UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES CARRERA DE INGENIERÍA...

UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL

FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES

CARRERA DE INGENIERÍA AMBIENTAL

TRABAJO DE TITULACIÓN

PREVIO A OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE INGENIERO AMBIENTAL

TEMA:

FITOTOXICIDAD DEL CADMIO SOBRE DIFERENTES VARIEDADES DE

MAÍZ EN ECUADOR

AUTOR: Henry Paúl Aguirre Sánchez

TUTORA: Lic. Beatriz Pernía Santos, PhD.

GUAYAQUIL, 2019

I

DEDICATORIA

El presente trabajo de titulación va dedicado a mis Papitos Víctor Manuel Aguirre

Ordoñez y Estaura Olivia Sánchez Marín, mis mejores amigos; a quienes les doy las

gracias por depositar en mí toda la confianza, integridad, bondad, educación, dignidad

y amor, elementos necesarios para alumbrar el camino correcto de la vida; por

haberme enseñado plenamente los principios éticos que me han dado fortaleza a

través de esta travesía universitaria, mis logros siempre serán por y para ellos.

A mis Abuelitos Marco Sánchez y Estaura Marín, por estar conmigo hasta el final.

A toda mi familia que de una u otra manera se hicieron presente conmigo, tuvieron

una palabra de apoyo para mí a pesar de la distancia, gracias a ustedes he llegado

hasta aquí.

II

AGRADECIMIENTO

A Dios por ser siempre mi protector.

A mi hermano Adrián Aguirre, el mejor del mundo, por darme su apoyo incondicional,

por demostrarme que siempre debemos juntos salir adelante.

A mi chica Karina Elizabeth, por ser mi apoyo incondicional, por motivarme y nunca

dejarme rendir ante mis metas propuestas.

A mis mejores amigos de colegio Jonnathan, Karen Pamela y Solange, a pesar de la

distancia mantuvimos el verdadero significado de la amistad.

A mis amigas del Pre-universitario Ruth Gualli y Karina Domínguez quienes supieron

demostrar su amistad sin condición alguna.

A las personas que durante esta aventura universitaria se convirtieron en mi

segunda familia, mis compañeros de aula y aventuras: Dayana, María, Kathya,

Melanie, Michelle, Nathaly, Willinder, Juan, Douglas, Carlos, Aurelio, César y Adrián,

este trayecto no hubiese sido tan inolvidable sin ustedes.

A mi catedrática, tutora y amiga Dra. Beatriz Pernía Santos, por hacer de sus clases

magistrales, por entregar toda su confianza en mí, por brindarme su paciencia y apoyo

para realizar con éxito esta investigación y al Proyecto FCI-028 “Efectos del cadmio

sobre la germinación y crecimiento de plantas de cereales y granos de consumo

humano en Ecuador” del cual formó parte esta tesis.

Al Instituto Investigaciones de Recursos Naturales de mi querida Facultad de

Ciencias Naturales, y de manera especial a las Blgas. Mariuxi Mero, Rosita Siguencia y

María Fernanda Arroyo, quienes fueron guías, compañeras de lunch y amigas durante

la etapa experimental de esta investigación.

Henry Paúl Aguirre Sánchez.

TABLA DE CONTENIDO

DEDICATORIA ............................................................................................................... I

AGRADECIMIENTO ...................................................................................................... II

INTRODUCCIÓN ........................................................................................................... 1

CAPÍTULO I ................................................................................................................... 3

1.1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA .................................................................. 3

1.2. JUSTIFICACIÓN ................................................................................................. 4

1.3. HIPÓTESIS ......................................................................................................... 5

1.4. OBJETIVOS ........................................................................................................ 5

1.4.1. Objetivo general ............................................................................................ 5

1.4.2. Objetivos específicos .................................................................................... 5

CAPÍTULO ll .................................................................................................................. 6

2.1. ANTECEDENTES ............................................................................................... 6

2.2. MARCO TEÓRICO .............................................................................................. 8

2.2.1. Metales pesados ........................................................................................... 8

2.2.2. Cadmio ......................................................................................................... 8

2.2.3. Cadmio en suelo ........................................................................................... 9

2.2.4. Cadmio en las plantas ................................................................................. 10

2.2.5. Efectos del cadmio sobre la germinación y crecimiento de las plantas ....... 11

2.2.6. Maíz ............................................................................................................ 12

2.2.7. Nombre científico ........................................................................................ 13

2.2.8. Clasificación taxonómica ............................................................................. 13

2.2.9. Origen ......................................................................................................... 14

2.2.10. Cultivo de maíz a nivel global .................................................................... 14

2.2.11. Cultivo de maíz en Ecuador ...................................................................... 14

2.2.12. Variedades de maíz .................................................................................. 16

CAPÍTULO lll ............................................................................................................... 17

3.1. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................. 17

3.1.1. Área de estudio ........................................................................................... 17

3.1.2. Material vegetal ........................................................................................... 18

3.1.3. Bioensayo ................................................................................................... 19

3.1.4. Cálculo del porcentaje de germinación ....................................................... 19

3.1.5. Índice de tolerancia (IT) .............................................................................. 20

3.1.6. Índice integral de fitotoxicidad (IIF).............................................................. 20

3.1.7. Análisis estadístico ..................................................................................... 21

CAPÍTULO lV ............................................................................................................... 22

4.1. RESULTADOS .................................................................................................. 22

4.1.1. Variedad INIAP-101 .................................................................................... 22

4.1.1.1. Efecto del cadmio sobre la tasa de germinación y porcentaje de

germinación final ...................................................................................... 22

4.1.1.2. Efecto del cadmio sobre el crecimiento de las plántulas (radículas e

hipocótilos) ............................................................................................... 24

4.1.1.3. Índice de tolerancia .................................................................................. 26

4.1.2. Variedad INIAP-122 .................................................................................... 27




hipocótilos) ............................................................................................... 29


4.1.3. Variedad INIAP-151 .................................................................................... 32




hipocótilos) ............................................................................................... 34


4.1.4. Variedad INIAP-180 .................................................................................... 37




hipocótilos) ............................................................................................... 39


4.1.5. Variedad INIAP H-551 ................................................................................. 42




hipocótilos) ............................................................................................... 44


4.1.6. Variedad INIAP H-553 ................................................................................. 47




hipocótilos) ............................................................................................... 49


4.1.7. Comparación de la biomasa de las radículas e hipocótilos entre todas las

variedades .................................................................................................. 52

4.1.8. Comparación del índice integral de fitotoxicidad entre todas las

variedades .................................................................................................. 54

CAPÍTULO V ............................................................................................................... 56

5.1 DISCUSIÓN ....................................................................................................... 56

CAPÍTULO VI .............................................................................................................. 60

6.1 CONCLUSIONES ............................................................................................... 60

6.2 RECOMENDACIONES ...................................................................................... 61

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................. 62

ANEXOS ...................................................................................................................... 71

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1 Clasificación taxonómica del maíz .................................................................. 13

Tabla 2 Descripción de las variedades de maíz ........................................................... 16

Tabla 3 Condiciones iniciales de las semillas de cada variedad utilizadas en los

bioensayos ..................................................................................................... 18

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Mapa de cultivos de maíz distribuidos en el Ecuador. .................................. 15

Figura 2. Área de estudio. ........................................................................................... 17

Figura 3. Tasa de germinación y porcentaje de germinación final de la variedad

INIAP-101. A. Expresa la tasa de germinación durante 8 días y B.

Porcentaje de germinación final expuesta a diferentes concentraciones

(0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). Letras iguales indican que no existen

diferencias significativas (p≤0.05)................................................................. 23

Figura 4. Efectos del cadmio sobre el crecimiento de las radículas e hipocótilos de

la variedad INIAP-101. A y B. Longitud de las radículas e hipocótilos de

las plántulas expuestas a diferentes concentraciones

(0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). C. Longitud final de las radículas e

hipocótilos de acuerdo a cada una de las concentraciones expuestas. (*)

Indica que existen diferencias significativas. ................................................ 25

Figura 5. Índice de tolerancia de la radícula e hipocótilo de la variedad INIAP-101.

(*) Indica que existen diferencias estadísticamente significativas con

respecto al control. ....................................................................................... 26




(0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). Letras iguales señalan que no hay

diferencias estadísticamente significativas entre las medias, según

ANOVA de 1-vía (p



respecto al control. ....................................................................................... 31




(0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). Letras iguales señalan que no hay

diferencias estadísticamente significativas entre las medias, según

ANOVA de 1-vía (p

diferencias significativas, los resultados se muestran como

media±desviación estándar. ....................................................................... 40



respecto al control. ..................................................................................... 41


INIAP H-551. A. Expresa la tasa de germinación durante 8 días y B.


