UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA ÁREA AGROPECUARIA Y …
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UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA ÁREA AGROPECUARIA Y DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA “DETERMINACIÓN DE LA CO-INOCULACIÓN CON MICROORGANISMOS RIZOSFÉRICOS EN EL CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE MAÍZ (Zea mays L.), VARIEDAD INIAP 182” Autor: Juan Carlos Carpio Cueva Director: Ing. Edmigio Valdiviezo Caraguay Loja – Ecuador 2016 Tesis de Grado previa a la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo.
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UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA
ÁREA AGROPECUARIA Y DE RECURSOS
NATURALES RENOVABLES
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
“DETERMINACIÓN DE LA CO-INOCULACIÓN
CON MICROORGANISMOS RIZOSFÉRICOS EN EL
CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE MAÍZ
(Zea mays L.), VARIEDAD INIAP 182”
Autor:
Juan Carlos Carpio Cueva
Director:
Ing. Edmigio Valdiviezo Caraguay
Loja – Ecuador
2016
Tesis de Grado previa a la obtención del Título de Ingeniero Agrónomo.
ii
UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA
ÁREA AGROPECUARIA Y DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
Ingeniero Agrónomo
Edmigio Valdiviezo Caraguay
DOCENTE DE LA CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
DIRECTOR DE TESIS
CERTIFICO:
Que el trabajo de investigación de tesis: “DETERMINACIÓN DE LA CO-INOCULACIÓN
CON MICROORGANISMOS RIZOSFÉRICOS EN EL CRECIMIENTO Y
DESARROLLO DE MAÍZ (Zea mays L.), VARIEDAD INIAP 182” de la autoría de Juan
Carlos Carpio Cueva, Egresado de la Carrera de Ingeniería Agronómica, ha sido desarrollada
bajo mi dirección, la misma que ha sido debidamente revisado y hecho las correcciones
pertinentes, cumpliendo con todas las normas reglamentarias vigentes y dentro del cronograma
establecido, por lo que autorizo su presentación.
Loja, noviembre 2016
Ing. Edmigio Valdiviezo Caraguay
DIRECTOR DE TESIS
iii
APROB ACIÒNUNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA
ÁREA AGROPECUARIA Y DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
CERTIFICACIÓN DEL TRIBUNAL DE GRADO
Los miembros del tribunal de tesis, luego de proceder a realizar y verificar las
observaciones realizadas en el trabajo de investigación “DETERMINACIÓN DE LA
CO-INOCULACIÓN CON MICROORGANISMOS RIZOSFÉRICOS EN EL
CRECIMIENTO Y DESARROLLO DE MAÍZ (Zea mays L.), VARIEDAD INIAP 182”, el
egresado de la carrera de ingeniería agronómica; Juan Carlos Carpio Cueva, ha sido revisada y
en la misma se han incorporado todas las sugerencias, por lo que aprobamos su impresión y
publicación.
Loja, noviembre 2016
Ing. Bolívar Efrén Cueva Cueva.
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Ing. Pablo Álvarez Figueroa Mg. Sc Ing. Javier Guayllas Guayllas Mg. Sc.
VOCAL DEL TRIBUNAL VOCAL DEL TRIBUNAL
iv
AUTORÍA
Yo, JUAN CARLOS CARPIO CUEVA, declaro ser autor del presente trabajo de tesis y eximo
expresamente a la Universidad Nacional de Loja y a sus representantes jurídicos, de posibles
reclamos o acciones legales, por el contenido de la misma.
Adicionalmente acepto y autorizo a la Universidad Nacional de Loja, la publicación de mi tesis
en el Repositorio Institucional - Biblioteca Virtual.
Autor: Juan Carlos Carpio Cueva
Firma: ………………………………
Cédula: 1104551997
Fecha: 17 de noviembre de 2016
v
CARTA DE AUTORIZACIÓN
CARTA DE AUTORIZACIÓN DE TESIS POR PARTE DEL AUTOR PARA LA
CONSULTA, REPRODUCCIÓN PARCIAL O TOTAL Y PUBLICACIÓN
ELECTRÓNICA DEL TEXTO COMPLETO.
Yo, Juan Carlos Carpio Cueva, declaro ser autor de la tesis “DETERMINACIÓN DE LA
CO-INOCULACIÓN CON MICROORGANISMOS RIZOSFÉRICOS EN EL CRECIMIENTO
Y DESARROLLO DE MAÍZ (Zea mays L.), VARIEDAD INIAP 182”, como requisito para
optar al grado de: Ingeniero Agrónomo, autorizo al Sistema Bibliotecario de la Universidad
Nacional de Loja para que con fines académicos, muestre al mundo la reproducción intelectual
de la Universidad, a través de la visibilidad de su contenido de la siguiente manera en el
Repositorio Digital Institucional:
Los usuarios pueden consultar el contenido de este trabajo en el RDI, en las Redes de
Información del país y del exterior, con las cuales tenga convenio la Universidad.
La Universidad Nacional de Loja no se responsabiliza de plagio o copia de la tesis que realice un
tercero.
Para constancia de esta autorización, en la ciudad de Loja, a los 17 días del mes de noviembre
del 2016, firma el autor.
Firma: …………………………..
Autor: Juan Carlos Carpio Cueva
Número de Cédula: 1104551997
Dirección: Loja, Condominios San José.
Correo electrónico: [email protected]
Teléfono: 2695643
Celular: 0989135065
DATOS COMPLEMENTARIOS
Director de Tesis: Ing. Edmigio Valdiviezo Caraguay
Tribunal de Grado:
Ing. Bolívar Efrén Cueva Cueva. PRESIDENTE
Ing. Javier Guayllas Guayllas. Mg. Sc. VOCAL
Ing. Pablo Álvarez Figueroa Mg. Sc VOCAL
vi
AGRADECIMIENTO
Mi agradecimiento muy sincero al Ing. Klever Iván Granda Mora Mg Sc y al Ing. Ángel Rolando
Robles Mg Sc., Directores de tesis, por su valiosa orientación para el logro de los objetivos
propuestos y por brindarme su confianza durante el desarrollo de la investigación, a la
Universidad Nacional de Loja y de manera especial al Área Agropecuaria y de Recursos
Naturales Renovables, carrera de Ingeniería Agronómica, por haberme acogido durante la
formación académica.
vii
DEDICATORIA
A la memoria de mi querido abuelito Augusto Carpio y hermano José Carlos Carpio, a mis
padres Juan Carlos Carpio y Ninfa del Cisne Cueva por el apoyo brindado y consejos a lo largo
de mi vida, a mi esposa Kerly Angulo y mi hijo Anthony Carpio, por ser mi inspiración en mi
vida para lograr esta meta muy importante.
viii
ÍNDICE GENERAL
PORTADA .............................................................................................................................. i
CERTIFICACIÓN ................................................................................................................. ii
APROBACIÓN....................................................................................................................... iii
CARTA DE AUTORIZACIÓN ............................................................................................ v
AGRADECIMIENTO ........................................................................................................... vi
DEDICATORIA .................................................................................................................... vii
ÍNDICE DE TABLAS ............................................................................................................. xii
ÍNDICE DE FIGURAS............................................................................................................ xii
ÍNDICE DE ANEXOS ......................................................................................................... xiv
RESUMEN ............................................................................................................................... xvi
ABSTRACT .......................................................................................................................... xvii
1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 1
2. REVISIÓN DE LITERATURA .............................................................................. 4
2.1 Generalidades del cultivo de maíz ........................................................................... 4
2.2 Clasificación taxonómica ......................................................................................... 5
2.3 Descripción botánica ............................................................................................... 5
2.3.1 Raíz ........................................................................................................................... 6
2.3.2 Tallo .......................................................................................................................... 6
2.3.3 Hojas ......................................................................................................................... 7
ix
2.3.4 Inflorescencia ............................................................................................................ 7
2.3.5 Flores ........................................................................................................................ 7
2.3.6 Fruto .......................................................................................................................... 8
2.4 Requerimientos edafoclimáticos ............................................................................... 8
2.4.1 Suelo ......................................................................................................................... 8
2.4.2 Clima ......................................................................................................................... 8
2.5 Características del maíz variedad Iniap – 182 .......................................................... 9
2.6 Problemas derivados de la aplicación irracional de fertilizantes minerales ............. 9
2.7 Importancia del nitrógeno ......................................................................................... 10
2.8 Ciclo del nitrógeno ................................................................................................... 10
2.9 Fijación simbiótica del nitrógeno ............................................................................. 13
2.10 Fijación no simbiótica del nitrógeno ........................................................................ 13
2.11 Auxinas ..................................................................................................................... 14
2.11.1 Composición química de la Auxina .......................................................................... 14
2.12 Bacterias solubilizadoras de fósforo ......................................................................... 15
2.13 Características generales de las rizobacterias ........................................................... 17
2.14 Características del género azotobacter ..................................................................... 18
2.15 Clasificación taxonómica de azotobacter ................................................................. 20
2.16 Estudios realizados con azotobacter ......................................................................... 20
2.17 Género rhizobium ..................................................................................................... 22
x
2.18 Trabajos realizados en la aplicación y contribución práctica de la rizobacterias ..... 22
3. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................ 25
3.1 Ubicación del ensayo ................................................................................................ 25
3.1.1 Ubicación política ..................................................................................................... 25
3.1.2 Ubicación geográfica ................................................................................................ 26
3.1.3 Ubicación ecológica .................................................................................................. 27
3.2 Materiales ................................................................................................................. 28
3.2.1 Equipos de laboratorio .............................................................................................. 28
3.2.2 Materiales de laboratorio ........................................................................................... 29
3.2.3 Reactivos de laboratorio ............................................................................................ 29
3.2.4 Materiales de campo ................................................................................................. 30
3.3 Metodología .............................................................................................................. 31
3.3.1 Metodología para el primer objetivo. ....................................................................... 31
3.3.2 Metodología para el segundo objetivo ...................................................................... 32
3.3.3 Metodología para el tercer objetivo .......................................................................... 34
3.3.4 Metodología para el cuarto objetivo ......................................................................... 36
3.4 Diseño experimental. ................................................................................................ 38
3.4.1 Modelo matemático para el ensayo en condiciones controladas .............................. 38
3.4.2 Modelo matemático para el ensayo en campo .......................................................... 39
3.4.3 Detalles del esquema en condiciones controladas .................................................... 40
xi
3.4.4 Detalles del esquema en campo ................................................................................ 41
3.5 Análisis estadístico ................................................................................................... 42
3.5.1 Hipótesis Estadística ................................................................................................. 42
4. RESULTADOS ........................................................................................................ 43
4.1 Resultados del primer objetivo: “Determinar la producción de ácido indól
acético (AIA) y solubilización de fósforo de los microorganismos rizosféricos” .... 43
4.1.1 Caracterización fisiológica de los aislados obtenidos .............................................. 43
4.2 Resultados del segundo objetivo: “Evaluar en condiciones in vitro la co-
inoculación de microorganismos rizosféricos en plántulas de maíz”. ..................... 44
4.3 Resultados del tercer objetivo: “Validar el efecto de los microorganismos
rizosféricos sobre parámetros morfológicos, biomasa y fijación de nitrógeno en
maíz bajo invernadero” ............................................................................................ 46
4.4 Resultados para el cuarto objetivo: “Evaluar el efecto de los microorganismos
rizosféricos sobre los componentes de rendimiento, rendimiento agrícola en
maíz bajo condiciones de campo”. ........................................................................... 51
5. DISCUSIÓN............................................................................................................. 55
6. CONCLUSIONES ................................................................................................... 59
7. RECOMENDACIONES .......................................................................................... 60
8. BIBLIOGRAFÍA ...................................................................................................... 61
9. ANEXOS ................................................................................................................... 73
xii
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Caracterización de parámetros fisiológicos de los aislados obtenidos ................ 43
Tabla 2. Rendimiento de maíz hibrido INIAP 182, Macará 2016 .................................... 54
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Maíz Iniap-182 Almendral ................................................................................. 9
Figura 2. Rutas metabólicas del AIA a partir del triptófano. ............................................. 15
Figura 3. Ubicación política de la provincia de Loja y localización de las zonas de
ensayo en invernadero (Loja - UNL) como en campo (Macará). ....................... 26
Figura 4. Plántulas de maíz en el Laboratorio de biotecnología ........................................ 33
Figura 5. Ensayo in-vitro con maíz Iniap-182 ................................................................... 33
Figura 6. Croquis del diseño experimental empleado en la investigación. ....................... 40
Figura 7. Croquis del diseño experimental empleado para el análisis de variables en
campo. .................................................................................................................. 41
Figura 8. Esquema del diseño de siembra por parcela. ....................................................... 41
Figura 9. Número de raíces seminales de plántulas de maíz a las 48, 72, 96 y 168 horas
(raíces adventicias) con diferentes tratamientos. ................................................. 44
Figura 10. Longitud de la raíz primaria de plántulas de maíz a las 168 horas, con
diferentes tratamientos. ........................................................................................ 45
Figura 11. Altura de la planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS ..................................... 46
Figura 12. Número de hojas por planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS. ...................... 47
Figura 13. Diámetro del tallo de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS. ..................................... 48
xiii
Figura 14. Peso fresco del follaje (PFF), y peso seco de follaje (PSF) de maíz ................. 49
Figura 15. Peso fresco de la raíz (PFR) y peso seco de raíz (PSR) de maíz ....................... 50
Figura 16. Altura de la planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS. ..................................... 51
Figura 17. Número de hojas por planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS. ...................... 52
Figura 18. Diámetro del tallo de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS. ..................................... 53
xiv
ÍNDICE DE ANEXOS
Anexo 1. Parámetros morfológicos para número de raíces seminales y raíces adventicias 73
Anexo 2. Parámetros morfológicos en las etapas del cultivo de maíz INIAP 182 bajo
invernadero ......................................................................................................... 76
Anexo 3. Parámetros de biomasa del cultivo: peso fresco de raíz (PFR), peso fresco del
follaje (PFF), peso seco de raíz (PSR) y peso seco del follaje (PSF). ................ 79
Anexo 4. Parámetros morfológicos en las etapas de crecimiento en el cultivo de maíz
INIAP 182 en campo. ......................................................................................... 81
Anexo 5. Prueba de Tukey para el número de raíces principales y adventicias a las 48,
72, 96 y 168 horas. .............................................................................................. 90
Anexo 6. Prueba de Tukey para altura, número de hojas y diámetro del tallo para el
cultivo en invernadero, a los 15, 30, 60, y 90 DDS ............................................. 90
Anexo 7. Prueba de Tukey para peso fresco y seco del follaje y de la raíz ......................... 91
Anexo 8. Prueba de Tukey de altura, número de hojas y diámetro del tallo para el
cultivo en campo, a los 15, 30, 60 y 90 DDS ...................................................... 91
Anexo 9. Tríptico de día campo ........................................................................................... 92
Anexo 10. Plegable del lanzamiento de la Nueva variedad de maíz amarillo duro INIAP-
182 “ALMENDRAl”, Cuenca-Ecuador 2010. ................................................... 94
Anexo 11. Evidencias fotográficas ..................................................................................... 96
xv
“DETERMINACIÓN DE LA CO-INOCULACIÓN CON
MICROORGANISMOS RIZOSFÉRICOS EN EL CRECIMIENTO
Y DESARROLLO DE MAÍZ (Zea mays L.), VARIEDAD
INIAP 182”
xvi
RESUMEN
El presente trabajo tuvo como objetivo evaluar el efecto de la co-inoculación de las bacterias
rizosféricas sobre los parámetros morfológicos, biomasa y rendimiento agrícola en el cultivo de
maíz INIAP 182 “Almendral”. La investigación tuvo lugar en tres etapas, la primera en el
laboratorio de Biotecnología de la Universidad Nacional de Loja, donde se realizó el aislamiento
de las bacterias rizosféricas determinando su efecto en plántulas de maíz, mediante la producción
de ácido indól acético (AIA), en ella ninguna de las cepas evaluadas fueron capaces de
solubilizar fósforo inorgánico; la segunda etapa en condiciones controladas se desarrolló en el
invernadero del Centro de Biotecnología, sector los Molinos de la Estación Experimental
Docente “La Argelia” perteneciente a la UNL, donde se realizó la co-inoculación de los aislados
con capacidad de producción de (AIA) en laboratorio; y la tercera etapa se finalizó en el barrio
La Bocana de la parroquia La Victoria del cantón Macará, perteneciente a la provincia de Loja,
en lo cual se utilizó los mejores aislados resultantes del ensayo en invernadero. Se emplearon un
total de 7 tratamientos en invernadero, T1 (Fertilización), T2 (Control), T3 (Col16-
Sphingomonas panni), T4 (T9- Rhizobium tropici), T5 (Cas3- Azotobacter vinelandii), T6
(T9+Cas3- R. tropici + A. vinelandii) y T7 (T9+Col16- R. tropici + S. panni); y en campo 5
tratamientos de los mejores aislados que se obtuvieron en el invernadero, T1 (Fertilización), T2
(Control), T3 (T9- Rhizobium tropici), T4 (Cas3- Azotobacter vinelandi) y T5 (R. tropici + A.
vinelandii). En las evaluaciones de los parámetros morfológicos, altura de planta, número de
hojas y diámetro del tallo a los 15, 30, 60 y 90 días después de la siembra (DDS), parámetros de
biomasa (PFF, PFR, PSF Y PSR) y rendimiento agrícola en campo, los mejores resultados se
obtuvieron con el tratamiento T5 (R. tropici + A. vinelandii) en ambos ensayos.
