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CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT-

SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –SENACYT-

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –FONACYT-

FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS Y FARMACIA

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

INFORME FINAL

Evaluación de la contaminación del aire por hongos microscópicos en algunos

museos, herbarios y colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala.

PROYECTO FODECYT No. 28-2011

Karin Larissa Herrera Aguilar, Ph.D.

Investigadora principal

GUATEMALA, 03 SEPTIEMBRE DE 2012

AGRADECIMIENTOS

La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del

Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría

Nacional de Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y

Tecnología -CONCYT-. (FODECYT 28-2011).

OTROS AGRADECIMIENTOS

A la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia por su apoyo para la realización de este

proyecto FODECYT 28-2011.

A la Licda. María del Carmen Bran de la Micoteca “Lic. Rubén Mayorga Peralta

MICCG” de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San

Carlos de Guatemala.

Al Ing. Ing. Mario Véliz y la Licda. Rosalito Barriosencargados del Herbario BIGU de la

Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de

Guatemala.

A la Licda. Carolina Rosales del Index seminum y del Herbario USCG de la Facultad de

Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala.

A la Licda. Maura Estrada de la Sección de Macrohongos del Herbario BIGU de la

Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de

Guatemala.

A la Licda. Lucia Prado del Museo de Historia Natural -MUSHNAT- de la Facultad de

Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala.

A la Licda. Gladis Barrios del Museo de la Universidad de San Carlos de Guatemala -

MUSAC-.

Al Lic. Rocael Barrera del Museo de la Universidad de San Carlos de Guatemala -

MUSAC-.

Al Lic. Roberto Cáceres por su valiosa colaboración y apoyo en la caracterización

microscópica de las cepas fúngicas aisladas a lo largo de esta investigación.

Al Lic. Federico Nave por su valiosa colaboración y apoyo con la realización del análisis

estadístico con los datos obtenidos a lo largo de esta investigación.

A los Brs. Alejandra Martínez, Oscar Fuentes, César De León, Josué Reyes, José Abdo,

Maritza Moreno y Julio Paxtor estudiantes colaboradores de la Facultad de Ciencias

Químicas y Farmacia.

EQUIPO DE INVESTIGACION MULTIDISCIPLINARIO

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

Karin Larissa Herrera Aguilar

Química Bióloga.

Dra. Ciencia Política y Sociología de la Universidad Pontificia de Salamanca, España.

MSc. Estudios Ambientales, Universidad del Valle de Guatemala, Guatemala.

Profesora Titular VII de los cursos de Control Microbiológico de Alimentos, Cosméticos

y Medicamentos y Análisis y Control Microbiológico de Procesos Industriales para

estudiantes de Química-Biológica.

Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.

Investigadora Principal.

Oscar Manuel Cóbar Pinto

Químico Farmacéutico.

Dr. Química Orgánica con especialización en Química de Productos Naturales Marinos.

Universidad de Puerto Rico, USA.

Decano de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.

Investigador asociado.

Ana Rosalito Barrios Solís

Bióloga.

Directora Escuela de Biología, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.

Profesora Titular IV del curso de Biología General en el área básica, Facultad de

Ciencias Químicas y Farmacia.

Investigadora asociada.

Wendy Alejandra Chamalé Contreras

Química Bióloga

MA Administración Industrial y Empresas de Servicios, Universidad de San Carlos de

Guatemala, Guatemala.

Profesional de laboratorio, Laboratorio Microbiológico de Referencia -LAMIR -,

Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.


Heidi Karina Piérola Kyllmann

Biológa.

MSc. Formulación y Evaluación de Proyectos, Universidad de San Carlos de Guatemala,

Guatemala.


Jeimy Alexandra Quan Lam

Br. Ciencias y letras.

Estudiante Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, Universidad de San Carlos de

Guatemala.

Auxiliar de investigación.

Julio César Maas Mo

Br. Ciencias y letras.

Técnico de Laboratorio, Laboratorio Microbiologico de Referencia -LAMIR -, Facultad

de Ciencias Químicas y Farmacia.

Auxiliar de Investigacion

ÍNDICE

RESUMEN i

SUMMARY ii

GLOSARIO iii

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN 1

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 3

I.2.1 Antecedentes 3

I.2.2 Justificacion 5

I.3 OBJETIVOS 7

I.3.1. Objetivos

I.3.1.1 General 7

I.3.1.2 Específicos 7

I.4 METODOLOGÍA 8

I.4.1 Plan de muestreo 8

I.4.2 Variables 9

I.4.3 Indicadores 9

I.4.4 Estratergia metodológica 10

I.4.5 El método 10

I.4.6 La técnica estadística 12

PARTE II

MARCO TEÓRICO 13

PARTE III

III. RESULTADOS 28

III. 1 Discusión de resultados 76

PARTE IV

IV.1 CONCLUSIONES 103

IV.2 RECOMENDACIONES 105

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 106

IV.4 ANEXOS 114

PARTE V

V.1 INFORME FINANCIERO 269

V.2 CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES 270

Gráficos ÍNDICE DE GRÁFICOS Pág.