(0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). Letras diferentes señalan que existe

diferencias estadísticamente significativas (p

diferencias significativas, los resultados se muestran como

media±desviación estándar. ....................................................................... 50

Figura 20. Índice de tolerancia de la radícula e hipocótilo de la variedad

INIAP H-553. (*) Indica que existen diferencias estadísticamente

significativas con respecto al control. ........................................................ 51

Figura 21. Biomasa de las radículas de las variedades de maíz estudiadas,

expuestas a diferentes concentraciones de cadmio (0,25, 0,5, 1, 2, 4

y 8 mg/L) más un grupo control (0 mg/L). Los resultados se muestran

como media±desviación estándar (n=4). Letras iguales señalan que no

existe diferencias estadísticamente significativas con respecto al

promedio de la biomasa de los demás tratamientos (p≤0.05). .................... 52

Figura 22. Biomasa de los hipocótilos de las variedades de maíz estudiadas,

expuestas a diferentes concentraciones de cadmio (0,25, 0,5, 1, 2, 4

y 8 mg/L) más un grupo control (0 mg/L). Los resultados se muestran

como media±desviación estándar (n=4). Letras iguales señalan que no

existe diferencias estadísticamente significativas con respecto al

promedio de la biomasa de los demás tratamientos (p0,05). ............ 55

Figura 24. Medición del largo y ancho de las semillas. ................................................ 71

Figura 25. Agua destilada, soluciones de cadmio envasadas y etiquetadas. .............. 71

Figura 26. Colocación de las semillas en los envases. ................................................ 72

Figura 27. Adecuación de envases plásticos con papel filtro Whatman N°1 y

etiquetado por cada variedad. .................................................................... 72

Figura 28. Muestras en la cámara de germinación de semillas. .................................. 72

Figura 29. Aplicación de las soluciones a cada grupo de semillas con respecto a

cada una de las concentraciones. .............................................................. 73

Figura 30. Control de las variedades en la cámara de germinación. ........................... 73

Figura 31. Ejemplo de registro fotográfico. Variedad INIAP H-553 A, día 8. ................ 74

file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240137file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240138file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240139file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240140file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240140file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240141file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240142file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240142file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240143file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240144

Figura 32. Medición de radículas e hipocótilos. ........................................................... 74

Figura 33. Muestras envueltas en papel aluminio y rotulado. ...................................... 74

Figura 34. Muestras en estufa. .................................................................................... 75

Figura 35. Registro del peso seco de las muestras. .................................................... 75

Figura 36. Plántulas al finalizar el bioensayo, variedad INIAP-101. ............................. 76




Figura 40. Plántulas al finalizar el bioensayo, variedad INIAP H-551. ......................... 78

Figura 41. Plántulas al finalizar el bioensayo, variedad INIAP H-553. ......................... 78

Figura 42. Ejemplo de la presencia de hongos durante los días de medición.............. 79

Figura 43. Equipo de trabajo del Proyecto FCI 028 ..................................................... 80

Figura 44. Póster del trabajo de titulación en la feria de la ciencia de la Facultad de

Ciencias Naturales – Universidad de Guayaquil ......................................... 80

file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240145file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240146file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240147file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240148file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240149file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240150file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240151file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240152file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240153file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240154file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240155file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240156file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240157file:///C:/Users/MasterPC/Desktop/Tesis%20Final%20HPAS%20.docx%23_Toc34240157

ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo 1 Preparación de las semillas .......................................................................... 71

Anexo 2 Preparación de las soluciones....................................................................... 71

Anexo 3 Montaje de bionsayo in vitro .......................................................................... 72

Anexo 4 Desmontaje ................................................................................................... 74

Anexo 5 Variedades de maíz posterior al bioensayo ................................................... 75

Anexo 6 Registro fotográfico al día 8 de las variedades de maíz expuestas a las

diferentes concentraciones de Cd (0, 0,25, 0, 50, 1, 2, 4 y 8 mg/L). .............. 76

Anexo 7 Presencia de hongos .................................................................................... 79

1

INTRODUCCIÓN

Uno de los mayores problemas que enfrenta el mundo en el siglo XXI es la

contaminación ambiental, principalmente por metales pesados, implicando de forma

directa la seguridad alimentaria y por ende a la salud a nivel mundial y local (Reyes,

Vergara, Torres, Díaz, & González, 2016). La pérdida del recurso agua, calidad del

aire y de sustrato disponible para labores principalmente agrícolas han aumentado de

manera exponencial (Chen et al., 2013).

Según la FAO, el maíz es el segundo cultivo más productivo del mundo después del

trigo con más de 1000 millones de toneladas cosechadas al año, es por esto que, está

vinculado con el cumplimiento del segundo objetivo del desarrollo sostenible: “Poner

fin al hambre, lograr la seguridad alimentaria y la mejora de la nutrición y promover la

agricultura sostenible”, de esta manera ofrece soluciones claves para el desarrollo y a

su vez, son vitales para la eliminación del hambre y la pobreza gracias a su aporte del

6% de las calorías que alimentan a la humanidad (FAO, 2019).

Parte fundamental de la economía es el sector de la agricultura, sin embargo, se

debe mantener un equilibrio que garantice la seguridad alimentaria, la armonía con el

ambiente y la economía de los países; en los derechos del Buen Vivir (Art.13) la

Constitución de la República del Ecuador (2008) establece que: “Todas las personas

tenemos derecho al acceso seguro de alimentos sanos, suficientes y nutritivos;

producidos a nivel local y en correspondencia con sus tradiciones culturales e

identidades múltiples” (Asamblea Nacional Constituyente, 2008).

El maíz (Zea mays L.) es para los ecuatorianos uno de los cultivos más importantes

debido a que su producción proporciona la materia prima para los agronegocios y la

nutrición humana (Caviedes, 2019). Existen distintas variedades de maíz ya sean

nativas o híbridas, mismas que se destinan al consumo humano y animal

principalmente. Sumado a ello, se adquiere un sin número de subproductos y varias

aplicaciones en la industria, por ejemplo en la elaboración de balanceado, cosméticos,

aceites, jabones, entre otros (Sumba, 2014). Debido a su creciente consumo, es de

suma importancia evaluar los efectos que el cadmio ocasiona en las semillas y así

resguardar la seguridad alimentaria y sus aportes en la industria.

2

Conforme pasan los años es evidente la contaminación del suelo con metales

pesados, puntualmente suelos para actividades agrícolas, donde de manera directa

las especies vegetales absorben no solo cadmio, sino todo tipo de metales. Esta

contaminación de metales pesados en suelos agrícolas deriva un 54-58% del uso de

fertilizantes fosfatados, pesticidas, uso de aguas residuales para el riego y deposición

atmosférica (Gupta, Chabukdhara, Kumar, Singh, & Bux, 2014; Muñoz, 2017).

La agricultura es la principal causa de ingreso de estos compuestos a la cadena

alimenticia, sin embargo, la Autoridad Europea de Sanidad Alimentaria en conjunto

con la Unión Europea alertó a Ecuador sobre la presencia de Cd en cacao, monitoreó

los niveles de cadmio en todo tipo de productos que los humanos consumimos, lo que

encaminó a productores (agricultores), a cumplir con análisis físico químicos de suelo

de sus terrenos.

Según Pernía (2013), la especie Zea mays es capaz de absorber y dividir Cd por

todos sus órganos. Sin embargo, el cadmio se incorpora al ser humano por medio de

la alimentación y consumo de carnes rojas provenientes de animales alimentados con

este tipo de cultivo.

Por el contrario, en las plantas la germinación y el crecimiento son etapas de mayor

vulnerabilidad frente a la toxicidad de los metales pesados, porque algunos

mecanismos de defensa no se han desarrollado completamente (Ling, Gao, Du, Zhao,

& Ren, 2017; Flores, 2018). Por tal motivo, los síntomas que una semilla presenta ante

condiciones ambientales hostiles como la contaminación por metales es la inhibición

de la germinación y crecimiento (Pernía, De Sousa, Reyes, & Castrillo, 2008).

La presente investigación tuvo como objetivo principal determinar la fitotoxicidad del

cadmio sobre diferentes variedades de Zea mays para identificar las más tolerantes y

proponer su uso en suelos contaminados con este metal en Ecuador.

3

CAPÍTULO I

1.1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Los metales pesados son componentes naturales no biodegradables de la corteza

terrestre que se acumulan y persisten indefinidamente en el ecosistema como

resultado de las actividades humanas. Desde la revolución industrial, la concentración

de cadmio, arsénico, plomo, mercurio y zinc, entre otros, ha contaminado el suelo y

los recursos hídricos progresivamente, lo que ha dado lugar a importantes pérdidas de

rendimiento en las plantas (Bücker-Neto, Paiva, Machado, Arenhart, & Margis-

Pinheiro, 2017).