Palabras claves: maíz, co-inoculación, bacterias rizosféricas, Azotobacter, Rhizobium
xvii
ABSTRACT
The present work had as objective to evaluate the effect of the co-inoculation of the rhizospheric
bacteria on the morphological parameters, biomass and agricultural yield in the INIAP 182
"Almendral" maize crop. The research was carried out in three stages, the first in the
Biotechnology laboratory of the National University of Loja, where the isolation of the
rhizospheric bacteria was carried out, determining its effect on maize seedlings, through the
production of indole acetic acid (AIA) While none of the strains evaluated were able to
solubilize inorganic phosphorus; The second stage under controlled conditions was developed in
the greenhouse of the Center for Biotechnology, the Molinos sector of the Experimental
Teaching Station "La Argelia" belonging to the UNL, where the co-inoculation of the isolates
with production capacity of (AIA ) In the laboratory; And the third stage was completed in the
Bocana of La Victoria parish of the Macara canton, belonging to the province of Loja, where the
best isolates resulting from the greenhouse test, T1 (Fertilization), T2 (Control) , T3 (Co116-
Sphingomonas panni), T4 (T9-Rhizobium tropici), T5 (Cas3-Azotobacter vinelandii), T6 (T9 +
Cas3-R. tropici + A. vinelandii) and T7 (T9 + Co116-R. tropici + S. panni); (T9-Rhizobium
tropici), T4 (Cas3-Azotobacter vinelandii), and T5 (R. trpoici + A. vinelandii) were used for the
treatment of the best isolates obtained in the greenhouse, T1 (Fertilization), T2 (Control)
T3 (A. Vinelandii), T4(R. tropici) and T5 (T9 + Cas3-R. tropici + A. vinelandii). In the
evaluations of the morphological parameters, plant height, leaf number and stem diameter at 15,
30, 60 and 90 days after sowing (DDS), biomass parameters (PFF, PFR, PSF, and PSR) And
agricultural yield in the field, the best results were obtained with the T5 treatment (R. tropici +
A. vinelandii) in both trials.
Key words: corn, co-inoculation, rhizosphere bacteria, Azotobacter, Rhizobium
1
1. INTRODUCCIÓN
En la región sur del Ecuador y principalmente en la provincia de Loja el maíz se
encuentra entre los cultivos más importantes para la seguridad alimentaria, puesto que se
constituye una de las vitales fuentes de alimento, debido a sus altos contenidos en vitaminas,
proteínas y carbohidratos y es considerado un rubro trascendente dentro de los ingresos
económicos de los agricultores (Atocha, 2012).
En el Ecuador, la superficie anual dedicada a la siembra del cultivo de maíz, es de 338
130 ha distribuidas en 295 463 ha de cultivo solo, y 42 667 ha asociado con otras especies de
cultivos, dando una producción, de 1 042 011 toneladas métricas. Mientras que, en la provincia
de Loja la superficie sembrada es de 47 077 ha, con una producción de 92 454 toneladas métricas
al año esto representa el 7.92 % de la producción nacional (Instituto Nacional de Estadística y
Censos, 2014).
Para garantizar los niveles de producción es indispensable el uso de fertilizantes
nitrogenados, y para este cultivo en la provincia de Loja se destinan alrededor de 182 Kg ha-1 de
urea, dando un total de 8 558 598 Kg por cada campaña de siembra, reportándose una
producción total de 92 454 Tm (INEC, 2014).
Estos rendimientos son buenos, pero no cubren las expectativas de los agricultores, las
cuales son de 6 000 a 8 000 Kg ha-1 (Instituto Nacional Aautónomo de Investigaciones
Agropecuarias, 2010). De las 38 700 ha de maíz sembradas en la provincia de Loja en el 2013, se
destinaron 16 millones de dólares en la compra de fertilizantes químicos para satisfacer sus
exigencias nutricionales, siendo los abonos nitrogenados los de mayor demanda debido a su
2
sistemático uso con el fin de obtener los rendimientos deseados (Encuesta de Superficie y
Producción Agropecuaria Continua, 2014). Sin embargo, el uso de estos fertilizantes químicos ha
traído como consecuencia la contaminación de los suelos agrícolas, mantos freáticos,
eutrofización del agua superficial, pérdida de la diversidad biológica en la rizósfera de los suelos
y a la par no se han obtenido los rendimientos deseados (Majumdar, 2003)
Frente a estas consideraciones poco halagadoras desde el punto de vista de la agricultura
sostenible, en estos últimos años el estudio de los microorganismos promotores del crecimiento
vegetal (MPCV) como Azotobacter y Rhizobium ha sido una área activa de investigación en
busca de tecnologías que suministren los nutrientes de nitrógeno y otros en forma biológica, a fin
de promover los sistemas agrícolas sustentables (Avis et al., 2008; Franche et al., 2009).
Las bacterias rizosféricas son el grupo más importante de organismos del suelo, en el
cual, en condiciones favorables alcanzan números extraordinariamente elevados (100 millones
de bacterias gramo-1 de suelo); estas desempeñan un papel importante en la descomposición de
residuos orgánicos y en la formación de humus, incluyendo organismos fijadores de nitrógeno
atmosférico, que mejora la calidad y salud de los suelos (Morales, 2010).
Desde esta perspectiva, el presente proyecto de investigación validará el efecto que pueda
ejercer la co-inoculación de bacterias rizosféricas, principalmente del género Rhizobium y
Azotobacter en interacción con genotipos de maíz en cuanto a producción de biomasa y
rendimiento agrícola bajo invernadero y en campo.
3
Los objetivos planteados para llevar a cabo esta investigación son los siguientes:
Determinar la producción de ácido indól acético (AIA) y solubilización de fósforo de
los microorganismos rizosféricos.
Evaluar en condiciones in vitro la co-inoculación de microorganismos rizosféricos en
plántulas de maíz.
Validar el efecto de los microorganismos rizosféricos sobre parámetros
morfológicos, biomasa, y fijación de nitrógeno en maíz bajo invernadero.
Evaluar el efecto de los microorganismos rizosféricos sobre los componentes de
rendimiento, rendimiento agrícola en maíz bajo condiciones de campo.
4
2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 GENERALIDADES DEL CULTIVO DE MAÍZ
El maíz (Zea mays L.), es una gramínea que fue conocida desde hace 7 000 años, a. C.
y apareció en México y América central, antes de la llegada de los españoles. Según el Padre
Juan de Velasco, en la “Crónicas de las indias” manifiesta que los nativos ya conocían y
comercializaban esta gramínea con países asiáticos, africanos y vecinos de este mismo territorio.
No hay un acuerdo sobre cuando se empezó a domesticar el maíz, pero los indígenas mexicanos
dicen que esta planta representa, para ellos diez mil años de cultura (Riveiros, 2004).
El maíz se ha convertido en el cultivo más importante entre los cereales a nivel mundial
con una producción de 795 935 000 Tm, en la temporada 2009-2010, superando al trigo y al
arroz, de las cuales el 90 % corresponde a maíz amarillo y el 10 % restante a maíz blanco. Ocupa
el segundo lugar en el mundo en área sembrada, con alrededor de 140 000 000 de hectáreas
sembradas, se comercializan en el mercado internacional más de 90 millones de toneladas
(Federación Nacional de Cultivadores de Cereales y Leguminosas Departamento Económico,
2010).
Mientras tanto, existen grandes diferencias entre los suelos en donde se cultiva el maíz
desde terrenos fértiles hasta las faldas de los cerros y altamente erosionados de baja fertilidad. Al
respecto (Flores, 1987), indica que la baja fertilidad de los suelos es uno de los factores más
limitantes para la producción de maíz y una de las tareas más importantes, es la de buscar medios
para aumentar la producción de alimentos de manera consistente con la conservación de los
recursos naturales y que implique un bajo costo económico y cultural.
5
2.2 CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA
Según (Missouri, 2015) el maíz tiene la siguiente clasificación.
Reino: Plantae
Clase: Equisetapsida
Subclase: Magnoliidae
Súper Orden: Lilianae
Orden: Poales
Familia: Gramíneae
Subfamilia: Panicoidea
Género: Zea
Especie: Zea mays
Nombre científico: Zea mays L.
Nombres Comunes: Maíz, morochillo, maíz duro amarillo.
2.3 DESCRIPCIÓN BOTÁNICA
El maíz es una planta anual con un gran desarrollo vegetativo, que normalmente alcanza
de 2 a 2,5m de altura, pudiendo llegar hasta los 3m (Centro para el desarrollo Agropecuario y
Forestal, 1998).
6
2.3.1 Raíz
Está compuesta por tres clases de raíces las cuales son: las raíces seminales, raíces
secundarias o adventicias y raíces aéreas (SEDAF, 1998).
Las raíces seminales: Se desarrollan a partir de la radícula de la semilla, el crecimiento de
esas raíces disminuye después que la plúmula emerge por encima de la superficie del suelo y
detiene su crecimiento en la etapa de tres hojas de la plántula. El sistema de raíces seminales
mencionado antes puede continuar activo durante toda la vida de la planta, pero sus funciones
son insignificantes (Yzarra y López, 2012).
Raíces secundarias o adventicias: Comienzan a formarse a partir de la corona por encima
de las raíces primarias hasta llegar a siete y diez nudos, todos debajo de la superficie del suelo
(SEDAF, 1998). Estas raíces se desarrollan en una red espesa de raíces fibrosas, que son el
principal sistema de fijación de la planta al suelo y además absorbe agua y nutrimentos (Yzarra y
López, 2012).
Raíces aéreas o de anclaje: que emergen de dos a tres nudos por encima de la superficie
del suelo, su función es mantener la planta erecta y evitar su vuelco en condiciones normales
(Yzarrra y López, 2012).
2.3.2 Tallo
Se origina en la plúmula del embrión, es cilíndrico, formado por nudos y entrenudos, el
número es variable pero la mayoría tienen entre 12 y 15 entrenudos. La altura también depende
de la variedad y las condiciones de la región. La mayoría de plantas son de un solo tallo con una
longitud entre 0.8 m y 3.5 m (Manual Agropecuario, 2002).
7
2.3.3 Hojas
Se desarrollan a partir de las yemas foliares, la planta presenta de 15 a 30 hojas alargadas
y abrazadoras de 4 a 10 centímetros de ancho por 35 a 50 centímetros de longitud y están
constituidas por: vaina, lígula y limbo (Deras, 2012).
2.3.4 Inflorescencia
El maíz es de inflorescencia monoica con inflorescencia masculina y femenina separada
dentro de la misma planta, las flores masculinas son terminales solitarias en grupos de dos a
veintiséis de coloración amarilla que produce una cantidad muy elevada de polen en el orden de
20 a 25 millones de granos de polen, las flores femeninas se ubican en las axilas de una o más
hojas; la inflorescencia femenina se encuentra envuelta entre 8 o 13 brácteas largas, duras y
finamente pubescentes, los estilos son largos colgantes, morados o blanco negruzcos, con un
estigma morado bífido que sobresale considerablemente de las brácteas. Las semillas son
ovoides con un ápice agudo obtuso redondeado y comprimido (Ayala, 2013).
2.3.5 Flores
Estas son de dos tipos en la planta: las estaminadas, que se distribuyen en las ramas de la
inflorescencia llamada espiga; y las flores pistiladas, que se encuentran en una inflorescencia con
soporte central llamado tusa, estas flores después de la fecundación forman granos tiernos y
lechosos convirtiéndose finalmente en la mazorca (Manual Agropecuario, 2002).
8
2.3.6 Fruto
Es una cariópside o grano constituido por el pericarpio, capa de células de aleurona,
endospermo y el embrión (Manual Agropecuario, 2002).
2.4 REQUERIMIENTOS EDAFOCLIMÁTICOS
2.4.1 Suelo
La planta de maíz puede desarrollarse en una gran diversidad de suelos de texturas
medias como francos y franco arcillo-arenosos. El crecimiento en suelos arenosos y arcillosos es
pobre si no se ejecutan las labores pertinentes para esos casos. Se adapta muy bien a los suelos
profundos entre 0,80 m y 1,00 m con un buen drenaje para evitar el encharcamiento que impida
la respiración y la absorción de nutrientes para su desarrollo normal. Es recomendable que el
contenido de materia orgánica sea bueno y que la topografía sea plana o ligeramente ondulada.
El maíz requiere de suelos ligeramente ácidos por lo que el pH óptimo oscila entre 5,6 y 6,5
(Bonilla, 2009).
2.4.2 Clima
El cultivo de maíz requiere una temperatura óptima de 25 ºC a 30 ºC, requiere bastante
incidencia de luz solar. Para que se produzca la germinación de la semilla, la temperatura debe
situarse entre los 15 a 20 ºC. El maíz llega a soportar temperaturas mínimas de hasta 8 ºC; y, a
partir de 33 ºC pueden aparecer problemas serios debido a mala absorción de nutrientes,
minerales y agua (Zambrano, 2009).
9
2.5 CARACTERÍSTICAS DEL MAÍZ VARIEDAD INIAP – 182
2.6 PROBLEMAS DERIVADOS DE LA APLICACIÓN IRRACIONAL DE
FERTILIZANTES MINERALES
El sector agrícola Ecuatoriano demanda anualmente cerca de 5 millones de toneladas de
fertilizantes (ESPAC, 2014), los altos costos de los fertilizantes sintéticos provoca que, por
ejemplo para el caso del cultivo de maíz y papa la aplicación de fertilizantes químicos represente
el 30 % y 40 % de los costos de producción en sistemas de riego y hasta el 50 % en los sistemas
de temporal (Sistema de Información Nacional del Ministerio de Agricultura Ganadería,
Acuacultura y Pesca, 2014).
Por lo tanto, el uso de los fertilizantes es uno de los indicadores claves de la
intensificación de la agricultura y del desarrollo agrícola, donde el nutriente más utilizado es el
nitrógeno, ya que éste afecta directamente los rendimientos y la calidad de los productos. Cabe
observar con preocupación el efecto de la acumulación de nitrógeno sobre el medio ambiente,
Tipo: duro, cristalino, precoz
Grano: mediano, amarillo cristalino
Días a la cosecha en seco: 160
Altura de la planta: 250 cm
Altura a la mazorca: 120 cm
Rendimiento: de 3 280 a 8 860 kg/ha (de
73 a 197 qq/ha), de acuerdo a la altitud,
temperatura y suelo del lugar.
Altitud: de 400 a 1200 msnm
Usos: alimentación animal como forraje y
en la elaboración de balanceados.
Zonas: se cultiva en los valles de la
provincia de Loja
Fuente: (Yánez, C., et al 2013)
Figura 1. Maíz Iniap-182 Almendral
10
debido a que puede causar la eutrofización1 de las aguas, el crecimiento excesivo de algas, la
acidificación del suelo y la destrucción de los hábitats naturales con bajo contenido en nutrientes
(Tassara y Ortega, 2003). También se ha establecido que como consecuencia de las actividades
antrópicas destinadas a obtener incrementos en rendimiento de las cosechas, se ha contaminado
el suelo con una serie de productos altamente resistentes y acumulativos, como herbicidas y
metales pesados, además de otros contaminantes, que, sin ser acumulativos (como es el caso de
los nitratos), se lixivian fácilmente y contaminan otros medios más sensibles e indefensos como
el acuático (Gallardo, 2007).
2.7 IMPORTANCIA DEL NITRÓGENO
El nitrógeno molecular N² es el principal constituyente de la atmósfera. La concentración
de nitrógeno es el resultado del balance entre la fijación atmosférica por acción bacteriana,
eléctrica y química, y su liberación se realiza a través de la descomposición de materias
orgánicas por bacterias o por combustión (Obando et al., 2012).
2.8 CICLO DEL NITRÓGENO
El ciclo del nitrógeno en el suelo representa solamente una parte del ciclo total del
nitrógeno en la naturaleza. La disponibilidad de este elemento es de gran importancia para las
plantas, ya que el 78 % del N se encuentra en el aire, presentándose en forma molecular (N2)
(Paredes, 2013), pero es difícil que los organismos lo asimilen, ya que primero debe ser
desdoblado y empezar así la síntesis de aminoácidos, proteínas, ácidos nucleicos (ADN y ARN)
y otras moléculas fundamentales para el metabolismo (Salazar y Ordóñez, 2013). Y según
1 Aumento en la entrada de nutrientes al sistema acuático (principalmente compuestos de nitrógeno y fósforo), por
excesos de fertilizantes en la agricultura.
11
(Castillo et al., 2005), en la naturaleza, la mayor parte del nitrógeno disponible se encuentra en
forma inorgánica, como amoníaco (NH3), nitratos (NO3), o dinitrógeno (N2).
Los microorganismos, particularmente las bacterias, desempeñan un importante papel en
todas las principales transformaciones del nitrógeno. El ciclo del nitrógeno consta de las
siguientes etapas:
Fijación: Consiste en la incorporación del nitrógeno atmosférico a las plantas, gracias
a algunos microorganismos, como bacterias y cianobacterias2 que se encuentran
presentes en el suelo y en ambientes acuáticos. Esta fijación se da por medio de la
conversión de nitrógeno gaseoso (N2) en amoniaco (NH3) o nitratos (NO3-) por
medio de la enzima nitrogenasa. La relación entre Rhizobium y su huésped es
mutualista3 (CICEANA, 2007).
