2.3.6.2. CRECIMIENTO DE YEMAS ADVENTICIAS

Se pueden iniciar nuevos ápices de ramas o brotes ya sea:

1. Directamente del explante 2. indirectamente del callo que se forma en la superficie cortada del explante.

Los dos factores más importantes que afectan la iniciación de brotes adventicios son:

1. la relación del explante 2. El régimen de hormonas que se suministran a las plantas.

Entre los tipos de explantes hay porciones de hojas que se usan en plantas como Saintpaulia y rábanos picantes que de manera natural se regeneran de esta forma. Se utilizan explantes de puntas de tallos en varias especies como en orquídeas, y helechos en los cuales se desarrollan masas de tejidos de tipo callo y regeneran a un gran numero de brotes, con el tiempo las plantas iniciadas de puntas de callos con el propósito inicial de brotes axilares, pueden revertir a formar alto porcentaje de brotes adventicios. La iniciación directa principia con células de parenquima que están situadas ya sea en la epidermis o justo abajo de la superficie del tallo; algunas de esas células se vuelve meristemoides las cuales aparentemente se originan de células individuales, sin embargo, la respuesta de los explantes depende de la concentración de hormonas El desarrollo indirecto de brotes adventicios implica, primero la iniciación de callo basal de los brotes separados en cultivos, Los brotes se originan en la periferia del callo e inicialmente no están conectados al tejido vascular del explante, de manera similar, en plantas intactas, si se aplica citoquinina en bloques de agar cilíndrico pueden originarse de brotes del callo formado en el ápice de epicotilos decapitados. En general la formación de brotes adventicios puede conducir a tasas muy elevadas de multiplicación, mas altas que los que se obtienen de ramas axilares. Por otra parte, los brotes adventicios pueden aumentar las tasas de producción de plantas aberrantes, resultantes de la partición de quimeras que en algunos cultivares resulta en la perdida de la variegacion y en reversiones a una condición más juvenil, cuando se use este sistema las plantas producidas deben evaluarse cuidadosamente respecto a la posible variación.

Las diferentes plantas pueden responder en un modo distinto a las diversas citoquininas y auxinas a parte debido a su control hormonal natural. Una secuencia apropiada de hormonas es de importancia particular en cuanto que una hormona puede tener un efecto inductor pero debe estar ausente o en cantidad reducida para que crezca el órgano. http://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=9&cad=rja&ved=0CFcQFjAI&url=http%3A%2F%2Fwww.lamolina.edu.pe%2Fagronomia%2F

dhorticultura%2Fhtml%2Fpropagacion%2Ffitohormonas%2Fshuamanyauri.doc&ei=E5uMUJnFIcygqQHI1oCgBw&usg=AFQjCNEzB_pIJA0zWl8nAyQxzGVB6wFsog&sig2=dW4aiX5MiBKV2OwN0kLAYQ

2.3.6.3. ENRAIZAMIENTO

Cambios anatómicos durante formación de raíces

Dediferenciación:

Formación de nuevos sitios meristemáticos

Marcado por división anticlinal

Divisiones celulares iniciales:

Grupos de células sin polaridad, simétricas, no determinadas

Divisiones laterales para formar meristema radical determinado:

1500 células, simetría bilateral

Crecimiento y emergencia (división y alargamiento):

Unión vascular con tallo

Raíz es visible

Cambios fisiológicos durante formación de raíces

Iniciación día 0 a día 3:

Divisiones anticlinales en periciclo

Depende de AIA del ápice de raíz primaria

Emergencia: día 3 a día 10:

Salida de raíces

Requiere de fuente diferente de auxina (ápice y hojas jóvenes)

Duplica la concentración en forma de pulso (alta conc/corto tiempo)

No ocurre si se decapita planta, si al adicionar auxina

Independencia:

Crecimiento de raíz

Independiente de auxina de ápice y de raíz primaria

Causas para variabilidad de enraizamiento

Condiciones ambientales y de nutrición de la planta y de los esquejes

Manejo de los explantes luego de su separación de la planta madre

Concentración, método de aplicación y tipo de sustancia reguladora

Interacción entre sustancias RC

Edad de los esquejes

http://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=4&cad=rja

&ved=0CDUQFjAD&url=http%3A%2F%2Ffranciscosaborio.files.wordpress.com%2

F2012%2F08%2Fenraizamiento.ppt&ei=SZ6MUL2sAuqfyQHz4IGwAw&usg=AFQj

CNFhzpaZCF4_JXpAUvZPpk0Er-12Mw&sig2=QiZoJd-M6F2-fRdaMeZtKw

2.3.6.4. PREADAPTACION Y TRASPLANTE

Este período de adaptación al nuevo hábitat es llamado fase o etapa de aclimatación. La estrategia a implementarse durante el mencionado ciclo deberá contemplar el control minucioso de los parámetros ambientales (humedad, temperatura y luz) de tal manera que permita disminuir la deshidratación y, al mismo tiempo, estimular la fotosíntesis con el objeto de generar un rápido crecimiento de los plantines. El retraso en el desarrollo de la cutícula y la escasa funcionalidad del aparato estomático que presentan las hojas de la mayoría de las especies cultivadas in vitro, determinan una alta tasa de transpiración que puede ocasionar la muerte por deshidratación. El control de este proceso fisiológico es de vital importancia durante la aclimatación, teniendo en cuenta que la disminución de la transpiración será gradual y dependerá de la rehabilitación de los estomas, así como también del desarrollo de la cutícula. El equipamiento necesario estará sujeto a la especie, pudiendo utilizarse desde túneles de polietileno para plantas que posean un elevado control de la transpiración (por ej. Malus pumila o Agave tequilana) o bien, a través del empleo de cámaras climatizadas (Fig.1) equipadas con sensores que permiten un descenso paulatino de la humedad relativa. En algunos casos puede resultar necesaria la aplicación exógena de ABA (hormona involucrada en el control del

