre el macho).
- Lotes limpios de residuos de insectos
- Buena capacidad parasitaria y de búsqueda.
- Que tenga la fecha de parasitación y emergencia
2. Época de las liberaciones
Las liberaciones al momento de las oviposiciones de la plaga cuando sean visibles sus huevos
o por daños frescos que presenta el cultivo.
Las liberaciones serán elevadas de Trichogramma mientras más baja sea la concentración de
los huevos de la plaga, por que la actuación del parasitoide natural es reducida y también se
reduce la capacidad de búsqueda de Trichogramma inducidos.
Las condiciones ambientales influyen directamente en la efectividad del parasitoide por las
características propias del insecto.
3. Distribución en el campo
Diferentes formas de liberaciones aéreas y terrestres. Para condiciones de Cuba las
liberaciones se realizan en estado adulto, ya que liberaciones de huevos parasitados corren
riesgo de ser depredados por hormigas y otros, la distribución del parasitoide quede lo más
uniforme posible, se logra si liberamos siempre a favor del aire.
4. Especificidad a la plaga que se quiere controlar
Un Trichogramma que no tenga selectividad por la plaga a controlar, es un fracaso al
utilizarlo, se dispersaría a zonas aledañas en busca de alimento.
5. Coeficiente hidrotérmico
Índice que expresa la relación entre la cantidad de precipitación y las temperaturas
Para el parasitoide Trichogramma spp (Según Marengo 2003).
1. Deterioro genético:
Se da por la multiplicación durante muchas generaciones de una especie de Trichogramma,
los que pueden presentar: individuos atrofiados, más pequeños y baja capacidad de vuelo; se
recomienda cambiar los núcleos cada 6 meses.
97
2. Pérdida de capacidad de búsqueda:
No acostumbrarse a la crianza de un solo hospedero ( Sitotroga cerealella ), por eso la Sub
Dirección de Control Biológico SENASA-Lima también cría como especies hospederas a
Galleria mellonela , Ephestia Kuehniella , Dione juno principalmente y a diferentes especies
de Trichogramma, con la finalidad de que no se acostumbren solo a parasitar a S. cerealella.
3. Superparasitismo:
De un solo huevo de S. cerealella emergen dos individuos de Trichogramma, siendo lo ideal
que emerja uno solo, se debe trabajar con la proporción adecuada 1 : 4, esto es 1 pulgada
parasitada para 4 pulgadas de huevos frescos que van a ser parasitadas, si se baja la
proporción en consecuencia un huevo es parasitado 2 o más veces y como consecuencia salen
dos individuos de Trichogramma, o no sale debido a que el huevo se seca.
4. Ratio sexual:
La proporción ideal de machos y hembras es 1: 1, o que haya mayor proporción de hembras
en relación a los machos ya que las hembras son las que parasitan. Una forma de evitar el
incremento de los machos es efectuando la parasitación cuando se observe un 30% de
emergencia de las avispas, porque según ensayos efectuados, cuando una hembra de
Trichogramma es copulada más de 4 veces tiende a producir descendencia de machos en la
siguiente generación.
5. Mezcla de especies:
En un laboratorio que se multiplica más de una especie de Trichogramma, no ocurre un
cruzamiento entre especies sino un desplazamiento de una especie por otra, las especies más
invasoras son T. pretiosum le sigue T. pintoi; se recomienda mantener separadas las especies.
6. Alteraciones reproductivas:
A veces se presentan alteraciones por la bacteria del género Wolbachia, ocasiona muerte de
embriones generalmente machos; las hembras afectadas se reproducen asexualmente a partir
de óvulos no fecundados produciendo hembras como descendencia.
98
CAPÍTULO VI
CONCLUSIONES
El control biológico forma parte de un programa Nacional de Manejo integrado para
disminuir las poblaciones de plagas insectiles en diferentes puntos de nuestro país,
agricultores y empresas lo requieren dentro de su plan de producción de cultivos.
