CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT-

SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA-SENACYT-

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -FONACYT-

FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

INFORME FINAL

“Evaluación química y actividad biológica de aceites y extractos de especies de Laurel

(Litsea spp) distribuidas en Guatemala para su aprovechamiento a nivel industrial en

la producción de aromas y/o fitomedicamentos”

PROYECTO FODECYT No. 51-2009

Licda. MSc. Sully M. Cruz

Investigador Principal

Guatemala, Septiembre 2012.

I

AGRADECIMIENTOS

La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del Fondo

Nacional de Ciencia y Tecnología -FONACYT-, otorgado por La Secretaría Nacional de

Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología –

CONCYT-.

II

OTROS AGRADECIMIENTOS

A la Universidad de San Carlos de Guatemala, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia

por el aval institucional, la infraestructura brindada, materiales y equipo para la ejecución

del proyecto.

Al Laboratorio de Investigación de Productos Naturales (LIPRONAT), y Depto de

Farmacognosia y Fitoquímica de la Escuela de Química Farmacéutica por brindarnos la

infraestructura, materiales y apoyo del personal que colaboró para la ejecución del

proyecto.

Al Laboratorio de Bioensayos del Depto de Citohistología por brindarnos la infraestructura

y apoyo en la realización de la actividad biológica.

Al Laboratorio de Productos Naturales Farmaya S.A. especialmente a Lic. Armando

Cáceres por el apoyo, asesoría y colaboración brindada en el desarrollo de la investigación.

Al equipo de investigación por su compromiso, entrega y dedicación especialmente a

Licdas. Aylin Santizo, Max Mérida, Bárbara Robledo, Carlos Palencia y Nereida

Marroquín.

i

RESUMEN

El género Litsea comprende alrededor de 100 especies, 11 en América y 4 especies

para México y Centro América las cuales se caracterizan por ser especies aromáticas,

condimentarías, medicinales, utilizadas como recursos forestales. La actividad biológica

más sobresaliente demostrada en las especies del género Litsea ha sido antimicrobiana,

antifúngica, antiinflamatoria, insecticida y recientemente antiviral, citotóxica y

antioxidante.

Los compuestos reportados en el género han sido alcaloides, flavonoides,

butanólidos, triterpenos y del aceite esencial los compuestos predominantes son 1,8-cineol,

linalool y terpinen-4-ol. El complejo de L. glaucescens está ampliamente distribuido desde

el Norte de México hasta Costa Rica, siendo la de mayor abundancia y endemismo L.

guatemalensis, reportando poca información química y biológica especialmente L.

neesiana.

Es por ello que se evaluó la composición fitoquímica y actividad de aceites del

complejo de especies de laurel aromático distribuidos en Guatamala. Se colectaron y

geoposicionaron tres especies de laurel (Litsea gluacescens, L. guatemalensis y L.

neesiana) distribuidas en Sacatepéquez, Sololá y Baja Verapaz y se identificaron tres

especies comercializadas como laurel en la ciudad de Guatemala Laurus nobilis, Litsea

guatemalensis y L. glauscecens, caracterizando su aceite esencial y extractos mediante

ensayos organolépticos y fisicoquímicos. Se evaluó su actividad biológica determinando

actividad antioxidante predominantemente en los extractos etanólicos, actividad insecticida

en los aceites volátiles, actividad antimicrobiana significativa en los aceites y extractos

contra Bacillus subtilis y M. smegmatis.

Se realizó el análisis de los aceites esenciales determinando que las muestras de L.

guatemalensis encontradas presentaron un promedio del rendimiento de aceite esencial de

0.8%, los componentes mayoritarios fueron 1,8-cineol (0.5-45%), limoneno (7-16%),

tetrahidrolinalool (5-11%), α-terpineol el cual se presentó en una muestra (33%), mirtenol

(5-9%) y p-metoxicinamaldehído (9%), se detectaron de 12 a 34 compuestos presentes en

las muestras, detectando una variabilidad química en la composición dependiendo de la

procedencia de las muestras.

Todos los extractos presentaron flavonoides, alcaloides, cumarinas, saponinas,

esteroides, sesquiterpenlactonas mediante ensayos macro y semimicro y cromatografía en

capa fina.

ii

ABSTRACT

The genus Litsea comprises about 100 species, 11 American and 4 species in Mexico and

Central America which are characterized by aromatic spices, seasoning, medicinal, used as

forest resources. The most prominent biological activity demonstrated in the genus Litsea is

antimicrobial, antifungal, anti-inflammatory, insecticide and recently antiviral, cytotoxic

and antioxidant.

The compounds reported in the genus are alkaloids, flavonoids, butanólidos, triterpenes and

essential oil compounds are predominant 1.8-cineol, linalool and terpinen-4-ol. The

complex of L. glaucescens is widely distributed from northern Mexico to Costa Rica, with

the highest abundance and endemism L. guatemalensis, reporting limited information

especially chemical and biological L. neesiana.

By this reason we evaluated the phytochemical composition and activity of oils of bay

species complex distributed in Guatamala aromatic. Geopositioned were collected and three

species of laurel (Litsea gluacescens, L. guatemalensis and L. neesiana) distributed in

Sacatepequez, Solola and Baja Verapaz and identified three species marketed as laurel in

Guatemala City Laurus nobilis, Litsea guatemalensis and L. glauscecens, characterizing its

essential oil and extracts by sensory and physicochemical tests. Biological activity was

evaluated by determining antioxidant activity predominantly in the ethanol extracts,

insecticidal activity in the volatile oils, significant antimicrobial activity in oils and extracts

against Bacillus subtilis and M. smegmatis.

Performed the analysis of essential oils by determining that samples of L. guatemalensis

had found an average yield of 0.8% essential oil, the major components were 1,8-cineol

(0.5 to 45%), limonene (7-16%), tetrahidrolinalool (5-11%), α-terpineol the which was

presented in a sample (33%), mirtenol (5-9%) and p-metoxycinnamaldehyde (9%), were

detected 12 to 34 compounds present in the samples, detecting a chemical variability in the

composition depending on the provenance of the samples.

All extracts showed flavonoids, alkaloids, coumarins, saponins, steroids, and

sesquiterpenlactones by macro and semimicro tests and thin layer chromatography.

iii

TABLA DE CONTENIDOS

RESUMEN

Página

i

ABSTRACT ii

TABLA DE CONTENIDOS iii

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN 1

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 3

I.2.1 Antecedentes en Guatemala

I.2.2 Justificación del trabajo de investigación

9

I.3 OBJETIVOS E HIPÓTESIS

I.3.1 Objetivos

I.3.1.1 General

I.3.1.2 Específicos

I.3.2 Hipótesis

10

I.4 METODOLOGÍA

11

I.4.1 Localización

I.4.2 Variables

I.4.2.1 Variables dependientes

I.4.2.2 Variables independientes

I.4.3 Indicadores

I.4.4 Estrategia metodológica

I.4.4.1 Población y muestra

I.4.5 El Método

I.4.6 La Técnica Estadística

I.4.7 Los Instrumentos a utilizar

PARTE II

MARCO TEÓRICO

23

PARTE III

III. RESULTADOS

III.I DISCUSIÓN DE RESULTADOS

40

83

PARTE IV

IV.1 CONCLUSIONES 89

IV.2 RECOMENDACIONES 92

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS. 93

IV.4 ANEXOS 95

PARTE V

V. INFORME FINANCIERO

1

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN

Existen innumerables especies vegetales con propiedades aromáticas y medicinales,

algunas familias botánicas son tradicionalmente fuentes de productos aromáticos, como las

Pináceas, Verbenáceas, Mirtáceas, Lamiáceas, Rutáceas, Lauráceas, Piperáceas, Apiáceas

y Asteráceas. El número aproximado de especies con esencia es de unas 3,000, de las

cuales se comercializan solamente unas 250. Lawrence (1995) da aún un número muy

superior 17,500. Arctander (1960) cita alrededor de 400 productos naturales aromáticos

usados en la fabricación de fragancias, sabores, insecticidas, fitocosméticos y

fitoterapéuticos (Bandoni, 2003).

De las casi 400,000 especies de plantas del planeta, sólo se han investigado

fitoquímicamente un pequeño porcentaje y la cantidad sometida a selección biológica o

farmacológica es incluso más pequeña. Un extracto puede contener una infinidad de

metabolitos secundarios diferentes y cualquier investigación fitoquímica revelaría solo un

espectro limitado de sus constituyentes. El reino vegetal representa un resorvorio enorme

de moléculas valiosas que pueden tener una aplicación medicinal y agroindustrial (Potterat

y Hostettmann, 1995; Hamburger et al., 1991).

El género Litsea tiene 100 especies, 12 en América y 3 en Mesoamérica, L. glaucescens, L.

guatemalensis y L. neesiana, siendo las últimas dos endémicas de Guatemala.

En la práctica, algunos botánicos reconocen 3 complejos de especies: El complejo de L.

glaucescens (L. glaucescens + L. guatemalensis + L. flavescens + L. neesina + L. orizabae

+ L. schaffneri), el complejo L. parvifolia (L. pedicellata + L. parvifolia) y el complejo de

L. pringlei (L. pringlei + L. novoleontis) (Jiménez y Lorea, 2009).

El complejo de L. glaucescens está ampliamente distribuido desde el norte de México hasta

Costa Rica, siendo la de mayor abundancia L. guatemalensis (Jiménez y Lorea, 2009). Son

especies aromáticas, condimentarías y medicinales, utilizadas como recursos forestales por

las comunidades, y de las cuales existe poca información química y biológica.

El género Litsea han presentado una química y actividad farmacológica interesante que

puede estudiarse en las especies nativas para la búsqueda de nuevas propiedades y así

darles un mejor aprovechamiento y por ende sostenibilidad. La actividad biológica más

sobresaliente demostrada en las especies del género Litsea ha sido antimicrobiana,

antifúngica, antiinflamatoria, insecticida y recientemente antiviral, citotóxica y

antioxidante. Los compuestos reportados en el género han sido alcaloides, flavonoides,

butanólidos, triterpenos y del aceite esencial los compuestos predominantes son 1,8-cineol,

linalool y terpinen-4-ol.

Es por ello que se estudió el complejo de las especies de laurel (Litsea spp.) distribuidas en

Guatemala, ya que son especies forestales aromáticas utilizadas tradicionalmente como

condimento y con propiedades medicinales atribuidas popularmente, de las cuales no se han

realizado estudios fitoquímicos y biológicos que identifiquen la composición química y

validen su actividad, se espera establecer diferencias entre las especies dependiendo la

altura y procedencia, con el objetivo de seleccionar las especies más promisorias,

2

desarrollar una monografía tipo OMS para estandarizar los parámetros de calidad y

eficacia, evaluar el potencial de especies aromáticas nativas que fomenten la conservación

y aprovechamiento de dichas especies, y propicien el desarrollo de nuevos productos

naturales.

Para lo cual se colectaron en tres lugares de crecimiento silvestre, Sacatepéquez, Baja

Verapaz, Sololá y se adquirieron muestras que se comercializan en la ciudad de Guatemala

con el objetivo de caracterizar la droga vegetal y extractos mediante ensayos

organolépticos, fisicoquímicos y establecer los marcadores químicos de la especie

(flavonoides, aceites volátiles, sesquiterpenlactonas).

Se realizó la extracción del aceite esencial de las hojas mediante hidrodestilación y se

identificaron sus constituyentes mediante cromatografía de gases, de los cuales se

observaron diferencias en la composición dependiendo el lugar de colecta.

Los componentes mayoritarios en las especies de L. guatemalensis fueron 1,8-cineol,

limoneno, tetrahidrolinalool, α-terpineol, mirtenol, en la especie L. glaucescens se

presentaron como mayoritarios 1,8 cineol, α-terpineol y tetrahidrolinalool, en la muestra de

Laurus nobilis 1,8-cineol, acetato de -terpinilo y tetrahidrolinalool.

Se evaluó la actividad biológica de los extractos etanólicos y diclorometánicos detectando

actividad antioxidante predominante en los extractos etanólicos mediante la técnica de

DPPH, en los aceites volátiles y extractos diclorometánicos se demostró actividad larvicida

contra Anophles albimanus y Aedes aegypti. Se determinó una actividad citotóxica leve

contra Artemia salina predominantemente el aceite esencial de L. guatemalensis.

La actividad antibacteriana se presentó especialmente en los extractos etanólicos y aceites

esenciales contra Mycobacterium smegmatis y Bacillus subtilis, únicamente tres extractos

preentaron actividad moderada contra Candida albicans.

3

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA (Antecedentes y Justificación del trabajo

de investigación)

I.2.1 Antecedentes en Guatemala

Especies Mesoamericanas

Litsea guatemalensis Mez.

Sinonimias: L. acuminatissima Lundell, L. matudau Lundell; Tetranthera

glaucescens var. subsolitaria Meisn. (Standley y Steyermark, 1946).

Nombres populares: Laurel, laurelillo, laurel de olor, laurel de monte,

laurel silvestre, arrayán (español); sakil tzil tzil uch’, tzil tzil ujch’,

tziltzitl, tzi’uch (Tzeltal) (Jiménez et al., 2011), aguarel, spac-tzé, zit-

zuch, sufricalla (Cáceres, 1996).

Descripción botánica: Árboles 2- 6 m de alto, ramas jóvenes teretes, glabras

esparcidamente pubescentes, corteza oscura, pardo-rojiza o amarillo verdosas. Hojas

alternas, peciolos 0.8-1.1 cm largo, glabros a densamente pubescentes: láminas 5.0-8.5 cm

largo, 0.7-2.5 cm ancho, angostamente elípticas a ovadas, base atenuada o aguda rara vez

obtusa, haz y envés esparcida a densamente pubescentes, con tricomas largos, rectos y

adpresos, pinnatinervadas. Inflorescencia (masculinas y femeninas) axilares, solitarias o

agrupadas a lo largo de ramas cortas áfilas, varias flores por inflorescencia, brácteas

frecuentemente pubescentes, sobre todo en la nervadura principal. Frutos 0.9 mm diámetro,

negros cuando maduros, discoide con tricomas largos. (Standley and Steyermark, 1946).

Distribución: México y Centroamérica. En México se ha registrado en los estados de

Chiapas, Chihuahua, Durango, Guerrero, Hidalgo, Jalisco, Nayarit, Michoacán, México,

Oaxaca, Puebla, Veracruz y Zacatecas (Lorea y Jiménez, 2010).

En Guatemala se ha descrito en Chimaltenango, Guatemala, Jalapa, Sacatepéquez y Sololá.

Se considera como un árbol endémico de la zona del altiplano. (Islebe y Cleff, 1994,

Cáceres, 2009).

Hábitat: Bosque de Quercus y matorral xerófilo. En elevaciones de 1400-2400 m.

Se presenta en comunidades con especies pionera como aliso (Alnus sp.). En el Volcán

Tolimán se ha encontrado en bosques secos de aliso-encino-laurel (Islebe y Cleff, 1994).

Fenología: Floración de febrero a diciembre. Fructificación de mayo a octubre (Lorea y

Jiménez, 2010).

Información etnobotánica: Las especies de laurel se usan indistintamente como si fuera el

laurel europeo (Laurus nobilis L.). Hernández en 1790 la menciona como medicina del

viento con el nombre nahuatl ecapátli y describe algunas de sus propiedades medicinales

(Linares et al., 1990).

Hojas secas en infusión acuosa: Heridas, úlceras, contusiones, inflamación, erupciones de

la piel, erisipelas, leucorrea y vaginitis (Cáceres et al., 1987), conjuntivitis, irritación,

4

dermatitis, inflamación, infecciones de piel y mucosas, quemaduras (Girón et al., 1988),

tópico en infecciones fúngicas de la piel (Cáceres et al., 1991).

Fiebre, dolor de cabeza y articulaciones, problemas renales, del sistema nervioso,

circulatorio, afecciones respiratorias (Jiménez et al., 2011).

Hojas secas: condimento (Angulo, 2002, Cáceres, 1996; Jiménez et al., 2011).

Se aplica oralmente y en baños para diversas afecciones digestivas y femeninas (Argueta, et

al., 1994) y aplicadas en sahumerios se usan para tratar parálisis, aliviar el cansancio y la

epilepsia en niños (Tucker et al., 1992), uso oral y tópico en El Salvador (Mena, 1994) y

Honduras (House et al., 1995).

Carencia de la leche e hinchazón, inflamación de garganta, se le atribuye propiedad

aromática, antiséptica, astringente, balsámica, carminativa, emenagoga, estimulante,

espasmolítica, febrífuga y pectoral (García-Alvarado et al., 2001; Cáceres, 2006;

Giovannini and Heinrich, 2009).

Análisis proximal: Las hojas contienen 329 cal, 8% de agua, 13.7% de proteínas, 7% de

grasas, 66% de carbohidratos, 23.7% de fibra, 4.9% de ceniza, 803 g/dl de calcio, 114

g/dl de fósforo, 15 g/dl de hierro, 8300 g/dl de caroteno, 0.10 g/dl de tiamina, 0.65

g/dl de riboflavina, 2.5 g/dl de niacina (Duke, 1986).

Farmacología experimental y clínica: La tintura de hojas de L. guatemalensis no tiene

actividad contra enterobacterias, pero tiene moderada actividad contra C. albicans, E.

floccosum y M. canis (Cáceres, et al., 1991). El extracto etanólico presenta actividad

insecticida contra hormigas (Grainge y Ahmed, 1988).

Hernández en 2007, realizó la evaluación de la actividad antiinflamatoria de las infusiones

al 10% a dosis de 750 y 1000 mg/Kg, determinando que no presentó dicha actividad. Los

extractos metanólicos de L. neesiana y L. glaucescens presentaron una actividad

antimicrobiana moderada contra Staphylococcus aureus y Escherichia coli (Meckes et al.,

1995). El extracto metanólico de L. glaucescens presentó un efecto contráctil muscular

moderado sobre el jejuno mostrando una CI50 de 885±125 g/mL (Cortés et al., 2004).

El extracto etanólico de L. guatemalensis presentó actividad contra M. smegmatis a una

concentración de 0.25 mg/mL y contra S. aureus y Salmonella typhi a 1 mg/mL. Ninguno

de los extractos vegetales evaluados presentó actividad antimicótica, citotóxica y larvicida.

El aceite esencial de L. guatemalensis, colectada en San Lucas Sacatepéquez, no presentó

ninguna actividad antibacteriana, antilevadura, antimicótica, citotóxica ni larvicida (Cruz et

al., 2008). La presencia de limoneno en el aceite esencial reduce la dismenorrea por

inhibición de la biosíntesis de prostaglandinas (Cáceres, 2009).

Composición química: Algunos estudios realizados en las hojas de L. guatemalensis han

reportado que el aceite esencial contiene 1,8-cineol (26 - 49.6%), -terpineol (14%), linalol

(10%), terpinen-4-ol (6%) y 70 compuestos más (Svoboda and Parks, 1950; Vallverdú et

al., 2005). Se realizó un estudio del aceite esencial presentando el mayor rendimiento L.

glaucescens (1.30%) comparado con L. guatemalensis (0.85%), se identificaron como

componentes mayoritarios 1,8 cineol y linalool en las dos especies (Ortiz, 2005). Otro

5

estudio demuestra que las hojas de L. guatemalensis colectadas en San Lucas Sacatepéquez,

presentaron un porcentaje de rendimiento de aceite esencial de 0.70, identificando nueve

constituyentes siendo el compuesto mayoritario 1,8-cineol (61.34%) el cual es de

importancia como saborizante, fragancia en cosmética y en medicina se ha utilizado en

infecciones respiratorias y en el alivio de la inflamación y dolor (Cruz et al., 2008).

Pérez en 2006, describe la composición química de L. guatemalensis colectada en la aldea

San Bernabé, Parramos, Chimaltenango colectada en 2004; obteniendo un porcentaje de

rendimiento del 0.8% de aceite esencial, identificando dentro de los constituyentes

mayoritarios, (Z) nerolidol (23.2%), linalool (23%), 1,8 cineol (15.5%), terpinen-4-ol (7%),

cis-diidrocarvona (4.5%) y -terpineol (0-7%), los cuales pueden ser promisorios en la

industria farmacéutica y cosmética, por lo que sugiere estudiar otras poblaciones para

investigar el polimorfismo químico y evaluar las diferentes calidades de aceite esencial.

El aceite esencial de L. guatemalensis y L. glaucescens tiene el olor característico pero

difieren en su composición química, contienen 10 compuestos más que L. nobilis y hay 17

compuestos comunes a ambos (Cáceres, 2009).

Se evaluó el rendimiento de la oleorresina de las hojas de L. guatemalensis a nivel planta

piloto utilizando dos tamices diferentes y dos disolventes etanol y hexano, obteniendo

mayor rendimiento con el etanol y el tamiz No. 7 y 20, de acuerdo al análisis cualitativo se

evidenció la presencia de 1,8 cineol, linalool y terpineol en todas las muestras analizadas

(López, 2004). Se realizó la extracción y caracterización de la oleorresina de hoja,

evaluándose tres concentraciones de etanol (35, 50 y 95%), el mayor rendimiento se obtuvo

con etanol al 95%, el componente mayoritario presentado en el extracto fue el linalool

(López, 2009).

Los metabolitos secundarios presentes en L. guatemalensis, según el tamizaje fitoquímico

realizado en extractos etanólicos mediante cromatografía en capa fina y pruebas de

coloración, fueron flavonoides y antocianinas, sesquiterpenlactonas, esteroides y

triterpenoides, taninos, cumarinas y saponinas, y en extractos diclorometánicos los

metabolitos detectados fueron esteroides y triterpenoides y cumarinas (Cruz et al., 2008).

L. glaucescens Kunth

Sinonimias: Tetranthera glaucescens var. subsolitaria Meisn, Litsea

glaucescens var. subsolitaria (Meisn.) Hemsl., L. guatemalensis Mez., L.

flavescens Bartlett, L. schaffneri Bartlett, L. pallens Lundell, L. neesiana

(Schauer) Hemsl., L. orizabae (Mart. et Gal.) Mez. (Lorea, 2002).

Nombres populares: Tzil tzil ujch´, tzijtzil ujch, uich té (Tzeltal), tzij uch

(Tzotzil, Chiapas); li gua disíi, ma qu loh (Chinanteco, Oaxaca), Laurel,

laurelillo, laurel de castilla, laurel de olor, laurel de campo, laurel delgado

(Español); ecapatli, cuauhxihuitl (Nahuatl); wixi tika’a, tu Káa, yucú ñesachoetiaá

(Mixteco); Sanshiño (Mazahua), zit-zuch (Martínez, 1969; Márquez et al., 1999; Jiménez et

al., 2011)

L. glaucescens Humb., Bonpl. & Kunth var. glaucescens: Laurel (Veracruz, México,

Michoacán, Guerrero, Oaxaca, Chiapas, Baja Verapaz, Chimaltenango, Quetzaltenango y

6

Guatemala), laurill (Zacatecas, Nayarit, y Jalisco) laurillo (Michoacán), laurel de de la

Sierra (Sinaloa), laurel aromático (Petén), laurel de especie (El Salvador), suficalla,

sufricaya o sufricago (Veracruz), ziz-uch (Chiapas) (Tucker et al., 1992).

Descripción botánica: Arbustos o árboles bajos, 1.5-5.4 m alto, ramas jóvenes teretes, verde

amarillentas, corteza pardo oscura o amarillo verdosa. Hojas alternas, peciolos 0.6-1.1 cm

largo, glabros, caniculados; láminas 5.0-9.0 cm largo, 2-3 cm de ancho, elípticas, base

atenuada o aguda, ápice gradualmente acuminado, coriáceas, pinnatinervadas.

Inflorescencia (masculinas y femeninas) axilares, umbeladas, solitarias o agrupadas, 3-5

flores por inflorescencia. Fruto en drupa, negro, 1 cm de de diámetro, rodeado por una

cúpula (Standley y Steyermark, 1946; Lorea y Jiménez, 2010).

Sinonimia: L. glaucescens var. subsolitaria

Hojas secas infusión acuosa: Alimento, medicina general, escalofríos, tos, congestión de

pecho, desórdenes gastrointestinales combinado con semillas de Myristica fragrans (Bye,

1986).

Aceite esencial de hojas secas: Cólico y como un condimento (Tucker, 1992).

Distribución: México y Centroamérica. En México se ha registrado en los estados de

Guerrero, Hidalgo, México, Oaxaca, Puebla, Querétaro, Tamaulipas y Veracruz (Lorea y

Jiménez, 2010). En Guatemala se ha descrito en Alta Verapaz, Baja Verapaz,

Huehuetenango, Quetzaltenango, San Marcos y Zacapa, en la sierra de los Cuchumatanes y

la cadena volcánica de Guatemala entre 1,300 3,100 msnm (Islebe y Cleff, 1994).

Habitat: Bosque de Quercus, matorral xerófilo. En elevaciones de 1600-2400 m.

Fenología: Florece de marzo a noviembre. Fructifica en mayo (Lorea y Jiménez, 2010).

Información etnobotánica:

Infusión acuosa: Medicina general (Bye, 1986), infertilidad (López, et al., 1995), en

Chiapas es utilizada para el dolor de estómago y en Oaxaca diluida con licor de caña, los

otomíes extraen el “gui” (aire) de la matriz que quedó atrapado durante el parto, se reduce

el dolor e hinchazón, las parteras recurren al uso del laurel en los baños de temazcal para

desalojar el frío, inhibir la producción de leche, empacho, para curar niños delgados,

amarillos, con diarrea y sin apetito, cólicos y desórdenes gastrointestinales (Martínez, 1969;

Browner, 1985; Berlín, 1990; Márquez et al., 1999).

Corteza seca infusión oral: Prevención de hemorragia posparto, infertilidad y dismenorrea

(López et al., 1995).

Decocción de ramas frescas: Infertilidad y dismenorrea (Browner, 1985), tos y congestión

del pecho (Bye, 1986).

Decocción de hojas frescas: Recuperación posparto (Browner, 1985). Antidiarreica y

antiespamódica (Astudillo et al., 2009).

7

Hojas secas: Usos medicinales, condimentarios y ornamentales (Frei, et al., 1998; Jiménez

et al., 2007; Estrada et al., 2007). Se encuentra dentro del cuadro básico de la farmacopea

tzeltal-toztzil (Berlín, 1998).

L. glaucescens Humb., Bonpl. & Kunth var. glaucescens

Aceite esencial de hojas: Gargarismos para inflamación, cólicos y condimento (Tucker, et

al., 1992)

Decocción de hojas: Dismenorrea (Browner, 1985).

Análisis proximal: Las hojas reportan un 10.4% de proteína cruda, 46.1% de fibra, 39.2 %

de digestibilidad y 4.2 Mcal/Kg de energía (Cáceres, 1996).

Farmacología experimental y clínica: Álvarez en 1999, realizó un estudio utilizando las

hojas de L. glaucescens colectada en Huitán, Quetzaltenango, se evaluaron las infusiones a

tres diferentes concentraciones (5, 10 y 20%), obteniendo como resultados que la infusión

al 20% presentó un promedio de inhibición de 13.8% contra Streptococcus mutans y de

6.7% contra Lactobacillus acidophillus, mientras que la infusión al 10% presentó una

inhibición de 13.4% contra Streptococcus mutans (Álvarez, 1999).

El extracto etanólico de la corteza seca de L. glaucescens tiene actividad contra A. salina

(160 ppm). La infusión de las hojas no tiene actividad espasmolítica en duodeno aislado de

rata (Cáceres, 2005).

Composición química: En la revisión de literatura en Chemical Abstracts y NAPRALERT

se encontró poca información sobre la composición química de las especies nativas del

país. Por su olor característico similar a L. nobilis, se describe que tiene un aceite esencial

rico en derivados terpénicos y glicéridos de los ácidos láurico, oleico, palmítico y linoléico

(Cáceres, 1996).

El aceite esencial de L. glaucescens contiene 1,8-cineol (22%), sabineno (13%), terpineno-

4-ol (10%), -terpineno (9%), acetato de -terpinilo (7%), acetato de nerilo (7%), -pineno

(5%) y -pineno (4%). El extracto etanólico de la corteza contiene flavanonas

(pinostrobina, pinocembrina y dihidrochalconas) (López et al., 1995). Se reporta 6.9% de

fenoles totales como equivalentes a ácido tánico, no se detectaron alcaloides ni glicósidos

cianogénicos (Jiménez, et al., 2007).

L. neesiana (Schauer) Hemsl.

Sinonimias: Tetranthera neesiana S.Schauer, Malapoenna neesiana

(S.Schauer) Kuntze, Litsea orizabae (M.Martens & Galeotti) Mez,

Jahrb. Königl. Persea orizabae M.Martens & Galeotti, Malapoenna

orizabae (M.Martens & Galeotti) Kuntze, Litsea neesiana (S.Schauer)

Hemsl. var. villosa (M.Martens & Galeotti) Hemsl. Tetranthera villosa

M.Martens & Galeotti Nombres populares: Laurel (Español); sakil

tzilzil uch’, tzajal tziltzil zujch (Tzeltal); guiÊe-blág-bdiÉx, guìzh-bdiÉx

(Zapoteco) (Jiménez et al., 2011).

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Descripción botánica: Árboles hasta 6 m de alto, ramas jóvenes teretes, pubescentes, con

tricomas ferrugíneos o cinéreos, corteza pardo-rojiza. Hojas alternas, pecíolos hasta 1.2 cm

largo, tomentosos; láminas 5.0-7.0 cm largo, 2.0-3.0 cm ancho, ampliamente elípticas a

oblongas, base aguda u obtusa, ápice gradualmente agudo, haz esparcidamente pubescente,

con tricomas largos, ondulados y ascendentes, envés tomentoso. Inflorescencia (masculinas

y femeninas) axilares, solitarias o agrupadas a lo largo de ramas cortas áfilas, varias flores

por inflorescencia, brácteas tomentoso ferrugíneas. Frutos 1.3 cm diámetro, negros cuando

maduros, discoide con tricomas largos, rectos y ascendentes (Lorea y Jiménez, 2010).

Distribución: México y Centroamérica. En México se ha registrado para los estados de

Aguascalientes, Chiapas, Durango, Guerrero, Hidalgo, México, Michoacán, Oaxaca,

Puebla, Querétaro y Sonora (Lorea y Jiménez, 2010). En Guatemala se ha descrito en

Huehuetenango, Sacatepéquez.

Hábitat: Bosque de Quercus y matorral xerófilo. En elevaciones de 1400-2400 m.

Fenología: Floración entre marzo y abril. Fructificación de mayo a noviembre (Lorea y

Jiménez, 2010).

Información Etnobotánica: Afecciones gastrointestinales, respiratorias, sistema nervioso,

fiebre por infecciones, condimento y ornamental (Jiménez et al., 2011).

Se encuentra dentro del cuadro básico de la farmacopea tzeltal-toztzil (Berlín, 1998).

Se reporta en Chiapas, el conocimiento indígena del efecto de L. neesiana y L. glaucescens

sobre plagas agrícolas (Trujillo y García, 2001).

