“Manejo Clínico y

Prevención de las

Infecciones en el Paciente

Crítico”

10. Curso Virtual de InfectologíaCrítica

Año 2015Comité de Infectología Crítica

Dra. Miriam Blanco Bioquímica. Coordinadora Área Microbiología Scio. de Laboratorio Htal “El Cruce”

Alta Complejidad en Red, Fcio Varela

Toma de muestras Microbiológicas

NUNCA LA CALIDAD DE UN ANÁLISIS VA A SUPERAR LA CALIDAD DE LA MUESTRA

QUE SE USO PARA REALIZAR DICHO ANÁLISIS

GENERALIDADES

• Usar medidas de seguridad apropiadas para la recolección, transporte y procesamiento inicial de todas las muestras

• Evitar la contaminación con flora colonizante

• Muestrear áreas con replicación activa de los MO

• La cantidad de muestra debe permitir realizar los test requeridos

Frasco estéril boca ancha con tapa a rosca; útil para orina, muestras de biopsia, esputos, líquidos de punción.

Tubo estéril con tapa a rosca; para líquidos de punción (en algunos casos se requiere el agregado de un anticoagulante), puntas de catéter, biopsias

ROTULAR LOS TUBOS Y FRASCOS APROPIADAMENTE

ENVASES ADECUADOS

HEMOCULTIVOS

Volumen

Nº muestras

Momento de la toma

Intervalo entre muestras

0

30

25

20

15

10

5

35

% DEFALSOS (-)

10 20 30

VOLUMEN DE SANGRE

Dos muestras de 20 ml (10 ml por

frasco) separadas por 30’.

En pacientes sin endocarditis:

20 ml vs 10 ml incrementaban el

rendimiento en 30%

30 ml vs 10ml incrementa en 47%

40 ml vs 30 ml incrementa solo 7%

Cockerill,F. - J Clin Microbiol, 38. 2004

N DE EPIDODIOS: 121

Nº DE MICROORGANISMOS: 147.

RECUENTOS

(UFC/ML)

<1

1,1-10

>10

% DE

AISLAMIENTOS

23

37

40

Pediatría

Kellog,J. - J Clin Microbiol. 38, 2000.

IMPORTANCIA DEL VOLUMEN DE SANGRE CULTIVADA

Adultos40

El porqué de >1 ml hemocultivado y tomar más de 1 muestra

Incremento en la detección de bacteriemia.

Mejor discriminación de contaminantes.

Discontinuar terapia innecesaria.

Optimización de la terapia antibiótica.

Reducción de costos y de presión de selección de cepas

resistentes.

HEMOCULTIVOSImportancia nº muestras

WASHINGTON,J. - MAYO CLIN PROC. 1975

Nº DE EPISODIOS= 80

3 MUESTRAS DE 20 ml CADA UNA

1º muestra = 80% POSITIVOS

2º muestra = 88% POSITIVOS

3º muestra = 99% POSITIVOS

WEINSTEIN,M. - REV INF DIS,1983

Nº DE EPISODIOS= 282

3 MUESTRAS DE 15 ml CADA UNA

1º muestra = 91% POSITIVOS

2º muestra = >99% POSITIVOS

Ayuda a alcanzar el vól óptimo de sangre a cultivar Permite discriminar contaminación vs bacteriemia verdadera

HEMOCULTIVOS

MOMENTO DE LA TOMA

Tiempo lag ~ 1 h antes inicio síntomas

INTERVALO ENTRE MUESTRAS

Estado clínico del paciente determina el intervalo

* ATB urgente intervalos cortos

* Estable > intervalos (endovascular)

OTROS DATOS IMPORTANTES:

Relación caldo cultivo/sangre: 1/5 – 1/10

Presencia de inhibidores en sangre

Atmósfera de incubación

Tiempo de incubación (M7, A 5)

Desinfección de la piel ( alcohol 70%)

Desinfección de la botella (alcohol 70%)

Volumen de sangre:

