Instituto Nacional de Ecología

Libros INE

CLASIFICA CION

AE 003156

LIBRO

Manual de técnicas de muestreo yAnálisis de plancton y perifito n

TOMO

I I I I I I I I IIIII III I I I I I I IIIII I I I I I IIIII I I I I I I I I I I I I I I II II

AE 003156

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MANI iAL DE

"TECNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PLANCTON Y .PERIFITON"

3a . Edición

Preparado y , editado por :

. Dirección General de Protección

y ordenación Ecológic a

. Subdirección de Investigación y

Entrenamiento

. ' Departamento de Entrenamiento

México, D.F ., abril de 1982

.SECRETARIA DE AGRICULTURA Y RECURSOS HIDRAULICOS

SECRETARIO DEL_RAMO

C . FRANCISCO MERINO RABAGO' -

SUBSECRETARIO'DE PLANEACION

C .P . MARIO HIGHLAND GOMEZ

-

DIRECTOR GENERAL DE PROTECCIÓN Y

ORDENACION ECOLOGICA •

DR . JORGE AGUIRRE MARTINEZ .

-

SUBDIRECTOR DE INVESTIGACION Y

ENTRENAMIENTO

DR . UBALDO BONILLA DOMINGUEZ

-

DEPARTAMENTO DE ENTRENAMIENTO

QFB LUZ MARIA OROPEZA MENDOZA

EL,ABORACION :

BIOL . ADRIANA RUSSELL VAZQUEZ

- Técnicas de muestreo y análisis de perifito n

- Métodos para la caracterización biológica de la Calidad del agua

BIOL . JAVIER GONZALEZ HERNANDEZ

- Técnicas de muestreo y análisis de plancto n

- Análisis de resultado s

BIOL . JOSE JESUS DEL TORNO ABREU

- Técnicas para medir la productividad primari a

QFB MATILDE GALVAN GARCIA

- Apéndice I .- Calibración y uso del equipo para recuento de plancton

SUPERVISION :

QFB LUZ MARIA OROPEZAMENDOZA

COORDINACION :

BIOL . ADRIANA ROSSELL VAZQUE Z

BIOL . JAVIER GONZALEZ HERNANDE Z

REVISION Y CORRECCION :

M . en C . NATALIA SALCEDO OLAVARRIETA

MECANOGRAFIA :

ESTELA BAUTISTA CHAVE Z

MARICELA LEMUS LEMUS

DIBUJOS :

LAURA RIVERA PASTRANA

CAPITULO

1 TECNICAS DE MUESTRF:o Y ANALISIS DE PLANCTON

1 .1 .

Introducción

1 .2

Clasificación del plancton 2

1 .3

Consideraciones generales 3

1 .4

Muestreos 3

1 .5

Registro y etiquetado de

lar muestras 6

1 .6

.Equipo de muestreo y análisis de la muestra para fito- 1 0plancton

1 .7

Equipo de muestreo y análisis de la muestra para zooplanc- 1 8ton

1 .8

Montaje y preparación de las muestras de plancton 2 8

1 .9

Bibliografía 29

2 TF•CNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PERIFITON

2 .1

Introducción 3 1

2 .2

Muestreo 32

2 .3

Preservación de la muestra 3 9

2 .4

Análisis de la muestra 39

2 .5

Interpretación y reporte de los resultados 45

2 .6

Bibliografía 48

CAPITULOY^

~t . .

.

ANALISIS D x~OS.;',

.PAGINA

3 .1 Introducción 49

3 .2 Análisis de los resultados 5 0

3 .3 Bibliografía 58

TECNICAS PARA MEDIR LA PRODUCTIVIDAD PRIMARIA

4 .1

Introducción 59

4 .2

Métodos 5 9

4 .3

Bibliografía 66

METODOS PARA LA CARACTERIZACION BIOLOGICA ' DE LA CALIDAD DEL AGUA 67 .

5 .1

Métodos ecológicos 6 8

5 .2

Métodos fisiológicos 8 8

5 .3

Bibliografía 9 1

APFNDICE I .- CALIBRACION Y USO DEL EQUIPO PARA RECUENTO DE PLANCTO N

1. CALIBRACION DEL MICROSCOPIO PARA RECUENT O

2. TECNICAS PARA EL RECUENTO DEL PLANCTO N

3. RECUENTO DE ZOOPLANCTON

4. BIBLIOGRAFIA

APENDICE II .- CLAVES PARA LA IDENTIFICACION DE FITOPLANCTON Y _ZOOPLANCTON DE AGUA DULCE

CLAVE A : FITOPLANCTON

CLAVE B : ZOOPLANCTON

9 3

95

10 1

102

104

149

TECNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PL Y

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1. • ~,~,~~r i 4

1 .1

Introducción,

r-„

El plancton es un término aplicado a las comunidades de organismos -

flotantes, a la deriva o transportados principalmente por los movimientos del -

agua, más que por su propia actividad natatoria .

Por la naturaleza de sus componentes se distingue el fitoplancton o

plancton vegetal, del zooplancton o plancton animal . El fitoplancton (algas y -

bacterias microscópicas) se presentan en formas unicelulares, coloniales o fi -

lamentosas ; teniendo la característica de ser fotosintéticas y de servir de ali

mento para el zooplancton y otros organismos acuáticos . El zooplancton de agua

dulce, comprende principalmente, protozoarios, rotíferós, cladóceros y copépo-

dos ; en aguas marinas la variedad de organismos es mucho más grande, (foramin i

faros, radiolarios, tintínidos, eufásidos y crustáceos) .

El plancton, principalmente el fitoplancton,ha sido usado como indi -

cador de la calidad del agua . Algunas especies proliferan en aguas altamente -

eutroficadas mientras que otras son muy sensitivas a los desechos orgánicos -

y/o químicos .

El fitoplancton reportado que puede ser indicador de agua limpia -

incluye Melosira islandica , _Cyc]ol*l]a oceilata, y algunas especies de Dino-

bryon . Las especies reportadas como indicadoras de agua contaminada incluyen -

Nitzchia Palea, Microcystis aeruginosa y Aphanizomenun flos-aquae . Las últimas

dos especies han sido asociadas con los florecimientos tóxicos y las condicio -

nesanóxicas . Estas y otras algas han sido asociadas con las condiciones noci-

vas de las aguas el plancton . respon -

dN3Tt:. " • - ^ C~1 T\I .^ .5..",1.` °i`a't!,I,fi;

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contaminadas . Por ü .̀-óiló `aé

'de a los cambios ambientales y, por lo tanto, su colecta que da la composición

de las especies indican la calidad. del cuerpo•de .agua en la. cual están estable-

cidos . También por su pequeño tamaño y su gran número, influyen fuertemente e n

aspectos de la calidad del• agua como pH, color, sabor y olor, aunque' la concen

•tración .del plancton depende -de muchos factores, incluyendo la profundidad, .la

hora del día, la estación del año, los-nutrientes .en el agua, materiales tóxi -

cos, etc .

1 .2 Clasificacióndelplancton .

.ültraplancton:

Nanoplancton

Micropfancton

Mesoplancton

Macroplancton

Megaloplancton

Menor a .50-Micras .

50 Micras

.50 -500 Micras

0 .5 ' . - 5

5 - 50 mm

Mayor a 50 mm

Bacterias, microflagelados

Cocolitoforale s

.Dinoflagelados

Copépodos

Salpas

Grandes medusas

El meroplancton está constituido por : los seres que forman parte de l

plancton solamente durante una parte de su ciclo de vida, como son las larva s

de crustáceos, gasteropo.dos, peces, etc .

El holoplancton comprende el conjunto de seres que todo su ciclo d e

vida pertenecen al plancton (copépodo.s, rotiferos, etc) .

-Por lo que se refiere a la distribución vertical ., se suele distin-

guir un epiplancton en las capas iluminadas donde el .fitop.lancton asimila ac-

tivámentela luz y un escotoplancton o plancton batipelágico enaguas profun -

das .

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1 .3

Consideraciones generales .

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Se debe establecer un programa de trabajo antes de realizar un mue s

treo . Los objetivos deben estar claramente definidos, y la mayor parte del e s

tudio debe considerar los recursos humanos, material y equipo, el tiempo y -

dinero disponible . Deben examinarse los datos históricos, químicos, físicos y

biológicos del cuerpo de agua que se planea estudiar .

Los datos históricos deben examinarse para que posteriormente se -

"haga una visita al lugar de estudio, para un reconocimiento y realización de -

muestreos preliminares .

Los datos físicos se usan mucho en el disefio del estudio del planc -

ton ; son de particular interes los datos del volumen, corrientes, mareas, d i-

rección del viento, temperatura, turbiedad, mezclas de agua, etc .

El examen de los datos químicos y biológicos descubre áreas que re-

quieren muestreos intensivos y otras donde los muestreos periódicos o estacio

nales son suficientes .

1 .4 Muestreos .

La localización de las estaciones de muestreo deben hacerse lo más -

cerca posible o en el mismo lugar donde se muestrea los análisis fisicos-quimi

cos y bacteriólógicos, para asegurar al máximo la interpretación de los resul -

tados .

Establecer un númer~-leieRt-e-de=es~iórrés tantas como sean ne-

cesarías para definir cualitativa y cuantitativamente las especies y la canti -

dad del plancton en el : cuerpo de aqua a estudiar.

1 .4 .1 Frecuencia de los, muestreo s

La frecuencia del muestreo está determinada por los objeti -

vos y alcances del estudio, así como también por las fluctuaciones estaciona-

les, las condiciones meteorológicas, equipo . adecuado y disponibilidad de los

recursos humanos Si se quiere conocer la, población del plancton de .un cuerpo

de agua determinado a lo largo de un áño,es necesario un muestreo semanal : -

continuo, tanto en primavera como en verano, y muestreos mensuales en otoño -

e invierno . Idealmente en los ríos, lagos, estuarios y océanos se deben reco-

lectar una o dos muestras superficiales por día en cada estación de muestreo .

1 .4 .2 Localización de las estaciones de muestreo .

En arroyos. pequeñosse,localizan la s , estacionesaguas arri -

ba de la supuesta fuente de contaminación, y tan abajo como se pueda para ob-

tener los efectos de los contaminantes ; sin embargo,-se debe tener mucho cui -

dado en la interpretación de los datos de pequeños arroyos, donde mucho de l

plancton puede derivarse ddl limpiado del perifiton por la corriente .

En 1ós 1'01os-1as estaciónes•de muestreo se deben localizar -

arriba y abajo de las fuentes de contaminación, porque generalmente la mez-

cla de los contaminantes no se presenta a grandes distancias corriente abajo .

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En ríos y arr~ñybs'sé'debs! - tene:r cii.idado al considerar, por

confusión, interferencias tales como contribuciones de plancton de los lagos ,

presas y áreas de contra corriente . Las estaciones de muestreo en lagos, pre-

sas, estuarios y el oceáno, se realizaá , generalmente, en cuadrantes o tran-

sectos longitudinales .

La localización, magnitud y temperatura de las descargas d e

contaminación, afecta su dispersión, dilución y los efectos sobre el plancton .

Las descargas de contaminantes de varias fuentes pueden ser antagónicas (dis-

minuir el efecto tóxico) o sinergistas (aumento del efecto tóxico) .sobrei el -

plancton . Si es posible, se deben eAtablecer las estaciones de muestreo de ta l

manera que se puedan separar estos efectos .

1 .4 .3 Profundidad de los muestreos .

Los ríos y arroyos son, generalmente, mezclas homogéneas y ,

en éstas, los muestreos superficiales son suficientemente'representativos s i

se muestrea en el canal principal y se evitan las contra corrientes . En los -

lagos y presas, donde la densidad y la composición del plancton pueden varia r

con respecto a la profundidad, deben tomarse muestras de varias profundidades ;

tomando en cuenta también la profundidad de la termoclina . En áreas poco pro-

fundas de 2. a 3 metros, colectar abajo de la superficie entre 0 .5 y 1 metros -

de profundidad, para obtener datos confiables . Si sólo se va a examinar el fi-

toplancton, los muestreos pueden tomarse a tres profundidades igualmente espa-

ciadas, desde la superficie hasta la termoclina . Cuando se muestrea zooplancton ,

los muestreos se hacen a intervalos de 1 m desde la superficie hasta el fondo

del lago . Como son mucho los factores que influyen en la naturaleza y distribu-

ción del plancton en los estuarios, es necesario hacer un muestreo intensivo

.en este lugar pueden estar presentes tanto plancton marino como de agua dulce ,

además de organismos de aguas salobres que no son ni estrictamente marinos, n i

estrictamente dulceacuicolas' .

Además de las influencias de la termoclina y'la penetració n

de la luz en la distribución profund a .del plancton, las capas de diferente

salinidad pueden inhibir' la mezcla completa de las formas planctónicas marina s

y dúlceacuicolas .

Eh estuarios con corrientes extremas las dimensiones de esas

capas pueden cambiar considerablemente durante el curso del ciclo de mareas ; -

sin embargo, la natural flotabilidad del plancton facilita generalmente la mez-

cla de las formas. El plancton éstuarino'puede ser muestreado a intervalos re -

guiares desde la superficie hasta el fondo, .3 ó 4 veces durante uno o más cic-

los de. marea .

En aguas, profundas, marinas o de lagos, el plancton se re-

colecta a una profundidad de 3 a 6 metros de intervalo, a través de la zona -

eufótica . .

1 .5 Registro y etiquetado de . las muestras .

-1 .5 .1

Notas de' campo

Se debe tener un libro o una hoja 'de registro que conteng a

escrito toda la información sobre la muestra etiquetada . ; ' . dicha información

debe ser obtenida y registrada en el campo en el momento de tomar la muestra .

Los puntos que-suelen considerarse se demuestran en la .fig 1, e incluir un -

mapa donde se hayan señalado lai estaciones de muestreo (ver fig . 2 )

1 .5 .2 Etiquetado de las muestras .

Las etiquetas y los marcadores que se vayan a utilizar deben

ser resistentes al agua. Las etiquetas se insertan dentro de los recipientes -

de las muestras tan pronto como éstas se tomen . Las etiquetas deben tener re -

gistrada la información siguiente .

a) Localización. Nombre del rio, lago, etc ., distancia y di-

rección de la ciudad más cercana e importante, longitud y latitud, o cualquie r

otra discripción .

b) Fecha

c) Hora

d) Profundidad

e) Tipo de muestreo

f) Volumen muestreado, longitud de arrastre

g) Tipos de preservativos usados y su concentració n

h) Nombre del recolector

Rio Lerma o 2km de Toluca10-IV- 81

10 a.m .

of. I metroArrastre con red plonctónI m. de orrostre125m1 . formal 4 %

Raul Jimine z

Fig . 3-Etiquetado de las muestras

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IA

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Nola de Registro de Datos .

. .Lúgor . FechaL ._

Estación (Núm.) Profundidad Cdor del Agua

DATOS METEOROLDGICOS

Temperatura del agua (°C)

Dirección y velocidad del viento

Esc . Beaufort ( I )]

Cantidad de nubes (2)__Condiciones Atmosfericas [Beaufort (3) ]

INCunESC.

Nombre velocidad CaracteresEsc .

Beaufort ( I )m/seg .

0 Calmo O. a 0.5 0 o I El humo sube vertica l

I Ventolina 0.6 a 1.7 2 a 6 El humo se ¡nano

2Flojito

o vientosuave

1,8

a 33 7 a 12Se siente en el rostro.tZro moVirnlento de la

de los arboles .

3Flojo o viento

Hive 3.4 a 5.2 13 a 18Agito las hojos de losarboles y los banderasligeras.

4Bonancible oviento moderado 5.3 a 7.4 19 a 26

Se mueven los ramitosse levanto pavo ypopeles ligeros .

5 res+ 7.5 o 98 27 a 35Mueve loe arbolitos ytormo andas en el agu ode los estonaues .

6 Fresco o vlanlofuerte

9.9 a12 .4 36 a 44 Mueve la lamas grandes

7Frescachón

oviento

muy fuerte2.5 a 15 .2 45 o 54

Se mueven todos losarboles , no se puede an.dar contra el viento .

8 Duro o Temporal 15.3 o 18.2 55 o 65minas delgodosRomp

e Impide andar

9Muy

duro o

temporal fuerte18.3 a 21 .5 66 a 77

Destrozos

en edificios ,caen tejos y chrneneas

10Tempora l

muy

fuerte 219 a a I 78 a 90Arboles

orrancodosdesperfectos en edits.

Borrasca

oTempestad

252 a 29 91 a 104 Desperfectos grave smuy gensrokodos

12 Huracán + de 29 + de 104 Cotostrofe

NOTA

La

dirección

del viento se obtiene

observando lo veletao bien

el

movimiento

de

una

banderola

y medianteuna

brujula .

Observaciones

. Fig.. I

NuEsc .

.Cantidad

de nubes- (2 )Ninguno1/8

de cielo cubierto2 2/8

It

It

3 3/8

' '.4 4/8

st5 '5/8

^'

n

u

6 6/8

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7 7/8

es

si

8 Cielo completamente cubiertoCielo obscurecido

Anotaciones Beaufort paroCondiciones Atmosfericas (3 )

Smbolo Caracteristicasb Cielo azul , despejad od Lloviznae Aire

, an preap

f Nieblaq Ventarrón

h Granizo

Tormenta de polvo o arena

m

P

sobro

,

a

'04iaChubasco

vs Cdiscci (1luvio y nieve juntas )

S Nieve

tl Tormenta

eléctrico

w Rociox Escarcho en aguj a

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R Uuvia intensoro Lluvia

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Fig . 2 .-LOCALIZACIONDE LASESTACIONESDEMUESTREO

EXCEDENCIAS

El conocimiento teórico de la división heterogénea del plancton (f i

to - y zooplancton) en un cuerpo de agua es extraordinariamente importante par a

el trabajo práctico . Se deben tener en cuenta estos hechos en todas las inves -

tigaciones precisas, tanto cuantitativas como cualitativas sobre la distribu -

ción del plancton ; en caso contrario, existe el peligro de deducir erróneamen

te, en un muestreo, una falsa ,distribución del plancton .

El desarrollo metódico de la investigación del plancton se ocupa ,

principalmente, de dos problemas : la toma cuantitativa de muestras representa

tivas de plancton y la enumeración de los organismos encontrados en las mues -

tras . Por cuantitativo se entiende que todos los instrumentos que se introdu -

cen en el agua. por estudiar, capturan "todos" los organismos planctónicospo -

sibles ; por representativo se entiende que la cantidad y composición del planc

ton capturado corresponde a las características planctónicas del agua, y q u

con la ayuda de aparatos apropiados se puede asegurar ésto . El recuento de los

organismos capturados parece trivial, pero la metodología está muy diferenci a

da y se mejora continuamente, especialmente para fitoplancton .

La toma de muestras para el plancton vegetal y animal se tratará -

por separado .

1 .6 .1

Equipo de muestreo para fitoplancton .

Los muestreadores más usados operan con un cierre mecánic o

(mensajero) que tiene como función cerrar herméticamente los lados del cilin -

dro después de que la botella ha colectado el agua a un nivel determinado .

1 .6 Equipode muestre -arca sis xa la muestra- Pa;a fitoplancton .

lo

1 1

Los muestreadores Kemmerer, Niskin y Van Dorn son muy simi -

lares, excepto por los mecanismos de cierre (fig . 4) : éstos tienen tal diseñ o

qúe pueden ser adquiridos en una gran variedad de tamaños y materiales . Es re

Lcomendable no usar muestreadores metálicos cuando se vayan a analizar metales ,

algas o a medir productividad primaria .

Fig . 4 .- Muestreadores Niskin, Kenmerer y Van Dorn .

En aguas profundas y aquas superficiales los muestreos pue -

den realizarse de una manera horizontal, aunque, generalmente, en aguas profu n

das se realizan muestreos de tipo vertical usándose . comúnmente la botella inve r

tida Nansen .

Las redes colectoras dé p.lancton .; { figura~5)

son muy re-

comendadas para realizar trabajos cuantitativos de fitoplancton . El nanoplanc

ton y aún algas grandes, tales como algunas diatomeas penadas, son muy delgada s

y pasan a través de las mallas de la red si no se orientan apropiadamente . Usan

do la bomba de muestreo también se presentan problemas ; cuando el agua es estr a

tificada, el tubo se levanta entre muestreo y muestreo- .y las delicadas algas -

pueden dañarse .

Fig . 5 .- Redes para plancton :

'A) Red cónica, B) Red Hensen, C) Red Apstein, D) Red Judai ,

E) Red Apstein con tapa semicircular, F) Red Nansen abierta

y G) Red Nansen cerrada

1 3

No existe una regla sobre el volumen de muestra que se deb a

tomar, por lo cual el personal de muestreo puede utilizar su propio criterio .

'El volumen de muestra depende, necesariamente, del número y clase de análisis

' a realizar. Ejemplo : contenido de células, clorofila, peso seco, etc . Cuando -

en el fitoplancton hay menos de 500 células/ml ; se requieren aproximadamente -•

6 litros de muestra para recuentos proporcionales en celdas Sedwick-Rafter y -

para algunas especies de diatomeas . En la mayoría de los casos 1 ó 2 litros de

muestra son suficientes para aguas más productivas .

1 .6 .3 Preservación de la muestr a

En los análisis biológicos se usa una gran variedad de pre -

servativos, y cada uno tiene sus ventajas y desventajas . Si las muestras se -

almacenan por más de un año, el preservativo preferido es formalina (40% d e

formaldehido - 100% de formalina), el cual se neutraliza con tetraborato de s o

dio (pH 7 .0 a 7 .3) ; se adicionan 0 .5 ml de formalina a cada 100 ml de muestra .

.Sin embargo este preservativo provocará la pérdida de flagelos en muchas formas

flageladas . La adición de 1 ml de solución saturada de sulfato cúprico a las -

muestras preservadas mantiene el color verde de las muestras de fitoplancton y

ayuda a distinguir el fitoplancton del detritus . Si se añade solución detergen -

te se evita la aglutinación de ciertas formas de organismos . Para una solución

madre adecuada se usa una parte del detergente quirúrgico en 5 partes de agua ,

(1 :5) . Se agregan 5 ml de la solución madre por cada litro de muestra . No es -

recomendable usar esta solución cuando se vayan a hacer preparaciones de diat o

meas .

1 .6 .2 Volumen de la múéstia Y` -' "' '

t

~ ;1 ¡

El mertioláte se considera-como un preservativo menos-efi-

pero ofrece la ventaja de colorear partes de l a . célula y simplificar -

su identificación . Esto también ocasiona, la pérdida de vacuolas en alguna s

algas, como las azulverdes y, por lo tanto, mejora su fijación . Las muestras -

preservadas con mertiolate no son estériles y no pueden ser almacenadas por -

más de 1 año .

1 .6 .4 Técnicas de concentración

Como regla empírica las muestras se concentran cuando hay -

menos de 500 células 1 ml en el fitoplancton . En ese caso se requieren aprox i

madamente 6 litros de muestra para concentrar las células . En la mayoría de -

los casos 1 litro es un volumen de muestra adecuado .

Los siguientes 3 métodos pueden usarse para concentrar el -

fitoplancton preservado, pero se recomienda más el método de sedimentación .

a) Sedimentación . Las muestras preservadas de fitoplancton

se pueden asentar en el envase original que las contiene . El tiempo de sedi-

mentación está en relación directa con la profundidad de la muestra en la bo -

tella o tubo de sedimentación . Como promedio se requieren 4 horas por cada -

10 ml de profundidad . Después del asentamiento el sobrenadante se saca con -

un sifón o bien se decanta . El uso de detergentes ayuda al asentamiento . Se -

debe tener precaución, en el momento de la práctica, debido a los diferentes -

ámbitos de sedimentación que presentan los diversos tamaños y formas del fito -

plancton .

b) Centrifugación . Durante la centrifugación algunas de las

14 .

ciente,

1 5

formas más frágiles pueden destuirse, o los flagelos pueden llegar a separar -

se . Al poner las muestras de plancton en centrífugas muchas de las células s e

pierden ; no sucede ésto en la mayoría de las centrífugas modernas de flujo -

continuo . Por. lo tanto se recomienda una velocidad de 1000 atm/20 minutos .

c) Filtración . Las muestras concentradas por filtración s e

hacen pasar a través de un filtro de membrana. Con un diametro de membrana de

0 .45 nm . Se requiere un aparato especial de filtro y una bomba de vacío . Las -

muestras que contienen grandes cantidades de material suspendido (que no sea -

fitoplancton) son difíciles de contar por este método, ya que la materia sus -

pendida tiende a romper el fitoplancton o a obscurecer su visión ; el vacio no

debe exceder de 0 .5 atm . ó 50 Kpa.Se usa particularmente la concentración por

filtración para

muestras con bajo contenido de plancton y sedimentos .

1 .6 .5 Análisis cualitativo

El análisis de fitoplancton es importante, ya que por medio

de éste se llega a saber qué tipo de células predominan y, junto con los aná-

lisis hidrobiológicos, se puede conocer el estado de envejecimiento del cuer -

po de agua .

El muestreo para realizar este análisis se efectúa con bote

lías muestreadoras o redes planctónicas .

El equipo óptico necesario incluye un microscopio binocula r

compuesto, de buena calidad, con una plataforma mecánica . Los lentes del ocu-

lar deben ser de 8X a 12X . Los 4 objetivos deben tener aumentos de aproximada

mente 10,20,45 y 100X . Como el tamaño de los organismos puede extenderse a -

1

.

y,

A

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1 6

varios árdenes en cuanto a;ám,plituâ-,--este'aiiméñtó no es siempre satisfacotrio ;

para la identificación .

Es necesario efectuar un examen inicial, ya que la mayor par

te del plancton contendrá una asociación diversa de organismos ; es preciso efec

tuarsu identificación hasta donde sea posible . El examen inicial ayuda a obte -

ner una estimación de la densidad de la población y puede indicar la necesidad

de diluciones o concentraciones subsecuentes de la muestra para reconocer la s

características de pequeñas formas, difíciles de reconocer durante el recuent o

de rutina, y para decidir $i se debe emplear un tipo determinado•de procedimie n

to de recuento .

Si se identifica el fitoplanctonde muestras no preservadas ,

se deben examinar en fresco . La preservación puede provocar la distorsión de -

algunas formas, perder flagelos o se eliminen totalmente . Esto puede determina r

se al hacer una comparación entre muestras frescas y las muestras preservadas .

Cuando las muestras de fitiplancton se examinan bajo el mi -

croscopio, se cuentan e identifican bajo las siguientes categorías : cocoides -

azul-verdes, filamentos azul-verdes, cocoides verdes, filamentos verdes, flage -

lados verdes, otros flagelados pigmentados, diatomeas esféricas y diatomeas pe -

nadas .-(ver claves de identificación y referencias) .

1 .6 .6

Análisis cuantitativo

Por medio de este análisis se pueden obtener diversos indice s

como : productividad, sucesión, diversidad y asociaciones fitoplanctónicas .El -

material que se utiliza es el mismo que para los análisis cualitativos, pero con

1 7

WY, . :_ -- ~ 'r` >y(»IAla

la diferencia de que se sustituye la red por el muest.reador de agua ( en este

ease Vañ Dorn ), debido a que como ya se mencionó, la red es incapaz de captu-

rar, el ultraplancton, el nanoplancton y parte del microplancton del cuerpo de

aqua .

La mayoría de las aguas naturales rara vez necesita de dil u

ción o concentración, y puede someterse a recuento directamente . Algunas mues-

tras, donde la concentracion de algas es muy elevada, o donde el . cieno o detri-

tus pueden interferir, se diluyen cuidadosamente tomando una porción de 10 m l

de la muestra en 5 a 10 partes de agua destilada . En muestras con poblacione s

muy bajas puede ser necesaria la concentración de organismos para disminui r

estadísticamente errores de recuento .

Entre los variados grupos taxonómicos se encuentran formas -

de vida que se presentan como células solitarias, componentes de grupos natur a

lee o agregados (colonias), o ambos ; sin embargo, muchas células, ya sean or -

ganismos solitarios o en grupo, pueden contarse individualmente ; este proceso

es dificil y rara vez se justifica .

La cuenta por unidad o grupo es fácil y rápida, y es el si s

tema que comúnmente se usa . En este procedimiento los organismos unicelulare s

y coloniales (multicelulares) se cuentan como unidades simples y tienen igua l

peso numérico sobre la clave de identificación .

a) Determinación de la productividad primaria .

La productividad primaria es la síntesis de materia orgánic a

a partir de materiales inorgánicos . La energía requerida para este proceso pro-

1 8

viene de la luz (fotosíntesis), o de fuentes químicas (quimiosintesis) . La sin

tesis primaria de la materia orgánica en lagos y corriente la efectúan algas, -

bacterias planctónicas y bénticas, así como macrofitas acuáticas .

1 .7 Equipo de muestreo y análisis de la muestra para zooplancton .

El análisis de zooplancton requiere muestras más grandes que las que

se requieren para el análisis de fitoplancton . La recolecta de muestras cuant i

tativas se hace con una botella muestreadora con mensajero, o con red de planc

ton con contador incluido . Las muestras semicuantitativas se obtienen por mue s

treadores que filtran el agua superficial a través de redes de nilón o por re d

de arrastre de plancton (con contador incluido) a través del agua . En aguas -

altas o moderadamente productivas, es suficiente con muestras de 6 litros . En

aguas oligotróficas, estuarinas y costeras, la remoción del zooplancton a par =

tir de cientos de litros de agua, requiere el uso de redes remolcables . Se su-

giere la toma de muestras por duplicado si han de realizarse análisis químicos .

Se pueden usar varios métodos :

a) Captura con redes .

La red funciona como un filtro y, dependiendo de la abertura de ma-

lle, será el tipo de organismos que se colecten ; por ejemplo, pera recolectar

zooplancton, se utiliza una malla del número 8 y 10, que recoge organismos zo o

planctonicos, pero no estadios larvales ni plancton pequeño .

La gran dificultad de la captura con red estriba en que no cumple con

la relación directa de la cantidad de plancton y el volumen de agua, por lo cual

1 9

se utilizan instrumentos para recuento en la red (contadores): sin embargo, -

las redes son especialmente efiáientes para dar una idea cualitativa sobre l a

composición del zooplancton en el agua .

Se requiere de una lancha con motor fuera de borda, un winche o me-

didor de profundidad, un clinómetro y un operador. Se debe fijar un peso de -

3 a 5 kg-sobre la red de plancton . para mantenerla sumergida . Es-muy frecuente

durante los muestreos, que el cable forme un ángulo con respecto a la vertical

debido a la deriva natural de la embarcación, a las corrientes y al viento ; -

por lo tanto, es necesario saber que cantidad de cable se ha soltadó y cual e s

el ángulo formado para conocer la profundidad real a la que está la red mues-

treadora (fig 6) .

Para estimar la abundancia del plancton, el . arrastre inclinado se -

hace a 4 niveles en un tiempo de 8 min (2 minutos para cada nivel) : uno cerca

del fondo, otro a 1/3 de la profundidad total, uno más a 2/3 de la profundidad

total y el último justo abajo de la superficie .

La toma de muestras horizontales, con elfin de estimar la distrib u

ción y abundancia del zooplancton dentro de una capa de agua en particular, -

se realiza con una red Clarke-Bumpus o un equipo similar (red con mensajero y

medidor del flujo) .