Presencia de cadmio se ha demostrado en cultivos como: café, banano, cacao,

arroz, maíz y soya (Méndez, Lara, Moreno, & Ayala, 2007; Mite, Carrillo, & Durango,

2010; Chavez et al., 2015; Pernía et al., 2016). Sumado a ello, Condo (2018), demostró

la presencia de Cd en variedades de maíz dulce, duro, canguil, morocho, chulpi y

blanco, de mayor consumo en el Ecuador.

Además, el cadmio causa efectos nocivos y problemas graves en la agricultura, por

ejemplo: retardo de las funciones fisiológicas y morfológicas, inhibición del crecimiento

de las radículas e hipocótilos, clorosis, reducción en la productividad de las cosechas

e incluso la muerte (Nedjimi, 2018).

Por otro lado, en Ecuador, las principales causas de muerte en los seres humanos

son la diabetes, seguida por la hipertensión y el cáncer donde los más frecuentes son:

cáncer de próstata, estómago y colon en los hombres; y en las mujeres, es el cáncer

de mama y del cuello uterino, todas éstas descritas como efecto de la contaminación

por cadmio (Instituto Nacional de Estadísticas y Censos [INEC], 2013; Mishra et al.,

2019).

4

1.2. JUSTIFICACIÓN

La seguridad alimentaria se refiere al derecho que tienen las personas al acceso

físico y económico a adecuados alimentos, inocuos y nutritivos para saciar sus

necesidades alimenticias y primacías en cuanto a los alimentos (CMA, 1996). Por ello,

es importante que la productividad agrícola aumente para salvaguardar la alimentación

de los ecuatorianos.

En la actualidad, varios estudios han comprobado la presencia de metales pesados

principalmente el cadmio en cultivos agrícolas y alimentos que se comercializan en el

Ecuador (Mero, 2010; Pernía et al., 2015; Cedeño, 2016; Alcivar, 2018; Flores, Pozo,

Pernía, & Sánchez, 2018; Sánchez, 2019). Las concentraciones superan los límites

establecidos en la legislación ecuatoriana presentando riesgos para la salud,

suscitando posibles enfermedades en los consumidores, por ejemplo, enfermedades

renales, anemia, hipertensión y algunos tipos de cáncer (Pernía et al., 2018; Mishra et

al., 2019).

Las plantas acumulan este metal en diferentes órganos y varios de los procesos

metabólicos se ven afectados por la toxicidad que este presenta, lo que finalmente

reduce el crecimiento y la productividad de las cosechas (Shanmugaraj, Malla, &

Ramalingam, 2019). Sin embargo, estudios han comprobado que especies vegetales

con mayor tolerancia al Cd pueden ser aplicables en suelos contaminados (Pernía,

Raimúndez, & Castrillo, 2007; Ramírez-Prado et al., 2016; Mero et al., 2019).

Se plantea en la presente tesis determinar la fitotoxicidad del cadmio sobre

variedades de la especie Zea mays y de esta manera identificar las más tolerantes,

con la expectativa de proponer su uso para los suelos contaminados con cadmio en el

Ecuador y así, tomar acciones pertinentes para mejorar la productividad.

5

1.3. HIPÓTESIS

Existen variedades de maíz tolerantes al cadmio que pueden ser utilizadas en

cultivos donde el suelo está contaminado con este metal.

1.4. OBJETIVOS

1.4.1. Objetivo general

Determinar la fitotoxicidad del cadmio sobre seis variedades de Zea mays L. para

identificar las más tolerantes y proponer su uso en suelos contaminados con este

metal en Ecuador.

1.4.2. Objetivos específicos

Analizar el efecto del Cd sobre la germinación de las semillas de Zea mays

expuestas a diferentes concentraciones del metal pesado (0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4, 8 mg L⁄

Cd).

Evaluar el efecto del cadmio sobre la biomasa y el crecimiento de las radículas e

hipocótilos de diferentes variedades de maíz.

Determinar el efecto fitotóxico de diferentes concentraciones de cadmio sobre las

variedades de maíz, utilizando el índice de tolerancia y el índice integral de fitotoxicidad

con la finalidad de proponer el cultivo de las variedades más tolerantes en suelos

agrícolas contaminados.

6

CAPÍTULO ll

2.1. ANTECEDENTES

La contaminación por cadmio puede causar graves problemas a los organismos

vivos y ser altamente tóxico para los humanos, puesto que se ven afectados

inconscientemente a través de la ingestión de alimentos contaminados con este metal

(Rodríguez-Serrano, Martínez-de la Casa, Romero-Puertas, del Río, & Sandalio,

2008).

Lara et al. (2015), demostraron que la planta de maíz es acumuladora de metales

pesados como cadmio y plomo, ésta de encarga a través de sus raíces movilizar por

todos sus órganos en concentraciones iguales o superiores a las que inicialmente

adquirió del suelo.

La mayor parte de las plantas que crecen en el suelo, muestran indicios visibles de

daño reflejado en términos de clorosis, inhibición del crecimiento, oscurecimiento de

las puntas de las raíces y finalmente la muerte (Asati, Pichhode, & Nikhil, 2016).

Mite et al. (2010), en un estudio panorámico, identificaron las áreas y los niveles de

contaminación por cadmio en diferentes cultivos de almendras de cacao, suelos y

aguas en Ecuador, donde determinaron presencia de Cd en zonas de la costa, sierra

y oriente, con un contenido de este metal superior al de los niveles máximos

permisibles en estos suelos.

Por otro lado, algunos investigadores han realizado análisis sobre el efecto del

cadmio sobre variedades de maíz. Tal es el caso de Anjum et al. (2015) quienes

realizaron una investigación para determinar la toxicidad por el cadmio en dos

variedades de maíz en China (Run Nong 35 y Wan Dan 13). Se expusieron a diversas

concentraciones (0, 75, 150, 225, 300, 375 μM), donde la variedad Wan Dan 13

acumuló Cd en mayores concentraciones en raíz, tallo y hojas que la variedad Run

Nong 35, por ende, la variedad que más toleró el cadmio fue la variedad Wan Dan 13.

De igual manera, Akhtar et al. (2017), estudiaron la acumulación y toxicidad del

cadmio de siete variedades de maíz híbridas de Pakistán (DKC 65-25, DKC 61-25,

DKC 919, 23-T-16, 32-B-33, 31-P-41 y sin híbrido) que estuvieron expuestas por 21

7

días en diversas concentraciones de cadmio (0, 5, 10 y 15 μM). La acumulación de

cadmio en la raíz y el brote aumentó gradualmente con el aumento de este metal,

mientras que la absorción de cobre (Cu), zinc (Zn) y manganeso (Mn) disminuyó en

todos los híbridos. La reducción en la biomasa de raíces y brotes y la absorción de Cd

fue menor en (32-B-33 y 23-T-16) en comparación con otros híbridos.

Por otro lado, Ling, Gao, Du, Zhao, & Ren (2017), realizaron una investigación para

determinar el contenido Cd en los brotes y las raíces del maíz, no se observaron

reducciones en los rendimientos de brotes y de materia seca de raíz cuando las plantas

se cultivaron a niveles de suministro de Cd ≤100 μmol/L. La concentración de este

metal en los brotes y las raíces del maíz aumentó significativamente con el aumento

de este tóxico, alcanzó su punto máximo a 50 μmol/L, luego disminuyó lentamente el

crecimiento de las raíces debido al aumento del cadmio. Sin embargo, la menor

concentración de cadmio no influyó significativamente en el crecimiento del maíz,

mientras que en los niveles más altos causaron respuestas fisiológicas significativas.

Akinyemi, Faboya, Olayide, Faboya, & Ijabadeniyi (2017), determinaron los efectos

del cadmio sobre dos variedades de maíz (amarillo y blanco) expuestas a diferentes

concentraciones de Cd (0, 1, 3 y 5 mg/L) en un lapso de dos semanas. El resultado de

aquel estudio reveló que ambas variedades de maíz bioacumulan Cd en las hojas de

forma dependiente de la dosis. Sin embargo, el maíz amarillo tuvo una mayor

acumulación de Cd que el maíz blanco en todas las dosis analizadas.

Por otro lado, los efectos del cadmio sobre el crecimiento del maíz fueron estudiados

por Wang, Zou, Duan, Jiang, & Liu (2007), quienes durante 15 días expusieron dos

variedades de maíz (Liyu No. 6 y Nongda No. 108) a concentraciones de (10−4, 10−5 y

10−6M) Cd, las plántulas expuestas a una solución de Cd de 10−4M mostraron una

reducción sustancial del crecimiento, e incluso el crecimiento de las raíces se detuvo.