Gráfico1 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor

contaminación en ambiente interior y exterior en el BIGU

29

Gráfico 2 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor

contaminación en ambiente interior y exterior en la sección de

macrohongos del herbario BIGU.

30


contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca Licenciado

Ruben Mayorga Peralta, MICG.

31


contaminación en ambiente interior y exterior en el Index seminum.

32


contaminación en ambiente interior y exterior en el herbario de la USCG.

33


contaminación en ambiente interior y exterior en el MUSHNAT.

34


contaminación en ambiente interior y exterior del MUSAC

35

Gráfico 8 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en

UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en el ambiente

interior y exterior en el herbario BIGU durante los meses

muestreados

37


UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente

interior y exterior en la sección de macrohongos del BIGU durante

los meses muestreados

38



interior y exterior en la Micoteca Licenciado Ruben Mayorga

Peralta, MICG. durante los meses muestreados

39



interior y exterior en el Index seminum durante los meses

muestreados

40



interior y exterior en el herbario USCG durante los meses

muestreados

41



interior y exterior en el MUSHNAT durante los meses muestreados

42



interior y exterior en la biblioteca del MUSAC durante los meses

muestreados

43



interior y exterior en el MUSAC durante los meses muestreados

44

Gráfico 16 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo

en el exterior del herbario BIGU

45


en el aire interior del herbario BIGU

45

Gráfico 18 Variación de géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses

de muestreo en el aire exterior de la sección de macrohongos del BIGU

46


en el aire interior de la sección de macrohongos del BIGU

47


en el aire exterior de la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta,

MICG.

47


en el aire interior en la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta,

MICG.

48


en el aire exterior del Indexseminum

48


en el aire interior del Indexseminum

49

Gráfico 24 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis

meses de muestreo en el aire exterior del herbario USCG

49


en el aire interior del herbario USCG

50


en el aire exterior del MUSHNAT

51


en el aire interior del MUSHNAT

51


meses de muestreo en el aire exterior del MUSAC

52


meses de muestreo en el aire interior del MUSAC

52

Gráfico 30 Comparación entre Herbarios y Museos con relación a la carga fúngica en

UFC/m3

72

Gráfico 31 Comparación del ambiente interior y ambiente exterior de los locales

muestreados a lo largo de la investigación

73

Gráfico 32 Variación de la carga fúngica presente en los locales muestreados con

respecto a los meses en que se llevo a cabo la investigación

74

Gráfico 33 Comparación de ambiente interior y ambiente exterior y el tipo de local

(herbario o museo)

75

CUADROS ÍNDICE DE CUADROS Pág.

Cuadro 1 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor


28


contaminación en ambiente interior y exterior en la sección de

macrohongos del herbario BIGU

29


contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca

Licenciado Rubén Mayorga Peralta, MICG.

30


contaminación en ambiente interior y exterior en el Index seminum

31


contaminación en ambiente interior y exterior en el herbario de la

USCG

32


contaminación en ambiente interior y exterior en el MUSHNAT

33



34

Cuadro 8 Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente interior

de cada uno de los locales muestreados en el período de octubre de

2011 a marzo 2012

36

Cuadro 9 Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente exterior

de cada uno de los locales muestreados en el período de octubre de

2011 a marzo 2012

36

Cuadro 10 Especies del género Penicillium aisladas e identificadas en los

muestreos

53

Cuadro 11 Especies del género Cladosporium aisladas e identificadas en los

muestreos

53

Cuadro 12 Especies del género Aspergillus aisladas e identificadas en los

muestreos

53

Cuadro 13 A Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de

aparición en los muestreos

54

Cuadro 13B Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de


55

Cuadro 13 C Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de


56

Cuadro 13 D Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de


57

Cuadro 14 Pregunta No. 1 “Edad del personal estable en cada lugar muestreado” 58

Cuadro 15 Pregunta No. 2 “Nivel académico presentado por el personal estable en

cada lugar muestreado”

59

Cuadro 16 Pregunta No. 3 “¿Cuál es el tiempo que tiene el personal estable

laborando en cada lugar muestreado?”

60

Cuadro 17 Pregunta No. 4 “La temperatura en su área de trabajo produce” 61

Cuadro 18 Pregunta No. 5 “La humedad en su área de trabajo produce” 61

Cuadro 19 Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en

su área de trabajo?/ Afección ocular”

62


su área de trabajo?/ Afección nasal”

63


su área de trabajo?/ Afección de garganta”

64


su área de trabajo?/ Afección respiratoria”

65


su área de trabajo?/ Afección cutánea”

66


su área de trabajo?/ Afección similar a la gripe”

67

Cuadro 25 Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales 68

Cuadro 25A Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales 69

Cuadro 26 Géneros fúngicos identificados con mayor frecuencia durante los

muestreos

70

Cuadro 27 Análisis de varianza de anidado por tipo, lugar, ambiente y muestreo 71

i

RESUMEN

Se llevó a cabo la determinación de la calidad del aire en museos, herbarios y

colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala. Los lugares muestreados son

el Museo de la Universidad de San Carlos -MUSAC- , Museos de Historia Natural -

MUSHNAT-, Index seminum, el Herbario de la Universidad de San Carlos -USCG- , la

Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta, Micoteca de Guatemala -MICG-, el

Herbario BIGU y la sección de macrohongos del BIGU. La metodología utilizada fue la

técnica volumétrica por impactación, a fin de recolectar los hongos microscópicos

contenidos en el aire y su posterior identificación mediante la preparación en fresco,

observación al microscopio y el uso de API para identificación de levaduras.