Nitrificación: La oxidación del amoníaco a nitritos se llama nitrificación. Esta fase se
da en los siguientes pasos: Un grupo de bacterias (Nitrosomonas sp. y Nitrococcus sp.)
oxidan el amoníaco a nitrito (NO2-); luego otra bacteria del suelo (Nitrobacter sp.)
oxida el nitrito en nitrato, por este motivo no se encuentra nitrito en el suelo, que
además es tóxico para las plantas. La modificación de amonio (NH4) + a (NO3-)
depende de la temperatura del suelo; la conversión se da más rápida cuando la
temperatura está sobre los 10° C y el pH está entre los 5.5-6.5
(CICEANA, 2007).
Asimilación: La asimilación ocurre cuando las plantas absorben a través de sus raíces,
(NO3-) o (NH3), elementos formados por la fijación de nitrógeno o por la
2 Organismos antiguos que se caracterizan por conjugar el proceso de la fotosíntesis oxigénica con una estructura
celular típicamente bacteriana 3 Las bacterias reciben carbohidratos elaborados por la planta, y la planta recibe nitrógeno en una forma asimilable
12
nitrificación. Luego, estas moléculas son incorporadas tanto a las proteínas, como a los
ácidos nucleicos de las plantas (Salazar y Ordóñez, 2013).
Amonificación: La amonificación comienza cuando organismos producen desechos
que contienen nitrógeno como la urea (orina) y desechos de aves u organismos
muertos (Salazar y Ordóñez, 2013), y son degradados a compuestos simples por los
organismos que viven en el suelo (bacterias y hongos), llevando a cabo la digestión
enzimática por lo que el amonio se degrada a compuestos aminados, como proteasas,
peptonas y al final, en aminoácidos. Una vez concluida la etapa, las bacterias fijadoras
liberan el exceso de nitrógeno como amoníaco (NH3) o amonio (NH4) (Baca et al.,
2000).
Desnitrificación: El proceso de desnitrificación consiste en la transformación de los
nitratos a nitrógeno gas, en ausencia de oxígeno. Este proceso se denomina
desnitrificación y conlleva a pérdidas de nitrógeno en el suelo. Algunos de los
microorganismos relacionados en la reacción son Thiobacillus denitrificans
(autótrofo), Micrococcus denitrificans (heterótrofo) y algunas especies de heterótrofos
más comunes perteneciente a los géneros Serratia, Pseudomonas, y Achromobacter.
La desnitrificación se disminuye en suelos aireados con cantidades moderadas de
materia orgánica y nitratos, suelos saturados de agua (anaerobios) y ricos en
sustancias orgánicas (Baca et al., 2000).
El hombre también interviene en este ciclo y lo desequilibra a través de la fijación
industrial del nitrógeno, por medio de la síntesis de abonos y fertilizantes
13
2.9 FIJACIÓN SIMBIÓTICA DEL NITRÓGENO
La simbiosis es una de las más importantes interacciones biológicas. Los organismos que
participan en ella se benefician mutuamente en situaciones en las que ninguno de ellos podría
realizar una función vital o sobrevivir aisladamente (Vance, 2001). Para que una simbiosis tenga
lugar, dos o más organismos diferentes deben vivir en inmediata proximidad.
Un ejemplo de simbiosis es la fijación simbiótica de nitrógeno. En ella se establece una
relación de este tipo entre bacterias heterótrofas (esto es, que dependen de un sustrato orgánico
como principal fuente de carbono) de los géneros Rhizobium y Bradyrhizobium (denominados
colectivamente rhizobios) y plantas leguminosas. Los microorganismos son albergados por
raíces o tallos y así logran, mediante sistemas enzimáticos específicos, que el nitrógeno gaseoso
(N²) que no es aprovechable por las plantas se transforme en amonio que puede ser utilizado por
ellas. La asociación es mutuamente beneficiosa porque permite que las bacterias obtengan
hidratos de carbono del vegetal mientras que este se beneficia incorporando nitrógeno del aire,
esto a su vez impide que el suelo pierda sustancias con nitrógeno (Vance, 2001).
2.10 FIJACIÓN NO SIMBIÓTICA DEL NITRÓGENO
La fijación de nitrógeno atmosférico (N²) es un proceso indispensable para el desarrollo
de la planta; dicho elemento es primordial en la formación de estructuras moleculares como los
ácidos nucleicos, aminoazucares, aminoácidos, entre otros. A nivel microbiano, el complejo
nitrogenasa ha sido ampliamente estudiado en la fijación del elemento, pues se presenta en varias
bacterias de tipo rizosféricos. La fijación biológica de nitrógeno con microorganismos del suelo
es considerada uno de los principales mecanismos por el cual las plantas encuentran beneficio de
la asociación, uno de los beneficios más estudiados es la relación mantenida con
14
microorganismos diazotroficos,4 que proveen a la planta de nitrógeno y está, en retorno,
proporciona fuente de carbono disponible por los exudados (Zhair et al., 2004)
2.11 AUXINAS
Las auxinas conforman un grupo dentro de los reguladores de crecimiento vegetal que se
caracterizan por estimular el alargamiento celular y son producidas en condiciones naturales por
ciertos tejidos vegetales y también por algunos microorganismos (Altuna, 2006).
El ácido indól acético constituye el ejemplo de auxina más importante por su amplia
aplicación en la agricultura entre las que se destacan: estimulación de la división celular,
iniciación de la formación de raíces, iniciación de la floración, aumento del rendimiento entre
otros (Altuna, 2006). Se conoce que numerosos microorganismos como Rhizobium producen esta
fitohormona en la rizósfera y fuera de ésta en la biorreacción, tanto en lo referente a variables
nutricionales como físico-químicas (Altuna, 2006).
2.11.1 Composición química de la Auxina
Dos rutas metabólicas en las plantas en las que el aminoácido triptófano por biosíntesis se
convierte en AIA:
El triptófano es convertido en ácido indolpirúvico a través de una reacción de
transmisión. El ácido indolpirúvico se convierte en indolacetaldehido mediante una
reacción de descarboxilación. La etapa final implica la oxidación de esta molécula
para dar el ácido indolacético.
4 Bacterias que hacen fijación de nitrógeno atmosférico en una forma más disponible como es el amonio
15
El triptófano sufre una descarboxilación produciendo triptamina. Esta es oxidada y
desminada para producir indolacetaldehido; finalmente este compuesto se oxida hasta
ácido indolpirúvico.
Figura 2. Rutas metabólicas del AIA a partir del triptófano.
Fuente: García, F. (2014). Obtenida de:
http://www.euita.upv.es/varios/biologia/Temas%20PDF/Tema%2014a%20
Reguladores%20del%20Crecimiento.%20Auxinas.pdf
2.12 BACTERIAS SOLUBILIZADORAS DE FÓSFORO
El fósforo después del nitrógeno, es el nutriente inorgánico más requerido por las plantas
y microorganismos y además, en el suelo es el factor limitante del desarrollo vegetal a pesar de
ser abundante tanto en formas inorgánicas como orgánicas (Alexander 1980). Las plantas deben
absorberlo del suelo, donde se encuentra en muy baja concentración, normalmente en niveles que
16
varían entre 5 y 30 mg kg-1. Estos índices bajos del nutriente se deben a que el fósforo soluble
reacciona con iones como el calcio, el hierro o el aluminio que provocan su precipitación o
fijación, disminuyendo su disponibilidad para los vegetales (Rodríguez y Fraga 1999). Los
fosfatos inorgánicos aplicados como fertilizantes químicos también son inmovilizados en el
suelo y como consecuencia no son solubles para ser aprovechados por los cultivos (Peix et
al., 2001). Por lo tanto se considera, que la solubilización de distintas rocas fosfatadas y de otras
fuentes de fósforo inorgánico por los microorganismos del suelo es una alternativa fundamental
para incrementar la cantidad de nutriente disponible para las plantas (Illmer y Schinner 1992).
Se han aislado microorganismos como Azospirillum lipoferum o Azotobacter
chroococcum que además de ser fijadores libres de nitrógeno, son capaces de promover el
crecimiento vegetal mediante la solubilización de fosfatos inorgánicos
(Murty y Ladha 1988). Además, distintas especies de los géneros Rhizobium y Bradyrhizobium,
bacterias del suelo que fijan nitrógeno en asociasión simbiótica con distintas leguminosas,
poseen capacidad de solubilización de fósforo inorgánico (Halder y Chakrabartty 1993).
Existen diferentes métodos para seleccionar microorganismos solubilizadores de
compuestos de fósforo inorgánico aislados del suelo. Los distintos criterios presentan sus
ventajas y desventajas. Si bien se ha demostrado que la selección a partir de la formación del
halo de solubilización no es una técnica infalible (Nautiyal 1999).
Gyaneshwar., et al (1998) demostraron que algunos microorganismos que solubilizan
fósforo en condiciones de laboratorio no son capaces de hacerlo en vertisoles5 alcalinos. Esta
incapacidad se debe posiblemente al alto poder de resistencia a los cambios de pH de los suelos
5 Suelo generalmente negro en donde hay un gran contenido de arcilla expansiva que forma profundas grietas en
estaciones secas.
17
alcalinos junto con la baja secreción de ácidos orgánicos que producen los microorganismos en
esos ambientes.
Gyaneshwar., et al (2002) determinaron que es mejor adoptar técnicas de selección de
cepas a partir de ensayos que reflejen la capacidad amortiguadora de pH del suelo y por lo tanto
serían válidos sólo aquellos métodos que incorporen soluciones tamponadas a los medios de
cultivo. De todas maneras, sólo los ensayos de campo, establecerán si la capacidad solubilizadora
de fósforo inorgánico de los organismos seleccionados in vitro realmente tiene efecto sobre
plantas de interés comercial.
2.13 CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LAS RIZOBACTERIAS
Desde la década del 80, las rizobacterias y otros microorganismos del suelo han sido
estudiados como posibles reemplazantes de químicos. Estas rizobacterias, conocidas
colectivamente como PGPR (Rizobacterias Promotoras del Crecimiento Vegetal), son
microorganismos de suelo e incluyen especies de Azotobacter, Azospirillum, Azorhizobium,
Mesorhizobium, Sinorhizobium, Bradyrhizobium, Rhizobium, Pseudomonas, Gluconacetobacter,
Burkholderia, Bacillus entre otras (Glick, et al., 2007). Estas PGPR afectan el crecimiento de la
planta de forma directa o indirecta. Diversos autores como Santillana et al., (2005) y Paredes
(2013) coinciden que el AIA (ácido indól acético) producido por las cepas inoculadas y la
fijación de N, son los principales componentes que inducen el crecimiento de las plantas, al
aumentar la división celular y la diferenciación de los tejidos, efectos que se ven reflejados en un
mayor contenido de biomasa.
También se ha demostrado la contribución de las rizobacterias en varios cultivos, los
mecanismos incluidos en la estimulación son todavía difíciles de encontrar en la mayoría de los
18
casos (Sun et al., 2008). Recientemente se ha reportado que las bacterias endófitas (dentro de la
planta) pueden promover el desarrollo de la planta y eliminar las enfermedades de estas,
probablemente de manera similar a como lo hacen las rizobacterias que promueven el desarrollo
de la planta (PGPR) (Lugtenberg et al., 2009).
Martínez-Viveros et al. (2010) reportan que las PGPR realizan la promoción del
desarrollo de las plantas mediante la producción de auxinas, citoquininas y giberelinas. Estos
reguladores de crecimiento (PGPR), son sustancias orgánicas que influyen en los procesos
fisiológicos de las plantas en concentraciones extremadamente bajas. Debido a que la
concentración de señales hormonales es crítica para la regulación de varios procesos fisiológicos
en las plantas, los cambios locales de los niveles de fitohormonas pueden conducir a cambios
característicos en el crecimiento y desarrollo vegetal (Torres-Gutiérrez et al., 2008).
2.14 CARACTERÍSTICAS DEL GÉNERO AZOTOBACTER
Azotobacter es un género de bacterias de vida libre que fijan nitrógeno atmosférico, que
pertenece a la clase Gammaproteobacteria. Entonces Azotobacter vinelandii fue el organismo de
experimentación de muchos investigadores durante la emergencia de la bioquímica como una
disciplina dominante en las ciencias de la vida (Setubal, 2009). Por lo que estas son bacterias de
vida libre que crecen adecuadamente en medios sin nitrógeno. Utilizan el nitrógeno atmosférico
para la síntesis de sus proteínas celulares. La proteína celular se mineraliza después de la muerte
de la célula, por tanto, contribuye a la disponibilidad de nitrógeno para las plantas silvestres y los
cultivos agrícolas (Agronet, 2004).
19
Espín, (2002) indica que las bacterias del género Azotobacter son bacterias Gram
negativas, que tienen una pared celular compleja, compuesta por una membrana externa y una
capa interna de peptidoglicano, que contiene ácido murámico y mureína.
Las especies del género Azotobacter son células ovoides y grandes de 1,5 a 2,0 µm de
diámetro, que viven generalmente en suelos y aguas frescas. Son bacterias pleomórficas,
cuya morfología varía desde bacilos hasta células en forma de cocos. Se las observa como
células individuales, como pares, en agregados irregulares y algunas veces cadenas de tamaño
variable (Espín, 2002).
Las bacterias del género Azotobacter son quimioorganotróficas, es decir, que utilizan
azúcares, alcoholes y sales inorgánicas para crecer. Utilizan nitrato y sales de amonio y
ciertos aminoácidos como fuentes de nitrógeno. Responden positivamente al reactivo catalasa. El
rango de pH en el que crecen en presencia de nitrógeno combinado es de 4.8 a 8.5; el pH óptimo
para crecer cuando fijan nitrógeno es de 7.0 a 7.5 (Espín, 2002).
Sylvia et al., (2005) establecen que una de las limitantes en la fijación de nitrógeno por
parte de bacterias de vida libre, es el rango reducido de temperatura en el cual la nitrogenasa, que
es la enzima que cataliza la fijación de nitrógeno, tiene actividad catalítica. Entre 5 y 10 °C, la
actividad de la nitrogenasa es baja, mientras que en los límites superiores de 37 a 40 °C, la
enzima pierde su actividad por su sensibilidad al calor.
Azotobacter sp., pueden fijar nitrógeno atmosférico sin la necesidad de formar una
simbiosis con plantas, ya que estas poseen diferentes estrategias para proteger el complejo
nitrogenasa. Estas bacterias se encuentran prácticamente en todos los hábitats: suelo, mar,
fuentes de agua dulce y sedimentos (Rodríguez et al., 2003).
20
2.15 CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA DE AZOTOBACTER
Joint Genome Institute y Uniprot Consortium (2009) ubican a las bacterias del género
Azotobacter dentro de la siguiente clasificación taxonómica:
Dominio: Bacteria
Phylum: Proteobacteria
Clase: Gammaproteobacteria
Orden: Pseudomonadales
Familia: Pseudomonadaceae
Género: Azotobacter
Especies: A. vinelandii, A. chroococcum, A. beijerinckii, A. armeniacus, A.
nigricans, A. salinestris.
2.16 ESTUDIOS REALIZADOS CON AZOTOBACTER
Autores como Agronet, (2004), Bernal et al., (2000), y Delgado et al., (2003), indican
que las bacterias del género Azotobacter, además de fijar nitrógeno atmosférico en el suelo,
sintetizan algunas sustancias como tiamina (vitamina B-1), ácido nicotínico, ácido pantoténico,
riboflavina y otras hormonas vegetales capaces de estimular la germinación de las semillas y el
crecimiento y desarrollo de algunas especies vegetales.
Resultados similares reporta Torres et al., (2000) como el aislamiento de 18 cepas del
género Azotobacter sp; y, en dichos estudios encontraron importantes producciones de hormonas
indólicas del tipo AIA, incluyendo a Azotobacter vinelandii con 32,22 ug mlˉ¹ y Azotobacter
chroococcum con 30,07 ug ml ˉ¹ de AIA.
21
Se han realizado una gran cantidad de ensayos en el campo donde se demuestra el efecto
positivo de Azotobacter sp sobre el rendimiento de diferentes cultivos. Se han publicado los
efectos sobre cultivos extensivos como maíz (Hussain et al., 1987, Martínez et al., 1988,
Pandey et al., 1998,); trigo (Zambre et al., 1984, Behl et al., 2006, Kizilkaya 2008,) y arroz
(Kannaiyan et al., 1980, Kennedy et al., 2004).
Además, del efecto sobre el rendimiento, algunos investigadores observaron que es
posible reducir la fertilización nitrogenada hasta en un 50 % con la inoculación con este
microorganismo (Kennedy et al., 2004).
Borda et al. (2009) y Lozada y Rivas (2010) concluyeron que Azotobacter sp es un
fijador de nitrógeno de vida libre que promueve el crecimiento de raíces, lo que conlleva a un
aumento en la concentración de materia seca.
Sánchez et al., (2014), manifiesta que en experimentos en cultivos de maíz para el peso
fresco de raíz (PFR), el tratamiento con la inoculación de Azotobacter sp, fue el mejor con 21,28
g, y estadísticamente diferente al compararlos con fertilizante nitrogenado con valores de 17,66 g
y con el control de 12,61 g. De la misma manera Sánchez et al., (2014) manifiesta que el maíz
tratado con Azotobacter sp, alcanzó un peso seco de raíz (PSR) de 5,78 g, este valor fue
estadísticamente diferente y significativo al compararlo con los 2,60 g obtenidos por este
investigador con el tratamiento fertilizante nitrogenado. En lo que corresponde de peso fresco de
follaje (PFF) el mismo autor reporta, que a la floración se muestra la respuesta positiva del maíz
a la inoculación con Azotobacter sp, consiguiendo en su peso fresco follaje (PFF) 41,30 g, en
comparación con el tratamiento con fertilización nitrogenada de 34,69 g, y con el Control de
29,48 g. Al igual que Mehnaz y Lazarovits (2006) los cuales encontraron un aumento del 12 %
22
en biomasa seca en plantas de maíz inoculadas con Azotobacter vinelandii con respecto a las
plantas no inoculadas.
