TÉRMINOS DE REFERENCIA PARA LOS PROYECTOS PILOTO...

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TÉRMINOS DE REFERENCIA PARA LOS PROYECTOS PILOTO SOBRE RECONOCIMIENTOS BIOLÓGICOS PORTUARIOS DE REFERENCIA: SITUACIÓN DE LAS ESPECIES INTRODUCIDAS POR

AGUAS DE LASTRE DE LOS BUQUES EN PUERTOS DEL PACÍFICO SUDESTE El establecimiento de animales, plantas y microrganismos no nativos, introducidos en lugares lejos de su ámbito de origen es una de las amenazas ambientales más serias que enfrentan los ecosistemas costeros en el mundo. Con el aumento del comercio marítimo, las oportunidades para el transporte de especies en los cascos y aguas de lastre de los buques mercantes se han incrementado. En algunos casos, la introducción seguida de un establecimiento exitoso de especies no nativas puede conducir a invasiones biológicas, capaces de afectar adversamente la biodiversidad nativa, las actividades costeras y la salud humana. Los reconocimientos biológicos portuarios de referencia (RBPR) son parte integral de la gestión de aguas de lastre, cuyo objetivo es impedir la transferencia y la introducción de especies no nativas perjudiciales transportadas en aguas de lastre de los buques. Los RBPR tienen por objetivo levantar inventarios de la vida marina en los puertos comerciales, y en las aguas próximas, frecuentadas por buques mercantes que transportan aguas de lastre. Su propósito es determinar la presencia, abundancia y distribución de especies no nativas que pueden haber sido introducidas a través del transporte marítimo, acarreadas en las aguas de lastre o en cascos de los buques, y por otros medios. Además, pueden proporcionar un punto de referencia de información biológica para medir en el futuro la magnitud de los cambios en la estructura y función de las comunidades marinas. Para los países donde no se han llevado a cabo estos estudios, los RBPR pueden ayudar a revelar el estado actual de las especies no nativas en las aguas costeras y resaltar la necesidad de hacer una buena gestión de aguas de lastre. En casos en los que ya exista dicha gestión, los RBPR pueden convertirse en un medio efectivo para evaluar la eficacia de las medidas tomadas para prevenir la introducción de especies foráneas. Los RBPR además serán de utilidad en relación con los reconocimientos portuarios efectuados conforme a la regla A-4 del Convenio de Aguas de Lastre (BWM 2004), sobre la base de las directrices de la OMI para la evaluación de riesgos (D7). El éxito de la gestión de aguas de lastre depende en gran medida en la capacidad de evaluar los riesgos por transferencia de especies en los buques que navegan entre diferentes regiones o zonas biogeográficas. Los datos biológicos son esenciales para el proceso de evaluación de riesgo. Durante la implementación del proyecto Globallast Partnerships (GEF/PNUD/OMI), en los cuales participaron los países del Pacífico Sudeste, se desarrollaron entrenamientos sobre reconocimiento biológicos portuarios que permitieron el entrenamiento de docenas de técnicos. Dichos entrenamientos se basaron en una metodología elaborada por GloBallast y el National Institute of Water & Atmospheric Research (NIWA) basados en los protocolos desarrollados por el Centre for Research on Introduced Marine Pests (CRIMP). Recientemente, investigadores del Smithsonian Environmental Research Center de Estados Unidos,

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desarrollaron una metodología más sencilla y menos costosa que permite evaluar el nivel de bioinvasión mediante placas de PVC que se dejan sumergidas para que los organismos incrustantes que viven alrededor de los puertos se adhieran. Los protocolos del Smithsonian Environmental Research serán utilizados en los proyectos piloto materia de esta convocatoria y se incluyen como anexos de estos términos de referencia. 1. OBJETIVO Realizar una evaluación básica sobre la situación actual de las especies no indígenas introducidas por aguas de lastre de los buques en cinco puertos del Pacífico Sudeste (al menos uno por país), utilizando para ello metodologías estandarizadas. 2. ACTIVIDADES 2.1. Elaboración del Plan de Trabajo.- Debe describir por lo mínimo las diferentes etapas del

trabajo a realizar, los tiempos de ejecución y el presupuesto. Se debe considerar lo siguiente:

• Fase preparatoria Identificación del área de estudio. - En este ítem se indicará el puerto(s) donde se

llevará a cabo el estudio, tomando en consideración su ubicación, el nivel de tráfico marítimo internacional, las facilidades de acceso, involucramiento de las autoridades portuarios, autorizaciones, etc. Equipo de trabajo. - Identificar al coordinador/responsable del proyecto y del equipo

técnico de trabajo. Se debe contar con especialistas en biología marina, taxonomía de invertebrados, biología molecular y otras especialidades afines. Se recomienda la vinculación de expertos académicos para la etapa de identificación de especies. Adquisición de los materiales de trabajo necesarios y adecuados para la colecta de

muestras (ver anexos). Identificación del laboratorio dónde se realizará el análisis de muestras (instituciones

nacionales, universidades).

• Fase de campo Selección de sitios e instalación de las placas de PVC dentro de las instalaciones

portuarias (10 por puerto) y posterior retiro de las placas usando los protocolos del Smithsonian Environmental Research (ver anexos),

• Fase de laboratorio y análisis de muestra: Identificación y cuantificación de macroinvertebrados sésiles y móviles. Identificación y cuantificación de microinvertebrados sésiles y móviles. Análisis moleculares de muestras que requieran este tipo de estudios para

identificación de especies.

• Cronograma de trabajo

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• Presupuesto Incluir el detalle de los gastos a incurrir (véase numeral 7 sobre en qué se puede

utilizar el dinero) Incluir el cofinanciamiento en el presupuesto, sea en efectivo o en especie. No existe

una contrapartida fija que se exija como cofinanciamiento para esta actividad, sin embargo, alentamos a las instituciones nacionales a valorar el esfuerzo institucional en personal, equipos y materiales. Los rubros deberán estar en dólares americanos.

2.2. Elaboración del informe de avances y finales. - El informe final tendrá al menos las siguientes secciones:

1) Resumen ejecutivo en español 2) Resumen ejecutivo en inglés 3) Introducción 4) Materiales y métodos 5) Resultados 6) Discusión 7) Conclusiones y recomendaciones 8) Referencias bibliográficas 9) Anexos: se debe incluir el reporte de laboratorio de cada sitio de muestreo,

debidamente georefenciado, fecha de recolección y análisis de esta. Participación en videoconferencia y en taller regional de entrenamiento en Guayaquil, Ecuador. - Los líderes de los cinco equipos participarán en una videoconferencia de coordinación para aclarar alguna duda sobre la metodología antes de iniciar la fase de campo. Adicionalmente, participarán en un taller regional de entrenamiento en Guayaquil, Ecuador, en una fecha aún por definir, que será dirigido por el Dr. Gregory M. Ruiz del Smithsonian Environment Reasearch Center.

Los líderes de los equipos serán invitados a participar en una publicación científica sobre el estado actual de bioinvasión marina en la región del Pacífico Sudeste, bajo la supervisión del Dr. Ruiz.

3. PRODUCTOS ESPERADOS 3.1. Plan de trabajo: entregado previo a la firma del convenio/contrato/ memorándum. Dicho

documento será un anexo del convenio/contrato y deberá contener lo estipulado en el numeral 2.1

3.2. Informe de avance: a los 60 días de la firma del contrato (mitad del período de

implementación), este debe incluir las actividades ejecutadas hasta la fecha acorde al plan de trabajo y su cronograma. El documento deberá ser entregado en digital en formato Word, fotos y videos en formato digital de las diferentes fases del proyecto en buena resolución.

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3.3. Informe final: a los 120 días de la firma del contrato (final del período de implementación). El informe debe incluir lo establecido en el numeral 2.1 del presente Término de Referencia.

Una copia del Informe final será entregada a la Secretaría Ejecutiva de CPPS y otra a la institución nacional patrocinadora, en versión digital, describiendo las actividades realizadas, los resultados principales, el número de especies nativas y no nativas encontradas, discusión sobre los resultados y recomendaciones para las autoridades nacionales a cargo de la gestión de aguas de lastre en el país. El informe final deberá incluir un anexo con el informe de gastos y copias de los recibos/soportes respectivos. Se recomienda documentar con fotografías y videos cada etapa del trabajo,