Los resultados obtenidos indican que la mayor concentración fúngica en el ambiente

exterior para el Herbario BIGU fue de 2790 UFC/m3, para el Herbario USCG fue de

3580 UFC/m3 y para el Index seminum 1860 UFC/m

3. En cuanto a museos los valores de

la mayor carga fúngica fueron de 1630 UFC/m3 para el MUSHNAT, 1010 UFC/m

3 para

la biblioteca del MUSAC y 800 UFC/m3 para el resto del MUSAC. Por último, las

micotecas presentaron valores de 1780 UFC/m3 para la Micoteca Licenciado Rubén

Mayorga Peralta, -MICG- y 2790 800 UFC/m3 para la sección de macrohongos del

BIGU. La contaminación del aire del ambiente interior de herbarios, museos y micotecas,

registró niveles máximos de 1450 UFC/m3 para el Herbario BIGU, 2300 UFC/m

3 para el

Index seminum, 300 UFC/m3

en el Herbario USCG. Con relación a los museos los valores

fueron de 1080 UFC/m3 para la biblioteca del MUSAC, 2850 UFC/m

3 en el MUSHNAT,

840 para el resto del MUSAC. Por último, las micotecas presentaron valores de 1630

UFC/m3 en la sección de macrohongos del BIGU y 1270 UFC/m

3 para la Micoteca

Licenciado Ruben Mayorga Peralta, -MICG-.

Se logró la caracterización de 16 géneros y 25 especies fúngicas. Los hongos

predominantes en ambos ambientes durante los meses muestreados fueron Penicillium sp,

Cladosporium sp y Aspergillus sp. Aislándose géneros fúngicos de gran importancia por

su acción celulolítica y fitopatógena, tales como Aspergillus sp., Penicillium sp.,

Fusarium sp. yPaecilomyces sp. Se creó un cepario, con los géneros mencionados

anteriormente, aplicando la técnica de conservación en aceite mineral. Debido a la falta

de procedimientos de limpieza en los sitios muestreados, se realizó un censo mensual al

personal de las instituciones. Esta proporcionó información general del personal,

ambiente de trabajo y de las afecciones de salud, asociadas a la presencia de hongos como

Aspergillus sp., Penicillium sp., Cladosporium sp., entre otros. Con base a esto y a los

resultados obtenidos del muestreo se elaboró una guía que contiene información de

procedimientos de limpieza y bioseguridad acorde a la infraestructura y materia prima de

cada establecimiento.

ii

SUMMARY

A study was conducted to determine the air quality in museums, herbariums and

collections of scientific interest in Guatemala. The places that were sampled are Museo de

la Universidad de San Carlos -MUSAC- , Museos de Historia Natural -MUSHNAT-,

Index seminum, the herbarium Universidad de San Carlos -USCG- , la Micoteca

Licenciado Rubén Mayorga Peralta, Micoteca de Guatemala -MICG-, the herbarium

BIGU and macro fungus section of BIGU. The methodology used was the volumetric

technique by impaction; the objective was to collect microscopic funguses that are

contained in the environment and their subsequent identification by fresh preparation

technique, microscopic observation and the use of API for the yeast identification.

The results shown that must fungical concentration in the external environment for

BIGU herbarium was 2790 UFC/m3, USCG herbarium showed values of 3580 UFC/m

3

and Index seminum 1860 UFC/m3. Museums showed different values; 1630 UFC/m

3 for

MUSHNAT, 1010 UFC/m3 for the library of MUSAC and 800 UFC/m

3 for MUSAC.

Finally Micoteca Licenciado Ruben Mayorga Peralta presented 1780 UFC/m3, -MICG-

and the macro fungus section of BIGU showed 2790 800 UFC/m3. Air contamination in

internal environment of museums and herbariums register maximum levels of 1450

UFC/m3 for BIGU herbarium, 2300 UFC/m

3 for Index seminum, 300 UFC/m

3 for USCG

herbarium. Museums showed levels of 1080 UFC/m3 for the library of MUSAC, 2850

UFC/m3

for MUSHNAT and 840 for MUSAC. Finally the macro fungus section of BIGU

presented 1630 UFC/m3 and Micoteca Licenciado Ruben Mayorga Peralta, -MICG-, 1270

UFC/m3.

Characterization of 16 genera and 25 fungical species was achieved. Predominant

genera in both environments during the sampled moths were Penicillium sp,

Cladosporium sp. y Aspergillus sp. Fungical genera such as Aspergillus sp., Penicillium

sp., Fusarium sp. and Paecilomyces sp. associated with cellulolytic and phytopathogenic

action were also isolated. These could be risky for botanical and bibliographies

collections that are sheltered in these places. A culture collection, with the genera

mentioned above, was created, applying the conservation technique in mineral oil.