2.17 GÉNERO RHIZOBIUM
Las bacterias del género Rhizobium, son bacilos que miden 0,5 - 1,0 × 1,3 – 3,0 μm. Se
mueven por medio de 1 - 6 flagelos que pueden ser perítricos o subpolares. Las colonias
generalmente son blancas o color beige, circulares, cóncavas, semitranslúcidas u opacas y
mucilaginosas; miden 2 - 4 mm de diámetro a los 3 - 5 días de incubación en medio de cultivo
Levadura Manitol Agar (LMA). El crecimiento en medio de carbohidratos generalmente está
acompañado de reacción ácida y abundante cantidad de polisacárido extracelular. Son
químio-organotróficas, utilizando una gran variedad de sustancias orgánicas como carbohidratos
y ácidos orgánicos como fuente de carbono y energía. Algunas cepas requieren biotina, ácido
nicotínico, pantotenato o tiamina como factores de crecimiento. Las cepas de este género son
bacterias de rápido crecimiento productoras de ácido en LMA (Young et al., 2001).
2.18 TRABAJOS REALIZADOS EN LA APLICACIÓN Y CONTRIBUCIÓN
PRÁCTICA DE LA RIZOBACTERIAS
La aplicación de combinaciones de rizobacterias ha sido uno de los apartados de interés
para científicos en todo el mundo, lo cual potencia el efecto de los diazótrofos simbióticos y
asimbioticos. Entre estas bacterias, Azotobacter sp constituye una de las más prometedoras, ya
que coloniza la rizósfera de numerosos cultivos y la producción de fitohormonas, reducción de
nitratos, así como la fijación del dinitrógeno, se le han atribuido para explicar su efecto positivo
en las plantas (Steenhoudt y Vanderleyden, 2000).
23
Por otra parte, se conocen trabajos sobre la co-inoculación con bacterias pertenecientes a
diferentes géneros, capaces de producir sustancias estimuladoras del crecimiento vegetal y de
lograr un efecto positivo en diversos cultivos de forma sinérgica (Carolina y Lorda, 2009;
Rodríguez et al., 2009). La co-inoculación puede beneficiar el crecimiento vegetal a través de
diferentes mecanismos (Bashan et al, 2004; Rodríguez et al, 2003), como el de cambios en la
morfología y fisiología del sistema radical. El incremento en el número de raíces laterales y pelos
radicales causa el aumento de la superficie radical disponible para los nutrientes y la captación
de agua (Bai et al, 2003).
Torres-Gutiérrez (2004, 2008) reporta el beneficio de la co-inoculación de cepas de
Azotobacter y Azospirillum conjuntamente con cepas tipo de Rhizobium etli y R. tropici, la
combinación de estas rizobacterias logró estimular la nodulación, componentes del rendimiento y
el rendimiento agrícola de maíz amarillo en comparación con la inoculación en solitario de
Rhizobium y con la fertilización mineral, reduciendo las tasas de aplicación de fertilizante e
incrementando las producciones. Igualmente (Gallardo y Celis, 2008 y Hernández et al., 2015)
reportan que cepas de Rhizobium y Azotobacter tienen la capacidad de producir AIA y otros
metabolitos, lo cual pueden favorecer al desarrollo de flores y frutos.
Además, Kiers y Denison (2008) evidencian que las cepas de rizobios pueden variar
significativamente en su habilidad de mejorar las variables agronómicas de los cultivos; desde no
tener ningún impacto, hasta incrementar los rendimientos el doble o el triple en comparación con
el tratamiento no inoculado.
24
El efecto positivo de las bacterias rizosféricas en gramíneas, en base a su producción de
sustancias estimuladoras del crecimiento vegetal, ha sido demostrado por diferentes autores
(Antoun y Prévost, 2005).
Riggs et al., (2001) mediante pruebas de invernadero; usando suelos no esterilizados
demostró que los rendimientos del grano de maíz aumentaron entre 36 y 48 % al inocular las
semillas con A. vinelandii. En las pruebas de campo esta bacteria fue capaz de incrementar el
rendimiento del maíz entre 5.9 y 6.3 %. De igual forma Rhizobium tropici. phaseoli y Ensifer sp.
Anteriormente Rhizobium tropici, puede colonizar las raíces del maíz e incrementar el
peso seco de la planta (Gutiérrez-Zamora ML y Martínez-Romero E, 2001), y a la vez
incrementar los rendimientos del maíz en 34 y 11 % en condiciones de invernadero y de campo,
respectivamente.
Así mismo, Borda et al. (2009) y Lozada y Rivas (2010) concluyeron que Azotobacter
vinelandii y Rhizobium tropici es un fijador de nitrógeno de vida libre que promueve el
crecimiento de raíces, lo que conlleva a un aumento en la concentración de materia seca.
25
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 UBICACIÓN DE ENSAYO
3.1.1 Ubicación política
Este trabajo se llevó a cabo en tres fases: la primera fase de laboratorio en el Centro de
Biotecnología de la Dirección de Investigaciones de la Universidad Nacional de Loja, donde se
realizó el aislamiento de las bacterias diazotróficas, del género (Azotobacter y Rhizobium),
determinando su efecto en plántulas de maíz mediante la producción de AIA y solubilización de
fósforo; la segunda fase en condiciones controladas se desarrolló en el invernadero del Centro de
Biotecnología, sector los Molinos de la Estación Experimental Docente “La Argelia”
perteneciente a la UNL, donde se realizó la co-inoculación de los aislados bacterianos con
capacidad de producción de AIA en laboratorio; y la tercera fase se finalizó en el barrio la
bocana de la parroquia La Victoria del cantón Macará, perteneciente a la provincia de Loja en la
finca del señor Juan Carlos Carpio Bustamante, en la cual se utilizó los mejores aislados
resultantes del ensayo en invernadero (Figura 3).
26
Figura 3. Ubicación política de la provincia de Loja y localización de las zonas de ensayo en
invernadero (Loja - UNL) como en campo (Macará).
3.1.2 Ubicación geográfica
El Centro de Biotecnología de la Universidad Nacional de Loja cuenta con la siguiente
ubicación geográfica:
Latitud (S): 04°23´55´´
Longitud (W): 79°11´55´´
Altitud: 2174 msnm
27
Según el Centro Integrado de Geomática Ambiental de la Universidad Nacional de Loja
(CINFA, 2013) las Quintas Experimentales “La Argelia” presenta la siguiente ubicación
geográfica:
Latitud (S): 04°01´54´´
Longitud (W): 79°11´58´´
Altitud: 2138 msnm
En la finca del Señor Juan Carlos Carpio Bustamante donde se realizó el ensayo de
campo, presenta la siguiente ubicación geográfica:
Latitud (S): 4°26´34´´
Longitud (W): 79°51´13´´
Altitud: 521 msnm
3.1.3 Ubicación ecológica
Según la clasificación de Holdridge, la zona de estudio, Loja-Ecuador corresponde a
Bosque seco Montano Bajo (Bs-MB), con una temperatura promedio anual de 15,62 °C,
precipitación de 812,6 mm añoˉ¹, humedad relativa de 71,96 %; evaporación media de 111,33
mm y una velocidad máxima del viento de 5,44 msˉ¹ y mínima de 3,64 msˉ¹. Se ubica en el área
de clima templado andino.
En Macará el rango altitudinal del bosque va desde 300 a 1 500 msnm. Su relieve varía de
muy ondulado, con pendientes de 5 al 20 % y de 40 al 50 %; y con un buen drenaje superficial.
Los suelos son de textura franco arcillosa, moderadamente profundos, pedregosos, ligeramente
28
alcalinos, con buena fertilidad natural y susceptibles a la erosión. Han sido clasificados como
Entisoles (Morocho y Romero, 2003).
La temperatura media anual es de 23 ºC y la precipitación media anual de 500 mm de
acuerdo con la clasificación de Koppen, geográfica y climáticamente es seca o tropical árida, con
un clima (Bs) de estepa semi- árido. Pertenece a la zona de vida bosque espinoso tropical y según
la clasificación de (Sierra et al., 1999). La formación vegetal es de espinar seco montano y
bosque semideciduo montano bajo (Morocho y Romero, 2003).
3.2 MATERIALES
En cuanto a los materiales, equipos y reactivos que se emplearon para el desarrollo del
presente trabajo.
3.2.1 Equipos de laboratorio
Microscopio óptico (OLYMPUS)
Refrigeradora 4ºC
Contador de colonias (POL-EKO diámetro contador de120 mm)
Centrifuga
Vortex
Espectrofotómetro (JENWAY)
Destilador de agua (Tipo I)
Agitador-calentador (movimiento de100-1400rpm, Temp:20°C- 300°C)
Autoclave (MRC 50 L. Temp de 50°C-134°C)
Flujo laminar (BIOBASE)
29
Estufa
Incubadora (THERMO SCIENTIFIC Temp. De 5°C-75°C)
Incubadora giratoria (ECHNE Temp. de 5°C- 60°C)
Calentador de agua
Balanza analítica (OHAUS 0.0001g de sensibilidad )
3.2.2 Materiales de laboratorio
Micropipetas (100, 1000 ul)
Puntas de micropipetas (100, 1000 ul)
Papel lumínico
Ellen Meyer
Matraces
Beakers
Cajas de Petri
3.2.3 Reactivos de laboratorio
Agar Nutriente
Sacarosa
FeSo47H2O
NaCl
CaCl2H2O
Agar-Agar
Extracto de levadura
Manitol
30
Cloruro de Calcio
Triptona
Carbonato de calcio
Sulfato de magnesio
Fosfato de potasio
Agarosa
Salkowski
Medio Ashby
Medio YMA
3.2.4 Materiales de campo
Semilla de maíz (Variedad INIAP 182)
Fundas plásticas
Fundas de papel
Machetes
Turba
Estacas
Calibrador
Cinta métrica de metal enrollada
Lampa
Barreta
Baldes plásticos
Costales
Bomba de mochila de 20 litros
31
3.3 METODOLOGÍA
3.3.1 Metodología para el primer objetivo.
“Determinar la producción de ácido indól acético (AIA) y solubilización de fósforo de
los microorganismos rizosféricos”
3.3.1.1 Producción de ácido indól acético (AIA)
Primeramente los aislados se obtuvieron del laboratorio de biotecnología, de ensayos ya
realizados anteriormente en diferentes zonas como describe en la Tabla 1. Se realizó por
método colorimétrico usándose el reactivo Salkowski (12 g L-1 de FeCl3 en 7,9 M de H2SO4)
(Glickman y Dessaux, 1995). Se utilizó el medio YMA líquido y Asbhy respectivamente para
cada género bacteriano, los mismos que se suplementaron con 1 gr L-1 de triptófano y se incubó
durante 24 y 48 horas a una temperatura de 30°C. Se tomó 1 ml del cultivo crecido y se
transfirió a tubos eppendorf de 1,5 ml y se centrifugó a 10 000 rmp durante 5 min, luego se tomó
0,5 ml del sobrenadante y se transfirió a un nuevo tubo y se añadió 0,5 ml de reactivo Salkowski,
dejando a la oscuridad durante 30 min a temperatura ambiente en la estufa. Luego del tiempo
transcurrido, 1 ml de la solución mezclada se transfirió a microcubetas al espectrofotómetro y
seguidamente se midió en espectrofotometría la cantidad de AIA producido por cada aislado a
una densidad de onda de 530 nm.
3.3.1.2 Solubilización de fósforo de los microorganismos rizosféricos
Para identificar la capacidad de las cepas del género Rhizobium y Azotobacter de
solubilizar fosfatos inorgánicos, estas se inocularon por punteado con una micropipeta en medio
de cultivo Pikovskaya modificado (Zaidi et al., 2009). Como resultado positivo se tomaron las
32
cajas Petri donde se encuentran las cepas con 72 horas de inoculación, donde se observe o no del
halo translúcido alrededor de la colonia crecida; por lo que aumenta la disponibilidad de fósforo
inorgánico que realizan las bacterias en este proceso bioquímico.
3.3.2 Metodología para el segundo objetivo
“Evaluar en condiciones in vitro la co-inoculación de microorganismos rizosféricos en
plántulas de maíz”
3.3.2.1 Desinfección de las semillas de maíz (Variedad INIAP 182)
Las semillas de variedad INIAP 182 (Anexo 10), se colocaron en un recipiente y se trató
con etanol al 70% con el fin de no dañar las semillas durante 5 minutos empleando movimientos
circulares para favorecer el contacto de los agentes de esterilización. Posteriormente, se retiró el
etanol por decantación y se adicionó Hipoclorito de sodio al 5 % durante 10 minutos, retirándolo
al término de este periodo. Finalmente se realizó cuatro lavados con agua destilada estéril con
una duración de cinco minutos. Las semillas lavadas se colocaron en una toalla de papel seca y
estéril.
3.3.2.2 Germinación de las semillas in-vitro (Variedad INIAP 182)
Las semillas fueron embebidas en agua estéril por un día y a la mañana siguiente se
colocaron en una caja estéril la cual contendrá una base de algodón húmedo. A fin de promover
su germinación las cajas que contienen las semillas donde fueron colocadas en incubadora a
25ºC. En el presente ensayo se usaron plántulas de cinco días de germinación con la que
presenten una radícula de 1 cm aproximadamente de longitud (Espinoza, 2004).
33
Figura 4. Plántulas de maíz en el Laboratorio de biotecnología
3.3.2.3 Evaluación de microorganismos rizosféricos en plántulas de maíz
Se eligieron 12 plántulas por tratamiento, con 4 réplicas, similares en desarrollo y
crecimiento y estás se colocaron 3 semillas en cada caja de Petri (Figura 5), la cual contuvo
agar-agua (9 g de agar para 1 L de agua). Luego se inocularon 100 μL de cada cultivo bacteriano
crecido en medio YMA para Rhizobium y Ashby para Azotobacter sobre cada raíz con la ayuda
de una micropipeta. Cada serie de evaluaciones fue por triplicado más un control absoluto (100
μL del medio de cultivo sin crecimiento bacteriano) (Instituto Nacional de Investigaciones
Forestales, Agrícolas y Pecuarias, 2012).
Figura 5. Ensayo in-vitro con maíz Iniap-182
34
Estas cajas inoculadas se sellaron y se incubaron a 30 °C. A las 48, 72, 96 horas después
de la inoculación se realizaron las evaluaciones de: longitud de raíz primaria, número de raíces
seminales y adventicias desarrolladas (Sánchez, 2002), (Figura 4). Los datos se analizaron
mediante el programa estadístico STATGRAPHICS Plus XV.
3.3.3 Metodología para el tercer objetivo
“Validar el efecto de los microorganismos rizosféricos sobre parámetros morfológicos,
biomasa y fijación de nitrógeno en maíz bajo invernadero”
3.3.3.1 Montaje del ensayo
En los ensayos bajo invernadero se realizó la desinfección de la semilla siguiendo el
protocolo que se detalla en el acápite (3.3.2.1). Los estudios del efecto de los aislados de
Rhizobium en co-inoculación con Azotobacter sobre el cultivo de maíz se llevaron a cabo
mediante experimentos en fundas de 2 kg de sustrato. Los experimentos en condiciones
controladas se realizaron utilizando un diseño experimental totalmente aleatorizado compuesto
por 7 tratamientos con 10 réplicas por cada uno de ellos, con una plántula por unidad
experimental (Figura 6). Se monitoreo la temperatura, humedad relativa, riego, incidencia de
plagas y enfermedades y el sustrato a aplicar.
Las fundas ya mencionadas, contuvieron (2:1:1 tierra, arena y turba respectivamente),
el cual se esterilizó previo a la siembra de las semillas e inoculación y co-inoculación de los
aislados bacterianos. Los tratamientos que se evaluaron para el cultivo fueron los resultados de
los mejores aislados rizosféricos analizados en los acápites (3.3.1.1 y 3.3.1.2) así como un
tratamiento con fertilización mineral y un control sin fertilización y sin inoculación.
35
3.3.3.2 Preparación del inóculo e inoculación en las semillas
Para la preparación de inóculo final se dispuso de un pre-inóculo inicial por cada cepa
de objeto de estudio con la co-inoculación (Rhizobium-Azotobacter) en tubos con 10 ml de
medio específico. Los tubos se incubaron a 30ºC durante 48 horas en incubadora giratoria para
contar con títulos mínimos de 108 UFC (formación de colonias) ml-1. Al cabo del tiempo
establecido se inoculó el cultivo del pre-inóculo en 250 ml para obtenerse el inóculo final, el
cual se incubó a 28 ºC durante 48 horas en incubadora giratoria a 150 rpm., Luego del tiempo
necesario para el crecimiento de las bacterias se realizó el conteo de las células viables en cada
uno de los aislados. Todas las cepas contaron con títulos de 109 o 1010 UFC ml-1 para la
realización de la inoculación en las semillas. Este último paso se realizó aplicando 3 ml del
inóculo final (bacterias crecidas) en todas las réplicas de cada genotipo objeto de estudio, a
excepción de las réplicas donde se encuentre el tratamiento testigo y fertilización mineral.
3.3.3.3 Fertilización
La fertilización química se la realizó aplicando urea, de manera fraccionada en dos
ocasiones, la primera el 50 % a los 15 días después de la siembra, y la segunda aplicación el
50 % restante a los 40 días después. Para la co-inoculación de las bacterias rizosfericas se aplicó
1 ml de la suspensión bacteriana, una sola vez al momento de la siembra, y para el tratamiento
control no se utilizó ninguna fertilización.