Toxicología: En la revisión de literatura no se encontraron referencias sobre la toxicidad de

las especies nativas.

Contraindicaciones: No prescribir el aceite esencial durante el embarazo, ni en pacientes

con gastritis, colitis y úlcera péptica (Cáceres, 2009).

Precauciones y reacciones adversas: El aceite puede producir dermatitis de contacto y

fenómenos de fotosensibilización, en altas dosis puede ser tóxico al sistema nervioso

central (Cáceres, 2009).

Indicaciones terapéuticas: Ninguna de las especies nativas son de uso oficinal, por lo que

no se encuentran en ninguna farmacopea. Por su similitud organoléptica con L. nobilis y su

uso popular en alimentación y medicina, está indicado su uso en el tratamiento de anorexia,

digestión lenta, espasmo gastrointestinal, meteorismo y bronquitis crónica.

Para su uso tópico se recomienda la decocción en el tratamiento de estomatitis, faringitis y

sinusitis, también puede ser usada como colutorio, gargarismo o compresa; en alcoholato o

pomada se usa como antirreumático, pediculicida y parasiticida (Cáceres, 1996).

9

Justificación del trabajo de investigación

La región Mesoamericana se caracteriza por una alta diversidad biológica y cultural,

sobresaliendo el uso tradicional de especies vegetales muchas veces endémicas, por lo que

no se tiene información que valide su uso popular ni características fisicoquímicas,

toxicológicas y farmacológicas que permitan elaborar sus monografías con fines de

estandarización, regulación y registro.

Es por ello que se justifica la necesidad de controlar el proceso de producción desde su

inicio, es decir desde el momento de la recolección de la droga, durante el cultivo y manejo

poscosecha hasta el proceso de transformación y fabricación de los productos naturales, por

lo cual el desarrollo de monografías en las especies medicinales es de suma importancia

para garantizar la calidad bajo la aplicación de las normas de buenas prácticas.

El uso y la comercialización de productos naturales con fines medicinales y/o aromáticos

muestran un crecimiento acelerado en los últimos años, a nivel global lo que se traduce en

el aumento significativo en la demanda mundial por este tipo de productos. En ese contexto

resulta preocupante el hecho que en la mayoría de los casos estos productos no cuentan con

los estándares mínimos de calidad, lo que representa un riesgo para la salud de sus

consumidores, ya que muchas de las especies utilizadas especialmente en Mesoamérica, no

cuentan con una monografía que establezca los parámetros de identidad, pureza y potencia.

Por lo que es necesario promover e incentivar el estudio multidisciplinario de los productos

naturales para garantizar su calidad, seguridad y eficacia.

Además del potencial inexplorado de los aceites esenciales de las especies aromáticas como

es el caso de las especies del género Litsea (Laurel aromático).

10

I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS

I.3.1 Objetivos

I.3.1.1 General

Evaluar la composición fitoquímica y la actividad biológica de aceites y

extractos del complejo de especies de laurel aromático, distribuidas en

Guatemala para su aprovechamiento a nivel industrial en la producción de

aromas y/o fitomedicamentos.

I.3.1.2 Específicos

I.3.1.2.1 Colectar y georreferenciar especies de laurel (Litsea glaucescens y L.

guatemalensis) distribuidas en Guatemala y caracterizar la materia prima

mediante ensayos organolépticos y fisicoquímicos.

I.3.1.2.2 Extraer y evaluar aceites esenciales e identificar su composición química

de especies del complejo laurel aromático mediante cromatografía de

gases-masas.

I.3.1.2.3 Caracterizar y evaluar los metabolitos secundarios presentes en extractos y

tinturas de las diferentes especies de laurel aromático mediante pruebas

fitoquímicas.

I.3.1.2.4 Determinar la bioactividad de los extractos secos y aceites de las especies.

I.3.1.2.5 Desarrollar una monografía tipo OMS para el establecimiento de los

parámetros de calidad y eficacia de la especie.

I.3.1.2.6 Divulgar a las autoridades, actores sociales e instituciones en el campo de

su competencia la información obtenida de la investigación.

I.3.1.3 Hipótesis

Existen diferencias en la composición química y la actividad biológica entre

las especies de laurel.

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I.4 METODOLOGIA

I.4.1 Localización

Sacatepéquez

Coordenadas geográficas N 14° 33. 769' W 090° 49. 227'

Altura 2,194 msnm

Temperatura promedio 13-25 °C

Precipitación pluvial 952 mm/año

Bosque húmedo montano bajo subtropical

Sololá

Coordenadas geográficas N 14° 45. 866' W 091° 38. 363' 2,113 msnm

Altura 2,113 msnm

Temperatura promedio 9-23 °C

Precipitación pluvial 905 mm/año

Bosque húmedo montano bajo subtropical

Baja Verapaz

Coordenadas geográficas N 15° 06. 780' W 090° 10. 488'

Altura 1,474 msnm

Temperatura promedio 20-26 °C

Precipitación pluvial 720 mm/año

Bosque pluvial montano bajo subtropical

I.4.2 Las Variables

I.4.2.1 Variables dependientes

Actividad biológica.

Tamizaje fitoquímico.

I.4.2.2 Variables Independientes

Extractos etanólicos y diclorometánicos.

Aceite esencial.

I.4.3 Indicadores

Extracción: rendimientos de extractos y aceites.

Actividad antimicrobiana: crecimiento o inhibición.

Actividad antioxidante: inhibición del radical.

Tamizaje fitoquímico: presencia o ausencia de metabolitos secundarios.

Composición química: número de compuestos presentes.

I.4.4 Estrategia Metodológica

I.4.3.1 Población y Muestra

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Población: Especies del complejo laurel

Muestra: extractos etanólicos, diclorometánicos y aceite esencial de las especies del

complejo laurel.

I.4.5 El Método

I.4.5.1 Universo de trabajo:

Mediante criterios etnobotánicos y revisión de herbarios se detectaron 3 especies

Mesoamericanas utilizadas popularmente como especias, alimentos y medicamentos. Las

cuales cuentan con pocos estudios previos.

Familia Especie Nombre

común

Órgano Principal uso

Lauraceae Litsea glauscensens Laurel Hoja Condimento/medicina

Lauraceae Litsea guatemalensis Laurel Hoja Condimento /medicina

Lauraceae Litsea neesiana Laurel Hoja

Fuente: Flora de Guatemala

I.4.5.2 Obtención de material vegetal:

El material se colectó de poblaciones silvestres en condiciones específicas, especialmente

de la zona del centro y altiplano de Guatemala. Se revisaron los puntos descritos en la flora

de Guatemala y los especímenes de los diferentes herbarios.

San Bartolomé Milpas Altas, Sacatepéquez

Magdalena Barillas, Sacatepéquez

Cerro Alux, Mixco, Guatemala

Volcán Acatenango, Sacatepéquez

San Miguel Dueñas, Chimaltenango

Sololá

Baja Verapaz

Se adquirió material vegetal en lugares de venta en la ciudad de Guatemala.

Conforme a la naturaleza de la parte a estudiar para cada especie se colectó una muestra

representativa de 500 g de material vegetal; 250 g de material fue identificado y guardado

como muestra de voucher de cada población, y los 500 g restantes fueron sometidos a las

pruebas de laboratorio (estudio fitoquímico, obtención de aceites y extractos y evaluación

de actividad biológica). Las muestras fueron procesadas conforme a técnicas permitidas de

secado y molienda.

Ensayos morfoanatómico y organoléptico: Entre los caracteres organolépticos evaluados

fueron color, olor, sabor y textura de la droga (Trease & Evans, 1991; Kuklinski, 2000;

Vila & Reing, 2003; Solis et al., 2005).

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I.4.5.3 Determinación de cenizas:

Las cenizas dan idea del contenido en materia mineral de una droga, el cual suele hallarse

alrededor de un 5% (Solis et al., 2005; Vila & Reing, 2003), éstas fueron determinadas

según el método de la Farmacopea Europea, el cual se describe a continuación:

Se ignicionó un crisol por 30 min, se enfrió en un desecador y se pesó.

Se pesó 1 g del material vegetal sobre el crisol previamente seco y colocó en horno

a 100-105 °C por una hora y se incineró hasta peso constante en una mufla con

temperatura entre 575 y 625 °C.

El residuo se disolvió en agua caliente, se filtró a través de papel filtro libre de

ceniza e incineró el residuo junto con el papel filtro.

Se combinó el filtrado con la ceniza y cuidadosamente se evaporó a sequedad y se

incineró hasta peso constante.

Se dejó enfriar el crisol y se pesó. Se determinó el porcentaje de cenizas obtenidas.

I.4.5.4 Preparación de extractos:

Se elaboraron dos extractos diclorometánico y etanólico, se pesaron de 200 a 500 g de

material vegetal y se colocó en un percolador, al cual se le agregó el disolvente extractor y

se realizó una percolación con el mismo durante un período de 5 días con recambios

periódicos del disolvente hasta que la extracción fuera exhaustiva. El extracto así obtenido

se concentró a presión reducida a una temperatura inferior a 45 °C en un evaporador

rotatorio. Se le realizó un tamizaje fitoquímico para determinar los metabolitos secundarios

presentes en los extractos. (Sharapin, 2000; Solís et al, 2005).

I.4.5.5 Obtención, caracterización y estudio del rendimiento de aceites esenciales:

La determinación de porcentaje de rendimiento de aceites esenciales de las especies se

realizó mediante la extracción por hidrodestilación utilizando un equipo Neoclevenger

según la Farmacopea Europea (2001), realizando de 3 a 5 repeticiones para determinar el

porcentaje de rendimiento del aceite esencial (Solis et al, 2005; Vila & Reing, 2003).

I.4.5.6 Análisis del aceite esencial por cromatografía de gases (CG):

Se utilizó un cromatógrafo de gases Agilent 6850 con detector FID, columna capilar

Supelco 30 m x 0.25 mm, recubierta con 5% difenil 95% metilsiloxano, espesor de película

de 0.25 um. Se pesaron de 5-15 mg del aceite esencial en un vial de 2 mL y se agregó 300

uL de cloroformo.

Temperatura de inyector, 220 °C; línea de transferencia, 240 °C; temperatura programada

del horno, 60 °C - 246

°C a 3

°C /min; gas de arrastre N2 a 34.96 cm

3/s o 1.02 mL/min.

El tiempo de la corrida fue de 70 min. Los compuestos se identificaron por los tiempos de

retención comparados con tiempos de retención de estándares previamente inyectados y por

índices de retención de Kovats estimado con inyección de serie homologa de alcanos según

Adams, 2001.

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I.4.5.7 Caracterización Química:

Se realizó el tamizaje (screening) fitoquímico para determinar cualitativamente los

principales grupos de constituyentes químicos presentes en una planta y a partir de allí,

orientar la extracción y/o fraccionamiento de los extractos para el aislamiento de los grupos

de mayor interés. Se aplicaron reactivos específicos para cada metabolito y mediante

reacciones de coloración y análisis por cromatografía en capa fina se detectaron los

metabolitos.

Investigación de alcaloides:

Ensayos macro y semimicro: Se pesó 1 g de material vegetal. Se agregaron 2 gotas de

solución de hidróxido de amonio al 10% (p/v), luego se añadió 25 mL de metanol a 60C.

Se filtró con papel filtro Whatman 1 y se acidificó el filtrado con ácido clorhídrico 2 N. La

solución resultante se dividió en 4 tubos y se evaluó de la siguiente manera:

Tubo 1: Se agregaron 5 gotas del reactivo de Mayer’s (Color blanco a crema).

Tubo 2: Se agregaron 5 gotas del reactivo de Dragendorff (Color rojo a naranja).

Tubo 3: Se agregaron 5 gotas del reactivo de Wagner (Color marrón).

Tubo 4: testigo.

Se utilizó como estándar soluciones al 1% de atropina y papaverina. Se observaron durante

2 horas la existencia de precipitados, turbidez o precipitación de complejos en los tubos.

Cromatografía en capa fina: Se pesó 1 g de material vegetal seco y molido, se agregó 1 mL

de hidróxido de amonio al 10% (p/v) y se extrajo con 5 mL de metanol. Se colocó en baño

maría a 60C durante 5 minutos. Se filtró y se concentró. Se aplicó en una placa de silica

gel 60 F254, utilizando como estándar una solución de atropina y papaverina al 1 por ciento

en metanol (10 μL).

Fase móvil: tolueno-acetato de etilo-dietilamina (70:20:10); acetato de etilo-metanol-agua

(100:13.5:10), cloroformo- dietilamina (90:10); acetona-agua-amonio concentrado (90:7:3)

Detección:

Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, UV 365 nm algunos fluorescen azul o

amarillo.

Reactivo de Dragendorff: zonas cafés o naranjas en vis, los colores no son estables.

Investigación de flavonoides y antocianinas:

Ensayos macro y semimicro: Se extrajeron 3 g de material vegetal pulverizado con 10 mL

de etanol o metanol al 80 por ciento, se filtró y concentró. Se enfrió a temperatura

ambiente y se trituró el residuo con 15 mL de éter de petróleo hasta que la extracción fuera

incolora. Se disolvió el residuo en 30 mL de metanol al 80 por ciento, se filtró y se

dividieron en 5 tubos:

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Tubo 1: Se agregó 0.5 mL de ácido sulfúrico concentrado.

Tubo 2: Se agregaron 3 a 5 gotas de cloruro férrico al 10 por ciento (p/v).

Tubo 3: Se agregó 0.5 mL de ácido clorhídrico concentrado y se calentó en baño de maría

por 5 minutos (prueba para leucoantocianinas).

Tubo 4: Se agregó magnesio metálico y 0.5 mL de ácido clorhídrico concentrado.

Tubo 5: Se agregó un álcali a un extracto acuoso.

Tubo 6: Se agregó solución de ácido bórico en anhídrido acético.

Tubo 7: testigo.

Se evaluaron las reacciones, cambios de color y/o formación de precipitado comparados

con el testigo.

Desarrollo inmediato de color flavonas y flavonoles (amarillo a rojo), flavanonoles (rojo a

magenta), flavanonas (rojo, magenta, violeta, azul), isoflavonas (amarillo); isoflavononas,

chalconas y auronas no dan coloración.

Cromatografía en capa fina: Se extrajo 1 g de material vegetal seco pulverizado con 10 mL

de metanol por 5 minutos en baño de maría a 60C. Se filtró la solución y se aplicó sobre

las cromatoplacas de silicagel 60 F254. Como estándar se empleó la solución de flavonoides

al 0.05 por ciento en metanol (10 μL). (Quercetina, rutina, ácido clorogénico, hiperósido).

Fase móvil: acetato de etilo-ácido fórmico-ácido acético glacial-agua (100:11:11:27), n-

butanol-ácido acético-agua (40:10:50); acetato de etilo-ácido fórmico-ácido acético glacial-

etilmetilcetona-agua (50:7:3:30:10)

Detección:

Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, zonas azules o amarillas. UV 365 nm,

dependiendo la estructura fluorescen amarillo, azul o verde.

Reactivo de Productos Naturales (NP/PEG). Fluorescencia intensa en UV-365 nm.

Solución 1: solución metanólica al 1 por ciento de difenilboriloxietilamina (NP).

Solución 2: solución etanólica al 5 por ciento de polietilenglicol 4000 (PEG).

Investigación de antraquinonas:

Prueba de Bornträger: Se extrajeron 3 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de

etanol al 80 por ciento, se filtró y concentró en baño de maría (60C). Se disolvió el

residuo con 30 mL de agua destilada y se filtró. Se extrajo con 10 mL de tolueno. A la fase

orgánica se añadieron 5 mL de solución de test de amonio y se agitó. Se observaron

cambios de color en la fase alcalina (color rojo, rosado: positivo).

Prueba de Bortränger modificado: Se extrajeron 0.3 g de material vegetal pulverizado con

10 mL de hidróxido de potasio alcohólico 0.5 N y 1 mL de peróxido de hidrógeno al 3 por

ciento y se calentó 10 minutos en baño de maría a 60C. Se añadieron 10 gotas de ácido

acético glacial para acidificar. Se extrajeron con 10 mL de benceno. A la capa bencénica se

adicionaron 5 mL de solución de prueba de amonio y se agitó. Se observaron cambios de

color en fase alcalina (color rojo, rosado: positivo).

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Cromatografía en capa fina: Se extrajeron 0.5 g de material vegetal seco pulverizado con 5

mL de metanol en baño maría (60C) por 5 minutos. Se filtró y aplicaron 10 μL en la

cromatoplaca de silicagel 60 F254.

Estándar: solución al 0.1 por ciento en metanol de antraquinonas (10 μL). (Aloína,

flangulina A/B, glucofrangulina A/B y sus agliconas, reina, aloe-emodina, extracto de sen)

Fase móvil: acetato de etilo-metanol-agua (100:17:13), acetato de etilo-metanol-agua

(100:13.5:10).

Detección:

Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, UV 365 nm fluorescencia amarilla o

rojo-café.

Solución etanólica de hidróxido de potasio al 5 o 10 por ciento.

Antraquinonas: zonas rojas en visible y fluorescencia roja en UV-365 nm.

Antronas y antranolas: zona amarillas en visible y fluorescencia amarilla en UV-365 nm.

Investigación de cumarinas:

Ensayos macro y semimicro: Se midieron 5 mL de extracto vegetal metanólico. Se agregó 1

mL de agua destilada hirviendo. Con un capilar se aplicaron 2 manchas en papel filtro. A

una mancha se agregó 1 gota de hidróxido de potasio 0.5N, se observó bajo luz UV de 365

nm (fluorescencia azul o verde: positivo).

Cromatografía en capa fina: A 1 g de material vegetal se adicionó 10 mL de metanol y se

calentó 30 minutos en baño de maría. Se filtró y se evaporó hasta 1 mL. Se aplicaron 20

μL en una cromatoplaca de sílica gel 60 F254. Se utilizó como estándar canela en metanol al

1 por ciento, umbeliferona, ácido p-cumárico, cumarina).

Fase móvil: tolueno-acetato de etilo (93:7).

Detección:

Sin tratamiento químico UV 254nm fluorescencia. UV 365 nm todas las cumarinas

muestras una intensa fluorescencia azul o verde- azul.

Solución etanólica de hidróxido de potasio al 5 o 10%. UV-365 nm fluorescencia azul o

verde.

Investigación de cardenólicos y bufadienólicos:

Presencia de lactonas insaturadas: Se extrajeron 10 g de material vegetal con 30 mL de

etanol o metanol al 80% y se filtró. Se colocaron tres manchas del extracto (0.1, 0.2, 0.3

mL) sobre un papel filtro. Se secaron y agregaron unas gotas del reactivo Kedde. Se secó el

papel filtro y se observó cambio de color (mancha o anillo púrpura: positivo). Se usó como

estándar un extracto de Digitalis purpurea en metanol al 80%.

Presencia de azúcares 2-desoxigenadas: Se evaporó 10 mL del extracto etanólico, se

eliminaron los pigmentos coloreados con éter de petróleo. Se secó el residuo y se agregó 3

mL de reactivo Keller-Killiani. Se pasó a un tubo, se mezcló y se hizo resbalar 1-2 mL de

ácido sulfúrico concentrado en la pared del tubo. Se observó la formación de un anillo en la

interfase (anillo púrpura: positivo).

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Cromatografía en capa fina: A 1 g de material vegetal se agregaron 20 mL de etanol al 50%

y se colocó en reflujo durante 15 minutos. Se dejó enfriar y se filtró, el filtrado se trató con

ácido acético glacial. Se extrajeron en 3 porciones de 15 mL de diclorometano. Los

extractos se filtraron sobre sulfato de sodio anhidro y se evaporaron. Se disolvió con 1 mL

de diclorometano/etanol (1:1) y se aplicaron 30-50 μL en la cromatoplaca de silicagel 60

F254. Estándar digoxina 5 mg/2 mL de metanol (20 μL), lanatósido, A,B,C; oleandrin, k-

strophantin.

Fase móvil: acetato de etilo-metanol-agua (100:13.5:10) acetato de etilo-metanol-agua

(81:11:8), acetato de etilo-metanol-etanol-agua ( 81:11:4:8).

Detección:

Sin tratamiento químico: Fluorescencia por cardenólidos en UV-265 nm, la mayor

fluorescencia es debida a los bufadienólidos. Los glicósidos cardiácos no fluorescen en

UV-365 nm.

Detección del anillo lactónico de los cardenólidos: reactivo de Kedde, zonas rosa o azul

violeta en vis, los bufadienólidos no reaccionan.

Reactivo de Kedde: 5 mL de ácido 3,5 dinitrobenzoico al 3% en etanol, mezclado con 5

mL de NaOH 2M.

Investigación de esteroides o triterpenoides:

Reacciones de color

Liebermann Burchard: Se aplicaron unas gotas de ácido acético y 3 mL de anhídrido

acético-ácido sulfúrico (50:1) en la que las saponinas triterpenoidales presentaron color

rosado o púrpura.

Resultados (verde, azul verdoso) posibles esteroides conteniendo 2 enlaces C=C

conjugados o formados por deshidratación con ácido sulfúrico.

Ácido tricloroacético: Se le añadió a la muestra unos cristales de ácido tricloroacético.

Resultado: color naranja, rojo, rojo oscuro, triterpenos tetracíclicos y esteroides

desarrollaron color a 60°C, triterpenos pentacíclicos a 110°C.

Carr-Price: 1 mg de muestra en cloroformo se le agregó 2 mL de tricloruro de antimonio al

30% en cloroformo.

Resultado: color azul, posibles derivados del colestano con dieno o trieno potencial en

anillos A y B.

Investigación de saponinas:

Prueba de espuma:

Tubo 1: 100 mg de material vegetal pulverizado y seco.

Tubo 2: 2 mL de control de saponinas (0.5 %).

Tubo 3: 2 mL de agua.

A cada tubo se le adicionaron 10 mL de agua destilada. Se calentó en baño de maría

(60C) durante 30 minutos. Se enfriaron, se taparon los tubos, se agitaron vigorosamente

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30 a 40 segundos. Se dejó reposar los tubos durante 30 minutos, se observó la formación de

capa de espuma. Si una capa de espuma era mayor de 3 cm y persistia en la superficie

líquida después de 30 minutos se presumía la presencia de saponinas.

Cromatografía en capa fina: 2 g de material vegetal seco, se extrajeron con 10 mL de

etanol al 70% con reflujo por 10 minutos. Se evaporaron a 5 mL y se procedió a aplicar

25-40 μL en una cromatoplaca de silicagel 60 F254. Estándar de saponinas al 0.1 por ciento

en metanol (10 μL).

Fase móvil: cloroformo-metanol-agua (64:50:10), n-butanol-ácido acético-agua (50:10:40).

Detección:

Reactivo de sangre, zonas hemolíticas blancas en fondo rojo.

(Reactivo de Liebermann-Burchard: UV-365 o VIS zonas azules y verdes de saponinas

esteroidales, rojas y violetas de triterpenoides).

(Reactivo de Komarowsky: zonas azules, amarillas y rojas). (Vainillina-ácido sulfúrico y

anisaldehído-ácido sulfúrico: zonas azules, violetas, amarillentas).

Investigación de taninos:

Ensayos macro y semimicro: Se extrajeron 10 g de material vegetal pulverizado con 30 mL

de etanol o metanol al 80 por ciento, se filtraron y evaporaron a sequedad. Se añadió 25

mL de agua caliente al residuo y se agitó con varilla y se dejó enfriar. Se agregó 1 mL de

solución de cloruro de sodio al 10 por ciento y se filtró. Se adicionaron 3 mL del filtrado a

4 tubos de ensayo:

Tubo 1: testigo.

Tubo 2: Se agregaron 4 a 5 gotas de solución de gelatina al 1 por ciento (p/v).

Tubo 3: Se agregaron 4 a 5 gotas de gelatina-sal (1 por ciento de gelatina y cloruro de sodio

al 10%).

Tubo 4: Se agregar 3 a 4 gotas de solución de cloruro férrico al 10 por ciento (p/v).

Se observó la formación de precipitado y/o cambio de coloración.

Con cloruro férrico: grisáceo-negro: catecol; negro-azulado: pirogalol)

Investigación de glicósidos cianogénicos:

Prueba de Guignard: Se colocaron de 2 a 5 g de material vegetal pulverizado en un

erlenmeyer de 125 mL y se humedeció con agua; se adicionaron 1 mL de cloroformo. Se

introdujo una tira de papel Whatman No.1 en picrato de sodio (recién preparado) y

posteriormente se secó. La tira de papel húmedo se insertó en el erlenmeyer que contenía

el material vegetal evitando que tocara las paredes y se dejó a una distancia de 1 cm de la

muestra. Se dobló el papel y se tapó el erlenmeyer con un corcho. Se calentó en baño de

maría a 37C durante 3 horas. Se observó cambio de color en el papel (de color amarillo a

rojo o rojo-café).

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Investigación de aceites volátiles:

Cromatografía en capa fina:

Método A: Se extrajo 1 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de diclorometano y se

agitó por 15 minutos. Se filtró y se evaporó en baño maría (60C) a sequedad.

Se disolvió en 1 mL de tolueno y se aplicó 20-50 L en cromatoplaca de silicagel 60 F254.

Método B: Se pesaron 50 g de material vegetal y se destiló por 1 hora. Se recolectó el

aceite esencial en xileno. Se diluyó la solución de aceite en xileno con tolueno 1:5 y se

aplicaron L (1:10) en cromatoplaca de silicagel 60 F254.

Estándar: solución de tolueno 1:30 de mentol, timol, anisaldehído, anetol, 1,8-cineol (3

L).

Fase móvil: tolueno-acetato de etilo (93:7).

Detección: anisaldehído-ácido sulfúrico, vanillina-ácido sulfúrico. Zonas azules verdes,

rojas y cafés en visible.

Investigación de Esteroles insaturados:

Ensayo macro y semimicro: Se extrajeron 10 g de material vegetal pulverizado con 30 mL

de etanol al 80%. Se filtró y se concentró a sequedad. Se removieron los pigmentos

vegetales con porciones de 10 mL de éter de petróleo hasta que el éter salga incoloro. Se

adicionaron 10 mL de benceno y se agitó durante unos minutos. Se decantó en un tubo y se

secó con sulfato de sodio anhidro. Se filtró y se evaporó a sequedad. Se agregaron 10 mL

de cloroformo, se secó con sulfato de sodio anhidro, se filtró y se dividió el filtrado en 3

tubos:

Tubo 1: Se agregaron 3 gotas de anhídrido acético y una gota de ácido sulfúrico

concentrado (Liebermann-Buchard).

Tubo 2: Ensayo de anillo se agregó ácido sulfúrico concentrado (Prueba de Salkowski).

Tubo 3: Testigo.

Se utilizó como estándar una solución de colesterol en cloroformo 0.1%. Se observaron

cambios de colores inmediatos y/o graduales (rojo, rosado, violeta para esteroles

insaturados) durante un período de una hora.

Prueba de anillo: En presencia de esteroles insaturados, se forma un anillo rojo cereza en la

interfase.

Investigación de Sesquiterpenlactonas:

Prueba de Legal: 1-2 mg de muestra en agua o etanol se le agregó 1 mL de solución fresca

de nitroprusiato de sodio 0.5% en agua y 1-4 gotas de KOH 2N. Se presentaron colores

característicos rojo oscuro, para lactonas α- y β-insaturada.

Prueba de Baljet:

Preparación de reactivo:

a.1g de ácido pícrico en etanol al 95%.

b.10 g de NaOH en 100 mL de agua.

Se mezcla a y b y se añade a la muestra unas gotas del reactivo, se presenta un color rojo

claro a oscuro.

20

Cromatografía en capa fina:

Fase móvil: Cloroformo: éter etílico (5:1), cloroformo: metanol (99:1), éter de petróleo,

cloroformo, acetato de etilo (2:2:1)

Detección: Se emplearon diferentes reveladores tales como: Vapores de yodo, solución

acuosa de permanganato de potasio al 5%, ácido sulfúrico concentrado o al 50%, vainillina

al 1% en etanol, luego del calentamiento de la placa por 5 min a 100–105˚C aparecieron

manchas verdes, amarillas, marrones, rojas o azules.

I.4.5.8 Evaluación de la actividad antioxidante:

Método de TLC: Se aplicaron 10 μL de muestra y 5 μL del estándar antioxidante terc-butil-

hidroquinona (TBHQ) en una placa cromatográfica de silica gel 60F254. Se colocó la placa

en una cámara de vidrio saturada previamente con acetato de etilo:ácido acético:ácido

fórmico:agua (100:11:11:26). Se secó y asperjó con DPPH (1mg/mL en metanol).

Resultados: Los extractos que presentaron actividad antioxidante se observó la

decoloración del DPPH en las bandas respectivas.

Método colorimétrico: DPPH es un radicales libres utilizado para evaluar la actividad

atrapadora de radicales de un compuesto o extracto vegetal (Ravishankara et al., 2002). Se

prepararon una serie de cuatro tubos de reacción por ensayo. Al primer tubo que es el

blanco del control se le agregó 1 mL de una solución tampón de acetato y 2 mL de metanol.

Al segundo tubo control, se le agregó 1 mL de tampón de acetato, 1.5 mL de metanol y 0.5

mL de solución metanólica de DPPH (0.0219 % p/v). Al tercer tubo, blanco del ensayo, se

le agregó 1 mL de tampón de acetato, 1.4 mL de metanol, 0.1 mL de extracto de la muestra

y 0.5 mL de solución de DPPH. Al cuarto tubo, ensayo, se le agregó 1 mL de tampón de

acetato, 1.4 mL de metanol, 0.1 mL del extracto y 0.5 mL de solución de DPPH. Se agitó

en vortex por 30 seg e incubó a temperatura ambiente por 30 min. Se realizó la lectura de la

absorbancia en un espectrofotómetro (517 nm) contra el blanco respectivo. Se calculó el

portentaje de disminución de la abs causado por el extracto (Abs b control–Abs e)/Abs

control * 100 = % dis Abs. Se graficó la concentración del extracto (eje x) vrs % dis Abs

(eje y). Se calculó el valor de IC50. La actividad antioxidante se expresó en términos de la

concentración de inhibición al 50% (IC50) que es la concentración del extracto requerida

para disminuir un 50% la absorbancia de DPPH (Lima, 2003).

I.4.5.9 Determinación de la bioactividad:

Ensayo contra Artemia salina (camarón salino): La A. salina es un crustáceo cuyas larvas

(nauplios) son sensibles a gran variedad de sustancias, la citotoxicidad de extractos sirve

para dirigir el fraccionamiento bioguiado en forma rápida y simple, es una prueba útil

aunque no es selectiva para ninguna molécula química.

La técnica consistió en la preparación de un medio salino adecuado, la colocación de

huevos del crustáceo en dicho medio y eclosión. Se transfirió la mayor cantidad de nauplios

vivos a un erlenmeyer con medio salino fresco. Se prepararon para cada sustancia de

prueba 3 niveles de dilución (1000, 500 y 250 μg) y se colocaron por triplicado en 9 pozos

21

de la microplaca, haciendo un volumen total por pozo de 100 μL de solución a ensayar.