Se tiene que conocer que significa “control biológico”, que beneficios poseen los
insectos benéficos que lo integran, cuáles son sus nombres Científicos y vulgares,
como actúan y como viven; para tener claro la naturaleza del enemigo natural y su
relación con las plagas a controlar.
Tener en cuenta la importancia natural de otros grupos de enemigos naturales como
son las arañas en los campos de cultivo y la introducción de entomopatógenos como
otra fuente principal que abarca el complejo tema del control biológico de plagas.
Se ha determinado las características de control de un insecto benéfico y
entomopatógenos con sus limitaciones; además saber la producción en masa de estos
organismos dentro de un laboratorio o centro especializado conociendo el beneficio
de ambos.
En el Perú se está produciendo y promoviendo proyectos de crianza de insectos
benéficos y entomopatógenos en entidades públicas y privadas con el apoyo y
convenio con la Sub Dirección de Control Biológico –Senasa – Lima (Ex CICIU).
Las principales instituciones de crianza son: Sub dirección de Control Biológico
Senasa –Lima, en nuestra región tenemos el proyecto JEPEZA (Proyecto especial
Jequetepeque-Zaña). En la libertad en asociación y convenio con el ex CICIU destaca
Agrícola Vallesol, Bioinsumos Agrícolas SAC, Bioseguridad de Cultivos SAC,
AGROBIOL V & R SAC, EPYCAB SRL. En Lambayeque cuenta también con el
apoyo y convenio de Senasa Lima las instituciones: Agrícola San Juan SA, Agro MIP
SAC, Agrícola Cerro Prieto SAC, entre otras.
99
Las principales enemigos naturales que se producen en La Sub Dirección de Control
biológico son: Trichogramma spp, Chrysoperla spp, Orius insidiosus, Sympherobius
barberi, con sus respectivos hospederos. Además hongos, nemátodos, virus descritos
anteriormente.
La Sub dirección de Control Biológico Senasa – Lima es líder en ventas de controladores
biológicos por lo tanto se pone a disposición del público para pedidos de cualquier tipo de
enemigo natural en función al cultivo, con precios al alcance y productos de calidad.
100
RESUMEN
Gracias a la existencia de enemigos naturales existe un equilibrio biológico en la naturaleza de los
artrópodos, por esta facultad de algunos insectos y otros organismos se habla de un control
biológico donde estos bichos son los principales actores para que exista un equilibrio dentro de
nichos ecológicos.
El control biológico se desarrolla progresivamente como alternativa al incremento del uso de
agroquímicos, incluyendo una parte llamada plaguicidas destinada a la agricultura en el control
de plagas y enfermedades, este control biológico es parte de un complejo necesario que abarca
un control integral que se está dando actualmente a nivel nacional para combatir, reprimir o
suprimir plagas y enfermedades. Este control biológico comprende principalmente la crianza de
insectos benéficos en el uso contra plagas en los diferentes cultivos ya sea de exportación como
los tradicionales que se cultivan al ancho y largo de nuestro país.
Identificamos una serie de insectos benéficos tanto predadores como parasitoides y otros
artrópodos que complementan el campo de control biológico, además encontramos otros
organismos llamados entomopatógenos que destruyen muchas plagas, entre ellos ubicamos:
ácaros, nematodos, hongos, bacterias, y virus, los cuales se identifican y desarrollan a nivel
nacional teniendo al organismo principal SENASA-Perú.
Actualmente existen centro de crianza de insectos benéficos y otros organismos, como sede
principal describimos a la sub Dirección de Control Biológico – Senasa - Lima, la cual cuenta
con varios laboratorios para la crianza de enemigos naturales que abarcan crianza de insectos
y crianza de entomopatógenos, además de la crianza de hospederos principalmente lepidópteros
y otros; lo cual está al servicio de empresas , instituciones, ONGs, agricultores, y otros interesados
para la producción del enemigo natural que estos requieran.