3.3.3.4 Evaluaciones
A partir de los 15 días de la siembra se evaluó la altura (cm), mediante una cinta métrica
desde a ras de suelo del tallo hasta la hoja bandera, el diámetro del tallo (cm) con un calibrador y
36
el número de hojas de las plantas. Estas evaluaciones se continuaron a los 30, 60 y 90 días
respectivamente. Y a partir de los 90 días se evaluará el porcentaje de materia seca mediante el
método de Kjeldahl, (citado por Herrera et al., 1980). Para el análisis se dispuso de 7
tratamientos con 10 réplicas cada uno.
3.3.4 Metodología para el cuarto objetivo
“Evaluar el efecto de los microorganismos rizosféricos sobre los componentes de
rendimiento, rendimiento agrícola en maíz bajo condiciones de campo”
3.3.4.1 Montaje del ensayo
La validación de las mejores interacciones cepas-genotipo en condiciones de campo
incluyó los estudios que se obtuvo en condiciones controladas. Para el efecto se realizó montajes
de los experimentos en condiciones de campo utilizando la variedad de Maíz (INIAP 182),
mediante un diseño experimental de cinco tratamientos con cuatro réplicas (Figura 7).
Labores agrotécnicas de los cultivos y evaluación de los experimentos se monitorearon
todas las labores de irrigación y el manejo de plagas, control de malezas y enfermedades en la
plantación. El área que se destinó para cada ensayo, fue con dimensiones de 5 x 5 m (25 m²)
dejando espacios entre parcelas de 1 m y 2 m entre réplicas sembrando una semilla por golpe en
espacio de 0,30m entre planta y 0,80m entre surcos (Figura 8).
Se utilizó las mejores combinaciones de genotipos-cepas resultantes de los
experimentos en condiciones controladas, además del tratamiento con aplicación de fertilización
mineral y el control sin fertilizar y sin inocular. Previo al montaje de los ensayos en campo se
37
diseñó el inoculante sólido (500 g de turba con rizobacterias en 25 kg de semilla) a aplicar en
dicho genotipo.
3.3.4.2 Preparación del inóculo e inoculación en las semillas
Para la preparación de inóculo final (bacterias crecidas) se dispuso de un pre-inóculo
inicial por cada cepa objeto de estudio en tubos con 10 ml de medio específico a utilizar. Los
tubos se incubaron a 30ºC durante 48 horas en incubadora giratoria para contar con títulos
mínimos de 108 UFC ml-1. Al cabo del tiempo establecido se inoculó el cultivo del pre-inóculo
en 250 ml para obtenerse el inóculo final, el cual se incubó a 28 ºC durante 48 horas en
incubadora giratoria a 150 rpm., Luego del tiempo necesario para el crecimiento de las bacterias
se hizo el conteo de las células viables en espectrofotometría para cada uno de los aislados.
Todas las cepas contaron con títulos de 109 o 1010 UFC ml-1 obteniendo el inoculante final, este
se aplicó mediante la peletización de las semillas previstas para la siembra del genotipo INIAP
182, siguiendo la metodología propuesta por (Torres-Gutiérrez., 2008).
3.3.4.3 Fertilización
Para el tratamiento con fertilización química se la realizó aplicando solo urea
(10 g por planta) por cada parcela de manera fraccionada en dos ocasiones, la primera el 50 % a
los 15 DDS, y la segunda aplicación el 50 % restante a las 40 DDS. Para la co-inoculación de las
bacterias rizosféricas se mezcló con agua el inoculante solido con el maíz, dejando reposar por
30 minutos para la adhesión de las bacterias y en cambio para el tratamiento control no se aplicó
ninguna fertilización e inoculación.
38
3.3.4.4 Evaluaciones
A los 15 días después de la siembra se seleccionaron 10 plantas al azar por tratamiento,
de estas se tomaron la altura de la planta (cm) con cinta métrica a ras del suelo hasta la hoja
bandera, diámetro del tallo (cm) con calibrador y el número de hojas de las plantas. Estas
evaluaciones se continuaron a los 30, 60, y 90 días. Y para determinar el rendimiento agrícola se
cosechó por parcela 25 mazorcas, el cual se tomó 5 mazorcas representativas (tamaño medio) por
cada tratamiento al azar; se procedió a desgranar y pesar las semillas para luego calcular el
rendimiento expresado en toneladas por hectárea (INIFAP, 2012).
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL.
El experimento en condiciones de invernadero se realizó utilizando un diseño
experimental completamente al azar con 7 tratamientos con 10 réplicas para cada tratamiento.
Para el experimento en campo se utilizó un diseño experimental de bloques al azar con
5 tratamientos con 4 réplicas para cada tratamiento.
3.4.1 Modelo matemático para el ensayo en condiciones controladas
Yij = µ + ti + εij
En donde:
Yij=Variable respuesta de la ij-esima unidad experimental
µ = Efecto de la media general
ti = Efecto del i-esimo tratamiento
εij= Efecto del error experimental asociado a la i-esima unidad experimental
39
3.4.2 Modelo matemático para el ensayo en campo
El modelo estadístico para este diseño es:
Yij = µ + ti +ßj + εij
En donde:
Yij =Variable respuesta de la ij-esima unidad experimental
µ = Efecto de la media general
ti = Efecto del i-esimo tratamiento
ßj = efecto del j-ésimo bloque
εij = Efecto del error experimental asociado a la i-esima unidad experimental
40
3.4.3 Detalles del esquema en condiciones controladas
Figura 6. Croquis del diseño experimental empleado en la investigación.
T1= (Fertilización - Urea) 10 repeticiones
T2= (Control- sin fertilización) 10 repeticiones
T3= (Col 16 - Sphingomonas panni) 10 repeticiones
T4= (T9 – Rhizobium tropici) 10 repeticiones
T5= (Cas 3 - Azotobacter vinelandi) 10 repeticiones
T6= (T9 + Cas 3 - R. tropici + A. vinelandii) 10 repeticiones
T7= (T9 + Col 16 – R. tropici + S. panni) 10 repeticiones
41
3.4.4 Detalles del esquema en campo
Figura 7. Croquis del diseño experimental empleado para el análisis de variables en campo.
Figura 8. Esquema del diseño de siembra por parcela.
42
T1= (Fertilización - Urea) 4 repeticiones
T2= (Control – sin fertilización) 4 repeticiones
T3= (T9 - Rhizobium tropici) 4 repeticiones
T4= (Cas 3 - Azotobacter vinelandi) 4 repeticiones
T5= (T9 + Cas 3 - R. tropici + A. vinelandii) 4 repeticiones
3.5 ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Los datos obtenidos se procesaron utilizándose el programa STATGRAPHIC® Plus ver.
XV. Previamente se realizaron análisis de normalidad de datos y homogeneidad de varianzas
para posteriormente determinar las diferencias estadísticas entre los tratamientos para cada
variable evaluada, mediante un análisis de varianza simple (One Way ANOVA), utilizándose la
prueba de Tukey HSD.
3.5.1 Hipótesis Estadística
H0: La eficiencia de los aislados rizosféricos en inoculación con maíz no difiere
estadísticamente en el crecimiento y desarrollo para este cultivo, al nivel del 5 % de
significancia.
H1: La eficiencia de los aislados rizosféricos en inoculación con maíz difiere
positivamente en al menos un tratamiento en el crecimiento y desarrollo para este cultivo a un
nivel del 5 % de significancia.
43
4. RESULTADOS
4.1 Resultados del primer objetivo: “Determinar la producción de ácido indól acético
(AIA) y solubilización de fósforo de los microorganismos rizosféricos”
4.1.1 Caracterización fisiológica de los aislados obtenidos
En la Tabla 1, se presenta los resultados de las pruebas fisiológicas de los aislados
bacterianos, el 100 % de los aislados no presentan halo6 de solubilización de P, mientras que a
las 24 horas los aislados de (T9 - Rhizobium tropici), (Col16 - Sphingomonas panni) y (Cas3 -
Azotobacter vinelandii) presentan los mejores resultados de AIA producido con 1,466 ug ml-1 de
AIA, 1,409 ug ml-1 de AIA y 2,015 ug ml-1 de AIA respectivamente. A las 48 horas, el que
mayor difiere significativamente es (Cas3 – Azotobacter vinelandii) con 7,704 ug ml-1 de AIA, lo
cual son aspectos positivos de las bacterias diazotróficas.
Tabla 1. Caracterización de parámetros fisiológicos de los aislados obtenidos
6 Proceso bioquímico de solubilización de fósforo en medio Pikovskaya
Lugar de
aislamiento Código Microorganismos
Producción de AIA
(ug ml -1)
Solubilización
de P 24 horas 48 horas
Catamayo T19 (Rhizobium lusitanum) 0,613 1,273 -
Calvas T9 (Rhizobium tropici) 1,466 4,901 -
Loja T14 (Rhizobium phaseoli) 0 0 -
Calvas Col16 (Sphingomonas panni) 1,409 2,042 -
Pindal Pin2 (Azotobacter vinelandii CA) 0,597 1,102 -
Zapotillo Cas3 (Azotobacter vinelandii ) 2,015 7,704 -
Sosoranga Cruz7 (Comamonas testosteroni) 0,267 1.032 -
Leyenda: Positivo (+); Negativo (-).
44
4.2 Resultados del segundo objetivo: “Evaluar en condiciones in vitro la co-inoculación
de microorganismos rizosféricos en plántulas de maíz”.
En la figura 9, el número de raíces seminales, en las evaluaciones a las 48, 72 y 96 horas
no existió diferencia significativa entre los tratamientos. Solo en el tratamiento control, registró
los menores resultados a las 72 horas de evaluación. Para la última evaluación de número de
raíces adventicias a las 168 horas, el tratamiento (T9 + Cas3 - Rhizobium tropici + Azotobacter
vinelandii) presentó diferencia significativa en comparación con el resto de tratamientos,
registrando 12,4 raíces adventicias. Los tratamientos (T9 + Col16 – Rhizobium tropici +
Pshimgomonas panni), (T9 – Rhizobium tropici), (Cas3 – Azotobacter vinelandii) y (Col16 –
Sphingomonas panni) presentan valores similares con 7,5; 8,1; 8,7; 7,8 números de raíces
respectivamente. Mientras que el tratamiento control registró el menor valor con 5 raíces
adventicias (Anexo 5).
Figura 9. Número de raíces seminales de plántulas de maíz a las 48, 72, 96 y 168 horas (raíces
adventicias) con diferentes tratamientos.
a a a a ab
a
bcbc
bbc
c
0
2
4
6
8
10
12
14
48 horas
72 horas
96 horas
168 horas (Adventicias)
Variables In-vitro
Nú
mer
o d
e ra
íces
45
En la figura 10, se muestra la longitud de la raíz primaria, con la evaluación a las 168
horas, el tratamiento (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) presenta el mejor
valor con respecto a los demás tratamientos, ya que se debe a la asimilación de nitrato (NO3-) o
amoniaco (NH3) producido por la cepas co-inoculadas que causan la nitrificación que inducen a
la división celular y la diferenciación de tejidos (Salazar y Ordóñez, 2013). El tratamiento
control el que registró el menor valor (Anexo 5).
Figura 10. Longitud de la raíz primaria de plántulas de maíz a las 168 horas, con diferentes
tratamientos.
a
a aa a
b
0
5
10
15
20
25
30
35
Variable In-vitro
long 168 hLon
gitu
d d
e ra
íz
46
4.3 Resultados del tercer objetivo: “Validar el efecto de los microorganismos rizosféricos
sobre parámetros morfológicos, biomasa y fijación de nitrógeno en maíz bajo
invernadero”
En la figura 11, se muestra la altura de la planta de maíz, a los 15, 30, 60 y 90 DDS. El
aislado (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii), influyó en las cuatro
evaluaciones realizadas con valores de 14,2; 38,4; 94,3; 202,1 cm respectivamente, seguido del
tratamiento Fertilización, registrando mediciones de 9,3; 46,1; 92,3 y 197,2 cm. En todas las
evaluaciones de altura de planta de maíz, el tratamiento Control registró los menores valores y
fue diferente estadísticamente al resto de tratamientos (Anexo 6).
Figura 11. Altura de la planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS con diferentes tratamientos.
Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según prueba de Tukey
HSD.
c c bc bc a a b
a
d db bcd b cd
a
b b b ba
b
ab
d
cc
bc
a
c
0
50
100
150
200
250
15 DDS
30 DDS
60 DDS
90 DDS
Alt
ura
de
la p
lan
ta (
cm)
47
En la figura 12, se muestra el número de hojas por planta, a los 15 DDS, no existió
diferencia significativa entre los tratamientos. A los 30, 60, y 90 DDS, el tratamiento (T9 + Cas3
- Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) presentó diferencia significativa en comparación
con el resto de tratamientos, registrando 5,5; 10,5 y 11,8 número de hojas, respectivamente. El
tratamiento Control en todos los casos presentó el menor número de hojas (Anexo 6).
Figura 12. Número de hojas por planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS con diferentes
tratamientos. Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según la
prueba de Tukey HSD.
ab aba ab a a
b
ab
b b
a a a
b
abb
ab ab aba
ab
0
2
4
6
8
10
12
14
15 DDS
30 DDS
60 DDS
90 DDS
Nù
mer
o d
e h
oja
s p
or
pla
nta
48
En la figura 13, se muestran las evaluaciones estadísticas para la variable diámetro del
tallo a los 15, 30 y 60 DDS que permitieron determinar que el tratamiento (T9 + Cas3 -
Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) y Fertilización, muestran diferencias significativas
con respecto a los otros tratamientos. A los 90 DDS el tratamiento (T9 + Cas3 - Rhizobium
tropici + Azotobacter vinelandii) demostró diferencia significativa del resto de tratamientos, con
un diámetro promedio de 3 cm. En todas las evaluaciones, el tratamiento Control tuvo los valores
más bajos del diámetro del tallo (Anexo 6).
Figura 13. Diámetro del tallo de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS con diferentes tratamientos.
Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según la prueba de
Tukey HSD.
abc de
aba a
c
a
c
b bb
ab
a
b
bc bcb
a
b
ab
d
c c
b
a
c
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
15 DDS
30 DDS
60 DDS
90 DDS
Diá
me
tro
del
tal
lo (
cm)
49
En la figura 14, se muestra la biomasa fresca y seca el cual demostró un valor de
importancia por las tasas de nitrógeno que efectivamente pueden asimilar las plantas en su
biomasa al ser afectada positivamente por el tratamiento (T9 + Cas3 - Rhizobium tropici +
Azotobacter vinelandii) el cual fue estadísticamente diferente del resto de tratamientos. La
misma que registró 200,6 g de peso fresco del follaje (PFF) y 52,1 g de peso seco del follaje
(PSF) en comparación con el tratamiento Control con 137,6 g (PFF) Y 26,3 G (PSF), que tuvo
los menores valores para estas variables evaluadas (Anexo 7).
Figura 14. Peso fresco del follaje (PFF), y peso seco de follaje (PSF) de maíz con diferentes
tratamientos. Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según la
prueba de Tukey HSD
ab
cc
abc bc
a
c
ab
d cdabc bc
a
cd
0
50
100
150
200
250
PFF
PSF
Pes
o f
resc
oy
seco
(g)
50
En la figura 15, se muestra la biomasa radicular donde el tratamiento
(T9 + Cas3 - Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) y Fertilización fueron estadísticamente
diferentes de los demás tratamientos, con valores de peso fresco de raíz con 88,1 g y 86 g
respectivamente y en peso seco de raíz con valores de 27,2 g y 26,9 g. El tratamiento Control
presentó los valores más bajos con respecto a los otros tratamientos (Anexo 8).
Figura 15. Peso fresco de la raíz (PFR) y peso seco de raíz (PSR) de maíz con diferentes
tratamientos. Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según la
prueba de Tukey HSD
a
c
bcb b
a
bc
a
cbc b bc
a
c
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
PFF
PSF
Pes
o f
resc
oy
seco
(g)
51
4.4 Resultados para el cuarto objetivo: “Evaluar el efecto de los microorganismos
rizosféricos sobre los componentes de rendimiento, rendimiento agrícola en maíz bajo
condiciones de campo”.
En la figura 16, se muestra la altura de la planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS. A los
15 DDS se observa que existe diferencias significativas en el crecimiento de las plantas, siendo
el (T9 + Cas3 - Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) con 16,1 cm, el que influye
positivamente en la altura del cultivo de maíz y el cuál difiere estadísticamente frente a los
demás tratamientos. A los 30, 60 y 90 DDS el tratamiento (T9 +Cas3 – Rhizobium tropici +
Azotobacter vinelandii) muestra diferencias significativas con respecto a los demás tratamientos,
registrando 95,4; 151,1 y 227,7 cm de altura, seguido de fertilización registrando 94; 153,9 y
226,6 cm de altura respectivamente. El tratamiento Control registró los menores valores y fue
diferente estadísticamente del resto de tratamientos (Anexo 8).
Figura 16. Altura de la planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS con diferentes tratamientos.
Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según prueba de Tukey
HSD.
b c bc ab a
a
b
a aa
a
c
abb
a
a
c
b
aba
0
50
100
150
200
250
15 DDS
30 DDS
60 DDS
90 DDSAlt
ura
de
la p
lan
ta (
cm)
52
En la figura 17, se muestran los resultados de número de hojas a los 15, 30, 60 y 90 DDS.
A los 15 DDS el tratamiento (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) presentó
diferencia significativa con respecto a los demás tratamientos, registrando 5,1 número de hojas.