Posteriormente se agregaron a cada pozo 100 μL de medio salino conteniendo de 10 a 15

nuplios y 100 μL de medio salino. Se usaron 3 pozos como controles negativos los que se

prepararon en forma similar, utilizando como sustancia de prueba el medio de disolución de

los extractos. Después de 24 horas se procedió entonces a contar el número de

sobrevivientes en cada dilución, del que por diferencia con el valor inicial, se calculó el

número de decesos observados. La Concentración Letal Media (CL50) se calculó mediante

una regresión no paramétrica utilizando el pograma Finney para Basic. Las larvas del

crustáceo son sensibles a muchas sustancias de prueba, con lo que puede determinarse la

bioactividad de las mismas. Como prueba de pretamizaje resulta idónea, principalmente en

lo referente a la búsqueda de posibles sustancias antibióticas, citotóxicas y/o plaguicidas.

Actividad insecticida: Consistió en evaluar la actividad de los extractos vegetales para

matar larvas de insectos de importancia médica (Aedes aegypti) en un medio micrométrico

líquido, en este estudio

Actividad antibacteriana y antifúngica

Tamizaje antimicrobiano:

Se evalúa la actividad inhibitoria de un producto, la potencia de un compuesto, la

susceptibilidad de un microorganismo y el espectro de inhibición. Para evaluar la actividad

es preciso conocer el modelo microbiano y tenerlo controlado en las condiciones de

laboratorio, por procedimientos in vitro o in vivo. La medición de esta actividad se realizó

por métodos de dilución, que sirve tanto para el tamizaje como para determinar la

concentración inhibitoria mínima (CIM) que se requiere del agente antimicrobiano para

inhibir al microorganismo. La CIM es la concentración más baja en al que no hay

crecimiento visible en agar (placa), está basado en el descrito por Mitscher et al. (1972).

Se midió por el crecimiento de bacterias inoculadas en superficie de medios conteniendo

moléculas bioactivas. El procedimiento ofrece una distribución homogénea del compuesto

en el agar que consiste en preparar cajas de Agar Muller-Hinton (AMH) con 1.0 mg/mL del

extracto (AMH-E). Se inocularon las bacterias en caldo, se incubaron durante 24 horas a

36°C, diluir 1:100 en agua destilada estéril, se inocularon con estrías por cuadruplicado

(error < 0.05) en la superficie de AMH-E e incubaron a 36°C por 24 horas. Este

procedimiento se aplicó a levaduras, pero diluyendo el inóculo 1:10 e incubando 48 horas.

Se evaluó el crecimiento de bacterias (-) o su inhibición (+). Para la CIM se usaron

diluciones decrecientes (1, 0.5, y 0.25 mg/mL), se consideraron positivos los extractos

activos a concentraciones <1 mg/mL. El tamizaje se realizó con las siguientes cepas de

microorganismos: Staphylococcus aureus ATCC 25923, Salmonella typhi ATCC 14028,

Mycobacterium smegmatis ATCC 607, Bacillus subtilis ATCC 6051, Pseudomonas

aeruginosa ATCC 27853, Candida albicans ATCC 10231 y Cryptococcus neoformans C

13.

Tamizaje antifúngico:

Los procedimientos fueron similares a los antibacterianos. El crecimiento de hongos

filamentosos inoculados en medios de cultivo adecuados fue inhibido por las moléculas

bioactivas diluidas en el medio de agar.

22

La actividad antifúngica se evaluó por el crecimiento en medios conteniendo moléculas

bioactivas; el procedimiento se basó en el descrito por Brancato & Golding modificado por

MacRae et al. y adaptado para productos naturales. Consistió en purificar los hongos en

Mycosel, inocular en medio de esporulación (Takashio), incubar a 25°C por 21 días, se

colectaron las esporas, se contaron y se estandarizaron suspensiones de 1x105 esporas/mL

y se guardó a 4°C. Se prepararon cajas de agar Sabouraud con 1.0 mg/mL del extracto o

fracción; se perforaron cuatro agujeros de 8 mm de diámetro, se inocularon 30 µL de la

suspensión de esporas y se incubó, en el caso de Aspergillus flavus 24-48 horas y de

Trichophyton rubrum 21 días. Para la CIM se usa el mismo procedimiento con

concentraciones decrecientes. Se midió el diámetro (D) del halo de crecimiento en mm y se

comparó con el control negativo con la fórmula: % = Dm/Dc X 100. Si el % de inhibición

es >75% el extracto es activo (+), si es <25% es inactivo (-).

I.4.6 La Técnica Estadística

En el caso de la caracterización fitoquímica se indicó la presencia o ausencia de los

metabolitos detectados y se realizó el cálculo de Rf, se compararon con estándares

específicos, se presentaron los resultados en cuadros y se anexaron las fotos de los análisis.

Respecto a la caracterización fisicoquímica se obtuvo un promedio de tres mediciones y se

calculó la desviación estándar.

En la evaluación de la actividad antioxidante se realizaron cinco repeticiones y se

calculó la concentración inhibitoria media (CI 50), para la evaluación de la actividad

citotóxica e insecticida se hicieron tres repeticiones para cada extracto y se calculó la

concentración letal 100 (CL100) o la dosis letal 50 (DL50) utilizando el programa Probit.

I.4.7 Los Instrumentos a utilizar

Se utilizaron cuadernos para el registro de las actividades realizadas diariamente y

resultados obtenidos, además de la documentación registrada en la bitácora del laboratorio.

Se elaboraron informes mensuales y trimestrales para indicar el avance de la investigación.

Se utilizó el equipo, materiales e infraestructura del Laboratorio de Investigación de

Productos Naturales de la Facultad de Ciencias Química y Farmacia, para los análisis

fitoquímicos, fisicoquímicos y espectrofotométricos y el laboratorio de Bioensayos para la

evaluación de la actividad biológica.

23

PARTE II

MARCO TEÓRICO

A principios del siglo XX se estimaban 3,780 millones de hectáreas de bosque en el mundo

representando un 27 por ciento del uso de la tierra, de los cuales los bosques tropicales

representan un total de 2,000 millones de hectáreas, la mayoría de estos bosques se

encuentran en las regiones tropicales y principalmente en los países en vías de desarrollo.

Estos bosques están gravemente amenazados por el hombre a tal grado que en los últimos

diez años unos 154 millones de hectáreas (área del tamaño de Alemania, Francia, España,

Portugal juntos) han desaparecido por diferentes motivos.

Los bosques tropicales cumplen un papel muy importante en la conservación de la

biodiversidad, por albergar el 70 por ciento de las especies animales y plantas del mundo.

Estos bosques sirven de hábitat para muchas especies migratorias las cuales se alimentan y

vienen en estos lugares. Un factor a considerar es la población que dependen directa o

indirectamente para la obtención de alimento, madera, leña y muchos otros recursos.

Según FAO, citado por Agudelo (2002), América latina y el Caribe, contenían en 1995, una

superficie forestal estimada en 895 millones de hectáreas, con el 95 % (852 millones de ha)

concentradas en América Central, El Caribe y en la América del Sur tropical y subtropical.

En ese mismo año los bosques de América Central cubrían 19,631,000 ha, y exhibían

también una tasa de deforestación de 411,720 ha/año (47 ha/día). A este ritmo los bosques

de Centro América desaparecerían en un periodo de 47 años (Angulo, 2002).

El territorio de Guatemala abarca 108 889 km2, de los cuales 30 176 km

2 están cubiertos

por bosque latifoliado, 2282 km2 por coníferas, 1270 km

2 por bosques mixtos, 174 km

2 por

manglares y 3600 km2 por bosques secundarios. El total de áreas protegidas cubre 28 658

km2. Sin embargo, el sector forestal apenas contribuye con el 2.5% del PIB (INAB 2000).

Standley y Steyermak (1945) estimaron que Guatemala alberga alrededor de 8,000 especies

de plantas vasculares. Esto sugiere que el país aparezca como uno de los de mayor

diversidad florística en la región Meso-Americana.

Los principales problemas del sector forestal son: a) el avance de la frontera agropecuaria,

con la consecuente pérdida de bosque natural; b) la corta excesiva de leña, que supera la

capacidad de regeneración natural y de reforestación; c) la tala selectiva del bosque, que

conduce a la degradación de la calidad y capacidad de regeneración de las masas forestales

y d) la desaparición del bosque por el avance de las zonas urbanas y los asentamientos

humanos.

El avance de la frontera agropecuaria es el problema más extendido y con mayor impacto

negativo sobre los bosques, y tiene que ver con el crecimiento de la población rural que

ante la falta de oportunidades de empleo o ingresos no agropecuarios, demanda tierras para

cultivar y leña como fuente energética primaria.

24

La intervención antropógena es muy evidente, un ejemplo de ello es la Sierra de los

Cuchumatanes, donde se encuentran asentamientos humanos en los alrededores de las

cumbres de las montañas. La actividad del hombre incluye la tala (para construcción y

leña), la quema, la ganadería (principalmente de ganado ovino), y cultivos de papa y avena.

En síntesis, la presencia humana ha cambiado drásticamente las condiciones de ecosistemas

naturales. Es por esto que pocos de los ambientes de alta montaña en Guatemala se

encuentran en un estado inalterado (Islebe, 1993).

Entre 1991 y 1992 se efectuaron varios inventarios geobotánicos en las partes altas de la

Sierra de los Cuchumatanes y de la Cadena Volcánica. Con base en las colecciones de

muestras de plantas se elaboró una lista florística preliminar que fue actualizada y

complementada a través de consultas bibliográficas. Se determinaron 112 especies leñosas,

agrupadas en 39 familias y 63 géneros diferentes. En el estudio se identificaron 5 especies

de familia Lauraceae de importancia (Islebe, 1994):

LAURACEAE (5) Altura (msnm)

Litsea glaucescens Kunth 1300-3100

L. guatemalensis Mez 1500-3000

L. neesiana (Schauer) Hemsl. 1900-3000

Ocotea chiapensis (Lundell) Standl. & Steyerm. 1500-3000

Phoebe salvini (Mez) Lundell 1800-3200

El Instituto Nacional de Bosques (INAB) de Guatemala cita dentro de las principales

especies forestales de Guatemala a Laurel plateado (L. glaucescens) y Laurel de olor (L.

guatemalensis). Considerando en status de peligro de extinción a Litsea glaucescens y L.

guatemalensis.

Según el Estudio Evaluación de los Recursos Forestales Mundiales para el Año 2000 (FRA

2000), realizado por la FAO en colaboración con otros países, la pérdida anual neta de

bosques en la región de América Latina, para el periodo 1999-2000, asciende a 4,28

millones de hectáreas. En el resto del mundo la pérdida anual neta durante el mismo

periodo fue de 5,11 millones de hectáreas. De acuerdo con proyecciones realizadas por el

INAB (2001), el ritmo de deforestación, aproximadamente de un 2% anual, provocaría la

eliminación total de la cobertura forestal en un periodo aproximado de 40 años.

De acuerdo con datos publicados por el Consejo Nacional de Áreas Protegidas (CONAP) L.

guatemalensis se encuentra en la Categoría 3 de la Lista Roja de Especies Forestales. Las

cuales son especies, que si bien en la actualidad no se encuentran en peligro de extinción,

podrían llegar a estarlo si no se regula su aprovechamiento.

Podrán ser utilizadas de acuerdo a los siguientes lineamientos:

a) Con fines científicos y para reproducción.

b) Con fines comerciales su aprovechamiento se regulará a través de planes de manejo

técnicamente elaborados y debidamente aprobados por el organismo o institución

competente. Los planes de manejo deberán garantizar la estabilidad de las poblaciones de

las especies aprovechadas.

25

La pérdida de bosques provoca una pérdida de su biodiversidad, pero también se producen

otra serie de daños como el debilitamiento de los árboles que los hace más vulnerables al

ataque de plagas y enfermedades, degradación y erosión del suelo, alteración del ciclo

hidrológico, liberación de grandes cantidades de dióxido de carbono y otros gases que

contribuyen al efecto invernadero y pérdida de valores recreativos, escénicos y culturales.

La complejidad de los factores que afectan a los bosques exige que se proteja la diversidad

biológica en distintos niveles para asegurar la conservación de todos sus genes, especies y

ecosistemas. Hay que intentar que los beneficios potenciales de la conservación de la

diversidad biológica forestal se transformen en bienes y servicios reales y que sean

percibidos por la sociedad en todo su conjunto, especialmente para la población local.

En México una comunidad indígena de los altos de Morelos localizada en el municipio de

Tlayacapan, se ha distinguido por conservar su cultura y tradiciones indígenas, razón que

los ha llevado a realizar una propuesta integral a través del ecoturismo para proteger,

fomentar y aprovechar sus recursos naturales. Un ejemplo de ello es el proyecto

Ecoturístico de San José de Los Laureles aprovechando el "Laurel silvestre" (Litsea

glaucescens).

La planta del laurel silvestre tiene un alto valor cultural, medicinal, gastronómico y

comercial no sólo para esta comunidad indígena sino para las demás comunidades vecinas,

personas que la descubren y peregrinos que visitan el lugar. Factor que ha disminuido las

poblaciones silvestres y que ha preocupado a los habitantes a tal grado que en la actualidad

han dedicado gran parte de su tiempo al cuidado y conservación de esta planta. Lo cual

demuestra que al involucrar a las comunidades se logra la conservación de los recursos

naturales.

El comercio internacional de plantas medicinales y aromáticas se ha transformado en un

negocio de creciente magnitud. De acuerdo con cifras de la Revista Forum de Comercio

Internacional (2001), las ventas de plantas medicinales se han elevado de US$ 12.500

millones en 1994 a US$ 30.000 millones en el 2000.

Los fabricantes de productos que demandan plantas medicinales y aromáticas, pueden

dividirse a la vez en cuatro áreas de producción: Industria alimenticia, que incluye a

fabricantes de productos dietéticos, algunos tipos de tés e infusiones, mermeladas; la

industria farmacéutica, que incluye la elaboración de fitomedicamentos y de productos

homeopáticos; industria de suplementos alimenticios, como vitaminas y productos para

mejorar la calidad de vida y la industria de cosméticos, que elabora artículos de cuidado

personal. Con el apoyo del Programa de Formación para la Innovación FIA, en el Primer

Congreso Internacional de Plantas Medicinales y Aromáticos realizado en la Universidad

de San buenaventura, Cali, Colombia (agosto de 2001), se abordaron aspectos de manejo

productivo y experiencias industriales de elaboración de fitofármacos, en este marco se

definieron las especies consideradas con mayor potencial industria, clasificándose de

acuerdo a su finalidad. Entre los aromas nativos de América se encuentran especies del

género Lippia (salvia, cedrón y orégano), Litsea guatemalensis (Laurel) y Pimienta dioica

(pimienta) (Boletín de Plantas Medicinales y Aromáticas, 2002).

26

En el II Congreso Internacional de Plantas Medicinales y Aromáticas se describe a laurel

(L. guatemalensis) con potencial industrial por su aroma (Hernández, 2006).

Pautas para la selección de nuevos materiales aromáticos:

Con el fin de orientar la búsqueda de nuevos materiales aromáticos hacia las especies más

adecuadas para dicho fin, conviene clasificarlas a las plantas en cinco categorías (Bandoni,

2003):

Especies cultivadas y aprovechadas por sus características aromáticas: como las

mentas, citronela, orégano. Son las que representan actualmente el mayor porcentaje

delmercado internacional de productos aromáticos de origen natural. Como elementos

novedosos en esta categoría, podrían encontrarse clones de especies conocidas con mejores

calidades de esencia o mejoras en el manejo agronómico o postcosecha, para lograr mayor

rendimiento.

Especies cultivadas pero no aprovechadas por sus propiedades aromáticas:

Muchas especies maderables cultivadas contienen aceites esenciales pero son utilizadas

solamente para otros fines, por su madera, su fibra, sus frutos, como sombra o protectores

de vientos. El aserrín que se suele quemar en los aserraderos podría utilizarse como materia

prima para la obtención de productos aromáticos, aprovechando un desecho que podría

agregar valor a la producción de madera. Es un caso de subexplotación, que necesita

solamente de un criterio económico o de una visión polifacética para su desarrollo.

Muchos campos utilizan especies como los Eucalyptus, Coníferas, Acacia, Schinus, y otras

plantas para delimitar potreros, o proteger cultivos de los vientos, pero también estas

plantas podrían ser utilizadas para la producción de esencias. Otras plantas de gran

consumo en otras actividades, pueden ser productoras de materiales aromáticos: los

extractos, resinoides o absolutos de mate (Ilex paraguariensis), café, cacao, cúrcuma y

pimienta son ejemplos de esto.

Especies silvestres (es decir no cultivadas) aprovechadas: En este renglón se deben

incluir todas aquellas plantas aromáticas silvestres que son utilizadas con fines industriales,

como es el palo santo (Bulnesia sarmientoi), la cabreuva (Baccharis coridifolia), orégano

mexicano (Lippia graveolens); peperina (Mynthostachys mollis), etc. Estas especies, al ser

explotadas y no cultivadas, suelen estar amenazadas en su conservación. Solamente se

justifica la permanencia de una especie en este rubro si su población natural existente es

suficientemente amplia como para permitir un manejo sustentable de su explotación, debido

a su fácil o rápida reproducción, a su gran dispersión geográfica, o a la política regional

aplicada para conservar su existencia. Aunque por definición son especies ya explotadas, el

hecho de pertenecer a poblaciones naturales permite suponer que presentan una variabilidad

genética más o menos importante, según el caso. Del estudio de esta biodiversidad

intraespecífica pueden surgir valiosas calidades económicamente competitivas con respecto

a la calidad habitual.

Especies silvestres no aprovechadas: Se pueden diferenciar entre las autóctonas de una

región y las aclimatadas. Las especies autóctonas son las típicas de una región, mientras

27

que las aclimatadas son propias de otras regiones pero que se han adecuado al nuevo

ambiente. En este ítem es donde prioritariamente más se debiera orientar la búsqueda de

nuevos productos, porque es muy probable que se obtengan verdaderas novedades para la

industria. Todos los países latinoamericanos tienen por tradición de uso o por conocimiento

científico un sinnúmero de especies silvestres con reconocidas propiedades aromáticas. Y

por otro lado, dentro de la flora autóctona, muchos de nuestros países poseen una riquísima

variedad de especies aún por conocer, y donde seguramente se podrán encontrar novedades

aromáticas.

Si lo que se está evaluando son especies silvestres, deberá intentarse una

domesticación de las mismas, su identificación clonal, y un desarrollo del paquete

tecnológico para su manejo agrícola, a los fines de implementar una utilización sustentable

de su explotación industrial, y un aseguramiento de su homogeneidad. Pero si se considera

que existe una población natural suficientemente extendida y de una calidad homogénea, lo

que habrá que hacer es evaluar qué tiempos requieren dichas poblaciones para regenerarse

después de una cosecha, y en qué medida la explotación racional y controlada de las

distintas poblaciones afectará el ecosistema y la biodiversidad de la especie. Esta

alternativa conlleva serios riesgos de no lograr resultados satisfactorios en un tiempo

razonable desde el punto de vista económico, por lo que normalmente se sugiere intentar

primero la vía de la domesticación y cultivo.

No todas las especies que se analicen químicamente por primera vez resultarán una

novedad para la industria. Más aún, debe tenerse en cuenta que no es fácil encontrar nuevas

alternativas olorosas, teniendo en cuenta el amplio espectro aromático que ya se conoce en

el mercado (Bandoni, 2003).

Se considera que hay cinco caminos principales para aportar una nueva fuente de

aromáticos:

a) Oportunidad de identificar una nueva fuentede algún producto ya conocido, y que

resulte competitivo por menor costo de producción, por disponibilidad de mayor volumen

biomásico, o por mejor o distinto olor / sabor. Por ejemplo puede ser valioso identificar una

planta arbustiva que provea una esencia similar a la obtenida con una especie arbórea, con

un alto rendimiento de biomasa por hectárea, con un contenido en aceite esencial superior

al normalmente aceptado para especies afines, con un alto contenido de algún componente,

o con una aroma más limpio, libre de notas secundarias indeseables, etc.

b) Oportunidad de identificar nuevas notas olorosas, hecho que es tan difícil de lograr

como exitoso para comercializar. La industria de fragancias y sabores dispone de un

amplísimo espectro oloroso que no puede ser caracterizado en una clasificación que facilite

su interpretación o conocimiento. En un capítulo posterior se explicará con más detalle este

fenómeno, y se verá cómo a pesar de existir tal espectro, es siempre factible encontrar

nuevos acordes aromáticos.

c) Oportunidad de encontrar una planta con un alto contenido de algún compuesto

industrialmente útil. Ya sea para aislarlo y usarlo puro, o para sintetizar a partir de dicho

producto otros compuestos usados en la industria de perfumes, sabores, o en medicina, el

28

agro, en alimentos, como insecticidas, etc. En este caso lo que suele valorarse en forma

significativa es la especificidad en la configuración espacial de ciertas estructuras naturales

que resultan, si no imposible, muy complejas o costosas de elaborar por la vía sintética.

Lawrence (1985a y 1992) publicó sendas revisiones muy interesantes sobre este asunto,

aclarando que la mayoría de las especies por él citadas pueden ser cultivadas, y que varios

de los ejemplos planteados provienen de quimiotipos o razas químicas detectadas

solamente en algunos países, regiones o áreas geográficas particulares.

d) Oportunidad de encontrar compuestos aromáticos que sirvan de modelo para nuevas

estructuras químicas, capaces de ofrecer al químico nuevas rutas sintéticas o nuevas

estructuras olfativamente valiosas. Este camino para la búsqueda de nuevos aromáticos se

está usando cada vez más, porque relaciona la variabilidad casi infinita de la naturaleza,

generadora de nuevas estructuras, con el arsenal metodológico de la química fina, para la

modificación estructural y adecuación a moléculas con especificas propiedades

organolépticas. El aislamiento de derivados de las damasconas en flores de Acacia, Rosa y

en frutos varios, o los derivados semisintéticos inspirados en la composición química del

leño del sándalo (Santalum album), son algunos ejemplos ya clásicos en la industria

perfumística de novedosas sustancias encontradas por primera vez en los últimos años en

esencias conocidas desde hace siglos y que fueron inspiración para familias de nuevas

materias primas aromáticas.

e) Oportunidad de encontrar un producto con algún atributo deseable agregado a sus

características olfativas. Estos atributos pueden ser desde un efecto cosmético determinado

(poder antiséptico o astringente por ejemplo) hasta una propiedad específica, como un

efecto repelente de insectos, buena sustantividad sobre telas, buena estabilidad térmica o

ante oxidantes, etc.) (Bandoni, 2003).

Aceites esenciales:

Aceite esencial o esencia (ambos términos los consideraremos sinónimos) como una parte

del metabolismo de un vegetal, compuesto generalmente por terpenos, que están asociados

o no a otros componentes, la mayoría de ellos volátiles, y generan en conjunto el olor de

dicho vegetal.

Parte de metabolismo de una planta: Este es el concepto más importante a tener en cuenta,

cuando se va a trabajar con esencias. Cuando se habla de un alcaloide, de un flavonoide o

de un azúcar, se está mencionando un producto puro, químicamente definido, con una

fórmula característica. Pero cuando se habla de una esencia, igual que un aceite fijo o un

resinoide, debe tenerse presente que se está mencionando una mezcla de productos, aislados

en una proporción y con una composición muy variable, dependiendo esto de una serie muy

grande de factores que se verán más adelante en detalle. Es decir que casi siempre no es

uno el metabolito que compone la esencia, sino una combinación de metabolitos que tienen

alguna particularidad en común. Esta particularidad generalmente es que son productos

volátiles en condiciones normales, o por lo menos con una presión de vapor significativa

por debajo de los 150ºC. Pero también pueden tener en común no su volatilidad, sino su

solubilidad en determinado disolvente. La característica que le da unicidad a la

composición de una esencia es su método de obtención (Bandoni, 2003).

29

Otro concepto que debe tenerse en cuenta es que, siendo una parte del metabolismo de una

planta, la composición química de una esencia está permanentemente variando,

modificándose las proporciones de sus constituyentes o transformándose unos

constituyentes en otros, según la parte de la planta, el momento de su desarrollo, o el

momento del día. Más aún, debe tenerse en cuenta que dada su normalmente compleja

composición, presenta una alta probabilidad de sufrir modificaciones fisicoquímicas por

reacciones entre sus propios constituyentes o entre éstos y el medio (la luz, la temperatura,

presencia de enzimas, los componentes del reservorio donde se almacena la esencia, etc).

En resumen, es evidente que una esencia está en permanente cambio, no solamente

mientras forma parte del metabolismo de la planta, también después de extraída. Esto habla

de una estabilidad reducida y de un proceso de transformación continuo, que genera tres

etapas en la vida de una esencia: la de maduración o añejamiento, la de estabilidad o vida

útil, y la de descomposición o enranciamiento. Cada esencia tiene distintos tiempos para

cada etapa. Inclusive según el caso, la etapa intermedia, donde se considera que los

cambios habidos no modifican significativamente la calidad de la misma, puede tener una

tendencia positiva o negativa.

Como parte del intrincado metabolismo de una planta, las esencias abarcan una gama muy

variada de constituyentes. Normalmente asociados a los mono y sesquiterpenos, aparecen

también en su composición ésteres, alcoholes, aldehidos, cetonas, acetales, fenoles,

glicósidos, ceras, hidrocarburos lineales, ácidos grasos, alcaloides, cumarinas, esteroides, y

una cada vez más heterogénea variedad de compuestos heterocíclicos, a medida que se

avanza en el conocimiento de su composición.

Esta riqueza estructural se acrecienta aún más si se considera la reconocida especificidad

isomérica en toda biosíntesis natural, es decir la capacidad que tiene la naturaleza para

producir estructuras químicas con una conformación espacial particular, algo mucho más

complejo de lograr por síntesis químicas tradicionales.

Es característico de las esencias la presencia de terpenos, fundamentalmente mono (diez

carbonos) y sesquiterpenos (quince carbonos). Sin embargo, conviene saber que así como

existen esencias compuestas exclusivamente por terpenos (la trementina es una), existen

esencias que prácticamente carecen de ellos (la esencia de almendras, por ejemplo), y están

compuestos por derivados bencénicos, fenoles (esencia de clavo) ésteres e hidrocarburos

lineales (esencias de frutas), o hasta por componentes difícilmente relacionables con las

esencias, como alcaloides (Thomas y col. 1992), glicósidos y una gran variedad de

compuestos heterocíclicos como derivados piridínicos, pirazínicos, sulfuros, aminas, etc.

Debido a esta complejidad en su composición, es aconsejable hacer una discriminación

entre los compuestos contenidos en una esencia. Se habla entonces de compuestos

mayoritarios, cuando están en la esencia en una proporción mayor al 1 o 0.5%, y los

minoritarios, que en algunos casos pueden contarse por centenares, como en las esencias

de flores (jazmín, rosa, inmortelle, tuberosa) (Bandoni, 2003).

Esta clasificación de los constituyentes en función del contenido presente en cada esencia

30

es fundamental tanto para determinar una calidad de esencia, como para precisar sus

características organolépticas o sus efectos fisiológicos. En muchos casos las notas olfativas

características de las esencias están dadas por los componentes minoritarios y no por los

principales: petit grain, gálbano, rosa, mandarina, naranja. Para más ejemplos sobre la

importancia de estos componentes (Ohloff, 1977; Mookherjee,1992; Boelens, 1996).

Lo mismo ocurre con los efectos sobre los seres vivos, por lo que las aplicaciones en

terapéutica, industria o en aromacología, pueden ser debido a la presencia de componentes

minoritarios: el efecto rubefaciente de la trementina, por su contenido de D-3-careno, o el

acorde cálido y animal que le otorgan trazas de indol al jazmín.

También es importante tener en cuenta que en algunas plantas los terpenos no están libres,

sino que están unidos químicamente a azúcares, formando los llamados glicósidos o

heterósidos. Es importante conocer esta particularidad para optimizar la técnica de

extracción de estas esencias, pues deberá favorecerse una hidrólisis previa de estos

glicósidos para lograr un buen rendimiento de esencia.

En cuanto a los compuestos heterocíclicos, conviene recordar que sus solubilidades pueden

alterar la calidad de una esencia, pues dependiendo del pH del medio extractivo, o de la

temperatura utilizada, estos compuestos permanecerán en la esencia o podrán eliminarse en

las aguas residuales del proceso extractivo, que normalmente tienen un resto de acidez

producido por los ácidos presentes en las plantas o por descomposición de otros

metabolitos como los aminoácidos o azúcares.

No existe casi un aceite esencial del cual se conozca en forma absoluta su composición

química. Todo depende del grado de sensibilidad con que se lo haya analizado. Algunas

esencias tan conocidas como las cítricas, siguen siendo fuentes de nuevos compuestos, a

medida que se toman mayores cantidades de muestras y se analizan las fracciones con

mayor sensibilidad de detección.

La cromatografía en fase gaseosa fue una herramienta analítica que amplió

exponencialmente el horizonte conocido de sus componentes. Luego vino la cromatografía

en fase gaseosa acoplada al espectrómetro de masas, y más tarde se acopló al detector de

emisión atómica, y seguirán apareciendo cada vez más sofisticados y sensibles sistemas que

nos darán cada vez mayor información (Bandoni, 2003).

Volatilidad y solubilidad: Para poder oler en una planta los productos aromáticos pesados

habría que dejar secar la planta para eliminar los más livianos. Como esto no ocurre

normalmente, la presencia de los más volátiles enmascara continuamente a los

constituyentes aromáticos pesados. Cosa que no ocurre si se huele la esencia pura: a medida

que se van evaporando las fracciones más livianas, se van detectando los componentes más

pesados. Por otro lado los productos con alta volatilidad suelen perderse durante los

procesos extractivos, sobre todo cuando se utiliza la destilación por arrastre con vapor de

agua. En estos casos algunos constituyentes, como el cis-3-hexenol, un alcohol con un

potente olor a pasto recién cortado y presente en innumerables especies vegetales, suele

desaparecer, o solamente es extraído en trazas, por la temperatura alcanzada en una

destilación con vapor de agua. Además debiera tenerse en cuenta que, cuando se obtiene

una esencia por arrastre con vapor, algunos compuestos quedan parcialmente retenidos en

31

la fase acuosa, como ocurre con el alcohol feniletílico en la esencia de rosa, o con algunos

ácidos y ésteres livianos.

Factores metabólicos: Una vez que la planta es cosechada para ser extraída, el metabolismo

de la misma no permanece inalterado o estático, sino que continúa evolucionando en la

medida que no se le elimine la mayor cantidad de agua, lo que finalmente inhibe los

procesos enzimáticos.

Se ha demostrado experimentalmente que no es igual el olor de una flor en un pie vivo de

una planta, que la misma flor ya cortada (Brunke y col. 1993). El aroma tan agradable de

una flor de manzanilla alemana (Matricaria recutita), casi desaparece por completo en la

esencia obtenida por arrastre con vapor. Una vez que se extrajo la esencia, recién entonces

el metabolismo queda como congelado, lográndose una relativa estabilidad en la calidad

olfativa del producto.