En los primeros 5 días el Cd tuvo efectos estimulantes en la longitud de la raíz de

Nongda No. 108 a 10−5 y 10−6M Cd. Posteriormente el Cd inhibió el crecimiento de la

raíz de Liyu No. 6 a 10−4M Cd después de 10 días de tratamiento. La acumulación de

Cd en las raíces e hipocótilos de ambas variedades aumentó significativamente (p

8

2.2. MARCO TEÓRICO

2.2.1. Metales pesados

Los metales pesados son elementos naturales que hacen referencia a cualquier

elemento químico metálico que tiene su número atómico mayor a 20, su densidad

correspondiente es de 5 g cm3⁄ o superior. Puesto que no se pueden biodegradar con

facilidad, en concentraciones bajas sus características de toxicidad son elevadas y

éstos se bioacumulan en los tejidos de la materia viva (Prieto Méndez, González

Ramírez, Román Gutiérrez, & Prieto García, 2009).

Además, los niveles excesivos de metales pesados como el plomo (Pb), arsénico

(As), cadmio (Cd), cromo (Cr) y mercurio (Hg), pueden introducirse en el medio

ambiente, por ejemplo, mediante desechos industriales o fertilizantes. El suelo

representa un sumidero importante para los iones de metales pesados, que luego

pueden ingresar a la cadena alimentaria a través de plantas o lixiviarse en el agua

subterránea (Bradl, 2005).

Tchounwou, Yedjou, Patlolla, & Sutton (2012), evidenciaron mediante estudios

epidemiológicos y experimentales la correlación existente entre la incidencia del

cáncer y la exposición en humanos y animales.

2.2.2. Cadmio

El Cd fue descubierto por Friedrich Stromeyer y Karl Hermaan en el año de 1817,

su apariencia es de color plateado diáfano, naturalmente se encuentra en la corteza

terrestre con una concentración media de 0.1 mg kg⁄ , es un metal muy dúctil y

maleable, resistente a la corrosión, fácilmente se transforma en CdO (óxido de cadmio)

cuando está expuesto al aire y es reactivo con el vapor de agua (European Food Safety

Authority, 2009).

En la Tabla Periódica se encuentra en la columna ll-B, su número atómico es 48

(Group of Experts on the Scientific Aspects of Marine Pollution, 1987), peso atómico

es de 112.4, tiene una densidad específica de 8.65 g cm3⁄ a 25°C, posee un punto

de fusión a 321°C y un punto de ebullición a 765°C (Bernhoft, 2013), y es considerado

9

como un elemento no esencial para los seres vivos y a bajas concentraciones puede

ser tóxico (ATSDR, 2012).

Las fuentes principales de Cd son las erupciones eventuales de volcanes y la quema

forestal masiva (Pernía et al., 2008), desechos industriales y/o domésticos, erosión de

rocas y demás fenómenos naturales antrópicos como la minería, uso de fertilizantes

fosfatados en los cultivos, incineración, combustión de los combustibles fósiles, usos

industriales entre ellos, estabilizador de termoplásticos, baterías, revestimientos,

placas y galvanizado (ATSDR, 2012).

En la actualidad se aprovecha como subproducto de la producción del zinc,

contenidos en las baterías recargables, fotografía, humo de tabaco, tintas de

impresión, en pigmentos, material de electrodos, baterías alcalinas, estabilizador del

plástico y barras de control de reactores nucleares (Jaishankar, Tseten, Anbalagan,

Mathew, & Beeregowda, 2014).

El cadmio se intercambia fácilmente, lo que lo hace disponible para las plantas a

través de la ocurrencia de fuentes antropogénicas tales como la incineración de

desechos, aguas residuales, uso excesivo de fertilizantes en la agricultura, y se ha

demostrado que ha ido aumentando su nivel en el suelo, agua y organismos vivos,

porque no puede ser degradado fácilmente de forma natural o biológica (European

Food Safety Authority, 2009).

Varios autores estiman que la vida media del cadmio es de 15 a 30 años debido a

que posee la capacidad de combinarse con ciertos elementos que éstos a su vez

forman un sin número de compuestos por ejemplo, cloruros, óxidos y sulfuros;

haciendo que estos se adhieran y permanezcan más años en el suelo (Henson &

Chedrese, 2004; Maruthi Sridhar, Han, Diehl, Monts, & Su, 2007; Pernía, 2013).

2.2.3. Cadmio en suelo

Cuando el cadmio está presente en el suelo es absorbido por las plantas, debido a

su movilidad, éste se intercambia rápidamente por medio del sistema vascular

causando una serie de efectos perjudiciales, problemas que perjudican al hombre y

deterioran la productividad y obtención de recursos, llegan al suelo a través de cuatro

rutas: la primera quedando retenidos en el sustrato, mediante una fase acuosa o

10

invadiendo zonas de intercambio, la segunda impregnados sobre constituyentes

inorgánicos, la tercera asociada con la materia orgánica que se encuentra presente y

por último precipitados como sólidos sencillos, puros o ambos (Prieto Méndez et al.,

2009; Liu, Yang, Xie, Xia, & Fan, 2012; Tchounwou et al., 2012).

La contaminación del sustrato por Cd es alarmante debido a que las plantas

fácilmente absorben este metal, puesto que, ingresa de forma segura a la cadena

alimentaria, por la ingesta de ciertos productos cultivados en estos suelos (Pérez &

Azcona, 2012).

Los suelos tienen un papel importante en la sociedad debido a que son la base del

crecimiento y desarrollo de los cultivos agrícolas. La biodisponibilidad de los metales

pesados, en este caso del cadmio, está reconocida por varios factores como el

contenido total de metal, el pH (He, Yang, & Stoffella, 2005), textura gruesa, la

capacidad de intercambio catiónico (Pernía et al., 2007), contenido de arcilla,

presencia de carbonatos y la materia orgánica del suelo (Chávez et al., 2015).

En la agricultura el uso de fertilizantes fosfatados es una de las vías de

incorporación del cadmio a los suelos agrícolas, debido a que está establecido dentro

de las actividades que el hombre realiza. Las rocas fosfóricas, que son la materia prima

de todos los fertilizantes fosfáticos, contienen niveles de metales pesados que varían

según su origen geográfico, pero que generalmente son superiores al promedio de la

corteza terrestre (Bradl, 2005; Rodríguez-Serrano et al., 2008; Muñoz, 2017).

2.2.4. Cadmio en las plantas

Las plantas absorben cadmio como catión divalente (Cd+2

), es capturado por las

vacuolas de las células y se acumula en las raíces principalmente (Epstein & Bloom,

2007), de allí una pequeña fracción se traslada a la parte aérea para distribuirse en su

estructura tallo, hojas, frutos y semillas; donde provocan estrés oxidativo, lo cual altera

la homeostasis celular, dañando las proteínas, los pigmentos y conduciendo a la

peroxidación lipídica (Asati et al., 2016).

En los tejidos de las plantas la concentración de Cd puede llegar a ser superior a la

que se encuentra en el suelo, es decir, la concentración no es la misma en las

11

diferentes partes del vegetal. Generalmente la secuencia que se presenta es: raíces,

tallos, hojas, frutas, semillas (Anderson & Cutler, 1945; Ling et al., 2017).

Las plantas potencialmente desarrollan una amplia gama de mecanismos de

defensa para minimizar los efectos tóxicos del estrés metálico (Akhtar et al., 2017),

estos mecanismos incorporan agrupaciones micorrícicas, precipitación por exudados

extracelulares, cohesión de metales pesados a la pared celular, disminución en la fase

de captación o el flujo de salida de metales en la membrana plasmática, quelación de

metales en el citosol por péptidos como fitoquelatinas (Dra̧zkiewicz, Tukendorf, &

Baszyński, 2003), metalotioneína, histidina y prolina, y la compartimentación de

metales en la vacuola mediante transportadores ubicados en la membrana llamada

tonoplasto (González-Mendoza & Zapata-Pérez, 2008).

Este metal no tiene ninguna función fisiológica conocida en las plantas y su

presencia en el suelo puede limitar la absorción y traslocación dentro del vegetal de

otros elementos como magnesio (Mg), calcio (Ca) y manganeso (Mn). Una vez dentro

de la planta el Cd interfiere en los procesos de respiración y fotosíntesis, se combina

con el azufre que se encuentra en las enzimas que tienen este elemento, dando origen

a un estrés oxidativo que produce daño celular en los tejidos (Pernía, 2013; Asati et

al., 2016).

El cadmio no tiene una función metabólica en las plantas, pero puede acumularse

en las raíces, brotes y partes comestibles como los granos. Las plantas pueden tolerar

la concentración de este metal a niveles bajos sin expresar ningún síntoma de

toxicidad, pero la acumulación de Cd en partes comestibles a menudo causa efectos

adversos en la salud humana (Nedjimi, 2018).