Adultos 8 a 10 ml

Pediátricos 1 a 3ml

Arterial=Venosa

No hacer cambio de aguja

Conservación: según método usado en el laboratorio

HEMOCULTIVOS

CATÉTERES

MÉTODOS CON REMOCIÓNMÉTODOS SIN REMOCIÓN

- No existe técnica “gold standard”

- > 70% catéteres retirados innecesariamente

- Los métodos con remoción brindan un diagnóstico retrospectivo

IMP!! Cualquiera de los métodos elegidos debe estar acompañado con al menos un hemocultivo periférico previo

CATÉTERES

MÉTODOS SIN REMOCIÓN

Tiempo diferencial de positividad (Métodos automatizados)‏

• Útil para catéteres de larga permanencia (>30 días).

• Tomar muestra de catéter y de vena con la menor separación de tiempo posible.

• Inocular exactamente el mismo Vol. de sangre periférica y a través de catéter.

• Utilizar mismo tipo de frasco de hemocultivo.

• Ingresar ambas muestras al mismo tiempo al equipo.

Punto de Corte : Diferencia > 120 min.

MUESTRA DE SANGRETRANSCATÉTER

Desinfección de la conexión (iodopovidona )

Extracción con aguja y jeringa estéril

En catetéres heparinizados descartar los primeros ml y volver a heparinizar

Volumen de sangre:

Adultos 8 a 10 ml

Pediátricos 1 a 3ml

Conservación: según el método usado en el laboratorio

IMPORTANTE!!!!!

INTERVALO ENTRE MUESTRAS

Si los hemos son para estudiar infección relacionada a catéter, extraer las muestras SIN intervalo de tiempo, siempre primero la periférica

Si los hemos son para sospecha de bacteremia distinta a la asociada al catéter, extraer las muestras con 15-30 minutos de intervalo entre cada muestra

MUESTRA DE CATÉTER

Personal requerido: 2

Desinfección de la piel pericatéter(iodopovidona)

Extracción aséptica del catéter

Cortar a los 5 cm del extremo y colocar en tubo estéril (pinza y tijeras )

Conservación a temperatura ambiente < 2hs; heladera >2 hs

Importante: extraer un hemocultivo periférico previo a la remoción del catéter.

UROCULTIVO

La IU representa el 40% de las infecciones IH

Sólo 0,5 a 5% son bacteriémicas

70-80% de las IU en hospitales de agudos ocurren en pacientes con sonda vesical

10-15% de los pacientes en hospitales de agudos son portadores de sonda vesical

El 70% de ellas permanecen colocadas al menos 7 días

En pacientes sondados la tasa de colonización de la orina crece 5% por día

UROCULTIVOTÉCNICA POR SONDA VESICAL

• Clampeo sonda a 5 cm del meato urinario externodurante 15 minutos• Desinfección de la zona a punzar (ROH 70%)

• Extracción con jeringa y aguja (20 ml)

• Colocación de la orina en frasco estéril• Conservación en heladera Sondado intermitente: pacientes con retención urinaria, con uros previos contaminados al acecho

- sin clampeo- directamente al colocar la sonda

Importante: preferencia de sonda nueva !

MUESTRAS RESPIRATORIAS

Procedimientos

No InvasivosMini BAL

BAL

Catéter Protegido

Biopsia de Pulmón

Biopsia Pleural

Hemocultivo

Procedimientos

Invasivos

Aspirado traqueal/Esputo

E: las ST pueden originarse tanto en tracto

respiratorio superior como inferior

Manipulaciones del tubo endotraqueal pueden introducir la flora del tracto superior en traquea

Colonización temprana de pacientes internados

ASPIRADO TRAQUEAL

ASPIRADO TRAQUEAL

Recoger las secreciones en una trampa

unida al equipo de aspiración Enviar el dispositivo con el aspirado

Conservar a T.A (procesar antes de las 2 hs)‏sino, heladera

Recordar!! Los pacientes se colonizan con patógenos nosocomiales

LAVADO BRONCOALVEOLAR

1ª porción: más contaminada TBC u hongos

2ª y/o 3ª porción: Sembrar cuantitativamente

Citocentrifugado: fresco y coloraciones: Gram, Giemsa, Z-N (Kinyoun, Azul de o-toulidina)

TTO ATB rápido

Se muestrean 106 alvéolos

Muestra significativa si: < 1 % CEE E/ 2 - 25 % MØ con MO

intracelulares Presencia PMN (zona inflamada)‏

Pto de corte: > 104 ufc/ml (103)S: 72 - 100 %E: 69 - 100 %

Muestra obtenida por FBC

IMP!!!