Sin embargo se dice relativa estabilidad, porque, como ya se explicó, se produce una

permanente transformación de su composición, algunas veces deseada, muchas otras

indeseables.

Ubicación en tejidos: En función de lo antedicho, que cada parte de la planta puede tener

una esencia distinta en su calidad olfativa, parece lógico pensar que puede existir una

esencia en las partes más externas de la planta, las que olemos, y otra esencia en las partes

más internas, que no podemos oler, pero cuando son extraídas, se mezclan y producen un

aroma distinto del detectado en la planta viva. Más aún, se ha visto por ejemplo que en las

mentas las hojas basales, que no reciben tanta luz como las apicales, tienen un contenido de

terpenos oxigenados (mentona y acetato de mentilo) distinto a las hojas superiores, mucho

más soleadas. Obviamente estas distintas composiciones se manifiestan con sus distintos

aromas.

En forma sucinta se puede decir que un aceite esencial, por definición, es un producto

volátil y por lo tanto de uso extemporáneo, de composición química extremadamente

compleja, y con una enorme variabilidad en lo que se refiere a su calidad, propiedades y

estabilidad, cualidades comunes a muchos productos naturales (Bandoni, 2003).

Calidades

Debe tenerse en cuenta que un cambio de escala en los procesos de extracción puede

significar una modificación en la calidad de la esencia. Algunos de los factores que

producen estos cambios son: la falta de homogeneidad en el calentamiento, el tiempo de

humectación previo a la destilación misma, la velocidad de agitación, la utilización de

distintos materiales como reservorios: vidrio o metales, que pueden reaccionar con las

esencias, el grado de compactación del material extraído, el pH del agua, etc. Y por este

motivo deben analizarse con cautela los ensayos en escala de laboratorio.

Resulta imprescindible la mayoría de las veces utilizar una escala piloto o intermedia,

donde muchos de estos parámetros pueden ser más representativos de un proceso industrial

normal, y por lo tanto son mejor evaluados desde el punto de vista tanto de la ingeniería del

proceso como en la evaluación analítica del producto obtenido.

Pero aún así existen otras variables propias del proceso extractivo, que repercuten

ostensiblemente sobre la calidad del producto obtenido. Por ejemplo debe contemplarse el

32

orden de salida de los componentes importantes de la esencia. Ya se dijo que no todos los

componentes de una esencia tienen el mismo valor comercial y, considerando que en una

destilación no salen todos simultáneamente, sino que existe un determinado orden de

extracción (en función de sus solubilidades en agua o de sus volatilidades), puede utilizarse

esta particularidad para mejorar la calidad de la esencia. Se ha publicado con gran detalle

para el coriandro por ejemplo, cómo influyen el grado de molienda del grano, la agitación,

la densidad de carga y el tiempo de destilación en la calidad de la esencia obtenida

(Perineau y col., 1991; Smallfield y col., 2001).

Otros parámetros que deben controlarse en forma imprescindible para homogeneizar la

calidad son: el diseño del equipo extractor (tipo de dispersores de vapor, capacidad y forma

del extractor y del cabezal del mismo, material de construcción, etc.), la homogeneidad,

dureza y grado de compactación del producto, la granulometría y humedad residual del

material vegetal que se carga, la forma de carga y descarga del material, el volumen de

carga de cada extractor y la cantidad de agua introducida, la presión de vapor empleada, el

tiempo de destilación, y la necesidad o no de agitación. Si bien la destilación por arrastre

con vapor es una técnica muy sencilla, debe ser realizada por operarios experimentados,

debida cuenta de la numerosas variables que involucra (Bandoni, 2003).

Aprovechamiento de los aceites esenciales en la química fina

Los aceites esenciales tienen dos grandes mercados. El primero está dado por sus

características organolépticas, explotado primordialmente por la industria de sabores y

fragancias. Y el segundo es el que se nutre de sus distintos componentes, aislados o no.

Son de los extractos naturales más complejos por su composición, pero son de los más

fáciles de aislar o purificar, por su baja temperatura de ebullición. Si se consigue una planta

con una esencia conteniendo pocos componentes mayoritarios, se dispone de un material

fácilmente purificable, de relativa alta pureza y obtenido de una fuente renovable, y por lo

tanto barata y disponible en cantidad suficiente. Estas características, sumadas a la alta

variabilidad genotípica de las plantas aromáticas, hacen de los aceites esenciales una fuente

ideal de materias primas para la industria.

Es importante resaltar que las esencias se usan en su gran mayoría por su olor y/o su sabor.

Y los componentes responsables de estas propiedades organolépticas no siempre son los

que están presentes en gran proporción. Se observa cómo compuestos presentes en menos

de 0.2% en la esencia de limón son fundamentales para definir su buen olor.

Lo que realmente importa, es identificar cuál o cuáles de los constituyentes presentes son

los responsables de la calidad organoléptica de una esencia. Si los constituyentes valiosos

son los principales, bastará aislarlos por los procesos industriales clásicos, para lograr un

producto concentrado o enriquecido en sus propiedades olfativas o saborizantes. Pero si los

constituyentes valiosos son los que se encuentran en mínimas cantidades, componentes

minoritarios, su aislamiento se hace poco rentable.

Por lo que resalta la necesidad de la industria de sabores y fragancias de desarrollar la

química fina. Una química orientada a sintetizar sustancias muy bien definidas,

normalmente estereoquímica e isoméricamente puras, y que puedan obtenerse de materias

primas y con mecanismos de síntesis tales que resulten competitivos a nivel del mercado

33

internacional. Esto es algo que no siempre se logra. Y cuando no se puede lograr, es cuando

se valora la materia prima natural, biosintetizadora de dichos productos e irreemplazable

por la industria química.

Pero todo ese arsenal de compuestos naturales también representa una fuente de inspiración

para el químico orgánico. El reconocimiento de una estructura química como generadora

de una propiedad organoléptica, es la guía para que otras estructuras similares sean

explotadas, buscadas o modificadas para lograr un mismo efecto, o tener una ventaja

comparativa. Si el producto natural olfativamente valioso está en muy pequeñas cantidades

en la esencia, la identificación de su estructura permitiría al químico de síntesis producirlo

por otras vías.

Se puede así disponer de productos sintéticos idénticos a los naturales, y productos

sintéticos reemplazantes de otros similares encontrados en la naturaleza. Con estos

elementos, se pueden crear nuevas esencias, los llamados aceites esenciales sintéticos, que

pueden ser idénticos a los naturales, o artificiales.

La expresión aceite esencial idéntico al natural, identifica a un aceite esencial sintético, que

se llama así por los componentes de origen sintético que lo conforman, pero por las

propiedades fisicoquímicas y organolépticas es prácticamente indiferenciable con el similar

natural para un lego, y a veces hasta para un experto analista. Esto último es un logro de la

química fina y de la ultra minuciosa investigación de los compuestos aromáticos naturales.

Las grandes expectativas de encontrar nuevos acordes olorosos o saborizantes se centran

actualmente en la exploración más detallada de determinados productos naturales. Los

aromas de frutas tropicales, los olores de flores vivas (aún no cortadas de la plantas ni

extraídas), el olor de la piel humana en distintos momentos, según las razas o los estados de

ánimo, el estudio de la vegetación aromática de los países en desarrollo con Floras casi

desconocidas, y el análisis de las variaciones producidas en los alimentos procesados, son

algunas de las fuentes más comunes en la bibliografía actual.

Hay otra posibilidad de aprovechamiento de los aceites esenciales. Si bien algunos

componentes mayoritarios no son portadores de olores o sabores comercialmente buscados,

no quiere decir que los mismos no sean útiles par la industria.

Nuevamente lo que se aprovecha es la fácil obtención de abundante materia prima de

origen renovable por un lado, y la específica pureza isomérica por el otro, lo que permite

orientar las síntesis hacia reacciones isómero-selectivas. Como desventaja manifiesta debe

señalarse que se parte de una materia prima no patentable en muchos países, por lo que se

desvirtúa un típico incentivo de todo desarrollo industrial, como es la posibilidad de

controlar la producción, el precio y el mercado.

Aún cuando el uso final de una esencia sea la semisíntesis de productos industriales, el

proceso primario de su obtención a partir del material vegetal significa un reto y un punto

álgido en cuanto a su optimización, teniendo en cuenta las múltiples variables que puede

afectar su calidad (Bandoni, 2003)..

Pautas para el desarrollo de un nuevo emprendimiento con plantas aromáticas

Lawrence (1993) propuso un esquema de trabajo para el emprendimiento de proyectos con

plantas aromáticas, planteando cinco etapas de desarrollo del programa a realizar:

34

• Evaluación de especies en pequeñas pruebas.

• Escalamiento a pruebas agronómicas con algunas hileras de plantas.

• Ensayos en pequeña escala agrícola.

• Manejo de una producción piloto de aceite esencial

• Desarrollo de una escala agroindustrial competitiva.

Con esta gradación de las tareas se garantiza una toma de experiencias progresiva, y una

mayor seguridad en las sucesivas etapas de expansión del emprendimiento.

Los determinantes de una correcta selección de cultivo y gestión comercial pueden

resumirse en:

• Buen desarrollo biomásico de la planta en el lugar y condiciones elegidos.

• Conocimiento del paquete tecnológico, tanto agrícola como industrial.

• Buen rendimiento de aceite esencial por hectárea.

• Buena calidad de aceite esencial.

• Uniformidad en el rendimiento y en la calidad del producto, en sucesivas cosechas.

• Costo competitivo

• Escala de trabajo apropiada

• Buen manejo del mercado

• Rentabilidad adecuada

Si se cumplen todos estos requisitos, es que se ha elegido una alternativa válida, capaz de

competir con otros cultivos y otros productos (Bandoni, 2003).

Factibilidad técnica del emprendimiento

La experiencia demuestra que lo primero que debe cuestionarse un nuevo emprendedor, es

si dispone de los recursos técnicos necesarios para desarrollar un nuevo proyecto

(Cunningham, 1997). Y en este punto debiera diferenciarse muy bien dos posibilidades: el

emprendedor que se inicia en el tema de las plantas aromáticas, y aquél que ya conoce y

participa del tema, y simplemente quiere expandir o diversificar su producción. Para este

último caso, muchas de las etapas que se plantearán de aquí en más son ya conocidas y por

lo tanto prescindentes. Pero en algunas instancias se verán ciertas consideraciones que

conciernen justamente a estos casos.

Tierras adecuadas, con la calidad y en la cantidad necesaria:

Toda planta aromática tiene exigencias en cuanto a tipo de suelos, climas o requerimientos

de luz y agua, entre otros. Por consiguiente si lo que se pretende es producir un

determinado producto a partir de estas plantas, el primer recurso condicionante de su

calidad y rentabilidad es la disponibilidad de tierras adecuadas.

Este punto es de tal trascendencia, que puede representar el factor protagónico para iniciar

un nuevo emprendimiento, de mayor envergadura aún que la selección del material a

producir.

Algunas regiones agrícolas son ideales para la producción de ciertas aromáticas:

35

Por la calidad de sus tierras; por el clima; por la ventaja de estar rodeado de una región

tradicionalmente productora de aromáticas y por lo tanto disponer de la experiencia y la

infraestructura necesarias; por la posibilidad de utilizar el cultivo de aromáticas como un

cultivo alternativo o asociado a otras producciones agrícolas ya existentes (olivares,

noguerales, explotación apícola, aprovechamiento de especies cultivadas como protectoras

de vientos); por la cercanía de campos cubiertos naturalmente con especies aromáticas

aprovechables; por la posibilidad de asociarse a productores vecinos en zonas de

minifundios; etc.

Si se pretende explotar una población natural de alguna especie, debe evaluarse la

disponibilidad de los recursos genéticos homogéneos necesarios, sin amenazar la

sustentabilidad de los mismos. Se entiende por recursos genéticos homogéneos aquéllos

que como resultado de un estudio analítico profundo, demuestran poseer las mismas

características tanto en la generación y calidad de biomasa, como en la producción y

calidad de aceites esenciales, y en su comportamiento agronómico. En este caso juega un

papel preponderante la cercanía de las poblaciones silvestres explotables a la zona de

procesamiento.

Infraestructura agrícola para manejar el cultivo: maquinaria, sistemas de riego,

agroquímicos, depósitos, etc.

Infraestructura industrial, tanto para el acopio de la materia prima, como para el

procesamiento y el almacenamiento del producto terminado. La extracción de aceites

esenciales implica diferentes tipos de equipos, de acuerdo con el producto y la capacidad

proyectada (destilación por arrastre con vapor, hidrodestilación, extracción por solventes).

El equipamiento de extracción puede ser administrado por el propio productor o un

intermediario. También pueden ser controladas por compañías que compran materias

primas a los productores, realizan la destilación bajo un contrato, y luego venden los aceites

esenciales. La industria de perfumes y sabores se encuentra también involucrada en los

procesos de extracción, pero fundamentalmente en aceites esenciales de alto costo, o en

aquellos casos en los que se requiere de tecnología muy específica.

En algunos casos la industria ha invertido en plantas de extracción en las áreas de

producción, es tableciendo acuerdos con sus contrapartes locales

En el caso que se pretenda explotar material silvestre, infraestructura de caminos y

transporte. También merece evaluarse la disponibilidad de mano de obra competente para

la correcta identificación y cosecha del material vegetal.

Infraestructura de servicios: combustibles, agua, zonas de tratamiento o eliminación de

efluentes y deshechos del proceso.

Recursos humanos idóneos, tanto para la parte agronómica, como industrial y comercial.

Una iniciativa integrada al desarrollo de productos basados en plantas requiere la existencia

de un grupo multidisciplinario, desde el agricultor hasta el personal técnico altamente

capacitado (Bandoni, 2003).

36

El éxito de la interacción y cooperación de estos especialistas determinará hasta dónde la

industria podrá desarrollarse. Debe tenerse siempre en cuenta que una de las limitantes

principales en el desarrollo de esta industria en Latinoamérica fue la no disponibilidad de

personal entrenado y la falta de esquemas propios de entrenamiento para actividades

especificas.

Conocimientos tecnológicos apropiados en los sectores agronómico, industrial y

comercial.

En este punto el primer problema que surge es el de conocer el paquete tecnológico para el

cultivo de la especie a procesar. La capacidad de decidir acerca de una gestión tecnológica

adaptada a las necesidades reales de cada región y la del mercado globalizado es un factor

decisivo para el éxito de estos emprendimientos no tradicionales. En consecuencia la

información disponible acerca de la oferta de transferencia tecnológica (tanto agrícola

como industrial) es siempre importante.

Infraestructura para análisis y desarrollo. Se debe disponer de viveros y un laboratorio

que posea la capacidad de realizar destilaciones a escalas de laboratorio y piloto, y la

posibilidad de realizar medidas de parámetros fisicoquímicos, así como análisis por

cromatografia en fase gaseosa (Bandoni, 2003).

Mercado internacional de sabores y fragancias:

El mercado mundial de productos naturales para sabores y fragancias representa unos 4.000

millones de US$/año. Los aceites esenciales: unas 48.000 ton anuales: unos 900 millones

US$ (16 US$ /kg promedio) (valores de 2001). El mercado de esencias de los Estados

Unidos fue estimado para 1995 en unos 400 millones de US$, representando el 13% de las

materias primas empleadas en su industria perfumística. En 1991 representaba solamente el

8% en esta industria. El mercado de especias para este país representó en 1997 un mercado

de 550 millones de US$ (USDA, 1992/98). El mercado cosmético (incluyendo el de

aromaterapia) consumió casi 1.000 millones de US$ de aceites esenciales en Estados

Unidos en 1997, y se espera que llegue a 1.200 millones de US$ en el 2002 (Bandoni,

2003).

No obstante estos valores, Se puede apreciar el reducido volumen del mercado de estos

productos, si se lo compara con algún producto agrícola commodity típico de varios de

nuestros países, como el café, que representa un mercado mundial estimado en 10.000

millones US$, o el girasol, con 4.000 millones de US$. Diez esencias representan el 85%

del mercado mundial: naranja y limón, mentas, citronela, cedro, Eucalyptus spp., especies

con citral (Litsea, lemongrass), lavandas y lavandines, Pinus spp.

Las especies más importantes en cuanto a valor comercializado (se producen más de 10

millones de US$/año de cada una) son: mentas, limón, rosa, jazmín, especies con citral,

sándalos, vetiver, patchuli, geranios, cedros, lavandines, citronela y cítricos. Se observa que

algunas especies, aún cuando tienen un mercado restringido, representan un importante

renglón del mercado, por su alto valor comercial: rosa, vetiver, patchuli y jazmín, entre

otras. Para los próximos años los mercados que se espera tengan mayor expansión son

Europa y Asia. Específicamente el mercado de sabores se está beneficiando con una fuerte

37

expansión debido a numerosos factores. En estos productos, los extractos y aromas

elaborados con vegetales son de gran preponderancia, de la misma manera que las plantas

aromáticas y las esencias (Bandoni, 2003).

Las plantas medicinales representan cerca del 25% del total de las prescripciones médicas

en los países industrializados. En los países en desarrollo el uso de las plantas medicinales

representa el 80% del arsenal terapéutico tradicional y son utilizadas como materia prima

para la producción de extractos o para el aislamiento de sustancias naturales puras, por lo

que representan un área en franca expansión (Sharapin, 2000).

Existen innumerables especies vegetales con propiedades aromáticas y medicinales,

algunas familias botánicas son tradicionalmente fuentes de productos aromáticos, como las

Pináceas, Verbenáceas, Mirtáceas, Lamiáceas, Rutáceas, Lauráceas, Piperáceas, Apiáceas

y Asteráceas.

El número aproximado de especies con esencia es de unas 3,000, de las cuales se

comercializan solamente unas 250. Lawrence en 1995, da aún un número muy superior

17,500. Arctander en 1960 cita alrededor de 400 productos naturales aromáticos usados en

la fabricación de fragancias, sabores, insecticidas, fitocosméticos y fitoterapéuticos. Se

estima que aproximadamente el 65% del mercado de esencias y aromas proviene de

especies cultivadas, el 1% de especies silvestres (2% en valores monetarios) y el 33% de

árboles, mayormente explotaciones forestales (Bandoni, 2003).

Actualmente es deseable el desarrollo de nuevos productos naturales aromáticos y

medicinales, ya que existe un interés mundial por el uso de lo natural y ecológico. Existe

una necesidad de la industria de competir con base a la novedad y se observa una clara

tendencia de demanda de dichos productos.

El género Litsea se caracteriza por árboles siempreverdes, dioicos, con hojas alternas e

inflorescencias umbeliformes. Flores con perianto de 6 segmentos y 9-12 estambres. Fruto

en baya rodeado por el tubo del perianto persistente e inflado (Jiménez y Lorea, 2009).

Comprende alrededor de 100 especies, 11 en América reconocidas por Bartlett en 1909. En

un trabajo posterior realizado por Allen en 1945, describió 4 especies para México y

Centro América; L. muelleri Rehder, L. pringlei Bartlett (incluyendo L. novoleontis

Bartlett), L. parvifolia Mez (incluyendo L. pedicellata Bartlett) y L. glaucescens Kunth con

3 variedades L. glaucescens Humb., Bonpl. and Kunth var. glaucescens, L. glaucescens var.

schaffneri (Bartlett) C.K. Allen y L. glaucescens var. flavescens (Bartlett) C.K. Allen. Se

consideró a L. neesiana (Schauer) Hemsl., L. guatemalensis Mez y L. orizabae Mez como

sinónimo de L. glaucescens var. glaucescens.

En la práctica, algunos botánicos reconocen 3 complejos de especies: El complejo de L.

glaucescens (L. glaucescens + L. guatemalensis + L. flavescens + L. neesina + L. orizabae

+ L. schaffneri), el complejo L. parvifolia (L. pedicellata + L. parvifolia) y el complejo de

L. pringlei (L. pringlei + L. novoleontis) (Jiménez y Lorea, 2009).

El complejo de L. glaucescens está ampliamente distribuido desde el norte de México hasta

Costa Rica, siendo la de mayor abundancia L. guatemalensis (Jiménez y Lorea, 2009). Son

38

especies aromáticas, condimentarías y medicinales, utilizadas como recursos forestales por

las comunidades, y de las cuales existe poca información química y biológica.

El género Litsea de afinidad templada no posee especies endémicas en el sur de México,

pero a nivel nacional llega al 66% de endemismo. Es probable que el origen del patrón de

reparto del endemismo en las lauráceas esté vinculado no propiamente con un hábitat

particular, sino en cómo se distribuye éste (continuo o fragmentado) (Lorea, 2002).

Del género Litsea se han descrito alrededor de 262 compuestos biológicamente activos

dentro de los cuales se encuentran amidas, alcaloides, flavonoides, butanólidos,

butenolactonas, esteroides, monoterpenos, triterpenos, sesquiterpenos, ácidos grasos y

lignanos. Alrededor de 100 estudios han validado el uso en diarrea y sus complicaciones,

así como su actividad antibacteriana, antifúngica, insecticida, antiinflamatoria,

antioxidante, antiviral, citotóxica y antidepresiva (Gottlieb, 1972; Yan et al., 2000; Agrawal

et al., 2011).

Tal es el caso de L. cubeba, la cual presentó actividad antioxidante en extractos metanólicos

por las pruebas de DPPH, peroxidasa/guaiacol y TBA comparables con ácido ascórbico y

-tocoferol (Hwang et al. 2005). Al evaluar 11 constituyentes del aceite esencial de las

hojas contra mosquitos Aedes, Anopheles y Culex se demostró que 5 (1% en solvente 100

L) mostraron ser repelentes (Amer y Mehlhorn, 2006).

La corteza de L. elliptibacea presentó inhibición sobre los receptores 5HT1, involucrados

en desórdenes del sistema nervioso central, presentando un porcentaje promedio de

inhibición de 84±1 (Chung et al. 2005). Los flavonoides totales de las hojas de L. coreana

presentaron efectos preventivos sobre el modelo de esteatosis hepática inducida por dieta

alta en grasa en ratas, reduciendo los niveles séricos de alanina aminotransferasa (ALT) y

aspartato aminotransferasa (AST); disminuyendo la acumulación de lípidos en suero e

hígado, además de incrementar la expresión de PPAR posiblemente por su acción

antioxidante (Wang et al., 2009).

De las hojas de L. acutivena se aislaron seis compuestos nor-neolignanos,

dehidroximetilailantoidol y 5 butanólidos, los cuales mostraron significativa actividad

citotóxica in vitro contra líneas celulares P-388 (leucemia linfocítica), A549

(adenocarcinoma humano de pulmón) y HT-29 (carcinoma humano de colon) (Cheng et al.,

2001).

Los flavonoides de las hojas de L. japonica (epicatequina, afzelina, quercitrina y tilirósido)

presentaron actividad inhibitoria del complemento con una concentración inhibitoria media

(CI50) de 101-440 M, representando una especie promisoria en el tratamiento de

afecciones del sistema inmune y como antiinflamatoria (Lee et al., 2005). Además se ha

utilizado como alimento en Corea, en estudios de la composición química se han reportado

ácidos grasos, lactonas, alcaloides, terpenoides y aceite esencial (Takeda et al., 1972; Nii et

al., 1978; Tanaka et al., 1990).

39

El aceite esencial del género Litsea se ha caracterizado por la presencia de monoterpenos,

principalmente compuestos oxigenados tales como 1,8-cineol, linalool, terpinen-4-ol, y α-

terpineol y dentro de los no oxigenados α-pineno, β-pineno y m-cimeno, los cuales son

comunes a otras especies de Lauraceas incluyendo los géneros Cinnamomum, Laurus,

Lindera, Ocotea y Persea (Jiménez et al., 2011).

El género Litsea han presentado una química y actividad farmacológica interesante que

puede estudiarse en las especies nativas para la búsqueda de nuevas propiedades y así

darles un mejor aprovechamiento y por ende sostenibilidad.

40

PARTE III

III. RESULTADOS

3.1 Información de colecta y georeferencias de las distintas especies y especímenes

de Laurel.

Se realizaron colectas en 3 regiones de Guatemala: Sacatepéquez, Sololá y Baja Verapaz

Región Sacatepéquez:

Se muestrearon individuos de L. guatemalensis iniciando el recorrido en San Miguel

Dueñas (Km 47.4) atravesando el camino que conduce a Parramos (Km 60),

aproximadamente se recorrieron 13 Km de distancia, localizando únicamente 4 individuos,

a una altura de 2,143 y 2,194 msnm, encontrando como especies dominantes bosques de

pino y encino, se colectaron las hojas de árboles de 4 m de altura en estado de floración y

arbustos de 2 m de altura, los cuales se encuentran a pleno sol.

Se recorrió el Cerro Alux iniciando desde la Finca Funcedescri hasta llegar al parque

ecológico, se caminó el sendero, en el cual se colectaron las hojas de árboles en floración y

estado vegetativo, de 6 m de altura, localizados a 2,219 msnm, los cuales reciben la luz

solar directa, observando como especies predominantes los bosques de ciprés.

Se colectaron hojas de árboles de 5 m de altura en San Bartolomé y Magdalena Milpas

Altas, los cuales se encuentran a pleno sol, en estado de floración.

Se recorrió el volcán de Acatenango localizando dos árboles de L. neesiana a una altura de

2,795 msnm, en estado de floración, de 11 m de altura, con exposición directa al sol, el cual

se encuentra en asociación con helechos, musgos, hepáticas foliosas, se observaron como

especies dominantes Oreopanax.

Región Sololá:

Se colectó en San Bartolo en finca privada, hojas de un árbol de L. guatemalensis el cual se

encontraba en floración, presentando una altura de 5 m, con exposición de luz directa.

Región Baja Verapaz:

Se recorrió la finca El Naranjo, Aldea Matanzas en Baja Verapaz colectando material de

dos arbustos encontrados de L. guatemalensis en estado vegetativo, de 3 m de altura,

observando como especies dominantes pino y encinos, en asociación con especies del

género Lippia, Piper, Rubus y Liquidambar, estos no se encuentran expuestos a luz directa.

Localizados a una altura de 1,474 msnm.

Especies comercializadas en la ciudad de Guatemala:

Se visitaron los supermercados más importantes de la ciudad y se detectaron las marcas

comerciales que se distribuyen en dichos lugares, así como se investigó si las droguerías o

laboratorios fitofarmacéuticos distribuían la especie, identificando 4 marcas que se venden

en el país. Se contactó a los proveedores del material vegetal para la adquisición de 1 kg de

materia seca para realizar las pruebas correspondientes.

Se identificaron 3 especies comercializadas como laurel: Laurus nobilis, Litsea

guatemalensis y L. glauscecens.

41

Tabla 1. Información de colecta de Litsea spp.

Región Sacatepéquez

Población 1

Clave Fecha de colecta Lugar de colecta Coordenadas Especie

Identificación Edad

1 07/02/2010 Carretera de San Miguel Dueñas a Parramos

N 14° 33. 769' W 090° 49. 227'

2,194 msnm L. guatemalensis Max Mérida Juvenil

3 07/02/2010 Carretera de San Miguel Dueñas a Parramos

N 14° 33. 867' W 090° 50. 041'

2,194 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

4 26/03/2010 Carretera de San Miguel Dueñas a Parramos

N 14° 32. 802' W 090° 51. 252'

2,143 msnm L. guatemalensis Max Mérida Juvenil

5 26/03/2010 Carretera de San Miguel Dueñas a Parramos

N 14° 33. 080' W 090° 51. 402'

2,143 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

Población 2

6 17/04/2010 Cerro Alux,

Sacatepéquez

N 14° 36. 680' W 090° 38. 363'

2,219 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

7 17/04/2010 Cerro Alux,

Sacatepéquez

N 14° 36. 595' W 090° 38. 311'

2,219 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

17 08/2010 Cerro Alux,

Sacatepéquez

N 14° 36. 680' W 090° 38. 363'

2,219 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

15 08/2010 Finca FUNCEDESCRI,

Cerro Alux, Sacatepéquez

N 14° 36.472' W 090° 38.731'

2, 172 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

16 08/2010 Finca FUNCEDESCRI,

Cerro Alux, Sacatepéquez

N 14° 36. 479' W 090° 38. 788'

2,172 msnm L. guatemalensis Max Mérida

Adulto

18 19/08/10 Finca FUNCEDESCRI 1

Cerro Alux, Sacatepéquez

N 14 °36. 472' WO 90 38. 731'

2,182 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

19

19/08/10 Finca FUNCEDESCRI 2

Cerro Alux, Sacatepéquez

N 14° 36. 479' WO 90 38. 788'

2,172 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

2 02/09 Magdalena Milpas Altas, Sacatepéquez

N 14°32’52” WO 90º40’30” 2,724 msnm

L. guatemalensis Herbario

BIGU Adulto

11 02/09 San Bartolomé Milpas Altas, Sacatepéquez

N14°36´ 55 08 WO 90°42´23.7˝

1,993 msnm L. guatemalensis

Herbario BIGU

Adulto

8 05/2010 Volcán Acatenango N 14° 31. 482' W 090° 52. 672'

2,795 msnm L. neesiana

Herbario AGUAT

Adulto

9 05/2010 Volcán Acatenango N 14° 31. 221' W 090° 52.670'

2,795 msnm

L. neesiana Herbario AGUAT

Adulto

42

Región Sololá

20 24/11/2010 San Bartolo,

Sololá N 14° 45. 866'

W 091° 38. 363' 2,113 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

Región Baja Verapaz

21 18/07/2010 Finca el Naranjo, aldea

Matanzas, San Jerónimo Baja Verapaz

N 15° 06. 780' WO 90° 10. 488'

1,474 msnm

L. guatemalensis Max Mérida Adulto

14 1807/2010 Finca El Naranjo, aldea

Matanzas, San Jerónimo, Baja Verapaz

N 15° 06.780' W 090° 10. 488'

1,474 msnm L. guatemalensis Max Mérida Adulto

Especies comercializadas en la ciudad de Guatemala

22 02/2011 Juanita´s --

L. guatemalensis Max Mérida Adulto

10 06/2010 Quinfica --

L. guatemalensis Max Mérida Adulto

12 07/2010 Superb --

Laurus nobilis Herbario AGUAT

Adulto

13 07/2010 Sasson --

L. glaucescens Max Mérida Adulto

Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09

3.2 Caracterización organoléptica y macroscópica del material vegetal.

Se realizó la caracterización organoléptica describiendo color, olor, textura y

caracteres macroscópicos de la lámina foliar de las especies colectadas en los diferentes

lugares.

En el caso de las hojas el color es un carácter que tiene un valor relativo para la diagnosis

ya que depende del sistema de secado y conservación, para lo cual se utilizó una carta de

color para su evaluación, las muestras presentaron diferentes tonalidades verdes expresadas

de acuerdo al patrón utilizado, el olor es característico de cada especie, y se describe el

aspecto general, forma, superficie de la lámina y tamaño de la hoja. Todas las especies

presentaron hojas coriáceas, lisas, lámina elíptica, glabras en el haz y pubescente en el

envés.