El arrastre vertical se realiza haciendo bajar una red pesada a l a

profundidad deseada, y se sube con velocidad de 0 .5 a 1 .0 metros/seg .

Para muestrear la mayoría de los tamaños de zooplancton, se puede n

fijar 2 redes de diferentes tamaños de mallas, a una corta distancia, sobre -

la misma linea de red .

a : es el ángulo formado en grados medido con el clinómetro .

c: es la cantidad en metros de cable qué ha soltado y medid o

d: es la profundidad en metros que hay qüe calcular

Ejemplo :

a = 30°

c = 20 m

Con el dato de 30° se busca el coseno en las tablas logarítmicas y

i

''[;\11 `

NdLULO 00IiMA00 a

se .tendrá :

COS 30° - 0 .866

Entonces : '

d = 0 .866 X 20 = 17 .32 m

Fig 6 . Determinación de la profundidad real de muestreo .

21

• El zooplancton se puede muestrear desde la ribera lanzando, tan le-

jos como sea posible una red pesada se deja que. la red llegue a la profundidad

que sehabia determinado y, posteriormente, se arrastra hacia la ribera co n

una velocidad de 0 .5 a 1 .0 m/seg . Se toman varias muestras para una estimació n

cuantitativa de abundancia relativa y especies presentes .

Los tamaños de redes sugeridas son: # 6 (0 .239 mm de abertura) para

cópépodos adultos de estuarios y aguas costeras ; #10 (0 .158 mm) para copépo-

dos jóvenes de agua salina y microcrustáceos de agua dulce ; # 20 (0 .076 mm) -

para rotíferos y larvas nauplio (ésta se atasca fácilmente porque su tamaño -

de abertura es muy pequeño) .

Los muestreadores con mensajero se lavan con agua corriente, se de -

jan secar y se lubrican las partes móviles con aceite ligero para máquina . La

red de material de nilón se lava con agua clara y se deja secar antes de guar

darla, (no se debe poner a secar al sol) .

b) Captura con muestreadores para agua .

Actualmente se emplea este medio, ya que se toma un volumen exact o

de agua junto con el plancton que vive en ella, lo que implica que la relació n

entre el volumen de agua y el contenido de plancton se obtiene directamente .

Una de las deficiencias de este método es que algunos muestreadore s

tienen un volumen muy pequeño (2 a 5 litros) dando, por ello, valores no muy

exactos, por lo cual'se deben introducir en la misma profundidad varias ve -

ces, El uso del muestreador se decide dependiendo de la concentración de l

plancton .

2 2

c) Captura con bombas de agua .

Tiene la ventaja de que, desde una determinada profundidad del cuer -

po .deagua, se puede tomar toda el agua que se requiere ; la fuente de error . -.

de este método estriba en el escape de• los organismos grandes, especialment e

copépodos ; pero si se añade un embudo al tubo, se evitala ,huida de éstos .

1 .7 .1

Volumen de la muestra.

El volumen de la muestra varia, dependiendó del propósito -

especifico del estudio . Por ,ejemplo, las muestras superficiales de 20 litros ,

pueden ser obtenidas mediante un cubo de red de plancton y ser filtradas po r

una malla #20, que es lo suficientemente grande como para obtener una estima -

ción del zooplannton presente en'e .l flujo de un"arroyo o de una laguna . En la-

gos, grandes ríos, aguas estúarinas y costeras, se úsa un filtrado de 1 .5 m% -

para un arrastre horizontal, y hasta 5m3 en un arrastre inclinado para obteñe r

las especies representativas presentes .

1 .7 .2 Preservación de la muestra

Para la identificación y el recuento, las muestras se pre-

servan con una concentración final de formalina neutra al 5% . Se adicionan

70% de etanol ó 5% de glicerina (glicerol), para preservar los concentrados d e

las muestras'tomadas con red .

La formalina es muy utilizada con el fin de preservar mues -

tras obtenidas de aguas costeras . En muestreos cargados de detritus se adicio -

na 0 .•04% de Colorante -:Rosa de Bengala, para auxiliar en la diferenciación del -

2 3

zooplancton y el material vegetal .

Para el análisis químico (tomado en parte del, RECOMMENDED -

PROCEDURES FOR MEASURING THE PRODUCTIVITY OF PLANKTON, STANDING STOCK AN D

RELATED OCEANIC PROPERTIES ; NATIONAL ACADEMY OF SCIENCES, WASHINGTON, D .C . -

1960) la muestra concentrada se toma con una malla fina (tamiz o nilón) se es-

curre el exceso de agua, se coloca en una bolsa de plástico y se congela para

su manipulación en el laboratorio . Si esta muestra se toma de una estación es

tuarina o costera, la bolsa de nilón con la muestra se sumerge varias veces en

aguas destilada, para remover el cloro del agua intersticial, el cual inter-

fiere con los análisis de carbono .

1 .7 .3 Análisis cualitativo

El análisis cualitativo se puede realizar con redes o bote -,

11as, identificando toxonómicamente a los organismos por medio de claves de -

identificación .

En el examen inicial se remueve el exceso del preservativo

de la muestra con un ' tubo aspirador fijado a una pequeña pieza de tubo de vi-

drio . Se agita la muestra y con una pipeta se remueve una porción de la sus-

pensión ; se toman 2 ml y se colocan en una caja de Petri . Se examina un total

de 8 ml para copépodos adultos, cladóceros y otras formas grandes ; se utiliz a

un microscopio binocular de disección con aumento de 20X a 40X ; se cuentan -

e identifican los rotiferos con un aumento de 100X . Todos los organismos de -

ser posible se deben identificar hasta especie . Para los análisis cualitativos

de frecuencia relativa, se sugiere la siguiente clasificación .

24

Especie en campo %

Frecuencia relativa

60 -, 100 .

abundante

30- 60

muy común -

5 30

común .

1 - 5 .

menos de 1

ocasional

rara

1 .7,4 Análisis cuantitativo

Este análisis se puede hacer calculando la biomasa (cantidad

de materia orgánica, peso, área/volumen), en peso seco, en peso exento de ce -

nizas, por el método de la pipeta, o bien por recuento en cámara .

a) Método de la pipeta .

Se remueve el exceso de liquido filtrando la muestra hast a

dejar un remanente de 125 a 250 ml . Verter la muestra en un recipiente cónico

graduado en ml (conos Imhoff, por ejemplo) y se deja que el zooplancton se

asiente durante 5 min . Leer el volumen del zooplancton asentado y multiplica r

lo por un factor de "5" para obtener el total del volumen diluido y adiciona r

bastante agua hasta obtener ese volumen . Insertar una pipeta (Stempel) de 1 ml

dentro de la mezcla agua-plancton y agitar constantemente . Mientras se agita -

la mezcla, sacar rápidamente 1 ml de muestra del centro de la masa de agua ; -

transferir la submuestra a•una caja de Petri, lavar la pipeta con agua destila

da dentro de otra caja dé Petri para remover los organismos que hayan quedado .

Contare identificar (cerca de 200 organismos) con un microscopio de disección .

Para calcular la cantidad de plancton recolectado, en ausen-

cia de un aparato contador :

2 5

Número Total DV X TNSV

Para calcular la cantidad de plancton recolectado usando u n

aparato contador :

Núm/m3 de agua =DV TN x

Q

Donde : DV = total de volumen diluido (ml) .

SV = total de volumen de submuestra (ml) .

TN = Núm . total de zooplancton en la muestra .

q Cantidad de agua colada, m3 (peso a través de -

la red )

b) Recuento en cámara .

Se lleva el total del concentrado (o una alícuota apropiada

según la capacidad de la celda) bien mezclado y transferido a una cámara de -

recuento . Para llenar, usar la técnica de la celda Sedwick-Rafter .

Usando el microscopio compuesto se cuentan e identifican lo s

rotíferos revisando 10 franjas con un aumento de 100X (1/5 del volumen de la -

c'ámara) ; se cuentan las larvas nauplio durante el recuento de rotíferos . El -

recuento de los microcrustáceos adultos se hace en un microscopio de disección .

Para la identificación de la especie de los rotíferos y los microcrustáceos, -

a veces se requiere disección y examen con el microscopio compuesto (Pennak, -

1953) .

Para la conversión del recuento de organismos por litro se -

2 6

usa la siguiente relación :

Rotiferos por litro = Tx C

P x V

Microcrustáceos por litro = T xC

S x V

Donde : T = recuento tota l

C =volumen total de la muestra concentrada (ml) .

P = volumen de 10 franjas en la cámara de recuent o

(ml) .

V = volumen de redada o muestra tomada en litro s

S = volumen contenido en la cámara (ml) .

c) Determinación de biomdsa .

Como las poblaciones de plancton natural están compuestas de

muchos tipos de organismos (ejemplo : animales, vegetales y bacterias) es difí-

cil obtener valores cuantitativos de'cada una de las poblaciones que lo compo-

nen . Los índices usados frecuentemente incluyen peso seco y peso de cenizas, -

volumen celular, superficie del área celular, carbono total, nitrógeno total y

contenido de clorofila . Los métodos de peso seco y peso exento de cenizas in-

cluyen los datos de partículas de materia inorgánica, aparté del peso del plan c

ton .

Las determinaciones del volumen celular y superficie del áre a

celular, pueden realizarse sobre componentes individuales de la población, y =

así se obtienen datos sobré el volumen vegetal o animal, el volumen bacteri a

no, superficie de área, o todos los datos anteriores . Las determinaciones de -

2 7

clorofila nos proporcionan datos sobre el fitoplancton (Biological Field an d

Laboratory Methods, 1973, Plankton, PP 13-16) .

Peso seco y peso exento de cenizas . Para reducir la cantidad

de sólidos disueltos se lava la muestra con un gran volumen de agua destilada ,

ya sea por centrifugación o sedimentación, además de hacer una concentración -

de la muestra por centrifugación . Si es posible, tomar suficiente muestra con

el fin de obtener varias alícuotas que tengan cada una un mínimo de 10 mg po r

peso seco (generalmente 10 mg de peso seco equivalen a 100 mg de peso húmedo) .

Tratar ' un minimo de dos alícuotas por duplicado para cada muestra .

d) Pesó seco .

Tomar una alícuota de la muestra concentrada y colocarla e n

un crisol de porcelana tarado y a peso constante, y secar a una temperatura -

constante de 105°C (24 h . son suficientes) . Obtener el peso del crisol y, por

diferencia, el peso seco .

e) Peso exento de cenizas .

Después que se ha determinado el peso seco, se pone el cri -

sol en una mufla a 500°C una hora . Se enfría y se vuelven a humedecer las ce -

nizas con agua destilada y se pone a temperatura constante de 105°C . Cuando -

se reintroduce agua a las cenizas, se hidratan las tizas y otros minerale s

que no se separaron a los 105°C, y se restituyen los que se perdieron a los -

500°C . Este volumen de agua 6s, en ocasiones, menor del 10% del peso durante

la combustión y, si no se corrige, se interpretará como materia orgánica . Se

obtiene el peso del crisol y el peso seco de las cenizas para obtener el pes o

exento de cenizas .

' 2 8

1 .8 Montajeypreparación de las muestras de plancton

'1 .8 .1

Montaje fresco semi-permanente de fitiplancton .

Agite la muestra concentrada por sedimentación .y tomar 0 .lml

con una pipeta, transfierala a un . cubreobjetos ; sellar el cubreobjetos con u n

adbesivo como esmalte para uñas transparente para prevenir is evaporación .

Para placas semipermanentes, mantener embebidos a los org á-

nismos en glicerina, y sellar con esmalte para que puedan ser guardados unos -

cuantos años .

1 .8 .2 Montaje del fitoplacton en filtro de membrana .

Poner 2 gotas de aceite de inmersión sobre un portaobjetos .

Inmediatamente después de h ber filtrado el fitoplancton, transfieralo con l a

ayuda de unas pinzas sobre el aceite que se encuentra en el portaobjetos y -

adicione 2 gotas de aceite de inmersión sobre el filtro ; el aceite se impreg-

nara de 24 a 48 hrs . Sin embargo, este tiempo puede ser completado en 1 ó 2

hrs por la aplicación de calor a 70°C . Una vez que el filtro se ha aclarado, -

poner unas cuantas gotas adicionales de aceite de inmersión sobre el filtro y

cubrirlas con un cubreobjetos .

El filtro montado ya esta listo para examinarlo al micrósco -

pio .,

1 .8 .3

Montaje de zooplancton .

Para análisis de zooplancton, tomar 5 ml de la muestra que -

2 9

ha sido concentrada o diluida transferir la muestra a un contador de células -

o a una cámara para análisis de montaje humedo . Usar polivinilo lactil fenol -

para preparar montajes semipermanentes de zooplancton . Los montajes son buenos

durante casi un año, después del cual el agente aclarador daña a los organis-

mos .

1 .9 Bibliografía

- CUSHING, D .H . AND WALSH, J .J .- The Ecology of the Seas .- W .B .

Saunders, Co .- Philadelphia (1976) .

- APHA, AWWA, WPCF .- Standard Methods for the Examination of Water and

Wastewater .- 15th Edition .- Washington (1980) .

- DEPARTAMENTO DE PESCA .- Dirección de Acuacultura/FIDEFA .- Manual de

Técnicas Limnobiológicas Simplificadas .- junio de 1977 .

- SCHWOERBEL, J .- Métodosde Hidrobiología.- la edición .-Editorial H .

Blume .- Madrid (1975) .

- U .S . ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY .- Biological Field and Laboratory

Methods for Measuring the Quality of Surface Waters and Effluents . -

Environmental Monitoring Series . Cincinnati . (1973) .

TECNICAS DE MUESTREO Y ANALISIS DE PERIFITON

2 .1

Introducción

El perifiton es un césped, más o menos espeso, formado principalme n

te por algas filamentosas y diatomeas,las cuales se fijan a partículas de fan -

go, de tal manera que se forma una cubierta casi fangosa de la cual se alimen -

tan muchos animales (Schwoerbel . 1975) .

Estas comunidades de microorganismos que crecen sobre piedras, ba-

rras, plantas acuáticas y otros substratos sumergidos, son útiles en la evalu a

ción de los efectos de la contaminación sobre los lagos, ríos y arroyos . Inclui

dos en ese grupo de organismos están las zoogleas y las bacterias filamentosas ,

los protozoarios, los rótíferos, las algas y también los microorganismos de -

vida libre que se encuentran nadando, arrastrandose, o alojandose entre las -

formas fijas .

El perifiton bajo las fuentes de contaminación muestra respuestas -

inmediatas a diferencia del plancton, el cual no siempre responde completamente

" a lainfluencia de la contaminación en los ríos en una distancia considerable .

Un ejemplo son las capas de Sphaerotilus y otros organismos del fan -

go que se observan comunmente en las corrientes con descargas de desechos or-

gánicos .

Como la abundancia y la composición del perifiton en un lugar dado -

está gobernado por la calidad del agua en ese punto, las observacionés de su -

condición generalmente son utilizadas para la evaluación de las condiciones del

3 2

cuerpo de agua .

El uso del perifiton en la evaluación de la calidad del agua siempre

está obstruida por la falta de substratos naturales apropiados en la estación

de muestreo deseada, además, siempre es' difícil el colectar muestras cuantita

tivás de esas superficies . Para evitar esos problemas pueden ser utilizados -

los substratos artificiales que proporcionan una superficie, área y orientació n

de tipo uniforme .

2 .2 Muestreo

2 .2 .1

Selección de la estación de muestreo

En los ríos, las estaciones se localizan a una corta dista n

cia río arriba, y en uno o más puntos río abajo de la fuente de contaminación ,

O del área que se intenta estudiar . Mientras los efectos de un contaminante -

dependen de la capaidad asimilativa de la corriente y de la naturaleza del co n

taminante, los cambios progresivos en la calidad del agua, corriente abajo de

la fuente de contaminación, pueden ser causados enteramente por dilución y en -

friamiento, come en el caso de nutrientes, desechos industriales tóxicos y -

contaminación termal, o la mineralización gradual de orgánicos degradables . -

En el caso de desechos domésticos y algunos industriales, el examen rápido de l

fondo y el contorno del crecimiento del perifiton corriente abajo, desde l a

desembocadura, puede descubrir zonas conspicuas de respuestas biológicas en l a

calidad del agua, que será utilizada en determinar las localizaciones apropia -

das, para las estaciones de muestreo . De esta forma, pueden delinearse los 11 -

mites de varias zonas de contaminación y puede determinarse también la exten-

sión de los efectos alcanzados . Donde no sea factible un programa de muestreo

3 3 .

extensivo, un mínimo de dos estaciones de muestreo nos proporcionaría datos -

sobre la comunidad del perifiton ; en un punto de referencia arriba de la fuen

te de contaminación, y otra abajo de la fuente donde ha ocurrido la mezcla con

el cuerpo de agua.

En lagos, presas, aguas lénticas y otros cuerpos de agua es -

tancadas donde las zonas de contaminación pueden estar arregladas concéntrica-

mente, se localizan las estaciones en áreas adyacentes a la de la salida de -

los desechos y en las áreas no afectadas .

En aguas muy eutroficadas o contaminadas, se deben utilizar

placas en posición vertical . En aguas oligotróficas, las placas horizóntales -

dan buenos resultados . Para encontrar el perfil de la colonización del perif i

ton desde la superficie del agua hasta el fondo, se colocan varias placas en -

forma vertical separadas no más de 20 cm, en la zona próxima a la superficie, -..

y mas abajo a no más de 100 cm . Las placas se sujetan de acuerdo con el cuadro"

2 .1 ; este método es la modificación por Sládeckova (1960,1962) del original d e

Kusnetzow . (Fig . 2-1) .

También es muy sencillo construir un bastidor de madera, qu e

tenga en los cuatró lados incisiones longitudinales para portaobjetos, como -

una caja para preparaciones microscópicas . El bastidor con las placas se puede

disponer horizontal o verticalmente y, también, se puede atar a una boya .

Se ponen tantos portaobjetos como tipos de análisis se vaya n

a realizar asegurando, así, la recolecta de material suficiente, y para deter -

minar la variabilidad causada por diferencias normales de'la colonización indi-

vidual en los portaobjetos, o también se puede reconocer que, en adición a los

3 4

efectos de la contaminación, la longitud del substrato expuesto y :los cambios

estacionales en temperatura y otras condiciones medio ambientales naturales, -

pueden tener efectos profundos sobre la composición de las muestras recolecta-

das .

Sin embargo, cabe considerar que la comunidad que crece en -

un substrato artificial no es completamente representativo de la comunidad na-

tural .

Se recomienda situar, exponer y manejar todos los substratos

artificiales en condiciones tan identicas como sea posible, independientemente

de que se repita el muestreo en una localización en particular o .en diferente s

lugares . El tipo y/o construcción del. muestreador causa cambios en las condi-

ciones físicas del ambiente que a su vez afectan el crecimiento del perifiton .

Aunque no son muy comunes las variaciones (10 al 25ó) entre las repeticione s

de las muestras se recomienda que para disminuir el error de .muestreo e incre-

-mentar el poder de interpretación, reducir la magnitud de todas las posibles -

variables de prueba y usar un máximo de repeticiones .

A menudo se pueden presentar problemas secundarios asociados

con la infestación de . macroinvertebrados y raspadores, el periodo suele ser de

7 a 14 días ; para reducir la influencia de desorden ocasionado por los raspado -

res se debe aumentar elArea del substrato muestreador y exponerlo de 7 a 10 -

días

2 .2 .2

Recolecta de las muestras .

a) Substratos naturales

3 5

Pueden tomarse muestras cualitativas al raspar piedras, esta

cas, pilotes y otros subtratos que hayan estado sumergidos en la estación . Se

pueden desarrollar muchos dispositivos para la recolecta de muestras cuantita -

tivas en superficies irregulares, pero no es representativo .

b) Substratos artificiales .

Los substratos artificiales más ampliamente usados son lo s

portaobjetos estandares (25x75mm), pero también se utilizan otros materiales -

como placas de acrílico y asbesto . Sin embargo no es recomendable hacer cambios

del tipo de substrato durante un estudio porque la colonización varia con el -

substrato. En arroyos pequeños superficiales y lagos de regiones litorales ,

donde la luz está limitada en el fondo, los bastidores con placas u otros subs -

tratos se sitúan fijos al fondo .

En , arroyos grandes, profundos, o cuerpos de agua donde la -

turbiedad varía mucho, es mejor situat las placas en forma vertical, formand o

con una cara de la placa, un ángulo recto, hacia la corriente dominante . Sin . -

embargo para la exposición de portaobjetos cada investigador utiliza su propi o

método .

c) Periodo de exposición .

La colonización de portaobjetos limpios procede en un rang o

exponencial en la primera o segunda semana, y después decrece lentamente, y a

que la exposición de menos de dos semanas da muestras muy pobres y de más de -

dos semanas puede dar menor material debido al detritus, el lapso de 2 semana s

generalmente constituye el intervalo de muestreo óptimo, al menos durante el -

verano . Sin embargo, ese tiempo de exposición excluye la recolecta de las ta-

llas sexualmente maduras de las algas filamentosas como Cladophora y Stigeo-

3 6

clonium .

Para un trabajo más exacto, determine el periodo de exposi-

ción óptimo por medio de una exposición previa de casi 6 semanas .

2 .2 .3 Muestreos cualitativo s

El perifiton usualmente crece sobre el substrato, y es de -

color café, café verdoso, o verde . En aguas estancadas y aguas corrientes, e l

perifiton puede ser recolectado cualitativamente raspando con alguna navaja o

algún otro objeto afilado, en las superficies de rocas y maderas . Esta recolec

ta puede ser usada como un método cuantitativo si se hacen mediciones exactas

3 7

de las áreas muestreadas, tomando por ejemplo 1 m2 . Cuando se utiliza este mé

todo, se deben limitar las recolectas a las áreas litorales, lagos, y áreas de

corriente superficial o profunda, que es donde se encuentra una gran varieda d

y un gran número de organismos .

Para obtener una muestra suficiente, se combinan los raspa -

dos obteniendo un volumen de 5 a 10 ml .

2 .2 .4 Muestreos cuantitativo s

Si se quiere estudiar esta comunidad cuantitativamente, se -

tiene que remover del substrato el perifiton vegetal y animal, sin embargo, e s

to no es posible . Ponyi (1962), ha demostrado en sus investigaciones que los -

pequeños crustáceos estan muy débilmente unidos al perifiton, y se caen a la -

menor agitación ; esto no le ocurre a los organismos que se sujetan fuertemente .

Meschkat '(1934), ideó un método para obtener resultados sobr e

el estudio de la distribución vertical del périfiton en los tallos de las plan -

tas . Se cortan los tallos de las plantas con una hoz larga, justo al nivel de l

suelo, sacándolas ó se les corta el ápice y se pone un tubo largo de vidrio e n

el tallo antes de sacarlas . Se corta el tallo en trozos de 20 cm de longitud, -

numerándolos según su posición, y se transportan en tubos de vidrio de longitu d

parecida. Los trozos se deben estudiar por separado, pues se dan diferencias =

verticales en las plantas y en los animales que aparecen en ellas . Con este mé

todo se pierden casi todos los entomostráceos, pero es eficiente para lo ante -

riormente mencionado .

Según Sch8nborn (1962) : Se capturan los testáceos del perif i

ton, raspando los tallos de Typha y Phragmites, en una longitud de 25 cm ; poste

3 8

riormente se pone el raspado en un recipiente con agua ; 25 cm . de longitud co

rresponden a una superficie de 225 cm2 ; tan bién (Schonborn) se pueden aplastar

las algas del perifiton distribuyendo regularmente el detrito en una determina

da cantidad de agua. Se hace el recuento de 50 c m3 de esta muestra . Con este -

método, tanto la población animal : como la vegetal se pueden relacionar con l a

superficie del tallo, pero hay que tener en cuenta que existe una superficie -

mucho mayor de substrato, a disposición de . los organismos del perifiton .

Otra técnica,la de Meschkat es aquella en la que se raspa el

perifiton enel laboratorio y se . cuentan los animales grandes al microscopio ,

El aguó de los tubos de transporte se fija con. formalina, y

los organismos que se ,quedan en las paredes se quitan con un cepilló : Después

de una sedimentación de 25 horas, se saca el depósito de los tubos usados par a

el transporte y se vierte a una caja de Petri con el'fondo cuadriculado, a con-

tinuacion se cuentan junto con el agua fijada con formalina .

Las algas que no se van a analizar inmediatamente se debe n

fijar con una solución de formalina al 2%, que también las conserva perfecta -

mente . La cantidad de perifiton vegetal de los tallos se puede estimarcuanti -

tativamente por •peso o volumen .

2 .2 .5 Recolección y transporte de las placas . de vidrio expuestas . .

A intervalos de una o varias semanas se quita de cada uno de los corchos u n

portaobjetos de posición horizontal y otro vertical, o bien, si se utilizan -

otras técnicas de exposición, se procede .de manera similar . Cada placa que se

quita es substituida por. otra nueva .

'

antes de fijarlos .

3 9

Las placas recogidas se transportan aisladamente erg frasco s

de boca ancha

2 .3 Preservación delamuestra

Las muestras tomadas para conteo e identificación, deben ser preserva

das con formalina al 5% neutralizada con tetraborato de sodio .

Cuando se está en él campo, las placas pueden ser colocadas en bot e

lías de tamaño apropiado o bien pueden ser raspadas dentro del récipiente .

Para muestras que van a ser utilizadas en la determinación de peso -

seco y peso libre de cenizas es necesario secar las placas al aire y almacena r

las en botellas de vidrio de 3 a 7 cm .

Las placas para análisis de clorofila hay que ponerlas en acetona -

después de la colecta y refrigerarlas con triclorotrifluoroetano (freón o s u . -

equivalente) o con CO2 y mantenerlas en hielo seco hasta la llegada al labora -

torio : Almacenar'todas las muestras en la obscuridad .

2 .4 Análisis de la muestra .

2 .4 .1

Conteo de Sedwick-Rafter

Remover el perifiton de las placas con una hoja de afeitar y

un gendarme, no incluir el perifiton de los lados de la placa, dispersar e l

raspado en 100 ml de preservativo ( u otro volumen ) con agitación vigorosa .

4 0 :

Transferir 1. ml a una,celda Sedwick-Rafter, y hacer un conteo en franjas como

se describe en el apéndice . Si el material de la celda es muy denso para. ser

contado directamente, descartarlo ' .y poner otra muestra más diluida .

Expresar el conteo como células o filamentos por mm2 de area

de substrato, calculando ;

1) Células/ ml de raspado suspendido

. = Conteo real franj a

volumen de 1 franja, ml

2) Células./ mm2 de, superficie de placa

= células /• mlde raspado suspendido x volumen .área de

total delraspadofranja (s), mm2

2 .4 .2 Conteo proporcional de especies de diatomeas .

La preparación de montajes permanentes de diatomeas de la s- -

muestras de perifiton difiere de la preparación de montajes de .plancton porque

es necesario remover' la materia orgánica extracelular (tal como el material g e

latinoso), ya que si esto. no es removido se producirá un depósito café o negro

sobre el cubre objetos cuando la muestra sea incinerada . Las substancias orgá -

-nicas se deben descomponer por medio de oxidación con (persulfato de amonio), -

(NH4 ) 252O8 o HNO3

(o H2O2 , 30%) y K2Cr2 07_ (ver :capitulo anterior) antes de

montar la muestra ; para oxidar con, persulfato poner aproximadamente 5 ml de

muestra en un frasco de 10 ml . Permitir la sedimentación durante 24 horas, sa -

car el liquido sobrenadante por medio de aspiración, reponerlo con una solución

4 1

de (NH4 ) 2S208 al 5% y mezclar constantemente, no exceder de un volumen total -

.de 8 ml . Calentar el frasco a 90°C durante 30 min . Permitir la sedimentación -

por 24 h, eliminar el sobrenadante y reponerlo con agua destilada .

Después de 3 cambios de agua destilada, transferir con un a

pipeta una gota de la suspensión de diatomeas a un portaobjetos, evaporar para

secar y preparar y contar el montaje como se describe en la sección para plan c

ton . Contar como mínimo 500 frústulas y expresar el resultado como organismo s2

por mm .

2 .4 .3 Preparación y conteo de la muestra teñid a

Las muestras de perifiton teñidas permiten distinguir las -

algas, de los detritus y las diatomeas vivas de las diatomeas muertas . Esta -

distinción es importante especialmente porque el perifiton . siempre actua como

cementerio para las diatomeas planctónicas muertas, así como también para la s

de origen perifitico . En este método todos los componentes algales del perifi-

ton pueden ser estudiados en una preparación sin sacrificar la taxonomía deta -

liada de la diatomea .

Donde :

N = número de organismos contados

área total de la placa, mm2

volumen total de la muestra original en suspensión, ml .

área contada (franjas o campos), . mm2

Vs = volumen de la muestra usada para preparar la placa, ml .

As = área superficial de la placa o substrato,

2mm .

At=

V =t

Ac=

4 2

2 .4 .4 Peso seco y peso libré dé cenizas .

Recolectar por lo menos 3 placas repetidas para las determi-

naciones de peso . Las placas que se secan al aire cuando se está en el campo, -

pueden ser almacenadas por tiempo indefinido si están protegidas de la abra-

sión, humedad y .el polvo . Aunque los pesos pueden ser obtenidos del material -

usado para determinaciones clorofílicas, es preferible usar placas destinada s

expresamente para análisis de peso seco y peso libre de cenizas .

a) Equipo .

1) Balanza analítica con una sensibilidad de 0 .1 mg .

2) Horno de secado, de doble pared, termostáticamente contro

lado dentro de ± 1 0C

3) Mufla eléctrica con control de temperatura automático .

4)'Crisoles de porcelana de 30 ml de capacidad .

'5) Navaja dé afeitar de orilla simple o gendarme .

b) Procedimiento .

1) Si los pesos secos o libres de cenizas pueden ser obten i-

dos del material usado para determinaciones de clorofila, combinar la materia -

fragmentada y el extracto de acetona de cada lado, evaporar la acetona en una -

capucha sobre un baño de vapor o en un horno a prueba de explosión, secar a -

peso constante en 105°C y poner a ignición por•1 h . a 500°C . .Si el peso puede -

ser obtenido de l .material secado en el campo, rehumedezca el material secado -

con agua destilada y remuevalo de las placas con sná navaja de afeitar, pone r

el raspado de cada placa en un crisol a peso constante a 1Ó5 °C ; enfriar en un -

4 3

desecador y pesar ; meter a ignición por una hora a 500°C .

2) Rehumedecer las cenizas con agua destilada y secar a pe-

so constante a 105°C, esto reintroduce agua de hidratación al barro y otros -

minerales, los cuales no son secados a 105°C pero son perdidos durante la ign i

ción . Si no es corregido por esa pérdida de agua, será registrado como materi a

orgánica volátil .

c) Cálculos .

Calcular el peso promedio de las placas y reportar como pes o

seco y peso libre de cenizas por m2 de superficie expuesta . Si son usadas pla-

cas de 25x75 mm entonces :

g/ m2 = g/ placa ( promedio )

0 .00375

2 :4 .5

Clorofila y feofitina .

El contenido de clorofila de las comunidades establecidas ,

es un índice utilizado en la biomasa del fitoperifiton . Como las determinacio

nes cuantitativas de clorofila requieren de la recolecta del perifiton de'un a

área superficial conocida, utilizar substratos artificiales ; extraer los pig-

mentos con .acetona acuosa y completar el análisis utilizando un espectrofotó -

metro o un fluorómetro .