Los enemigos naturales son un don de la naturaleza para el beneficio común de nuestra
agricultura, pero también a este beneficio se le pone dificultades las cuales son factores que
afectan la eficiencia de los enemigos naturales en su establecimiento de crianza; por ello es
necesario conocer bien los ciclos biológicos del organismo benéfico como de su hospedero para
que sincronicen una relación especifica trófica además también conocer los factores
ambientales en un agroecosistema en la liberación de insectos porque estos definirán
principalmente la sobrevivencia de insectos benéficos y un control adecuado y permanente.
101
Palabra clave “Crianza de insectos y organismos benéficos”
ABSTRACT
Thanks to the existence of natural enemies there is a biological balance in the nature of the
arthropods, because this ability of some insects and other organisms are talking about a biological
control where these bugs are the main actors to have a balance in ecological niches.
Biological control is developed progressively increasing use of agrochemicals, including a part
called for agricultural pesticides in controlling pests and diseases, this biological control is
necessary in a complex that includes a comprehensive control that is currently taking national
level to combat, repress or suppress pests and diseases. This biological control mainly comprises
the rearing of beneficial insects in use against pests in different crops for export either as
traditional grown to the length and breadth of our country.
Identified a number of beneficial insect predators and parasitoids both and other arthropods that
complement the field of biological control, as well as other organisms are called
entomopathogenic destroying many pests, among them are located: mites, nematodes, fungi,
bacteria, and viruses, which identify and develop a national level taking the lead agency
SENASA-Peru.
There are currently breeding center for beneficial insects and other organisms, as described
headquarters to the sub address Biological Control - SENASA - Lima, which has several
laboratories for breeding natural enemy insects covering raising and breeding of
entomopathogenic addition to raising mainly lepidopteran hosts and others which serves
businesses, institutions, NGOs, farmers and other stakeholders to produce the natural enemy that
these require.
Natural enemies are a gift of nature for the common benefit of our agriculture, but this benefit is
put difficulties which are factors affecting the efficiency of natural enemies in the establishment
of breeding, so it is necessary to know life cycles of beneficial organism and its host to
synchronize a specific relationship also well known trophic environmental factors in an
102
agroecosystem in insect release mainly because they define the survival of beneficial insects and
adequate control and ongoing.
Keyword "Raising insects and beneficial
103
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109
UNIVERSIDAD NACIONAL DE CAJAMARCA
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
Escuela Académico Profesional de Agronomía
“CRIANZA DE INSECTOS Y ORGANISMOS BENÉFICOS”
TRABAJO MONOGRÁFICO
Presentado por: Vasquez Regalado Anali.
Docente: Hernades Torres Alex Miguel.
Curso: Métodos y Técnicas de Estudio.
Siclo: I
Cajamarca - Perú
2012
110
DEDICATORIA
A mis padres, quienes son los seres más preciados que Dios me dado en mi vida ellos son la
razón de mi existir, luchan constantemente por el bienestar de mi hogar es por eso me
siento orgullosa al tener el amor de ellos, los quiero mucho y lo llevo siempre en mi corazón:
Mi Padre un hombre valiente que se enfrenta ante las dificultades de la vida.
Mi madre la mujer tan dulce y tierna, la mujer más linda que hay en la tierra la que
siempre me brinda su amor incondicional.
A mis hermanos, amigos y a todos aquellos que me apoyan en los momentos dificilaes.
EL AUTOR
111
AGRADECIMIENTO
Especial agradecimiento a todas las aquellas personas que me brindan su ayuda y
comparten su conocimiento para conmigo especialmente a mi estimado maestro.DR: ALEX
MIGUEL HERNANDES TORRES, un docente admirable por sus conocimientos y sus
motivaciones para emprender un futuro mejor; ami sincera amiga Yovani quien siempre
esta en mis monentos difíciles y me brinda su amistad incondicionalmente.