No inyectar lidocaína por el canal de succión

No aspirar secreciones por el FBC antes de muestrear

No enviarlo en SF (inhibe Legionella y disminuye recuentos

de: anaerobios, H. influenzae y S. pneumoniae)‏

Procesarlos e/ 30 min. y 2 hs de obtenido

LAVADO BRONCOALVEOLAR

MINIBAL

Por catéteres, a ciegas, no dirigido

Introducción a ciegas de un catéter (enclavar en un bronquiolo distal)

Instilar 20 ml de SF estéril

10% de volumen de retorno

Procesamiento = BAL

Cultivo(+) con > 103-104 UFC/ml

COMBICATH

• La muestra no debe remitirse NUNCA en jeringa

con aguja

• Utilizar tubos estériles o en su defecto recipientes

estériles con tapa a rosca y seguros

• Ante la sospecha de bacterias anaerobiasconsiderar la posibilidad de utilizar medios de

transporte para este tipo de gérmenes

• Ante la sospecha de infección micótica o pormicobacterias se debe remitir el mayor volumen

posible

• La muestra se transporta a Temperatura Ambiente

LÍQUIDOS DE PUNCIÓN

LÍQUIDOS DE PUNCIÓN

• Punción previa desinfección de la zona

(iodopovidona)‏

• Colocar en tubo estéril con tapa a rosca CON

ANTICOAGULANTE (heparina)‏para todos los

líquidos, excepto para LCR

• Conservación a temperatura ambiente.

Refrigerar solamente una pequeña porción para realizar estudios complementarios si son necesarios

LCRSensibilidad de la coloración de Gram

ETIOLOGÍA SENSIBILIDAD

Streptococcus pneumoniae 90%

Neisseria meningitidis 75%

Haemophilus influenzae 86%

Listeria monocytogenes <50%

Bacilos Gram Negativos 50%

Todas las etiologías sin tto. ATB 75-90%

Todas las etiologías con tto. ATB 45-60%

LCREn meningitis asociadas a shunts

MUESTRAS

LCRA) Por punción del reservorio :la sensibilidad del cultivo del LCR del reservorio es del 95%B) LCR por punción lumbar: la sensibilidad es del 50-80%)

Cultivo Punta de catéter ventricular NUNCA!!!

LÍQUIDOS DE PUNCIÓNUtilidad de la siembra en botellas de hemos

• En muestras con bajo inóculo bacteriano de sitios estériles

• Remitir al menos 10 ml de muestra para el frasco de HC

• Remitir también muestra en tubo estéril para el examen directoy siembra

• Utilidad documentada en:– Líquido ascítico (peritonitis primaria)

– Líquido de diálisis peritoneal ambulatoria– Líquido sinovial– Líquido pleural (existen pocas publicaciones que lo avalan)

• Ventajas:– Permite mayor recuperación bacteriana en menor tiempo

• Desventajas:– Crecimiento pobre de bacterias exigentes, por ejemplo

Haemophilus spp.– Costo

Diagnóstico Clostridiumdifficile

1- La búsqueda de C. difficile o sus toxinas debe realizarseen heces de consistencia diarreicas (B-II).2- La muestra debe ser remitida sin conservantes los antes posible al laboratorio para su procesamiento inmediato.3- El cultivo de heces es la prueba màs sensible y específica (A-II).4- El ELISA) para toxinas A y B es rápido pero menos sensible que el estudio de citotoxicidad (B-II).5- La PCR parece ser rápida, sensible y específica y pero no está al alcance de todos los laboratorios y son necesarios más estudios (B-II).6- La repetición de pruebas durante el mismo episodio es de valor limitado y no se recomienda (B-II).