43

Tabla 2. Caracterización organoléptica de los especímenes colectados de Litsea

Región Sacatepéquez

Población 1

Clave Asignada

Lugar de colecta

Color Olor Textura Descripción

3

Carretera de San Miguel Dueñas a Parramos

K4-11, Caza

Olor característico, fuertemente aromática

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

Lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 7.5 cm x 2.79cm. Ápice acuminado y base cuneada. Nervadura central de color verde-amarillo. Glabra en el haz, pubescente en el

envés.

4

Carretera de San Miguel Dueñas a Parramos

L4-09, Eucalipto

Olor característico

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

lámina elíptico-lanceolada con borde ondulado de aprox. 7.94 cm x 2.23cm, y peciolo de 0.83

cm. Ápice acuminado y base cuneada. Con nervadura central de color verde-amarillo. Glabra en el haz, pubescente en el envés.

Región Sacatepéquez

Población 2

Clave Asignada

Lugar de colecta

Color Olor Textura Descripción

7 Cerro Alux J4-13, Gipy

débil, cítrico

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

lámina elíptico-lanceolada con borde ondulado de aprox. 9.1 x 2.6 cm. Ápice acuminado y base

cuneada. Con nervadura central amarillo-naranja. Glabra y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés.

18 Finca

Funcedescri

Alga J4-10

Tenue, cítrico

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 8 x 2. 3 cm. Ápice constreñido acuminado y base

cuneada. Nervadura central naranja tomentosa. El haz es ligeramente pubescente o a veces glabro y

el envés es tomentoso

19 Finca

Funcedescri

Olmo J4-14

intensidad media, cítrico

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 8.1 x 2.1 cm. Ápice acuminado y base cuneada, con

nervadura central naranja. Glabra y lustrosa en el haz, pubescente en el envés

2

Magdalena Milpas Altas,

Sacatepéquez

J4-13, Gipy

Olor característico

tenue

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 6.39 cm x 2.17cm, peciolo de 0.76 cm. Ápice

acuminado y base cuneada. Nervadura central de color naranja-amarillo. Glabra en el haz,

pubescente en el envés.

44

Clave Asignada

Lugar de colecta

Color Olor Textura Descripción

8 Volcán

Acatenango

J4-14, Olmo

muy ténue, cítrico

hoja coriácea, con el haz pubescente

(aunque algunas veces glabras y lustrosas) y

envés tomentoso.

lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 9.9 x 3.4 cm. Ápice acuminado y base cuneada.

Nervadura central naranja tomentosa. El haz es ligeramente pubescente o a veces glabro y el

envés es tomentoso.

Región Sololá

Clave Asignada

Lugar de colecta

Color Olor Textura Descripción

20 Sololá Sushi K4-12

Fuerte, cítrico.

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, y en

el envés.

Lamina lanceolada con ápice acuminado bordes ondulados y nervadura central naranja, tomentosa en el envés. Llámina de aporx. 8.43 cm de largo

por 2.21 cm de ancho.

Región Baja Verapaz

21

Baja Verapaz

Kaki K4-09

Cítrico, agradable.

hoja coriácea, lustrosa.

Lámina elíptica, borde ondulado. Nervadura central amarilla glabra en el haz y envés. Lámina

de aprox. 7.27 x 2.31 cm. Ápice acuminado y base cuneada.

Especies comercializadas en la ciudad de Guatemala

Clave Asignada

Lugar de colecta

Color Olor Textura Descripción

22 Juanitas Alga J4-

10

Muy fuerte

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

Lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 8 x 2. 3 cm. Ápice constreñido acuminado y base cuneada. Nervadura central naranja tomentosa.

El haz es ligeramente pubescente o a veces glabro y el envés es tomentoso

10 Quinfica J4-12,

Camaleón

intensidad media, cítrico

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, pubescente en el

envés

Lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 9.1 x 2.6 cm. Ápice acuminado y base cuneada.

Nervadura central naranja. Glabra y lustrosa en el haz, pubescente en el envés

16 Superb Alga J4-

10

Fuerte, cítrico.

hoja coriácea, lisa y lustrosa en el haz, y en

el envés.

lámina elíptico-lanceolada con borde ondulado de aprox. 8.05 x 3.1 cm. Ápice acuminado y base cuneada. Nervadura central amarillo-naranja.

Glabra.

17 Sasson

J4-12, Camaleo

n

Muy Fuerte, cítrico,

agradable.

hoja coriácea, con el haz pubescente

(aunque algunas veces glabras y lustrosas) y

envés tomentoso.

lámina elíptica con borde ondulado de aprox. 9.1 x

2.3 cm. Ápice constreñido acuminado y base cuneada. Nervadura central naranja glabra.

Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09

45

3.3 Caracterización fisicoquímica del material vegetal.

Se determinó parámetros fisicoquímicos tales como materia extraña,

humedad residual, cenizas totales y cenizas insolubles en ácido, los cuales son

importantes ya que proporcionan una idea acerca de su calidad, autenticidad y nivel

de seguridad (presencia o ausencia de pesticidas, material inorgánico). (Solís, P., et

al., 2003).

La mayoría de los muestras analizadas cumple con los parámetros estándares

de humedad (<10%). Los datos de humedad estuvieron en entre 7 y 13%. Cuando

la humedad sobrepasó el 10%, las muestras fueron sometidas a un proceso de

secado a temperatura menor a 40º C en horno de convección hasta alcanzar un

porcentaje de humedad menor al límite establecido para iniciar la caracterización y

evitar procesos de degradación, hidrólisis, contaminación por hongos.

El contenido de cenizas totales indica el contenido de minerales que contiene

el material en estudio. En la mayoría de farmacopeas establecen límites no mayores

de 5%. En el caso de cenizas insolubles en ácido nos indica el contenido de materia

inorgánica extraña, el límite farmacopeico para drogas vegetales en general es del

2%, después de haber removido cualquier contaminante externo (piedras, tierra,

arena, residuos, etc). Esta determinación es muy importante para detectar

adulteraciones, pues pueden detectarse contaminantes minerales en la materia

prima. Según los resultados obtenidos ninguna sobrepasa los límites establecidos

para cenizas totales y cenizas insolubles en ácido.

La región que presentó mayor contenido de cenizas totales y ácidas fue la

muestra procedente de la región de Sololá.

Tabla 3. Caracterización fisicoquímica de diferentes especies y especímenes de Laurel

Región Sacatepéquez (Población 1)

Clave Lugar de Colecta Especie Materia extraña

Humedad residual

Cenizas Totales

Cenizas insolubles en ácido

3 San Miguel Dueñas L. guatemalensis 38.92% 8.2% 3.6% 1.25%

4 San Miguel Dueñas L. guatemalensis 46.49% 10.47% 4% 0.85%

5 San Miguel Dueñas L. guatemalensis 48.94% 10.58% 4.4% 1.45%

Promedio 44.78% + 5.22 9.82%+1.21 4.0 %+0.4 1.18%+0.3

Región Sacatepéquez (Población 2)

6 Cerro Alux L. guatemalensis 37.14% 8.42%

3.3% 0.46%

18 Funcedescri 1 L. guatemalensis 44.44% 10.26% 4.17% 3.49%

19 Funcedescri 2 L. guatemalensis 46.44% 12.02% 4.74% 3.20%

11 San Bartolomé L. guatemalensis 36.8% 10.7% 4.21% 0.84%

2 Magdalena Milpas

Altas L. guatemalensis 56.2% 8.83% 4.6% 1.28%

Promedio 44.20%+7.96 10.046+1.45 4.2+0.56 1.85+1.39

8 Acatenango L. neesiana 33.2% 7.2% 4.01%

3.27%

46

Región Sololá

20 Sololá L. guatemalensis 46.71% 13.58% 5.23% 3.88%

Región Baja Verapaz

21 Baja Verapaz L. guatemalensis 34.21% 10.08% 3.61% 2.68%

Especies comercializadas en la ciudad de Guatemala

22 Juanita´s L. guatemalensis 0% 9.89% 1.01% 1.50%

16 Superb L. nobilis 0% 10.54% 4.33% 3.30%

17 Sasson L. glaucescens 0% 9.88% 2.76% 2.50%

10 Quinfica L. guatemalensis 0.06% 8.63% 3.79% 0.61%

Promedio 9.73+0.79 2.97+1.46 1.97+1.17 Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09.

3.4 Elaboración de extractos por percolación.

Se realizó una extracción fraccionada por percolación utilizando dos disolventes

diclorometano y etanol (Hosstettmann, K., et al., 2008). Los extractos diclorometánicos

(disolvente de baja polaridad) permite obtener un extracto rico en compuestos lipofílicos, el

extracto etanólico de alta polaridad permite obtener compuestos hidrofílicos, este

procedimiento permite cubrir una amplia gama de compuestos presentes en el extracto. Se

seleccionaron dichos disolventes ya que son de menor toxicidad y pueden ser utilizados en

la industria para la formulación de productos.

Posteriormente se concentró en rotaevaporador hasta sequedad y se utilizó una

desecadora para eliminar humedad, los extractos se almacenaron en frascos ámbar en

refrigeración.

Se realizaron 32 extractos secos, 16 etanólicos y 16 diclorometánicos de acuerdo a

la Tabla 4. La especie que presentó mayor rendimiento en la extracción etanólica fue L.

guatemalensis colectada en San Miguel Dueñas, (clave 4E), (25.70%); mientras que para la

extracción con diclorometano, el mayor rendimiento obtenido corresponde a la especie L.

guatemalensis colectada en Baja Verapaz (clave 21D) (26.1%).

La especie L guatemalensis es la más promisoria en cuanto a porcentajes de

rendimiento de extractos elaborados, pues ha superado los porcentajes determinados para la

especie oficial Laurus nobilis. Los porcentajes obtenidos para la L. neesiana son bastante

similares a los obtenidos para L. nobilis. L. glaucescens también se encuentra bastante

cercana a la especie oficial; superando el porcentaje de rendimiento de la misma en el caso

del extracto diclorometanico. La variabilidad estudiada es equiparable con la especie

europea (L. nobilis) en cuanto a porcentaje de rendimiento y algunos especimenes se

muestran incluso más promisorios.

47

Tabla 4. Rendimientos de extracción

Región Sacatepéquez (Población 1)

Clave Lugar de Colecta Especie Extracto

Etanol al 95% Extracto

Diclorometano (CH2Cl2)

1 San Miguel Dueñas L. guatemalensis 11.61% 7.37%

3 San Miguel Dueñas L. guatemalensis 15.66% 5.99%

4 San Miguel Dueñas L. guatemalensis 25.70% 7.45%

5 San Miguel Dueñas L. guatemalensis 17.00% 6.63%

Región Sacatepéquez Población 2

6 Cerro Alux L. guatemalensis 13.95% 6.85%

18 Funcedescri 1 L. guatemalensis 14.45% 5.24%

19 Funcedescri 2 L. guatemalensis 4.45% 10.50%

11 San Bartolomé L. guatemalensis 15.15% 5.83%

2 Magdalena Milpas

Altas L. guatemalensis 12.50% 6.79%

8 Acatenango L. neesiana 17.46% 4.30%

Región Sololá

20 Sololá L. guatemalensis 11.44% 8.03%

Región Baja Verapaz

21 Baja Verapaz L. guatemalensis 6.73% 26.1%

Especies comercializadas en la ciudad de Guatemala

10 Quinfica L. guatemalensis 10.11% 5.23%

16 Superb L. nobilis 17.03% 5.39%

17 Sasson L. glaucescens 15.11% 13.00%

22 Juanita´s L. guatemalensis 18.68% 6.36% Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

3.5 Tamizaje fitoquímico mediante ensayos macro y semimicro

Se detectaron los metabolitos secundarios de los extractos los cuales mostraron

concordancia con los resultados de los especímenes de laurel analizados con anterioridad.

Los resultados de las pruebas presuntivas en tubos, se describen en la Tabla 6, Tabla 7,

Tabla 8 y Tabla 9. Los metabolitos secundarios investigados fueron: Alcaloides,

flavonoides y antocianinas, cumarinas, cardenólidos y bufadienólidos, esteroides o

triterpenoides, taninos y glicósidos cianogénicos. Las muestras analizadas presentaron

alcaloides, flavonoides, algunas muestras evidenciaron cumarinas, saponinas y esteroides,

no presentaron antraquinonas, no se evidenció la presencia de cardenólidos, taninos ni

glicósidos cianogénicos.

La literatura consultada indica la presencia de alcaloides, flavonoides y

leucoantocianinas en los extractos de hoja de L. guatemalensis. Las pruebas en tubo

48

permiten sospechar la presencia de estos metabolitos en los especímenes estudiados,

incluyendo la L. nobilis (extracto 16). El extracto diclorometánico de L. glaucescens

(extracto 17) no evidenció la presencia de alcaloides; sin embargo si se evidenció su

presencia en el extracto etanólico.

Tabla 6. Detección de Alcaloides, Flavonoides y Antraquinonas por medio de pruebas macro y semimicro

Clave

Asignada Alcaloides Flavonoides y Antocianinas Antraquinonas

Muestra con metabolito presente

Mayer: precipitado (ppt) y coloración blanco crema, Dragendorff: precipitado y rojo naranja,

Wagner: precipitado y coloración marrón.

Tubo 1:Ácido sulfúrico concentrado, Tubo 2: Cloruro Férrico, Tubo 3: Ácido clorhídrico concentrado, Tubo 4: Magnesio

metálico y HCl; Tubo 5: Álcali: cambios de color amarillo a rojo, violeta, azul o precipitados

Cambio de color (rojo, rosado) en fase alcalina

D E D E D E

Extracto 1

Mayer: ppt. Crema; Dragendorff: ppt.

Café/naranja; Wagner: color marrón

Positivo

Mayer: ppt. naranja; Dragendorff: coloración najanja + ppt.; Wagner:

color marrón Positivo

Tubo 1: Cambio a verde + anillo violeta; Tubo 2: sin cambio;

Tubo 3: cambio a azul verdoso + ppt.; Tubo 4: cambio a verde-

azul Positivo

Tubo 1:anillo amarillo; Tubo 2: cambio a verde-marrón; Tubo 3: cambio a naranja; Tubo 4:

cambio a naranja Positivo

amarillo (-) Negativo

blanco (-) Negativo

Extracto 2

Mayer: ppt. naranja; Dragendorff: coloración najanja + ppt.; Wagner:

color marrón Positivo

Mayer: color naranja + ppt.; Dragendorff: coloración

najanja + ppt. café; Wagner: color marrón

Positivo

Tubo 1: Cambio a verde + anillo rojo-violeta; Tubo 2: sin cambio; Tubo 3: cambio azul verdoso; Tubo 4: cambio a verde-azul

Positivo

Tubo 1:cmbio a naranja + anillo amarillo; Tubo 2:

cambio a verde-marrón; Tubo 3: cambio a naranja; Tubo 4:

cambio a naranja Positivo

amarillo (-) Negativo

blanco (-) Negativo

Extracto 3

Mayer: ppt. claro; Dragendorff: ppt. café; Wagner: color marrón

Positivo

Mayer: (-); Dragendorff: ppt. Crema; Wagner: ppt.

Marrón Positivo

Tubo 1: Cambio a verde + anillo violeta; Tubo 2: sin cambio;

Tubo 3: cambio azul verdoso; Tubo 4: cambio a verde-azul

Positivo

Tubo 1: cambio a naranja; Tubo 2: sin cambio ; Tubo 3: cambio a naranja; Tubo 4: sin cambio; Tubo 5: sin cambio

Positivo

amarillo (-) Negativo

Amarillo (-) Negativo

Extracto 4

Mayer: ppt. claro; Dragendorff: ppt.; Wagner:

color marrón Positivo

Mayer: (+); Dragendorff: sin ppt.(-); Wagner: ppt. Marrón

(+) Positivo

Tubo 1: Cambio a verde + anillo violeta; Tubo 2: sin cambio;

Tubo 3: cambio azul verdoso; Tubo 4: cambio a verde-azul

Positivo

Tubo 1: transparente 2 fases; Tubo 2: ppt incoloro; Tubo 3:

incoloro; Tubo 4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ac. Bórico: cambio amarillo.

Positivo

amarillo (-) Negativo

Amarillo (-)

Extracto 5

Mayer: (-); Dragendorff: ppt. Crema; Wagner: ppt.

Marrón Positivo

Tubo 1: cambio a verde; Tubo 2: sin cambio ; Tubo 3: turbidez; Tubo 4: turbidez; Tubo 5: sin

cambio Positivo

Tubo 1: cambio a naranja; Tubo 2: sin cambio ; Tubo 3: cambio a naranja; Tubo 4: sin cambio; Tubo 5: sin cambio

Positivo

amarillo (-) Negativo

Amarillo (-) Negativo

Extracto 6

Mayer: ppt. café; Dragendorff: ppt. crema;

Wagner: ppt. Verde Negativo

Mayer: (-); Dragendorff: ppt. Crema; Wagner: ppt.

Marrón Positivo

Tubo 1: cambio a verde; Tubo 2: sin cambio ; Tubo 3: turbidez; Tubo 4: turbidez; Tubo 5: sin

cambio Positivo

Tubo 1: cambio a naranja; Tubo 2: sin cambio ; Tubo 3: cambio a naranja; Tubo 4: sin cambio; Tubo 5: sin cambio

Positivo

amarillo (-) Negativo

Amarillo (-) Negativo

49

Extracto 8

Tubo 1: sin cambio; Tubo 2: ppt incoloro; Tubo 3: incoloro; Tubo

4: sin cambio; Tubo 5: ppt incoloro; Ácido Bórico: cambio

amarillo. Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: incoloro; Tubo

4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ácido Bórico: cambio

amarillo. Positivo

amarillo (-) Negativo

Amarillo (-) Negativo

Extracto 10

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde (-);

Wagner: ppt. Crema (-) Negativo

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde (-);

Wagner: ppt. Crema (-) Negativo

Tubo 1: cambio a verde; Tubo 2: sin cambio ; Tubo 3: verde turbio; Tubo 4:verde turbio;

Tubo 5: sin cambio Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: incoloro; Tubo

4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ácido Bórico: cambio

amarillo. Positivo

blanco (-) Negativo

Amarillo (-) Negativo

Extracto 11

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde (-);

Wagner: ppt. Marrón(+) Negativo

Mayer: (+); Dragendorff: sin ppt.(-); Wagner: ppt. Marrón

(+) Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: incoloro; Tubo 4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ácido Bórico: cambio amarillo.

Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: incoloro; Tubo 4: Incoloro; Tubo 5: ppt

incoloro; Ácido Bórico: cambio amarillo. Positivo

blanco (-) Negativo

Amarillo (-) Negativo

Extracto 16

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde (-);

Wagner: ppt. Marrón(+) Negativo

Mayer: (+); Dragendorff: sin ppt.(-); Wagner: ppt. Marrón

(+) Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: verde - amarillo; Tubo 4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ac. Bórico: cambio

amarillo. Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: incoloro; Tubo

4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ácido Bórico: cambio

amarillo.

amarillo (-) Negativo

verde (-) Negativo

Extracto 17

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde (-);

Wagner: ppt. Crema (-) Negativo

Mayer: (+); Dragendorff: ppt. Marrón (+); Wagner:

ppt. Marrón (+) Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: verde - amarillo; Tubo 4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ac. Bórico: cambio

amarillo. Positivo

Tubo 1: amarillo pálido; Tubo 2: ppt; Tubo 3: incoloro; Tubo 4: Incoloro; Tubo 5: ppt incoloro; Ac. Bórico: cambio

amarillo. Positivo

incoloro (-) Negativo

Amarillo (-) Negativo

Extracto 18

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde; Wagner: ppt. Marrón (+)

Negativo

Mayer: (+); Dragendorff: ppt. Marrón (+); Wagner:

ppt. Marrón (+) Positivo

naranja (-) Negativo

verde (-) Negativo

Extracto 19

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde

naranja (+); Wagner: ppt. Marrón (+) Positivo

Mayer: (+); Dragendorff: ppt. Marrón (+); Wagner:

ppt. Marrón (+) Positivo

naranja (-) Negativo

verde (-) Negativo

Extracto 20

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde

naranja (+); Wagner: ppt. Marrón (+) Positivo

Mayer: (+); Dragendorff: ppt. Marrón (+); Wagner:

ppt. Marrón (+) Positivo

naranja (-) Negativo

Café (-) Negativo

Extracto 21

Mayer: ppt. Marrón (-); Dragendorff: ppt. Verde

naranja (+); Wagner: ppt. Marrón (+) Positivo

Mayer: (+); Dragendorff: ppt. Marrón (+); Wagner:

ppt. Marrón (+) Positivo

naranja (-) Negativo

Café (-) Negativo

Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09

Clave: Extractos Etanólicos

Extractos Diclorometánicos

50

Según las pruebas macrométricas en tubo incluidas en la tabla No. 7 todas las especies en

estudio podrían contener cumarinas, esteroides y triterpenoides, tanto en la fracción

etanólica como en la diclorometánica.

Tabla 7. Detección de Cumarinas, Cardenólidos y Bufadienólidos, y Esteroides o

Triterpenoides por medio de pruebas macro y semimicro

Clave Asignada

Cumarinas Cardenólidos y bufadienólidos Esteroides o Triterpenoides

Muestra con metabolito presente

Fluorescencia azul o verde en medio alcalino

Reactivo de Kedde: Mancha púrpura Presencia de lactonas insaturadas y

azúcares 2-desoxigenadas

Liebermann Burchard (LB): color verde, azul verdoso, ácido tricloroacético (AT): naranja, rojo, rojo obscuro,

Carr-Price (CP): azul

D E D E D E

Extracto 1

anillo azul fluorescente de

aprox. 1mm Positivo

sin fluorecencia Negativo

Anillo verde Negativo

Anillo marrón Negativo

LB: (+) verde; AT: (-) verde; CP: (-) verde

Negativo

LB: (-) amarillo; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

amarillo turbio Negativo

Extracto 2 sin

fluorescencia Negativo

sin fluorescencia

Negativo

Anillo verde Negativo

Anillo marrón Negativo

LB: (+) verde; AT: (-) verde; CP: (-) verde

Negativo

LB: (-) amarillo; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

amarillo turbio Negativo

Extracto 3

anillo azul fluorescente de

aprox. 1mm Positivo

anillo azul fluorescente

Positivo

Anillo verde Negativo

Negativo LB: (+) verde; AT: (-) verde; CP: (-) verde

Negativo

LB: (+) verde; AT: (+) verde; CP: (-) blanco

Positivo

Extracto 4 sin

fluorescencia Negativo

anillo verde fluorescente

Positivo

. Anillo amarillo Negativo

Negativo LB: (+) verde; AT: (-) verde; CP: (-) verde

Negativo

LB: (+) verde; AT: (+) verde; CP: (-) blanco

Positivo

Extracto 5 anillo verde fluorescente

Positivo

anillo verde fluorescente

Positivo Negativo Negativo

LB: (+) verde; AT: (-) verde; CP: (-) verde

Negativo

LB: (-) amarillo; AT: (-) amarillo CP: (-) amarillo

turbio Negativo

Extracto 6 sin

fluorescencia Negativo

anillo azul fluorescente

Positivo Negativo Negativo

LB: (+) verde; AT: (-) verde; CP: (-) verde

Negativo

LB: (-) amarillo; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

amarillo turbio Negativo

Extracto 8 anillo azul

fluorescente Positivo

anillo verde fluorescente

Positivo Negativo Negativo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

Extracto 10 anillo verde fluorescente

Positivo

anillo verde fluorescente

Positivo Negativo Negativo

LB: (+) verde; AT: (-) verde; CP: (-) verde

Negativo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

51

Extracto 11 anillo azul

fluorescente Positivo

anillo verde fluorescente

Positivo Negativo Negativo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

Extracto 16 anillo verde fluorescente

Positivo

anillo azul fluorescente

Positivo Negativo Negativo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

LB: (+) café; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

Extracto 17 anillo verde fluorescente

Positivo

anillo verde fluorescente

Positivo Negativo Negativo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

LB: (+) verde; AT: (+) naranja a 60°C; CP: (-)

verde Positivo

Extracto 18 anillo azul

fluorescente (+) Positivo

anillo verde fluorescente (+)

Positivo Negativo Negativo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Extracto 19 no fluoresce (-)

Negativo

anillo verde fluorescente (+)

Positivo Negativo Negativo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Extracto 20 anillo azul

fluorescente (+) Positivo

anillo verde fluorescente (+)

Positivo Negativo Negativo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Extracto 21 no fluoresce (-)

Negativo

anillo verde fluorescente (+)

Positivo Negativo Negativo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Lieberman Burchard: verde (+); Acido

Tricloroacético: verde(+); Carr-Price: Balnco(-)

Positivo

Fuente: Datos experimentales

Clave: Extractos Etanólicos

Extractos Diclorometánicos

En la tabla número ocho puede apreciarse que las pruebas macrométricas en tubo no

evidenciaron la presencia de saponinas en ninguna de las especies en estudio; aunque la

literatura consultada reporta la presencia de estos metabolitos en las hojas de L.

guatemalensis (Cáceres, A; 2009). Además se observó que el extracto de L. nobilis

(extracto 16) presentó taninos en ambos extractos; mientras que dicho metabolito solamente

se evidenció en los extractos etanolicos de los especímenes nativos. Ninguno de los

extractos evaluados presentó glicósidos cianogénicos.

52

Tabla 8. Detección de Saponinas, Taninos y Glicósidos cianogénicos mediante pruebas macro y semimicro

Clave Asignada

Saponinas Taninos Glicósidos cianogénicos

Muestra con metabolito presente

3 cm de espuma después de 30 minutos Precipitado con gelatina, gelatina-sal y con cloruro férrico cambio de color (gris-negro, negro-azulado).

Prueba de Guignard, cambio de color en papel de amarillo a rojo o rojo-café.

D E D E D E

Extracto 1 Negativo: 0.0 cm Negativo: 2.0 cm Negativo

gelatina: + ppt.; gelatina-sal: + ppt.; FeCl3: + color

negro-azul Positivo

(-) sin cambio de color

Negativo

(-) manchas cafés Negativo

Extracto 2 Negativo: 0.0 cm Negativo: 2.3 cm Negativo

gelatina: + ppt. Cambio de color con turbidez;

gelatina-sal: + ppt. cambio de color; FeCl3: +

color negro Positivo

(-) cambio a verde Negativo

(-) sin cambio de color

Negativo

Extracto 3 Negativo: 0.0 cm Negativo: 0.3 cm Negativo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

(-) cambio a verde Negativo

(-) sin cambio de color

Negativo

Extracto 4 Negativo: 0.0 cm Negativo: 1.2 cm Negativo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

(-) cambio a verde Negativo

(-) cambio a verde Negativo

Extracto 5 Negativo: 0 cm Negativo: 1.5 cm

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (-) color amarillo Positivo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

(-) sin cambio de color

Negativo

(-) sin cambio de color

Negativo

Extracto 6 Negativo: 0 cm Negativo: 0.2 cm

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (-) color amarillo Positivo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

(-) sin cambio de color

Negativo

(-) sin cambio de color

Negativo

Extracto 8 Negativo: 0.5 cm Negativo: 1.5 cm gelatina: (-); gelatina-sal:

(-); FeCl3: (-) Negativo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

Extracto 10 Negativo: 0 cm Negativo: 0.5 cm gelatina: (-); gelatina-sal:

(-); FeCl3: (-) Negativo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

(-) sin cambio de color

Negativo

53

Extracto 11 Negativo: 0 cm Negativo: 0.4 cm

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (-) color amarillo Positivo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo

Extracto 16 Negativo: 0 cm Negativo: 0 cm

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (-) color amarillo Positivo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

Extracto 17 Negativo: 0 cm Negativo: 0.4 cm gelatina: (-); gelatina-sal:

(-); FeCl3: (-) Negativo

gelatina: (+) ppt.; gelatina-sal: (+) ppt.;

FeCl3: (+) color negro-grisáceo Positivo

Extracto 18 Negativo: 0 cm Negativo: 0.2cm gelatina: (-); gelatina-sal:

(-); FeCl3: (-) Negativo

gelatina: (-); gelatina-sal: (-); FeCl3: (+)

Negativo

Extracto 19 Negativo: 0.4cm Negativo: 0.5cm gelatina: (-); gelatina-sal:

(-); FeCl3: (-) Negativo

gelatina: (-); gelatina-sal: (-); FeCl3: (+)

Negativo

Extracto 20 Negativo: 0.4cm Negativo: 0.2cm gelatina: (-); gelatina-sal:

(-); FeCl3: (-) Negativo

gelatina: (-); gelatina-sal: (-); FeCl3: (+)

Negativo

Extracto 21 Negativo: 0.1cm Negativo: 0cm gelatina: (-); gelatina-sal:

(-); FeCl3: (-) Negativo

gelatina: (-); gelatina-sal: (-); FeCl3: (+)

Negativo

Fuente: Datos experimentales

Clave: Extractos Etanólicos

Extractos Diclorometánicos

Los resultados de la tabla número nueve permiten inferir la presencia de

sesquiterpenlactonas y esteroles insaturados en la mayoría de los extractos evaluados de

Litsea, tanto en la fracción etanólica como diclorometánica.

54

Tabla 9. Detección de Esteroles Insaturados y Sesquiterpenlactonas mediante pruebas macro y semimicro

Clave

Asignada Esteroles Insaturados Sesquiterpenlactonas

Muestra con metabolito presente

Cambio de color inmediatos o graduales (rojos, rosado, violeta)

Nitroprusiato de sodio(color rojo obscuro). Baljet (rojo claro y obscuro)

D E D E

Extracto 1

LB: neg. Cambio a verde oscuro; Salkowski:

neg.sin anillo Negativo

LB: neg. Cambio a verde; Salkowski: pos. Anillo

rojo-violeta Positivo

Legal: anillo naranja; Baljet: anillo rojo

Positivo

Legal:cambio a naranja y ppt. rojo ladrillo; Baljet:

anillo rojo oscuro Positivo

Extracto 2

LB: neg. Cambio a verde oscuro; Salkowski: neg.