EL AUTOR
112
ÍNDICE
CONTENIDO PÁGINA
DEDICATORIA i
AGRADECIMIENTO ii
RESUMEN iii
ABSTRACT iv
INTRODUCCIÓN 1
CAPÍTULO
I. GENERALIDADES…………..………………………………….……….… ….... 2
1.1. Enemigos naturales y Control biológico……………………….…….…… 2
1.2. Importancia de insectos benéficos (controladores)………………….….… 4
1.3. Avances del Control Biológico actual……………………………….…….. 10
1.4. Plagas en el país controladas por insectos benéficos…………………….. 13
II. INSECTOS COMO CONTROLADORES BIOLÓGICOS…………………. 21
2.1. Predadores………………………………….………………………………….. 21
Insectos Predadores………………………………………..…..…………...…. 21
2.1.1. Neurópteros Predadores…………………………………………….….… 21
a. Familia Chrysopidae………………………………………….…….……...….. 21
b. Familias Hemerobiidae y Sympherobidae………………………………....… 22
2.1.2. Coleopteros Predadores…………………………………………….……...... 23
a. Familias Carabidae y Cicindellidae…………………………………………... 23
b. Familia Coccinellidae …………………………………………………………. 24
2.1.3. Hemípteros Predadores………….…………………………...…………...…..26
113
a. Familia Miridae………………………………………………………………....26
b. Familia Anthocoridae……………………………………………………...… 26
c. Familia Nabidae………………………………………………………………..26
d. Familia Neididae ………………………………………………………………26
e. Familia Reduviidae…………………………………………………………….27
f. Familia Lygaeidae……………………………………………………………...27
g. Familia Pentatomidae……………………………………………………….....27
2.2. Parasitoides ………………………………………………………………………....29
Insectos Parasitoides:…………………………………………………………….....29
2.2.1. Himenópteros parásitos…………………………………………………….....29
a. Familia Braconidae………………………………………………………...…..29
b. Familia Trichogrammatidae……………………………………………..…….30
2.2.2. Dípteros parásitos………………………………………………………………...33
a. Familia Tachinidae………………………………………………………..…...33
b. Familia Sarcophagidae……………………………………………………...….34
c. Familia Bombyliidae…………………………………………………………....34
2. 3. Hiperparasitoides y parasitoides de predadores……………………………...36
III OTROS ORGANISMOS BENÉFICOS COMO CONTROLADORES
BIOLÓGICOS…………………………………………………………….…..…..37
3.1. Arañas…………………………………………………………………………..…... 37
Arañas depredadoras………………………………………………………...…..…37
3.1.1.Familias que no tejen telaraña (en campo) esán:……………………...……37
a. Familia Thomisidae o arañas –cangrejo………………………………….…37
b. Familia Oxyopidae………………………………………………………....…37
c. Familia Salticidae o arañas satadoras…………………………….................37
3.1.2.Familias que tegen telaraña están:………………………………………......37
a. Famllia Theridiidae con telas asimétricas ………………………………..….37
114
b. Familia Argiopidae con telas simétricas……………………………….…..…37
3. 2. Ácaros predadores…………………………………………………………...…….38
3. 3. Nematodos……………………………………………………………………….....39
3. 4. Protozoarios…………………………………………………………………...…...39
3. 5. Hongos……………………………………………………………………………...40
3. 6. Bacterias…………………………………………………………………………....42
3. 7. Virus………………………………………………………………………………..44
IV: CENTROS DE CRIANZA DE INSECTOS BENÉFICOS………………….…….46
4.1. Lugares de crianza en el Perú………………………………………………………46
4.2. Formas y métodos de reproducción…………………………..……………………..52
4.3. Características de ambientes de reproducción de enemigos naturales…………..74
V. FACTORES QUE INFLUYEN EN LA EFICIENCIA Y ESTABLECIMIENTO
. DE ENEMIGOS NATURALES………………………………………………………. 93
VI. CONCLUSIONES……………………………….…………………………………….. 98
RESUMEN…………………………………………………………………………………..100
ABSTRACT…………………………………………………………………………………101
REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA……..……...……………...………………………. 103