4. ¿QUIÉNES PUEDEN SOLICITAR FONDOS? Son elegibles para acceder a los fondos las instituciones nacionales que realizan investigación en alguna de las ramas de las ciencias del mar. Instituciones privadas, investigadores independientes, ONG´s y universidades no son elegibles directamente para acceder a los fondos, a menos que cuenten con el aval de la institución nacional encargada de la gestión de aguas de lastre y/o portuaria. Solo se financiará un proyecto piloto por país y la nominación deberá hacerse a través del canal oficial del Plan de Acción que es el Punto Focal Nacional. En caso de que algún país no desee hacer uso de los fondos que le corresponden, se abrirá la posibilidad de que otro país los utilice. Es responsabilidad de los solicitantes obtener las autorizaciones o permisos respectivos para realizar el trabajo relacionado con su proyecto piloto. 5. MONTO El monto asignado para cada proyecto piloto de de US $8,000.00 (ocho mil dólares americanos), que serán desembolsados en tres partes: 50% a la firma de un convenio con la Secretaría de CPPS (la modalidad del convenio/contrato se ajustará a las necesidades de LAS instituciones favorecidas), 30% a la entrega del informe de avance a los 60 días (previa aprobación por la Secretaría Ejecutiva del Plan de Acción) y 20% a la entrega del informe final, una vez que éste haya sido revisado y aprobado por la Secretaría Ejecutiva del Plan de Acción y la institución nacional patrocinadora. 6. DURACIÓN DEL PROYECTO PILOTO La duración del estudio será de 120 días calendario, con una extensión máxima de 30 días debidamente justificada y aprobado por la Secretaría Ejecutiva del Plan de Acción (CPPS). Posterior a este tiempo se cargará una multa equivalente al 1 por mil del monto total por día de retraso de la entrega del informe final (US $8,00).

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7. DESTINO DE LOS FONDOS Los fondos podrán ser utilizados solo en los siguientes rubros:

1. Equipo para instalación y colecta de muestras (e.g. herramientas, recipientes, etc). 2. Químicos para conservación de muestras biológicas (e.g. alcohol, formol). 3. Análisis moleculares para identificación de especies (filogenia) (ADN). 4. Transporte de muestras biológicas o envío de productos de PCR para análisis en el

exterior. 5. Transporte del personal, incluyendo avión si los puertos están retirados. 6. Alimentación del personal durante los días de trabajo en el campo.

No se podrá utilizar el dinero para pago de sueldos, gastos bancarios, administración de fondos por terceros, equipos electrónicos ni otros que no estén relacionados directamente con la implementación, colección y análisis de muestras biológicas. Si existe duda al respecto hacer la consulta respectiva a la Secretaría Ejecutiva del Plan de Acción (CPPS) ([email protected]). 8. SUPERVISIÓN DE LOS PRODUCTOS La supervisión de los productos generados por las instituciones implementadoras de los proyectos piloto estará a cargo del Coordinador Regional del Plan de Acción, Dr. Fernando Félix ([email protected]), o la persona que designe. 9. OBLIGACIONES DE LA ENTIDAD CONTRATANTE

La suscripción del contrato no origina al contratista un vínculo funcional con la CPPS en su condición de organización internacional bajo la categoría de funcionario internacional ni puede ser considerado como personal profesional o administrativo no internacional de CPPS.

10. GARANTÍA DE EJECUCIÓN Si el aplicante no tiene el aval de una institución nacional, deberá entregar una garantía bancaria a favor de la Secretaría General de CPPS por buen uso de anticipo y cumplimiento de contrato por un valor equivalente al primer pago y con una vigencia de hasta un mes adicional a la fecha establecida para el término de contrato. La garantía bancaria deberá ser remitida a nombre de Comisión Permanente del Pacífico Sur (CPPS), inmediatamente después de firmar el contrato y antes de recibir el anticipo.

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ANEXO 1

PROTOCOLO DE INSTALACIÓN DE LA PLACA DE PVC PARA COLECTAR ORGANISMOS INCRUSTANTES

SERC Protocol (June 2019 Update)

SETTLING PLATE DEPLOYMENT PROTOCOL FOR A

SINGLE EMBAYMENT

I. MATERIALS & METHODS

A. PREPARATION OF PLATE UNITS

PVC:

Step 1: Drill 2 holes with a “7/32” or “1/4” drill bit on both sides of the plate.

Step 2: Lightly sand (gently and evenly) one side of the plate with an electric sander (this is the

side that organisms will attach to).