Si no es posible la extracción inmediata de los pigmentos, -

las muestras pueden ser almacenadas en refrigeración hasta 30 días si se man -

tienen en la obscuridad . La facilidad con lá cual la clorofila es removida de

4 4

las células varía considerablemente con las diferentes algas ; para asegurar l a

completa extracción de los pigmentos, desbaratar las células mecanicaménte con

un triturador, mezclador o desintegrador sónico, o el mismo congelador . El tri

turador es el método más riguroso y efectivo .

El índice autotrófico (IA) es un medio para determinarla na

turaleza autotrófica de la comunidad perifitónica y se calcula como'sigue :

IA Biomasa ( peso de la materia orgánica libre de cenizas )Clorofila a, mg/m¿

El rango de valores normales-de IA va desde 50-200 ; los va-

lores grandes, indican asociaciones heterotróficas o agua pura, ya que la m a-

teria orgánica no viviente afecta este índice .

Dependiendo de la comunidad, su localización, habitos de cre .

,cimiento y método de recolección de la muestra, será la calidad del material -

orgánico no viviente que puede aumentar el numerador y producir altos valore s

desproporcionados del 'IA . Sin embargo, el IA es un medió utilizado para descr i

bir los cambios en las comunidades del périfiton entre cada localización de -

muestreo .

a) Equipo' y reactivos ( ver 4 ,.'2 .5 .. )

b) Procedimiento .

Los portaobjetos•o placas que se han utilizado como substr á

tos deben ser puestos directamente . en 100 ml de una mezcla de acetona acuos a

y solución de MgCO3 al 10%, almacenar inmediatamente sobre hielo seco y en la

Mg M2

4 5

obscuridad (el plástico de vinilo es soluble en acetona, si el plástico de vi -

nilo es usado como substrato, raspar el perifiton de este antes de agregar e l

solvente de extracción) . Si la extracción no puede ser realizada inmediatamen

te, refrigerar las muestras en el campo y mantenerlas congeladas hasta el pro -

ceso .

Romper las células por trituración en un homogenizador de -

tejido y pasarlo por acetona durante 24 h . en la obscuridad a 40C .

Para determinar la concentración de pigmentos, seguir el pr o

cesamiento dado es 4 .2 .5 .

c) Cálculos .

Después de determinar la concentración de pigmentos en el -

extracto, calcular la cantidad de pigmentos por unidad de área superficial d e

la muestra como sigue :

= Ca x vol del extracto! litro s

área del substrato/ m2

Ca = está definida en la parte . . .

2 .5

Interpretación y reporte de los resultados .

Aunque varios sistemas han sido desarrollados para organiza r

e interpretar los datos del perifiton, el método simple no esta universalment e

aceptado.

4'6

Los métodos pueden ser cualitativos o cuantitativos ; los mé-

todos cualitativos tratan de la composición taxonómica de las comunidades en -

las zonas de contaminación mientras los métodos cuantitativos tratan de la -

estructura de la comunidad usando los indices de diversidad, indices de simil i

tud biológica e índices numéricos de saprobiedad .

o

1) Métodos cualitativos (indicador de especies y comunidades )

El sistema de saprobiedad desarrollado por Kolkwitz y Marsso n

es un método ampliamente utilizado para interpretar los datos del perifiton .

Ese esquema divide las corrientes contaminadas registrando -

las como zonas polisapróbicas, pc y,& mesosapróbicas, y zonas oligosapróbicas ,

y enlista las características de cada una de ellas . El sistema ha sido comple

mentado por Fjerdingstad y Sládecék .

2) Métodos cuantitativos .

Este método usa conteos de células por unidad de, área de -

substrato e indices numéricos de contaminación o calidad de agua .

Otros índices incluyen el de Shannon - Weaver, Simpson, y

el Pinkham - Pearson . El sistema de saprobiedad también puede ser utilizado

donde se utilice el código de números asignados para los valores de saprobie-

dad media. Los resultados también pueden ser expresados usando la distribució n

.normal truncada a lo largo de las ,especies'de diatomeas, así como también el -

IA .

4 7

Estas placas permanecen como referencia de las coleccione s

hechas en el campo .

Mezclar constantemente por unos segundos'las muestras con -

preservativo, utilizando un agitador . Preparar colorante de fucsina ácida di-

solviendo I g de fucsina ácida en 100 ml de agua destilada, agregar 2 ml de -

ácido acético glacial, y filtrar Poner una muestra medida en un tubo de ce n

trifuga con 10 ó 15 ml de colorante de fucsina ácida, mezclar la muestra y e l

colorante varias veces durante un periodo de coloración de 20 min, centrifugar

a 1,000 g/20 min .

Decantar el colorante, teniendo cuidado'de no revolver el -

sedimento, o sacar el sobrenadarte con un sifón, adicionar de 10 a 15 ml de -

propanol al 90%, mezclar, centrifugar por 20 min, y decantar el sobrenadante .

Repetir utilizando dos lavados de propanol al 100% y un lavado de xilol, cen -

trifugar, decantar el xilol y adicionar xilol nuevo . En esa fase almacenar la

muestra en botellas bien selladas o preparar las placas .

Las placas de perifiton que van a ser utilizadas para exami -

naciones cuantitativas requieren de una dispersión azarosa de una cantidad -

conocida de la suspensión de xilol ;.utilizar'un microagitador para separar -

las masas de algas antes de remover parte de la muestra de esa suspensión . -

Contar un número de gotas de la muestra suspendida dentro de un circulo delg a

do de medio montado sobre una placa .

Mezclar la suspensión de xilol y el medio con una espátula -

hasta que el xilol se haya evaporado, calentar la placa sobre una plancha ca -

liente a 45°C y cubrir la muestra con una cubierta deslizable . .

4 8

Contar los organismos sobre las placas preparadas usando l a

magnificación más apropiada para el nivel deseado de identificación taxonómica .

Contar en franjas o campos al azar, calcular la densidad algal••por unidad de -

área del substrato :

Organismos / área muestreada =N x At x Vt

Acx VS x As

2 .6 Bibliograffa

- U .S . ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY .- Biological Field and Labora-

tory Methods .for Measuring the Ouality of Surface Waters and Effluent s

.-,Environmental Monitoring Series (1973) .

- SCHWOERBEL, J .- Métodosde Hidrobiologia.- la . Edición .— Editoria l

H . Blume .- Madrid (1975) -

- APHA, AWWA, WPCF .- Standard Methods for the Examination of Water an d

Wastewater .- 15 th Edition .- Washington, (1976) .

3 . ANALISIS DE RESULTADOS

3 .1

Introducción

Los datos ecológicos se han dividido tradicionalmente en dos cla -

ses generales :

- Cualitativos, que tratan de la composición taxonómica de la s

comunidades, y

- Cuantitativos, que tratan de la densidad de población o de las

tasas de los procesos que ocurren en las comunidades .

Se ha utilizado de manera especial cada clase de datos .

a) Datos cualitativos

Ciertas especies pueden ser identificadas como :

1) De agua clara u oligotrófic a

2) Facultativas o tolerante s

3) Preferentes de regiones contaminadas .

Teniendo conocimiento de los requerimientos ecológicos, se puede n

comparar las especies presentes en diferentes estaciones del mismo rio, (Ga u

fun, 1958), en un, lago- (Holland, 1968), comparando las especies de diferen -

tes lagos o de diferentes ríos (Robertson and Power, 1967) o bien, los cam-

bios de las especies en un río o lago .en un periodo de 1 ó varios año s . (Carr

& Hiltenen, 1965 ; Edmondson & Anderson, 1956 ; Fruh, Stewart, Lee & Rohlich

)566 ; Hosler, 1947) .

5 0

b) Datos cuantitativos

,Los parámetros más :tipicos incluyen :

- Cantidad- (algas/ml ; bentos/m2 ; pez/réd/día) .

- Volumen —(algas/mm3/litro)

- Biomasa o peso- (peso seco; peso exento de cenizas )

- Contenido químico- (clorofila )

- Calorías .0 unidades equivalente s

Procesos (productividad, respiración, etc . )

3 .2 Análisisdelos resultados

Históricamente, el principal uso de un análisis .estadistico en el

tratamiento de datos biológicos, está relacionado con la recolecta y elanáli

sis de las muestras para los parámetros anteriomente mencionados . Reciente-

manta se han desarrollado muchos métodos para convertir los datos taxonómico s

en formas numéricas, para permitir una mejor comunicación entre la biología y

otras disciplinascientificas, y' para poder dar un tratamiento estadístico a

los datos biológicos .

.Estadísticamente,' de los datos biológicos podemos obtener indice s

de,diversidad, sucesión, productividad, abundancia, dominancia relativa, va-

lor de importancia, frecuencia, frecuencia relativa, densidad, densidad rel a

tiva, distribución, etc .

En este manual sólo se incluyen los métodos para determinar el nú

mero de especies, indices de diversidad, dominancia, frecuencia y número d e

organismos totales en la muestra .

5 1

Se deben analizar un promedio de 10 gotas (muestras de 1 ml par a

celdas Sedwick-Rafter) de una muestra de 100 a 125 ml aproximadamente, par a

que el análisis sea representativo .

Se analizan las muestras y se acomodan los datos en una tabla com o

la que se anexa a continuación, donde además se incluyen datos para ejemplif i

car los métodos .

3 .2 .1

Número total de organismos en la muestra (100 ml), factor

de corrección .

* 125 ml 100 ml

** 1 ml x

•

Es el volumen total de la muestra recolectad a

** Es el volumen analizada en la celda S-R

x = 8 ml

O sea, que se de 125 ml tomamos 1 ml, ésto corresponderá a

0 .8 ml en un volumen de 100 ml, es por eso que :

Si en 0 .8 ml hay 429 .5 Oscillatoria formosa promedio, en 1

ml habrá "x" : igual a 536 .25/ml . Y así se sacan las relaciones para los de-

más organismos (Ver la tabla ) .

0 .8 ml

-

276 .4 Anabaena constricta promedio

1 ml

-

X

345 .5/ml

0 .8 ml

3 .5 Euglena viridis promedio

1 ml

X = 4 .37/ml

0 .8 ml

-

2 .3 Nitzchia palea promedio

5 2

1 ml

-

X = 2 .8/ml . . .

0 .8 ml

-

11 .7 Closterium acerosum promedio

1 ml

-

X = 14 .62/ml

0 .8 ml

4 .7 Nostoc linckia promedio

1 ml

-

X = 4 .85/ml

0 .8 ml

` .8 Synedra ulna promedio

1 ml

X = 1/ml

0 .8 ml

-

4.8 Scenedesmus acuminatus, promedio

1 ml

-

X = 6 .0/ml

El número total de organismos promedio por ml es de 914 .95 :

si 914 .95 organismos están en

1 ml

cuántos organismos CC) habrá en

100 ml' .

X = 91,495 organismos/100 ml

3 ;2 .2

Dominanci a

Dominancia

=número total de cada especie

100Xnúmero total de todas las especies

4295 100

- 58 .5 %Oscillatoria formosa -

X733 7

Anabaena constricta2764

X-

100

= 37 .67 %733 7

, 3 5Euglena viri0is =

X 100 0.47 %7337

23Nitzchia palea X 100

_ 0 .31

%7337

11 7Closterium acerosum _

X 100

= 1 .6 %7337

'

47Nostoc linckia X 100

= 0 .64 %733 7

8Synedra ulna =

X7337 100

= 0 .11

%

48Scenedesmus acumi.natus

X 100

= 0 .65 %7337

ESPECIES

Núm.deGota

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 TOTAL PROMEDIO

Oscillatoria formosa 503 402 493 474 390 443 370 412 370 438 4295 429 . 5

Anabaena Conatricta 383 220 316 253 210 298 302 276 289 217 2764 276 . 4

Euglena viridis 3 4 4 2 5 5 2 3 2 5 35 3 . 5

Nitzchia Palea 6 3 3 2 1 . 2 2 2 1 1 23 2 . 3

Closterium acerosum 18 10 9 13 12 17 11 10 8 9 117 11 . 7

Nostoc linckia :4 3 3 7 6 3 8 3 2 8 47 4 . 7

Synedra ulna 2 2 0 0 2 0 1 'O 0 1 8 0 . 8

Scenedesmus acumimatus 2 3 1 0 4 7 5 3 17 48 4 . 8

T 0 T A L 92 647 829 751 630 775 701 712 675 696 7337 733 .7

54

3 .2 :3 Frecuencia y frecuencia relativa

Frecuencia = - número de muestras donde aparecelaespecienúmero total de muestra s

1 0Frecuencia de :Oscillatoria formosa 1 : 0

1 0

1 0Frecuencia de Anabaena constricta . 1 . 0

1'0

Frecuencia-de Euglena viridis ~~ = 1 . 0

Frecuencia de Nitzchia palea ~~ = 1 .0

Frecuencia de Closterium acerosum10

= 1 :0 ,

Frecuencia deNostoc linckia . = 1 . 01 00

Frecuencia de Synedra ulna

1 0 0 .5

9Frecuencia de Scenedesmus acuminatus =

0 . 910

i b) Frecuencia

Frecuencia'de lasp . (x )relativa

Ede todas . las frecuencias

sp . = especie

sumatori a

de todas las frecuencias es

7 .4

X 10 0

Frecuencia relativa de Oscillatoria formosa 100 = 13 .511, 07 . 4

Frecuencia relativa de Anabaena constricta1 . 0

7 .4100 = 13 .51

Frecuencia relativa de Euglena viridis ~ :

x 100 = 13 .5 1

Frecuencia relativa de Nitzchia palea 1 . 07 .4

x 100 = 13 .5 1

Frecuencia relativa de Closterium acerosum

~ . 4x 100

.13 .5 1

5 5

Frecuencia relativa de Nostoc linckia~ .4

x 100 = 13 .5 1

Frecuencia relativa de Synedra ulna07 .4

x 100 = 6 .75

Frecuencia relativa de Scenedesmus acuminatus0 .9

x 100 = 12 .1 6

3 .2 .4 Indice de diversidad

Indice de diversidad (ID) = [3 .3219

log N - (1/N

(ni x log ni

)J

donde :

N = Promedio total de las especie s

ni = Promedio de cada especie

1130 .8

= 276 .4 - (log 276 .4)

=

674 . 8

1 .90

0 .83 1

12 .49

3 .1 5

0 .0 7

3 .270

1827 .17 1

Log N = log 733 .7 = 2 .86

I .D .

= 3 .3219

[2 .86 - - (1 .3630 x 10 -3 )

(1827 .171 )]

= 3 .3219

(2 .86 -

2 .4903)

= 3 .3219

(0 .3696 )

= 1 .2279

ni

x log ni

= 429 .5 • (log 429 .5 )

_

3 .5

(log

3 .5)

=

2 .3

--(log .

2 .3)

_

11 .7

(log 11 .7) _

4 .7

(log . 4 .7)

_

=

0 .8

(log .

.8)

=

4 .8

(log . 3 .8)

_

=

- (ni x log ni .

)

56

3 .2 .5 Tabla para determinar la cantidad de sp .- (promedio de

individuos por gota)

0 - 0 .9

raros

1 - 4.9

Escasos

5 - 69 .9

Comunes

70 - 399.9

Frecuentes

400 Abundantes

Comparando :

Synedra ulna

(0 .8 ) raras

Nitzchia palea

. (2 .3 ) ;

Eugléna viridis . .•

(3 .5) ; Nostoc linckia(4 .7) .

Escasos

Closterium acerosum

= (11 .7

) comune s

Anabaena constricta

= --(276 .4) frecuentes

Oscillatoria formosa

= (429 .5) abundantes

3 .2 .6 Indice de similitud biológic a

Este . método consiste en determinar el porcentaje de sema -

janza de las especies de un área o estacón de muestreo con con respecto a

otra . (Odum, 1972) .

Indice de similitud (S )

x 100S

5 7

Donde :

A = número de especies en la muestra A

B = número de especies en la muestra B

C = número de especies comunes a ambas muestras

E S T A C I O N E S

ESPECIES 1 2 3 4 5 TOTAL

Oscillatoria formosa 2 6 8 7 11 39

Anabaena constricta 0 4 7 . , 11 14 3 6

Euglena viridis 8 1 0 ' 31 18 24 81

Nitzchia palea 10 20 60 36 18 144

Closterium acerosum 0 14 1 8 20 93

ÍQostoc linckia 2 1 0 7 10 20

Synedra ulna 0 2 3 2 9 1 6

Scenedesmus acuminatus 4 3 10 1 2 20

T O T A L 26 50 120 90 108 -394

Similitud biológica entre la estación 1 y 2

S = A2+CB x 100

A = número de especies en la muestra 1

B = número de especies en la muestra 2

C

número de especies comunes a ambas muestras .

S = 5 +( ~~x 100 =12 x 100 = 66 .6 de similitud entre l a

estación 1 y 2

5 8

Similitud biológica entre la estación 2y 3

2 CA+ B

A =' número de especies en la muestra 2

B ' número de especies en la muestra 3

= número de especies comunes a ambas muestra s

S = - 2 +(6)

x 100 =;

4 2

x 100 = ' 85 .5 % de similitud entre la esta-ción 2 y 3

Cabe señalar que el análisis de resultados implica la int e

rrelación de los datos obtenidos del muestreo, como son parámetros fisicoqui

micos, datos ecológicos y anotaciones realizadas en la libreta descampo ; -

todos estos datos se relacionan .estrechamente entre si, y sus variaciones o

fluctuaciones provocan los cambios en la distribución, abundancia y diversi -

dad de las especies en el medio ambiente en el que se desarrollan .

3 .3 Bibliografí a

- COX, W.A.- (1979) . General Ecology . Laboratory Manual, 3rd . Edition .

- MARGALEF, R .- (1977) . Ecología . Edit. Omega, 2a . Edición . Barcelona ,

España .

- ODUM, E .P .• (1979) . Ecología, 3a . Edición, Editorial Interamericana .

México .

4 TECNICAS PARA MEDIR LA PRODUCTIVIDAD PRIMARIA

4 .1

Introducción

La productividad primaria de un ecosistema, es la velocidad a la qu e

se almacena la energía por la actividad fotosintética de las plantas verdes .

En un ecosistema acuático, son las algas, los organismos fotosinte -

tizadores (autotróficos) y por consiguiente los productores primarios .

Una gran cantidad de estudios ecológicos requieren de estimacione s

de productividad, así también la productividad de un cuerpo de agua nos pued e

proporcionar información acerca del grado de contaminación o de los requerimie n

tos de tratamiento y las características cualitativas para un determinado uso -

dé esas aguas .

El crecimiento desmedido de algas (bloom) en un cuerpo de agua, impi -

de el uso de este para finés urbanos,

pues confiere al agua olores y co-

lóres,lasmás de las veces indeseables ; el uso industrial de aguas que presente n

gran cantidad de algas es complejo por los problemas de taponamiento de tube -

rías, y por último, el aspecto del cuerpo de agua, turbio y con olor, no perm i

te su aprovechamiento como sitio de recreo .

4 .2

Métodos

Existen diferentes métodos para determinar la productividad de un -

cuerpo de agua, todos ellos, basados en el hecho de que, en un ecosistema acu á

tico, los productores y consumidores primarios son el plancton microscópico -

60

(fitoplancton y zooplancton) suspendido en el agua o fijado a algún sustrato .

4 .2 .1

Cultivos estacionarios .

Este método se basa en la medición de la densidad de la po-

blación planctónica por medio de conteos unitarios en celdas de Sedgwick-Rafter .

El aumento de los cultivos estacionarios en un cierto, : periodosepuede utiliza r

para determinar la productividad ; sin embargo, este método sólo proporciona -

una aproximación preliminar de la velocidad de producción primaria .

4 .2 .2

Carbono 14 .

Consiste en la adición de una cantidad conocida de un is6to-

po radiactivo del carbono.en forma decarbonato,a muestras de agua,lascuales -

son incubadas por el método de las botellas clara y obscura,durante cierto tie m

po,para después extraer el plancton de la muestra, secarlo y medir la cantidad -

de carbono 14 retenida, con . un contador . Con cálculos apropiados y de acuerdo

a las características de cada botella, puede determinarse la cantidad de bióxi -

do de carbono fijado en la fotosíntesis y de aquí una estimación de la producti ..

vidad.

4 .2 .3

pH

Ya que en los ecosistemas acuáticos, el pH del agua es fun-

ción del contenido de bióxido de carbono disuelto1 el cuál es reducido alterna -

damente por . la fotosíntesis y aumentado por la respiración,• . es posible determ i

nar la productividad midiendo estas variaciones .

6 1

Para utilizar este método, es necesario hacer primero una -

curva de calibración para el sistema que se va a estudiar ya que la relación -

entre el pH y el contenido de bióxido de carbono, no es lineal y el grado de -

cambio del pH por unidad de cambio del bióxido de carbono depende de la capa -

cidad amortiguadora del agua . En la práctica, el método consiste en la medició n

continua del pH del sitio a muestrear con un potenciómetro de campo, relaciona n

do los datos obtenidos con la curva de calibración que se preparó previamente .

4 .2 .4 Método de botellas clara y obscura o de oxigen o

Consiste en tomar las muestras de agua en botellas de vidri o

con tapones del mismo material y de un volumen conocido e idéntico para cada -

botella . Cada muestra contiene las proporciones típicas y normales de fitoplanc

ton y zooplancton del habitat ; para un mejor análisis de un cuerpo de agua, de -

ben tomarse muestras en varios sitios y profundidades .

Como usaremos el método Winkler para la determinación del -

oxígeno disuelto, deberán tomarse tres muestras a la vez en cada sitio a mues -

trear, la primera muestra es usada para determinar el oxígeno disuelto inicia l

y las dos restantes se toman como las botellas clara y obscura .

La llamada botella obscura, es una de las botellas de vidrio ,

pintada de negro, forrada con cinta plástica negra o papel aluminio para aisla r

la de la luz . Una vez obtenida la muestra, se tapan las botellas y se colocan -

en el mismo sitio de donde fueron extraidas las muestras . Para respiración y fo

tosintesis el tiempo de incubación dentro del cuerpo de agua no debe ser mayo r

de 24 horas puesto que se invalidan los resultados .

6 2

Después del periodo de incubación de las muestras, se proce -

de a la determinación del oxígeno disuelto en las botellas clara y obscura, s e

anotan los datos en una tabla para posteriormente ` llevar a cabo los cálculos

correspondientes .

La medición de la Respiración (R) en términos de consumo d e

oxigeno, se calcula como :

R = - Co

At

Donde, C i es la concentración inicial de oxígeno disuelto ; -

Co es la concentración final de oxigeno en la bote-

lla obscura y, t el periodo durante el cual se llevó a cabo la incubación de

las muestras .

La re:;piración así calculada, se expresa en mg 0 2/1 /h

La productividad fotosintética total de oxígeno se calcula :

Pf = Cc _ Co

A t

Donde Cc es la concentración final de oxígeno en la botell a

clara . La productividad fotosintética se expresa en :

Pf = mg 0~ /1 ./h

La productividad neta de oxigeno es :

Pn = Pf - R y se expresa en las mismas unidades de

mg de oxígeno por litro por hora .

6 3

Si las muestras se obtuvieron de sitios diferentes en un

cuerpo de agua, el promedio de los valores de Respiración, productividad foto-

sintética y productividad neta, expresará los valores medios de cada concepto .

Es conveniente aclarar que el procedimiento de las botella s

clara y obscura, supone qu e ' los valores de respiración en las botellas es el -

mismo, hasta cierto punto, que los valores del medio natural ; además, este -

método mide sólo una porción de la productividad y de la respiración del total

de la comunidad, ya que, las algas fijadas al sustrato, macrofitos, bentos y -

necton no son tomados en consideración .

4 .2 .5 Clorofil a

La clorofila es un pigmento peculiar de niveles tróficos d e

productores y está relacionada a la capacidad fotosintética de las plantas . -

Consecuentemente, muchos ecólogos la han usado como medida de producción por -

algas . Hay un cierto número de pigmentos de las plantas involucrados en el si s

tema fotosintético_ como son : las clorofilas a, b y c y la familia de pigmento s

amarillos, los carótenoides ; pero es la clorofila a, la más ampliamente usada -.

en estudios de producción . A pesar de que un número de variables adversas afec

tan las concentraciones de clorofila, este procedimiento ha tenido simpatía s

por su simplicidad . De una cantidad conocida de,clorofila por unidad de volu -

men de agua, puede estimarse en forma teórica la relación de productividad pr i

maria total con la cantidad de luz incidente sobre la superficie del agua, el -

coeficiente de extinción y el valor de fijación de carbono por unidad de peso -

de clorofila .

El procedimiento consiste en filtrar 500 ml . de agua o más -

6 4

de la muestra o del cultivo de algas utilizando un filtró de membrana para -

succión. (Si la densidad de algas es mtiy bajá,., se filtrarán volúmenes mayores -

de agua) . Transferir el filtro con las algae a un mortero, agregar 5 ml de

acetona al 90% y moler la muestra ; colocar a muestra molida en un tubo de cen

trifuga, enjuagar el mortero con 5 ml de acetona al 90% y agregarlos al tubo .

Cubrir la muestra y dejar en reposo durante media o una hora para que los pig-

mentos se disuelvan ; centrifugar durante 15 minutos a 1000 RPM hasta aclarar, y

decantar el extracto en un tubo de espectrofotómetro ; determinar la absorba n

cia para la clorofilaa,a 665 nm ; inmediatamente después, determinar una, abso r-

bancia del blanco de la misma muestra a 730 nm ; de esta forma, se determina la -

absorbancia básica de la acetona, ya que los pigmentos no absorben a esta log i

tud de onda . Restar la absorbancia del blanco de la absorbancia a 665 nm, despué s

obtener otra lectura a 430 nm para determinar la cantidad de carotenoides res -

tando la absorbancia del blanco a esta lectura también .

La absorbancia para la clorofila en 665 nm puede incluir la -

absorbancia para las feofitinas, pigmentos resultantes d e . ; .la degradación de l a

clorofila y que se encuentran en algas muertas o materia ., orgánica suspendida .

En algunos cuerpos de agua, estos pigmentos pueden desviar la estimación de -

clorofila de las algas vivas, por, lo que es necesario corregir la presencia d e

feofitinas de la siguiente manera : transferir la muestra,del tubo del espectro-

fotómetro después de haber determinado las absorbancias anteriores , ' a un tubo

de ensaye, añadir 0 .1 ml de HC1 4 N, mezclar y centrifugar durante 30 seg a

1000 RPM (Este tratamiento de ácido remueve el magnesio de los anillos de por -

firina de la molécula de clorofila de tal forma ,que no absorberá a 665 nm, pe

ro la absorbancia de las feofitinas no será afectada) después, se procede a

colocar la muestra tratada en el espectrofotómetro y medir su absorbancia a 66 5

nm y a 730 nm restándolas como se hizo anteriormente ;_este valor refleja la -

6 5

concentración de feofitinas que,restado de la absorbancia de la muestra no -

tratada, nos dará como resultado la absorbancia real de la clorofila .

La concentración de . clorofila en mg/m3 de agua será :

c = (11 .0) (2 .43)(Ap - Aa) (Vp/Vo )

d

.

Donde : 11 .0 es el coeficiente de absorción de la clorofila a

2 .43 es un factor de corrección .

Ap es la absorbancia de la muestra no tratada (con -

feofitinas) .

Aa es la absorbancia de la muestra tratada con HC l

Vp el volumen del extracto de aceton a

Vo el volumen de agua filtrada y

d el diámetro del tubo del espectrofotómetro .

Los valores de Ap y Aa son los valores corregidos de la ab -

sorbancia .

La concentración de clorofila a no está relacionada en form a

simple con la biomasa de algas, ya que la cantidad de clorofila varía con : el

tamaño de la célula, la intensidad de la luz, la especie, la edad, la densidad

de las algas, y los nutrientes . Por esta razón, la conversión de miligramos d e

clorofila a miligramos de carbón o peso seco libre de cenizas, es pocas vece s

usada. La biomasa de la clorofila es expresada simplemente como los miligramo s

de clorofila por metro cúbico de agua .

' 6 6

4 .3

Bibliografía .

- APHA, AWWA, WPCF. (1980) Standard Methods for the Examination o f

Water and Wastewater . 15th ed . U .S .A .

- BROWER J :E . (1979) Field and Laboratory Methods for General Ecology .

2nd Ed . W .M .C . Brown CompanyPublishers . U .S .A .

- COX . G . (1981) Laboratory Manual of General Ecology . 4th ed .W.M .C .

Brown Company Publishers .Washington .

METODOS PARA LA CARACTERIZACION BIOLOGICA DE LA CALIDAD DEL AGUA .

Es una necesidad práctica que está de moda en nuestros días, l.a caracteri-

zación rápida y segura del grado de contaminación de las aguas, debido a la in -

terferencia de las aguas residuales . Desde los primeros trabajos de LAUTERBORN

(1901, 1903) y los de KOLKOWITZ Y MARSSON (1902, 1908, 1909), la valoración -

biológica se ha acompañado de la química, llegando asi a un gran avance en la -

evaluación de la situación de las aguas contaminadas .

La característica biológica de las aguas contaminadas parte de la manera -

en que se altera la condición biológica de las aguas cuando se introducen en -

ellas sustancias venenosas o materia orgánica que pueda descomponerse . Algunos

microorganismos desintegran primero a los compuestos orgánicos (mineralización) ;

los productos intermedios y finales de esta desintegración pueden ser utiliza -

dos por los consumidores y por los productores primarios . De esta manera, los -

organismos por su metabolismo inr.orporan a las aguas, los productos añadidos .

Este proceso, en el cual también participan fenómenos de adsorción en el sed i -

de otra fase fotosintética o autótrofa .

El proceso de autodepuraci6n está, pues, relacionado con los organismos, -

empezando por las bacterias como desintegradores hasta los productores prima-

ríos portadores de clorofila . La importancia real de la evaluación biológica -

de las aguas contaminadas se basa, tanto en la caracterización de la carga co n

taminante como en su capacidad de autodepuración biológica, que no se puede d e

terminar exactamente con ningún método químico . La carga' de contaminación se -

puede valorar con los datos físico-químicos obtenidos en el momento ; por el con

mentó, se denomina, atendiendo a la situación anterior, autodepuración . KN6PP

(1964) distingue con razón una fase oxidante o heterótrofa de la autodepuración

6 8

trario, el análisis biológico da una visión de los efectos duraderos en el agua .

5 .1

Métodos ecológicos .

Si en cualquier ecosistema se produce un cambio en las condiciones -

ambientales, ocurre una transformación más o menos profunda de sus comunidade s

de organismos . Esto es válido tanto para los ecosistemas acuáticos como par a * -

los terrestres . . Es lo que sucede en cualquier masa de agua cuandq sede introdu

cen aguas residuales ; las consecuencias dependen de las características de es-

tos afluentes y de la cantidad de ellos . Si la descarga inicial es muy alta, -

todo. el oxígeno se utiliza para mineralizar la materia orgánica y todos los or -

ganismos que necesiten oxigeno para vivir se ven expuestos a un grave peligro .