Due to lack of cleaning procedures in the sampling sites, a monthly survey to staff

working in institutions was conducted. This survey provided general information about

staff, working environment and health conditions, associated with the presence of

funguses such as Aspergillus sp., Penicillium sp., and Cladosporium sp. Based on this and

the results of sampling a guide was developed; it contains specific information on

cleaning procedures and biosafety, according to the infrastructure and raw materials of

each establishment.

iii

GLOSARIO

1. Aerobiología: rama de la ciencia concerniente a la contaminación biológica del aire.

2. Aerosol: gas o aire enriquecido con sustancias sólidas o líquidas y capaces de

mantener partículas en suspensión durante un tiempo prolongado. Este concepto se

asimila también al smog, la neblina, los productos en spray, la mezcla aire-residuos de

la combustión de residuos, etc.

3. Agar: material igual a la gelatina derivado de algas y usado para solidificar medio

líquido; término aplicado también al medio mismo.

4. Aire: uno de los medios en que se desenvuelve el ecosistema suele utilizarse como

sinónimo de la capa de atmósfera en contacto con la superficie terrestre. Es una

mezcla de gases que, al parecer, han evolucionado en los últimos millones de años

hasta su composición actual. Sus componentes naturales básicos son el nitrógeno, el

oxígeno, algunos otros gases inertes o nobles y componentes variables como el

dióxido de carbono y el vapor de agua.

5. Aire exterior (ODA) (Outdoor air): aire que entra en el sistema procedente del

exterior antes de cualquier tratamiento.

6. Aire interior (IDA) (lndoor air): aire tratado en el local o en la zona.

7. Aislamiento: un cultivo microbiano puro, separado de su origen natural; (v.) remover

del suelo o de material hospedante e inducir el crecimiento en cultivo puro

8. Alérgeno: sustancia que provoca una alergia p. ej. polvo, polen.

9. Ambiente: región, alrededores y circunstancias en las que se encuentra un ser u

objeto. El ambiente de un individuo comprende dos tipos de constituyentes: 1. El

medio puramente físico o abiótico, en el cual él existe (aire, agua) y 2. El componente

biótico que comprende la materia orgánica no viviente y todos los organismos, plantas

y animales de la región, incluida la población específica a la que pertenece el

organismo *La totalidad de cada una de las partes de un ecosistema sistema

ecológico, interpretadas todas como elementos interdependientes o entornos más

circunscriptos, ambientes naturales, agropecuarios, urbanos y demás categorías

intermedias. Condiciones y circunstancias que rodean a las personas, animales o

cosas. *El conjunto de los alrededores y las condiciones en que opera una

organización, el cual incluye los sistemas vivos. Como el impacto ambiental de la

organización podría alcanzar varias regiones, en este contexto el ambiente se extiende

desde el lugar de trabajo hasta el resto del planeta.

10. Biodeterioro:es un cambio no deseado e irreversible de las propiedades de los

materiales, debido a la actividad de microorganismos u organismos pertenecientes a

distintos grupos sistemáticos

11. Calidad del aire ambiente: estado del aire ambiente según lo indique su grado de

contaminación.

12. Clima:conjunto de factores y fenómenos atmosféricos y meteorológicos que

caracterizan una región.

iv

13. Espora: estructura reproductiva de hongos, bacterias y criptógamas en general.

14. EPA: siglas en inglés de Enviromental Protection Agency, Agencia de Protección

Ambiental, organismo a nivel federal de los Estados Unidos.

15. Hifas: filamentos que constituyen los talos fúngicos.

16. Hongos: organismo simple (anteriormente considerado una planta) carente del

pigmento verde clorofila.

17. Medio selectivo (selective medium): un medio de cultivo adecuado para el

aislamiento de uno o varios tipos de microorganismos; medio selectivo para formas

(strains) de Penicillium sp. resistentes a fungicidas.

18. Micelio: masa de hifas constituyendo el cuerpo (talo]) de un hongo; Rhizoctonia

solani micelio estéril (sterile mycelium) micelio que no produce estructuras

reproductivas.

19. Micoflora: (sin. micota) hongos característicos en un ambiente.

20. Micologia (mycology): el estudio de los hongos.

21. Microorganismo: también llamado Microbio u organismo microscópico, es un ser

vivo que sólo puede visualizarse con el microscopio.

22. Monitoreo del aire: sistema de observaciones ambientales sobre los cambios del

ambiente natural y de la atmósfera debidos a la actividad del hombre. Sirve como

fuente fundamental de información uni o multidisciplinaria sobre el estado actual del

entorno. En un sentido amplio, este término designa las mediciones repetidas

destinadas a seguir la evolución de un parámetro durante un intervalo de tiempo. En

un sentido más restrictivo se aplica a la medida regular de niveles de contaminantes

respecto de una norma, o para evaluar la eficacia de un sistema de regulación y de

control.

23. Mycelia sterilia: hongos Imperfectos que no tienen esporas, excepto en algunos

casosclamidosporas.