2.2.5. Efectos del cadmio sobre la germinación y crecimiento de las plantas

Aunque uno de los principales síntomas de contaminación de Cd es la inhibición en

la tasa de germinación en las semillas, dependiendo de la sensibilidad que el vegetal

presenta, es imprescindible la aparición de otros síntomas como: clorosis, hojas

arrugadas y coloración rojiza-marrón. Sin embargo, en especies de plantas tolerantes

al cadmio la presencia de estos síntomas ocurre a elevadas concentraciones de este

12

metal (Das, Samantaray, & Rout, 1997; Arenas & Hernández, 2012; Escalante-

Campos et al., 2012).

Según Jali, Pradhan, & Das (2016), en su estudio efectos de la toxicidad del cadmio

en las plantas, detalla ciertos síntomas que las plantas pueden presentar frente a la

respuesta del cadmio, por ejemplo:

a) Fotosíntesis: retarda la fotosíntesis, imposibilita la abertura estomática, hojas

cloróticas, cambios en las relaciones de clorofila, disminuye la tasa fotosintética

neta, disminuye el aparato fotosintético y reducción de carotenoides.

b) Masa y peso secos: reducción en la masa seca, inhibición de la raíz y brotes.

c) Proteína: inhibición de la síntesis de proteínas.

d) Prolina: aumento de la prolina.

e) Peroxidación lipídica: abertura de la membrana, cambio de composición lipídica.

f) Concentraciones celulares: cambios en las concentraciones celulares de

micronutrientes esenciales como hierro (Fe), calcio (Ca), manganeso (Mn), zinc

(Zn).

g) Ultraestructura de la raíz: inhibición del alargamiento de la raíz, aumento del

volumen de las células de la corteza, daño a la epidermis.

Además, la alteración en las concentraciones de micronutrientes y la absorción en

las plantas también podría deberse a una reducción inducida por Cd en la actividad

enzimática (es decir, catalasa, peroxidasa, polifenol oxidasa, superóxido dismutasa)

la inhibición de la aparición y el crecimiento de las raíces (Chen et al., 2003).

El Cd cuando es absorbido en abundancia por las plantas en el ambiente, inhibe

directa o indirectamente los procesos fisiológicos, como la respiración, la fotosíntesis,

el alargamiento celular, las relaciones planta-agua, el metabolismo del nitrógeno y la

nutrición mineral, lo que resulta en pobre crecimiento y baja biomasa (Nagajyoti, Lee,

& Sreekanth, 2010).

2.2.6. Maíz

El maíz también llamado Elote es una gramínea anual domesticada por los pueblos

indígenas, dotada de un alto nivel radicular fibroso. Es una planta del grupo C4 debido

a su alta tasa de actividad fotosintética (Aldrich, Scott, & Leng, 1975). Al igual que el

13

trigo se destaca por su riqueza en almidón y en bajas medidas en grasas y proteínas.

Desde que se siembra las semillas hasta la aparición de los primeros brotes, han

pasado 8 a 10 días, es aquí donde se ve el continuo y rápido crecimiento de la planta

(Paliwal, Granados, Lafitte, & Violic, 2001).

2.2.7. Nombre científico

Zea mayz L.

2.2.8. Clasificación taxonómica

La clasificación taxonómica del maíz citada por Reeves y Mangelsdorf (1942), se

describe en la tabla 1:

Tabla 1 Clasificación taxonómica del maíz

Reino: Vegetal

Subreino: Embrionta

División: Fanerógama

Subdivisión: Magnoliophyta

Clase: Liliopsida

Subclase: Commelinidae

Orden: Poales

Familia: Poaceae

Subfamilia: Panicoideae

Tribu: Andropogoneae

Subtribu: Tripsacinae

Género: Zea

Especie: Zea mayz L.

Fuente: (Reeves & Mangelsdorf, 1942)

14

2.2.9. Origen

El maíz, Zea mayz L., tiene su origen en México. Esta gramínea surgió

aproximadamente entre los años 8000 y 600 AC en Mesoamérica (Acosta, 2009). Sus

hallazgos más antiguos se encontraron allí como teosinte específicamente (Anderson

& Cutler, 1945). Los primeros cultivos de esta gramínea provienen de América Central.

Dos milenios después restos arqueobotánicos indican que ya se cultivaba maíz en

tierras de la selva amazónica al sur de México (Paliwal et al., 2001). Se puede decir

que los factores principales involucrados en la evolución del maíz son: alta tasa de

mutaciones y una liberación parcial de la presión de la selección natural debido a la

intervención del hombre en su cultivo (Sánchez, 2014).

2.2.10. Cultivo de maíz a nivel global

El maíz actualmente es el cereal de mayor producción en el mundo, por encima del

arroz y del trigo. Ecuador está ubicado en el puesto número 48 con respecto al mundo

en lo que refiere a la producción de maíz duro seco, según el Departamento de

Agricultura de los Estados Unidos (USDA, 2013). Es uno de los alimentos más

demandados y consumidos, debido al incremento poblacional, y en cuanto a su

rendimiento se mantiene en aumento para los países en desarrollo (Earth Policy

Research, 2013). A nivel mundial, para el año 2013 representó el 40% del total de la

producción de granos, por lo que se considera al maíz como principal producto de

cultivo agrícola, lo que permite su producción en más de 113 países (Sumba, 2014).

2.2.11. Cultivo de maíz en Ecuador

En Ecuador el maíz (Zea mays L.) se cultiva en la Costa, Sierra y la Amazonía

(Figura 1), los meses de cosecha dependen de las diferentes especies, también de las

condiciones climáticas y tipo edáficos de suelo, la temporada de cosecha más alta se

da en el ciclo de invierno de abril hasta julio. Además, Ecuador tiene la capacidad de

exportar subproductos del maíz, tales como el grits y la sémola (Sánchez, 2014;

Caviedes, 2019).

15

Figura 1. Mapa de cultivos de maíz distribuidos en el Ecuador.

Según el Instituto Nacional de Estadísticas y Censos [INEC] (2013), en el país hubo

sembríos aproximadamente de 338.130 ha de maíz duro, de ellas 13.876 ha ubicadas

en la provincia de Los Ríos, 70.007 ha en la provincia de Manabí, 49.903 ha en la

provincia del Guayas, 7.217 ha en las provincias de Napo, Sucumbíos y Orellana y el

restante en la provincia de Loja.

La producción nacional de maíz se dirige principalmente al grano amarillo, de tipos

duros y blandos. Según las estimaciones del MAGAP (2016), y considerando dos

ciclos de cosecha, durante 2015 y 2016 el rendimiento promedio aumentó a 5,76 t/ha.

El rendimiento promedio del maíz en la Amazonía es medianamente bajo, debido al

limitado uso de semillas mejoradas y a que la mayoría de los agricultores aplican muy

poca o ningún tipo de tecnología en sus cultivos (Bone, Coronel, & Ramírez, 2001)

Figura 1.

Estas mejoras en la productividad podrían atribuirse principalmente a dos factores:

el uso de semillas de híbridos de alto potencial de rendimiento, y una política para

16

garantizar precios mínimos, que permitió a los pequeños y medianos productores

obtener ganancias sustanciales (Caviedes, 2019).

2.2.12. Variedades de maíz

En la Tabla 2 se detalla las características más importantes de las seis variedades

de maíz estudiadas en la presente investigación.

Tabla 2 Descripción de las variedades de maíz

Nombre de la

variedad

Características Ciclo vegetativo

(días) Foto

Color Textura Choclo Seco

INIAP-101 Blanco Suave,

harinoso

125

250

INIAP-122 Amarillo,

crema

Suave,

harinoso 135 225

INIAP-151 Blanco Cristalino - 240

INIAP-180

Blanco,

amarillo,

crema

Duro - 260

INIAP H-551 Amarillo

Duro, cristalino,

leve capa

harinosa

120 -

INIAP H-553 Amarillo Duro, cristalino 110 -

Fuente: elaboración propia.

17

CAPÍTULO lll

3.1. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1.1. Área de estudio

Los bioensayos fueron realizados en el Instituto de Investigaciones de Recursos

Naturales (IIRN) de la Facultad de Ciencias Naturales - Universidad de Guayaquil,

ubicada al norte de Guayaquil. Sus coordenadas UTM WGS son X: 620370, Y:

9762629 Figura 2.

Figura 2. Área de estudio.

Guayaquil, ciudad ubicada en la región Costa del Ecuador, pertenece al tipo de

Bosque muy seco tropical (Bms-T), se aprecian escasas precipitaciones,

aproximadamente 1.500 mm anuales, altitudes promedio de 5 a 300 msnm y

temperaturas medias entre 25 y 27°C (Cañadas, 1983).