B. CONSTRUCTION OF PLATE UNITS Step 1: Lace a large (yellow in figures) cable tie from top of one hole, under (sanded) bottom of plate and

up through second hole on the SAME side. Close cable tie so there is a loose loop. See Figure C.

Step 2: PVC ONLY: Repeat on other side of plate.

Closure on cable tie

Figure C. Side views of PVC Plate Construction

PREPARATION MATERIALS NEEDED 1) Line cutters

2) Electric sander

3) .250x48x96 Type I PVC sheet (cut at factory)

4) Drill press

SIDE VIEW

TOP

SANDED

BOTTOM


Step 3: Place brick in middle of plate on top (non-sanded) side so the cable tie loops are on the sides of

brick.

Step 4: Lace an extra Large cable tie (red in figures) through one loop, through middle hole of brick,

under loop on other side and back through same hole to the other side in order to close cable tie. See

Figure D1. With this method, you must use bricks with holes in them. It is possible to use bricks without

holes in them, but you must use more cable ties to do so (looping them around the brick and use them to

attach the plate to as opposed to going through the hole).

1) 2)

Figure D. Side views of brick attachment to PVC plate

Step 5: Tighten all cable ties.

Step 6: Loop an extra large cable tie through one hole on each end of the brick (1 tie per side). Do not

close these cable ties tightly; line gets attached to these loops. See Figure D2.

= Extra large cable ties

= Large cable ties

= Brick

= PVC plate

Figure E. Final views (pre-line attachment) of PVC unit

UNITS ARE NOW READY FOR DEPLOYMENT

TO DEPLOY: loop appropriately sized line under Ex-L loose cable ties. See Figure F.

The length needed is enough to keep plate suspended 1 meter below the surface of the water at

Mean Low Low Water.

1. First, calculate CURRENT tide:

Use the one set of tides (one high, one low) before and after the time you are

deploying that site.

BRICK

TOP VIEW

TOP OF BRICK

AERIAL VIEW

SIDE VIEW


Tidal CURRENT = [high tide – low tide]/ # hours between tides

Current tide= (Tidal current) x (# hours passed from last tide (or before

next tide))

Ex: low tide is at 6am and is (-0.5ft) and high tide is at 12pm and is (+1.5ft). You

are deploying at 9am. The tidal current is +1.5-(-0.5)=2ft/6hrs=0.33ft/hr. For 3

hours (6am-9am), 3hr x 0.33ft/hr=0.99ft (1ft). The current tide at 9am is (-0.5ft)

+ 1ft=0.5ft. 2. Determine the lowest low tide from tide tables for the 3 months plates are in water.

3. Basic equation for rope length = CURRENT tide – LOWEST LOW tide + 3 feet.

4. For example: You are deploying in Norfolk and the lowest low tide is -1.2feet. The current tide is

+0.5feet. The rope length then would be [+0.5-(-1.2)ft] + 3ft =4.7feet. So, you would want your plate to

be about 4.7 feet below the surface of the water OR 1 meter below surface of floating structure.

*****If you are deploying in very low water, make sure that your plate is at least 1m above the

bottom.

LINE

Figure F. Side view of line attachment to PVC unit

Tie a bowline knot near cable ties.

Attach the line to the dock/piling/structure. If possible, tie lines to already existing fence staples, nails,

bollards (metal corners of floating docks), etc. if line can be secured. If necessary, install a fence staple.

Hammer the staple halfway in and slide about 6” of the line through.

Hammer the staple all the way in and tie the line in a bowline knot.

Make sure all knots/staples are secure.

.

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ANEXO 2 PROTOCOLO PARA RETIRO DE LAS PLACAS DE PVC CON

ORGANISMOS INCRUSTANTES

SERC Protocols (Updated May 2019)

SETTLING PLATE RETRIEVAL PROTOCOL FOR A SINGLE EMBAYMENT (site)

I. MATERIALS & METHODS

A. Preparation for field retrieval

Day before block retrieval: Decide which block will be retrieved the next day. Check weather/marine weather. Prepare soft-sided cooler bag(s) with necessary items for field (list above). Prepare any personal items (towel, food, water, etc).