A los 30 DDS no se observa diferencias significativas entre los tratamientos, no obstante el
tratamiento Control presentó los valores más bajos. A los 60 DDS el tratamiento
(T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) presentó diferencias significativas con
el resto de tratamientos, seguido de (Cas3 – Azotobacter vinelandii), (Fertilización) y
(T9 – Rhizobium tropici), registrando 14; 13,8; 13,7 y 13,5 número de hojas, respectivamente.
Siendo el tratamiento Control con el valor más bajo. A los 90 DDS no existieron diferencias
significativas, excluyendo al tratamiento Control que presenta el valor más bajo (Anexo 8).
Figura 17. Número de hojas por planta de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS con diferentes
tratamientos. Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según la
prueba de Tukey HSD.
ab b ab ab a
abb
ab ab a
a
b
a a a
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
15 DDS
30 DDS
60 DDS
90 DDS
Nú
mer
o d
e h
oja
s p
or
pla
nta
53
En la figura 18, se muestran los resultados del diámetro del tallo a los 15, 30, 60 y 90
DDS. A los 15 DDS los tratamientos (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) y
(Cas3 – Azotobacter vinelandii) presentaron diferencias significativas con respecto a los otros
tratamientos con 0,6 cm de diámetro ambos. A los 30 DDS el tratamiento
(T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) muestra diferencia significativa con el
resto de tratamientos con 3,3 cm de diámetro del tallo. A los 60 DDS los tratamientos
(T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii), (Fertilización) y (Cas3 – Azotobacter
vinelandii) muestran diferencias significativas registrando 2,4; 2,4 y 2,2 diámetro del tallo,
respectivamente. A los 90 DDS el tratamiento (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter
vinelandii) presenta diferencia significativa con 3,3 cm de diámetro del tallo, seguido del
tratamiento (Fertilización), (Cas3 – Azotobacter vinelandii) y (T9 – Rhizobium tropici)
registrando 3,2; 2,8 y 2,8 cm de diámetro del tallo, respectivamente. En todas las evaluaciones el
tratamiento Control tuvo los valores más bajos del diámetro del tallo (Anexo 8).
Figura 18. Diámetro del tallo de maíz a los 15, 30, 60 y 90 DDS con diferentes tratamientos
Letras iguales en las columnas no difieren estadísticamente para p≤0.05, según la prueba de
Tukey HSD.
b b b a a
bc
c
ab aba
a
c
ba
a
ab
c
b b
a
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
15 DDS
30 DDS
60 DDS
90 DDSDia
me
tro
del
tal
lo (
cm)
54
En la tabla 2, se muestra el rendimiento de maíz hibrido INIAP 182, en lo cual se puede
apreciar que mediante la co-inoculacion de Rhizobium-Azotobacter, se puede mejorar el
rendimiento de maíz, como es el caso de los tratamientos (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici +
Azotobacter vinelandii) que presenta el valor más alto seguido del tratamiento (Fertilización)
registrando 8,4 y 8,2 toneladas por hectárea, respectivamente.
De igual manera los tratamientos (Cas3 – Azotobacter vinelandii) y (T9 – Rhizobium
tropici) presentan menor valor con 7 y 6,5 toneladas por hectárea, siendo el tratamiento control
el que muestra resultados menores con 3,6 toneladas por hectárea.
Tabla 2. Rendimiento de maíz hibrido INIAP 182, Macará 2016
Tratamientos Peso
promedio de
5 mazorcas
de maíz (g)
Peso
grano de
maíz con
14% de H
Peso
kg
Plantas/ha Rendimiento/ha No de
qq/ha
Tn/ha
Fertilización 229.4 197.28 0.197 41667 8220.23 180 8.2
Control 100.4 86.34 0.086 41667 3597.70 79 3.6
T9 181.8 156.35 0.156 41667 6514.55 143 6.5
Cas 3 195.4 168.04 0.168 41667 7001.89 154 7.0
T9 + Cas3 235.6 202.62 0.203 41667 8442.40 185 8.4
55
5. DISCUSIÓN
El 100% de los aislados bacterianos no presentaron halo alrededor de la colonia
bacteriana, lo cual indica que no tuvieron la capacidad de solubilizar fósforo inorgánico en
medio de cultivo Pikovskaya. De igual manera, Borda et al., (2009) inocularon cepas de
Azotobacter sp., en medio Pikovskaya modificado y no presentó los halos de solubilización, pero
si la acidificación del medio que facilita la absorción del fósforo y de otros elementos como Ca,
Mg, Fe y Al. (Nautiyal 1999) demuestra que la selección de organismos a partir de la formación
del halo de solubilización no es una técnica infalible; lo cual muestra que solo los ensayos de
campo, establecerán si la capacidad solubilizadora de fósforo inorgánico de los organismos
seleccionados in vitro realmente tiene efecto sobre plantas de interés comercial
(Gyaneshwar., et al 1998)
En cuanto a la producción de auxinas a las 24 y 48 horas de evaluación, todas las cepas
produjeron ácido indól acético (AIA) a excepto (T14 – Rhizobium phaseoli), en cambio
(T9- Rhizobium tropici) y (Cas3- Azotobacter vinelandii) presentaron los valores más altos con
4,901 ug ml-1 de AIA y 7,704 ug ml-1 de AIA respectivamnte.
Resultados similares reporta Torres et al., (2000) el aislamiento de 18 cepas del género
Azotobacter sp., y en dichos estudios encontraron importantes producciones de hormonas
indólicas del tipo (AIA), incluyendo a Azotobacter vinelandii con 32,22 ug ml-1 y Azotobacter
chroococcum con 30,07 ug ml-1 de AIA, teniendo en cuenta que es la auxina más importante por
su amplia aplicación en la agricultura entre las que se destacan: estimulación de la división
celular, iniciación de la formación de raíces, iniciación de la floración, aumento del rendimiento,
entre otros (Altuna, 2006).
56
El número de raíces seminales en las evaluaciones a las 48, 72 y 96 horas no existió
diferencia significativa entre los tratamientos. Solo en el tratamiento control, registró los
menores resultados a las 72 horas de evaluación, lo que se explica que todas las cepas utilizadas
producen AIA. Para la última evaluación de número de raíces adventicias a las 168 horas, el
tratamiento (T9 + Cas3 - Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) presentó diferencia
significativa en comparación con el resto de tratamientos, registrando 12,4 raíces adventicias. En
la longitud de la raíz primaria el tratamiento (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter
vinelandii) presentó el mejor valor con 31,4 cm de longitud. Borda et al. (2009) y Lozada y
Rivas (2010) concluyeron que Azotobacter vinelandii y Rhizobium tropici es un fijador de
nitrógeno de vida libre que promueve el crecimiento de raíces, lo que conlleva a un aumento en
la concentración de materia seca.
En la diferentes evaluaciones bajo invernadero en lo que respecta a la altura de planta,
número de hojas y diámetro del tallo desde los 15, 30, 60 y 90 DDS, los
tratamientos (T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii), (fertilización),
(Cas3 – Azotobacter vinelandii) y (T9 – Rhizobium tropici) estimularon la elongación de la parte
aérea y los tejidos presentando valores estadísticamente altos, siendo el tratamiento control el
menor valor. Respaldando en Autores como Santillana et al., (2005) y Paredes (2013) coinciden
que el AIA producido por las cepas inoculadas y la fijación de N., son los principales
componentes que inducen el crecimiento de las plantas, al aumentar la división celular y la
diferenciación de los tejidos, efectos que se ven reflejados en un mayor contenido de biomasa.
Con respecto a la biomasa fresca y seca demostró ser influenciada positivamente por el
tratamiento (T9 + Cas3 - Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) el cual fue
estadísticamente diferente del resto de tratamientos. El mismo que registró 200,6 g de peso
57
fresco del follaje y 52,1 g de peso seco del follaje. Estos datos de (PFF) se corroboran con
(Sánchez et al., 2014), que a la floración se muestra la respuesta positiva del maíz a la
inoculación con Azotobacter sp, consiguiendo en su (PFF) 41,30 g, en comparación con el
tratamiento con fertilización nitrogenada de 34,69 g, y con el Control de 29,48 g. Al igual que
Mehnaz y Lazarovits (2006) los cuales encontraron un aumento del 12 % en biomasa seca en
plantas de maíz inoculadas con Azotobacter vinelandii con respecto a las plantas no inoculadas.
La biomasa radicular el tratamiento (T9 + Cas3 - Rhizobium tropici + Azotobacter
vinelandii) y Fertilización fueron estadísticamente más altos de los demás tratamientos, con
valores de 88,1 g y 86 g respectivamente y en peso seco de raíz con valores de 27,2 g y 26,9 g.
El tratamiento Control presentó los valores más bajos con respecto a los otros tratamientos.
Sánchez et al., (2014), manifiesta que para el peso fresco de raíz (PFR), el tratamiento
con la inoculación de Azotobacter sp, fue el mejor con 21,28 g, y estadísticamente diferente al
compararlos con fertilizante nitrogenado con valores de 17,66 g y con el control de 12,61 g. De
igual forma el mismo autor manifiesta que el maíz tratado con Azotobacter sp, alcanzó un
(PSR) de 5,78 g, este valor fue estadísticamente diferente y significativo al compararlo con los
2,60 g obtenidos por este investigador con el tratamiento fertilizante nitrogenado. Demostrando
que si hubo estimulación por parte de los aislados productores de AIA, fijación de nitrógeno y
posiblemente solubilización de fósforo inorgánico, justificado en invernadero como lo indica el
autor (Gyaneshwar., et al 1998)
En los que respecta a las evaluaciones en campo sobre altura de planta, número
de hojas y diámetro del tallo a los 15, 30, 60 y 90 DDS, los tratamientos
(T9 + Cas3 – Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii), (Fertilización) y
58
(Cas3 – Azotobacter vinelandii) se validaron los datos expresados en invernadero presentando
los mejores resultados. Y esto se ve reflejado en la cosecha que presentó rendimientos con
valores de 8,4; 8,2; y 7,0 toneladas por hectárea, respectivamente. Celis y Gallardo, (2008) y
(Hernández et al., 2015) reportan que cepas de Rhizobium y Azotobacter tienen la capacidad de
producir AIA y otros metabolitos, lo cual pueden favorecer al desarrollo de flores y frutos.
Además Gutiérrez-Zamora ML y Martínez-Romero, E (2001). Corroboran que incrementa los
rendimientos del cultivo de maíz en 34 y 11 % en condiciones de invernadero y de campo,
evento que pudo estar de manifiesto con la co-inoculación de (T9 + Cas3 - Azotobacter
vinelandii + Rhizobium tropici.), que influyó significativamente con el resto de tratamientos por
su capacidad de producir AIA, presentando los valores más altos para las variables antes
descritas.
Vance, (2001), describe que la asociación bacteria-planta es mutuamente beneficiosa
porque permite que las bacterias obtengan hidratos de carbono del vegetal, mientras que éste se
beneficia incorporando nitrógeno del aire, esto a su vez impide que el suelo pierda sustancias con
nitrógeno, lo que a lo largo del cultivo las plantas toma el nitrógeno en forma de nitratos o
amonio mediante la nitrificación; y así mediante buen desarrollo obtener un rendimiento
favorable de la planta.
59
6. CONCLUSIONES
La producción del (AIA) por parte de los aislados como Azotobacter vinelandii y
Rhizobium tropici, son capaces de producir cantidades significativas de auxinas, en
cambio ninguna de las cepas aisladas tuvo la capacidad de solubilizar fósforo.
El tratamiento con co-inoculación (Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii), obtuvo
diferencia significativa con el resto de tratamientos en número de raíces seminales y
adventicias, como también en la longitud de la raíz primaria con 31,4 cm a diferencia del
tratamiento Control con 16,1 cm.
En invernadero los tratamientos (Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii) y
fertilización, mostró diferencia significativa del resto de tratamientos sobre parámetros
morfológicos y biomasa, lo que demuestra que hubo una eficaz fijación de nitrógeno.
En campo el tratamiento (Rhizobium tropici + Azotobacter vinelandii), fertilización y
(Azotobacter vinelandii) se obtuvo mejores rendimientos con 8,4 Tn/ha, 8,2 Tn/ha y
7 Tn/ha respectivamente.
60
7. RECOMENDACIONES
Seguir realizando investigaciones sobre este tema en condiciones edafo-climáticas
diferentes, con el fin de seguir validando este producto biológico, no solo en la parte de
rendimientos agrícolas, sino también en la parte ambiental, como alternativa frente a la
utilización desmedida de fertilizantes químicos.
61
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9. ANEXOS
Anexo 1 Parámetros morfológicos para número de raíces seminales y raíces adventicias
Tratamientos Repetición N raíz 48 h N raíz 72 h N raíz 96 h Long. Raíz (cm) 168 h N raíz adventicias 168 h
1 1 1 2 3 35,3 10
1 1 2 4 5 35,7 8
1 1 1 1 3 30,1 17
1 2 3 5 6 35,1 16
1 2 1 2 3 38,1 9
1 2 1 1 5 36,7 11
1 3 2 5 6 26,9 14
1 3 1 5 7 38 12
1 3 2 3 4 30,6 9
1 4 1 1 4 30,5 15
1 4 1 6 6 18,4 21
1 4 0 5 7 21,1 7
2 1 1 1 3 20,1 13
2 1 0 2 4 29.6 5
2 1 1 3 4 25,5 5
2 2 1 4 5 29 7
2 2 3 3 3 26,5 5
2 2 1 4 5 20,9 7
2 3 1 1 1 26,2 4
2 3 2 4 4 28 11
2 3 1 3 4 24,6 9
2 4 3 5 5 33,6 10
2 4 1 4 4 30,4 4
2 4 1 4 6 31,2 10
3 1 1 4 5 27 9
3 1 2 4 4 25,3 7
74
Continuación de Anexo 1
3 1 1 2 4 29,1 8
3 2 1 1 4 21 8
3 2 0 0 0 0 0
3 2 2 6 8 23,2 10
3 3 2 4 4 39,1 8
3 3 1 5 6 35,9 11
3 3 1 1 2 25,7 7
3 4 1 2 4 36,5 9
3 4 1 7 8 38,2 13
3 4 1 1 2 18,9 7
4 1 1 4 5 34 8
4 1 1 1 6 30,5 10
4 1 3 6 6 33,9 8
4 2 1 2 3 18,4 6
4 2 2 5 5 16,8 12
4 2 1 2 3 19,7 9
4 3 1 1 3 25,2 8
4 3 1 4 5 27,1 10
4 3 1 1 6 28 8
4 4 1 2 2 15,7 9
4 4 1 5 6 27 10
4 4 2 3 4 25 6
75
Continuación de Anexo 1.