La comunidad cambia a favor de los organismos que se manejan mejor con poco -

oxígeno o sin él (anaerobios) . Además, también podrán vivir organismos que s e

alimenten de nutrientes orgánicos . En el transcurso de la autodepuracr_ón se r e

quiere de menos oxígeno para la mineralización y la oferta del 02 para los se -

res vivientes se hace más favorable . Es decir, hay otra vez un cambio hacia los

organismos que necesitan oxigeno (aerobios), de los cuales aparecen primero -

las especies heterótrofas y después las autótrofas . En el mejor caso se vuelve

a la situación que existía antes de la entrada de los contaminantes (figura 5 .11

Sin embargo, el grado trófico del agua ha auméntalo, dado que ha aumentado la -

cantidad de nutrientes orgánicos . Esto se consigue, sobre todo, en el sistem a

cerrado de una masa de agua remansada .

La caracterización biológica-ecológica de la pureza de un agua, par -

te del principio de que el grado de impureza se puede deducir del estado bioló -

gico, sin saber en detalle les condiciones químicas de las aguas residuales . -

Se parte de la base . de que el estado biológico es típico para cada grado de -

6 9

contaminación . El análisis biológico se sigue en dos direcciones : o se esta -

blecen los organismos típicos para el grado de contaminación (los llamados or

ganismos indicadores), .y se les sigue su frecuencia de aparición, como se hac e

en los métodos que tabajan según el sistema de los saprobios, o se toma com o

base de valoración el empobrecimiento de un espectro de especies "naturales" ,

como ha hecho Kothé con su "déficit de especies" . Otros métodos, que determi -

nar las relaciones de reductores, consumidores y productores entre si, se re -

fieren exclusivamente al proceso de autodepuración (Tabla 5 .1) .

Aguas residuales

Distancia a la entrada de aguas residuale sFig . 5 .1 - Cambios de las condiciones físicas y químicas y , por tanto, de l apoblación, en el curso de una corriente al entrar aguas residuales con materiaorgdnica (de Hynes, modificado) .

5 .1 .1

Métodos basados en el sistema de los saprobios .

a) Sistema de Kolkwitz y Marsson

Cohn (1953) y su discipulo Mez (1898), llevaron a cabo las -

primeras investigaciones para una caracterización biológica del agua . Lauterbor n

NO 3

Hongos de aguas residuale s

cvo~orá ►gas

rotozoo s

Fauno Qe agua limpi a

ot, : ./cedo

(00 . .0/s.

7 0

(1901) creó el concepto de mundo de vida sapropélica, con el cual se refería -

a los organismos del barro de las aquas remansadas, y consecuentemente defini ó

la zona sapróbica como la zona donde tienen lugar los procesos de descompos i-

ción . Kolkwitz y Marsson (1902, 1908, 1909 ; Kolkwitz 1950) establecieron el -

primer sistema de los saprobios con un gran número de organismos indicadores -

para las diferentes zonas de contaminación . El hecho de que este sistema se

utilice todavía con buenos resultados en la biología de las aguas residuales ,

a pesar de muchas críticas y discusiones, indica lo correcto que era este sis-

tema . Liebmann (1947, 1962) fue el primero en revisarlo con base en nuevos re -

sultados científicos, y además lo hizo extensivo para las aguas remansadas, lo s

cuales no se había hecho antes (véase más adelante) :. A continuación hubo mucha s

discusiones sobre los fundamentos del sistema (sobre ésto, véase Caspers y

Schulz 1960, 1962; Caspers 1966 ; Knopp 1962 ; . Elster 1962) ,

El sistema de Kolkwitz y Marsson comprende 4 grados sapróbi -

Fuertemente contaminada : zona polisapróbica(r )

Muy contaminada : zona alfa-mesosapróbica (d )

Moderadamente contaminada :' beta-mesosapróbica (n) '

Apenas contaminada: zona oligosapróbica (o )

Cada organismo del sistema sapróbico está colocado en una -

o en dos zonas adyacentes . Si se estudia un tramo de un rio, se puede saber l a

cos :

carga contaminante a partir del número y frecuencia de organismos indicadores .

Tabla 5-1

Sistema de los saprobios . Distinción de zonas en un proceso de autodepuración ,con indicación de algunos organismos característicos, que, en la práctica pue-den considerarse como indicadores de distintos grados de contaminación . Segúndiferentes autores .

Zona deConsumo Consumo debioquímico permanganade oxigeno to ,

(CBo5)

ml O 1- 12

Bacterias Organismospor ml

característicos

m&s de

Sphaerotilus natans, Zoo-2 000 000 glea ramigera, Leptomitus

lacteus, Oscillatoria, Chlo-rina, Oikomonas mutabilis ,Hexamitus inflatus, Poly -toma uvella, Euglena viri-dis ; Vahlkamofia limax, -Vorticella microstoma, Cy-clidium citrullus, Colpi-dium colpoda, Saprodiniumdentatum, Metopus spiralis ,Colpoda steinii, Rotarianeptunia, Tubifex tubifex ,Asellus coxalis, Chironomusthummi, Eristalomyia tenax ,Psychoda sp .

100 000-

Oscillatoria tenuis,o.li-1 000 000 mosa, O . splendida, Phormi-

dium autumnale, Merismopedi apunctata, Fusarium aquaedu-tom, Anthophysa vegetans,iChilomonas paramecium, Dia-toma elongatum, Bacillaria-paxillifer, Navicula crypto-cephala, Hantzschia amphioxys ,Chlamydomonas , Gonium , Pando-rina, Stigeoclonium tenue, -Closterium moniliferum, Pe-diastrum boryanum Ankistro-desmus falcatus , Scenedesmusguadricauda , Chlorella, Eugle-na, Phacus, Menoidium pellu-cidum, Peranema trichophorum ;Ameliavulgaris, Euglypha --alveolata, Spirostomum ambi-guum, Paramecium caudatum, -Oxytricha fallax, Vorticell a

Polisaprobios

15-100 .

35-100

Mesosaprobios

3,5-12

12-35

Consumo Consumo debioquimico permangan ade oxigeno to .(CBO5)

ml O 1-1 .

ml 02 . 1- 1

2

convallaria, Colpoda cucu-lltis, Carchesium polypinum ,Stentor coeruleus, Aspi-disca costata, Coleps hir-tus, Brachionus urceolaris ,Lecane lunaris,Rotaria ci-trina,Limnodrilus clapare-dianus, Stylaria lacustris ,Erpobdella octoculata, Daph-niapulex, Stratiomvs cha -maeleon, Simuliúm, Culex ,Napaciheréa, Phryganea, Ra-dix, ovata, Barbus .

Oligosaprobios

.1-3'

5-12

menos de .Calothrix parietina,Phormi -100 000

dium papyraceum, Chamaesi-phon sp .

-Meridion circulare,Nitzs-chi a linearis , Diatomahie-male, Rhopalodia gibba,Eu-notia, Vaucheria, Tribonema, .Ulothrix zonata, Cladophoraglomérata, Coélóchaete scu -tata ; Nitella, Batrachos-permum, Lemanea ; Nassula -elegans, Ophridium versati-le',Vorticella similis ; Hal -teria qrandinella, Crenobi aalpina,Euplanaria gonoce-phala, Gammarus, Ecdyonurus ,Rhithrogena,'Perla, Ephemera ,Ancylus fluviatilis, Margari-tana marqaritifera, Salmo - .trutta .

zona de Bacterias Organismospor ml

caracteristicos

73

Revisión de Liebmann : Liebmann conserva los 4 grados clási -

cos, pero los denomina clases de calidad y los designa, en las series descri -

tas anteriormente, como clases de calidad IV-I . Recomienda el utilizar sobre -

todo los protozoos cosmopolitas para la valoración de la calidad del agua . S i

se hace así, aumentan desde luego las dificultades para la clasificación de lo s

organismos ; además, la investigación en las fases finales de autodepuración -

no sería biológicamente correcta .

b) El sistema de Fjerdingstadt (1964) :

Fjerdingstadt subdivide las 4 zonas del sistema clásico y -

utiliza como indicadores las comunidades de bacterias y algae :

ZONA

COMUNIDADES

I . Zona coprozoica Comunidades de bacterias o del fla-gelado Bodo o de ambos

II . Zona alfapolisapróbica 1 . Comunidades de Euglen a2 . Comunidades de Rhodo y Thiobacte-

rias3 . Comunidades de Chlorobacterias

III . Zona betapolisapróbica 1 . Comunidades de Beggiatoa .2 . Comunidades de Thiothrix nivea3 . Comunidades de Euglena

IV . Zona gammapolisapróbica I . Comunidades de Oscillatoriachlorina

2 . Comunidades de Sphaerotilusnatans

V.

Zona alfamesosapróbica

Comunidades de Ulothrix zonata(alto grado trófico) u Oscillatoriabenthonicum o Stigeoclonium tenue

VI .

Zona betamesosapróbica

Comunidades de Cladophora fracta ode Phormidium

.ZONA

COMUNIDADES

. VII :

Zona gammamesosapróbica

Comunidades .de rodofíceas (Batrachos-permum moniliforme o Lemanea fluviati-lís o'comunidades de Clorofíceas .

VIII . Zona oligosapróbica Comunidades de clorofíceas (Drapar-naldia glomerata) o una comunidad pu-ra de Meridioncirculare o comunida-des de Rodofíceas (Lemaneaannulata ,Batrachospermum vagum o Hildebrandiarivularis o comunidades de Vaucheria

- sessilis o de Phormidium inundatum )

IX .

Zona cataróbica

'Comunidades de clórófíceas "(Ch1o-rotylium cataractum y Draparnaldiaplumosa) o de Rodofícéas (Chantra-sia calybdea y Hildebrandia rivula-ris) o comunidades_de algas incrus-tantes(Chamaesiphon polonius y diferentes especies de Calothrix) .

1,2 y3 son diferentes grados de contaminación dentro de un a

zona .

El sistema de Fierdingstadtutiliza sólo unoscuantos organis-

mos indicadores para la delimitación de las 9 zonas . Es primordial una docume n

tación del proceso de autodepuración . En la práctica existe la dificultad de' -

que algunas algas, especialmente Cladophora y Phormidium, no se pueden identi

ficar con seguridad o sólo se pueden clasificar después de mucho tiempo (po r

cultivos) . Al utilizar el sistema hay que tener en cuenta que se creó para las

cóndiciones de las aguas danesas, que son generalmente aguas de tierras llanas .

Según los estudios de Backhaus sólo es válido para aguas corrientes ricas en -

calcio .

c) El sistema de Sládécek (1961) :

7 5

Sládecek y, antes de él, Sramek-Husek (1956), extendieron e l

sistema clásico a contaminaciones especialmente intensas (eusaprobiedad) y tam

bién a aguas residuales tóxicas, así como a contaminaciones radiactivas (trans -

saprobiedad) ;

Catarobiedad

Catarobiedad

(agua muy limpia )

Limnosaprobiedad(aguas superficialesy subterráneas con-taminadas )

Eusaprobiedad(aguas residuale sdomésticas e industriales, están su-jetas a la destruc-ción bacteriana )

Trans-saprobiedad(sin destrucciónbacteriana)

Oligosaprobiedad

Corresponde al sistemabeta-mesosaprobiedad de Kolkwitz y Marson .alfa-mesosaprobiedadpolisaprobiedad

Isosaprobiedad

' Zona de los ciliados -Metasaprobiedad

Zona de los flageladosincoloros '

Hipersaprobiedad

Zona de las bacterias

Ultrasaprobiedad

Zona abiótica, pero notóxica.

Antisaprobiedad

Zona tóxicaRadiosaprobiedad

Aguas residuales radiactivas

En este sistema se tienen en cuenta todas las clases y gra -

dos de contaminación . Naturalmente las zonas abióticas de las aguas no se pue -

dén caracterizar biológicamente .

5 .1 .2

Realización del trabajo :

La ejecución práctica de una caracterización biológica de l a

calidad de un agua por el sistema de los saprobios, se efectúa mediante los s i

guientes pasos :

1 . Recogida de los organismos de una determinada área

7 6

2. Clasificación de los organismos recogidos y determinació n

de'sú frecilenciá.

3. Interpretación y representación de los resultados .

5 .1 .2 .1

Recogida de los organismos :

Esto se discute con detalle en los capítulos 1' y 2 '

de este manual . Es mejor recoger cualitativamente en in•área grande, que cua n-

titativamenteen una pequeña ; sin embargo, se deben tener en cuenta todos los -

sustratos . Los lugares donde se van a tomar las muestras se deben situar con -

exactitud antes de empezar las investigaciones . Deben estar lo suficientemente

cerca uno de otro, es decir, que se consideren todas las • ,carácteristicas fisi o

lógicas de un agu a) ,que sean fácilmente accesibles a. cualquier nivel del agua ,

y que el sustrato que se estudie tenga una extensión lo suficientemente grande

para que se evite el obtener sólo . hallazgos aislados . También es importante qu e

todos los lugares se estudien durante un año, y si es posible, varios años .

5 .1 .2 .2' Clasificación y frecuencia de los' organismos :

Para la clasificación . de los animales y las planta s

se pueden usar las claves de identificación que se incluyen en el ápendice I I

y también el trabajo de Lund (1960) . Los libros de Liebmann son especialmente- .

útiles para los orgañismoss indices ; pues los dibujos facilitan la identifica-

ción ; es también muy útil el precioso libro de Sládecek (1963) "Guide to limno-

saprobical organisms" . Muchos organismos, sobre todo los más grandes, se pueden

identificar in situ, y también se puede calcular su frecuencia ; con el resto -

se hacen frotes y se estudian en el laboratorio .

7 7

Se saca la frecuencia de las diversas especies e n

el lugar de investigación, o se da en números absolutos (Método de Zelinka y -

Marvan) o se estima . Knopp (1955) utilizó una escala con ,7 grados .1=un sólo -

hallazgo, 2= poco, 3= de poco a un valor medio, 4= valor medio, 5= valor medi a

no a mucho, 6= mucho y 7= abundante . Si se parte del supuesto de que un inves -

tigador estudia sólo una masa de agua, entonces los errores personales de es -

timación serán siempre los mismos y no son importantes . Pero lo pueden ser al

comparar diferentes trabajos de diferentes aguas . Pantle y Buck utilizan sólo

3 grados de frecuencia : 1= hallazgos casuales, 3= frecuentes y 5= abundantes ;

naturalmente estos grados Ron más fáciles de estimar .

5 .1 .2 .3 Interpretación y representación de los resultados

a) Método de Knapp : Knopp (1965) estudia la población

animal y vegetal de la ribera y dela zona del fondo de un trecho de un rio, -

y fabrica una "sección biológica longitudinal de calidad" . En ello hay que te -

ner en cuenta dos factores : la presencia de organismos indicadores y su abun -

dancia . En cada sitio de investigación las especies encontradas se colocan en -

los cuatro grados de saprobiedad, y se expresa su abundancia de los lugares es -

tudiados con los valores de 1-7 . Los valores de las frecuencias de las especie s

se suman para cada grado de saprobiedad, y las frecuencias de las especies qu e

pertenezcan a dos grados adyacentes se dividen proporcionalmente (2 :1 o de otr a

manera según la frecuencia) . El resultado de esto son 4 sumas ; I¿o, i p,L ( Yá 1

(correspondientes a los cuatro grados de saprobiedad) .

En la representación gráfica de los resultados (sec

ción biológica longitudinal de la calidad del agua) se ponen . los cuatro valores

en el eje de las equis hacia arriba o hacia abajo . El eje de las x representa -

7 8

el recorrido del agua, asilos lugares de investigación se pueden marcar a es -

cala . En cada lugar de investigación se ponen hacia arriba les llamados valores

positivos¿o

y hacia abajo *d y j4, los valores negativos . Los valore s

del mismo grado de saprobiedad se unen entre si y las áreas resultantes se pro -

curan hacer patentes mediante puntos, rellenándolas, lineas, etc . (figura 5 .2) .

Así, se visualiza claramente la sección biológica longitudinal de la calidad -

del agua con descargas (impurezas ) ' en los diferentes lugares de estudio y a l o

largo del curso del rió :

Ademâs .Knopp introdujo los conceptos de "pureza

relativa" y "carga relativa", que también se pueden calcular de la suma de las

frecuencias de los diferentes organismos indicadores :

Pureza relativa 4(0 +0) en %A O +A +'(+j )

Carga relativa = 1(e.+ oC )

£(O+ , +off+ e )I ,

Estos valores también se pueden representar dibu -

jando una curva a lo largo del curso del río (figura 5 .21 .

b) Método - de Pantie .y .Buck (1955) : Se calcula la

frecuencia (h) .de cada especie encontrada según los tres grados de frecuencia

anteriormente mencionados ; además se sitúa a cada especie en el sistema de los

saprobios . Se toma su grado.sapróbico (S), es decir, su lugar en el sistema ,

de las listas de Liebmann (1952), 1962) ; siendo para :

Organismos indicadores oligosapróbicos S .=1 ,

Organismos indicadores beta-mesosapróbicos S .= 2 ,

en %

79

Organismos indicadores alfa-mesosapróbicos S .= 3 ,

Organismos indicadores polisapróbicos

S .= 4 ,

De estos datos se obtiene el indice de saprobie-

dad de cada lugar según

s = z¡ (s .h )h

La calidad del agua se clasifica según el siguien-

té esquema :

S = 1,0 - 1,5 : Contaminación muy débil (o) ,

1,5 - 2,5 : Contaminación. moderada ()8) ,

2,5 - 3,5 : Contaminación fuerte (0{ )

3,5 - 4,0 : Contaminación muy fuerte (P )

Para hacer una ilustración visual de los resultado s

se pintan de diferentes colores los valores hallados para "S" a lo .largo del -

curso del río .

El método de Pantie y Buck y el de Knapp sehicie -

ron para aguas corrientes, Schrader (1959) pudo determinar el grado de contami -

nación de embalses con este método, con resultados satisfactorios . Breitig -

(1961) trabajó en aguas corrientes, y V . Tumpling y Ziemann (1961) demostraro n

que el grado de error de "S" es relativamente pequeño . V . Tumpling . (1960) de-

mostró con el caso del Werra que las curvas de los índices sapróbicos corres -

ponden bastante bien con la carga relativa de Knópp .

Amplitud de las diferentes zona s

Sin contaminocion

Contaminació nmoderadamente media

ontaminoción moderadamentefuert e

Exesiva contaminación

I

300t

t200-

~

~ ri

0 k m

el in

alg : • 5 .c c '~ t

= dY ~ó

'z Ñ

i.o a `-co 3á~

ó

r lg.5-2 . ; 4rreba corte longitudinal de ,o ' coihdad del agua del' Méno según e lindtat® gráfico de valoración de Knapp Abajo : representación de la calida dreletira pare el mismo . tramo del reo i; os puntas de,'Is69.=°cgrvQs--- se . han unid oem somos' cesas en slineo recto (Mt Knapp, 195S)

8 1

c) Método de Zelinka y Marvan (1961) : Zelinka y -

Marvan estudiaron cómo se distribuye un gran número de organismos de aguas re-

mansadas 'y corrientes en un gradiente de condiciones sapróbicas de 5 clases o

grados . Los 5 grados corresponden a las zonas del sistema clásico, pero adema s

sé añade la zona xenosapróbica para aguas totalmente limpias . Determinaron p a-

ra cada especie (mediante investigaciones propias, por comparación con datos -

químicos y también consultando la bibliografía existente), su distribución e n

las diferentes clases de saprobiedad, dando un valor a cada caso, de tal mane -

ra que la suma de esta "valencia sapróbica" es igual a 10 para cada especie, -

como muestra la tabla siguiente :

Esp . x o at

p

g

A l 3 3 3 1

1

A2 5 5 3

A3 4 . 6 3

A4 2 7 1 3

A5 + 8 2 4

(+ significa un sólo hallazgo )

Esta valencia sapróbica no corresponde a la abun -

dancia de las especies en los diferentes grados, sino que es una expresión de -

una distribución según un centro de gravedad . De acuerdo con esta distribución ,

a cada especie s e, le da un "valor indicador" que caracteriza su valor como or -

ganismo indicador (véase en el ejemplo anterior los valores debajo de g, en -

la última columna) . Las especies que prefieren un grado de saprobiedad ( A5 ), -

tienen un valor indicador mayor que las especies que se distribuyen más difus a

mente (A l ) . El valor más alto es 5, el más bajo es 1 . Beer (1958) y V . Tumpling

(1960) usaron ya subdivisiones similares .

b%

La frecuencia o abundancia de cada especie se cal -

,-uia de las muestras recogidas (número de individuos, no estimaciones), y es -

re número se multiplica por la valencia sapróbica de la,. especie de cada grado

sapróbico y además por su valor indicador . El resultado .de estos cálculos par a

el ejemplo anterior se da en la siguiente tabla :

Especie Frecuencia resultados de la multiplicación para

-

(h) oC

p

69 207- 207 ' 207 69

31 465 465

30 360 , . 540 .

A4 42 252 882 . 126

256 64

Suma 1284 2350 397 69 0

Media 3 .1.3 5 .73 0.97 0 .17

El cálculo del grado sapróbico se hace según las -

siguientes fórmulas :

Para la zona xenosaprobia, X = £ (x . h, g )

Para la zona oligossprobia, O .

g(o . h . g )2 (h . q )

Y de la misma manera para las zonas beta, alfa y

p . Por tanto para A l la frecuencia 69 se multiplica por tres (valencia saprób i

ca en X) y por 1 (valor indicador), y el resultado, 207, se pone debajo de x, -

y así sucesivamente para cada especie y cada grado . Entonces se suman los dife-

rentes valores de cada columna F(x .h .g), para x 1,284, y se divide por la su -

ma de las "h" por las g . Esta suma val ,? en nuestro ejrrnplo 410 . Si se dividen

las sumas de los diferentes grados de saprobiedad entre 410, se obtiene para -

~ (h . g )

8 3

cada grado un valor medio ; la suma de estos valores medios debe dar 10 .

De esta manera se analiza cada lugar de . investiga-

ción . El valor medio más alto es el grado sapróbico de ese lugar de investiga-

ción . Las relaciones medias numéricas de los valores medios se . pueden ver muy

claramente con gráficas .

Lleva más tiempo el método de Zelinka y Marvan qu e

el anteriormente descrito, pero resulta más exacto, porque su base hipotétic a

es más correcta . La valencia sapróbica caracteriza mejor que la simple consi -

deración de una sola zona del sistema de los saprobios ; además no se hacen re -

cuentos . En casos particulares uno tiene que decidir si el tiempo que se pier-

de se gana eh precisión .

Para muchos organismos están ya determinados su -

valencia sapróbica y su valor indicador (Zelinka y Marvan 1961) . El método se

puede aplicar tanto en aguas remansadas como en corrientes . Sládeckova y Sláder

(1963) determinaron con este método el grado de contaminación de presas, sobr e

todo clasificando el perifiton crecido en placas de vidrio (para el método ,

véase el capítulo 2 de este manual) .

d) Método de Liebmann (Método de Munich) :

Este método se basa en el sistema clásico de los -

saprobios, que Liebmann emplea también para valorarlas aguas remansadas . Al -

contrario de todos los métodos citados hasta ahora, la escuela de Munich evit a

toda formulación matemática y se basa éxclusivamente en la experiencia persona l

del investigador . Se tiene en cuenta cada organismo, y el experto sabe qué va-

8 4

lor tiene para la caracterización de epa:áqua;estambién la experiencia de es-

,ta clases lá base de las . tablas : de Zelinka y Marvan, pero aquíparece estar - -

El . método de Munich registra las clases de calidad

halladas en el área o en el curso investigado de la masa de agua . Se hace, pues ,

un mapa o dibujo de ; la calidad del agua ; para ello se utlizan 4 colores para -

las cuatro clases de agua: azul para laclase calidad I . verde para la II, ama

rillo para laIlI y rojopara ,la IV, para los valores intermedios se dividen -

los colores (pero no se mezclan) .. Los mapas de calidad que se obtienen son mu y

evidentes e instructivos, e indican perfectamente con los colores'rojo y aman

llo los puntos neurálgicos de la carga contaminante . No podemos entrar en la- -

discusión originada por la aplicación de este método en las aguas remansadas y

en las nuevas investigaciones de ello (por ejemplo, Zahner.1964) c

5 .1 .3 Fuentes de error de los métodos que utilizan sistemas sapró-

bicos .

La•objección más importante que se ha hecho .contra los sis-

temas sapróbicos es que, dado que no se han•estudiado fisiológicamente los or -

ganismós qué se recogen en ellos, no sabemos qué información pueden dar como -

organismos indicadores . Esto es verdád ;solamente -en casos aislados se sab e

algo más, y el sistema clásicose basa en la experienciapersonal'de Kolkwitz ,

Marsson, Lauterborñ y otros, que han trabajado en ello . En la práctica, lo que

se necesita es un método para una valoración biológica de las aguas, y que to-

dos los que usen este sistema trabajen de la misma manera y con su experienci a

.personal . Esto siempre ha dado resultado; los hidrobiólogos siempre se han ocu

más objetivamente fijada ; sin este fundamento, él : resultado varia según la ex

periencia .del investigador .

8 5 .

pado a fondo de ello, es decir, de conocer mejor las necesidades .vitales de -

los organismos indicadores, no para abandonar este sistema, sino para descubri r

por qué ha resultado ser tan útil . AmbOhl se ha ocupado sobre todo de la impor-

tancia de la corriente del agua, y Zimmermann semiexperimentalmente de la in -

fluencia de la temperatura y de la corriente en comunidades de aguas contamina

das en canales artificiales . Esto ha demostrado que la valoración del grado de

contaminación depende mucho de estos dos factores, si se toman como bas e . de . es

ta valoración los organismos indicadores, porque éstos reaccionan muy especia l

mente a las variaciones de los mismos . Una contaminación similar se valora más

benignamente en aguas de flujo rápido y de baja temperatura que en aguas len-

tas y de temperatura más elevada .

Lo anterior constituye una objección muy importante contra -

la utilización de organismos indicadores, cuyas necesidades vitales no conoce -

mas exactamente . Además, las tablas de Zelinka y Marvan son sólo estrictament e

válidas para las aguas en las que ellos trabajaron (Fig . 5 .3) .

5 .1 .4 El "déficit de especies" de Kothé .

A causa de las dificultades antes indicadas, Kothé (1962) -

abandona totalmente el sistema sapróbico y los organismos indicadores, y usa -

solamente la densidad de especie, que decrece de .manera alarmante bajo la in-

fluencia de contaminaciones tanto orgánicas cómo tóxicas .. Tiene la ventaja de, ,

que todas las especies de animales y plantas tienen parte en este criterio, si n

que sea necesario ordenarlas en diferentes grados de contaminación .

En la práctica hay que concretar .una media de especies que -

represente una referencia para los lugares que se van a estudiar . Esta media

Fig. 5.3 .- Unos ainMos organismos de aqua dulce, dgunos de aguas impuxificadus,doeiñcodos de acuerdo eon Suposicidn en un sistemo de orgvdsmos saprobios .• A b izquierdo polisaprOb'as, en el centro, nresosaprobioÁ, a to derscho oóq~robios . Amiantus muy diversos, los drner►siones mediasen. mind fracciones de mm. d lodo dé coda $3 .

a. 8odo, b.tylllomanos paramecium , c . Pieumoras joarlars, dOstillotoria aplendido , e . OscMatorio dx>fybea , f. Eugiena ,g. lorvo de Eristalorrao, h. Sahoerotius noEons, i.Amoeba chaos, j . Closterium ehrenbergi , k . 8rochiorpis capsuitlonis ,

L .Soenede>ansrs apioreneis, LL Tetmdadium rnardalionum , m . Anisonemo , n .Stentor potymorphus , ñ. Aseltus , o Eugienoartyuüe, p. Stenosicwrítllñi , q. Frontonio bocas, r. LeBqusreusis spirdis, s . Pirinularia doCtylus, t, larva de Ecdyonurus ,u. Cerotium hitiur~isto, v, tiloreóóáwso , w. Ophiocutium , x . Spirotoen oi condensate , y. °~rrctióceroo ixistato ; z . Mrpliipleur olindheim!ri, Sextets ; h . cianüftos ; d,e,n. flagelados lncotoros ; o,b,c . hongos , U. eúglende$ ; f,m,o: kino'floglLlodes ; u. d `ard~ióeos , j, L,x . heterocor'itoa ; w. diabmeas ¡ s, L rizópodós ; i, r . ciliados ¡• .n ;q: tiirbeldágs ; p: rotifeios~~:. .

. ,

.

.k ,

de especies se obtiene en un punto situado por ?nc'irña del tramo de agua conta-

minado, ' generalménte en el lugar de partida de ` la investigairión (lugar dé 'mues

treo núm. 1) .

Sólo el número total de las especies es importante y no de -

qué especies s'e trate . Ad .eptandó que cada muestra se edtúdia de la misma mane-

ra, el "déficit de 'especies" se púede calcular dele siguiénte-fórmu1a :

8 7

A

AXF = 1 100 .

Al

en la cual Ax es el número de especies del lugar que se está estudiando, y A l ,

el número de especies de la muestra número 1, que se toma como referencia . El

valor se da en tantos por ciento, que varían de O (Ax = A1 : ningún déficit de

especies) al 100% (pérdida total de las especies en Ax ) ; además hay que anotar

cuánto vale la media de las especies .

Los valores se llevan a un sistema de coordénadas, cuya ab -

cica representa el tramo del río . Es aconsejable combinar este método con al -

gún otro, como el de Kn6pp . Pero tamién por si solo es un buen criterio para -

ver la contaminación de las aguas .

La debilidad del método está en el establecimiento de una -

media de especies . Los mejores resultados se obtienen en estudios longitudin a

les de grandes ríos y corrientes que presentan largos tramos con un carácter

fisiográfico uniforme . En pequeñas corrientes las condiciones fisográficas y -

por tanto las comunidades, varían tanto más, cuanto más cerca se está del nac í

miento . En estos casos es dificil el tomar una media de especies apropiada .

5 .1 .5 Métodos para reconocer la autodepuración .

Se mencionan a continuación dos métodos que estudian las re-

laciones entre los reductores, consumidores y productores primarios, y que por

tanto expresan el curso de la autodepuración .

El sistema RPC de Gabriel : Gabriel(1946) siguió las relacio -

nes de bacterias, ciliados y plantas con clorofila . En la zona de contaminació n

más intensa dominan los reductores (R), después los consumidores (C) se hacen -

.8 8

más frecuentes y cuando la autodepuráción aumenta son . los productores autótro-

fos los que dominan (P) . Gabriel calcula un "indice biológico" de las relacio-

nes cuantitativas según la fórmula :

I =

2PR + C

Elíndice biológico de contaminación(IBC) de Horosawa :

El japonés Horosawa, parte de una idea similar a la de Ga-

briel, pero omite a las bacterias . Trabaja con organismos con clorofila (A) y

organismos sin clorofila (B) . La relación entre ambos es caracteristic a ' para -

el estado biológico en el transcurso de la autodepuración :

BIP =

A

A +B .

Este método ha sido tomado por la World Health Organization -

(WHO) en su resumen "International Standards for Drinking Water" (1958) .

5 .2 .Métodos fisiológico s

Se han ideado una serie de métodos para la variación biológica de la

calidad de un agua, que se basan en determinadas propiedades fisiológicas . de -

los organismos . No se pueden describir aquí con detalle, pero mencionaremo s

algunos Tde los métodos .