Sin anillo Negativo

LB: neg. Cambio a verde; Salkowski: neg. Anillo

café Negativo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo

rojo Positivo

Legal:cambio a naranja y ppt. rojo ladrillo; Baljet:

anillo rojo y amarillo Positivo

Extracto 3 LB: neg. Cambio a verde; Salkowski: neg. Sin anillo

Negativo

LB: incoloro(-); Salkowoski: amarillo (-)

Negativo

Legal: anillo amarillo; Baljet: anillo rojo

Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo

Positivo

Extracto 4 LB: neg. Cambio a verde; Salkowski: neg. Sin anillo

Negativo

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: amarillo (-)

Negativo

Legal: anillo naranja; Baljet: anillo rojo

Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

Extracto 5

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio de

color (+) Positivo

LB: (+) anillo rojo; Salkowoski: amarillo (-)

Positivo

Legal: anillo naranja oscuro; Baljet: anillo

naranja oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

Extracto 6

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio de

color (+) Positivo

LB: (+) anillo rojo; Salkowoski: amarillo (-)

Positivo

Legal: anillo café-naranja; Baljet: anillo

naranja-oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

Extracto 8

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio de

color (+) Positivo

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio color

(+) Positivo

Legal: anillo café-naranja; Baljet: anillo

naranja-oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo naranja oscuro

Positivo

Extracto 10

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio de

color (+) Positivo

LB: (+) anillo rojo; Salkowoski: amarillo (-)

Positivo

Legal: anillo café-naranja; Baljet: anillo

naranja-oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-café; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

Extracto 11

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio de

color (+) Positivo

LB: (+) anillo rojo; Salkowoski: amarillo (-)

Positivo

Legal: anillo café-naranja; Baljet: anillo

naranja-oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

55

Extracto 16

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio de

color (+) Positivo

LB: (+) anillo rojo; Salkowoski: amarillo (-)

Positivo

Legal: anillo café-oscuro; Baljet: naranja-

oscuro Positivo

Legal: anillo café-naranja; Baljet: anillo naranja-oscuro

Positivo

Extracto 17

LB: (-) anillo verde; Salkowoski: cambio de

color (+) Positivo

LB: (+) anillo rojo; Salkowoski: amarillo (-)

Positivo

Legal: anillo café tenue; Baljet: anillo naranja

oscuro Positivo

Legal: naranja rojizo; Baljet: anillo naranja-oscuro

Positivo

Extracto 18 LB: verde(+);

Salkowoski: verde(+) Positivo

LB: verde/amarillo(+); Salkowski: amarillo (-)

Positivo

Legal: anillo café-naranja; Baljet: anillo

naranja-oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo naranja oscuro

Positivo

Extracto 19 LB: verde(+);

Salkowoski: verde(+) Positivo

LB: verde fuerte(+); Salkowoski: verde(-)

Positivo

Legal: anillo café; Baljet: anillo naranja

oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

Extracto 20 LB: verde(+);

Salkowoski: verde(+) Positivo

LB: incoloro(-); Salkowoski: incoloro (-)

Negativo

Legal: anillo naranja oscuro; Baljet: anillo

naranja oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

Extracto 21 LB: verde(+);

Salkowoski: naranja(-) Positivo

LB: amarillo/naranja(-); Salkowoski:

amarillo/naranja(-) Negativo

Legal: anillo naranja oscuro; Baljet: anillo

naranja oscuro Positivo

Legal: anillo rojo-naranja; Baljet: anillo rojo-naranja

Positivo

Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

Clave: Extractos Etanólicos

Extractos Diclorometánicos

3.6 Tamizaje fitoquímico mediante cromatografía en capa fina

Se detectaron por Cromatografía en Capa Fina los metabolitos secundarios de los extractos

etanólicos y diclorometánicos. En la tabla 10 se muestra un consolidado de los resultados

obtenidos de todos los especímenes analizados para los metabolitos secundarios siguientes:

alcaloides, flavonoides y antocianinas, antraquinonas y cumarinas. En la tabla 11 se

muestran los resultados para la identificación de cardenólidos y bufadienólidos, saponinas y

aceites volátiles y posteriormente se presentan los resultados para la identificación y

detección de sequiterpenlactonas.

Según los resultados de la tabla diez, todas las especies en estudio, muestran la presencia de

alcaloides y cumarinas, tanto en la fracción etanólica como diclorometánica; pues se

observaron bandas del mismo color presentado por los estándares de referencia y algunas

otras del color característico de estos metabolitos con el revelador utilizado. Se confirma el

resultado obtenido para pruebas en tubo.

56

La mayoría de los extractos etanólicos de las especies en estudio evidenciaron la presencia

de flavonoides y antocianinas, el extracto diclorometánico de L. nobilis es el único que

presenta una banda naranja que coincide con el estándar de Rutina. Se confirma el resultado

obtenido en las pruebas macrométricas en tubo.

Los extractos diclorometanicos y etanólicos de la mayoría de especies en estudio, no

evidenciaron la presencia de antraquinonas.

Todos los extractos presentan de 1 a 3 bandas características a los alcaloides, de 1 a 5

bandas para flavonoides con fluorescencia intensa, y se observaron de 1-2 bandas para

cumarinas. Las bandas presentes en antraquinonas no son características por lo que no se

puede afirmar la presencia de dichos metabolitos en ninguno de los extractos.

Tabla 10. Detección de alcaloides, flavonoides, antraquinonas y cumarinas por Cromatografía

de Capa Fina (CCF)

Muestra Alcaloides Flavonoides y Antocianinas Antraquinonas Cumarinas

Ideal

Estándar: Atropina, 0.45, Verde Papaverina, 0.72 Verde.

Revelador: Dragendorff, zonas café-naranjas

Estándar:Quercetina 0.95 naranja, Apigenina 0.95 verde, ácido clorogénico 0.71 verde, Rutina 0.68

naranja, Kaempferol 0.93 verde, ácido caféico 0.95 verde.

Revelador: NP/PEG fluorescencia

Estándar: Aloína, Sen. Revelador: zonas rojas, fluorescencia roja, zonas amarillas y fluorescencia

con KOH/ETOH

Estándar: escopoletina 0.90 azul, cumarina 0.39 rojo.

Revelador: KOH/ETOH 5-10% fluorescencia azul o verde

E D E D E D E D

Extracto 1 1 banda: 0.93,

verde.

1 banda: 0.55, naranja; mancha

verde hasta el frente de solvente

4 bandas: 0.4, café difusa; 0.63, café-naranja; 0.8,

verde; 0.95 verde.

2 bandas: 078, verde; 0.95, azul.

4 bandas: 0.56, café difusa; 0.71, café; 0.83, verde.

1 banda: 0.80, verde.

2 bandas: 0.41 fluorescencia,

0.85 verde.

2 bandas; 0.44 fluorescencia,

0.80 verde.

Extracto 2 1 banda: 0.93,

verde.

2 bandas: 0.61, naranja; 0.69,

naranja;

4 bandas: 0.4, café difusa; 0.63, café-naranga; 0.8,

verde; 0.95 verde.

2 bandas: 0.81, verde; 0.95, azul.

3 bandas: 0.56, café difusa; 0.83,

verde.

1 banda: 0.80, verde.

1 banda: 0.84 verde.

2 bandas; 0.44 fluorescencia,

0.75 verde.

Extracto 3 1 banda: 0.93,

verde.

3 bandas: 0.61, naranja; 0.69,

naranja; 1, verde.

4 bandas: 0.4, café difusa; 0.63, café-naranja; 0.8,

verde; 0.95 verde.

2 bandas: 0.81, verde; 0.95, azul.

2 bandas: 0.69, café; 0.83, verde.

1 banda: 0.83, verde.

2 bandas: 0.41 fluorescencia,

0.81 verde.

2 bandas; 0.45 fluorescencia,

0.80 verde.

Extracto 4 2 bandas: 0.55, naranja; 0.84,

verde.

3 bandas: 0.61, naranja; 0.69,

naranja; 1, verde.

3 bandas; 0.66 azul, 0.83 naranja, 0.89 rojo.

2 bandas: 0.81, verde; 0.95, azul.

6 bandas: 0.29, 0.35, 0.41 verdes,

0.59 Ama/Nar, 0.66 Ama/Nar,

0.88 verde

1 banda: 0.83, verde.

1 banda: 0.05 azul

2 bandas; 0.45 fluorescencia,

0.80 verde.

Extracto 5 1 banda: 0.93,

verde.

3 bandas: 0.61, naranja; 0.69,

naranja; 1, verde.

4 bandas: 0.4, café difusa; 0.63, café-naranja; 0.8,

verde; 0.95 verde.

2 bandas: 0.81, verde; 0.95, azul.

2 bandas: 0.69, café; 0.83, verde.

1 banda: 0.83, verde.

2 bandas: 0.41 fluorescencia,

0.81 verde.

2 bandas; 0.45 fluorescencia,

0.79 verde.

Extracto 6 1 banda: 0.93,

verde.

3 bandas: 0.61, naranja; 0.69,

naranja; 1, verde.

4 bandas: 0.4, café difusa; 0.63, café-naranja; 0.8,

verde; 0.95 verde.

2 bandas: 0.81, verde; 0.95, azul.

3 bandas: 0.63, café; 0.83, verde.

1 banda: 0.80, verde.

1 banda: 0.81 verde.

1 banda; 0.86 verde.

57

Extracto 8

3 bandas: 0.55, naranja; 0.72, naranja; 0.98,

verde.

2 bandas: 0.55, naranja; 0.98,

verde.

4 bandas: 0.65, azul; 0.68 verde; 0.85 naranja; 0.95

verde.

1 banda: 0.93 azul y rojo.

6 bandas: 0.26, 0.32, 0.39 verdes,

0.5 Ama/Nar, 0.66 Ama/Nar,

0.83 verde

2 bandas: 0.84 violeta, 0.91 rojo

2 bandas: 0.05 azul, 0.10 azul

2 bandas: 0.05 azul, 0.13 verde

Extracto 10 2 bandas: 0.72 naranja, 0.98

verde.

3 bandas: 0.61, naranja; 0.69,

naranja; 1, verde.

4 bandas: 0.4, café difusa; 0.63, café-naranja; 0.8,

verde; 0.95 verde.

2 bandas: 0.81, verde; 0.95, azul.

6 bandas: 0.24, 0.29, 0.36 verdes,

0.5 Ama/Nar, 0.66 Ama/Nar,

0.83 verde

1 banda: 0.80, verde.

2 bandas: 0.05 azul, 0.10 azul

1 banda; 0.82 verde.

Extracto 11 1 banda: 0.98

vrede.

3 bandas: 0.55, naranja; 0.64, naranja; 0.97,

verde.

4 bandas: 0.4, café difusa; 0.63, café-naranja; 0.8,

verde; 0.95 verde.

1 banda: 0.93 azul y rojo.

6 bandas: 0.24, 0.29, 0.36 verdes,

0.5 Ama/Nar, 0.66 Ama/Nar,

0.83 verde

1 banda: 0.86 rojo/violeta

1 banda: 0.05 azul

1 banda: 0.05 azul

Extracto 16

3 bandas: 0.55, naranja; 0.59, naranja; 0.87,

verde.

1 banda: 0.78 rojo 2 bandas 0.66

naranja; 0.93 rojo.

4 bandas: 0.48 Ama/Nar, 0.58 Ama/Nar, 7.8

violeta, 0.83 rojo

2 bandas: 0.75 rojo, 0.82 rojo

2 bandas: 0.06 azul, 0.11 azul

1 banda: 0.06 azul

Extracto 17

3 bandas: 0.55, naranja; 0.90, verde; 0.97,

verde.

3 bandas: 0.55, naranja; 0.64, naranja; 0.97,

verde.

5 bandas: 0.65, azul; 0.66 naranja; 0.68 verde; 0.85

naranja; 0.95 verde.

1 banda: 0.93 azul y rojo.

4 bandas: 0.35 verde, 0.47

Ama/Nar, 0.62 Ama/Nar, 0.83

rojo

2 bandas: 0.48 amarillo, 0.82

rojo.

2 bandas: 0.06 azul, 0.11 azul

2 bandas: 0.07 azul, 0.16 verde

Extracto 18 1 banda 0.95

rojo/café

4 bandas: 0.52 rojo, 0.68

amarillo, 0.8 amarillo, 0.95 rojo

café

4 bandas: 0.18 azul, 0.55 naranja, 0.65 rojo,

0.81azul.

2 bandas: 0.23 verde, 0.81verde.

6 bandas: 0.24, 0.29, 0.36 verdes,

0.5 Ama/Nar, 0.66 Ama/Nar,

0.83 verde

2 bandas 0.38 violeta, 0.88

verde.

2 bandas: 0.06 azul, 0.11 azul

1 banda: 0.04 azul

Extracto 19 1 banda 0.95

rojo/café

4 bandas: 0.52 rojo, 0.68

amarillo, 0.8 amarillo, 0.95 rojo

café

4 bandas: 0.18 azul, 0.55 naranja, 0.65 rojo,

0.81azul. 1 banda: 0.70 naranja

4 bandas: 3.1 verde, 0.4

Ama/Nar, 0.63 Ama/Nar, 0.75

rojo

1 banda: 0.84 verde.

2 bandas: 0.06 azul, 0.39 verde

2 bandas: 0.11 azul, 0.36 verde

Extracto 20 2 bandas: 0.72 naranja, 0.98

verde.

4 bandas: 0.52 rojo, 0.68

amarillo, 0.8 amarillo, 0.95 rojo

café

4 bandas: 0.29 violeta, 0.61 naranja, 0.73 verde, 0.90

naranja

2 bandas: 0.29 violeta, 0.89 café/violeta

3 bandas: 0.49 azul, 0.58 verde,

0.87 rojo.

1 banda: 0.87 rojo/amarillo

2 bandas: 0.09 azul, 0.20 azul

2 bandas: 0.12 azul, 0.20 azul.

Extracto 21 1 banda 0.95

rojo/café

4 bandas: 0.52 rojo, 0.68

amarillo, 0.8 amarillo, 0.95 rojo

café

4 bandas: 0.29 violeta, 0.71 naranja, 0.79 verde, 0.90

naranja

1 banda: 0.89 café/violeta

3 bandas: 0.49 azul, 0.58 verde,

0.87 rojo.

1 banda: 0.87 rojo/amarillo

1 banda: 0.07 azul.

1 banda: 0.10 azul.

Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

Clave: Extractos Etanólicos

Extractos Diclorometánicos

Los resultados de la tabla número 11, permiten establecer la presencia de cardenólidos y

bufadienólidos en los extractos etanólicos de las especies en estudio ensayados a la fecha;

esto coincide con lo descrito en la literatura para la especie de L. guatemalensis (Cáceres;

2009). Se observaron de 1 a 3 bandas en los extractos etanólicos evaluados.

En cuanto al contenido de saponinas se evidencia claramente su presencia y abundancia en

los extractos etanólicos y diclorometánicos de L. guatemalensis, L. nobilis y L. neesiana;

mientras que en el caso de L. glaucescens su presencia es menos evidente y abundante.

Estos metabolitos forman parte de la composición reportada en la literatura para L.

guatemalensis y su presencia no se evidenció en las pruebas macrométricas en tubo. Se

58

presentaron de 1 a 7 bandas características. También puede observarse la presencia de

aceites en esenciales en los extractos diclorometánicos y etanólicos estudiados a la fecha, se

observan bandas azules, verdes, rojas y cafés en visible, presentando de 1 a 4 bandas

características.

Tabla 11. Detección de cardenólidos, saponinas y aceites volátiles por CCF

Muestra Cardenólidos y bufadienólidos

Saponinas Aceites volátiles

Ideal

STD: Digoxina, lanatósido, oleandrina, K-

strophantina. REV: Kedde, zona rosa o azul

violeta.

STD: Saponinas. REV: Liebermann-Burchard azules, verdes, rojas, violetas. Komarowsky azules, amarillas, rojas.

STD: nerol 0.43 y 0.65 amarillo , timol, anisaldehído, anetol, 1,8-cineol 0.22 rojo. REV: anisaldehído-ácido

sulfúrico, vainillina-ácido sulfúrico.

E

E D E D

Extracto 1 3 bandas: 0.28 violeta,

0.80 azul, 0.89 rojo.

4 bandas; 0.33 azul, 0.38 violeta, 0.61 azul, 0.64

verde.

5 bandas; 0.13 amarillo, 0.20 amarillo, 0.42 violeta, 0.72

violeta, 0.78 verde. 1 banda: 0.10 verde

3 bandas: 0.3 verde, 0.42 café/rojizo, 0.85 rojo.

Extracto 2 3 bandas: 0.18 violeta,

0.74 azul, 0.89 rojo.

4 bandas; 0.33 azul, 0.38 violeta, 0.61 azul, 0.64

verde.

5 bandas; 0.13 amarillo, 0.20 amarillo, 0.42 violeta, 0.72

violeta, 0.78 verde.

2 bandas: 0.07 verde, 0.51 rojo.

3 bandas: 0.3 verde, 0.42 café/rojizo, 0.9 rojo.

Extracto 3 3 bandas: 0.18 violeta,

0.74 azul, 0.89 rojo.

4 bandas; 0.33 azul, 0.38 violeta, 0.56 azul, 0.58

verde.

3 bandas; 0.16 amarillo, 0.43 amarillo, 0.68 verde.

1 banda: 0.11 verde 3 bandas: 0.3 verde, 0.42

café/rojizo, 0.9 rojo.

Extracto 4 2 bandas: 0.74 azul, 0.89

rojo

4 bandas; 0.33 azul, 0.38 violeta, 0.61 azul, 0.64

verde.

5 bandas; 0.13 amarillo, 0.20 amarillo, 0.42 violeta, 0.72

violeta, 0.78 verde.

3 bandas: 0.23 rojo, 0.32 amarillo, 0.38

azul.

3 bandas: 0.3 verde, 0.42 café/rojizo, 0.9 rojo.

Extracto 5 3 bandas: 0.18 violeta,

0.74 azul, 0.89 rojo. 3 bandas; 0.38 violeta, 0.56 azul, 0.58 verde.

4 bandas; 0.13 amarillo, 0.20 amarillo, 0.42 violeta, 0.78

verde. 1 banda: 016 verde

3 bandas: 0.3 verde, 0.42 café/rojizo, 0.91 rojo.

Extracto 6 3 bandas: 0.23 violeta,

0.74 azul, 0.89 rojo

1 banda larga verde. 4 bandas; 0.13 amarillo, 0.20

amarillo, 0.42 violeta, 0.78 verde.

4 bandas: 0.18 verde, 0.25 azul, 0.4

rojo, 054 rojo.

3 bandas: 0.3 verde, 0.42 café/rojizo, 0.91 rojo.

Extracto 8 3 bandas: 0.18 violeta,

0.74 azul, 0.89 rojo.

4 bandas; 0.33 azul, 0.38 violeta, 0.56 azul, 0.58

verde.

3 bandas; 0.22 amarillo, 0.51 violeta, 0.78 verde.

4 bandas: 0.07 verde, 0.18 verde,

0.25 azul, 0.95 rojo.

2 bandas: 0.07 verde 0.53 rojo/café

Extracto 10 3 bandas: 0.18 violeta,

0.74 azul, 0.89 rojo.

3 bandas; 0.38 violeta, 0.56 azul, 0.58 verde.

3 bandas: 0.55 amarillo, 0.62 violeta, 0.86 verde.

2 bandas: 0.22 verde, 0.3 azul.

4 bandas: 026 narajja/rojo, 0.3 azul, 0.4 verde, 0.46 verde.

Extracto 11 3 bandas: 0.18 violeta,

0.75 azul, 0.89 rojo.

4 bandas; 0.33 azul, 0.38 violeta, 0.61 azul, 0.64

verde. 1 banda: 0.85 verde 1 banda: 0.3 verde.

4 bandas: 0.24 naranja/rojo, 0.3 azul, 0.4 verde, 0.46 verde

oscuro.

Extracto 16 1 banda: 0.2 violeta

(difusa)

2 bandas: 0.77 violeta, 0.93 violeta

2 bandas: 0.32 amarillo, 0.85 verde

4 bandas: 0.26 naranja/rojo,

0.33 azul, 0.4 verde, 0.4 verde oscuro.

Extracto 17 2 bandas: 0.23 violeta,

0.92 rojo

1 banda: 0.37 azul. 1 banda: 0.85 verde 4 bandas: 0.26 naranja/rojo, 0.3

azul, 0.38 verde, 0.4 verde oscuro.

Extracto 18 2 bandas: 0.23 violeta,

0.92 rojo

5 bandas: 0.24 naranja, 0.3 verde, 0.2 azul, 0.55

violeta, 0.7 verde

5 bandas: 0.1 verde, 0.2 violeta, 0.21 verde, 0.5 verde,

0.6 verde

Extracto 19 2 bandas: 0.23 violeta,

0.92 rojo

7 bandas: 0.1 y 0.13 violeta, 0.24 naranja, 0.3

verde, 0.2 azul, 0.55 violeta, 0.7 verde

7 bandas: 0.1 y 0.13 violeta, 0.1 verde, 0.2 violeta, 0.21 verde, 0.5 verde, 0.6 verde

Extracto 20 2 bandas: 0.27 azul, 0.41

azul. 2 bandas: 0.31 azul, 0.53 azul.

3 bandas: 0.23 rojo, 0.32 amarillo, 0.38

azul.

3 bandas: 0.23 rojo, 0.32 amarillo, 0.38 azul.

Extracto 21 2 bandas: 0.28 azul, 0.91

azul. 1 banda: 0.33 azul.

3 bandas: 0.23 rojo, 0.32 amarillo, 0.38

azul.

3 bandas: 0.23 rojo, 0.32 amarillo, 0.38 azul.

Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09

59

Clave: Extractos Etanólicos

Extractos Diclorometánicos

Los resultados de la tabla doce permiten establecer que los extractos etanólicos de todas las

especies en estudio presentan actividad antioxidante significativa al igual que los extractos

diclorometánicos de L. nobilis, L.glaucescens y L. guatemalensis analizados. Se confirma la

presencia de sesquiterpenlactonas observándose de 1 a 6 bandas en los extractos.

Tabla 12. Detección de sesquiterpenlactonas, principios amargos y determinación de la

actividad antioxidante por CCF

Muestra Sesquiterpenlactonas Actividad

Antioxidante/DPPH Principios amargos

Ideal Estándar: artemisina 0.89 amarillo.

Revelador: H2SO4 concentrado

Estándar: TBHQ. Revelador: DPPH,

decoloración de banda

Vainillina-ácido sulfúrico: zonas rojas-violetas, cafés-rojas, azul verde

E D E D E D

Extracto 1 1 banda: 0.88 verde. 6 bandas: 0.21 y 0.5 marron,

0.60 y 0.68 amarillo, 0.84 morado, 0.88 verde.

+++ 2 bandas:

0.3(café); 0.35(verde) 2 bandas

0.29(café); 0.35(verde)

Extracto 2 2 bandas: 0.88 verde, 0.74

morado/marron

6 bandas: 0.21 y 0.5 marron, 0.60 y 0.68 amarillo, 0.84

morado, 0.88 verde. +++ 0.25(café); 0.32(verde)

0.33(verde); 0.37(verde); 0.45(verde); 0.62(café)

Extracto 3 2 bandas: 0.88 verde, 0.74

morado/marron

6 bandas: 0.21 y 0.5 marron, 0.60 y 0.68 amarillo, 0.84

morado, 0.88 verde. +++ 0.27(café); 0.33(verde) 0.35(verde)

Extracto 4 2 bandas: 0.88 verde, 0.74

morado/marron

6 bandas: 0.21 y 0.5 marron, 0.60 y 0.68 amarillo, 0.84

morado, 0.88 verde. +++ 0.27(café); 0.33(verde)

0.38(verde); 0.51(café); 0.63(café); 0.78(café)

Extracto 5 3 bandas: 0.43 naranja, 0.74 morado/marron, 0.88 verde

6 bandas: 0.21 y 0.5 marrón, 0.60 y 0.68 amarillo, 0.84

morado, 0.88 verde. +++ 0.21(café)

0.36(verde); 0.47(café); 0.63(café); 0.7(café);

0.78(café)

Extracto 6 3 bandas: 0.43 naranja, 0.74 morado/marron, 0.88 verde

6 bandas: 0.21 y 0.5 marron, 0.60 y 0.68 amarillo, 0.84

morado, 0.88 verde. +++ 0.15(café); 0.25(verde)

0.36(verde); 0.46(café); 0.67(café); 0.77(café)

Extracto 8 2 bandas: 0.76

morado/marron, 0.88 verde 3 bandas: 0.5 marron, 0.6

amarillo, 0.88 verde +++ 0.25(verde) 0.3(verde)

Extracto 10 2 bandas: 0.76

morado/marron, 0.88 verde 3 bandas: 0.60 café, 0.68

amarillo, 0.87 morado +++ +++ 0.11(verde); 0.25(verde)

0.1(verde); 0.14(verde); 0.18(verde);

0.36(verde);0.98(café)

Extracto 11 2 bandas: 0.76

morado/marron, 0.88 verde

5 bandas: 0.21 marron, 0.53 café, 0.68 amarillo, 0.87

morado. +++ +++ 0.19(café); 0.25(verde)

Extracto 16 2 bandas: 0.76

morado/marron, 0.88 verde 3 bandas: 0.53 café, 0.68

amarillo, 0.87 morado +++ +++

0.12(verde); 0.17(verde); 0.27(verde)

0.08(verde); 0.16(verde); 0.31(verde)

Extracto 17 3 bandas: 0.43 naranja, 0.74 morado/marron, 0.88 verde

3 bandas: 0.53 café, 0.68 amarillo, 0.87 morado

+++ +++ 0.12(verde); 0.17(verde); 0.22(café); 0.29(verde)

0.1(verde); 0.21(café);0.31(café);0.57(ca

fé); 0.73(café)

Extracto 18 3 bandas: 0.43 naranja, 0.74 morado/marron, 0.88 verde

1 banda: 0.70 verde. +++ +++ 0.18(verde); 0.23(café); 0.30(café); 0.35(café)

0.69(café)

Extracto 19 2 bandas: 0.76

morado/marron, 0.88 verde

4 bandas: 0.25 marron, 0.63 verde, 0.70 amarillo, 0.88

verde +++ +++ 0.24(café)

0.36(verde); 0.46(verde); 0.57(verde)

Extracto 20 1 banda: 0.88 verde. 4 bandas: 0.25 marron, 0.63

verde, 0.70 amarillo, 0.88 verde

+++ 0.25(café); 0.32(verde) 0.29(verde); 0.37(verde); 0.51(verde);0.64(café);

0.77(café)

Extracto 21 2 bandas: 0.76

morado/marron, 0.88 verde

4 bandas: 0.25 marron, 0.63 verde, 0.70 amarillo, 0.88

verde +++ +++ 0.27(café); 0.33(verde)

0.33(café); 0.4(verde);0.44(café);0.54(ve

rde);0.64(café);0.84(café)

Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

60

Clave:

+++ Alta actividad antioxidante

Extractos Etanólicos

Extractos Diclorometánicos

3.7 Extracción de aceites esenciales e identificación de su composición química por

cromatografía de gases

De acuerdo a los resultados obtenidos se observó que las muestras colectadas de L.

guatemalensis en la región de Cerro Alux, San Lucas Sacatepéquez presentaron un

rendimiento promedio de aceite esencial de 0.5 %, como componentes mayoritarios se

identificaron el 1,8-cineol (1.15-54.34%), limoneno (4.7-35.24%), tetrahidrolinalool

(10.29-24.83%) y en la región de Milpas Altas se presentó un rendimiento promedio de

aceite esencial de 0.63%, como compuestos mayoritarios se identificaron el 1,8-cineol

(58.83%), tetrahidrolinalool (9%) y -terpineol (8.55%). En la región de Magadalena

Milpas Altas se presentó el aceite con mayor número de compuestos (43) (Tabla 13).

En la población de L. guatemalensis colectada en San Miguel Dueñas se determinó un

rendimiento promedio de aceite esencial de hojas de 0.75% para árboles adultos, los cuales

presentaron como componentes mayoritarios 1,8-cineol (59.39%), tetrahidrolinalool

(6.66%) y p-metoxicinamaldehído (5.22%), se presentaron de 42 a 63 compuestos en las

muestras analizadas. En árboles juveniles se presentó un rendimiento promedio de aceite

esencial de 0.66%, presentando como componentes mayoritarios p-metoxicinamaldehído

(37%), mirtenol (20.6%) y tetrahidrolinalool (14%), se detectaron de 28-41 compuestos

presentes en las muestras analizadas. Como se encontraban en floración los árboles adultos,

se determinó el rendimiento de aceite en flores presentando un rendimiento de 0.7% y los

compuestos mayoritarios fueron 1,8-cineol (34.7%), carvona (9.9%), davanona B (12 %),

detectándose 41 compuestos (Tabla 14).

En las muestras que se comercializan en la ciudad de Guatemala por los diferentes

supermercados y laboratorios se detectaron 3 especies L. guatemalensis, L. glaucescens y L.

nobilis.

Las muestras de L. guatemalensis encontradas se determinó un promedio del rendimiento

de aceite esencial de 0.8%, los componentes mayoritarios fueron 1,8-cineol (0.5-45%),

limoneno (7-16%), tetrahidrolinalool (5-11%), α-terpineol el cual se presentó en una

muestra (33%), mirtenol (5-9%) y p-metoxicinamaldehído (9%), se detectaron de 12 a 34

compuestos presentes en las muestras.

En la muestra de hojas de L. glaucescens se presentó un rendimiento del 0.90%,

presentando un total de 42 compuestos, como mayoritarios se identificó el 1,8-cineol

(68%), - terpineol (7%), tetrahidrolinalool (5%).

En la muestra de Laurus nobilis se determinó un rendimiento de aceite esencial de 1.5%,

detectándose un total de 20 compuestos siendo los mayoritarios 1,8-cineol (62%), acetato

de -terpinilo y tetrahidrolinalool (2%) (Tabla 15).

En la muestra de L. guatemalensis colectada en Sololá se presentó un rendimiento del

0.6%, detectándose 18 compuestos siendo los compuestos mayoritarios el limoneno (37%),

tetrahidrolinalool (27%) y carvona (13%), presentó muy baja cantidad de 1,8-cineol

61

(1.15%), lo cual difiere del patrón presentado en las muestras de Sacatepéquez y las

comercializadas en la ciudad de Guatemala.

En la muestra colectada de L. guatemalensis de Baja Verapaz se determinó un rendimiento

de aceite esencial de 0.83%, detectándose un total de 20 compuestos, siendo los

mayoritarios el tetrahidrolinalool (57%), p-metoxicinamaldehído (10%) y

tetrahidrocitroceleno (5%). Presentó un 2% de 1,8-cineol.