B. Field team collection

Go over field preparation list before leaving to make sure you have all items

listed including the deployment notes and retrieval data sheets. Step 1: Collect plates from field:

Take deployment notes from block being retrieved and find locations of all plates.

Being careful to hold onto a possibly slippery and/or sharp line, pull plate out of water and cut or untie rope.

For each SITE, ITEMS NEEDED IN FIELD 1) Tools-staple remover, knives (serrated for cutting rope) 2) Retrieval sheets and Copies of deployment sheets from the site(s)

being retrieved, including the plate map/descriptions, or any other maps needed to find plates

3) GPS with extra batteries (AA or AAA) 4) Extra large Freezer Ziploc bags (thick ones) (~2per plate) 5) Large Cooler(s) for holding plates 6) 2-20L buckets for seawater with lids that fit (unless seawater tap at

lab), and/or trash (1) 7) Field gloves 8) Sounding line 9) DO/Temp/Sal meter with extra battery (AAs) and DI rinse water 10) Wire cutters (2) for snipping cable ties 11) Clipboard for data 12) (2) Sharpie markers 13) (2) Mechanical pencils 14) Blank Rite in the Rain paper for notes 15) Foul Weather gear


Using the cutter or snips, cut all cable ties so that plate is detached from brick. Make sure the plate does not “fall” on the collected side during this process. Retain any “loose” mobile organisms associated with the plate. If any organisms are lost, note on comment section of retrieval data sheet.

Fill a Ziploc with seawater and, holding plate (non-collected-side-down) in palm of hand, place plate into bag. If any holes are created during this process, double bag the plate (add more seawater if needed). There should be enough seawater in bag to cover plate when lying on its non-collected side. Large Tupperware containers can be used in place of Ziplocs, if desired.

Using fence staple remover (if fence staples present), remove fence staple and save in a designated trash container (bucket, Ziploc).

Place bag with plate into cooler. If a DATA LOGGER is present, remove it from plate, scrape if necessary and place in Ziploc dry.

Place any trash (line/cable ties/etc) in the designated trash container. Repeat process until all plates are in cooler. If any plates are missing, note

those numbers in comments section. IF HOLES IN BAGS, MAY NEED TO ADD WATER TO COOLER FOR EASIER TRANSPORT.

Place bricks into large wheelable action packer/cooler. Some sites allow you to throw the bricks into the water. Check deployment notes as well as retrieval notes for information if allowed to throw bricks in water site or ask before retrieving site.

Collect 2-3 buckets of seawater from site, unless seawater tap is available at the lab (if using seawater tap, check salinity of the tap as compared to the site where the plate was retrieved and adjust if necessary).

Step 2: Transport plates to lab in cooler


ITEMS NEEDED IN LAB 1) 3 empty 20L buckets (for filtering into) 2) 3-68L Rubbermaid storage bins with lids (baths) 3) small, handled, 5-quart buckets (1 per each plate) 4) Refractometer (for checking salinity). 5) CaCo3 (buffer for Formaldehyde) 6) 4L- Formaldehyde, 37% 7) Air pump with airstones (1 per plate) 8) Magnesium Chloride (MgCl), measured out (for 6.4g/1L squirt bottles) 9) Liter jugs (3) (Rubbermaid drink containers)-for formalin 10) Funnels (1 big, 2 small) 11) 95% Non-denatured Ethanol 12) Camera w/ extra batteries 13) 6 Rubbermaid dishes (1.4 quarts – for plate analysis) 14) 2 Large dishes (2.8 quarts) 15) Squirt bottles (for 95% ethanol, Mgcl, 10% formalin, seawater)1L , 1/2L 16) 1-1000-ml graduated cylinder 17) 1-50 or 250-ml graduated cylinder 18) Gloves (sizes will vary depending on crew) 19) Voucher vial boxes (amt depends on site) 20) Voucher numbers 21) Preservative explanation sheet 22) Scintillation vials 23) 2oz glass Qorpak jars, 8oz and 16oz plastic Qorpak jars for vouchering big

organisms 24) Scope instruments at each station: dissecting needles, scalpel, forceps, pipette,

wooden vial holder, Kim-wipes, paintbrush (tiny), scissors, fat blue Sharpie, lens paper