24. Patogénesis (pathogenesis): producción y desarrollo de una enfermedad.

25. Patogenicidad (pathogenicity): habilidad de causar enfermedad.

26. Patógeno:(adj. patogénico) [pathogen: (adj. pathogenic)] un organismo u agente que

causa enfermedad.

27. Placa de aislamiento (isolation plate): una placa de laboratorio en la cual un

patógeno microbiano es desarrolladolejos de su substrato natural en orden de que se

pueda obtener un cultivo purodel organismo.

28. Suelo: capa superior de la tierra donde se desarrollan los vegetales; es un gran

depósito de agua y nutrientes.

29. UFC: unidades formadoras de colonia.

1

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN

Los hongos microscópicos son componentes normales de ambientes externos y de

ambientes internos. Actualmente, se conoce que el aire presente en los ambientes

exteriores puede ser la fuente de contaminación fúngica de los ambientes internos. A su

vez, muchos de estos últimos pueden servir como sitios de amplificación para el

crecimiento de los hongos. Así, cuando se presenta una alta humedad, las esporas pueden

germinar y el hongo puede crecer produciendo miles de nuevas esporas que utilizan la

materia orgánica de esos sitios (Yang y Johanning, 1997, pp. 56,67).

La mayoría de los hongos presentes en los ambientes internos son saprofíticos,

porque, ellos obtienen lo que necesitan para su metabolismo de materiales muertos,

materia orgánica o sustratos como madera, papel, pintura, suelo, polvo, piel y alimentos

(Albright, 2001, pp. 26, 28).

Diversos estudios realizados por la Agencia de Protección Medio-ambiental de los

Estados Unidos (EPA) sobre la exposición a contaminantes del aire indican que en el aire

del interior de recintos cerrados los niveles de contaminación son de entre 2 a 5 y en

algunos casos 100 veces más concentrados que los niveles presentes en el aire exterior

(EPA, 2005).

En la calidad del ambiente atmosférico interior inciden factores físicos (temperatura,

humedad relativa, corrientes de aire, etc.), factores químicos (concentración de gases por

ejemplo: dióxido de carbono, monóxido de carbono, dióxidos de azufre, radón, etc.) y

factores microbiológicos. Además el grado de contaminación microbiana en estos

ambientes está influenciado por: la frecuencia de ventilación, el número de personas

presentes en la sala, la naturaleza y el grado de las actividades que las mismas

desempeñan (Berlongieri, 1999, pp 45, 48).

No hay un cierto nivel de los hongos ambientales que puede ser considerado como

seguro. Esto depende de la concentración fúngica en los ambientes externos y de los

tipos de esporas presentes en el ambiente interno. Cada oficina, cada edificio o cada casa

deben ser considerados como un caso separado y único. Generalmente, la contaminación

fúngica de los ambientes internos es menor que la presente en los externos (Berlongieri,

1999, pp 45, 48). Klanova estableció que la concentración de hongos en ambientes

internos por encima de 2.000 UFC/m3, puede ser considerada como un factor de riesgo

serio para la salud de los ocupantes.

2

Los herbarios y museos o simplemente colecciones, como un ambiente interno, son

lugares aptos para el desarrollo y mantenimiento de estos microorganismos que pueden

causar daño sobre los libros, colecciones, documentos, y algo más.

El objetivo de este proyecto es analizar los hongos presentes en los herbarios y museos.

3

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

I.2.1. Antecedentes en Guatemala

Tanto las colecciones culturales como las colecciones biológicas representan parte del

patrimonio de un país o región, ya que constituyen un archivo histórico de utilidad

múltiple que proporciona información base para estudios de diversas índoles formando

parte fundamental en el conocimiento cultural y de diversidad biológica siendo de

beneficio para toda la sociedad.

En la actualidad las colecciones afrontan problemas de deterioro presentes de manera

natural por agentes de diversa procedencia, técnicas inadecuadas de manejo de los

ejemplares y el descuido en su ambiente de almacenamiento quedando expuesto a

diferentes tipos de microorganimos, todos estos factores reducen la vida útil y limitan la

conservación de los mismos. Los hongos microscópicos han sido utilizados como

parámetro para evaluar la calidad del medio ambiente, ya que se consideran un

componente del mismo, muchas de las esporas fúngicas han sido consideradas como

responsables de causar biodeterioro en diferentes tipos de colecciones, siendo estas

influenciadas por parámetros ambientales como la temperatura, humedad, corrientes de

aire y factores como la limpieza, edad y condiciones del establecimiento. La presencia de

estos tiene una relación directa con la salud del personal afectando con mayor frecuencia

el sistema respiratorio (Medina, Alihomar, Herrera, Perozo, González, 1999).

Las instituciones participantes en este estudio se ven afectadas por las condiciones

inadecuadas de infraestructura que presentan la mayoría, por las deficiencias en la

ventilación y la limpieza, así como por el número de personas que frecuentan o visitan

estas colecciones, ya que como se ha indicado el aire exterior es un factor determinante en

la contaminación del aire interior, lo que contribuye a la diseminación de esporas,

ocasionando daños, tanto para los especímenes que ahí se albergan como para el personal

(Sanfeliu y Jordán, 2005, p. 383).