18

Ecuador está ubicado en la región noroccidental de América del Sur y en las costas

del Océano Pacífico, debido a su delimitación con la zona ecuatorial incita a que las

corrientes frías de Humboldt y la corriente cálida del Niño destaquen dos períodos

climáticos tales como; época lluviosa a partir de los meses de diciembre – abril y la

época seca desde mayo – diciembre (Salto & Torres, 2017).

3.1.2. Material vegetal

Se estudiaron semillas de siete variedades de Zea mays L. (INIAP-101, INIAP-122,

INIAP-151, INIAP-180, INIAP H-551, INIAP H-553); certificadas y donadas por el

Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones Agropecuarias (INIAP).

Previo al montaje bioensayo in vitro se seleccionaron 30 semillas y con ayuda del

vernier calibrado (Stainless) se tomó la medida de la longitud y ancho, para así calcular

el valor promedio del tamaño de cada una de las variedades. En la Tabla 3 se muestran

las dimensiones de las semillas para cada variedad. El largo de las semillas presentó

diferencias estadísticamente significativas entre las variedades y varió de 14,27mm a

10,58 mm (F=147,18, p=0,000), mientras que para el ancho de las semillas presentó

diferencias entre las variedades siendo la más ancha la variedad INIAP-101

(12,26±0,62 mm) y la menos ancha INIAP H-553 (9,07±0,52 mm) (F=109,21, p=0,000).

Tabla 3 Condiciones iniciales de las semillas de cada variedad utilizadas en los bioensayos

Variedad Largo (mm) Ancho (mm)

INIAP-101 (mote) 14,27±0,74a 12,26±0,62 a

INIAP-122 (chulpi) 12,79±0,56 b 10,53±0,58 b

INIAP-151 (morocho) 12,30±0,64 c 9,81±1,96 c

INIAP-180 (maíz amarillo) 11,36±0,67 d 9,56±0,66 cd

INIAP H-551 (maíz dulce) 11,61±2,17 d 9,14±0,53 de

INIAP H-553 (canguil) 10,58±0,31 e 9,07±0,52 e

F 147,18 109,21

p 0,000 0,000

19

3.1.3. Bioensayo

Posteriormente 280 semillas por variedad fueron esterilizadas con hipoclorito de

sodio al 2,5% por el lapso de 30 minutos, luego se lavaron 6 veces con agua destilada,

de acuerdo al protocolo propuesto por Vadillo, Suni, & Cano (2004).

En esta investigación se trabajaron con concentraciones de Cd descritas por Mite

et al. (2010) y Muñoz, (2017) en suelos agrícolas de Ecuador: 0,50, 1, 2, 4 y 8 mg kg⁄ .

Las semillas se dejaron sumergidas en recipientes con las diferentes concentraciones

de Cd (0,25, 0,5, 1, 2, 4, 8 mg kg⁄ ) a la par con un testigo (0 mg/L) durante 24h, a fin

de estimular su germinación.

Luego se colocó papel filtro Whatman N°1 en la base de envases de plástico de 10

cm de diámetro y 10 cm de alto, con su respectivo etiquetado, se añadió 5 mL de cada

solución de cadmio por cuadriplicado y el testigo con agua destilada sin Cd. Al cumplir

las 24 horas de imbibición se colocaron 10 semillas por cada envase de plástico.

Los envases con las semillas se colocaron en una cámara germinadora a

temperatura de 24±1°C y una humedad de 65% controladas, por un fotoperiodo de 12

horas simulando el día y la noche (2000lux). Los ensayos se hicieron por cuadriplicado.

A interdiario se midió el porcentaje de germinación y la longitud de las radículas e

hipocótilos utilizando un vernier digital calibrado (Stainless), hasta llegar al octavo día.

Concluidos los días de monitoreo, con ayuda de un bisturí se procedió a cortar

cuidadosamente las raíces e hipocótilos de cada semilla germinada, luego se colocó

en papel aluminio previamente pesado y etiquetado, y se llevó a una estufa de

laboratorio (Fisher) precalentada a 80° celsius, dejando secar por un lapso de 72

horas. Por último, se pesó las muestras en una balanza analítica (Startorius) para así

determinar la biomasa total de las variedades de maíz.

3.1.4. Cálculo del porcentaje de germinación

Se considera germinadas las semillas al momento que sea visible la radícula. En un

lapso de 8 días se midió la germinación. El porcentaje de germinación se determinó

haciendo uso de la fórmula propuesta por Cokkizgin & Cokkizgin, (2010):

Porcentaje de germinación (PG)= n *100Número total de semillas

; donde:

n: número de semillas germinadas.

20

3.1.5. Índice de tolerancia (IT)

Se determinó el índice de tolerancia (IT) por medio de la ecuación propuesta por

Wilkins (1978):

IT= LRm

LRc×100 ; donde:

LRm: es la longitud radical de las plántulas que crecieron en presencia del cadmio.

LRc: es la longitud radical de las plántulas en ausencia del cadmio.

3.1.6. Índice integral de fitotoxicidad (IIF)

Se determinó la toxicidad del cadmio sobre las diferentes variedades de maíz,

utilizando la fórmula del índice integral de fitotoxicidad propuesta por Pernía et al.,

(2018):

IIF= 100 - [SGM

SGC(

LRM

LRC+

LHM

LHC

2) 100]; donde:

SGM: número de semillas germinadas de la muestra, es el promedio del número de

semillas germinadas en las cuatro réplicas para cada tratamiento (n = 4).

SGC: número de semillas germinadas del control, es el promedio del número de

semillas germinadas en las cuatro réplicas del testigo (n = 4).

LRM: longitud de la radícula de la muestra, es el promedio de la medición en

centímetros de las radículas de 10 plántulas por réplica de cada tratamiento (n = 40).

LRC: longitud de la radícula del control, es el promedio de la medición en centímetros

de las radículas de 10 plántulas por réplica del testigo (n = 40).

LHM: longitud del hipocótilo de la muestra, es el promedio de la medición en

centímetros de los hipocótilos de 10 plántulas por replica de cada tratamiento (n = 40).

21

LHC: longitud del hipocótilo del control, es el promedio de la medición en centímetros

de los hipocótilos de 10 plántulas por réplica del testigo (n = 40).

El índice integral de fitotoxicidad evidencia los resultados de -100 a 100 deduciendo

como porcentaje, mostrando la inhibición de crecimiento con valores positivos y

estímulo de crecimiento con valores negativos.

3.1.7. Análisis estadístico

Los resultados se muestran como medias ± desviación estándar y para el índice

integral de fitotoxicidad como media ± error estándar, los datos obtenidos fueron

procesados en Microsoft Excel 2010.

Para realizar los análisis estadísticos se utilizó el programa MINITAB versión 19.0.

Se determinó la normalidad de los datos utilizando la prueba Anderson-Darling y la

igualdad de varianza mediante un test de Levene. Se comparó las medidas entre

tratamientos y variedades utilizando pruebas paramétricas como ANOVA de una vía,

considerando (p

22

CAPÍTULO lV

4.1. RESULTADOS

4.1.1. Variedad INIAP-101


germinación final

Referente a la tasa de germinación de la variedad INIAP-101 se observó que no fue

de 100%. El control alcanzó su porcentaje de germinación total a partir del día 2, es

notable que el cadmio redujo la velocidad de germinación en todas las

concentraciones, en comparación con la concentración de 4 mg/L Cd donde hubo un

pequeño estímulo en el porcentaje de germinación, el cual no fue significativo (Figura

3A).

Sim embargo, respecto al porcentaje de germinación final se observó que en la

concentración de 8 mg/L Cd germinó 23%, se dio un pequeño estímulo en la velocidad

de germinación para la concentración de 4 mg/L Cd que germinó un 40%, respecto al

control que germinó 20%, por ello, según Kruskal-Wallis no existe diferencia

estadísticamente significativa entre el porcentaje de germinación de los diferentes

tratamientos (H= 7,48; p=0,279) (Figura 3B).

23

Figura 3. Tasa de germinación y porcentaje de germinación final de la variedad INIAP-101. A. Expresa la tasa de germinación durante 8 días y B. Porcentaje de germinación final expuesta a diferentes concentraciones (0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). Letras iguales indican que no existen diferencias significativas (p≤0.05).

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 2 4 6 8

PG

(%

)

Tiempo (días)

0

0,25

0,5

1

2

4

8

aa a

a

a

a

a

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 0,25 0,5 1 2 4 8

PG

fin

al

(%)

Cd [mg/L]

A.

B.