25) 4-Point count grids (4x5) or (7x7) 26) Parafilm, Saran wrap 27) Scrapers (3) 28) DUCT TAPE 29) Data sheets: point counts, morphotypes, and photologs 30) Packing tape 31) Dissecting Microscopes with bases and booms 32) Light sources w/fiber optics, with extra light bulbs and extra fuses 33) Formalin filtration unit, including 2-1L plastic flasks, tubing, aspirator tube or vacuum

pump, 47mm Whatman filters 34) Lab coats and safety goggles 35) 2-153um sieves, one for live use and one for dead/chemical use 36) Pump and tubing to siphon Ethanol from drums


C. Laboratory Processing

LAB TEAM SET-UP

Prepare microscope stations with squirt bottles of 95% Ethanol, 10% Formalin (under hood), and MgCl before plates arrive from the field. When field team arrives, clean gear (meter, sounding line, etc) with freshwater. PHOTOGRAPHS/PLATE HANDLING) Items Needed:

2-3 cut-down Tupperware dishes/deep trays

Scrapers

Seawater Buckets

Camera

Photolog data sheets

For the next steps, one person can scrape the plates (#1-8) while another person photographs them (#9-11).

1. Remove plates from Ziploc bag.

2. Scrape the back (non-collected side) and sides of the plate (if needed) being careful to

leave the collected side intact. If anything should fall off during scraping, pick it up, and

leave it with the plate.

3. Place each plate into a small 5-quart bucket along with its Ziploc bag water.

4. KEEP MOBILES.

5. Look on the back of the plate for the # etched and match it to the photolog label in the

data book.

6. Fill out the date collected, cut out the right side label, and place in bucket with plate.

7. Repeat this process for all of the PVC plates.

8. Place the plate in a cut-down tray and pour filtered seawater GENTLY into the dish so

the plate is covered. . MAKE SURE TO LINE UP THE PLATE SO THAT THE

NUMBER ON THE BACK IS IN THE “UP” POSITION. This is the case if we

want to go back to the pictures, all of them will be lined up in the same direction (the

point count should be done the SAME WAY.

9. Photographing the plate:

a. Place the label from the bucket at the top of the plate making sure not to cover

any part of the plate while keeping the label visible for the photograph. Keeping

the buckets in order will help lessen confusion about which plate goes with

which bucket.

b. Using the DSLR camera, set to “Automatic” and zoom as far out as possible

making sure that the whole plate and photo tag is in the picture.

c. Check focus on each plate and adjust if necessary – make sure the label is legible

in the photograph!


d. Photograph the plate as many times as necessary to get a good photo. Check the

digital picture to make sure that it took and that it is okay. There is no need to

write anything down in the databook.

e. No Flash

When possible, take pictures of the settlement plates OUTSIDE. If it is too bright or there is a glare, take

pictures in the shade or position your body to cast a shadow over the plate. Avoid fluorescent lighting!

When in doubt, put the plate in the shade when taking a picture. When sunlight is diffused by clouds, trees, or

buildings, there should still be plenty of ambient light from the sky to light the plate.

Take pictures of the plates both IN and OUT of the water. By doing this, you give those using the pictures more

options when analyzing photographs.

Try focusing on Plate AND photo tag. By getting multiple photos with different focus, we can best choose and

label photos in the future.

Do NOT rely on the cameras “Image Preview” to determine if you took a good picture. Pictures that appear

clear and crisp on the cameras preview setting may not appear the same way once downloaded. To be sure you are

taking the best pictures possible, take multiple pictures of the same plate and regularly upload them to a desktop

computer.

If something looks interesting on the plate, take a close-up picture of the object.

Try to have the same person taking plate pictures for the entire retrieval! This helps with consistency.

Use the BEST camera available.


EXAMPLES OF BAD PLATE PICTURES:

Over-exposed with glare.

Unable to zoom in.

Glare on top of the water.

Photo tag overlaps with the top of the plate.

Organisms are in and out of water.

Unable to zoom in.

EXAMPLES OF A GOOD PLATE PICTURE:

Great resolution.

Able to zoom in to see smaller organisms.


Plates for Live Analysis

Step 1: Remove plate from bucket, leaving label in bucket. Place plate into cut-down

Tupperware dish. See plate processing protocol for more in depth information Step 2: Remove data sheets (one morphospecies, one point count) for that plate from the notebooks. MAKE SURE TO LINE UP THE PLATE SO THAT THE NUMBER ON THE BACK IS IN THE “UP” POSITION. This is the case if we want to go back to the pictures/point counts, all of them will be lined up in the same direction. Place point count grid on top of plate (four points across, five points down). Under each point identify (by morphotype) the primary taxa (the organism attached to the plate) and the secondary taxa (any organism growing on top of the primary taxa). Record information on data sheet.