5 1 1 1 3 29 10
5 1 1 1 1 19,6 12
5 1 1 1 5 29,8 9
5 2 1 1 4 17,7 6
5 2 3 4 4 24,1 6
5 2 2 4 4 19,3 4
5 3 2 2 4 25,5 8
5 3 1 5 6 40,2 4
5 3 1 4 6 29,6 8
5 4 1 2 5 25,2 8
5 4 1 6 7 31 10
5 4 1 1 1 20,1 9
6 1 1 1 3 18 6
6 1 1 1 3 12 7
6 1 1 1 3 17,8 6
6 2 1 1 3 17,7 4
6 2 2 2 4 15,3 4
6 2 1 2 4 12,4 4
6 3 1 3 5 16,7 5
6 3 1 2 3 22,3 4
6 3 2 3 5 16,1 6
6 4 1 2 4 11,3 4
6 4 1 2 4 18,2 6
6 4 1 1 3 14,9 4
76
Anexo 2. Parámetros morfológicos en diferentes etapas del cultivo de maíz INIAP 182 bajo invernadero
Tratamient
Repetición
15 DDS
30 DDS
60 DDS
90 DDS
Altura N Hoja
Diámetro del tallo
Altura N Hoja
Diámetro del tallo
Altura N Hoja
Diámetro del tallo
Altura N Hoja
Diámetro del tallo
1 1.1 8 4 0,5 50 5 1,5 87 9 2,3 191 10 2,6
1 1.2 9 4 0,5 41,5 6 1,6 92 10 2,1 188 11 2,8
1 1.3 10,5 4 0,5 50,5 5 1,4 91 10 1,9 206 13 2,9
1 1.4 9 4 0,4 48 6 1,3 85,5 10 1,5 190 11 2,6
1 1.5 8,5 4 0,5 51 5 1,6 95,5 10 2,3 198,5 12 2,9
1 1.6 9 4 0,4 46 5 1,5 85 10 1,9 191 10 2,6
1 1.7 10 4 0,4 47 6 1,4 91 10 2,1 199 12 2,8
1 1.8 9 4 0,5 41,5 6 1,6 97 10 2,5 200 12 2,9
1 1.9 10 4 0,6 40 6 1,6 90,5 10 2,6 203 13 2,9
1 1.10 9,5 4 0,4 45,5 6 1,6 108 10 2,8 205 13 3
2 2.1 9 4 0,3 25 5 1 66 8 1,4 123 11 1,9
2 2.2 9,5 4 0,3 29 5 1,1 59 9 1,5 102 10 1,9
2 2.3 9,5 4 0,3 30,5 5 1 67 8 1,5 135 11 1,9
2 2.4 8 4 0,3 31 5 0,9 73 8 1,4 146 11 1,6
2 2.5 9 4 0,3 29,5 5 1,2 73,5 9 1,5 154 11 1,9
2 2.6 8 3 0,2 30 4 1 73 9 1,4 142 11 1,8
2 2.7 9,5 4 0,3 28 5 1 75 9 1,4 119 11 1,7
2 2.8 9 3 0,3 29,5 5 1 59,5 8 1,3 99 10 1,8
2 2.9 9 3 0,3 28 5 1 79 9 1,3 115 11 1,6
2 2.10 11 4 0,4 31 6 0,9 80 10 1,5 149 11 1,8
3 3.1 12 4 0,4 36 6 1,4 89,5 10 1,9 146 11 2,2
3 3.2 11,5 4 0,4 33,5 6 1,4 77 9 1,8 166 11 2,1
3 3.3 11,5 4 0,4 31 6 1,3 68,5 9 1,9 154 11 2,4
3 3.4 12,5 4 0,3 34 6 1,4 62 9 1,3 165,5 11 1,9
77
Continuación del Anexo 2
3 3.5 12 4 0,4 27,5 6 1,4 91 9 1,7 188,5 12 2
3 3.6 11,5 4 0,3 29 5 1,4 73,5 9 1,6 185 11 2,3
3 3.7 10 4 0,4 22,5 5 1,2 53,5 8 1,5 136,5 11 2,1
3 3.8 9,5 3 0,3 29 5 1,4 59 9 1,4 133 11 1,7
3 3.9 11 4 0,4 31 5 1,4 65 9 2,1 159 11 2,4
3 3.10 12,5 4 0,4 33 6 1,4 82,5 9 1,8 191 12 2,1
4 4.1 11,5 4 0,6 37 6 1,4 65,5 10 1,9 179,5 11 2,3
4 4.2 14 4 0,5 40,5 5 1,4 74 10 1,6 169 11 2,4
4 4.3 12 4 0,5 37 5 1,3 64 11 1,6 167,5 12 2,1
4 4.4 11,5 4 0,5 49 5 1,4 68 10 1,6 169 11 2,3
4 4.5 11,5 4 0,5 39,5 6 1,4 79 10 1,5 182 11 1,8
4 4.6 10,5 4 0,3 36,5 5 1,4 64 10 1,4 164,5 10 1,6
4 4.7 12 4 0,5 39 5 1,4 84 10 1,7 164 11 1,9
4 4.8 12,5 4 0,6 41,5 6 1,2 91,5 11 2 184 12 2,3
4 4.9 11 4 0,5 35,5 5 1,4 68 9 1,6 154 11 1,9
4 4.10 11 4 0,5 36 5 1,4 78 10 1,6 164 11 1,9
5 5.1 13 4 0,5 33 5 1,3 74 10 1,8 165,5 11 2,5
5 5.2 14 4 0,6 32,5 6 1,4 84,5 11 1,7 184 11 2,6
5 5.3 14,5 4 0,6 36 5 1,2 61 9 1,7 155 10 2,6
5 5.4 13,5 4 0,6 39,5 5 1,3 65 10 1,9 178 11 2,5
5 5.5 13,5 4 0,5 28,5 5 1,4 69,5 10 1,7 184 11 2,4
5 5.6 12,5 4 0,6 39 6 1,3 88,5 11 1,9 191 12 2,4
5 5.7 14 4 0,6 32,5 6 1,4 89 10 2,1 201 12 2,9
5 5.8 13,5 4 0,5 31 5 1,2 96,5 11 1,7 198 12 2,6
78
Continuación del anexo 2
5 5.9 13 4 0,5 36 6 1,4 76 10 1,8 157 11 2,4
5 5.10 11 4 0,6 34 6 1,4 93 11 1,9 194,5 12 2,6
6 6.1 15 4 0,6 40 6 1,4 98,5 11 1,9 201,5 11 2,9
6 6.2 14,5 4 0,5 38 5 1,6 89,5 11 1,8 209 12 3,1
6 6.3 13 4 0,5 41 6 1,7 90 10 1,7 198,5 11 2,8
6 6.4 13 4 0,6 39,5 5 1,5 95,5 10 1,9 194 12 3
6 6.5 14,5 4 0,5 31,5 5 1,4 94 10 1,7 199,5 12 3
6 6.6 14 4 0,6 36 5 1,5 88,5 11 2 208 12 3,1
6 6.7 16 4 0,5 34,5 6 1,6 98 11 2,4 210,5 13 3,2
6 6.8 13 4 0,5 37 5 1,5 92,5 11 1,6 204 12 2,9
6 6.9 13,5 4 0,5 38,5 6 1,6 99,5 10 1,7 202,5 11 3
6 6.10 15 4 0,6 37,5 6 1,6 97 10 2,2 193,5 12 3,1
7 7.1 11 4 0,4 38 5 1,3 65 10 1,4 159 11 1,9
7 7.2 13 4 0,4 34,5 5 1,3 86 10 1,9 174 12 2,4
7 7.3 11,5 4 0,4 31,5 5 1,4 77,5 10 1,5 164,5 11 2,1
7 7.4 11 4 0,5 27 4 1,2 69 9 1,4 164 11 2
7 7.5 11,5 4 0,4 41 5 1,3 78 10 1,5 148,5 11 2
7 7.6 12,5 4 0,4 28 5 1,3 67,5 10 1,4 157 10 1,9
7 7.7 11 4 0,4 24 4 1,2 79 9 1,4 163 11 2
7 7.8 13 4 0,4 37 5 1,3 82,5 10 1,4 168,5 10 2,1
7 7.9 11 4 0,4 29 5 1,3 84,5 10 1,5 183 11 2,2
7 7.10 12,5 4 0,4 33 5 1,2 80 10 1,4 167 11 2
79
Anexo 3. Parámetros de biomasa del cultivo: peso fresco de raíz (PFR), peso fresco del follaje
(PFF), peso seco de raíz (PSR) y peso seco del follaje (PSF).
TratamientoS
Repetición
Peso Fresco Peso Seco
PFR PFF PSR PSF
1 1 81,83 195,39 22,1 47,5
1 2 95,2 197,6 23,2 49,8
1 3 83,3 198,3 22,7 45,6
1 4 87,55 210,9 24 44,9
1 5 72,24 163,87 36,2 44,4
1 6 95,75 210,06 32,6 64,4
1 7 96,9 215,9 23,9 45
1 8 90,5 200,5 21,9 46,2
1 9 85,8 193,1 30,7 53
1 10 99 193,3 31,2 59,2
2 1 42,8 134,04 9,8 21
2 2 38,89 132,5 12,8 20,9
2 3 40,9 121,6 9,3 21,6
2 4 42,8 142,05 10,5 31,6
2 5 43,5 144,09 10,32 32,53
2 6 48,04 148,64 18,2 31,7
2 7 50 134,95 12,3 23
2 8 56,5 146,05 13,2 24
2 9 44,3 134,7 9,5 22,6
2 10 41,9 137 9,7 34,4
3 1 63,6 147,6 12,3 24,6
3 2 64,9 155,72 15,4 25,6
3 3 56,1 143,1 17,1 26,5
3 4 40,3 137,5 13,4 33,5
3 5 62,05 148,59 14,2 24,5
3 6 50,8 172,1 19,9 54,3
3 7 55,3 142,49 17,6 27,2
3 8 60,02 135,2 18,4 26,9
3 9 49,3 149,36 16,6 33,2
3 10 63,3 156,6 17,6 26,3
4 1 97,9 197 23 49,5
4 2 57,1 157,4 14,1 37,2
4 3 68,7 195,7 17,3 47,2
4 4 56,3 184,3 15,9 58,1
4 5 41,8 120,2 15,2 25,2
4 6 42,3 143,2 20,6 35,9
80
Continuación del anexo 3
4 7 60,5 131,7 20,9 34,4
4 8 52,9 112,3 17 26,6
4 9 61,5 180,4 21,9 50
4 10 88,2 212,3 22,3 56,4
5 1 49,6 135,7 17,4 34,5
5 2 60,7 147,84 16,3 31,3
5 3 57,05 139,7 14,8 34,9
5 4 84,7 247 19,7 56,9
5 5 56,55 140,8 15,6 39,4
5 6 69,28 143 20,2 49,5
5 7 45,7 147 18,2 34,6
5 8 61,3 140,6 17,7 35,3
5 9 56,8 178,1 15,4 34,5
5 10 69,3 181,98 15,4 46,5
6 1 88,9 170,3 21,5 48,6
6 2 80,7 165 23,6 45
6 3 78,3 167,2 21,8 44,8
6 4 101,3 166,4 27,7 65
6 5 81,1 175,83 20,3 46,2
6 6 78,8 196,16 26,9 41,4
6 7 87,3 215,7 25,9 68,6
6 8 97,9 316,53 37,3 71,8
6 9 75,8 164,6 20,6 36,8
6 10 90 267,8 46,3 53,1
7 1 44,9 165,3 11,5 34,6
7 2 48,7 150 13,6 34,7
7 3 56,3 162,2 11,8 21,8
7 4 58,3 161,4 11,7 31
7 5 51,1 140,83 11,3 32,2
7 6 54,8 161,16 12,9 39,4
7 7 57,3 159,7 13,9 36,6
7 8 42,9 161,53 15,3 39,8
7 9 40,8 159,6 14,6 23,8
7 10 55 162,8 13,3 25,1
81
Anexo 4 Parámetros morfológicos en diferentes etapas de crecimiento en el cultivo de maíz INIAP 182 en campo.
Trat Rep
15 DDS
30DDS
60DDS
90DDS
Altura
N
Hoja
Diámetro
del tallo Altura
N
Hoja
Diámetro
del tallo Altura
N
Hoja
Diámetro
del tallo Altura
N
Hoja
Diámetro
del tallo
1 1.1 14 5 0,5 93 7 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
1 1.2 14 4 0,5 94 7 1,4 154 13 2,2 215 16 3,2
1 1.3 14 5 0,4 98 7 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
1 1.4 13,5 5 0,6 90 8 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
1 1.5 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
1 1.6 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
1 1.7 14 5 0,5 98 8 1,4 144 13 2,4 210 17 3,3
1 1.8 13 5 0,5 90 7 1,3 155 14 2,5 225 16 3,2
1 1.9 13 6 0,5 88 7 1,4 150 14 2,2 215 16 3,4
1 1.10 14 5 0,5 95 7 1,1 166 13 2,4 230 16 3,1
1 2.1 14,5 6 0,4 93 8 1,3 158 15 2,4 237 17 3,2
1 2.2 13,5 5 0,6 91 7 1,4 159 14 2,4 228 16 3
1 2.3 14 5 0,5 88 8 1,2 162 14 2,3 214 16 3,1
1 2.4 11 5 0,5 92 7 1,3 156 14 2,4 212 17 3,2
1 2.5 14 5 0,4 93 7 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
1 2.6 14 4 0,4 94 6 1,4 154 14 2,2 215 16 3,2
1 2.7 14 5 0,4 98 8 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
1 2.8 13,5 5 0,4 90 7 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
1 2.9 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
1 2.10 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
1 3.1 14 5 0,5 98 8 1,4 144 13 2,4 210 17 3,3
1 3.2 13 5 0,5 90 7 1,3 155 14 2,5 225 16 3,2
1 3.3 13,5 6 0,5 88 7 1,4 150 14 2,2 215 16 3,4
1 3.4 14 5 0,5 95 7 1,1 166 13 2,4 230 16 3,1
82
Continuación del Anexo 4
1 3.5 14,5 6 0,4 93 8 1,3 158 15 2,4 237 17 3,2
1 3.6 13,5 5 0,6 91 7 1,4 159 14 2,4 228 16 3
1 3.7 14 5 0,5 88 8 1,2 162 14 2,3 214 16 3
1 3.8 11 5 0,5 92 7 1,3 156 14 2,4 212 17 3,2
1 3.9 14 5 0,4 93 8 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
1 3.10 14 4 0,4 94 7 1,4 154 13 2,2 215 16 3,2
1 4.1 14 5 0,4 98 8 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
1 4.2 13,5 5 0,4 90 7 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
1 4.3 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
1 4.4 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
1 4.5 14 5 0,5 98 8 1,4 144 13 2,4 210 17 3,3
1 4.6 13 5 0,5 90 7 1,3 155 14 2,5 225 16 3,2
1 4.7 13,5 6 0,5 88 7 1,4 150 14 2,2 215 16 3,4
1 4.8 14 5 0,5 95 7 1,1 166 13 2,4 230 16 3,1
1 4.9 14,5 6 0,4 93 8 1,3 158 15 2,4 237 17 3,2
1 4.10 13,5 5 0,6 91 7 1,4 159 14 2,4 228 16 3
2 1.1 12 5 0,4 45 7 1 91 13 1,5 151 15 2,3
2 1.2 11 4 0,5 61 7 0,8 113 13 1,4 138 13 1,9
2 1.3 12 5 0,4 67 6 1,1 87 12 1,6 166 13 2,2
2 1.4 13 5 0,4 63 6 1 93 14 1,4 141 14 2
2 1.5 12 5 0,4 60 6 1 105 12 1,6 170 14 2,1
2 1.6 11 4 0,4 52 6 0,9 99 13 1,5 185 13 2,2
2 1.7 12 5 0,4 49 7 0,8 87 14 1,4 158 15 2
2 1.8 12 5 0,5 51 6 1 90 13 1,7 160 14 2,1
83
Continuación del Anexo 4
2 1.9 12 5 0,4 59 7 1,1 80 14 1,4 145 14 2
2 1.10 11,5 5 0,4 47 7 1 89 13 1,3 156 13 2
2 2.1 11 5 0,4 44 7 1 78 13 1,3 171 14 2,2
2 2.2 12,5 4 0,5 39 6 1 100 12 1,4 149 13 1,9
2 2.3 13 6 0,5 59 6 0,9 103 13 1,3 138 15 2,1
2 2.4 11 4 0,3 61 6 1 88 13 1,2 177 15 2,1
2 2.5 11,5 4 0,4 55 7 0,9 90 14 1,4 162 14 2
2 2.6 12,5 5 0,4 52 6 1 93 13 1,5 149 15 2
2 2.7 12 5 0,4 45 7 1 91 13 1,5 151 15 2,3
2 2.8 11 4 0,5 61 7 0,8 113 13 1,4 138 13 1,9
2 2.9 12 5 0,4 67 6 1,1 87 12 1,6 166 13 2,2
2 2.10 13 5 0,4 63 6 1 93 14 1,4 141 14 2
2 3.1 12 5 0,4 54 7 0,8 97 13 1,4 151 14 1,9
2 3.2 12 5 0,4 45 7 1 91 13 1,5 151 15 2,3
2 3.3 11 4 0,5 61 7 0,8 113 13 1,4 138 13 1,9
2 3.4 12 5 0,4 67 6 1,1 87 12 1,6 166 13 2,2
2 3.5 13 5 0,4 63 6 1 93 14 1,4 141 14 2
2 3.6 12 5 0,4 60 6 0,9 105 12 1,6 170 14 2,1
2 3.7 11 4 0,4 52 6 0,9 99 13 1,5 185 13 2,2
2 3.8 12 5 0,4 49 7 0,8 87 14 1,4 158 15 2
2 3.9 12 5 0,5 51 6 1 90 13 1,7 160 14 2,1
2 3.10 12 5 0,4 59 7 1,1 80 14 1,4 145 14 2
2 4.1 11,5 5 0,4 47 7 1 89 13 1,3 156 13 2
2 4.2 11 5 0,4 44 7 1 78 13 1,3 171 14 2,2
84
Continuación del Anexo 4
2 4.3 12,5 4 0,5 39 6 1 100 12 1,4 149 13 1,9
2 4.4 13 6 0,5 59 6 0,9 103 13 1,3 138 15 2,1
2 4.5 11 4 0,3 61 6 1 88 13 1,2 177 15 2,1
2 4.6 11,5 4 0,4 55 7 0,9 90 14 1,4 162 14 2
2 4.7 12,5 5 0,4 52 6 1 93 13 1,5 149 15 2
2 4.8 12 5 0,4 45 7 1,1 91 13 1,5 151 15 2,3
2 4.9 11 4 0,5 61 7 0,9 113 13 1,4 138 13 1,9
2 4.10 12 5 0,4 67 6 1,1 87 12 1,6 166 13 2,2
3 1.1 13 5 0,5 78 6 1,3 147 14 1,8 175 16 2,7
3 1.2 11 6 0,5 96 6 1,2 139 14 2,1 216 15 2,5
3 1.3 12 5 0,6 90 7 1,5 148 13 1,9 201 15 2,6
3 1.4 14 5 0,5 89 7 1,4 133 14 2 204 16 3,1
3 1.5 12 6 0,5 59 6 0,9 102 13 1,2 138 15 2
3 1.6 11 4 0,3 61 6 1 88 13 1,2 177 15 2,1
3 1.7 14 4 0,4 55 7 0,9 90 14 1,4 162 14 2
3 1.8 13 5 0,5 78 6 1,3 147 14 1,8 175 16 2,7
3 1.9 12 6 0,5 96 6 1,2 139 14 2,1 216 15 2,5
3 1.10 12 5 0,6 90 7 1,5 148 13 1,9 201 15 2,6
3 2.1 13 5 0,5 89 7 1,4 133 14 2 204 16 3,1
3 2.2 13 6 0,5 59 6 0,9 103 13 1,3 138 15 2,1
3 2.3 13 6 0,5 59 6 0,9 103 13 1,3 138 15 2,1
3 2.4 11 4 0,3 61 6 1 89 13 1,2 177 15 2,1
3 2.5 11,5 4 0,4 55 7 0,9 90 14 1,4 162 14 2
3 2.6 12,5 5 0,4 52 6 1 93 13 1,5 149 15 2
85
Continuación del Anexo 4
3 2.7 12 5 0,4 45 7 1 91 13 1,5 151 15 2,3
3 2.8 11 4 0,5 61 7 0,8 113 13 1,4 138 13 1,9