62

Tabla 13. Determinación de la composición química del aceite esencial de L. guatemalensis (hojas) de Sacatepéquez

1S 2S 3S 4S 5S 6S

Media (6 individuos) DS 1MA 2MA

Media (2 individuos) DS

Procedencia

Cerro Alux 1,

San Lucas

Cerro Alux 2, San Lucas

Cerro Alux 3, San Lucas

Cerro Alux época seca

Funcedescri 1, San Lucas

Funcedescri 2, San Lucas Cerro Alux

San Bartolomé Milpas Altas

Magdalena Milpas Altas Milpas Altas

Rendimiento de aceite esencial (%) 0.38% 0.25% 0. 85% 0. 70% 0. 50% 0.536 0.241 0.60% 0.66% 0.63 0.04

TR IK Compuesto Área Área Área Área Área Área Área (%) Área Área Area (%)

6.2 930 α-tujeno

0.21788 0.10268 0.103

6.5 937 Tetrahidro-citroneleno 2.4023 2.31065 2.41341 5.36482 3.25848 4.03617 3.298 1.21 2.11004 3.87905 2.995 1.25

6.9 950 β-citroneleno 2.21622 2.1343 2.43564 3.22384 3.42482 2.687 0.60 0.72246 0.722

7.8 976 β-pineno

0.65885 0.99384 2.38868 1.98019 1.37788 1.480 0.71 1.24036 1.240

8.1 991 Mirceno*

0.65459 0.414 0.76142 0.86329 1.01043 0.741 0.22 0.36371 0.364

9.1 1017 α-terpineno

0.57647 1.67596 1.126 0.78 0.76404 0.764

9.3 1025 P-cimeno

0.97376 0.974 1.04074 1.041

9.5 1029 Limoneno* 19.39682 17.86736 4.76499 10.31602 5.9363 35.24383 15.588 11.35 9.18211 9.182

9.6 1031 1,8-cineol* 2.22831 1.15949 1.33542 19.21112 54.34025 1.66015 13.322 21.30 59.49979 58.1593 58.830 0.95

10.7 1060 γ-terpineno *

1.41916 3.30832 2.364 1.34 2.38751 4.165 3.276 1.26

11.2 1074 Dihidromircenol

0.54608 1.20305 0.53696 0.762 0.38 0.12963 0.130

11.9 1089 Terpinoleno

0.51196 1.0102 0.91794 1.07428 1.24202 0.951 0.27 0.72752 0.728

11.9 1091 Deshidrolinalool

0.30926 0.309

12.3 1099 Tetrahidro-linalool 15.67046 11.4717 24.13301 17.38471 10.29847 24.83079 17.298 6.15 8.9881 9.00867 8.998 0.015

12.9 1114 trans-tujona

0.11377 0.114

13.2 1123 Mircenol

0.0541 0.054

13.6 1134 1-terpineol

0.13424 0.134

15.2 1166 δ-terpineol 4.70185 3.2748 6.35635 2.9929 0.68349 2.0763 3.348 1.99 1.48711 1.487

15.7 1177 Terpinen-4-ol

1.46615 4.60597 3.036 2.22 3.85469 5.10929 4.482 0.89

16.3 1189 α-terpineol*

0.32301 3.50715 1.3331 1.721 1.63 6.61324 10.4966 8.555 2.75

16.5 1196 Mirtenol* 30.78625 28.09177 3.37096 3.18315 0.62824 13.212 14.88

16.9 1205

Verbenona

1.25893

0.4774

0.868

0.55

P- cimen-9-ol

18,0 1229

cis-carveol

0.43201

0.38335

0.408

0.03

0.28739

0.287

cis-pulegol

18.4 1239 formato de isobornilo

0.0615 0.062

18.6 1243 Carvona *

1.68109 12.70488 3.10092 5.829 6.00 2.20601 2.206

19.1 1257 Acetato de linalilo *

0.20949 0.209

20.2 1278 Acetato de isopulegilo

0.43472 0.435 0.17423 0.174

63

Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

20.6 1285

Iso-acetato de isopulegilo

2.63419

2.634

0.36438

0.364

α-terpinen-7-al

20.9 1291 γ- terpinen-7-al

0.67803 0.55633 0.617 0.09 0.22015 0.220

25.8 1404 Metileugenol

0.28732 0.287

26.6 1423

Isobutanoato de lavandulilo

0.71968

3.23075

3.69269

1.90963

1.26753

2.164

1.27

0.29869

0.299

Butanoato de linalilo

27.3 1437 γ-elemeno

0.35248 0.352

28.1 1455 α-humuleno

0.38776 0.44841 0.418 0.04

31.7 1544 cis - sesquisabineno

hidrato

0.47275 1.26873 0.69627 0.813 0.41 0.11092 0.111

32.6 1564 P-metoxi-

cinamaldehído 20.19902 20.20291 29.83239 14.08692 4.86791 14.73428 17.321 8.31 2.73575 2.736

33.2 1583 Óxido de cariofileno

0.68825 0.42349 0.556 0.19 0.1667 0.167

33.4 1585 Globulol

0.4967 0.497 0.23307 0.233

33.5 1588 Davanona

0.87241

1.01776 1.73375

0.945

0.10

33.9 1599

benzoato de 2E-hexenilo

Longiborneol Widdrol 2.39878 3.21564

1.43842

0.82267

1.90487

1.919

0.82

0.32172

0.322

34.4 1608 5-epi-7-epi- α- eudesmol

0.06467 0.065

34.6 1616 trans- acetato de

isoeugenol

0.05971 0.060

35.4 1637

Gossonorol

0.48574

0.43487

0.460

0.04

0.17198

0.172

β –acorenol

35.9 1648

Encecalina desmetoxi

0.33254

0.46909

0.401

Agarospirol

35.9 1651 β -eudesmol

0.07149 0.071

36.1 1652 Geranato de isoamilo

0.61109 0.51643 0.34456 0.66818 0.535 0.14 0.2235 0.224

36.3 1658 cis- citronelil tiglato

0.67794 0.53483 0.38538 0.67463 0.568 0.14 0.24294 0.243

36.9 1675

β-bisabolol

0.52137

0.521

0.07278

0.073

Helifolenol A

37.4 1686 α-bisabolol

0.27521 0.275 0.0886 0.089

Total identificados (%) 84 81.5 67.6 76.5 86.9 69.3 94.3 89.0 90.9 90.0

No compuestos identificados 7 16 21 22 14 15 29 35 6 37

No. total de compuestos presentes 9 23 29 27 17 19 39 43 7 44

64

Tabla 14. Composición química del aceite esencial de L. guatemalensis (hojas) de San Miguel Dueñas,Sacatepéquez

Media de 2 individuos adultos DS

Media de 2 individuos juveniles DS

Media de 4 individuos DS

L. guatemalensis (Flores) adulto

Rendimiento de aceite esencial (%) 0.40% 1.10% 0.75 0.49 0.95% 0. 37% 0.66 0.4 0.7 0.7

TR IK Compuesto Area Area Area (%) Area Area Area (%) Area (%) Area (%)

6.2 930 α-tujeno 0.10057 0.22062 0.161 0.161

6.5 937 Tetrahidrocitroneleno 2.03054 2.4029 2.217 0.26 0.63779 1.16119 0.899 0.4 1.558 0.931 2.779

6.9 950 β-citroneleno 0.81924 0.64373 0.731 0.12 0.67421 1.13473 0.904 0.3 0.818 0.122 1.329

7.8 976 β-pineno 1.35938 1.86941 1.614 0.36 0.35504 0.37803 0.367 0.02 0.990 0.882 1.581

8.1 991 Mirceno* 0.56252 0.56608 0.564 0.00 0.2162 0.216 0.390 0.246 0.641

9.1 1017 α-terpineno 0.42289 0.7846 0.604 0.26 0.604 0.500

9.3 1025 P-cimeno 1.31551 1.02066 1.168 0.21 0.17815 0.178 0.673 0.700 0.694

9.5 1029 Limoneno* 5.58552 7.26755 6.427 1.2 6.427

9.6 1031 1,8-cineol* 56.35655 62.43435 59.395 4.30 1.95509 1.91143 1.933 0.03 30.664 40.632 34.758

10.7 1060 γ-terpineno * 1.3187 2.94877 2.1337 1.15 2.134 1.377

11.2 1074 Dihidromircenol 0.43836 0.30068 0.370 0.10 0.65002 0.650 0.510 0.198 0.072

0.347 11.8 1088 P- menta- 2,4 (8)-dieno 0.53356 0.534 0.43112 0.431 0.482

11.9 1089 Terpinoleno 0.18832 0.70372 0.446 0.36 0.336 0.16433 0.250 0.12 0.348 0.138 0.977

12.3 1099 Tetrahidrolinalool 8.56151 4.76552 6.664

2.68

18.19251 10.92159 14.557

5.14

10.610

5.582

α - óxido de pineno

12.5 1100 Ipsenol 0.05114 0.051 0.04 0.051

12.4 1102 cis-tujona 0.15229 0.152 0.152 9.419

12.9 1114 trans-tujona 0.17334 0.0632 0.118 0.08 0.118

13.2 1123 Mircenol 0.08091 0.09908 0.090 0.01 0.090

13.6 1134 1-terpineol 0.17921 0.1122 0.146 0.05 0.30532 0.30235 0.304 0.225 0.112

14,0 1139 trans-dihidro- β-terpineol 0.07124 0.071 0.071

14,1 1144 cis- β-terpineol 0.03716 0.037 0.037

15.2 1166 δ-terpineol 2.04398 1.53149 1.788 0.36 3.11386 2.23789 2.676 0.62 2.232 0.628 2.913

15.7 1177 Terpinen-4-ol 3.9822 5.01115 4.497 0.73 0.28107 0.41665 0.349 0.10 2.423 2.933 3.142

16.3 1189 α-terpineol* 1.69009 1.81283 1.751 0.09 0.3414 0.42006 0.381 0.06 1.066 0.969 1.277

16.5 1196 Mirtenol* 0.5549 0.09845 0.327 0.32 11.76593 29.39674 20.581 12.47 10.454 14.322 0.673

16.9 1205 Verbenona

0.81412 1.72987 1.272

0.65

1.272

65

17.1 1208 trans—piperitol 0.06085 0.061 0.061

17.5 1219 trans--cinamaldehído 0.04814 0.048 0.048

18,0 1229 cis—carveol 0.43849 0.3755 0.407

0.04

0.37076 0.61674 0.494

0.17

0.450

0.061

0.514

1229 cis—pulegol

18.4 1239 formato de isobornilo 0.20605 0.206 0.206

18.6 1243 Carvona * 7.52012 2.82605 5.173 3.32 0.54541 4.04252 2.294 2.47 3.734 2.036 9.905

19.1 1257 Acetato de linalilo * 0.46203 0.4611 0.462 0.00 0.39447 0.35755 0.376 0.03 0.419 0.060 0.395

20.1 1275 acetato de dihidrolinalilo 0.0306 0.031 0.031

20.2 1278 Acetato de isopulegilo 0.15659 0.17009 0.163 0.01 0.26651 0.267 0.215 0.073

20.6 1285 Iso-acetato de isopulegilo 0.40883 0.409

1.48599 1.8469 1.666

0.26

1.038

0.889

α-terpinen-7-al

20.9 1291 γ- terpinen-7-al 0.13442 0.22955 0.182 0.07 0.1949 0.195 0.188 0.009 0.324

21.2 1300 Acetato de terpinen-4-olilo 0.07805 0.17342 0.126 0.07 0.126

21.9 1318 cis -dihidro - acetato de α- terpinilo

0.04682 0.047 0.047

23.1 1339 cis – isosafrol

0.07279 0.073 0.073

23.4 1349 Acetato de α- terpinilo 0.12368 0.124 0.124

26.6 1423 Isobutanoato de lavandulilo 0.25033 0.31328 0.282

0.04

1.20686 0.66021 0.934

0.39

0.608

0.461

1.810 1423 Butanoato de linalilo

28,0 1454 Metil isoeugenol 0.04178 0.042 0.042 0.328

28.7 1469

Neo-mentil-lactato γ-gurjuneno

0.13034 0.130

0.130

0.298

29.3 1485 α-amorfeno 0.0328 0.033

0.033

Germacreno D

29.4 1489 trans-- β-ionona

0.769

cis –jasmolactona

29.8 1496 Asaricina

0.921

cis - cadina-1,4-dieno

31.8 1542 10-epi- cis –dracunculifolol 0.57838 0.578 0.578

31.7 1543 8,14-cedranoxido

1.002

cis –dracunculifolol

cis - sesquisabineno hidrato 31.7 1544 0.10131 0.08803 0.095 0.01 0.44335 0.30919 0.376 0.09 0.235 0.199

32.6 1564 P-metoxi-cinamaldehído 6.1868 4.26308 5.225 1.36 46.72211 27.28536 37.004 13.74 21.114 22.471

32.7 1566 Davanona B

0.23444

0.234

12.445

66

33,0 1578 Spatulenol

0.234 33.3 1580 Epóxido de himachaleno

1.378

Benzoato n- hexilo

33.2 1583 Óxido de cariofileno 0.08569 0.08253 0.084 0.00 0.30715 0.307 0.196 0.158

33.4 1585 Globulol 0.17154 0.23953 0.206 0.05 0.206 0.823

33.5 1588 Davanona

0.52468 0.67305 0.599

0.10

0.599

1588 benzoato de 2E-hexenilo

33.9 1596 Ar-dihidro-turmerona 0.859

33.9 1599 Longiborneol 0.34247 0.30689 0.325

0.03

0.93279 1.51061 1.222

0.41

0.773

0.634

1599 Widdrol

34.4 1608 5-epi-7-epi- α- eudesmol 0.09943 0.099 0.26939 0.12997 0.200 0.10 0.150 0.071 0.461

34.6 1613 trans-- alcohol arteannuic 0.443

34.6 1616 trans-- acetato de isoeugenol 0.10734 0.0714 0.089 0.03 0.20686 0.207 0.148 0.083

35.4 1633 trans—sesquilavandulol

0.299

α-acorenol

35.4 1637 Gossonorol 0.13923 0.16592 0.153

0.02

0.33937 0.43206 0.386

0.07

0.269

0.165

β –acorenol

35.9 1648 Encecalina desmetoxi

0.41331 0.413

0.413

0.686 1648 Agarospirol

35.9 1649 cis -amil cinamaldehído 0.13214 0.132 0.132

35.9 36.1

1651 β –eudesmol 0.07928 0.079 0.079

1652 Geranato de isoamilo 0.20761 0.22689 0.217 0.01 0.42183 0.54728 0.485 0.09 0.351 0.189 0.400

36.2 1654 α –eudesmol 0.2128 0.213

0.213

1654 Himachalol 1654 α-cadinol

36.3 1658 cis- citronelil tiglato 0.27822 0.278 0.48905 0.50718 0.498 0.01 0.388 0.155

36.9 1672 Epi-β-bisabolol 0.365

36.9 1675 β-bisabolol 0.09198 0.092

0.24367 0.244

0.168

0.107

Helifolenol A

37.4 1684 Epi-α-bisabolol 0.349

37.4 1686 α-bisabolol 0.10873 0.0864 0.098 0.02 0.2425 0.243 0.170 0.102

Suma 89.94 92.72 74.94 80.90 77.36

No compuestos identificados 36 49 19 30 28

No. total de compuestos presentes 42 63 28 41 41

67

Tabla 15. Determinación de la composición química del aceite esencial de laurel comercializado en la ciudad de Guatemala.

L. guatemalensis L. guatemalensis L. guatemalensis

Media de 3 marcas comerciales DS

Litsea glaucescens

Laurus nobilis

QUINFICA MALHER Juanita´s SASSON SUPERB

Rendimiento de aceite esencial (%) 0.70% 1.10% 0.85% 0.883 0.90% 1.50%

TR IK Compuesto Area (%) Area (%) Area (%) Area (%) Area (%) Area (%)

6.2 930 α-tujeno 0.227 0.516

6.5 937 Tetrahidro-citroneleno 1.54892 5.20335 1.14172 2.631 2.24 2.070 3.146

6.9 950 β-citroneleno 1.21689 1.86506 1.08809 1.390 0.42 0.296 0.441

7.8 976 β-pineno 0.39427 2.67661 0.58126 1.217 1.27 1.577 3.095

8.1 991 Mirceno* 0.30815 0.308 0.572

9.1 1017 α-terpineno 0.41515 1.87836 0.67118 0.988 0.78 0.902

9.3 1025 p-cimeno 2.3899 1.91936 2.155 0.33 0.705 1.207

9.5 1029 Limoneno* 7.33086 8.02474 16.06676 10.474 4.86 1.128

9.6 1031 1,8-cineol* 8.09086 45.46545 0.55382 18.037 24.05 68.762 62.531

10.7 1060 γ-terpineno * 1.23131 4.14726 1.60965 2.329 1.59 2.333 0.436

11.2 1074 Dihidro-mircenol 0.52075 0.521

11.9 1089 Terpinoleno 0.77535 0.43666 0.606 0.24 0.467

12.3 1099 Tetrahidro-linalool 8.55708 5.82349 10.74461 8.375

2.47

5.316 2.480 1099 α - óxido de pineno

12.9 1114 Trans-tujona 0.055 13.2 1123 Mircenol 0.056

13.6 1134 1-terpineol 0.35603 0.356 0.209

14,1 1144 Cis- β-terpineol 0.484

15.2 1166 δ-terpineol 1.97896 0.95976 1.469 0.72 1.014 0.667

15.7 1177 Terpinen-4-ol 5.00442 4.34496 1.85657 3.735 1.66 3.051 2.387

16.3 1189 α-terpineol* 0.54695 0.60972 0.578 0.04 7.067 2.141

16.5 1196 Mirtenol* 9.34144 5.59871 7.470 2.65

16.6 1199 γ-terpineol * 33.45578 33.456

16.9 1205 Verbenona 5.98342 6.0297 6.007 0.03

17.4 1215 Iso-dihidrocarveol 0.91966 0.920

1215 Trans-pulegol

18,0 1229 Cis-carveol 1.29347 1.293 0.167

18.6 1243 Carvona * 1.18518 1.185

19.1 1257 Acetato de linalilo * 0.99905 0.999 0.093

68

20.2 1278 Acetato de isopulegilo 0.070

20.6 1285 Iso-acetato de isopulegilo 0.94236 1.65632 1.299

0.50

0.131 0.449 1285 α-terpinen-7-al

20.9 1291 γ- terpinen-7-al 0.2228 0.223 0.089

21.2 1300 Acetato de terpinen-4-ol 0.50129 0.501

23.4 1349 Acetato de α- terpinilo 0.098 9.827

23.8 1359 Eugenol 0.40735 0.407 0.056 0.930

24,0 1368 Acetato de hidrocinnamilo 0.077

25.8 1404 Metil eugenol 36.43921 36.439 1.405

26.6 1423 Isobutanoato de lavandulilo 0.19209 1.79785 0.995

1.14

0.486 1423 Butanoato de linalilo

28,0 1454 Metil isoeugenol 0.062

29.2 1482 α-acetato de ciclogeranilo 0.5515 0.552

29.3 1485 α-amorfeno 0.98067 0.981 29.3 1485 Germacreno D

29.7 1493 Iso-mentil lactato 2.55757 2.558

30.3 1506 β-bisaboleno 0.071

31.7 1544 Cis - sesquisabineno hidrato 0.136

32.2 1552 Cis-muurol-5-en-4-β-ol 0.51955 0.520

32.5 1563 Trans- nerolidol 1.14076 1.141 0.073

32.6 1564 P-metoxi-cinamaldehído 9.49854 3.28022 6.389 4.40

33.0 1578 Espatulenol 0.21444 0.214

33.2 1583 Óxido de cariofileno 0.21289 1.4816 0.847 0.90 0.134

33.4 1585 Globulol 3.01195 3.012 0.612

33.5 1588 Davanona 0.59147 0.591

33.9 1599 Longiborneol 0.45001 0.450

0.057 1599 Widdrol

35.4 1637 Gossonorol 0.43231 0.432 0.082

35.9 1651 β –eudesmol 0.181

36.1 1652 Geranato de isoamilo 0.098

36.2 1654 α –eudesmol 0.53192 0.532 0.121

36.3 1658 Cis- citronelil tiglato 0.4864 0.486

36.9 1675 β-bisabolol 0.24088 0.241

37.4 1686 α-bisabolol 0.18599 0.186 0.062

Total identificados (%) 88.7 94.2 79.7 87.5 91.9 91

No compuestos identificados 34 12 20 38 18

No. total de compuestos presentes 37 13 23 42 20

Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

72

Tabla 16. Determinación de la composición química del aceite esencial de L. guatemalensis (hojas) de Sololá

Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

Litsea guatemalensis

Procedencia Sololá

Rendimiento de aceite esencial (%) Rend AE: 0.60%

TR IK Compuesto Area

6.5 937 Tetrahidro-citroneleno 3.24031

6.9 950 β-citroneleno 2.38155

7.8 976 β-pineno 0.84368

8.1 991 Mirceno* 1.18628

9.5 1029 Limoneno* 37.23413

9.6 1031 1,8-cineol* 1.15373

11.2 1074 Dihidro-mircenol 1.06225

11.9 1089 Terpinoleno 0.71706

12.3 1099 Tetrahidro-linalool 27.32778

15.2 1166 δ-terpineol 1.51374

18.6 1243 Carvona * 13.19895

20.6 1285 Iso-acetato de isopulegilo 1.73859

26.6 1423 Isobutanoato de lavandulilo 0.52302

31.7 1543 8,14-cedranoxido 1.02

1543 Cis-dracunculifolol

35.3 1629 1-epi-cubenol 0.63806

35.4 1637 Gossonorol 1.41345

36.1 1652 Geranato de isoamilo 2.2673

36.3 1658 Cis- citronelil tiglato 2.53642

Total identificados (%) 17 98.9763

No. de compuestos presentes 18

73

Tabla 17. Determinación de la composición química del aceite esencial de L. guatemalensis (hojas) de Baja Verapaz

Litsea guatemalensis

Procedencia

Finca El Naranjo, San Jerónimo, Baja Verapaz

Rendimiento de aceite esencial (%) 0.83

TR IK Compuesto Area

6.5 937 Tetrahidro-citroneleno 5.36907

6.9 950 β-citroneleno 4.73205

7.8 976 β-pineno 1.52036

9.5 1029 Limoneno* 1.6438

9.6 1031 1,8-cineol* 2.56325

11.2 1074 Dihidro-mircenol 0.43902

11.9 1089 Terpinoleno 0.78285

12.3 1099 Tetrahidro-linalool 57.84856

15.2 1166 δ-terpineol 2.80954

16.3 1189 α-terpineol* 0.56367

20.6 1285 Iso-acetato de isopulegilo 2.98078

23.4 1349 Acetato de α- terpinilo 0.87203

26.6 1423 Isobutanoato de lavandulilo 0.59714

30.6 1515 cis-γ-bisaboleno 0.62202

31 1524 Artedouglasia oxido C 1.05624

1524 2-metil butanoato de isobornilo

32.6 1564 p-metoxi-cinamaldehído 10.39176

33.2 1583 Óxido de cariofileno 0.67108

33.9 1599 Longiborneol 2.10647

35.7 1642 Hinesol 1.48288

36.3 1656 cis-metil dihidro jasmonato 0.94744

Total identificados (%) 19 98.94377

No. de compuestos presentes 20

Fuente: datos experimentales Fodecyt 51-09

74

3.8 Determinación y evaluación de la bioactividad de los extractos secos y

aceites de las especies

3.8.1Determinación de actividad larvicida de los extractos etanólicos y

diclorometánicos de distintas especies y especímenes de Laurel

Para la detección de actividad larvicida se ensayaron los extractos (1mg/mL) con

los cuatro estadíos larvales de Aedes aegypti, un total de 30 larvas ensayadas, donde se

observó que los extractos diclorometánicos son más bioactivos que los etanólicos.

Los extractos de Laurel que presentan mayor actividad larvicida contra los 4 estadios

fueron los diclorometánicos de L. guatemalensis procedentes de San Lucas

Sacatepéquez. Se determinó que el segundo estadío presenta mayor susceptibilidad a la

acción de los extractos de las especies estudiadas sin importar su naturaleza y vehículo.

Esta información es muy importante, pues en estudios anteriores ninguno de los

extractos de la especie L. guatemalensis procedente de Tecpán Chimaltenango había

presentado actividad larvicida (Cruz, 2008). Algunos estudios de Litsea salicifolia y L.

cubeba reportan actividad excito-repelente contra mosquitos de Aedes aegypti

(Noosidum, et al., 2008). El aceite esencial de Laurus nobilis ha demostrado importante

actividad repelente contra Tenebrio molitor (Cosimi et al., 2009)

Tabla 18. Número de larvas muertas en los cuatro estadios de A. aegypti

1er estadío 2do estadío 3er estadío 4to estadío

Extracto E D E D E D E D

1 0 0 10 0 10 1 0 0

2 2 1 4 0 4 0 0 0

3 0 0 4 1 4 2 0 1

4 1 7 2 0 3 2 1 1

5 3 11 8 1 2 1 2 1

6 1 5 7 0 5 5 1 0

8 1 0 11 0 3 2 4 0

10 0 0 3 0 7 1 4 0

11 1 1 6 0 1 1 1 0

16 3 24 4 22 6 21 3 24

17 6 1 6 2 9 4 1 4

18 4 19 19 9 5 8 1 8

19 1 10 9 0 3 6 1 6

20 2 1 4 0 3 1 0 1

21 3 0 1 1

22 0 0 0 3

Control 0 0 0 0 0 0 0 0 Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09 E=etanólicos D=diclorometánicos

75

Análisis probit para Actividad Larvicida de aceites de laurel.

Se reportan únicamente los grupos que NO mostraron mortalidad total (30 de 30), o mortalidad de larvas ensayadas >80%.

Tabla 19. Análisis Probit Actividad Larvicida

Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09

Modelo de regresión estimado (máxima probabilidad)

Análisis de desviación

Test de radio de Probabilidad

Modelo

LARVAS A.

AEGYPTI Aceite Parámetros Estimación

error estándar

Desviación gl valor p % de desviación explicado por el

modelo Factores

chi-cuadra

do gl valor p Decisión

nivel de confianza

Percentil 50 (DL50)

1er ESTADIO

9 Constante

Concentración

-1.3358

1.1593

0.3232

0.3345

12.757 1 0.0004 65,4972 Concentración 12.757 1 0.0004 Dado que p<0.01 Relación estadísticamente significativa entre variables

99% 1.152

11

Constante

Concentración

-0,5583

25.678

0,4145

9.226 25.056 1 0 82,1099 Concentración 25.056 1 0

Dado que p<0.01 Relación estadísticamente significativa entre variables 99% 0.0217

12

Constante

Concentración

-0,8301

29.86

0,4145

9.227 30.3312 1 0 81,7825 Concentración 30.331 1 0

Dado que p<0.01 Relación estadísticamente significativa entre variables 99% 0.0278

3er ESTADIO

4

Constante

Concentración

-1.5291

0.73

0.2567

0.236 10.093 1 0.0015 64.263 Concentración 10.093 1 0.0015

Dado p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre las variables 99% 2.094

5

Constante

Concentración

-1.0098

0.79

0.1995

0.206 15.167 1 0.0001 47.7937 Concentración 15.167 1 0.0001

Dado p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre las variables 99% 1.277

11

Constante

Concentración

-1.3148

0.81873

0.2277

0.218 14.748 1 0.0001 67.1992 Concentración 14.74 1 0.0001

Dado p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre las variables 99% 1.605

4to ESTADIO 3

Constante

Concentración

-0.8119

0.383

0.1879

0.202 3.56 1 0.058 11.2213 Concentración 3.586 1 0.058

Dado p<0.10 hay relación estadísticamente significativa entre las variables 90% 2.118

9

Constante

Concentración

-0.7837

0.95

0.1851

0.2099 22.044 1 0 23.8541 Concentración 22.044 1 0

Dado p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre las variables 99% 0.824

76

La siguiente tabla resume los aceites que mostraron mortalidad total (30 de 30), o

mortalidad de LARVAS ensayadas >80%.

Tabla 20. Actividad larvicida

Número Aceite

Procedencia Especie Estadio Larval

1er 2do 3er 4to

1 Cerro Alux L. guatemalensis X X X X

2 Sn Bartolomé L. guatemalensis X X X X

3 Sololá L. guatemalensis X X X

4 Superb L. nobilis X X X

5 Sn Miguel Dueñas L. guatemalensis X X X

6 Quinfica L. guatemalensis X X X X

7 Magdalena MA L. guatemalensis X X X X

8 Funcedescri 1 y 2 L. guatemalensis X X X X

9 Sasson L. glaucescens X X

10 Sn Miguel Dueñas L. guatemalensis X X X X

11 Juanita´s L. guatemalensis X X X

12 Mahler L. guatemalensis X X X

Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09

77

3.8.2 Análisis probit para actividad citotóxica de aceites de laurel.

Se reportan únicamente los que NO mostraron mortalidad total (30 de 30), o mortalidad de nauplios ensayados >80%.

Tabla 21. Análisis Probit Actividad citotóxica

Fuente: Datos experimentales FODECIT 51-09

Modelo de regresión estimado (máxima probabilidad)

Análisis de desviación

Test de radio de Probabilidad

Modelo

Nauplios de A. salina Aceite Parámetro Estimación

error estándar

Desviación gl

valor p % de desviación explicado por el

modelo Factores

chi-cuadrado

gl

valor p Decisión nivel de

confianza Percentil 50

ARTEMIA

3

Constante

Concentración

0.4646

-0.726

0.1730

0.204 13.277 1 0.0003 27.4579 Concentración 13.277 1 0.0003

Dado que p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre variables 99% 0.6395

10

Constante

Concentración

0.3667

0.4013

0.1718

0.2197 3.5041 1 0.061 27.8933 Concentración 3.504 1 0.061

Dado que p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre variables 90% -0.913

Tenofos

Constante

Concentración

-1.2136

0.3968

0.2188

0.2232 3.167 1 0.0751 20.433 Concentración 3.167 1 0.0751

Dado que p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre variables 90% 3.058

1-8 cineol

Constante

Concentración

-0.6585

0.6159

0.1799

0.1995 9.768 1 0.0018 37.873 Concentración 9.768 1 0.0018

Dado que p<0.01 hay relación estadísticamente significativa entre variables 99% 1.069

78

La siguiente tabla resume los aceites que mostraron mortalidad total (30 de 30), o

mortalidad de NAUPLIOS ensayados >80%

Tabla 22. Actividad citotóxica

Número Aceite

Procedencia Especie

1 Cerro Alux L. guatemalensis X

2 Sn Bartolomé L. guatemalensis X

3 Sololá L. guatemalensis

4 Superb L. nobilis X

5 Sn Miguel Dueñas L. guatemalensis X

6 Quinfica L. guatemalensis X

7 Magdalena MA L. guatemalensis X

8 Funcedescri 1 y 2 L. guatemalensis X

9 Sasson L. glaucescens X

10 Sn Miguel Dueñas L. guatemalensis

11 Juanita´s L. guatemalensis X

12 Mahler L. guatemalensis X Fuente: Datos experimentales FODECIT 51-09

3.8.3 Determinación de actividad antioxidante por medio de la prueba DPPH Se realizó la prueba para evaluar la actividad antioxidante determinando la concentración

inhibitoria media (IC50), se observó que los extractos etanólicos presentaron mayor actividad

que los diclorometánicos. Los extractos etanólicos que presentaron mayor actividad fueron de L.

guatemalensis procedente del Cerro Alux (IC50 de 0.87 mg/ml) y Magdalena Milpas Altas

Sacatepéquez (IC50: 0.88 mg/mL). Mientras que en los extractos diclorometánicos los que

presentaron mayor actividad fue L. guatemalensis procedente de Baja Verapaz (IC50: 7.48) y

Magdalena Milpas Altas, Sacatepéquez (IC50: 7.28 mg/mL) (Tabla 20).