En Guatemala, se han realizado varios estudios de la calidad del aire con relación a la

presencia de sustancias contaminantes, sin embargo en cuanto a la contaminación

microbiológica son pocos los proyectos que se han realizado previamente. Dentro de ellos

se encuentran: el proyecto FODECYT 40-2007, que trató sobre la calidad micológica del

aire y el impacto del mismo sobre el ambiente exterior e interior de diferentes áreas de la

Universidad de San Carlos de Guatemala, y el FODECYT 02-2008 sobre la calidad

micológica y bacteriológica del aire en cuatro laboratorios (LAFYM, LAMIR,

EMPAGUA y AMSA), este estudio fue dirigido al análisis de los riesgos para la salud a

los que se enfrenta el personal de esos laboratorios. En ambos proyectos se obtuvo

4

información importante que contribuyó a generar manuales sobre limpieza y desinfección

y bioseguridad específicos para cada uno de los lugares muestreados.

El FODECYT 40-2007,consistió en el estudio de la calidad micológica del aire de

ocho locales, de los cuales siete se ubicaron dentro del campus de la Universidad de San

Carlos de Guatemala, zona 12 (Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR-,

Laboratorio de Investigación de Productos Naturales-LIPRONAT-, Decanatura,

Laboratorio de Alimentos, Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB-,

Rectoría, y Biblioteca Central) y uno se ubicó en el Centro de Información y Atención

Toxicológica-CIAT, en la antigua Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia USAC,

zona 1. Se realizaron siete muestreos periódicos mensuales, en los que se aislaron y

caracterizaron los géneros fúngicos predominantes en los muestreos, según su frecuencia

de aparición en cada época (seca y lluviosa). También se señaló a los locales que

presentaron mayor contaminación fúngica en el aire a lo largo del estudio (Herrera,

2007).

En el FODECYT 02-2008 se hizo necesario establecer el impacto de la calidad del

aire de los laboratorios del personal de los mismos. Se realizó el estudio de la calidad

microbiológica del aire en cuatro laboratorios, tres de ellos ubicados en la ciudad de

Guatemala (LAMIR, EMPAGUA y LAFYM), y uno ubicado en Bárcenas Villa Nueva

(AMSA). Se observó que la falta de un procedimiento de limpieza y desinfección

adecuada, influyó en la carga fúngica y bacteriana presente en los cuatro laboratorios.

Los estudios realizados en Guatemala sobre la calidad microbiológica del aire se han

basado en el establecimiento de varios puntos de muestreo y el análisis de la calidad del

aire entre ambiente exterior e interior y la influencia que ejerce sobre el personal que allí

labora. Se señaló que la contaminación en los locales se incrementa por las malas

condiciones de infraestructura y la falta de suficientes áreas de trabajo, así como el

número de personas que las frecuentan, el incremento en las actividades de investigación

que involucran el uso de microorganismos, y la realización simultánea de las diferentes

actividades en algunas áreas, sin tener la distribución o separación necesaria por falta de

espacio físico (Herrera, 2008).

En este estudio se propone observar la relación que existe entre los hongos

microscópicos presentes en el ambiente exterior, el ambiente interior y el nivel de

deterioro en que se encuentra las colecciones, asimismo propone establecer la relación

entre la carga micológica de cada establecimiento (principalmente en el área interior) y la

salud del personal, ya que se ha reportado con anterioridad que la exposición a las esporas

fúngicas producen una gran variedad de síntomas como asma, rinitis y conjuntivitis, y si

la exposición se da por tiempo prolongado origina inflamación interna de los bronquios y

otras alergias (Soto, 2003).

Por todo lo anterior es indispensable obtener resultados confiables y de calidad por

medio de la identificación y caracterización de los hongos microscópicos, pues dentro de

este grupo tenemos microorganismos de fácil diseminación, patógenos y biodeteriorantes.

5

I.2.2 Justificación del trabajo de investigación

En Guatemala aún no existen estudios sobre los hongos microscópicos presentes en el

aire que podrían contribuir al biodeterioro de museos y herbarios de interés científico. Así

como del posible deterioro que podrían originar estos microorganismos en las

colecciones que se encuentran conservados en estos lugares, se hace necesario evaluar la

calidad del aire y el grado de contaminación por hongos microscópicos que pudieran estar

presentes en estos puntos de interés.

Las colecciones científicas son importantes, ya que constituyen los puntos de

referencia para identificación taxonómica de diferentes grupos de organismos, estas

permiten tener muestras de especímenes curados y disponibles para estudios de

taxonomía, distribución geográfica (biogeografía) en el tiempo y el espacio, son fuentes

de referencia de distribución de especies, interacción de especies, conformación de

comunidades, son de utilidad en el análisis de relación con diferentes grupos como

insectos, mamíferos, aves, plantas y ecosistemas, por lo tanto la conservación y

mantenimiento de las mismas es elemental.

Se considera que los hongos microscópicos pueden contribuir al deterioro de

colecciones científicas, ya que las esporas fúngicas son componentes ambientales muchas

de ellas son responsables de causar biodeterioro de libros, documentos y colecciones en

general.

El objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de hongos microscópicos en

algunas de las áreas que contienen colecciones y al mismo tiempo determinar el potencial

de deterioro de estos microorganismos y la contaminación en los ambientes de los

museos, herbarios, así también observar el papel que juega la temperatura y humedad

relativa, ya que su crecimiento de los hongos es acentuado por una elevada humedad y

temperatura cálida.

La metodología utilizada para detectar las esporas, fue el método volumétrico por

impactación con agar Sabouraud con cloruro de sodio esta metodología ha sido utilizada

con éxito en otros proyectos de investigación sobre la calidad microbiológica del aire en

otro tipo de ambientes.

Considerando que no existen aún estudios publicados sobre la calidad microbiológica

del aire en museos y herbarios, la importancia de este tipo de estudios aerobiológicos es

que permiten observar la contaminación por hongos microscópicos presente en áreas

interiores y exteriores, observando la influencia de un ambiente sobre otro y los niveles

de contaminación fúngica en cada uno de ellos y permiten después de un análisis tomar

las decisiones respectivas para tratar de mejorar la calidad del aire..

Este tipo de estudio es indispensable para poder controlar y normalizar la

bioseguridad con el fin de disminuir la contaminación en general, y así observar si la

contaminación fúngica del aire afecta directamente a las colecciones. También este tipo

de estudios puede alertar para la priorización del mantenimiento y preservación de las

mismas, en los presupuestos de las instituciones encargadas de las colecciones

6

Se aislaron e identificaron únicamente hongos microscópicos entre los cuales tenemos

géneros de fácil diseminación, alta patogenicidad, reportadas en la literatura como

causantes de enfermedad en humanos, animales y plantas, así como causantes de

biodeterioro, presentes en las áreas a muestrear. Con este fin se usarán cepas de

referencia, provenientes de colecciones nacionales e internacionales para lograr

identificar los hongos microscópicos aislados, así como claves taxonómicas. Estas cepas

por sus características permiten la validación de las metodologías y la buena calidad de

los resultados, proporcionando información para futuras investigaciones y los niveles de

riesgo dentro de cada local.

Como el estudio es de gran importancia por el impacto de los microorganismos en los

diferentes ámbitos, es muy importante conservar las cepas caracterizadas de los

muestreos con fines de formar un cepario de trabajo y consulta, para posteriores

investigaciones, docencia y servicio a unidades académicas o de investigación que lo

soliciten.

7

I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS

I.3.1 Objetivos

I.3.1.1 General

Determinar y evaluar la contaminación del aire por hongos microscópicos en algunos

museos, herbarios y colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala.

I.3.1.2 Específicos

Determinar y evaluar la contaminación del aire en algunos museos y herbarios de

interés científico ubicados en la ciudad de Guatemala.

Determinar y evaluar los niveles (UFC/m3 de aire) de contaminación fúngica en el

aire interior y en el aire exterior.

Identificar y evaluar los géneros fúngicos predominantes tanto en áreas interiores

como exteriores de los establecimientos muestreados.

Evaluar los parámetros críticos de cada establecimiento como la temperatura, la

humedad relativa, la iluminación, la contaminación por partículas (polvo), y

microorganismos principalmente hongos.

Determinar y evaluar los factores externos temperatura, humedad, luz, polvo,

agentes biológicos y otros, cuya acción ejerce una mayor influencia negativa sobre

la conservación de las colecciones presentes en cada establecimiento.

Contribuir al conocimiento de los géneros fúngicos que podrían ser deteriorantes y

que serán aislados del aire en las áreas muestreadas en colecciones, herbarios y

museos.

Proponer una guía para el control del crecimiento de hongos microscópicos

deteriorantes en el ambiente de museos y herbarios con colecciones de interés

científico.

Divulgar a las autoridades, actores sociales e instituciones en el campo de su

competencia la información obtenida de la investigación.

8

I.4 Metodología (incluye la localización geográfica)

I.4.1 Plan de muestreo

Se realizaron seis muestreos en establecimientos que se pueden clasificar en museos,

herbarios o colecciones, ubicados en Ciudad de Guatemala, siendo los siguientes:

Institución Ubicación

Herbario de la Escuela de Biología -BIGU-

y Sección de Macrohongos del Herbario

BIGU, Facultad de Ciencias Químicas y

Farmacia, Universidad de San Carlos

2do Nivel, Edificio T-10, Ciudad

Universitaria Zona 12.

Escuela de Biología

Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia

Universidad de San Carlos de

Guatemala

Latitud 14° 35‟ 03.94‟‟ N; longitud 90° 33‟

12.78‟‟ O. Elevación SNM 1485.

Colección de hongos del Departamento de

Microbiología, de la Facultad de Ciencias

Químicas y Farmacia de la Universidad de

San Carlos de Guatemala

2ª nivel, Edificio T-12, Ciudad Universitaria

Zona 12

Escuela de Química Biológica


Universidad de San Carlos de Guatemala

Latitud 14˚ 35ý 04.00” N; longitud 90˚ 33ý

11.76” O. Elevación SNM: 1,485 metros.