8 9

5 .2 .1

Demanda bioquímica de oxigeno a las 48 horas (DBO2 ) y a los

5 días (DBO 5 ) :

Se determina el contenido en oxigeno de la muestra, y se -

guarda en botellas en la obscuridad a 20°C durante 48 horas ó 5 días . Después

de'este tiempo se determina su contenido en oxígeno y Se compara con el valo r

inicial . La diferencia expresa el consumo de oxígeno en este tiempo . Este va-

lor es proporcional al contenido de materias putrescibles en el agua, por l o

qué se pueden sacar conclusiones sobre la contaminación orgánica si el métod o

se combina con una valoración del consumo de permanganato potásico .

5 .2 .2 La 'demanda suplementaria" de Knópp :

El método general de la DBO solamente determina el grado e n

que se descomponen las materias orgánicas en la muestra de agua . Knópp (1964 )

añadía a las muestras de agua cantidades definidas de materias oxidables y de -

terminaba, por asi decirlo, el potencial oxidante autodepurador, teniendo como

base la demanda suplementaria (ZZ) . Como sustancia modelo de proteínas se aña -

dís peptona (ZZ peptona), y de glúcidos, glucosa (ZZ glucosa) .

5 .2 .3 Determinación de la actividad del sedimento según Caspers :

Se añaden 10 ml del sedimento a 1 litro de agua saturada de

oxígeno y exenta de contaminantes, y se guarda en la oscuridad, a 20°C durant e

24 horas . Después de este tiempo se determina el contenido de 02 del agua . La

diferencia ha sido consumida por el sedimento . Cuanto más elevado es el conte -

nido de materia orgánica oxidable en el sedimento, mayor es el consumo. El -

error es de 2,45% . El método es muy sencillo de realizar .

90

5 .2 .4 Método de la valoración de biomasa (VBM) de Bringmann y Kühn :

A las muestras de agua exentas de microorganismos y filtradas a través de fil -

tros de membrana se les añade determinado organismo de prueba, que pueda utili-

zar los compuestos del agua de nitrógeno orgánico, y aumentan en biomasa en pro

porción a la cantidad existente de estos nutrientes . Debido a que solamente -

se utilizan como organismos de prueba los unicelulares, el aumento en creci-

miento se expresa en aumento del número de células, que se puede medir fotomé

tricamente . Se utiliza como sustancia de calibración una suspensión en agua ; -

de tierra de diatomeas (Kieselguhr) la biomasa se da en mg de Kieselguhr . Para

hallar el grado sapróbico se emplean como organismos de prueba bacterias del -

género-Escherichia, que solamente pueden tomar compuestos de nitrógeno no mi -

nerales (correspondiendo a la fase heterótrofa de la autodepuración) . Para ha

llar el grado trófico se emplea el alga verde Scenedesmus quadricauda, que

utiliza exclusivamente compuestos de nitrógeno inorgánicos (fase autótrofa d e

las autodepuración) .

5 .2 .5 ' Métodos para determinar la toxicidad del aqua:

Las aguas residuales industriales, pero también las'domést i

cas, tienen a menudo productos tóxicos, que no se destruyen o lo hacen sólo -

difícilmente . Se han desarrollado numerosos métodos para determinar, con ayud a

de organismos de prueba, el efecto tóxico del agua y los limites de tolerancia .

La prueba de Escherichia coli, la de Pseudomonás fluorescens, .la de Microregma

heterostoma y la de Scenedesmus de Bringmann "y Kahn, la prueba A-Z de Knópp -

(1961) y también la TTC, de Bucksteeg y Thiele (1959, se basan en el daño que

sufran las capacidades metabólicas especificas de los microorganismos . También

se han utilizado para estás pruebas toxicológicas organismos, como las pulga s

de agua (Daphnia), en los que sé determinaba el daño causado al animal después

9 1

de un cierto tiempo . Zahner (1962) ha utilizado peces cómo organismos de prue

ba,para verla toxicidad de los combustibles y de los aceites .

Un resumen de los métodos está en las publicaciones de Bic k

(1963) y en las de Bringmann, Kühn y Lüdemann (1962) .

5 .3 Bibliografí a

- SCHWOERBEL J .- Métodos de Hidrobiologia .- la . Edición.- Editorial

H. Blume .-Madrid (1975) .

- MARGALEF, R .- Ecología .- 2a Edición .-Editorial Omega .- Barcelona ,

España (1977)

APENDICE I . CALIBRACION Y USO DEL EQUIPO PARA RECUENTO DE PLANCTO N

1 . CALIBRACION DEL MICROSCOPIO PARA RECUENTO

Para el recuento de plancton es necesario calibrar el microscopio con -

una cuadricula especial, que es la Whipple (retícula) que se coloca en el -

ocular y que se calibra con la reglilla del objetivo .

El retículo de Whipple tiene una cuadricula dividida exactamente en 10 0

cuadrados.. Uno de los cuadrados, cerca del centro, está subdividido a su vez

en 25 pequeños cuadritos (fig . 1) . Las dimensiones externas del retículo -

Fig . 1 .- Retículo de Whipple .

Colocando paralelos los micrómetros ocular y objetivos y superpuestos eh

parte, hacer coincidir la linea del borde izquierdo del reticulo,de Whipple -

con la marca cero de la escala del micrómetro objetivo . Determinar el ancho

de la imagen del retículo de Whipple hasta centésimas de milímetro . Si este

son , tales que, si se usan objetivos y oculares 10X, se delimita un'área de

aproximadamente 1 mm2 .

1

9 4

ancho es exactamente 1mm (1,000 ,,u .)., los cuadros grandes representarán 1/10 -

mm (100 ju) por lado, y cada uno de .los cuadrados .pequeños sera de ' 1/50 mm

(20 ;p

( figura 2) .

Para enumerar el plancton con diámetros de 10,u o menos, se necesita

utilizar mayores aumentos . Para recuento de nanoplancton se debe utilizar

por lo menos el objetivo de 20X .

Cuando se utiliza el objetivo de 20X, cada cuadro pequeño del retícul o

4_ Porción amplificada de una imagen de la escala del micro-metro__,de la platin a

Fig . 2 .- Calibración del retículo de Whipple

de Whipple será de aproximadamente 10 x 10 .g, o

2

"Cuadrospequeras"subtendida unqúncéavo

de bs cuadros grandes 52/f

CuQdrodo de Whipple ---;como se ve a través de l

ocular. (caMpo de Whipple

Lineas aparentesde visibilidad subtendida260 .4 sabre .la escalo de lmicrómetro de la retina:

9 5

2 . TECNICAS PARA EL RECUENTO DEL PLANCTON

2 .1 Unidades para recuento de fitoplancton

Algunos organismos del fitoplancton son unicelulares, mientras qu e

otros son pluricelulares (colonias) . La variedad de configuraciones represe n

ta un problema para la enumeración de organismos. Por ejemplo, una colonia -

(con cuatro células) de Scenedesmus L debe reportarse como una colonia o com o

4 individuos ?

A , continuación se presenta una tabla con algunas ideas para repór -

tar los datos :

Método de

Unidad de

Unidad pararecuento

recuento

reportar

Cuenta total decélulas

una célula

células/ml

Cuenta de unidades

Un organismo unice

unidades/mlnaturales (grupo)

lular o coloniasnaturales

Cuenta de unidad de

400 ,,u2

unidades/mlárea estándar *

* La unidad de área estándar equivale al área de cuatro cuadros -

pequeños en la retícula de Whipple, con un aumento de 200X .

El sistema más utilizado es el de la unidad natural que, aparente -

mente da los resultados más confiables y significativos .

96

2 .2 Cámaraspararecuento

La enumeración del plancton se efectúa si se utilizan cámaras para

recuento de células, que 'limitan el volumen y el'area para calcular rApidamen

té las densidades de la población . Cuando se enumera fitoplancton, no deben

contarse las células muertas 'o las diatomeas con frústulas rotas . Anotar apar

te las diatomeas circulares o penadasvacias como "diatomeas circulares muer-

tas" o "diatomeas penadas muertas" .

Cuando se utiliza el retículo de Whipple, establecer convencional -

mente las reglas para contar los organismos que caen en las lineas 'externas

. Por ejemplo:en un "campo" (todo el retículo de Whipple), designar las li

neas superior e izquierda como lados "no-contables" y las lineas inferior y

derecha como lados "contables" . De esta manera, cualquier organismo que . to-

que los limites contables, por fuera o por dentro, debe contarse, mientras

qué 'los' que toquen los limites no-contables deben ignorarse .

Si se presentan cantidades significativas de formas grandes o fila .

mentosas que crucen dos o más limites del retículo, deben contarse en forma

separada, a menor aumentó, e incluirse en la cuenta total .

Cuando se cuenta . por franjas, la parte superior e inferior del re -

tículoson los limites "contables" y "no-contables", respectivamente .

2 .2 .1

Celda de Sedgwick-Rafter (S-R )

Esta celda S-R es la más utilizada para el recuento del -

plancton debido a que puede manipularse fácilmente y aporta datos razonable-

9 7

mente confiables cuando se usa con un microscopio calibrado con el retículo -

de'Whípple . La celda S-R mide aproximadamente 500 mm de largo por 20 .mm de -

ancho por 1 mm de profundidad . El área total del fondo es, aproximadamente ,

1,000 mm2 y el volumen total es 1,000 mm' 6 1 ml (aproximadamente) . Las me-

didas exactas de la celda deben comprobarse cuidadosamente, con un calibrador ,

antes de usarla . La mayor desventaja de esta celda es que no pueden usarse -

los objetivos de grán aumento .

2 .2 .1 .1

Llenado de celda s

Antes de llenar la celda S-R con la muestra, colocar la cu

bierta en forma diagonal (fig. 3) y transferir la muestra con una pipeta . Co

locando la cubierta de esta manera, se previene la formación de burbujas en -

las equinas de la celda . No se debe llenar en exceso la celda, ya que se so -

brepasaria la profundidad de 1 mm y esto falsearia los resultados .

Fig. 3 .- Llenado de la celda de Sedwick-Rafte r

Antes de proceder al recuento, dejar la celda en reposo du

rante 15 minutos, para que el plancton se sedimente . Contar el plancton en el

98

fondo de la celda S-R. Algo de fitoplancton, sobre todo algas azul-verde, -

puede no sedimentarse, sino adherirse a la cubierta. Cuando esto suceda, se

deben contar estos organismos adheridos a la cubierta y añadirlos a la cuenta

total del fondó'para obtener el número real de organismos en la muestra .

2 .2 .1 .2 Cuenta en franjas

Una franja a lo largo 'e la celda constituye un

volumen de aproximadamente 50 mm de largo, 1 mm de profundidad y el ancho de

todo el retículo de Whipple . Cuando se usan oculares 10X y objetivos de 20X

o de mayor aumento, y el ancho de todo el retículo de Whipple se ha calibra-

do para ser 0 .5 mm (500 ji), el volumen de tina franja es de 25 mm3 , ó 1/40

(2 .5%) del volumen total de la celda . Para efectuar una cuenta en franja ,

usar aumentos de por lo menos 200X . Calcular el número total de organismos

en la celda S-R multiplicando la cuenta del plancton en la franja por el nú-

mero (factor de enumeración) que representa la porción de la celda S-R que se

contó .

.Generalmente se cuentan dos o cuatro franjas, d é

pendiendo de la densidad del plancton ; entre menor sea ésta, se deben contar

mayor número de franjas . Cuando sé utiliza el ocular de 1OX y el objetivo -

de 20X, el factor de enumeración para el plancton-en dos franjas será aprox i

madaménte.de 20 . y para cuatro, franjas aproximadamente 10, dependiendo de la -

calibración. Obtener el número'de plancton de la siguiente fórmul a

Núm/ml =. C X1,00 0

L X P X A X FF

9 9

Donde :

C = número de organismos contado s

L - largo de cada franja (largo de la celda) en mm

P - profundidad de una franja (profundidad de la celda) en m m

A = ancho de una franja (ancho del retículo de Whipple) en mm

F = número de . franjas contadas

Multiplicar o dividir el número de células por -

mililitro, por el factor de corrección, para ajustar a diluciones o concentr a

ciones de la muestra .

2.2 .1 .3

Cuenta en campo

En muestras que contienen mucho plancton (10 ó

mas organismos por campo) se deben hacer cuentas por campo en lugar de cuen -

tas por franjas . Contar el plancton en 10 ó más campos al azar, cada uno con -

sistente de un reticule de Whipple .El número de campos contados dependerá de -

la densidad y variedad del plancton y de la exactitud estadística deseada . -

Usar la siguiente fórmula para calcular el número de organismos por mililitro . :

Núm/ ml =

C X 1,000 mm3

A X P X N

Donde :

C = número de organismos contado s

A = área de un campo (área del retículo de Whipple) en mm2

P = profundidad de un campo (profundidad de la celda S-R) en mm

N -= número de campos contados

.1 0 0

Multiplicar o dividir 'el número de células por :

mililitro por el factor . de corrección para ajustar a diluciones o concentr a

ciones de la muestra .

2 .2.2 Celda Palmer-Maloney (P=M) para nanoplancton

La celda de Palmer-Maloney está diseñada especialmente pa-

ra el recuento de nanoplancton . Tiene una cámara circular con un diámetro de

17 .9 mm, profundidad de 0 .4 mm y volumen de 0 .1 ml . Con esta celda se debe . .

usar un aumento de 450X .

Introducir la muestra con, una pipeta dentro de uno dedo s

canales (2 x 5 mm) en el lado de la cámara, con su cubierta en su lugar . Des

pués de 10 minutos . de reposo, examinar 10 a 20 campos .Whipple, dependiendo

de la densidad y variedad del plancton y la exactitud estadistica deseada .

Calcular . el número de células por mililitro como sigue

Núm/mlC X 1 , 000 .mm3

A .X P X N

Donde :

C = número de organismos contado s

A = área de un campo, en mm 2

P _ profundidad de un campo, en mm . .

,. .

número de campos contados

Ajustar el resultado para diluciones o concentraciones d e

la muestra .

1 0 1

2 .2 .3 Otras celdas

Existen otras celdas para recuento de células que pueden -

utilizarse para el recuento de plancton . La más conocida es el hemocitómetro

que se usa para la enumeración de células sanguíneas . Tiene una cuadrícula -

colocada en una placa, que se cubre con un cubreobjetos de vidrio . La cuadra

cula está dividida en milímetros cuadrados ; la cámara tiene 0 .1 mm de profun-

didad.

La muestra se introduce con una pipeta y se observa con au

mantas de 450X ._ Se cuentan todas las células en la cuadricula .

También se puede usar la cámara de Petroff-Hausser, dise-

ñada para recuento de bacterias .

Cada una de estas cámaras se surte con instrucciones deta -

liadas para su uso apropiado y la realización de los cálculos .

La desventaja de estas cámaras es que se necesitan mues -

tras con una densidad muy grande de plancton para obtener resultado s . estadís-

ticamente confiables.

3 . RECUENTO DE ZOOPLANCTON

Enumerar el zooplancton menor (nano) en una cámara de cuenta, durant e

el recuento del fitoplancton y reportar cano organismos/mililitro . Contar -

el zooplancton mayor (de red), en un concentrado, como cladóceros y copépo -

dos maduros y reportar como organismos por metro cúbico, calculando este nú-

1 0 2

mero cano sigue :

'Donde :

_• nfiimero.. de organismos contados

V.'

volumen de la muestra concentrada, en m l

V" = volumen de la muestra original, en m 3

4. BIBLIOGRAFIA

- APHA, AWWA., WPCF . Standar:Methods for the Examination of Water and

Wastewater . 15th Edition . Washington (1980)

APENDICE II .- CLAVES PARA LAIDENTIFICACION DE

FITOPLANCTON Y ZOOPLANCTON DE AGU A

DULCE .

1 04

CLAVE A : FITOPLANCTON

1 .

Plantas en forma de tubos, filamentos,listones y ci n

tas o membrana ; frecuentemente se ven a simple vista

2

1' Plantas de células microscópicas aisladas o en agrupa

mientos irregulares, esféricos o en racimos microscó-

picos ; .las células no se agrupan en filamentos . . . .12 3

Plantas en forma de tubo, filamento, cintas y listo-

nes o membranas compuestas de células 3

Plantas en forma de tubo ramificado con protoplasm a

continuo que no se divide en células 12 0

3(2)

Plantas en forma de tubo,cordones, listones o filamen

tos 4

Plantas en forma de membrana de una sola célula de e s

pesor

(y 2 ó más células de ancho ) 11 6

4 (3)

Células en filamentos o listones aislados o agrupados ,

los cuales sólo tienen una célula de ancho o de espe -

sor 5

Células formando todo (o a veces una porción) un tubo ,

cordón o filamento,e]. cual tiene más de una célula de

espesor o anchura 10 8

5 (4)

Presentan heterocistos 6

3 '

-4 '

5 '

No presentan heterocistos' ; . . .23

1 0 5

6 '(5)

Los filamentos se hacen gradualmente más angostos has

ta formar una punta en un extremo 7

Los filamentos son del mismo ancho en toda su exten-

sión 1 2

7(6)

Los filamentos radiales, en una matriz o masa gelatino -

sa 8

Los filamentos no están en una masa o matriz gelatino-

s a

8(7)

Presentan esporas (acineto) adyacentes al heterocist o

terminal (Gloeotrichia), . . . . 9

8'

No presentan esporas (acineto) (Rivulariq) 1 0

9 (8)

Colonias gelatinosas, una bolita lisa Gloeotrichi a

echinulat a

9'

Colonia gelatinosa irregular Gloeotrichia natans

10 (8')

Las células cerca del extremo angosto,del mismo anch o

que largo Rivularia dur a

10'

Las células cerca del extremo angosto del doble de la r

go que de ancho . . . . : Rivularia haematite s

1i (7')

Las células adyacentes al heterocisto más anchas que e l

heterocisto Calothrix brauni i

1?'

Las células adyacentes al heterocisto más angostas qu e

el heterocisto Calothrix par .ietin a

6 '

7'

1 0 6

12(6')

Se presentan ramificaciones 1 3

12'

No se presentan ramificaciones . . . . : 1 4

13 (12)

Las ramificaciones en pares Scytonema tolypothricoides

13'

Las ramificaciones aparecen aisladas . . .Tolypothrix tenui s

14 (12)

El heterocisto es solamente terminal (Cylindrospermum)1 5

14'

El heterocisto es intercalar (entre el filamento) . . .1 6

15 (14)

Heterocisto redondo Cylindrospermum muscicol a

15'

Heterocisto elongado Cylindrospermum stagnal e

16 (14') Los filamentos encerrados en una bolita o masa gelati -

nosa : 1 7

16'

Los filamentos no encerrados en una masa gelatinos a

definida : 1 8

17 (16)

Los heterocistos y células vegetativas redondeados . . . .

Nostoc pruniforme

17'

Los heterocistos y células vegetativas oblongos . . . : . . .

Nostoc carneum

18 (16') Las células vegetativas y los heterocistos más cortos

que el ancho del filamento Nodularia spumigen a

18'

Las células vegetativas y los heterocistos más largo s

que el ancho del filamento 19

1 07

19 (18')

Heterocistos redondeados (AnabaPna) 2 0

19'

Heterocistos cilíndricos Aphanizómenón flos-aquae

20 (19 )

Células alongadas, con una depresión central, rara -

vez hay heterocistos Anabaena constricta

20'

Células redondeadas, heterocistos frecuentes 2 8

21 ( 20') Heterocistos con extensiones laterales . . . :

Anabaena pl.anctonic a

21'

Heterocistos sin extensiones laterales 2 2

22 (21') Filamentos de 4-8j1 de ancho Anabaena flos-aquae

22'

Filamento de 8-14 .A de ancho Anabaena circinalis

23 (5')

Sin ramificaciones 2 4

23'

Con ramificaciones (incluyendo una ramificación falsa )

24 (23)

Los pigmentos celulares distribuidos a través de tod o

el protoplasma 2 5

24'

Los pigmentos celulares restringidos a los plastidio s

t25 (23) Filamentos cortos y dispuestos en espiral regular . . ..28 5

25'

Filamentos muy largos y no forman una espiral regula r

2 6

26(25') Varios filamentos paralelos de células en una envoltur a

común Microcoleus subtorulosu s

26'

Un filamento por vaina o envoltura, sí es que hay en -

voltura 27

1 08 .

27 (26') Hay una vaina o matriz gelatinosa 2 8

2.7'

No se distingue vaina n:i matriz gelatinosa (Oscillatoria )

28 (27)

Envoltura claramente visible ; no existe una matriz gel a

tinosa entre los filamentos (Lvngbva) 2 9

28'

Envoltura ausente o que no se percibe claramente ; los

filamentos están entretejidos, dentro de una matriz ge -

latinosa (Phormidium) 2 9

29(28)

Células redondeadas Lyngbya ocrace a

29'

Células cilíndricas cortas 3 0

30 (29)

Los filamentos en ciertas partes forman espirales

. . . Lyngbylagerheimi i

30'

Lot rilamentos rectos o ,curvos pero no en . espirales. .31

31 (30') Máxima longitud de las cé]ulas 3 .5ju, envoltura delga-

da . . .

. Lyngbya diguet i

31'

Longitud máxima de las células 6 .5Jt, envoltura grues a

. : Lyngbya versicolor

32 (28') Las extremidades de aig,in, filamentos coronados por -

una célula (remate)nincriada, redondeada 3 3

32'

Las extremidades de t ..,dos

filamentos sin célula -

"de remate" 34

1 09

33 (32)

La extremidad del filamento (con remate) abruptamente

curvado . . . . : Phormidium uncinatum

33'

La extremidad del filamento (con remate) recta

Phormidium autumnale

34 (32') Filamentos de 3-5 .0 de ancho . . .Phormidium inundatum

34'

Filamentos de 5-12Ju de ancho . . . . Phormidium retzii

35 (27') Células muy cortas, generalmente menos de 1/3 del diá -

metro del filamento 3

35'

Células con una longitud generalmente de más de la mi -

tad del diámetro del filamento . . . . . . . 3 9

36 (35)

Las paredes transversales constreñidas

: . . . : Oscillatoria ornata

36'

Paredes transversales no constreñidas 3 7

37 (36') Los extremos del filamento, si están maduros, curvos .3 8

37'

Los extremos de los filamentos rectos

Oscillatoria limosa

38 (37)

Los filamentos de 10-14 .p de grueso .Oscillatoria curviceps

38'

Los filamentos con un grosor de 16=60Ju

Oscillatoria princep s

39 (35') Los filamentos se ven rojos o púrpura

Oscillatoria rubescen s

39'

Filamentos de color verde amarillento o verde-azuloso .40'

1 1 0

40 (39')

Filamentos verde amarillento 41 .

40'

Filamentos verde azuloso 43

41 (40 )

Las células 4-7 veces más largas que el diámetro de l

filamento Oscillatoria putrid a

41 .'

Células de un diámetro 4 veces menor que el del fila-

mento 4 2

42 (41')

Gránulos prominentes ("pseudovacuolas") en el centro

de cada célula Oscillatoria lauterborni i

42'

No hay gránulos prominentes en el centro de las célu -

las Oscillatoria chlorin a

43 (40')

Las células _1 y 1/2 a 2 veces más grandes que el diá -

metro del filamento 4 4

43'

Las células de 2 a 3 veces más largas que el diámetr o

del filamento 4 8

44 (43)

Las paredes intercelulares gruesas y transparentes . . .

Oscillatoria pseudogeminat a

44'

Paredes celulares delgadas, . se ven cómo una línea obs

cura 4 5

45 (44')

Los extremos de los filamentos rectos

Oscillatoria agardhi i

45'

Los extremos de los filamentos maduros curvos 4 6

46 (45')

Con gránulos prominentes, especialmente a ambós extr e

mos de cada célula Oscillatoria tenuis

1 1 1

46' Células sin gránulos prominentes 4 7

47 (46')

Paredes transversales estrechas . . .Oscillatoria chalybea

47' Paredes transversales no estrechas .Oscillatoria formosa

48 (43')

El extremo del filamento termina en una punta larga . . .

Oscillatoria splendid a

48'

El extremo del filamento . no termina empunta

Oscillatoria amphibia

49 (24')

Las células separadas una de otra y encerradas en un -

tubo (Cymbella ) 251 '

49'

Las células unidas unas a otras formando un filamento o

cinta 5 0

50 (49') Las células se separan fácilmente en discos o pequeño s

cilindros, su cara circular muestra marcas radiales .23 3

50' Las células o no se separan fácilmente, o si lo hacen ,

la pared terminal o externa circular no muestra marca s

radiales 5 1

51(50')

Células formando una cinta, unidas 'a ¿tras por los dos

lados o por las esquinas 5 2

51' Células en un filamento, uniéndose en sus extremos . . .5 6

52 (51 ) Marcas numerosas, regularmente espaciadas, en la pare d

celular 5 3

52' Sin marcas numerosas en la pared .celular (cenedesmus) .

128

1 1 2

53 (52)

Las marcas de las paredes de dos tipos, una gruesa y

otra fin a

53'

Todas las marcas de las paredes son finas (Fragilaria )

5 4

54(53')

Las células se unen solamente en la porción media

Fragilariacrotonensi s

54' Células unidas a lo largo de toda su longitud 5 5

55 (54') Longitud de las células de 25-100y . .Fragilaria capucina

55' Longitud de las células de 7-2 5 ju . . .Fragilaria construen s

56 (51') . Plástidos

en forma de una banda espiral (Spirogyra) 5 7

56' Los plástidos

no forman una banda espiral 6 1

57 (56) Un plástido

por célula

57' Dos o»más plástidos

porcélula 6 0

58 (57) Filamentos de 18-26ju de ancho . . . .Spirogyracommuñi s

58' Filamentos de 28-50ji de ancho 5 9

59 (58') Filamentos de 28-40Ju de ancho : .

Spirogyra varians

59' Filamentos de 40-50Ju de ancho . . . . Spirogyraporticali s

60 (57') Filamentos de 30-45 ju de ancho ; de 3-4 plástidos

por -

célula Spirogyra fluviatili s

60' Filamentos de 50 -80Ju de ancho, de 5-8 plastidos

por

célula : Spirogyra majuscula

1 1 3

" 6

61 (56') Dos plástidos por célula 6 2

O uno o más de dos plástidos por célula 6 6

Las células con protuberancias o gránulos en la -

pared

Las células con una pared celular externa lisa

( Zygnema) . .

6 4

Cada célula con 2 protuberancias centrales en la pare d

Desmidium grevilli i

Cada célula con un circulo de gránulos cerca de un ex-

tremo Hyalotheca mucos a

64 (62') Las células de un verde oscuro, cada plástido -llega -

hasta la pared Zygnema steril e

64'

Las células de un verde claro, los plástidos no llena n

completamente la célula 6 5

65 (64') Ancho del filamento de 26-32 ,» ; longitud máxima de l a

célula 60Ju Zygnema insigne

65'

Ancho del filamento 30-36 ,p ; longitud máxima de la célu

la 120 p Zygnema pectinatum

66 (61') El plástido es una cinta ancha,que pasa a través del -

eje de la célula (Mougeotia ) 6 7

66'

• El plástido o plástidos cerca de la pared celular -

(parietal) 6 9

67 (66)

Los filamentos con curvaturas ocasionales

Mougeotia genuflexa

1 1 4

67'

Filamentos rectos 6 8

68 (67') Filamentos de 19-24Ju de ancho, con 4-16 pirenoides por

célula Mougeotia spaherocarp a

68. '

Filamentos de 20-34ji de ancho, con 4-10 pirenoides po r

célula Mougeotia scalari s

69 (66') Algunas células con una o varias líneas transversale s

en las paredes,cerca de un extremo (Oedogonium ) 70 .

69°

No existen esas líneas transversales,en el extremo . .73 -.

(69)

Diámetro del filamento menor de 24 .„p ' 7 1

70'

Diámetro del filamento de 25 ,p o mas . . . . : 7 2

71 (70)

Diámetro del filamento de9-14,u . .Oedogónium suecicu m

71'

Diámetro del filamento de 14-23 )u . . Oedogonium bosci i

72(70)

Pequeñas plantas masculinas unidas al filamento normal ,

cuando se reproducen Oedogonium idioandrosporum

72'

No se producen pequeñas plantas masculinas ,

Oedogoniúm

grand e

73 (61)

Las células con un plástido de superficie lisa 7 4

73'

Las células con varios plástidos o con uno sólo de for

ma nodular 7 8

74 (73)

Células con extremos redondeados .Stichococcus bacillari s

74'

Células con extremos aplanados ( Ulóthrix .) 75

1 1 5

75 (74 .') Los filamentos con un diámetro de lOji o menos 7 6

75'

Los filamentos con un diámetro mayor de 10.)u 7 7

76 (75)

Filamentos con diámetro de 5-6)u . . . Ulothrix variabili s

76'

Filamentos con diámetro de 6-lOji . Ulothrix tenerrima

77 (75') .

Filamentos con diámetro de 11-17Ju

Ulothrix aequali s

77'

Filamentos con diámetro, de 20-60}i . : . .Ulothrix zonata

78 (73') Prueba del almidón con yodo, positiva ; un plástido no-

dular por célula

78'

Prueba del almidón con yodo, negativa ; varios plástidos

por célula 8 0

79 (78)

Cuando se fragmentan los filamentos, forman segmento s

en forma de "H" Microspora amoena

Cuando se fragmentan los filamentos, ` la separación es -

irregular o se produce entre las células (Rhizoclonium )

10 0

80 (78') Las paredes laterales de las células son rectas, no se -

abultan . Se presenta un patrón de líneas finas o puntos

en la pared, pero a menudo no se distinguen clarament e

(Melosira) 8

80'

Las paredes laterales se abultan ligeramente . No se pre -

senta el patrón de marcas en las paredes ( Tribonema) .8 3

. 79'

- 1 1 6

81 (80) Dientes parecidos a espinas en el margen de las paredes

terminales . .. . . 8 2

81' No se presentan los dientes como espinas .Melosira varians

82 (81)

La pared con gránulos finos, dispuestos oblicuament e

: Melosira crenulat a

82' La pared con gránulos gruesos, dispuestos paralelament e

a los lados . . .

. Melosira'granulat a

83 (80') 2-4 plástidos por célula Tribonema minus

83'

Más de 4 plástidos por célula Tribonema bombycinu m

84 (23') Con plástidos

ramificación verdadera 85

84'

Sin plástidos

ramificación falsa . . .Plectonema tomasinian a

85 (84)

Las ramas se reconectan formando claramente una red

Hydrodictyon reticulatu m

8'5'

Las ramas no forman una red clara 8 6

86 (85') Cada célula en una envoltura cónica abierta en el extre-

mo ancho ( Dinobryon) 8 7

86'

No existe una envoltura cónica alrededor de cada célul a

87 (86)

Las ramas divergen, casi siempre en ángulo recto

Dinobryon divergen s

87'

Las ramas son compactas, a veces casi paralelas 88

1 1 7

88(87' .) El extremo de la envoltura con una punta aguda . .. . . . . . 8 9

88'

El extremo de la envoltura con una punta roma

Dinobryon sertulari a

89 (88)

El extremo angosto de la vaina forma un pedúnculo

. . .

. . Dinobryon stipitatu m

89'

El extremo angosto de la vaina se bifurca en la base . . .

Dinobryon sociale

90 (86') Las ramificaciones cortas del filamento principal en es -

pirales de 4 6 más ( Nitella ) 9 1

90'

La ramificación comunmente es una sola ó está en pare s

. . .