Tabla 23. Actividad antioxidante mediante la prueba de DPPH CÓDIGO CONCENTRACIÓN (g/mL) % INHIBICIÓN IC 50 (mg/ml)

1E 2.4 60 1.65 +/- 0.85

2E 0.8 65 0.88 +/- 1.04

4E 3.6 62 2.72 +/- 0.55

5E 2.4 60 0.93 +/- 1.28

6E 2.4 65 0.87 +/- 0.10

8E 3.2 62 2.39 +/- 0.31

10E 3.6 63 2.61 +/- 0.41

11E 3.6 61 2.91 +/- 1.13

16E 16 63 10.66 +/- 0.92

17E 4 64 3.41 +/- 0.71

18E 3.6 63 2.27 +/- 0.08

19E 12 68 7.48 +/- 0.59

1D 20 63 15.12 +/- 0.60

2D 12 63 7.28 +/- 0.29

3D 16 60 12.66 +/- 0.05

5D 16 63 10.65 +/- 0.53

6D 16 66 9.25 +/- 0.73

10D 20 66 13.80 +/- 0,13

11D 16 60 11,25 +/- 0,13

16D 22 64 21.16 +/- 4.18

17D 20 66 13.80 +/- 0.13

18D 12 67 15.31 +/- 0.79

19D 20 61 25.81 +/- 1.10

21D 16 61 7.48 +/- 0.74

22 D 16 60 10.25 +/- 0.90

Fuente: Datos experimentales Fodecyt 51-09

79

3.8.4 Cuantificación de fenoles totales de especies de Laurel con reactivo de Folin

Se realizó la cuantificación de los fenoles totales en los extractos secos de Laurel, en

donde se pudo observar que los extractos 1E, 3E y 11E son los que mayor cantidad de

compuestos fenólicos en base a ácido gálico están presente en los diferentes extractos.

Por otra parte los que menor cantidad presentaron fueron los extractos 18E, 17D y 22D.

Estas cantidades de fenoles totales determinados orientan a la posible actividad

antioxidante que puedan presentar; ya que las moléculas fenólicas ayudan, por su

estructura, en la eliminación de radicales libres y ende contribuyen a la actividad

antioxidante de los extractos.

Tabla 24. Cuantificación de fenoles totales en extractos etanólicos de especies de Laurel con reactivo de Folin.

Extracto µg de ácido gálico/g extracto

1E 255.38 + 16.71

3E 238.89 + 9.23

4E 109.87 + 2.83

5E 166.14 + 8.44

6E 207.63 + 10.10

8E 225.94 + 5.62

10E 224.96 + 6.67

11E 230.94 + 10.15

16E 66.33 + 3.36

17E 184.58 + 5.55

18E 26.13 + 0.99

19E 90.72 + 4.02

21E 172.34 + 3.71

1D 105.02 + 3.67

3D 95.28 + 7.87

5D 63.28 + 2.30

6D 61.88 + 1.75

10D 102.49 + 8.11

11D 75.83 + 2.16

17D 38.57 + 0.52

18D 54.54 + 1.50

19D 98.26 + 1.34

20D 68.81 + 0.68

21D 74.89 + 1.02

22D 53.76 + 1.43 Fuente: Datos experimentales FODECIT 51-09

3.8.5 Determinación de la actividad antibacteriana de extractos secos y aceites de

especies de Laurel.

De las siete bacterias analizadas la mayoría de los extractos presentaron actividad

antimicrobiana para Mycobacterium smegmatis y Bacillus subtilis; esto permite inferir

que los metabolitos secundarios que comparten las diferentes especies de Laurel

estudiadas, son los que les proporcionan actividad antibacteriana para ciertas bacterias.

80

Como se observa en la tabla 22 solo dos extractos presentaron actividad contra

Candida albicans y tres extractos presentaron actividad contra Escherichia coli. En base

a estos resultados los extractos de L. guatemalensis procedentes de San Miguel Dueñas

1E, Magdalena Milpas Altas 2E, Cerro Alux 6E, 17E y 18E todos de la región de

Sacatepéquez, fueron los que más actividad presentaron en este primer tamizaje ya que

inhibieron el crecimiento de tres bacterias diferentes cada uno.

Pero para poder determinar qué extracto presentaba la mayor actividad

antibacteriana se determinó la concentración inhibitoria mínima (CIM).

Los resultados obtenidos concuerdan con los reportados por Cruz en 2008, pues en

esta ocasión el extracto etanólico de L. guatemalensis presentó actividad contra M.

smegmatis a una concentración de 0.25 mg/mL, S. aureus y S. typhi a 1 mg/mL.

Los extractos metanólicos de L. neesiana y L. glaucescens presentaron una actividad

antimicrobiana moderada contra Staphylococcus aureus y Escherichia coli (Meckes et

al., 1995). La tintura de hojas de L. guatemalensis no tiene actividad contra

enterobacterias, pero tiene moderada actividad contra C. albicans, E. floccosum y M.

canis (Cáceres, 2009). Las hojas de L. glaucescens colectada en Huitán,

Quetzaltenango, se evaluaron las infusiones a tres diferentes concentraciones (5, 10 y

20%), obteniendo como resultados que la infusión al 20% presentó un promedio de

inhibición de 13.80% contra Streptococcus mutans y de 6.7% contra Lactobacillus

acidophillus (Alvarez, 1999), mientras que la infusión al 10% presentó una inhibición

de 13.40% contra Streptococcus mutans.

Se ha reportado que los extractos metanólicos de la corteza de L. glutinosa ha

inhibido el crecimiento de bacterias gram (+) y (-). Algunos alcaloides aislados

(laurolitsina) de L. gardneri mostraron actividad contra Staphylococcus aureus (CIM

250 mg/mL).

81

Tabla 25. Actividad antibacteriana de extractos etanólicos y diclorometano

Extracto BATERIA DE BACTERIAS

Staphylococcus aureus

Salmonella typhi

Mycobacterium smegmatis

Bacillus subtilis

Pseudomona auruginosa

Escherichia coli

1E - - + + - +

2E - - + + - -

3E - - + + - -

4E - - - + - -

5E - - + + - -

6E - - + + - -

8E - - + + - -

10E - - + + - -

16E - - + + - -

17E - - + + - +

18E - - + + - +

19E - - + - - -

20E - - + - - -

21E - - + + - -

22E - - - - - -

1D - - + + - -

2D - - + + - -

3D - - - + - -

4D - - + - - -

5D - - - - - -

6D + - + + - +

8D - - + + - -

10D + - + + - +

11D + - + + - -

16D + - + + - +

17D - - + + - -

18D - - + + - -

19D + - + + - -

20D - - + - - -

21D - - + + - -

22D - - + + - -

Scopolatina - - - - - +

Pinocembrina - - + + - +

Ampicilina + + + + + +

Vancomicina - + + + - + Fuente: Datos experimentales FODECYT 51-09. (+) Actividad antibacteriana positiva. (-) Actividad antibacteriana negativa

3.8.6 Determinación de la Concentración Inhibitoria Mínima antibacteriana

Se puede observar que los extractos presentaron una mejor actividad contra dos

bacterias Mycobacterium smegmatis y Bacillus subtilis; la actividad presentada contra

S. aureus y E. coli fue baja solo el extracto 16D inhibe ambas bacterias con una CIM de

1.25mg/ml y el 19D con la misma concentración de CIM también inhibe a S. aureus.

Por otra parte todos los extractos mostraron una actividad significante contra las otras

dos bacterias, M. smegmatis y B. subtilis, dando los mejores resultados contra ambas

bacterias el extracto 21E ya que dio un CIM de 0.08mg/ml y 0.16mg/ml

respectivamente para ambas bacterias.

82

Tabla 26. Determinación de CIM antibacteriana de extractos etanólicos y diclorometano de especies de Laurel, empleando microplaca.

Extracto BACTERIAS

M. smegmatis Bacillus subtilis S. aureus E. coli

1E 0.31mg/ml 0.62 mg/ml

2E 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

3E 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

4E 0.62 mg/ml 0.62 mg/ml

5E 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

6E 0.62 mg/ml 0.31 mg/ml

8E 0.62 mg/ml 0.31 mg/ml

10E 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

11E 0.62 mg/ml 0.31 mg/ml

16E 1.25 mg/ml 0.31 mg/ml

17E 0.62 mg/ml 0.16 mg/ml

18E 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

19E 0.31 mg/ml 0.16 mg/ml

20E 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

21E 0.08 mg/ml 0.16 mg/ml

22E 0.08 mg/ml 0.31 mg/ml

1D 1.25mg/ml 0.62 mg/ml

2D 0.31mg/ml 0.62 mg/ml

3D 2.5 mg/ml 1.25 mg/ml

4D 0.62 mg/ml 0.62 mg/ml

5D 1.25 mg/ml 1.25 mg/ml

6D 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml 2.5 mg/ml 2.5 mg/ml

8D 2.5 mg/ml 2.5 mg/ml

10D 0.31 mg/ml 0.62 mg/ml 2.5 mg/ml 2.5 mg/ml

11D 0.16 mg/ml 0.31 mg/ml 2.5 mg/ml

16D 0.31 mg/ml 0.31mg/ml 1.25 mg/ml 1.25 mg/ml

17D 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

18D 0.16 mg/ml 0.16 mg/ml

19D 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml 1.25 mg/ml

20D 0.62 mg/ml 0.62 mg/ml

21D 0.16 mg/ml 0.16 mg/ml

22D 0.31 mg/ml 0.31 mg/ml

Ampicilina sulbactan

0.16 mg/ml 0.02 mg/ml

Fuente: Datos experimentales FODECYT 51-09.

3.8.7 Determinación de la actividad antilevadura de extractos secos y aceites de

especies de Laurel.

Como se observa en la tabla los extractos de diclorometano presentaron una mayor

actividad antilevadura, ocho de los dieciséis extractos de diclorometano presentaron

actividad; mientras que solo dos extractos de etanol presentaron actividad.

83

De los estándares analizados el de pinocembrina fue el que presentó actividad contra

Candida albicans, esto proporciona la idea de que la actividad de dichos extractos se

puede deber a la presencia de dicho metabolito secundario contra el extracto.

Los antibióticos probados no presentaron actividad contra la levadura, esto indica que el

método es adecuado ya que dichos medicamentos son para el tratamiento de infecciones

debidas a bacterias y no por levaduras.

Pero para poder determinar cuál extracto presentará la mayor actividad antilevadura se

determinará la concentración inhibitoria mínima (CIM), y en bases a esos resultados se

podrá decir que extracto presenta la mejor actividad antibacteriana.

Tabla 27. Actividad antilevadura de extractos etanólicos y diclorometano

Extracto Levadura

Candida albicans

1E -

2E +

3E -

4E -

5E -

6E +

8E -

10E -

16E -

17E -

18E -

19E -

20E -

21E -

22E -

1D -

2D -

3D -

4D -

5D -

6D +

8D +

10D +

11D +

16D +

17D +

18D +

19D +

20D -

21D -

22D +

Scopolatina -

Pinocembrina +

Ampicilina -

Vancomicina - Fuente: Datos experimentales FODECYT 51-09. (+) Actividad antibacteriana positiva. (-) Actividad antibacteriana negativa

84

3.8.8 Determinación de la CIM antilevadura

Solo tres extractos presentaron una actividad significante contra C. albicans, el

que mejores resultados dio fue el extracto 16D dando un CIM de 0.5mg/ml. Con esto se

puede observar que la actividad biológica de los extractos de laurel contra las levaduras

es escasa en comparación contra la actividad demostrada contra las bacterias.

Tabla 28. Determinación de CIM antilevadura de extractos etanólicos y diclorometánicos

Extracto Levadura

Candida albicans

2E 1mg/ml

16D 0.5 mg/ml

17D 1 mg/ml Fuente: Datos experimentales FODECYT 51-09.

3.8.9 Evaluación de la actividad de los aceites esenciales

La actividad antibacteriana de los aceites esenciales se determinó por medio de

disco de difusión, midiendo el posible halo de inhibición que pudiera presentarse al

exponer a las bacterias a los aceites de laurel que fueron impregnados en los discos.

Se pudo observar que, al igual que los extractos, los aceites presentaron actividad contra

las bacterias M. semegmatis y B. subtilis. Es por ello que se determinó la CIM de los

aceites contra ambas bacterias.

Tabla 29. Determinación de la actividad antibacteriana de aceites de Laurel por medio del

método de disco de difusión.

Aceites BACTERIAS

S. aureus S. typhi M. smegmatis B. subtilis P. aeruginosa E. coli

Quinfica - - + + - -

Superb - - + + - -

Sololá - - + + - -

Funcedescri - - + + - -

Sasson - - + + - -

Casa de las Especies

- - + + - -

Juanitas - - + + - -

Eritromicina 15mcg/disc

+ - + + - +

Vancomicina 30mcg/disc

- - + + - -

Fuente: Datos experimentales FODECYT 51-09. (+) Actividad antibacteriana positiva. (-) Actividad antibacteriana negativa

Se evaluaron 03 concentraciones (7.5, 5.5 y 2.5 µL) de los aceites esenciales que

mostraron inhibición en la fase de tamizaje para determinar la CIM, los cuales

mostraron actividad a 7.5µL, lo que indica que se necesita dicha cantidad de aceite

como mínimo para inhibir el crecimiento de las bacterias.

85

Tabla 30. Determinación de la CIM antibacteriana de aceites de Laurel por medio del método de disco de difusión.

Aceites Bacterias

M. smegmatis B. subtilis

Sololá 7.5µL 7.5 µL

Casa de las Especies

7.5 µL 7.5 µL

Fuente: Datos experimentales FODECYT 51-09

Como se observa en la siguiente tabla los aceites analizados, por medio de disco de

difusión con una aplicación de 10µL, ninguno presenta actividad antilevadura contra C.

albicans.

Tabla 31. Determinación de la actividad antilevadura de aceites de Laurel por medio del método de disco de difusión.

Aceites Levadura

C. albicans

Quinfica -

Superb -

Sololá -

Funcedescri -

Sasson -

Casa de las Especies -

Juanitas -

Eritromicina 15mcg/disc

-

Vancomicina 30mcg/disc

-

Fuente: Datos experimentales FODECYT 51-09

86

III.1 Discusión de Resultados:

Se selecccionaron tres regiones para la realización de las colectas,

Sacaterpéquez, Sololá y Baja Verapaz, tomando como base lo reportado en la flora de

Guatemala y revisión de herbario realizada para la localización de las muestras.

En la región Sacatepéquez se encontraron algunos individuos dentro de bosques

de pino y encino, la mayoría se encontraba en estado de floración y se encontraban a

pleno sol. En todas las regiones se identificaron las especies, determinándose como

Litsea guatemalensis, que fue la más abundante, lo cual coincide con reportes

anteriores, que es la especie de mayor distribución y endemismo del complejo laurel

para Guatemala. Únicamente en el volcán de Acatenango se encontraron dos árboles de

L. neesiana, lo cual constituye un primer reporte de localización de dicha especie para

este lugar, ya que no se había encontrado anteriormente (Isbele y Cleff, 1994; Cáceres,

2009).

Así mismo se adquirieron muestras comercializadas en la ciudad de Guatemala

en diferentes supermercados y droguerías de productos naturales y se detectó que la

gran mayoría comercializa L. guatemalensis, y algunas Laurus nobilis la cual importan

de Alemania y L. glaucescens que importan de México.

Se realizó la caracterización organoléptica describiendo color, olor, textura,

todos los especímenes de L. guatemalensis, presentaron una lámina elíptica con borde

ondulado, ápice acuminado y base cuneada, nervadura central de color verde-amarillo,

la mayoría glabra en el haz y poca pubescencia en el envés, fuertemente aromática y su

textura coriácea, lisa y lustrosa en el haz; en el caso de L. neesiana, se caracterizó por

una lámina elíptica con borde ondulada, nervadura central naranja tomentosa, el haz

ligeramente pubescente y el envés tomentoso, hoja coriacéa, con un aroma muy ténue.

La muestra identificada como L. nobilis presentó diferencias significativas en su

descripción morfoanatómica, confirmándose su identidad botánica, caracterizándose por

un olor diferente fuertemente cítrico; igualmente L. glaucescens, presentó grandes

diferencias, sobresaliendo la característica de la hoja totalmente glabra con una

nervadura central naranja.

La caracterización fisicoquímica, reveló que la muestra proveniente de Sololá

presentó el mayor porcentaje de cenizas totales y ácidas, las muestra comercializadas

presentaron cantidades bajas de cenizas, es decir no contienen metales pesados o

grandes cantidades de material inorgánico. En el caso de L. neesiana presentó mayor

cantidad de cenizas ácidas que L. guatemalensis proveniente de Sacaterpéquez, es de

hacer notar que esta muestra se localizó en el Volcán lo cual puede incidir en dicho

resultado.

Respecto a los rendimientos de extracción se la muestra proveniente de San

Miguel Dueñas presentó el mayor porcentaje con etanol (25.7%), mientras que L.

guatemalensis procedente de Baja Verapaz presentó el mayor rendimeinto en

diclorometano (26.1%). En general se determinaron mejores rendimientos con el

extracto etanólico lo cual lo hace más rentable para su industrialización.

La caracterización fitoquímica reveló la presencia de alcaloides, flavonoides,

esteroles, saponinas, sesquiterpenlactonas y cumarinas lo cual coincide con reportes

anteriores. Una revisión del género Litsea reporta la presencia de amidas, alcaloides,

87

flavonoides, esteroides, monoterpenos, triterpenos, sesquiterpenos, ácidos grasos,

lignanos, butanólidos y butenolactonas (Agrawal, N., et al., 2011).

De acuerdo a la caracterización del aceite esencial se observó una gran

variabilidad química, en la región de Sacatepéquez se identificó como componente

mayoritario el 1,8 cineol y presentó un rango en el número de compuestos de 42-63. En

las muestras de San Lucas se detectó 1,8 cineol (1-54%), limoneneo (4-35%), respecto a

las muestras comercializada en la ciudad de Guatemala se detectaron de 12 a 34

compuestos algunas de las muestras presentaron como mayoritarios el 1,8 cineol (hasta

un 45%), limoneno (7-16%). La muestra que presentó el mayor % de aceite esencial fue

L. nobilis con 1.5%, lo cual coincide con la literatura, en la muestra proveniente de

Sololá se identificó como mayoritario el limoneno con un 37%, difiere de las otras

muestras, además presentó muy baja cantidad de 1,8 cineol, al igual que la muestra

procedente de Baja Verapaz la cual presentó como mayoritario el tetrahidrolinalool

(57%).

Se observa una gran variabilidad química dependiendo del lugar de procedencia,

estado fenológico y ontológico de la muestra. La literatura reporta que el aceite esencial

de las hojas de Laurus nobilis presenta como constituyentes mayoritarios 1,8-cineol

(44.12%), eugenol (15.16%), sabineno (6.2%), 4-terpineol (3.60%), β-pineno (2.74%),

metileugenol (2.48%), α-terpineol (3.60%), β-pineno (2.05%) (Lin et al., 1990;

Baghdadi et al., 1993; Putievsky et al., 1994; Fiorini et al., 1997). En el caso de L.

glaucescens se reporta un rendimiento de aceite esencial de 0.22% presentando como

mayoritarios: 1,8-cineol (22-43%), sabineno (7-13%), terpinen-4-ol (2-10%), α-

terpineno (0.8-9%), acetato de α -terpinilo (3-7%), acetato de berilo (7%), α-pineno

(5%), sabineno y β-pineno (4%) (Tucker, et al., 1992) y el aceite esencial de L.

guatemalensis contiene 1,8-cineol (26%), α-terpineol (14%), linalol (10%), terpinen-4-

ol (6%) y 70 compuestos más (Vallverdú et al., 2005).

De acuerdo a algunos autores han reportado para Laurus nobilis como

mayoritario el 1,8-cineol el cual se ha presentado entre 27-60%, se considera un

constituyente importante para las características del sabor y aroma de la especie, el

linalool y eugenol son constituyentes importantes para el sabor de laurel y se ha

reportando concentraciones de (6-18%) los cuales varían dependiendo de la región, así

como β-cariofileno ha sido reportado en grandes cantidades en el laurel de Albania

(12% acetato de α-terpinilo y 1% de β-cariofileno) (Pino, J & Borges P, 1999).

El aceite esencial de L. glaucescens y L. guatemalensis tiene el olor

característico pero difiere en su composición química, contiene diez compuestos más

que L. nobilis y hay 17 compuestos en común entre ambas especies (Cáceres, 2009).

En estudios previos se había reportado el aceite esencial de L. guatemalensis

presentando como mayoritarios 1,8-cineol (26-49.6%), α-terpineol (14%), linalol (10%),

terpinen-4-ol (6%) y 70 compuestos más (Svoboda and Parks, 1950; Vallverdú et al.,

2005). Se realizó un estudio del aceite esencial presentando el mayor rendimiento L.

glaucescens (1.30%) comparado con L. guatemalensis (0.85%), se identificaron como

componentes mayoritarios 1,8 cineol y linalool en las dos especies (Ortiz, 2005). Otro

estudio demuestra que las hojas de L. guatemalensis colectadas en San Lucas

Sacatepéquez, presentaron un porcentaje de rendimiento de aceite esencial de 0.70,

identificando nueve constituyentes siendo el compuesto mayoritario 1,8-cineol

(61.34%) (Cruz et al., 2008).

88

La evaluación de la actividad biológica reveló que el aceite esencial presentó

importante actividad larvicida, principalmente en el primer estadio y una moderada

actividad citóxica.

Al evaluar la actividad antioxidante se observó la mayor actividad en los

extractos etanólicos sobre todo de L. guatemalensis procedente de la región de

Sacatepéquez (IC 50 de 0.87mg/mL).

Estudios publicados han reportado que extractos metanólicos de Litsea cubeba

han demostrado actividad antioxidante por tres diferentes pruebas (DPPH,

peroxidasa/guaiacol y ABTS) comparable con α-tocoferol y ácido ascórbico.

Compuestos fenólicos de la corteza de L. monopetala han mostrado actividad

antioxidante de 1.90 mmol Trolox/g a 7.06 mmol Trolox/g (Agrawal, et al., 2011).

La actividad antibacteriana fue importante contra M. smegmatis y B. subtilis,

además se presentó mayor actividad en los extractos etanólicos que en los

diclorometánicos. Al igual que los extractos los aceites esenciales presentaron actividad

antibacteriana contra las dos bacterias mencionadas a 7.5 µL.

Respecto a la actividad farmacológica se ha reportado para laurel actividad

moderada contra C. albicans (Cáceres, et al., 1991), y actividad antimicrobiana en

extractos metanólicos de L. neesiana y L. glaucescens contra S. aureus y E. coli

(Meckes et al., 1995), y extractos etanólicos de L. guatemalensis han reportado

actividad contra M. smegmatis a 0.25 mg/mL y S. aureus y S. typhi a 1mg/mL, el aceite

esencial procedente de San Lucas Sacatepéquez no había reportado actividad (Cruz et

al., 2008).

89

PARTE IV

IV.1 CONCLUSIONES

4.1 Se evaluó la composición fitoquímica y la actividad biológica de aceites y extractos

del complejo de especies de laurel distribuidas en Guatemala para su aprovechamiento a

nivel industrial en la producción de aromas y/o fitomedicamentos.

4.2 Se colectaron y geoposicionaron tres especies de laurel (Litsea gluacescens, L.

guatemalensis y L. neesiana) distribuidas en Sacatepéquez, Sololá y Baja Verapaz y se

caracterizó la materia prima mediante ensayos organolépticos y fisicoquímicos.

4.3 Se identificaron tres especies comercializadas como laurel en la ciudad de

Guatemala Laurus nobilis, Litsea guatemalensis y L. glauscecens, caracterizando su

aceite esencial y extractos mediante ensayos organolépticos y fisicoquímicos.

4.4 Se determinaron los parámetros fisicoquímicos de las muestras analizadas,

reportando para cenizas totales la región de Sacatepéquez un promedio de 4% y para

cenizas insolubles en ácido 1.18%.

4.5 La muestra de L. guatemalensis proveniente de Sololá y L. neesiana presentaron la

mayor cantidad de cenizas ácidas 3.88 y 3.27% respectivamente.

4.6 La especie que presentó mayor rendimiento en la extracción etanólica fue L.

guatemalensis colectada en San Miguel Dueñas (25.70%); mientras que para la

extracción con diclorometano, el mayor rendimiento obtenido fue L. guatemalensis

colectada en Baja Verapaz (26.1%).

4.7 Se caracterizaron los metabolitos secundarios en las muestras detectando

flavonoides, saponinas, alcaloides, cumarinas, esteroides, sesquiterpenlactonas según

las pruebas macro y semimicro y cromatografía en capa fina.

4.8 Se determinó que las muestras colectadas de L. guatemalensis en la región de Cerro

Alux, San Lucas Sacatepéquez presentaron un rendimiento promedio de aceite esencial

de 0.5 %, como componentes mayoritarios se identificaron el 1,8-cineol (1.15-54.34%),

limoneno (4.7-35.24%), tetrahidrolinalool (10.29-24.83%).

4.9 En la región de Milpas Altas se presentó un rendimiento promedio de aceite esencial

de 0.63%, como compuestos mayoritarios se identificaron el 1,8-cineol (58.83%),

tetrahidrolinalool (9%) y -terpineol (8.55%).

4.10 En la región de Magadalena Milpas Altas se presentó el aceite con mayor número

de compuestos (43).

4.11 En la población de L. guatemalensis colectada en San Miguel Dueñas se determinó

un rendimiento promedio de aceite esencial de hojas de 0.75% para árboles adultos, los

cuales presentaron como componentes mayoritarios 1,8-cineol (59.39%),

tetrahidrolinalool (6.66%) y p-metoxicinamaldehído (5.22%), se presentaron de 42 a 63

compuestos en las muestras analizadas.

90

4.12 Las muestras de L. guatemalensis encontradas se determinó un promedio del

rendimiento de aceite esencial de 0.8%, los componentes mayoritarios fueron 1,8-cineol

(0.5-45%), limoneno (7-16%), tetrahidrolinalool (5-11%), α-terpineol el cual se

presentó en una muestra (33%), mirtenol (5-9%) y p-metoxicinamaldehído (9%), se

detectaron de 12 a 34 compuestos presentes en las muestras.

4.13 En la muestra de hojas de L. glaucescens se presentó un rendimiento del 0.90%,

presentando un total de 42 compuestos, como mayoritarios se identificó el 1,8-cineol

(68%), - terpineol (7%), tetrahidrolinalool (5%).

4.14 En la muestra de Laurus nobilis se determinó un rendimiento de aceite esencial de

1.5%, detectándose un total de 20 compuestos siendo los mayoritarios 1,8-cineol (62%),

acetato de -terpinilo y tetrahidrolinalool (2%)

4.15 En la muestra de L. guatemalensis colectada en Sololá se presentó un rendimiento

del 0.6%, detectándose 18 compuestos siendo los compuestos mayoritarios el limoneno

(37%), tetrahidrolinalool (27%) y carvona (13%), presentó muy baja cantidad de 1,8-

cineol (1.15%), lo cual difiere del patrón presentado en las muestras de Sacatepéquez y

las comercializadas en la ciudad de Guatemala.

4.16 En la muestra colectada de L. guatemalensis de Baja Verapaz se determinó un

rendimiento de aceite esencial de 0.83%, detectándose un total de 20 compuestos,

siendo los mayoritarios el tetrahidrolinalool (57%), p-metoxicinamaldehído (10%) y

tetrahidrocitroceleno (5%). Presentó un 2% de 1,8-cineol.

4.17 Se evaluó la actividad larvicida contra 4 estadios de Anopheles albimanus y Aedes

aegypti presentando actividad mayormente los extractos diclorometánicos de L.

guatemalensis procedentes de San Lucas Sacatepéquez.

4.18 Se determinó que el segundo estadío presenta mayor susceptibilidad a la acción de

los extractos de las especies estudiadas sin importar su naturaleza y vehículo.

4.19 Las muestras comercializadas en Guatemala de L. guatemalensis presentaron la

menor dosis letal media contra el primer estadio de A. aegypti.

4.20 Se determinó la citotoxicidad contra Artemia salina en los aceites mostrando la

menor dosis letal media el aceite de L. guatemalensis procedente de San Miguel

Dueñas.

4.21 Se determinó la actividad biológica en los extractos y aceites del complejo laurel,

presentando todas las muestras actividad antioxidante por cromatografía en capa fina.

4.22 Los extractos etanólicos que presentaron mayor actividad antioxidante fueron de L.

guatemalensis procedente del Cerro Alux (IC50 de 0.87 mg/ml) y Magdalena Milpas

Altas Sacatepéquez (IC50: 0.88 mg/mL).

4.23 Los extractos diclorometánicos que presentaron mayor actividad fueron L.

guatemalensis procedente de Baja Verapaz (IC50: 7.48) y Magdalena Milpas Altas,

Sacatepéquez (IC50: 7.28 mg/mL).

91

4.24 Se realizó la cuantificación de los fenoles totales en los extractos secos de Laurel,

en donde se pudo observar que los extractos 1E, 3E y 11E son los que mayor cantidad

de compuestos fenólicos en base a ácido gálico están presente en los diferentes

extractos.

4.25 Se evaluó la actividad antibacteriana en los extractos, de las siete bacterias

analizadas la mayoría de los extractos presentaron actividad antimicrobiana contra

Mycobacterium smegmatis y Bacillus subtilis.

4.26 Los extractos que presentaron la mejor actividad contra M. smegmatis fue el 21 E y

el 22 E, mientras que para B. subtilis fue el 17E, 19E y 21 E, contra S. aureus y E. coli

fue el 16 D.

4.27 Solo tres extractos presentaron una actividad significante contra C. albicans, el que

mejores resultados dio fue el extracto 16D dando un CIM de 0.5mg/ml.

4.28 Los aceites esenciales presentaron actividad contra las bacterias M. semegmatis y

B. subtilis a 7.5µL y ninguno de los aceites presentaron actividad contra C. albicans.

4.29 Se realizó una revisión del género y se establecieron los parámetros de calidad

mediante ensayos organolépticos y fisicoquímicos para la propuesta de monografía de la

especie Litsea guatemalensis y L. glaucescens.

4.30 Se realizó la divulgación de la importancia, composición química y actividad

biológica de la especie en eventos nacionales e internacionales y se publicaron dos

artículos en revistas indexadas.

4.31 Se demostró que existen diferencias en la composición química del aceite esencial

dependiendo el lugar de colecta y se presentan diferencias de actividad biológica

dependiendo el tipo de extracto evaluado.

92

IV.2 RECOMENDACIONES

4.2.1 Realizar particiones con disolventes de diferente polaridad y fraccionar los

extractos que presentaron actividad biológica significativa.

4.2.2 Extraer el aceite esencial a escala piloto para evaluar la factibilidad de

industrialización.

4.2.3 Aislar los metabolitos secundarios y evaluar su actividad biológica.

4.2.4 Evaluar la actividad antioxidante mediante otras técnicas para explicar el

mecanismo de los extractos activos.

4.2.5 Determinar la actividad insecticida contra otras larvas que afectan cultivos

agrícolar para explorar otros usos del aceite esencial y extractos de laurel.

4.2.6 Evaluar otras actividades in vivo para detectar otra líneas de investigación para la

aplicación medicinal o cosmética del laurel.

4.2.7 Proponer el desarrollo de productos a base de extractos y aceites de laurel para su

aprovechamiento agroindustrial.

93

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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