3 2.9 12 5 0,4 67 6 1,1 87 12 1,6 166 13 2,2
3 2.10 13 5 0,5 78 6 1,3 147 14 1,8 175 16 2,7
3 3.1 11 6 0,5 96 6 1,2 139 14 2,1 216 15 2,5
3 3.2 12 5 0,6 90 7 1,5 148 13 1,9 201 15 2,6
3 3.3 14 5 0,5 89 7 1,4 133 14 2 204 16 3,1
3 3.4 12 5 0,4 67 6 1,1 87 12 1,6 166 13 2,2
3 3.5 13 5 0,5 78 6 1,3 147 14 1,8 175 16 2,7
3 3.6 11 6 0,5 96 6 1,2 139 14 2,1 216 15 2,5
3 3.7 12 5 0,6 90 7 1,5 148 13 1,9 201 15 2,6
3 3.8 14 5 0,5 89 7 1,4 133 14 2 204 16 3,1
3 3.9 12 6 0,5 59 6 0,9 103 13 1,3 138 15 2,1
3 3.10 11 4 0,3 61 6 1 88 13 1,2 177 15 2,1
3 4.1 12 5 0,6 90 7 1,5 148 13 1,9 201 15 2,6
3 4.2 13 5 0,5 89 7 1,4 133 14 2 204 16 3,1
3 4.3 13 6 0,5 59 6 0,9 103 13 1,3 138 15 2,1
3 4.4 13 6 0,5 59 6 0,9 103 13 1,3 138 15 2,1
3 4.5 11 4 0,3 61 6 1 88 13 1,2 177 15 2,1
3 4.6 11,5 4 0,4 55 7 0,9 90 14 1,4 162 14 2
3 4.7 12,5 5 0,4 52 6 1 93 13 1,5 149 15 2
3 4.8 12 5 0,4 45 7 1 91 13 1,5 151 15 2,3
3 4.9 11 4 0,5 61 7 0,8 113 13 1,4 138 13 1,9
3 4.10 12 5 0,4 67 6 1,1 87 12 1,6 166 13 2,2
86
Continuación del Anexo 4
4 1.1 14 5 0,5 89 6 1,5 124 13 2,3 224 16 3,2
4 1.2 15 5 0,6 101 6 1,4 138 14 2,1 213 16 2,7
4 1.3 13 5 0,5 91 7 1,4 129 14 2,2 216 16 2,5
4 1.4 14 5 0,6 71 7 1,3 125 14 2,1 220 15 2,9
4 1.5 11 5 0,5 92 7 1,3 156 14 2,4 212 16 3,2
4 1.6 14 5 0,4 93 8 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
4 1.7 14 4 0,4 94 7 1,4 154 13 2,2 215 16 3,2
4 1.8 14 5 0,4 98 8 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
4 1.9 13 5 0,4 90 7 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
4 1.10 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
4 2.1 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
4 2.2 14 5 0,5 98 8 1,4 144 13 2,4 210 17 3,3
4 2.3 14 5 0,5 89 6 1,5 124 13 2,3 224 16 3,2
4 2.4 15 5 0,6 101 6 1,4 138 14 2,1 213 16 2,7
4 2.5 13 5 0,5 91 7 1,4 129 14 2,2 215 16 2,5
4 2.6 14 5 0,6 71 7 1,3 125 14 2,1 220 15 2,9
4 2.7 11 5 0,5 92 7 1,3 156 14 2,4 212 17 3,2
4 2.8 14 5 0,4 93 8 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
4 2.9 14 4 0,4 94 7 1,4 154 13 2,2 215 16 3,2
4 2.10 14 5 0,4 98 8 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
4 3.1 13 5 0,4 90 7 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
4 3.2 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
4 3.3 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
4 3.4 14 5 0,5 98 8 1,4 144 13 2,4 210 17 3,3
87
Continuación del Anexo 4
4 3.5 14 5 0,5 89 6 1,5 124 13 2,3 224 16 3,2
4 3.6 15 5 0,6 100 6 1,4 138 14 2,1 213 16 2,7
4 3.7 13 5 0,5 91 7 1,4 129 14 2,2 216 16 2,5
4 3.8 14 5 0,6 71 7 1,3 125 14 2,1 220 15 2,9
4 3.9 11 5 0,5 92 7 1,3 156 14 2,4 212 17 3,2
4 3.10 14 5 0,4 93 8 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
4 4.1 14 4 0,4 94 7 1,4 154 13 2,2 215 16 3,2
4 4.2 13 5 0,4 98 8 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
4 4.3 13 5 0,4 90 7 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
4 4.4 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
4 4.5 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
4 4.6 14 5 0,5 98 8 1,3 144 13 2,4 210 17 3,3
4 4.7 14 5 0,5 89 6 1,5 124 13 2,3 224 16 3,2
4 4.8 15 5 0,6 101 6 1,4 138 14 2,1 213 16 2,7
4 4.9 13 5 0,5 91 7 1,4 129 14 2,2 216 16 2,5
4 4.10 14 5 0,6 71 7 1,3 125 14 2,1 220 15 2,9
5 1.1 16 5 0,5 75 7 1,5 124 13 2,4 228 16 3,2
5 1.2 15 5 0,6 108 7 1,7 140 15 2,4 231 16 3,2
5 1.3 16 5 0,6 98 7 1,7 158 15 2,5 230 17 3,3
5 1.4 17 6 0,6 101 7 1,5 143 14 2,5 220 16 3,4
5 1.5 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
5 1.6 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
5 1.7 14 5 0,5 98 8 1,4 144 13 2,4 210 17 3,3
5 1.8 13 5 0,5 90 7 1,3 155 14 2,5 225 16 3,2
88
Continuación del Anexo 4
5 1.9 13 6 0,5 88 7 1,4 150 14 2,2 215 16 3,4
5 1.10 14 5 0,5 95 7 1,1 166 13 2,4 230 16 3,1
5 2.1 14,5 6 0,4 93 8 1,3 158 15 2,4 237 17 3,2
5 2.2 13,5 5 0,6 91 7 1,4 159 14 2,4 228 16 3
5 2.3 14 5 0,5 88 8 1,2 162 14 2,3 214 16 3,1
5 2.4 11 5 0,5 92 7 1,3 156 14 2,4 212 17 3,2
5 2.5 14 5 0,4 93 7 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
5 2.6 14 4 0,4 94 6 1,4 154 14 2,2 215 16 3,2
5 2.7 14 5 0,4 98 8 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
5 2.8 13,5 5 0,4 90 7 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
5 2.9 16 5 0,5 75 7 1,5 124 13 2,4 228 16 3,2
5 2.10 15 5 0,6 108 7 1,7 140 15 2,4 231 16 3,2
5 3.1 16 5 0,6 98 7 1,7 158 15 2,5 230 17 3,3
5 3.2 17 6 0,6 101 7 1,5 143 14 2,5 220 16 3,4
5 3.3 14 5 0,4 93 7 1,2 152 14 2,3 236 16 3,2
5 3.4 15 5 0,5 94 6 1,3 160 15 2,4 220 15 3,1
5 3.5 14 5 0,5 98 8 1,4 144 13 2,4 210 17 3,3
5 3.6 13 5 0,5 90 7 1,3 155 14 2,5 225 16 3,2
5 3.7 13 6 0,5 88 7 1,4 150 14 2,2 215 16 3,4
5 3.8 14 5 0,5 95 7 1,1 166 13 2,4 230 16 3,1
5 3.9 14 6 0,4 93 8 1,3 158 15 2,4 237 17 3,2
5 3.10 13 5 0,6 91 7 1,4 159 14 2,4 228 16 3
5 4.1 14 5 0,5 88 8 1,2 162 14 2,3 214 16 3,1
5 4.2 11 5 0,5 92 7 1,3 156 14 2,4 212 17 3,2
89
Continuación de Anexo 4
5 4.3 14 5 0,4 93 7 1,3 152 15 2,3 236 15 3,1
5 4.4 14 4 0,4 94 6 1,4 154 14 2,2 215 16 3,2
5 4.5 14 5 0,4 98 8 1,2 153 14 2,3 225 16 3,2
5 4.6 13,5 5 0,4 90 7 1,1 160 14 2,3 230 16 3,1
5 4.7 16 5 0,5 75 7 1,5 124 13 2,4 228 16 3,2
5 4.8 15 5 0,6 108 7 1,7 140 15 2,4 231 16 3,2
5 4.9 16 5 0,6 98 7 1,7 158 15 2,5 230 17 3,3
5 4.10 17 6 0,6 101 7 1,5 143 14 2,5 220 16 3,4
90
Anexo 5. Prueba de Tukey para el número de raíces principales y adventicias a las 48, 72, 96 y 168 horas.
Tratamientos
Número
VARIABLES
Número de raíces
48 h 72 h 96 h Long 168 h Adventicias
Media
Media
Media Media
Media
Compar
Media
Comprar
Rhzobium tropici + Azotobacter vinelandii
1 1.3 3.3 a 4.9 31.4 a 12.4 a
Rhzobium tropici +Sphingomonas panni
2 1.3 3.2 a 4 27 a 7.5 bc
Rhzobium tropici 3 1.2 3.1 a 4.3 26.7 a 8.1 bc Azotobacter vinelandii 4 1.3 3.0 a 4.5 25.1 a 8.7 b Sphingomonas panni Control
5 6
1.3 1.2
2.7 1.8
a b
4.2 3.7
26 16.1
a b
7.8 5
bc c
Anexo 6. Prueba de Tukey para altura, numero de hojas y diámetro del tallo para el cultivo en invernadero, a los 15, 30, 60, y 90 DDS
Tratamiento
N Variables
15 DDS 30 DDS 60 DDS 90 DDS Altura cm N hojas Diámetro del
tallo cm Altura cm N hojas Diámetro
del tallo cm
Altura cm N hojas Diámetro del tallo
Altura cm N hoja Diámetro del tallo
Media
Com
Media
Com
Media
Com Media
Com
Media
Com
Media
Com
Media
Com
Media
Com
Media
Com
Media Com
Media
Com
Media
Com
Fertilización 1 9.3 c 4.0 a 0.5 bc 46.1
a 5.6 a 1.5 a 92.3
a 9.9 ab 2.2 a 197,2 ab 11.7
ab 2.8 a
Control 2 9.2 c 3.7 b 0.3 e 29.1
d 5.0 ab 1.0 c 70.5
b 8.7 b 1.4 b 128.4 d 10.8
b 1.8 d
Col 16 3 11.4
b 3.9 ab 0.4 de 30.7
d 5.6 a 1.4 b 72.2
b 9.0 b 1.7 bc 162.5 c 11.2
ab 2.1 c
T9 4 11.8
b 4.0 a 0.5 ab 39.2
b 5.3 ab 1.4 b 73.6
b 10.1
a 1.7 bc 169.8 c 11.1
ab 2.1 c
Cas 3 5 13.3
a 4.0 a 0.6 a 34.2
bcd
5.5 a 1.3 b 79.7
b 10.3
a 1.8 b 180.8 bc 11.3
ab 2.6 b
T9 + Cas 3 6 14.2
a 4.0 a 0.6 a 38.4
b 5.5 a 1.5 a 94.3
a 10.5
a 2 ab 202.1 a 11.8
a 3.0 a
T9 + Col 16 7 11.8
b 3.8 a 0.4 cd 32.3
cd 4.8 b 1.3 b 76.9
b 9.8 a 1.5 c 164.9 c 10.9
ab 2.1 c
91
Anexo 7. Prueba de Tukey para peso fresco y seco del follaje y raíz del cultivo
Tratamiento
Número
Variables
RAICES FOLLAJE
Peso fresco (g) Peso seco (g) Peso fresco (g) Peso seco (g)
Media Compar Media Compar Media Compar Media Comprar
Fertilización 1 88.1 a 26.9 a 197.9 ab 50.0 ab
Control 2 45.0 c 11.6 c 137.6 c 26.3 d
Sphingomonas panni 3 56.6 bc 16.3 bc 148.8 c 30.3 Cd
Rhzobium tropici 4 62.7 b 18.8 b 163.5 abc 42.1 abc
Azotobacter vinelandii 5 61.1 b 17.1 bc 160.2 bc 39.7 bc
Rhzobium tropici + Azotobacter vinelandii 6 86.0 a 27.2 a 200.6 a 52.1 a
Rhzobium tropici +Sphingomonas panni 7 51.0 bc 13.0 c 158.5 c 31.9 cd
Anexo 8. Prueba de Tukey de altura, numero de hoja y diámetro del tallo para el cultivo en campo, a los 15, 30, 60 y 90 DDS
Trat
N
Variables
15 DDS 30 DDS 60 DDS 90 DDS Altura cm N hojas Diámetro del
tallo cm Altura cm N hojas Diámetro
del tallo cm
Altura cm N hojas Diámetro del tallo
Altura cm N hoja Diámetro del tallo
Media
Com Media
Com
Media
Com Media
Com Media
Com
Media
Com
Media
Com Media
Com
Media
Com
Media Com Media
Com Media Com
Fertiliza
1 14.1
b 5.0 ab 0.5 b 94.0
a 6.6 a 1.3 bc 153.9
a 13.7
ab 2.4 a 226.6 a 15.9
a 3.2 ab
Control 2 12.1
c 4.9 b 0.5 b 63.5
b 6.2 a 1.0 c 95.5
c 13.0
b 1.6 c 168.6 c 14.6
b 2.2 c
T9 3 12.5
bc 5 ab 0.5 b 88.8
a 6.4 a 1.4 ab 142.0
ab 13.5
ab 2.0 b 199.3 b 15.7
a 2.8 b
Cas3 4 14.3
ab 5 ab 0.6 a 88.1
a 6.2 a 1.4 ab 129.3
b 13.8
ab 2.2 a 218.6 ab 15.8
a 2.8 b
T9 + Cas3
5 16.1
a 5.1 a 0.6 a 95.4
a 6.7 a 1.6 a 151.1
a 14.0
a 2.4 a 227.7 a 16.2
a 3.3 a
92
Anexo 9. Tríptico de día campo
93
Continuación del Anexo 9
94
Anexo 10. Plegable del lanzamiento de la Nueva variedad de maíz amarillo duro INIAP-182 “ALMENDRAl”, Cuenca-Ecuador 2010.
95
Continuación del Anexo 10
96
Anexo 11. Evidencias fotográficas
Figura 1. Traslado de la solución mezclada
con reactivo Salkowski a micro cubetas.
Laboratorio de Biotecnología UNL, 11 de
mayo del 2015.
Figura 2. Medición de la absorbancia a 530 nm.
Laboratorio de Biotecnología UNL, 11 de mayo
del 2015.
Figura 3. Co-inoculación de bacterias
rizosféricas a semillas de maíz.
Laboratorio de Biotecnología UNL, 26 de
mayo del 2015.
Figura 4. Evaluación de variables in-vitro.
Laboratorio de Biotecnología UNL, 8 de junio del
2015.
Figura 5. Esterilización de sustrato previo
al llenado de macetas. Laboratorio de
Biotecnología UNL, 13 de julio del 2015.
Figura 6. Germinación de semillas de maíz a los 7
DDS. Sector los molinos UNL, 25 de julio del
2015.
97
Figura 7. Visita y monitoreo del
Ingeníero Iván Granda Director de tesis.
Sector los Molinos UNL, 9 de octubre del
2015.
Figura 8. Retiro del ensayo, y separación
de plantas por tratamiento. Sector los
Molinos UNL, 30 de octubre del 2015.
Figura 9. Lavado de raices del maíz.
Laboratorio de biotecnología de UNL, 30
de octubre del 2015.
Figura 10. Evaluación de peso fresco de
follaje. Laboratorio de biotecnología de
UNL, 30 de octubre del 2015
Figura 11. Preparación de muestra, para
ser secada en la estufa. Laboratorio de
biotecnología de UNL, 30 de octubre del
2015.
Figura 12. Extración de muestra seca,
para analisis de variable MS. Laboratorio
de biotecnología de UNL. 30 de octubre
del 2015
98
Figura 13. Semillas de maíz inoculadas con
bacterias rizosféricas. Macará-Loja, 4 de
enero del 2016.
Figura 14. Siembra de maíz híbrido
INIAP 182. Macará-Loja, 29 de abril del
2016, 4 de enero del 2016
Figura 15. Cultivo de maíz a los 15 DDS.
Macará-Loja, 25 de enero del 2016
Figura 16. Toma de datos de altura del
cultivo de maíz a los 30 DDS. Macará-
Loja, 24 de febrero del 2016
Figura 17. Toma de datos del diametro del
tallo en cultivo de maíz. Macarà-Loja, 25 de
marzo del 2016.
Figura 18. Parcelas de maíz con su
identificación para cada replica. Macará-
Loja, 22 del abril del 2016.
99
Figura 19. Recolección de las mazorcas
cosechadas por parcela. Macará-Loja, 27 de
mayo del 2016.
Figura 20. Parcelas cosechadas para el
análisis de variables, 27 de mayo del 2016.
Figura 21. Pesado de mazorcas de en
balanza de presición. Macará-Loja, 28 de
mayo del 2016.
Figura 22. Pesado de granos por mazorca.
Macará, 28 de mayo del 2016.
Figura 23. Socialización de resultados obtenidos en la investigación a productores de maíz
de la zona. Macará-Loja, 26 de abril del 2016.