. .

. .92

91 (90)

Las ramas cortas del filamento principal se vuelven a -

ramificar una vez más Nitella flexili s

91'

Las ramas pequeñas del filamento principal se vuelven a

ramificar 2 a 4 veces Nitellagracili s

92 (90'

Cada célula terminal con una espina incolora de base -

abruptamente abultada ( Bulbochaete ) 9 3

No existen espinas terminales con base abruptamente abu l

tada 9 4

93

Células vegetativas con una longitud de 20 - 48,p

Bulbochaete mir abili s

93'

Células vegetativas con una longitud de 48-88ji

Bulbochaete insignis

92'

1 1 8

94 (92') Células rojas, cafés o violeta . . . Audouinella violace a

95 (94') Filamentos encerrados enuná matriz .gelatinosa 9 6

95'

Los filamentos no están rodeados por . una masa gelatin o

sa 9 9

96 (95)

Un cambio brusco en el ancho del filamento principal a

las ramificaciones .( Draparnaldia ) :9 7

96'

Cambio gradual en el ancho del filamento principal hacia

las ramificaciones (,Chaetophora ) 9 8

97 (96)

Las ramas (del filamento principal) con un eje princi-

pal central Draparnaldia plumos a

97'

Las ramas se dividen o bifurcan y no presentan un ej e

central principal Draparnaldia glomerat a

98 (96') Las células terminales muy puntiaguda s, y en el extremo

incoloras Chaetophora attenuat a

•98'

Las'células terminales on modificaciones abruptas dé

su ancho, la mayoría sin extremidades puntiagudas inc o

loras Chaetophora elegans .

99 (95') Se intercalan células ligeras y densas en el filament o

Pithophora_oedogoni a

99'

La mayoría ' de las células con la misma dehsidad 10 0

100(99') Pocas ramas, cortas e incoloras . . .Rhizoclonium hierogly-

phicum

1 1 9

100'

Numerosas ramas y de'color verde 10 1

101 (100') La atenuación terminal es gradual, incluyendo2 ó más

células (Stiaeoclonium ) 10 2

101' La atenuación terminal o n8 existe o es abrupta e incl u

ye solamente una célula . . .(Cladophora) 10 4

12(101) Las ramas frecuentemente en pares 10 3

102' La mayoría de las ramas se encuentran aisladas

Stigeoclonium stagnatile

iús(102)

Las células del filamento principal de 1 a 2 veces má slargas que anchas Stigeoclonium lubricum

103' Las células . del filamento principal 2 a 3 veces más -

largas que anchas Stig•ecclonium tenue

104 (101')

La ramificación a menudo aparece bifurcada o trifurca -

da Cladophora aegagropil a

104' Las ramas claramente laterales 10 5

105+104')

Las ramas en ángulo agudo con el filamento principal,for

mando racimos Cladophora glomerata

105' Las ramas forman ángulos obtusos con el filamento princ i

pal 10 6

106(105')

Filamentos torcidos y curvados . . . . Cladophora fracta

106' Filamentos rectos 10 7

107(106')

Pocas ramificaciones, rara vez se vuelven a ramificar . .

Cladophora insignis

1 20

107' . Numerosas 'ramificaciones, a menudo se, vuelven a r a m i -

108(4')

La planta o tubo .con una capa superficial de células

apretadamente u©das y con protuberancias espaciadas

(nodos) -Lemanea annulat a

tubular con una capa apretadament e

109(108') Células . esféricas y sueltas o aisladas en una matriz ge

latinosa Tetraspora gelatinos a

Las células esféricas no están sueltas o aisladas . . . .11 0

110(109') Plantas ramificadas 11 1

110' Plantas no ramificadas Schizomeris leibleini i

111(110)

Ramificación en racimos 11 2

111' Ramificaciones simples o aisladas . : .. . 11 5

•112(-111)

Los filamentos se encuentran embebidos en una matriz '

gelatinosa(Batrachospermum) 11 3

('Chata ) : 11 4

113(112)

Masas nodales de las ramas tocándoseun.a a otra

: Batrachospermum vaaum

113'

Las masas nodales de , las ramas separadas por un espaci o

angosto Batrachospermum moniliform e

f ic a r Cladophora crispata

regúlarmente

108'

La. planta no unida

de células superficiales y nodos 10 9

109 '

'112'.

• Sin una matriz gelatinosa

1 2 1

114(112') Ramas cortas con 2 células desnudas en la punta

f Chara glubiilari s

114' Ramas cortas con 3-4 células desnudas en la punta

: Chara vulgaris

115(111') Con heterocistos,plástidos ausentes

Stigonema minutum

115' Sin heterocistos, plastid os presentes

Compsopogon coeruleu s

116 (3')

Mancha ocular raja y 2 flagelos por cada célula 12 5

116' Sin mancha ocular ni flagelos . . . . :

117(116') Células redondas a ovales, mantenidas juntas por una -

matriz gelatinosa aplanada ( Agmenellum) 13 1

117'

Células no redondas y no encerradas en una matriz gela -

tinosa 11 8

118(117') Células regularmente dispuestas formando un disco, qu e

no está fijo, número de células 2,4,8,16,32,64 6 128 .133 '

118'

Células numerosas ;membrana unida a una superficie . .-11 9

119(118') Largos pelos se extienden desde la superficie externa -

de las células Chaetopeltis megalocysti s

119'

No se extienden pelos de las superficies de las célula s

Hildenbrandia rivularis

122

120 (2')

Una constricción en *la base de cada rama

„ Dichotomosiphon tuberosu s

120' No se presentan constricciones en el tubo ( Vauchería )

12 1

121(120') Saco de huevos unido directamente, sin pedúnculo, al tubo.

vegetativo principal Vaucheria sessili s

121' Saco de huevos unido por una rama lateral corta y abruE

ta 12 2

122(121') Un saco de huevos por rama Vaucheria terrestri s

122' Dos o más sacos de huevos por rama . . Vaucheria geminat a

123(1')

Las células en colonias, generalmente en una disposició n

o forma definidas ` 12 4

123' Células aisladas, en pares o en agregados sueltos irre-

gulares 17 3

124(123)

Las células con muchas hileras transversales de marcas -

en la pared 18 5

124' Células sin hileras de marcas transversales 12 5

125(124') Células dispuestas en una capa de un espesor monocelu -

lar .. . 12 6

125' Los racimos celulares de un espesor de más de una célu -

la y no en forma de placa . : :13 7

126(125)

Mancha ocular roja y 2 flagelos por c,xia célula

Gonium pectorals

1 23

126' Sin mancha ocular ni flagelos 12 7

127(126') Células alargadas, unidas lado a lado en 1 ó 2 hilera s

(Scenedesmus) '12 8

127' Células casi tan largas como anchas' .' 13 1

128(127)

Células centrales sin espinas pero con extremos punti a

gudós Scenedesmus dimorphus

128' Las células centrales con extremos redondeados

. . 12 9

129(128') Las células terminales con espinas

13 0

129' Las células terminales sin espinas .Scenedesmus bijug a

130(129)

Cada célula terminal con 2 espinas

Scenedesmus quadricauda

130' Cada célula terminal con 3 ó más espinas

Scenedesmus abundara s

131(117)

Células en hileras regulares, sumergidas en una matri z

incolora ( Agmenellumquadriduplicatum) 13 2

131' Células no sumergidas en una matriz incolora

13 3

132(131)

El diámetro de las células de 1 .3-2 .2 jut

Agmenellum.quadriduplicatum~tipo tenuissim a

132'

Diámetro de las células de 3-5 ,u . . . . .

. . . . : Agmenellum quadriduplicatum,tipo glauc a

133(131') Células sin espinas, proyecciones ni incisiones

' Crucigenia quadrata

1 24

133'

Células con espinas,proyecci'ones o incisiones 13 4

134(133') Células redondeadas Micractinium'pusillum

13;4'

Células angulares (Pediastrum) 13 5

135(134' ) Numerosos espacios entre las céLulas . .Pédiastrum duplex

135' Células sumamente unidas 13 6

136(135') Las incisiones en las células profundas y angostas

Pediastrumtetra s

136' Las incisiones en las células poco profundas y anchas . .

, Pediastrum boryanum

137(125' .) . Células puntiagudas en ambos, extremos, a menudo arque a

das

137' Células no puntiagudas en ambos ,extremos, no arqueadas

14 1

138(137)

Células embebidas en una matriz_gelatinosa

Kirchneriella lunari s

138',

Células no embebidas en una matriz gelatinosa 13 9

139(138") Todas las células arqueadas ;dispuestas y unidas por l a

parte posterior Selenastrum gracil e

. 139'

Células rectas _o curvadas en varias formas, 'sueltas, o

torcidas juntas (Ankistrodesmus) 14 0

140(139'1) Células curvas Ankistrodesmus falcatu s

140'

Células rectas . .Ankistrodesmus falcatus var . acicularis

1 25

141(137') Con flagelos, mancha ocular a menudo presente 14 2

141'

Ni flagelos ni mancha ocular 152

142(141)

Cada célula en unal.envoltura cónica abierta por el lado

ancho (Dinobryon ) 8 6

142'

Las células aisladas sin envoltura cónica 14 3

143(142')

Cada célula con 1-2 vástagos rectos que se extienden .

Chrysosphaerella longispin a

1.43' '

No se extienden vástagos rectos de las células 14 4

144(143')

Células una junto a otra en una colonia densa 14 5

144'

Células embebidas aisladamente en una matriz incolora . .

. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

145(144)

Células dispuestas radialmente, mirando hacia afuera .14 6

145'

Todas las células ven hacia una dirección 14 7

146(145)

Plástidos cafés, sin mancha ocular . . . Synura uvell a

146' Plástidos verdes, mancha ocular en cada célula

Pandorina morum

147(145') Cada célula con 4 flagelos . .Spondylomorum quaternarium

147' Cada célula con 2 flagelos ( Pyrobotrys) 14 8

t

148(147') Mancha ocular en el extremo ancho (anterior) de la célu

la Pyrobotrys stellat a

148' Mancha ocular en el extremo angosto (posterior) de l a

célula Pyr.obotrys qracilis

1 26 .

1491144') Plástidos cafés Uroglenopsis american a

149'

Plástidos verdes :

. .

. 15 0

150(149') 16,32 6' 64 células por colonia Eudorina elegan s

150

Más dé 100 células por colonia 15 1

151(150') Colonia esférica ;cada célula con una mancha ocular

Volvox aureus

151'

Colonia tubular o irregular, sin mancha ocular

(Tetraspora) 10 9

152(141') Células alargadas, unidas por un extremo, dispuestas r a

dialmente (Actinastrum) 15 3

152' Células no alargadas, a menudos esféricas 15 4

153(152) Células, cilíndricas : . Actinastrum gracillimu m

153' Células claramente abultadas . . . Actinastrum hantzschi i

154(152') Con plástidos

154' Sin plástidos

el pigmento esparcido . en cada protoplas

ta 168

155(154), Colonias, incluyendo la matriz externa, naranja-café ro

jizo Botrycoccusbrauni i

155' Si hay matriz, no es de color brillante, los plástidos

de color verde 15 6

156(155') Colonias redondas a ovales 160 .

156'

.Colonias no redondas, a menudo de forma irregular . . .157

1 27

157(156') Paredes rectas (planas) entre las células adyacentes -

(Phytoconis) 27 8

157' Las paredes entre las células adyacentes, son redonde a

das 15 8

158(157') Las células dispuestas como capa superficial en un tub o

gelatinoso ( Tetraspora) 10 9

158' Colonia no tubular, células en un patrón irregular .

15 9

159(158') Células con una longitud mayor al doble del diámetro de

las células pequeñas ( Chlorococcum ) 28 0

159' Células con una longitud no mayor del doble del diáme -

tro de las células pequeñas(Palmella) 28 1

160(156) Las células se tocan una a otra ; estrechamente agrupadas

Coelastrum microporum

160' .

Células agrupadas holgadamente 16 1

161(160') Filamentos incoloros que se extienden desde el centro -

de la colonia a las células 16 2

161' No existen filamentos incoloros que unan a las células

en la colonia 16 4

162(161) Células redondeada s, rectas u ovales (Dictyosphaerium) .16 3

162' Células alargadas, algunas curvas

Dimorphococcus lunatus

1 28

163(162) Células redondeadas Dictyosphaerium pulchellum '

163' .

Células rectas u ovales . . . . Dyctyosphaerium ehrenbergi-anum

164(161') Células redondeadas 16 5

164'

Células ovales Oocystis borge i

165(164) Un plástido por célula 16 6

165' Dos o cuatro plástidos por células . .-Gloeococcus schroeter i

166(165) La matriz externa dividida en capas(Gloeocystis) 16 7

166' Matriz externa homogénea Sphaerocystis schroeter i

167(166) Colonias angulares : Gloeocystis planctonic a

167' Colonias redondeadas

. Gloeocystis giga s

168(154') Células equidistantes del centro de la colonia

(Gomphosphaeria) 16 9

168' Células distribuidas irregularmente en la colonia 17 2

169(168) Células con pseudovacuolas . . . . Gomphosphaeria wichura e

169' Células sin pseudovacuolas 17 0

170(169') Células con diámetro de 2-4 -u (Gomphosphaeria lacustris)17 1

170' Células con diámetro de 4-l5 ji .•(Gomphosphaeria aponina )

171(170)- células esféricas . .Gomphosphaeria lacustris,tipo kuetzingianu m

171' Células aovadas

Gomphosphaeria lacustris~tipo collinsii

1 29

172(168') Células ovoides ; con el plano de división perpendicu -

lar al eje longitudinal más largo ( Coccochloris) . .28 6

172' Células redondeadas o el plano de división perpendicula r

al eje más corto ( Anacystis) 28 6

173(123') Células con un abrupto surco o incisión transversal -

en la parte media 17 4

173' Células sin el surco o incisión anteriores 18 4

174(173) Células cafés, con flagelos (flagelos blindados) 17 5

174' Células verdes, sin flagelos(desmidias) 17 8

175(174) Células con 3 6 más cuernos largos

Ceratium hirundinell a

175' Células sin más de 2 cuernos largos 17 6

176(175') Pared celular formada por placas muy delgadas y lisas . .

Glenodinium palustr e

176' Pared celular formada por placas muy gruesas y rugosa s

(Peridinium) 17 7

177(176' ) .Extremos de las células en punta . .Peridinium wisconsinens e

177' Extremos de las células redondeados . .Peridinium cinctum

178(174') El margen de la célula con puntas afiladas, lóbulos cor-

tados profundamente o largos picos 17 9

178' Los lóbulos, si los hay, con los extremos redondeados . .

182

1 30

179(178) La incisión media estrecha . . . Micrasterias truncata

179' .

La incisión media ancha, en forma de "V" o "U" (Stauras

trum) 18 0

180(179) Margen de la célula con picos largos .Staurastrum -

paradoxum .

180' Margen de la célula sin picos largos 18 1

181(180' Los extremos de los lóbulos con espinas pequeñas

Staurastrum polymorphism

181' Los extremos de los lóbulos sin espinas

Staurastrum punctulatum

182(178') La longitud de la célula de cerca del doble del ancho . . .

Euastrum oblongum

182' La longitud de la célula de una a una y media veces e l

ancho (Cosmarium) : 18 3

183(182') La incisión media lineal estrecha . .Cosmarium botrytis

183' La incisión media ancha, en forma de "U"

Cosmarium portianum

184(173') Células triangulares Tetraedron muticum

184' Células no, triangulares 18 .5

185(124) Células con un extremo claramente diferente del otro .18 6

185'

Células con extremos anchos esencialmente iguales . . . .225

1 3 1

186(185) Marcas (en la pared) numerosas, transversales y regu -

larmente espaciadas (Diatomeas) 18 7

186' Marcas (en la pared) no transversales y regularment e

espaciadas 19 3

187(186) Células curvas (dobladas) formando un anillo al ser vi s

tas por la periferia Rhoicosphenia curvat a

187' Células no curvadas al ser vistas por la superficie . .18 8

188(187') Células con líneas transversales finas y gruesas

Meridion circulare

188' Células con líneas transversales, todas parecidas en es-

pesor 18 9

189(188') Células esencialmente lineales arectangulares ; unex.tre -

mo "hinchado"más grande que el otro (Asterionella) . . .19 0

189' Células en forma de cuña o prisma ; los márgenes en ocasi o

nes ondulados (Gomphonema) 1 9

190(189) Hinchamiento terminal más grande en un extremo, .y de 1 y

1/2 a dos veces más ancho que el otro

Asterionella formos a

19Ó'

Hinchamiento terminal más grande en una extremidad co n

un ancho menor de 1 y 1/2 veces la de la otra extremi-

dad Asterionella gracillim a

191(189') El extremo corto se ensancha formando valva

Gomphonema geminatum

1 32

. 191' El extremo corto no se ensancha, visto de lado 19 2

192(191')La punta del extremo ancho es tan ancha como la punta -

del extremo ang.osto ; visto.de lado

Gomphonema parvulum

192' La punta del extremo anchó mucho más ancha que la punt a

del extremo angosto,visto de lado

: Goinphoñema olivaceum

193(186') Se presentan espinas en cada extremo de la célula

Schroederia setigera

193' No existen . espinas en ambos extremos de la célula . . . .194

194(193') Los pigmentos en uno o más .plastidios 19 5

•194'

No existen plástidos

los pigmentos se distribuyen a

través del protoplasto, Entophysalis lemaniae

195(194) Las células en una cubierta cónica (Dinobryon) 8 6

195' Las células no están en una cubierta cónica 196

196(195') Las células cubiertas con escamas y espinas largas . . . .

Mallomonas caudat a

196' Las células no están cubiertas con escamas y espinas -

largas 19 7

197(196') Los protoplastos separados por un espacio de la envolt u

ra rígida (lórica) 19 8

No existe una envoltura holgada alrededor de las célu -197'

las 202

1 , 33

198(197) Células comprimidas (aplanadas) . .Phacotus lenticulari s

Células no comprimidas : 19 9

199(198') Lórica opaca ; desde amarilla hasta rojiza o café

. . . . Trachelomonas crebe a

199' Lórica transparente, desde incolora hasta café

(Chrysococcus) 20 0

200(199') La membrana externa (lórica) OvaJ . . .Chf ysococcus ovalis

200' La membrana externa (lórica) redondeada 20 1

201(200') La lórica se engruesa alrededor de la abertura,

Chrysococcu s rufescens

201' La lórica no se engruesa alrededor de la abertura . . . .

Chrysococcus major

202(197') El extremo frontal aplanado diagonalmente 20 3

202' El extremo frontal no se aplana diagonalmente 20 6

203(202) Los .plástidos verde-azul brillante (Chróomona) 20 4

203' Plástidos cafés,rojos,verde oliva o amarillento 20 5

204(203) Las células con un extremo puntiaqudo(Chroomonas nordstetii )

204!

Las células no tienen un extremo puntiagudo . . :

Chroomonas setoniensi s

205(203') Con garganta profunda sin surco

. Cryptomonas eros a

205'

Con surco, sin garganta profunda . . Rhodomonas lacustri s

198'

1 34

206(202') Los plástidos café-amarillento . . .Chromulina rosanoff i

206' Los plástidos no son café amarillento, sino generalmen

te verdes 20 7

207(206') Un plástido por célula 20 7

207' Dos o más plástidos por célula 21 1

208(207') Las células se ahusan en cada extremo . . . :

Chlorogonium euchlorum

208' Células redondeadas a ovales 20 9

209(208') Dos flagelos por célula (Chlamvdomonas) 21 0

209' Cuatro . flagelos por célula Car.teria multifili s

210(209) Pirenoide angular ;mancha ocular en el tercio frontal de

la célula Chlamydomonas reinhard i

210' Pirenoide circular ; mancha ocular en el tercio medio d e

la célula Chlamydomonas globos a

211(207') Dos plástidos por célula Cryptoglena pigr a

211' Varios plástidos por célula 21 2

212(211') Células comprimidas (aplanadas) (Phacus) 21 3

212' Células no comprimidas 21 4

213(212) La espina posterior corta, curva . . . .Phacus pleuronecte s

213' La espina posterior larga, recta Fhacus longicauda

1 35

214(212) El margen de la célula rígido 21 5

214' El margen de la célula flexible (Euglena) 21 7

215(214) El margen de la célula con canales espirales

Phacus pyru m

215' El margen de la célula sin canales espirales,pero pued e

tener líneas espirales (Lepocinclis .) 21 6

216(215') El extremo posterior abruptaméñte terminado en espina . .

Lepocinclis ovu m

216' Extremo posterior redondeado Lepocinclis texta

217(214') Los plástido s , verdes ocultos por un pigmento rojo e n

la célula Euglena sanguine a

217'

No existe pigmento rojo, excepto en la mancha ocular—21 8

218(217') Los plástidos por lo menos de una cuarta parte de la -

célula 21 9

218'

Plástidos discoidales de menos de 1/4 de la longitud d e

la célula 22 0

219(218) Dos plástidos por célula

Euglena agili s

219' Varios . plastidos por célula, a menudo se extienden ra -

dialmente a partir del centro Euglena viridi s

220(218') E] extremo posterior se extiende abruptamente formando

una espina incolora 22 1

220'

El extremo posterior redondeado o por lo menos sin unaespi

na incolora : 222

1 36

221(220) . Marcas espirales muy. prominentes y granulares : . .. .

Euglenaspirogyra .

221' Las marcas espirales poco prominentes, no granulares . .

Eug .lena oxyuris

222(220) Pequeñas ;l.ongitud de 35-55 ." Euglena graciils

222' De medianas a grandes, longitud de 65)M,o más 22 3

223(222') Medianas, longitud de 65-200 22 4

223' Grandes, longitud de 250-290)t Euglena ehrenbergi i

224(223) Plástidos con borde irregular ; el flagelo de 2 veces e l

largo de la célula Euglena polymorpha

224' Plástidos con borde liso, el flagelo de la mitad de l a

longitud de la célula Euglena deses

225(185') Células claramente curvadas (arqueadas), con una espin a

o adelgazamiento que termina en punta en ambos extremo s

. . . .

.

225' Células no arqueadas 23 0

226(225) Vacuola con partículas que presentan movimiento

browniano en cada extremo de la célula . Las células no se

agrupan (Closterium) 22 7

226' No existen vacuolas terminales . Las células se agrupan e n

racimos o colonias 22 8

227(226) Células anchas ; espesor de 30-70 ,p

Closterium moniliferum

1 37

227'

Células alargadas y estrechas ; espesor mayor de 5J4 . . .

Closteriumaciculare

228(226') Células con una espina aguda en•cada extremo romo

Ophiocytium capitatum

228' Las células no presentan extremos romos con abruptas e s

pinas terminales 22 9

229(228') Extremidades de punta afilada, como espinas separadas ,

incoloras

229' Extremidades de punta afilada que forman parte del pro -

toplasto verde 13,7

230(225) Una larga espina en cada extremo de la célula 23 1

230' Sin espinas terminales largas 23 2

231(230) Las células gradualmente se angostan hacia la espina .13 7

231' Las células se angostan hacia la espina abruptamente . . . .

Rhizosolenia gracili s

232

Se observa un patrón regular de líneas finas o mancha s

en la pared (diatomeas) 23 3

232' No se observa un patrón regular de líneas finas o mancha s

en la pared 27 6

233(232) Las células en vista valvar se ven circulares, en otro -

plano (vista periférica) se ven como rectángulos o cuadr a

dos cortos '234

1?8

233' Las' .células , .en vistavalvar no se ven circulares 24 0

234(233) La superficie de la valva con un patrón interno y extern o

(marginal) de .-estr"-ías (Cyclotella) 23 5

234' L,,a superficie .dela valva con un patrón continuo de estrías

(Stéphanodiscús) 23 8

235(234) Células pequeñas ; 4-10 .p de diámetro

: Cyclótella glomerata

235 ,

Células medianas o grandes ; 10-80ja de diámetro 23 6

236(235') La mitad externa de la valva condos tipos de líneas, una s

largas, otras cortas 23 7

236' La mitad externa de la valva con líneas 'radiales` tódas igu a

les Cyclotella meneghiniana

237(236)' La zona valvar externa ocupa menos dé la'mitad del'd'iáme -

tro .' .' Cyclotella bodanic a

237' - La zona valvar'externa ocupa más de la mitad del diámetro

Cyclotella compt a

238(234") Células con diámetro de 4-25'j,i 2 3

238' Célula con diámetfo de 25-65)u, . . . Stephanodiscus niagara e

239(238) Células con dos bandas transversales en vista periféric a

Stephanodiscus binderanus

Células siñ dos bandas trarisversales-en vista periférica -233'

,, `Stephanodiscus hanstzschi.i

139

240(233') Células planas, ovales (Cocconeis ) 24 1

240'

Células ni planas, ni ovales . : 24 2

241(240) Con . 18 a 20 marcas en la pared (estrías) por cada 10, . ,

Cocconeispediculu s

Con 23 a 25 marcas en la pared (estrías) por cada 10,u

Cocconeis plarentul a

242(240') Células sigmoideas en un plano * 24 3

242' Célula en la que ninguna de las extremidades es sigmoide a

ya sea redonda o puntiaguda (valva) o la extremidad cua -

drada, vista superficial (periférica) 24 4

243(242) Célula sigmoidea vista desde la superficie valuar

. .

Gyrosigma attenuatu m

243' Célula sigmoidea en el extremo cuadrado, plano o vist a

superficial (periférica) Nitzschia aciculari s

244(242' Célula asimétrica 1ongd tudinalmente, por lo menos en un

plano 24 5

244' Célula simétrica longitudinalmente 25 4

245(244) La pared celular con líneas transversales finas

y gru e

sas ( estrías y costillas) 24 6

245' La pared celular solamente con líneas transversales -

(estrías) finas 24 7

241'

1 40

246(245) La cara, en su parte media valvar, de . la mitad o menos

de ancho que la cara superficial (periférica)

Epithemia turgid a

246'

La- cara va,lvar en su parte media, de un ancho de la 1/2

ó menos de , la cara superficial (periférica)

. . Rhopalodia gibba

247(245') La línea de poros y el rafe localizados en el extrem o

de la cara valuar 24 8

247' El rafe,no se encuentr,aen el extremo de la cara val -

var 25 0

248(247) El rafe de cada valva adyacente a la misma superfici e

periférica . . .. . Hantzschia amphioxys .

248' El rafe de cada- . valva 1 adyacente a diferentes superficie s

periféricas ( Nitzschia ) 2 4

249(248') Células'de 20-65j, de' largo Nitzschia pale a

249' Células de 70-18Oy de largo Nitzschia lineari s

250(247') Las células asimétricas longitudinalmente en vista val -

var 25 1

250' Las células asimétricas longitudinalmente en vista peri -

férica Achnanthes microcephal a

251(250) E1 rafe se curva hacia- un- lad() en la parte media

Amphora ovali s

251' El rafe forma una curva suave en toda su extensión . . . .

( Cymbella) '252

1 4 1

252(251) Células sólo ligeramente asimétricas

Cymbella cesat i

Células claramente asimétricas 25 3

253(252') Estriación claramente transversal

espesor de 10-34) 1

CXmbella prostrat a

253' Estriación transversal indistina espesor de 5 -12Ju . . .

Cymbella ventricos a

254(244') La línea longitudinal (rafe) y las marcas marginale s

prominentes,cerca de ambos extremos de la valva 25 5

254' No existe línea longitudinal (rafe) marginal, ni quilla ;

en el centro rafe oseudo rafe 25 7

255(254) El margen de la cara periférica ondulado : . : . .

Cymatopleura sole a

El margen de la cara periférica recto

252 '

255'

. . . . . . . . . . . . . . . . . . .( Surirella ) . . . 25 6

256(255') Espesor de la célula de 8-23}i Surirella ovat a

256' Espesor de la célula de 40-60„,,u Surisplendid a

257(254) La cara periférica generalmente visible, con 2 ó más 11 -

neas longitudinales, prominentes . En vista valvar, se o b

serva una porción oval central abultada rodeada o limit a

da por una línea ( Tabellaria,) 25 8

257' La cara periférica con, menos de 2 líneas longitudinale s

prominentes . En vista valvar, la porción central abultad a

no está rodeada o limitada por una línea 259

1 42

258(257) La cara periférica con un ancho de menos de 1/4 de l a

longitud Tabellaria fenestret a

258'.

La cara periférica con un ancho de más de la 1/2 de l a

longitud Tabellaria flocculos a

259(257') La cara valvar con líneas transversales gruesas y fina s

:Diatoma vulgare

259'.

La cara valvar con líneas transversales que si son visi -

bles, tienen el mismo grosor 26 0

260(259') La cara valvar naviculoide ; se presenta. unrafe verda-

dero : 26 1

260' La cara valvar lineal o lineal-lanceolada ; no present a

un rafe verdadero

261(260) La cara valvar con líneas transversales anchas (Costillas )

(Pinnularia ) 26 2

261' La cara valvar con líneas transversales delgadas (estrías )

26 3

262(261) Ancho de la célula de 5-6 .» Pinnularia subcapitat a

262' Ancho de la célula de . 34-50,. ..

. Pinnularia,nobili s

263(261') Sin líneas transversales (estrías) a través del eje tran s

versal de la cara valvar : Stauroneis phoenicentero n

263' Con líneas transversles (estrías)através del eje trans -

versal de la cara valvar 264

1 43

264(263' ) El rafe se local iza estrictamente en la part.e medi a

(Navicula) 26 5

El rafe se localiza ligeramente desviado a un lado 25 2

265(264) Los extremos de la cara valvar se adelgazan abruptamen -

te formando un pico Navicula exigua var .capitata

265'

Los extremos de la cara valvar se adelgazan gradualment e

26 6

266(265') La mayoría de las estriaciones son estrictamente trans -

versales Navicula gracilis

266' .

La mayoría de las estriaciones son radiales ( oblicuas )

26 7

267(266')Las estrías claramente formadas por puntos (punteadas )

Navicula lanceolat a

267' Las estrías son esencialmente líneas continuas 26 8

268(267') Un área central clara en la cara rectangular de la valva

graciloides

268'

Un . 'área central clara en la cara oval de la valv.a . . . :.26 9.

269(268') Longitud de la célula de . 29-40jx; Extremos ligerament e

capitados Navicula cryptocephal a

269' Longitud de la célula de 30-120)&; extremos no capita -

dos Navicula radios a

270(260') La protuberancia de uno de dos Extremos es más grande -

( Asterionella ) 18 9

264'

1 44

270'

Si existen protuberancias terminales son de igual tamaño

(Synedra) ~ 2.7 1

271(270') Un espacio claro (pseudonódulo) en el área central

. . .Synedra pulchell a

271 . '

No existe pseudonódulo en ,el área central 27 2

272(271') Lados paralelos en vista valvar, cada extremo con un nó

dulo abultado Synedra capitat a

272' Los lados convergen hacia los extremos en vista valvar

: 27 3

273('272') Valva lineal a lineal-lanceolada, de 8-12 estrías po r

cada 10Ju Synedra uln a

273' Valva estrechamente o escasamente lineal-lanceolada,' -

12-18 estrías por caaá 10 u

274

Ancho.de`la valva de 5-6,.u, Synedra acus

274' Anchó de la valva de 2-4 ,p 27 5

275(274') ' Célulás'con'una longitud hasta de 65 veces el ancho d e

la célula, el área central no existe o si la hay es un

pequeño ' óvald

• Synedra acus var . radian s

275'

Células con una longitud de 90 a 120 veces el ancho d e

la-célula, el área central es rectangular :

• Synedra acus var : augustissima

1 45

276 ..(232') Pigmentos verdes a cafés en uno o más plástidos 27 7

276' No existen plástidos ; pigmentos azules a verdes distr i

buidos en todo el protoplasto 28 4

277(276) Células largas y angostas o aplanadas :23 3

277' Células redondeadas 27 8

2.78(277') Rectas, paredes planas entre las células adyacentes en

las colonias Phytoconis botryoides .