cierre de los estomas) o bien, el empleo de sustancias antitranspirantes que forman una capa semipermeable en la superficie de la hoja. En este último caso deberán tomarse algunas precauciones debido a que pueden observarse reacciones de fitotoxicidad. Resulta imprescindible evitar la exposición a temperaturas extremas tanto en la fase aérea como en el substrato. Mediante el empleo de extractores y/o acondicionadores de aire combinados con un sistema de niebla, es posible establecer la temperatura de la fase gaseosa entre los 25 y 30 ºC durante la estación estival, mientras que en la época invernal es necesario, a veces, el empleo de mantas térmicas o serpentinas, sea de agua o aire caliente a nivel del substrato, para mantener la temperatura por encima de los 18-20 ºC. Sin lugar a dudas, la opción más económica es el empleo de la luz natural, disminuyendo su irradiancia (20-50%) mediante el agregado de mallas de sombreado («saram»). No obstante, en aquellas latitudes donde el nivel medio de luz natural es bajo y los días son cortos durante una parte considerable del año, la luz artificial puede ser aplicada como complemento de la luz natural. Las lámparas tubulares fluorescentes del tipo «luz día» son empleadas en horticultura para prolongar el fotoperíodo. Asimismo, las lámparas tubulares de sodio alta presión presentan una distribución espectral de la energía adecuada para estimular fotosíntesis y se emplean para tal fin en una amplia variedad de cultivos. http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf 2.3.7. TRASPLANTE AL SUSTRATO

En el momento en que se extraen los explantes enraizados de los frascos, están poco adaptados a crecer en un invernáculo, ya que estos explantes han enraizado y crecido en ambientes con una humedad relativa muy elevada y generalmente tienen estomas (estructuras responsables de regular la transpiración y pérdida de agua en la planta) que no son completamente funcionales frente a descensos de la humedad relativa, y por lo tanto demasiado lentos para evitar la desecación del explante. Crecer en ambientes tan húmedos también suele implicar la falta de una cutícula con cera bien desarrollada, que representa la barrera física para evitar la pérdida de agua a lo largo de toda la superficie de la planta. Las plántulas recién enraizadas son sensibles a los cambios ambientales y esto va a depender del éxito o el fracaso. Mediante aclimatizacion (endurecimiento) entre 4-8 semanas Paulatina y secuencialmente 1. Se controla la luz desde el 20% hasta el 100% 2. Sustrato en las 2 p´rimeras semanas riega ms 25% 3. Hr se mantiene desde 100 normal 4. Se mantiene con nebulización 5. Normal se cortan las raíces de las plantas in vitro .

http://helmer-martinez.blogspot.mx/2012/04/237-trasplante-al-sustrato.html

2.3.7.1. TIPOS DE SUSTRATOS

Otro aspecto importante a tener en cuenta lo constituye la elección del substrato, siendo el adecuado aquel que permita el normal crecimiento y desarrollo de las raíces. Se puede emplear: arena, perlita, turba, vermiculita, o mezclas de ellos, teniendo la precaución de realizar una esterilización previa. Es conveniente el agregado de fertilizantes, sea a través del substrato (fertilizantes de liberación controlada) o bien mediante el sistema de riego (fertilizantes solubles); empleándose proporciones ricas en fósforo (N-P-K: 9-45-15) y potasio (N-P-K: 4-25-35) que favorecerán el desarrollo radicular y la rustificación de las plantas. http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf

2.3.7.2. DESINFECCION O ESTERILIZACION DEL SUSTRATO

En todo momento deberá realizarse un riguroso control fitosanitario empleándose

antibióticos, fungicidas e insecticidas de uso universal

http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf

2.3.7.3. TRASPLANTE Y ADAPTACION BAJO CONDICIONES DE

INVERNADERO.

Las plántulas entre 4 y 5 cm obtenidas in vitro una vez que desarrollaron sus raíces y se han alongado, se traslada a un invernadero, procurando realizar esta actividad por la mañana para no dañarlas por el calor. Ya dentro del invernadero, la preaclimatización consistió en que los frascos se destaparan, dejándose bajo malla sombra durante 48 horas, con la finalidad de que las plantas comenzaran a adaptarse acondiciones diferentes a las existentes en el laboratorio donde estaban a temperatura promedio de 26 ± 2 ºc y fotoperiodo de 10 horas luz (lámparas de luz blanca fría fluorescente, con intensidad lumínica de 2000 lux) y 14 horas de oscuridad. Antes de transplantar, se elimina completamente el medio de cultivo de las raíces, para ello se colocaran las plántulas en un recipiente con agua limpia y el medio se eliminara de las raíces manualmente sin dañar a las plántulas. Con la finalidad de evitar contaminación por enfermedades fungosas, las plántulas se sumer durante cinco minutos en un recipiente que contenga una solución preparada con fungicida. Para el trasplante se utiliza un sustrato el cual se esteriliza.

http://www.mag.go.cr/rev_meso/v20n01_011.pdf

2.3.7.4. MANEJO DEL MATERIAL TRASPLANTADO