24


hipocótilos)

Con respecto a la tasa de crecimiento de las plántulas, fue evaluada mediante la

medición de la longitud de radículas e hipocótilos a interdiario. Por lo general, la

radícula es la primera en brotar, pero para ambos casos a partir del día 2 se midió la

longitud tanto de las radículas como de los hipocótilos. En la figura 4 A y B se puede

observar que la longitud de las radículas e hipocótilos del control crecieron

normalmente, en comparación con los demás tratamientos donde ya se evidencia una

afectación directa del cadmio hacia las radículas e hipocótilos de esta variedad.

En la figura 4C se evidencia una comparación entre radículas e hipocótilos respecto

al último día de medición. Se observó que el control tuvo una longitud de 128,07±34,01

mm de radícula y 127,28±26,56 mm de hipocótilo. Se observó que al aumentar la

concentración de cadmio existe una disminución de la longitud de las radículas e

hipocótilos, no obstante, la concentración de 0,25 y 8 mg/L de cadmio inhibió el

crecimiento de radículas e hipocótilos. También se evidenció diferencias

estadísticamente significativas según la prueba de Kruskal-Wallis a las

concentraciones de 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd con respecto al control (H = 61,08; p

= 0,000).

25

Figura 4. Efectos del cadmio sobre el crecimiento de las radículas e hipocótilos de la variedad INIAP-101. A y B. Longitud de las radículas e hipocótilos de las plántulas expuestas a diferentes concentraciones (0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). C. Longitud final de las radículas e hipocótilos de acuerdo a cada una de las concentraciones expuestas. (*) Indica que existen diferencias significativas.

0

20

40

60

80

100

120

140

0 2 4 6 8

Lo

ng

itu

d r

ad

icu

las

(m

m)

Tiempo (días)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

0

20

40

60

80

100

120

140

0 2 4 6 8Lo

ng

itu

d h

ipo

co

tilo

s (

mm

)

Tiempo (días)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

*

*

*

* **

*

*

*

*

*

*

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

0 0,25 0,5 1 2 4 8

Lo

ng

itu

d (

mm

)

Cd [mg/L]

Radícula

Hipocótilo

A.

B.

C.

26

4.1.1.3. Índice de tolerancia

En la figura 5 se representa el índice de tolerancia de las plántulas frente al cadmio

durante el crecimiento de sus radículas e hipocótilos. Refleja el grado de tolerancia

tanto de la radícula como de los hipocótilos ante las diferentes concentraciones de

cadmio (0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L) en comparación con el control sin Cd de la variedad

INIAP-101. El índice de tolerancia de las radículas, según ANOVA de una vía y prueba

de Dunnet (p

27



germinación final

Respecto a la tasa de germinación de la variedad INIAP-122 se observó que las

semillas del control al igual que de los demás tratamientos iniciaron la germinación en

el segundo día y el día final de germinación fue el día 4 (Figura 6A).

En lo referente al porcentaje de germinación final, en la concentración de 8 mg/L Cd

germinó 18% en comparación al control (20%), aunque se aprecia una ligera

disminución en el porcentaje de germinación de las semillas expuestas al cadmio, no

se observaron diferencias significativas entre los tratamientos (H=3,03; p=0,806)

(Figura 6B).

28

Figura 6. Tasa de germinación y porcentaje de germinación final de la variedad INIAP-122. A. Expresa la tasa de germinación durante 8 días y B. Porcentaje de germinación final expuesta a diferentes concentraciones (0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). Letras iguales señalan que no hay diferencias estadísticamente significativas entre las medias, según ANOVA de 1-vía (p

29


hipocótilos)

En la figura 7 A y B se evidenció que las radículas e hipocótilos del control se

midieron a partir del día 4 en comparación con las demás concentraciones que se

midieron la longitud de las radículas e hipocótilos al día 6, debido a que no se

desarrollaron. Además, a partir de la concentración 0,25 mg/L Cd se observó

afectación en el crecimiento de las radículas, por ende, la longitud de los hipocótilos

supera la longitud de las radículas en esta variedad.

En la figura 7C se presenta una comparación entre el crecimiento de las radículas

e hipocótilos respecto al último día de medición. Se observó que el control obtuvo una

longitud de 138,21±46,71 mm para radícula y 78,18±33,57 mm de hipocótilo, ambas

longitudes van disminuyendo a medida que aumenta la concentración de cadmio en la

solución y se observó que al 8vo día la longitud de las radículas a 8 mg/L fue de

8,26±8,27 mm y 32,77±9,57 mm para radículas e hipocótilos, respectivamente. Sin

embargo, en 1 mg/L existe un pequeño estímulo en el crecimiento para ambos

tratamientos.

A todas las concentraciones de cadmio (0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L) para los

hipocótilos no presentan diferencias significativas con respecto al control (F=2,32;

p=0,054); mientras que en las radículas las concentraciones 0,5, 2, 4 y 8 mg/L de

cadmio presentan diferencias estadísticamente significativas con respecto al control,

según ANOVA de una vía y prueba de Dunnet (F=9,52; p=0,000) (Figura 7C).

30

Figura 7. Efectos del cadmio sobre el crecimiento de las radículas e hipocótilos de la variedad INIAP-122. A y B. Longitud de las radículas e hipocótilos de las plántulas expuestas a diferentes concentraciones (0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). C. Longitud final de las radículas e hipocótilos de acuerdo a cada una de las concentraciones expuestas. (*) indica que existen diferencias significativas, los resultados se muestran como media±desviación estándar.

0

10

20

30

40

50

60

0 2 4 6 8Lo

ng

itu

d r

ad

ícu

las

(mm

)

Tiempo (días)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

0

5

10

15

20

25

30

0 2 4 6 8

Lo

ng

itu

d h

ipo

có

tilo

s (

mm

)

Tiempo (días)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

*

* **

0

50

100

150

200

250

0 0,25 0,5 1 2 4 8

Lo

ng

itu

d (

mm

)

Cd [mg/L]

Radícula

Hipocótilo

A.

B.

C.

31


En la figura 8 se presenta el grado de tolerancia de las radículas e hipocótilos ante

las diferentes concentraciones de cadmio (0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L) en

comparación con el control sin Cd de la variedad INIAP-122. Se observó que el

hipocótilo presentó mayor tolerancia al cadmio que la radícula, lo cual se evidencia en

la inhibición de su crecimiento en altas concentraciones principalmente. Para

radículas, según ANOVA de una vía y prueba de Tukey (F=9,52; p=0,000) expresa

que a 0,5 mg/L (0,34), 2 mg/L (0,18), 4 mg/L (0,18) y 8 mg/L (0,06) existen diferencias

estadísticamente significativas con respecto al control (1). Disminuyó la tolerancia en

un 94% en el tratamiento de 8 mg/L Cd. Sin embargo, para hipocótilos los índices de

tolerancia no presentaron diferencias con respecto al control según ANOVA de una vía

y prueba de Dunnet (F=2,32; p=0,054).

Figura 8. Índice de tolerancia de la radícula e hipocótilo de la variedad INIAP-122. (*) Indica que existen diferencias estadísticamente significativas con respecto al control.

*

**

*

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

0 0,25 0,5 1 2 4 8

Índ

ice d

e T

ole

tan

cia

Cd [mg/L]

INIAP-122

ITR

ITH

32



germinación final

En lo que respecta a la tasa de germinación de la variedad INIAP-151 se observó

que todas las concentraciones y el control alcanzaron su porcentaje de germinación

total en el segundo día, en la concentración de 8 mg/L Cd se observó un estímulo de

germinación reflejado en la germinación total de las semillas con 100%, en

comparación con el control donde su porcentaje de germinación fue de 95% (Figura

9A).

Por otro lado, en la figura 9B lo referente al porcentaje de germinación final se vio

afectado medianamente por el cadmio solo a 1 mg/L con un porcentaje de 90% de

germinación total en comparación al control que fue del 100%, por ello, según Kruskal-

Wallis el cadmio no afecta significativamente la germinación de esta variedad (H=3,46;

p=0,750).

33


34


hipocótilos)

En la figura 10 A y B se evidenció que a partir de la concentración 0,5 mg/L Cd hubo

afectación en el crecimiento de las radículas, el menor porcentaje de germinación fue

en las concentraciones de 4 y 8 mg/L Cd, por ende, la longitud de los hipocótilos supera

la longitud de las radículas de esta variedad.

En la figura 10C se presenta una comparación entre el crecimiento de la radícula y

el hipocótilo respecto al último día de medición de la variedad INIAP-151. Se observó

que en la concentración de 0,5 mg/L Cd tuvo un desarrollo similar al del control en las

longitudes de las radículas, y un pequeño estímulo en la longitud del hipocótilo. Se

observó que el control obtuvo una longitud de 115,46±29,73 mm para radícula y

49,62±10,64 mm de hipocótilo, mientras que en la concentración de 8 mg/L Cd se

observó una longitud de 24,78±12,94 mm para radícula y 33,88±8,49 mm de hipocótilo,

ambas longitudes van disminuyendo a medida que aumenta la concentración del

metal.