278' Paredes redondeadas entre las células adyacentes en las

colonias : 27 9

279(278') . Las células,o bien con•2 protuberancias opuestas en las

paredes, o colonia de 2-4 células,redondeada claramente

por una membrana,o con ambas características 16 4

279 .'

Células sin las 2 protuberancias en las paredes ; coloni a

que no es de 2-4 células rodeadas claramente de una mem -

brana 28 0

280(279') Las células dentro de la colonia esencialmente de igua l

tamaño 28 1

2.80'

Las células en la colonia de muy diversos tamaños

Chlorococcum humicol a

281(159') Células embebidas en una extensa o extendida matriz ge -

latinosa Palme .11a mucos a

281'

Células con o sin una pequeña matriz gelatinosa a su a l

rededor. ( Chlorella ) ' 282

1 46

282(281') Células redondeadas 283 :

282'

Células elipsoidales a-ovoides Chlorella ellipsoide a

283(282) Diámetro de la célula de 5-10 )U ; pirenoide borroso . . . .

Chlorella vulgari s

283' Diámetro de la célula de 3-SJu ; pirenoide claro

Chlorella pyrenoidos a

284(276') La célula como un cilindro en es,piral 28,5

284' La célula no es uñ cilindro en espiral 286 .

285(25)

Filamento septado ( con paredes transversa-les) .

: : . Arthrospira jénner i

285'

Filamento no septado (sin paredés transversaTes') . : . : . . .

Spirulina nordstedti i

286(172, Las células se dividen en ángulos rectos con respect o

284')

al eje longitudinal Coccochloris stagnin a

286(172') Células esféricas o que se dividen en un piano parale -

lo con respecto al eje longitudinal ( Anacystis ) . . . .28 7

287(286') Las células contienen pseudovacuolas . .Anacystis cyane a

287' Las células no contienen pseudovacuolas 28 8

288(287') Diámetro de la célula de 2-6)u, vaina o envoltura a me -

nudo coloreada Anacystis montan a

288' Diámetro de la célula de 6-50 ,», vaina o envoltura inc o

lora ' 289

1 47

289(288') Diámetro de la célula de' 6-12 .y, la mayoría de las cé -

lulas en las colonias son esféricas . .Anacystis thermali s

289'

Diámetro de la célula de 12-5O}1, las células en las -

colonias a menudo son angulares Anacystis dimidiata

1 49

CLAVE B : ZOOPLANCTON

Endopodito del primer al tercer par de patas presenta tre s

artejos ; el cuarto tres artejos, está incompleto o ausente (Arie-

tellus ; Auqaptilus ; Calanus, Centropages, Disseta ; Hemicalanus ;

Heterochaeta ; Isias ; Leuckartia ; Metridea ; Phyllopus ; Pleuromma ;

Aeqisthus ; Clytemnestra ; Microsetella ; Monstrilla ; Oithona ; Thau-

maleus) A .

Endopodito del primer par de patas con tres artejos ; del

segundo al cuarto con dos artejos (Anomalcera ; Parapontella ; Pon-

tella ; Pontellina ; Monops ; Corynura ) B .

Endopodito del primer par de patas con dos artejos ; del s e

gundo con dos a tres artejos, del tercero y cuarto con tres arte-

jos (Acrocalanus ; Calocalanus ; Eucalanus ;'Leuckartia ; Paracala-

nus ; Temora ; Aegisthus ; Euterpe ; Miracia ; Setella) C .

Endopodito del primer al tercer par de patas con dos arte-

jos (Acartia ; Calanopia ; Candace ; Centropages ; Corynura ; Labido-

cera ; Temora) D .

Endopodito del primer par de patas con un artejo ; del se-

gundo al cuarto con tres artejos (El primer par de antenas mide

cerca de dos veces la longitud del cefalotórax ;quinto par de p

tas con tres artejos en el exopodito, no en el endopodito)

Mecynocera .

Endopodito del primer par de patas con un artejo ; del se -

1 50

gundo con dos artejos ; del tercero y cuarto con tres artejos :

(Clausocalanus .; Ctenocalanus ; Urepanopus ; Gaétanus ; Moebianus ;

Phaenna ; Pseudocalanus Scoleci-~thr x, SpnoéaÍanus:-, ...Xanthocala-

nus) , E .

Endopodito del primero y segundo par de patas con uno o.

dos artejos ; del texcero .,:ycuarto con .tres. artejos(Aetidius ;

Chiridius ; Euchaeta ; Euchiriella, Undeuchaeta) F .

Endopodito del primero y segundo par de patas con uno o

dos artejos ; del tercero y cuarto con un artej o

Marmonill a

Entre el primer par de antenas y el primer par de pa-

tas, generalmente presentan 5, o por lo menos (Cópilia) 2 pares

de apéndices (antena posterior y maxilípedos posteriores)

A 2

Entre el primer par deantenas . y el primer par de pa-

tas no hay apéndices . . . . : . .

A

A l Primer par de antenas

ventral del segmento genital con

no geniculadas ; la superficie

una furca, apéndice setiform e

: Al ?

Primer par de antenas geniculadas ; la superficie ven-

tral del segmento genital con >>na protuberancia en forma de pul.-

villus que temina én 2 proyecciones laterales

1 5 1 .

Al Q Solamente un segmento, entre el segmento genital y -

la ;furca; furcacon tres cerdas a uno y otro lado

Thaumaleu s

- Dos a tres segmentos entre el segmento genital y la fu r

ca,con cinco a seis cerdas a cada lado

Monstrilla ~

A l d Dos segmentos entre el segmento genital y la furca ;

furca con tres a cuatro cerdas a cada lado

Thaumaleus é

Tres segmentos entre el segmento genital y la furca ; -

furca con cinco a seis cerdas a cada lado

Monstrill a

A2 Cefalotórax con cinco pares de patas, la última de las

cuales es de estructura variable y algunas veces reducida a un o

odos artejos . Primer segmento abdominal sin patas rudimentarias ..

Antena posterior birrámea, con su exopodito de cinco artejos cuan

do menos . Ambas ramas con cerdas ganchudas o plumosas .Gymnoplea

(en parte) ; : A 3

Cefalotórax con cuatro patas . Primer segmento abdominal -

(c'orto) con patas rudimentarias las cuales están insertas latera l

ogventralmente (como apéndices pares en forma de varilla, caña o

cerdas) . Antena posterior unirrámea o birrámea, .y en este último

caso con más de tres artejos . Rama externa pequeña, el extremo -

1 52

de la rama interna .con pocas cerdas ganchudas no plumosas o cur -

vada .Ampharthrandria (en parte)

Isokerandria A13

En el lado derecho e izquierdo del primer-segmento -

toráxico, en el, ángulo antexo-lateral. , presenta .una pequeñapro

tuberancia de color café

Pleuromma

- No presentan dicha protuberancia A4

A 4 Primer artejo del endopodito del segundo par de patas

con espinas cúrVaa as proximalmente a lo largo del borde intern o

Metridi a

- Primer artejo del endopodito del segundo par de patas

normal, semejantes al correspondiente artejo de la otra pata . . .

A5 Tercer artejo del endopodito del segundo al cuarto -

par de patas, con dos espinas en el borde externo, insertas en

la Punta del extremo distal, la cerda terminal del artejo es an

cha, cortante y lisa : Calanus

- 'Tercer artejo del exopodito del segundo al cuarto pa r

de patascon espinas en el borde' externo, una de '. cuales, (l a

distal) esta insertada én el éxtremo del borde, la cerda termi- '

nal del artejo está dentada (algunas veces muy ligeramente) y'en

1 53

su lado externo afilada A 6

Las tres espinas del margen externo del tercer artej o

del exopodito del'segundo al cuarto par dé patas y la cerda termi

nal denticulada, rudimentarias ." :

. . . . . . . .

. . . . . . . . . . . . . . .

. . . .

. . . . . . .

. . . . . Augaptilus (en parte )

A 6 . Una cerda en el limbo izquierdo de la furca, más lar -

gá y delgada que las otras

Cerdas de la furca, simétricas

A 7 Borde mandibular con tres o cuatro dientes, de los cua

les uno, el ventral, uncinado y separado de los otros por una la r

ga diastema ; rama interna denla maxila rudimentaria

: Heterochaet a

- Borde mandibular con ocho dientes por lo menos ; rama i n

terna de la maxila bien desarrollada

. . .

. Disset a

A8 Abdomen con tres a cuatro segmentos, el primero llev a

lá abertura genital sobre la superficie ventral convexa . Prime r

par de antenas simétrico

. . .

- Abdomen con cinco segmentos (segmento anal, sin embar-

gó, a veces falta) ; el primer segmento con la abertura genital l a

teral, .Una de las antenas anteriores transformada en órgano pren -

1 54

sil genicúlado A 8

A 8

Endopodito y exopodito del quinto par de patas con

tres artejos A 9 9

- Endopodito y exopodito del quinto par de patas con -

dos artejos Augaptilus (en parte )f

- Exopodito del quintó par de patas con tres artejos, en

dopodito con dos artejos

Isochaeta 9

- Exopodito del quinto par de patas con tres artejos, e n

dopodito con un artejo + Isias

Exopodito del quinto par-de patas con tres artejos ,

endopodito falta Phyllopu s

A 9

Segundo artejo del exopodito del quinto par de pa -

tas con una sólida estructura ' en forma de púa, gúe es una espe-

cie de procéso espinoso en el borde interno ; tercer artejo con

cuatro cerdas internas y una terminal ; tercer artejo del endopo

dito del quinto par de patas con seis cerdas

Centropage s

Segundo artejo del exopodito del quinto par de patas ,

con una fina cerda interna en forma de lezna ; tercer artejo de l

mismo con tres'cerdas internas terminales ; tercer artejo del en

dopodito del quinto par de patas con cinco cerdas

Leuckartia T

1 55

- Segundo artejo delexopoditó del quinto par de patas ,

cón una fina cerda internaen ;.forma de lezna, o una cerda intern a

muy rudimentaria ; tercer artejo del mismo con tres cerdas inter-

nas y una terminal ; tercer artejo del endopodito del quinto par -

de patas cuando menos con seis cerdas

A10 ? Abdomen con cuatro segmentos ; rama interna de . la m a

xila con un artejo por lo menos

Hemicalanus

- Abdomen con tres segmentos ; rama interna de la maxila ,

ausente Augaptilus 9

A 88 Antena anterior-derecha, prensil

- Antena anterior izquierda, prensil

Alla

A

Ambos endopoditos del quinto par de patas, con tre s

artejos provistos de cerdas plumosas

AI!

- Endopodito del quinto par de patas rudimentario, compl e

tamento desprovisto de cerdas plumosas

1 56

A10Exopodito del quinto par de patas diferente en es-

tructura ; el derecho provisto de pinzas y el izquierdo de dos ar

tejos ; el . borde mandibular ricamente dentado :

. . . . . . . .. ": . Ceñtrópages ~

Endopodito del quinte) par de patas similar , en estructu

ra ;borde mandibular con pocos dientes

Augaptilus a

A1

Exopodito y endopodito-dé la quinta pata izquierda -

con tres`artejos, la-derecha con dos

. . . .

. Leuckarti a

Exopodito del quinto par de patas con tres artejos ; e n

dopodito rudimentario, mameliforme

. . . . . . .

. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .Arietellus

- Endopodito y exopodito del quinto par de patas con

tres artejos ' AI 2

Al2

Rama interna de la maxila con un artejo cuando me -

nos ; las-cerdas distales del maxilípe'do anterior . con puntas ó

desnudas : : . . . .Hemicalanus el

- La maxila sin rama interna ; las cerdas distales de l

maxilípedd anterior con apéndices fungiformes

Augaptilus

1 5 7

A13 Cabeza con dbs grandes lentes quitinosos, usualment e

en el borde frontal, pero algunas veces desviado hacia la superf i

qie ventral de la cabeza (Corycaeidae)

A1 4

- Cabeza sin lentes quitinosos A1 .á

A14 Endopodito del cuarto par de patas con dos o tres a r

tejos A1 5

- Endopodito del cuarto par de patas con un artejo o un a

especie de cerda A16 .

A15Abdomen con cuatro o cinco segmentos, los cuales es-

tán ensanchados lateralmente Sapphirin a

- Abdomen con dos segmentos, los cuales no éstán ensanch a

dos Corina c

A16 Lentes oculares separados por una distancia igual a -

su . diámetro los dos últimos segmentos cefalotorácicos sin proyec -

ciones laterales ; el último con una espina media dorsal

Copili a

- Lentes oculares muy próximos ; los dos últimos segmento s

cafalotorácicos proloncjados lateralmente en proyecciones puntiag u

das ; el último sin espina dorsal

Corycaeus

1 58

A17 Cefalotórax y abdomen aplanados en forma de hoja ; man

díbulas, maxilas y maxilípedos anteriores ausentes o reducidos a

diminutos muñones ; furca muy larga y en forma de varilla

. .

Copili a

Cefalotóraxde forma variable, redondeado, a veces de-

primido transversalmente, pero nunca en forma de hoja; todos los

apéndices . cefálicos presentes ; furca corta, menos . de seis vece s

la anchura en su longitud

A1 8

A1 8 Exopodito de primer par de patas con un artejo ; el -

ángulo posterolateral del cuarto segmento cefalotorácico y el -

frontal, prolongados en dos procesos

Clytemnestr a

Exopodito del primer par de patas condos o tres artejos

A1 9

A1 9 Rama externa de la antena posterior con un artejo ;

furca muy corta y una cerda muy larga a uno y otro lado ( cuand o

menos dos veces el tamaño deltronco) ; los limbos de la furca y

las dos cerdas fusionados en la línea media ; faltando las cerda s

furcales Aegisthu s

Rama externa de la antena posterior con tres artejo s

finos ; furca corta con los limbos separados y una larga cerda a

uno y otro lado,,cuando menos de la longitud del tronco y cas i

del doble de la longitud de cualquiera de las cerdas restantes -

1 59

Microsetell a

- Rama externa de la antena posterior ausente ; furca más

larga que ancha y con los limbos separados

Maxilípedos anteriores y posteriores de similar esA 20

tructura, ambos provistos de grandes cerdas espinosas

Oithon a

- Maxilípedo posterior con pocas (o ninguna) cerdas cor-

tas y gancho terminal (Oncaeidae) A 2 1

A 21 Quinto par de patas con un artejo, cada uno termina -

do en dos apéndices lanceolados, los cuales están provistos de bo r

des denticulados ; cefalotórax largo y delgado '

Lubbocki a

- Quinto par de patas con dos artejos ; un artejo en forma

dé muñón, provisto de cerdas plumosas, o desnüdas ; cefalotórax

menos delgado A 22 .

A 22 Antena anterior car n ;u estatocisto largo y robusto ( pe

lo sensorio) en el artejo terminal ; quinto par de patas con dos ar-

tejos Ratania t

- Antena anterior con numerosos estatocistospenicilado s

en el artejo proximal ; quinto par de patas papiladas ; cefalotórax

1 60

robusto y piriforme . .

.

Pachysoma

- Antena anterior con pocos y delicados estatocistos ; -

quinto par de patas en forma de pequeñas varillas (caña) o prot u

berancia, algunas veces reducidas a un par de cerdas

.

.

. . . . . . . . . . . . . . . . :.A2.3

A23 Cerdas' ganchudas en el artejo terminal de . la ante-

na posterior de longitud media ; endopodito de las patas posteri o

res cuando menos tan largo como el exopodito ; el ar .e :.jo. termi-

nal del cuarto par de patas una' ymediaveces tan largo como el , -

primero y el segundo juntos Oncae a

- Cerdas ganchudas en el artejo teminal , alargado de l a

antena posterior ; endopodito de la pata posterior más corto que

el exopodito ; el artejo terminal del cuarto par no tan . alargad o

como cada uno de . los dos artejos proximales

.

. . .

. Conae a

'B Cabeza sin lentes quitinosas dorsales o . ganchos lat e

rales B1

- Cabeza con 1 ó 2 pares de lentes quitinosos ygancho s

a uno y otro lado del borde lateral

B1 Maxilípedo posterior con cuatro artejos ;,rama exter-

na de la mandíbula rudimentaria articulada proximalmente antes -

1 6 1

de la mitad del segundo artejo basal ; ramas de la antena posterio r

de longitud casi igua l

Parapontell a

- Maxilípedo posterior con cinco a siete artejos ; rama -

mandibular articulada con'el segundo artejo basal en el mismo ni-

vel ; rama externa de la antena posterior mucho más corta que la -

rama interna B 2

B 2 Abdomen con protuberancias asimétricas

Abdomen simétrico (excepto en al unión del limbo fur -

cal derecho con el segmento anal, en la hembra)

'Pontellin a

B 3 Cabeza con un par de lentes oculares dorsales ; base -

del rostro con un espesamiento lenticular

Pontell a

- Cabeza con dos pares de lentes oculares dorsales ; base

del rostro sin espesamiento lenticular

Anomalocer a

C . Antena posterior birrámea ; rama externa con varios -

artejos ; primer segmento abdominal sin patas rudimentarias ; ante-

na anterior de cuando menos quince artejos .Gvmnoplea (en parte) . .

1 62

Antena posterior uni o birrámea, en el último caso -

con un pequeño artejo en la rama externa ; primer segmento abdo -

minal con patas rúdim~ntarias (en forma de varilla u hoja) ; ante

na anterior cuando más con nueve artejos . Ameharthrándiá (en par

te) C 7

C l Ambas patas del quinto par birrámeás, cada rama de -

dos a tres artejos ' : . : . . : Leuckarti a

- Quinto par de patas ausente, o representadas sólo po r

la izquierda, que es birrámea

C 2 Furca larga y angosta, cuando menos seis veces más -

larga que ancha; la cerda terminal del tercer artejo del exopod i

to de la segunda a cuarta pata, denticulada : . .

'remor a

- Furca cuando más tres veces más larga que ancha ; la -

cerda terminal del tercer artejo del expodito del segundo a cuar

to par de patas con un borde lisoC 3

C 3 .En la tercera y cuarta pata del segundo-artejo del -

endpodito tiene dos cerdas ; el tercer artejo siete cerdas ; la cer

da terminal,escapelif orme,del tercer artejo del exopodito de l a

segunda a cuarta pata, es mucho más ancha que la del primer par . . .

C 4

- En el segundo artejo de la tercera y cuarta pata,

1 63

endopodito tiene una cerda y el tercer artejo tiene cinco ; la ce r

da terminal, escapeliforme, del tercer artejo del expodito de l a

primera pata, semejante a los de la segunda y cuarta patas

C 4 Segundo artejo del endopodito de la primera pata si n

una cerda marginal interna ; borde externo del exopodito no denti-

culado ; artejo terminal del exopodito de la primera pata con cua-

tro cerdas ; ( : abdomen condos o tres segmentos ; quinto par de

patas con tres o cuatro artejos ; artejo terminal de la antena an-

terior cuando menos del doble de la longitud ddl penúltimo artejo )

Calocalanus

- Segundo artejo del endopodito de la primera pata con -

una cerda marginal, interna ; el borde externo del exopodito de l a

pata posterior, dentado ; artejo terminal del endopodito de la -

primera pata con cinco cerdas ; (9 : Abdomen con cuatro segmentos ;

quinta pata ausente o con dos artejos ; el artejo terminal de la -

antena anterior, cuando más una y media veces más largo que el p e

núltimo artejo) C5

C5 Porción proximal del borde externo del segundo artej o

del exopodito de la . tercera y cuarta patas, dentado ; cerda escap e

liforme terminal del exopodito de la tercera pata de menos de l a

mitad de la longitud del tercer artejo del exopodito ; tercer arte

del exopodito de la segunda pata con seis cerdas (

quinto -

par, de patas ausente o' en forma de protuberancia ; a : quinta pat a

derecha ausente) Acrocalanus

1 64

- Tercera y cuarta patas dentadas solamente en la por-

ción proximal del tercer artejo del exopodito, no en ' el segund o

artejo ; la cerda escapeliforme terminal del exopodito de la ter -

cera pata más alar- gáda'que el tercer artejo del exopodito ; terce r

artejó del endopodito 'de lá segúnda pata don siete cerdas (I? :

quinta pata con tres artejos ;

quinta pata con dos artejos) . . .

: : P aracalanus

Exopodito de la primera pata con tres artejos ; tórax

sin espinas (

; quinta pata ausente ; Cf ; patas del quinto par

unirrámeas, la quinta pata derecha a veces ausente)

Eucalanu s

- Exopodito de la primera pata con dos artejós ; los sea

mentos ' torácicos medios con uno o dos pares de espinas ( 9 : qui n

ta pata cori tres artejos ; O ; quinta pata condos artéjos

. . . . . . . . . . . . . . . . . 'Rhincalanu s

C 7 Dos grandes lentes quitinosas frontales

Miraci a

- Sin lentes quitinosas frontales C8

C 8 Frente cónica, redondeada anter°iomente ; cefalotórax

muy estrechó ; rama externa de la antena posterior ausente . . . . .

Setell a

Frente puntiaguda ; cefalotórax ensanchado ; rama exter

1 6 5

na de la antena posterior con un artejo

▪ C 9

C9 Furca con los limbos separados (casi dos veces tan

larga como ancha) y cerdas mucho más cortas que el cefalotórax

• Euterpe

- Limbos de la furca, que es muy corta, así como las cer

das, desusadamente largas, fusionados en la línea media

Aegisthu s

D . Cabeza con lentes oculares dorsales (maxilipedo pos -

terior con seis artejos, el sexto muy pequeño)

Labidocer a

Cabeza sin lentes oculares dorsales

D l

D1 Quinto par de patas birrámeo con endopodito articula -

do : . . . Centropage s

- Quinto par de patas unirrámeo D 2

D 2 Maxilipedo posterior con siete artejos

D 3

- Maxilipedo posterior con tres a cuatro artejos

.' D 5

t66

Furca larga y delgada, cuando menos seis veces más -

larga que ancha ; el,maxilípedo posterior del doble de la longitud

del anterior

. . .

. . . Temor a

- F,urca con una longitud . cuatro veces mayor que -,la anch u

ra ; maxilipedo posterior, más corto que el•anterior

. .

. D 4

D4 Maxilípedo anterior con cerdas cortas en, su porción

proximal ; cerdas largas gruesas y en forma de hoz en su porción

distal ; artejo basal proximal del maxilipedo posterior con pocas

cerdas cortas . . .

. . .

.

. . .

. . . Candace

Porciones proximal y distal del maxilipedo anterior -

y también el artejo . proximal basal. del maxilipedo posterior co n

cerdas largas y espinosas .

Calanopi a

D 5 Rama externa de la antena posterior más corta que_el

artejo distal de la rama interna ; maxilipedo anterior provisto

en sus porciones proximal y distal de cerdas largas y espinosas

Rama externa de . la antena posterior más larga que el

artejo distal del endopodito ; maxilipedo anterior con cerda s

cortas en su_porción proximal y en la porción distal poderosas

cerdas ganchudas

Corymura

1 67

E . Tercer artejo del exopodito del segundo al cuarto pa r

de patas con cinco cerdas marginales internas :

Spinocalanu s

- Tercer artejo del expodito del segundo al cuarto par de p a

tas con cuatro cerdas marginales internas

E l Superficies

del expodito y endopodito del cuarto par

de patas sin espinas grandes'; apéndices del maxílipedo anterior -

en forma de cerdas E 2

- Superficie del exopodito y especialmente del segundo y

tercer artejos del endopodito del tercero y cuarto par de pátás ,

armados con fuertes espinas ; cerdas distales delmaxilipedo ante-

rior en parte flexibles, vermiformes o peniciladas

7

E2 Segundo y tercer par de patas difieren del cuarto pa r

en los siguientes hechos : El artejo basal y exopodito ensancha-

dos y robustos, el borde distal del segundo artejo basal estran -

gulado en la superficie posterior ; cerda terminal (especialmente

en la tercera pata) con margen ensanchado

' Clausocalanus

= Segunda y . tercera patas no difieren de la cuarta, en l o

que respecta a las peculiaridades antes mencionadas

E3

1 68

E 3 Espinas marginales externas del segundo y tercer art e

jo del exopodito, en la cuarta pata, pectinadas, uescansando s o

bre profundas hendeduras

Ctenocalanu s

- Espinas marginales externas del exopodito de forma -

usual E 4

E 4 Abdomen de 4 segmentos ; el primero con el orificio g e

nital en la superficielventrál convexa, más alargado que los si-

guientes segmentos ; quinto par de patas " simétrico o ausenté

- Abdomen de cinco segmentos, el primero lleva el or i

ficio genital en el lado izquierdo y es más . corto que los siguie n

tes ; quinto par de patas asimétrico . . .

. . . .

E4a

E 4 En la superficie antero-dorsal de la cabeza hay -

una espina media dirigida adelante, las porciones laterales de l

último segmento torácico prolongándose a uno y otro lado en un a

poderosa punta

. .

. Gaetanus

- Cabeza sin espina media ; porciones laterales del últi-

mo segmento torácico redondeadas o cuando más con una corta pun

ta ( en uno de los lados)

1 69

E 5 Quinto par de patas con dos artejos que terminan en un a

cerda poderosa, curvada y dentada

. . . . . . . . . . .

. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . : E 6 Q

Quinto par de patas ausente

Pseudocalanus

E 6 Rostro terminado en 2 flácidos filamentos ; el últim o

segmento torácico y el genital simétricos ; primer artejo del exo-

podito de la primera pata con cerdas externas ; la cerda termina l

de la quinta pata mucho más larga que los 2 artejos juntos de l a

misma

Drepanopus

- Sin rostro ; último segmento torácico y genital asimétr i

cos ; el primer artejo del exopodito de la primera pata sin cerda s

externas ; la cerda de la quinta pata aproximadamente de igual lon -

gitud a los dos artejos considerados juntos

Moebianus

E 4 Patas del quinto par, especialmente del lado izquierdo ,

hinchadas ; exhibiendo gran nt:mero de formas peculiares en el extr e

mo de los apéndices

Moebianus ó

- Pata del quinto par alargada y delgada, en forma de est i

lete Pseudocalanus c3

1 70

- Patas del quinto par cortas, la derecha con un artej o

terminal uncinado

Drepanopu s

(á) . Exopodito de la antena posterior con una longi-

tud de más de una y media veces la del endopodito ; cefalotórax

globoso en la .hembra ; y fuerte'en el macho (quinto par de patas

ausente en la hembra ; en el macho hay dos patas unirrámeas) . . . .

Phabnn a

- Exopodito de la antena posterior con una longitud un a

y media veces menor que la del endopodito ; cefalot'órax elíptic o

E 8 (a )

(a) Superficies (especialmente la posterior) del se-

gundoy tercer artejos del exopodito de la segunda ( y cuarta )

pata armadas con grupos de'pequeñas'puntas ; el segundo artejo de l

exopodito de la cuarta pata sin lamelas ; quinta pata en la hem -

bra ausente o tiene uno o dos artejos no dentados en su margen -

interno ; la quinta pata derecha de la hembra, bien desarrollada ;

y la izquierda con un artejo en el endopodito

Scolecithri x

- Superficies del exopodito de la .segunda ( y tercera )

patas, desnudas ; segundo artejo del exopodito de la cuarta pat a

con series de delicadas lamelas en la superficie posterior ;

quinta pata de la hembra con dos o tres artejos, dentada en el -

margen interno del primer artejo ; en el macho la quinta pata iz -

quierda unirrámea y la derecha ausente Xanthocalanus

1 7 1

E 7 (b) : Veinticuatro artejos en la antena anterior

▪ Scolecithri x

t

- Veinticinco artejos en la antena anterior E 8 (b )

E 8 .(b) . Quinto par de patas ausente en la hembra ; en el -

macho, ambas patas unirrámeas Phaenn a

- Quinto par de patas con dos a tres artejos en la hembra ,

en el macho reducidos a una sola pata (la izquierda)

• Xanthocalanu s

F . Abdomen de cuatro segmentos ; su primer segmento (co n

la abertura genital sobre la superficie ventral convexa, que fre-

cuentemente está provisto de protuberancias) al menos tan largo -

como el segmento siguiente y más largo que el último segmento ; -

quinto par de patas ausente ; partes bucales bien desarrolladas .

- Abdomen de cinco segmentos (con un corto y oculto seg-

mento anal) su primer segmento, con la abertura genital en el la-

do izquierdo, más corto que el siguiente segmento ; quinto par de

patas asimétricos ; el borde mandibular, maxilípedo anterior, y en

parte también la mandíbula, ausente s

F9 Angulos laterales del último segmento torácico pro-

longados en un largo proceso puntiagudo ; exopodito de la primer a

pata con tres artejos F l

1 72

- Angulos laterales del último segmento torácico redon-

deados, algunas veces ligeramente puntiagudos ; exopodito de la -

primera pata con dos artejos : F2 ?

Rostro terminado en dos fuertes dientes sumamente -

quitinizados ; ramas de la antena posterior casi de la misma lon-

gitud A6tidius

Sin rostro ; rama interna de la antena posterior de ca -

si la mitad de la longitud de la rama externa

Chiridius

-F 2 ? Ramas de la antena posterior casi de la misma lon-

gitud Euchaet a

- Ramas externas de la antena posterior cuando menos -

una y media veces la longitud de la rama interna F3 9

F 3 ? Borde interno del primer artejo basal de la cuarta

pata, desnudo o con unos cuantos pelos pequeños ; las cerdas media s

dede la rama externa de la maxila, más cortas que las cerdas pr o

ximales y distales Undeuchaeta

- Borde interno del primer artejo basal de. la cuart a

ta, con cerdas espinosas o crenadas ; cerdas medias de la rama -

externa de la maxila no reducidas

Euchirell a

p

1 73

FC~ Solamente una pata del quinto par se encuentra pre-

sente y es unirrámea ; porciones laterales del último segmento t o

rácico puntiagudas Aetidiu s

- Ambas patas del quinto par, poderosamente desarrolladas ;

porciones laterales del último segmento torácico, redondeadas . . .

F,l a Rama interna de la antena posterior considerablemen-

te más corta que la rama externa ; pata derecha del quinto par, -

quelada Euchirella d

- Ramas de la antena posterior de longitud casi igual ;

quinta pata no quelada ; la derecha, y algunas veces también lá i z

quierda, con un apéndice en forma de estilete

Euchaeta

1 75

Phylum : Arthropods .

Clase : Crustacea

Orden : Cladocer a

Familia : Bosmidae

Género :Bosmina

B O S M I N A . Baird, 184 5

Usualmentehialinos : valvas delgadas, ángulo inferoposterior con espi-

na (mucro) . Anténulas de la hembra inmóviles y fijas a la cabeza ; seta olfa-

toria a un lado, con una placa triangular pequeña por debajo ; porción distal

de las anténulas de aspecto segmentado . Antena formada por tres o cuatrora-

mis unidos . Algunas veces el postabdomen es cuadrado ; ano terminal ; espinas

pequeñas e inconspicuas ; las uñas sobre procesos cilíndricos .