Under each point identify and record the SESSILE primary taxa. The PRIMARY taxa is the taxa that has directly

attached to the plate. Also record any SESSILE secondary, etc taxa (any organism growing on top of the primary).

Make sure to record what is ATTACHED to the point and not taxa that is acting as a canopy (see below). Point

Counts Layers can be of any number, but if something might be considered a “matrix” it is only counted as one

layer. Ie. Serp matrix, Bryo, Serp Matrix

Use grid to determine points (A1, A2, etc), and record on data sheet accordingly. The grid

should be oriented with 7 points across (or less for 20point count). Each point on the grid

represents an imaginary straight line going to the bottom of the plate.

Choose an invisible point anywhere around the radius of the grid-point crosshair (See figure 1 at the A1 crosshair).

Use the placement of this point on all other point counts on the grid to keep consistent.

Figure 1: Arrow pointing to invisible point used as the actual data point for A1.

Canopy: If canopy is present (i.e. hydroids, bryozoan) this SHOULD be noted on the data sheet as such, eg.

“Canopy= hyd. Record all organisms acting as canopy. This should be organism hovering OVER the point, and

not organisms attached to something that is Canopy. (i.e a bryozoan attached to a hydroid is NOT canopy. If a

hydroid and a bryozoan are overlapping individually over the point, both should be recorded).

Mobiles: No mobiles should be written on a point. If it can move, it is not sessile and won’t be there if you look

again. Only write down what is ATTACHED to be plate at that specific point. Crepidula and Vermetids are only

"mobiles" allowed on PCs.

Step 3: Voucher all sessile taxa and any slow mobiles (nudibranchs, corophium, gastropods

etc), collecting at least 5 of the best specimens (see preservative sheet for which mobiles to collect). Be sure to use the proper preservative (see Preservative sheet).


Only fill vial about ¾ full to allow cap to fit securely. Use MgCl to relax organisms you will be preserving with formalin – be sure to remove as much MgCl as you can before adding formalin (for those being preserved in10% formalin)

Record all information for each organism, i.e. Morphotype (main taxa group), color, number taken, preservative, comments (Genus/species name, specific details), and large vial size (Q=Qorpak, SV= Scintillation Vial, M = Miscellaneous Oversized vial). For LARGE VIALS: Put vial number inside, preserve immediately, put plate #/vial # on label on lid with thin Sharpie and PARAFILM the lid.

Preservative: The ratio of liquid/sample should be at least 2:1 to insure accurate preservation.

For DNA samples, this ratio should be increased. Step 4: After analysis, each panel should be briefly scanned by another person to make sure

no morphospecies were missed. Make sure to check the datasheets as well as the plate.

Step 5: Mobile organisms: We usually collect a mass mobile jar for peracarid crustaceans (one for each plate). To do this prepare a 2 oz. qorpak with internal (use pencil and write-in-

the-rain paper) and external (use sharpie + qorpak labels for mobiles, with all the information for that plate (“MOBILES”, plate #, block #, date).

Step 6: Take plate to sink, turn it upside down and swish the plate in the water. Pour this water through a LIVE sieve and transfer into the mobile qorpak or scint vial (with as little

water as possible). Then in a dead tupperware placed below, spray plate with 25 % Etoh (to shock animals). Wait a few minutes while mobiles out of plate and then squirt with seawater so mobiles come off. Collect mobiles using a 153um DEAD sieve and rinse mobiles into the labeled Qorpak using as little seawater as possible. Fill jar with 10% Formalin, or 95% Ethanol (depending on which mobiles are more important (worms or peracarids). Alternatively, you could make one mobile jar of worms, and other soft bodied organisms in formalin, and one jar of crustaceans in ethanol. Parafilm.

Step 7: Place vials in boxes and fill out box log. Make sure vial caps are snug and secure as you put vials away. Step 8: Clean up. (That includes all tools, workstations and common areas.)

TÉRMINOS DE REFERENCIA PARA LOS PROYECTOS PILOTO...

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