En las concentraciones (0,25, 1 y 8 mg/L Cd) para los hipocótilos presentan

diferencias significativas con respecto al control (F=6,35; p=0,000); mientras que en

las radículas las concentraciones (0,25, 1, 2, 4 y 8mg/L Cd) presentan diferencias

estadísticamente significativas con respecto al control, según ANOVA de una vía y

prueba de Dunnet (F=39,09; p=0,000) (Figura 10C).

35


0

20

40

60

80

100

120

140

0 2 4 6 8

Lo

ng

itu

d r

ad

icu

las

(m

m)

Tiempo (dias)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

0

10

20

30

40

50

60

0 2 4 6 8

Lo

ng

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d h

ipo

có

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s (

mm

)

Tiempo (dias)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

* **

**

* **

0

20

40

60

80

100

120

140

160

0 0,25 0,5 1 2 4 8

Lo

ng

itu

d (

mm

)

Cd [mg/L]

Radícula

Hipocótilo

A.

B.

C.

36


La variedad INIAP-151 mostró mayor índice de tolerancia en todos los tratamientos

para hipocótilos. Por otro lado, en las radículas se observó mayor índice de tolerancia

sólo en las concentraciones de 0,25, 0,5 y 1 mg/L Cd. Para radículas, según ANOVA

de una vía y prueba de Tukey (p

37



germinación final

En la figura 12A se mostró la tasa de germinación de la variedad INIAP-180 en la

cual se observó que todas las concentraciones más el control alcanzaron su porcentaje

de germinación total en el día 2, en la concentración de 2 mg/L Cd se observa un

pequeño estímulo de germinación, sin embargo, al día 4 se observó una disminución

de la velocidad de germinación para todas las concentraciones de cadmio siendo la

más baja de 8 mg/L Cd con un porcentaje de 23%.

En lo referente al porcentaje de germinación final se vio afectado por el cadmio, por

ello, se observó que estadísticamente no existen diferencias significativas entre las

concentraciones (F= 1,32; p=0,293) debido a que el porcentaje para 0,25, 0,5, 1, 2, 4

y 8 mg/L Cd fueron de 43%, 38%, 43%, 48%, 40% y 23% menores al grupo control

con 48% (Figura 12B).

38


39


hipocótilos)

En la figura 13 A y B se pudo observar el desarrollo de las radículas e hipocótilos

de las semillas expuestas a diferentes concentraciones durante los 8 días del

bioensayo. En esta variedad se observó que el control y las concentraciones de 0,25,

0,5 y 1 mg/L Cd presentaron un crecimiento normal tanto de radículas como de

hipocótilos, a diferencia de las concentraciones de 2, 4 y 8 mg/L Cd, en las que

presentó inhibición en el desarrollo de las radículas y un pequeño estímulo en el

crecimiento de los hipocótilos de esta variedad.


e hipocótilos respecto al último día de medición de la variedad INIAP-180. Se observó

que en la concentración de 0,5 y 1 mg/L Cd tuvieron un desarrollo similar al del control

en las longitudes de las radículas y un pequeño estímulo en la concentración de 1 mg/L

Cd en la longitud del hipocótilo. Se observó que el control al octavo día obtuvo una

longitud de 125,36±67,83 mm para radícula y 86,33±31,27 mm de hipocótilo, ambas

longitudes van disminuyendo a medida que aumenta la concentración de cadmio.

En las concentraciones 4 y 8 mg/L Cd para los hipocótilos presentan diferencias

significativas con respecto al control (F=4,77; p=0,000) ya que se obtuvo una longitud

final de 48,34±15,79 mm de hipocótilo; mientras que en las radículas en los

tratamientos de (2, 4 y 8mg/L Cd) la longitud del día final fue de 15,30±9,16 mm,

presentaron diferencias estadísticamente significativas con respecto al control, según

ANOVA de una vía y prueba de Dunnet (F=27,89; p=0,000) (Figura 13C).

40


0

20

40

60

80

100

120

140

0 2 4 6 8Lo

ng

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d r

ad

ícu

las

(m

m)

Tiempo (días)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

0102030405060708090

0 2 4 6 8

Lo

ng

itu

d h

ipo

có

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(m

m)

Tiempo (días)

0 0,25 0,5 1 2 4 8 mg/L Cd

*

*

*

* *

0

50

100

150

200

250

0 0,25 0,5 1 2 4 8

Lo

ng

itu

d (

mm

)

Cd [mg/L]

Radícula

Hipocótilo

A.

B.

C.

41


En la variedad INIAP-180 se observó que el mayor índice de tolerancia existe en los

hipocótilos a todas las concentraciones. Por otro lado, en las radículas se observó que

el índice de tolerancia es mayor solo en las concentraciones de 0,25, 0,5 y 1 mg/L Cd.

Sin embargo, para hipocótilos según ANOVA de 1-vía y prueba de Dunnet (F=4,77;

p=0,000) todas las concentraciones de cadmio presentan diferencias significativas con

respecto al control. Mientras que, para las radículas, según Kruskal-Wallis (H=44,26;

p=0,000) expresa que a 2 (0,35), 4 (0,23) y 8 (0,12) mg/L Cd existe diferencias

estadísticamente significativas con respecto al control (1). En la concentración de 8

mg/L Cd disminuyó la tolerancia en un 88% (Figura 14).

Figura 14. Índice de tolerancia de la radícula e hipocótilo de la variedad INIAP-180. (*) Indica que existen diferencias estadísticamente significativas con respecto al control.

*

*

*

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

0 0,25 0,5 1 2 4 8

Índ

ice d

e T

ole

ran

cia

Cd [mg/L]

INIAP-180

ITR

ITH

42

4.1.5. Variedad INIAP H-551


germinación final

En lo que respecta a la tasa de germinación de la variedad INIAP H-551 se observó

que todas las concentraciones y el control alcanzaron su porcentaje de germinación

total en el segundo día, sin embargo, se ve una reducción en la tasa de germinación a

las concentraciones de 0,25, 1 y 4 mg/L Cd (Figura 15A).

Por otro lado, en la figura 15B referente al porcentaje de germinación final se vio

que el más bajo (20%) se da en el tratamiento de 0,25 mg/L Cd, seguido de 0,5 y 2

mg/L Cd con un porcentaje de 53% y 48%, mientras que para los tratamientos de 1 y

4 mg/L Cd fue de 38% y 45% respectivamente, según ANOVA de 1-vía y prueba de

Tukey (F=6,36; p=0,001) indicó que existe una diferencia significativa con respecto al

porcentaje del control 83%, por ello, podemos deducir que el cadmio afecta

parcialmente la germinación de esta variedad.

43

Figura 15. Tasa de germinación y porcentaje de germinación final de la variedad INIAP H-551. A. Expresa la tasa de germinación durante 8 días y B. Porcentaje de germinación final expuesta a diferentes concentraciones (0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd). Letras diferentes señalan que existe diferencias estadísticamente significativas (p

44


hipocótilos)

En la figura 16 A y B se observó que el control al segundo día desarrolló

normalmente las radículas e hipocótilos, a partir del día 4 se mostró un declive

significativo sobre la longitud de las radículas e hipocótilos en las demás

concentraciones, disminuyendo así el crecimiento de las plántulas de esta variedad.


y los hipocótilos respecto al último día de medición de la variedad INIAP H-551. Se

observó que en la concentración de 0,5 mg/L Cd tuvo un desarrollo similar al del control

en la longitud de las radículas y un pequeño grado de inhibición en la longitud de los

hipocótilos. Se observó que el control obtuvo una longitud de 128,07±34,01 mm para

radículas y 127,28±26,56 mm de hipocótilos, y en el tratamiento de 5 mg/L Cd la

longitud para radículas fue de 94,84±48,68 mm y 88,08±37,46 mm de hipocótilos,

ambas longitudes van disminuyendo a medida que aumenta la concentración.

En la concentración de 8 mg/L Cd se obtuvo una longitud de 7,74±7,21 mm para

radículas y 24,90±31,94 mm de hipocótilos, por ende, la longitud tanto de los

hipocótilos como de las radículas en las concentraciones 0,25, 1, 2, 4 y 8 mg/L Cd

según ANOVA de una vía y prueba de Dunnet presentan diferencias estadísticamente

significativas con respecto al control (F=27,89; p=0,000) (Figura 16C).

45

Figura 16. Efectos del cadmio sobre el crecimiento de las radículas e hi

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