El macho es más pequeño que la hembra, con un rostrum corto y engrosa

do, anténulas alargadas libremente : el gancho y un flagelo largo sobre el pri-

mer apéndice . (Birge, Langdon, 1959) .

1 7 6

Phylum : Arthropoda

Clase : Crustacea

Orden : Cladocera

Familia : Daphnidae

Género : Ceriodaphni a

C E R I O DAPH N IA . Dana, 185 3

La forma general del cuerpo es redonda u ovalada . El tamaño es pe-

queño, rara vP7 ex-'d 1 mm . Várfiinp Pn nrnyPnción rar3nnda ó angular, ocup a

da usualmente por el ojo . Valvas ovaladas, van de redondas a subcuadradas ,

terminadas comunmente en un ángulo dorsal agudo o en una espina corta . Las

anténulas no poseen un movimiento libre . Presenta un proceso abdominal or-

dinariamente desarrollado . El postabdomen es grande, de varias formas . Epi

pium triangular, con un huevo colocado longitudinalmente . Las anténulas de l

macho con una seta larga y robusta (que es un flagelo modificado) ; el pri-

traer apéndice lleva un gancho y un flagelo largo . (Birge, Langdon, 1959) .

1 . 77

Phylum : Arthropod a

Clase : Crustacea

Orden : Cladocer a

Familia : Daphnidae

género : Daphnia

D A PH NIA .

O .F . Willer, 1785

El cuerpo es ccmprimido . Las valvas son reticuladas, los márgenes -

dorsal y ventral redondeados hacía adelante y provistos con espinulas en la

parte posterior. El rostrum está bien marcado y es puntiagudo en la hembra .

Anténulas pequeñas o rudimentarias, inmóviles, colocadas detrás del rostrum .

Tres o cuatro procesos abdominales ordinariamente desarrollados ; el anterior

es alargado, en forma de lengua e inclinado hacia adelante . Epipium con dos

huevos. Los huevos de verano son frecuentemente numerosos .

La cabeza del macho no posee rostrum : las anténulas son largas, móvi-

les, comunmente con seta o flagelo anterior largo y fuerte . El primer apéndi

ce lleva un gancho y un flagelo largo . (Birge, .Langdon, 1959 ; Brooks, 1957) .

• 178

Phylum : Arthropoda

Clase : Crustacea

Orden : Copepoda

Familia : Cyclopidae

Género : Ectocyclop s

E C T O C Y CL_OP S . Brady '

El quinto apéndice no está diferenciado del quinto segmento metaso-

mal y está armado con dos espinas internas robustas y una seta externa ; la -

primera antena está compuesta de once segmentos (a veces presenta 9 6 . 10 .) .

Los sacos ovigeros son siempre maduros, pero frecuentemente no s e

presentan . En el adulto, el último segmento urosomal (que lleva el rami cau

dal), es más corto que el segmento que lo precede . En'cópépodos inmaduros -

es mucho más largo que el segmento que lo precede, (generalmente lo doble )

y no está dividido transversalmente ("xeatmen, 1959) .

i

1 79

Phylum : Arthropods

Clase : Crustace a

Orden : Copepods

Familia : Cyclopidae

Género : Orthocyclops .

O R T H O C Y C L O P S .

E. H . Forbes ,

E l . quinto apéndice está compuesto de tres segmentos diferentes .

primera antena presenta 16 segmentos .

Los sacos ovigeros son siempre maduros, pero frecuentemente no se pre

sentan . En el adulto, el último segmento urosomal (que lleva el remi caudal) ,

es más corto que el segmento que lo precede (generalmente el doble), y no est á

dividido transversalmente . (Yeatman, 1959) .

1 8 0

Phylum : Arthropod a

Clase: Crustacea

Orden : Copepoda

Familia : Diaptomidae

Género : Diaptomus

D IAPTOMUS. Light, 1938 .

Ramus caudal en el macho y la hembra . Seta aproximadamente de igual

longitud ; el cuarto apéndice no difiere de los otros . El quinto apéndice, -

, tanto en el macho como en la hembra,tiene endópodos modificados, uni o'bi-

segmentados ; de cero a dos setas apicales ; el quinto apéndice en el macho -

termina en una uña simple .

La primera antena en el%macho y la hembra, se localiza en el lado -

izquierdo ; hay setas sobre los segmentos 17,°19, 20 y 22, con el extremo no

flexible y terminando en gancho . (Wilson', 1959) .

1 81

Phylum : Protozoa

Clase : Filosa

Orden : Testaceafilos a

Familia : Eugliphida e

Género : Euglypha

E U G L Y P H A . Dujardin

Cubierta exterior de color café oscuro y su apariencia es parecida a l

material del exoesqueleto de los insectos y se describe comunmente como quit i

noide, pero realmente se encuentra compuesta de muchos gránulos de silice fir

memente unidos y dispuestos sobre la superficie de la amiba . Estas placas n o

son cuerpos externos pues son secretadas por el propio organismo . (Jahn, Jahn ,

1949) .

1 82

Phylum : Protozoa

Clase : Lobosa

Orden : Amoebaea

Familia, :Hyalodiscidae

Género : Astramoeba

ASTRAMOE BA .

Vejdovsky

Cuerpo esférico y transparente . Locomoción retardada, irregular e -

incierta . De forma alargada u ovoide cuándo se mueve . Caracteristicamente

presenta numerosos pseud6podos largos y delgados cuando se encuentra suspen-

dida en el agua y puede conservar esta forma por largos periodos de tiempo .

Algunas veces el pseud6podo es denso en la base y puede esta enrollado cuan -

do se retrae . Núcleo esférico . (Jahn, Jahnm 1949) .

1 83

Phylum : Protozoa

Clase : Sarcodina

Orden : Amoebida

Familia : Amoebidae

Género : Valkampfia

V A L K A M P F I A . Chátton, Lalung-Bonnaire .

Amoeba parecida a una babosa, de vida libre, mayor de 20f4', el estado

flagelado no es conocido . Con corrientes uniformes de endoplasma granular . -

Protuberancias longitudinales no prominentes en la membrana; con un pseudbpo-

'do indeterminado u ondas protoplásmicas . (Kudo, 1966) .

1 84

Phylum : Protozoa

Clase : Sarcodina

Orden :Proteomyxida

Familia : Vampylleridae

Género :Nuclearia

N U C L E A R IA' . Cienkowsky, 1876

Organismo con filopodios o rizopodios radiales, su pseudópodo es ra -

mificado y semejante a rayos, blando y anastomosado cuando está en contact o

con algún objeto . Carece de envoltura . No posee filamentos axiales .

tamaño varia de 40 a 60jL . . Multinucleado. Endoplasma incoloro . Su cuerpo

es ameboide, normalmente esférico . (Deflandre, 1959) .

1 85

Phylum : Protozoa

Clase : Sarcodina

Orden : Testacida

Familia : Arcellidae

Género : Parmulina .

P A R M U L I N A . Penard ,

Los pseuddpodos son lobulados, no anastomosados, sin filamentos axia-

les . La abertura no tiene forma membranosa elongada .

Cubierta semirigida, perp es flexible cerca de la abertura, la cual -

está definida : con una membrana simple, hialina o amarillenta . (Deflandre, --

1959) .

1 86 .

Phylum : Protozoa

Clase : Sarcodina

Orden : Testacida

Familia : Difflugidae

Género : Centropyxis .

CENTROPYXIS .

Stein, 185 7

Cubierta ovalada, llevando de .4 a 6 espinas hacia un extremo (dorsal) ,

abertura en el otro extremo (ventral) ; de color café semitransparente u opa -

co, con pocos o muchos granos de arena o partfculas minerales ; sin placas se

cretadas por el citoplasma. Los pseudópodos son semejantes a lóbulos no anas

tomosados . No presenta . filamentos axiales . (Jahn, Jahn, 1949) .

1 8 7

Phylum :Protozoa

Clase : Sarcodina

Orden : Testacida

Familia : Difflugidae

Género : Difflugia .

D I F F L U G I A . Lecrerc , 181 5

Posee una cubierta compuesta de partículas minerales que son ingerida s

por el animal y enclavadas en una matriz que también es secretada . La forma -

de la cápsula o cáscara es en ocasiones como la de un huevo, con una abertur a

localizada en un extremo . La cápsula es incolora, o puede esta teñida de rojo ,

azul o violeta por el hierro, manganeso o cobalto existentes en los granos d e

arena . (Jahn, Jahn, 1949) .

1 88

Phylum :Protozoa

Clase : Ciliata

Orden : Hypotrichida

Familia : Oxytrichidae

Género :Stylonychi a

S T Y L O N Y C H I A . Ehrenberg, 1838

Sin cilios libres sobre el cuerpo . Hay una zona adoral demembrane -

las las cuales llevan a la boca y a una membrana ondulante . Las estructura s

semejantes a cilios sobre la superficie ventral, son realmente copetes de - -

. ,cilios fusionados para formar una estructura simple llamada cirro . Presenta

dos hileras longitudinales cerca de los márgenes laterales (marginales), u n

grupo anterior (frontales), 2 grupos posteriores (5 anales y 2 caudales) y 5

esparcidos sobre la superficie ventral (ventrales) . La mayoría de los ci--

rros, especialmente algunos grandes, son usados para desplazarse . Hay pre-

sencia de una zona adoral demembranelas y de cirros sobre la superficie ve n

tral del cuerpo aplanado . (Jahn, Jahn . 1949) .

1 89

Phylum : Protozoa

Clase : Ciliata

Orden :Gymnostomatida

Familia :Holophrydae

Género : Prorodon .

P R O R O D O N . Ehrenberg,' 183 3

Boca terminal y elíptica, desplazada ligeramente del polo anterior : -

una hilera de cerdas inconspicuas cortas que se extienden desde atrás de la -

boca a uno de los lados ; cuerpo uniformemente ciliado con 40 o 50 hileras d e

cilios . Células no transparentes, flexibles . Ausencia de organelos ciliare s

adorales . Esófago con triquitos dobles, conspicuos, sus lados externos lige-

ramente por debajo del nivel superficial . Núcleos compactos . Típico ciliado -

primitivo . (Noland, 1959) .

1 90

Phylum :Protozoa

Clase :Ciliat a

Orden :Spirotrichida

Familia :Tintinidae

Género :Codonella .

CODONELLA .

Haeckel ,.1873

Cápsula en forma . de vaso de gran tamaño, con cuello . Cilios presen -

tes en la vida activa (no enquistados) ; dos tipos de núcleos (macro y mi -

cronúcleo) :boca usualmente presente .

Presenta peristoma bordeado por una zona adoral con numerosas membr a

nelas dispuestas en circulo, en el extremo anterior (Noland, 1959) .

1 91

Phylum : Protozoa

Clase : Ciliat a

Orden :Spirotrichida

Familia : Tintinidae

Género : Tintinnopsi s

T I N T I N N O P S I S .

Stein, 186 7

Cuerpo cónico o en forma de trompeta, desprendiendo una lórica de mate-

rial gelatinoso, con o sin partículas extrañas ; hileras longitudinales de ci -

lios sobre el cuerpo; con una zona adoral muy grande de membranelas espesas ;

usualmente dos macronúcleos . Las lóricas varían grandemente de forma en las -

diferentes especies . Algunas son transparentes, otras son altamente arenosas .

(Jahn, Jahn, 1949) .

1 92

Phylum :Protozoa

Clase Ciliat a

Orden : Holotrichid a

Familia : Didinidae

Género :Didinium.

D I D I N I U M .

Stein, 1867

Cuerpo ovoide, circular en corte transversal, con un cono proyecta -

do y con la boca en el extremo . Dos bandas de cilios rodean al cuerpo, una

anterior y otra cerca de la mitad . (Jahn, Jahn, 1949) .

1 93

Phylum : Protozoa

Clase : Ciliata

Orden : Holotrichida

Familia : Holophrydae

Género : Holophryra .

HOLOPHRYRA . Ehrenberg, 1831

Boca localizada en o cerca de la superficie, con células uniformement e

ciliadas a su alrededor y por lo general sobre el cuerpo entero. Elperistoma

no está extendido . Cuerpo en forma elipsoidal regular, la boca está redondea -

da en el poro anterior ; el ano y el poro de la vacuola contráctil están abiertos

independientemente . Hay una pared delgada en el esófago, con o sin triquito s

delicados . No presenta hileras de cerdas adorales . (Noland, 1959) .

. 1 94

Phylum : Protozoa ,

Clase : Ciliata .

Orden :Holotrichida

Familia : Nassulidae

Género : Nassula.

N•A .S S U LA . .

Ehrenberg, 1833

Con la superficie corporal total o parcialmente ciliada . Boca, ano

y poro de la vacuola contráctil abiertos independientemente . .

Citostoma en o cerca de la superficie ventral, sin proboscis y sin -

cilios o membranas :el peristoma no está extendido ; el esófago es cerrado ,

excepto cuando se alimenta y frecuentemente presenta triquitos en su pared .

Cuerpo redondeado transversalmente, ligeramente aplanado en vista ventral .

La depresión oral está encerrada externamente por un esfínter :los

tricocistos no son evidentes . (Noland, 1959) .

1 95

S°~I~I In. o ~~/OO

Phylum :Protozoa

Clase : Ciliata

Ordén :Holotrichida

Familia :Trachelidae

Género : Dileptus

D I L E P T U S .

Dujardin, 1841

Cuerpo grande, alargado, punteado posteriormente . Con una proboscis ,

boca lateral, redondeada y sobre una superficie ventral convexa rodeada de -

triquitos . Se presenta en la base de un tricocisto que presenta un cuello .

Superficie del cuerpo total o parcialmente ciliada, Boca, ano y por o

de la vacuola contráctil abriéndose independientemente . Numerosas vacuolas -

contráctiles.(Noland, 1959 .) .

1 96 '

Phylum :. Protozoa

Clase :Ciliata

'Orden : Peritrichi a

Familia : Epistylidae

Género : Epistylis .

E P . I S T Y L I S . Ehrenberg, 1838

Poseen una región anterior alargada, semejante a un disco, la' . cual

posee cilios conspicuos . La ciliación del cuerpo-está muy limitada y comun -

mente esta ausente . Las éspecies son'pedunculadas . No presentan lórica :

(Jahn, Jahn, 1949).

1 9 7

Phylum :Protozoa

Clase :Ciliata

Orden :Peritrichida

Familia :Urceolariidae

Género :Trichodina .rf

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T R I C H O D IN A . ' Ehrenberg, 1830 '

Posee una región alargada y parecida a un disco, la cual está conspi-

cuamente ciliada, generalmente con tres semimembranas . Las alas de la zona -

adoral presentan un movimiento circular hacia la izquierda del citostoma, ta l

y como se observa en el extremo anterior . La ciliación del cuerpo está mu y

limitada y usualmente no se presenta . La mayoría de las especies están pedun

culadas y pueden desarrollar un anillo posterior de cilios, perder el tallo y

convertirse en libre-nadadoras . Presentan un elevado desarrollo de organelos

sobre el extremo aboral (Jahn, Jahn ; 1949 .).

1 98

Phylum : Protozoa

Clase :Ciliata

Orden :Peritrichida

Familia :Vaginicolidae

Género : Cothurnia.

C O T H U R N I A . Ehrenberg, 188 3

Lórica de color amarillo o café, de forma irregular, con un pedúncu-

lo cortoy una región anterior alargada y parecida a un disco, la cual prese n

ta cilios conspicuos . La ciliación está muy limitada y algunas veces no se '

presenta . Pueden desarrollar un anillo posterior de cilios y perder el tall o

convirtiéndose en libre-nadadores conocidos como telótropos . (Jahn, Jahn ,

1949 .) .

1 99

)

Phylum :Protozoa

Clase : Ciliata

Orden : Peritrichi a

Familia : Vorticellidae

Género :Vorticella .

VORTI C E L LA . Ehrenberg, 183 8

Cuerpo en forma de campana, unido por un tallo . El tallo posee un mi o

nema interno capaz de retraerse . La región anterior es parecida a un disco -

ciliado que presenta tres semimembranas .

r

Los flancos de la zona adoral presentan movimientos circulares hacia -

la izquierda del citostoma . Pueden desarrollar un anillo posterior de cilios ,

perder el tallp,y convertirse en libres nadadores ; presentan un elevado desa-

rrollo de organelos sobre el extremo aboral .

El tallo no es ramificado, Vorticella se encuentra frecuentemente e n

grupos, pero estos grupos no son colonias, ya que el tallo'de cada organismo

está unido directamente al sustrato . (Jahn, Jahn, 1949 .) .

2 0 0

Phylum :Protozoa

Clase : Ciliat a

Orden :Hymenostomatida

Familia :Parameciidae

género :Paramecium .

P•ARA M EC IU M .

Hill, 175 2

Fácilmente reconocible por su forma. Presenta muesca oral muy promi -

nente :el cuerpo está uniformemente ciliado y con tricocistos por debajo de

toda la superficie . Las dos vacuolas contráctiles (una en el frente y otra

por detrás a la mitad de la célula), con canales radiales .

Cuerpo cubierto por una película viva, compleja, que generalment e

contiene cierto número de organitos diferentes (alveolos, tricocistos) . Los

cilios bucales constan de una membrana ondulante y una zona .adoral de membra-

nelas . Movimiento ciliar retrógrado . (Jahn, Jahn, 1949 .) .

2 0 1

Phylum : Rotifera

Clase :Bdelloidea

Orden :Bdelloida

Familia : Philodinidae

Género :Rotaria .

R O T A R IA .

Scopoli ,

Cabeza y pie telescópicos, retráctiles, cuerpo anillado, movimient o

como el de las sanguijuelas, palpos laterales defectuosos . Corona con dos 16

bulos circulares retráctiles . Ojo en la proboscis .

(Needham, 1978 .) .

Las glándulas pedales se abren en los extremos de dos espolones cóni-

cos largos y divergentes localizados cerca del extremo del pie . Los espolone s

sustituyen a los dedos, los cuales son sumamente pequeños .

Extremó anterior retráctil y con frecuencia portador de dos disco s

trocales . Mástax adaptado parada trituración ; pueden ser nadadores y reptan-

tes . No existen machos ; la hembra posee dos germovitelarios . Incuban sus -

huevos intermitentemente . (Barnes, 1977 .) .

20 2

Phylum : Rotifera

Clase :Monogonont a

Orden :Flosculariaceae

Familia : Conochilida e

Género :Conochilus .

C .0 N 0 C H I L U S . . Hlavá ,

Cabeza y pie no telescópico, contráctiles,generalmente con palpos .la-

terales definidos : Los animales adultos están fijos o formando colonias, g e

nerlamente se encuentran en tubos cusnnd o. están aislados, en colonia están di s

puestos en una forma que semeja a una trompeta . Corona con sedas largas, ci -

lios, o ambos . Los cilios son móviles, fuertes y visibles . La acción ciliar

combinada de las coronas impulsa a la colonia en el agua . (Needham', 1978 .) .

203

Phylum : Rotifera

Clase : Monogonont a

Orden :Flosculariaceae

Familia :Testudinellidae

Género :Filinia .

F I L I N IA .

Bory de St . Vicent ,

Con un ovario . Trofi ramado . Cuerpo con apéndices cuticulares movi-

bles, ya sea filiformes como remos aplanados o con crecimientos externos hue -

cos con setas y músculos . Sin .pie o disco adhesivo . Los apéndices son exten

siones setiformes de la cuticula . (Edmonson, 1949) .

Cabeza y pie no telescópicos, retráctiles, generalmente con palpos -

laterales definidos . Animales adultos libres, raramente en vainas tubulares .

Tres apéndices filiformes . Longitud corporal de 175 ,u .

(Needham, 1978 .) .

204

Phylum : Rotifera

Clase ' : Monogcnont a

Orden :Flosculariaceae

Fámilia :Testudinellidae

Género :Testudinella .

TE S T.UD T NE L :L A . . Bory de St . Vincent .

Cabeza y pieino telescópicos, retráctiles, generalmente con dos ló-

bulos laterales definidos . Adultos libres . Lórica más o menos comprimid a

dorsoventralmente, rígida y generalmente espinosa .

Pie con surcos transversales . Cuerpo muy comprimido dorsoventralmen

te . El campo bucal se reduce, quedando relativamente insignificante y la co-

rona deriva enteramente de la banda circunapical . Mástax de tipo prensil .

Un solo germovitelario . (Needham, 1978 .) .

205

Phylum : Rotifera

Clases Monogonont a

Orden :Flosculariaceae

Familia : Testudinellidae

Género :Pompholyx .

POMPHOLYX . Gosse ,

Cuerpo sin apéndices, lobulado o aplanado en vista transversal . Con

cuatro lóbulos aproximadamente iguales o muy aplanados :dos ojos frontales, tro

fi malleoramado . Con un ovario, sin pie o disco adhesivo . Con lórica . (Ed-

monson, 1959 .) .

206

Phylum :Rotifera

Clase :Monogónonta

Orden : Flosculariaceae

Familia :Conochilidae

Género':Coriochiloides .

CONOCHILOIDES . Hlava .

Sin lórica. Trofi malleoramado.. .

,

lateral elongada., posterior . a la corona ,

del cuerpo o fusionada en parte . Con un

Corona con margen ciliado . Antena

unida sobre la superficie ventral

ovario . El pie es de forma hemisf é

rica y se encuentra en u n . pedúnculo; .disco de unión, capa ciliada o sin una

estructura especializada . No presenta uñas . (Edmonson, 1959 .) .

207

Phylum : Rotifera

Clase : Monogonont a

Orden : Ploima

Familia :Brac.hionidae

Género : Brachionus

B R A C H IONUS .

Pallas ,

Cabeza y pie no telescópicos, retráctiles, generalmente con palpos la-

terales definidos . Animales adultos libres, raramente en vainas tubulares .

Lórica más o menos comprimida dorsoventralmente, rígida y generalmen-

te espinosa . Sin apéndices . Pie con surcos transversales, generalmente con

seis espinas anteriores . (Needham, 1978 .) .

208

Phylum : Rotifera

Clase :Monogononta

Orden : Ploima

Familia :Brachionidae

Género : Diplois .

D I P L O I S . . Gosse ,

Cuerpo no enrollado ni comprimido, o algunas veces comprimido . Su-

perficie dorsal 'sin espinas, o con una o dos espinas sobre la línea media .

Lórica dura y bien desarrollada, compuesta de tres placas separada s

por un surco dorsal longitudinal, una placa ventral y dos placas dorsolate-

rales .

Con un ovario, trofi ramado . Pie terminado en una o dos uñas que -

juntas son más cortas que la Lórica . (Edmonson, 1959 .) .

209

E P I PH A N E S . Ehrenberg ,

Cuérpo voluminoso, abultado o cónico . Con penachos de sedas (de 3 a

5) alineados a lo largo de la región bucal . Uñas cortas. Corona sin proboscis.

Trofi claramente malleado o débilmente modificado hacia el virgado . Boca en

la corona. (Edmonson, 1959 .) .

Cabeza y pie no telescópicos, retráctiles, generalmente con palpos late

rales definidos_ Animales adultos libres, raramente en vainas tubulares . Sin

apéndices. ; Lórica flexible, con pie . (Needham, 1978 .) .

Phylum : Rotifera

Clase :Monogononta

Orden : Ploima

Familia : Brachionidae

Género :Epiphanes .

21 0

Phylum :Rotifera

Clase :Monogonont a

Orden : Ploima

Familia :Notommatidae

Gdnero :Cephalodella .

CEPHALODELLA . Bory de St . Vincent .

Generalmente con una superficie dorsal sin espinas, con 1 ó 2 espinas ,

en la línea media : con un ovario . Trofi ramado y virgado . Lórica claramente vi-

sible, débilmente desarrollada, consistente de .placas dorsal y ventral separa-

das por membranas flexibles que forman un surco . Cuerpo no enrollado ni compri-

mido. Pie terminado en 1 ó 2 uñas, sin espinas en la unión . (Edmonson, 1959 .) .

2 1 1

Phylum :Rotifera

Clase : Monogonont a

Orden : Ploima

Familia : Notommatidae

Género :Pleurotrocha .

PLEUROTROCHA . Ehrenberg .

Con un ovario. Trofi ramado, sin un músculo en forma de "V" . Sin lórica .

Con el pie más corto que la mitad de la longitud total . Con una uña (puede tener

una uña larga dorsal adicional sobre el pie . )

Uña más corta que el resto del cuerpo . Manubrio con una proyección ven-

tral pequeña . Uncus presente . Boca no móvil desde la corona . (Edmonson, 1959 .) .

21 2

Phylum : Rotifera

Clase :Monogononta

Orden : Ploima

Familia :Proalidae .

Généro :Proales .

P R O A L E S .

Gosse ,

Con un ovario . Sin lórica. Sin músculos en forma de "V" . Dos uñas más

cortas que el resto del cuerpo . Trofi claramente mallado o ligeramente modif i

cado hacia el virgado. Bocano'móvil desde la - corona . Sin papila y corona sin

proboscis de 200 . a 400

(Edmonson, 1959 .) .

21 3

Phylum : Rotifera

Clase : Monogononta

Orden : Ploima

Familia : Synchaetidae

Género : Polyarthra .

POL Y AR T H RA . Ehrenberg .

Con un ovario . Trofi ramado . Cuerpo con apéndices cuticulares aplanados

móviles, "hojas" colocadas en cuatro grupos en superficies dorso y ventrolate -

rales cerca del extremo anterior . (Edmonson, 1959 .) .

Mástax simple de tipo prensil : Cabeza y pie no telescópicos, retrácti-

les, generalmente con palpos laterales definidos . Doce apéndices filiformes o -

laminares . Adultos libres . (Needham, 1978 .) .

21 4

Phylum : Rotifera

Clase : Menogonont a

Orden : Ploima

Familia : Trichocercidae

Género : Trichocerca .

TRICHOCERCA . Lamarck ,

Cabeza y, pie no telescópicos , , retráctiles, generalmente con palpos -

laterales definidos .. Lórica esférica, cuadrada, tubular o comprimida lateral -

mente, rigida .y generalmente espinosa . Con pie . Adultos libres . Uno odos de-

dos filiformes grandes, algunas veces de tamaño diferente . (Needham, 1978 .) .

21 5

Phylum :Rotifera

Clase :Monogonont a

Orden : Ploima

Familia : Asplachnidae

Género : Asplachna .

AS P LACH N A . Gosse ,

Cabeza y pie no telescópicos, retráctiles, generalmente con palpos la -

terales definidos . Animales adultos libres, raramente en vainas tubulares . Cu-

tícula delicada, cuerpo alargado en forma de saco, ano ausente . (Needham, 1978) .

21 6

Phylum : Rotiferá

Clase :Monogononta

Orden : Ploima

Familia : Brachionidae

Género : Keratella.

KERATEL "LA . Bory de St . Vincent .

Cabeza y pie no telescópicos, retráctiles, generalmente con palpos l a

terales definidos . Animales adultos libres, raramente en vainas tubulares . -

Sin pie ni apéndices . Con ano . Con seis espinas

dorsal, dividida en placas . (Needham, 1978 .) .

en pósición anterior ; lórica

21 7

Phylum ; Rotifera

Clase : Monogonont a

Orden : Ploima

Familia :Gastropidae

Género : Chromogaster .

C H R O M O G A S TER . Lauterborn ,

Lórica ovalada gruesa, comprimida dorsoventralmente, compuesta de dos

placas, dorsal y ventral, unida por una cutícula flexible formando un surco .

Placa ventral ligeramente más angosta que la dorsal . Animales adultos

libres, raramente en vainas tubulares . Cabeza y pie no telescópicos, retráct i

les, generalmente con palpos laterales definidos . Con un ovario, trofi ramado .

Sin pie o disco de adhesión y sin ano . (Edmonson, 1959 .) .

21 8

Phylum :Rotifera

Clase : Monogononta

Orden : Ploima

Famili á : Gastropidáe

GAST. ROPUS

Imhof

Lórica esférica, cuadrada, tubular o comprimida lateralmente, .rigida y

generalmente espinosa . Dos dedos pequeños . Sin casquete, pie en posición medio

ventral .

Cabeza y pie no telescópicos, retráctiles, generalmente con palposla-

terales definidos . Adultos libres, raramente en vainas tubulares . (Needham,1978) .

2 1 9

Phylum : Rotifera

Clase : Monogonont a

Orden : Ploima

Familia :Lecanidae

Género : Lecane .

LECANE . Nitzsch ,

Animales adultos libres, raramente en vainas tubulares . Lórica mas o

menos comprimida dorsoventralmente, rígida, y generalmente espinosa . Pie con

segmentos unidos . Cuerpo mediano o pequeño, uno o dos dedos, un ojo medio .

Cabeza y pie no tlescópicos, retráctiles, generalmente con palpos la-

terales definidos . (Needham, 1978 .) .

220

Phylum : Rotifera

Clase :Monogononta

Orden : Ploima

Familia :Lecanidae

Género : Monostyla.

• M O N O S T Y L A . Ehrenberg .

Lórica dura, bien desarrollada, formada por una placa dorsal y una ven-

tral

¡ -_

separadas por membranas flexibles, las cuales forman un surco. Uña proyec-

tada a tráves de un hueco en una placa ventral cerca del extremó posterior . La

uña puede estar dividida hacia el extremo distal . La superficie dorsal no pre-

senta espinas, o en la mayoría con .una o dos espinas sobre la linea media . El -

pie y la uña más cortos que la Lórica . Con un ovario . Trofi ramado. Cuerpo no -

comprimido o algunas veces comprimido, no enroscado . (Edmonson, 1959 .) .

221

Phylum :Rotifera

Clase :Monogonont a

Orden : Ploima

Familia :Brachionidae

Género :Macrochaetus .

M AC R 0 C H F. E T U S .

Perty ,

Cuerpo no comprimido o algunas veces comprimido, no enroscado, uper -

ficie dorsal de la lórica con pares de espinas largas colocadas simétricamen-

te con respecto a la línea media . Con un ovario, trofi ramado . Pie terminado

en una o dos uñas . (Needham, 1978 .) .

222

" 1

a t": ,i ._ r a' r ~.

Phylum : Rotifera

Clase : Monogononta

Orden : Ploima

Familia : Brachionidae

Género Platyias .

P L A T Y I A S . Harring ,

Lórica gruesa más o menos comprimida dorsoventralmente, flexible, ro-

deando al cuerpo o en una placa arqueada dorsal o de placas dorsal y ventral -

firmemente fusionadas en los márgenes con o sin surco dorsal . Generalmente espi

nosa . Cori ano, de 2 a 10 espinas anteriores . Pie con surcos transversales uni-

dos y no retraído dentro del cuerpo . Pie y uña más cortos que la lórica. Con

un ovario . (Needham, 1978 . Edmonson, 1959 .) .

223

Phylum :Rotifera

Clase : Monogonont a

Orden : Ploima

Familia :Gastropidae

Género :Ascomorpha .

A S C O M 0 R P H A .

Perty ,

Lórica compuesta de dos placas, dorsal y ventral unidas por una cutí -

Ltiia flexible, formando un surco . Placa dorsal menor de tres cuartos de anch o

que la placa ventral . Con un ovario . Trofi ramado . Cuerpo sin pie o disco ad-

hesivo . (Edmonson, 1959 .) .