Index seminum y el Herbario de la

Universidad de San Carlos de Guatemala -

USCG-, Facultad de Ciencias Químicas y

Farmacia, Universidad de San Carlos de

Guatemala

Avenida Reforma 3-61, Zona 10

Latitud 14˚ 37‟ 29.31” N ; longitud 90˚ 31‟

y 55.19” O. Elevación SNM: 1499 metros.

Museo de Historia Natural de la USAC –

MUSHNAT-

Calle Mariscal Cruz 1-56 zona 10

Latitud 14˚ 37ý 30.29” N (norte); longitud

90˚ 31ý 58.37” O (oeste). Elevación SNM

(sobre el nivel del mar): 1,495 metros

Museo de la Universidad de San Carlos –

MUSAC-

9a avenida 9-79, zona 1

Latitud 14˚ 38‟ y 20.77” N; longitud 90˚

30ý 42.12” O. Elevación SNM: 1501

metros.

Se seleccionó un área en el interior de cada establecimiento correspondiente para

determinar los niveles de contaminación microbiológica ambiental, en base a esta

ubicación se seleccionó un área de muestreo en el ambiente exterior de cada lugar. Las

muestras fueron colectadas una vez al mes con 18 placas de Petri (90 mm) cada una con

agar saboraud más 7.5% cloruro de Sodio (9 para el área interior y 9 para el área

exterior), en seis diferentes puntos en cada establecimiento (3 para el área interior y 3

para el área exterior), durante 6 meses de muestreo.

9

Así también se seleccionó una hora de mayor contaminación en el cual se realizó un

muestreo de seis horas en el horario comprendido entre las 8:00 y las 15:00 h en cada

establecimiento y en cada área (interior y exterior).

I.4.2 Variables:

I.4.2.1 Variables dependientes:

La única variable dependiente en este estudio fueron las colonias aisladas en cada local.

I.4.2.2 Variables independientes:

Las variables indepedientes fueron los parámetros de temperatura y humedad, los

ambientes interno y externo, y por ultimo el local a muestrear.

I.4.3 Indicadores

I.4.3.1 Contaminación por hongos microscópicos presentes del aire

Se realizó un recuento de las colonias emergentes en la caja de Petri con agar Sabouraud

con NaCl al 7.5%. Luego de realizar el monitoreo del aire, se esperaron siete días de

incubación a 26°C. El valor obtenido fue en UFC de colonias por mililitro (UFC/ml), este

valor se corregió de acuerdo a la fórmula de Feller para eliminar el sesgo que se genera

por los múltiples orificios que posee el equipo de captación del aire.

Pr= N [1/N +1/N-1+1/N-2+1/N-r+1]

Pr= total estadístico probable

N: constante

r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90mm.

Luego se convertiron las unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml)

corregidas en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) por

estequiometria.

UFC/ml * 1000 ml * 1000Lt = UFC/m3

100 Lt de aire 1m3

absorbido

El valor que se obtuvo en unidades formadoras de colonia por metro cúbico es el

indicador de la contaminación que existe en cada local por hongos microscópicos. Los

cuales son patógenos oportunistas en su mayoría.

10

I.4.3.2 Detección del nivel de unidades formadoras de colonia por metro cubico

establecido para ambientes interiores (Klanova, 2000 y EIHA, 2004)

Los valores de unidades formadoras de colonias por metro cúbico de hongos fueron

comparados con los valores establecidos por Klanova en el año 2000 y EIHA en el 2004,

para determinar si dentro de los locales, el aire implica alguna afección para la salud

ocupacional.

I.4.4 Estrategia metodológica

1.4.3.1 Población

La población analizada fueron las muestras de áreas ocupacionales y exteriores de los

mueseos y herbarios de interés científico de la ciudad de Guatemala.

I.4.3.2 Muestra

Lasmuestras en este caso son el número de colonias aisladas (UFC/m3) obtenidas de los

muestreos mensuales de cada local involucrado en este proyecto. En cada muestreo se

siguió el mismo procedimiento para el recuento de carga fúngica presente, realizando el

aislamiento de las cepas para su identificación.

Las cepas aisladas se sembraro en agar para poder observar sus características

macroscópicas y se realizaron preparaciones en fresco con azul de lactofenol para

observar sus características microscópicas.

1.4.5 El Método

I.4.5.1. Selección de la hora de muestreo

Se realizó un muestreo periódico mensual durante seis meses durante el desarrollo del

proyecto en las áreas interiores y exteriores seleccionadas. Este monitoreo se llevó a cabo

a la hora donde se obtuvo el mayor índice de contaminación microbiológica en un

muestreo previo de 6 horas, en el horario comprendido de 08:00 h a 14:00 h (Rojas y

Martínez, 2000, Rojas, 1998).

I.4.5.2Muestreo microbiológico del aire

Se siguió una técnica volumétrica por impactación, para el muestreo del aire, exposición

por 1 minuto a las placas de Petri a volumen de 100 L/minuto, en el biocolector Eco

MAS-100. Las muestras de aire fueron tomadas a través de un biocolector de ranura por

impactación. Este aeroscopio tiene una capacidad de aire absorbido de 0-100 L/minuto.

La capacidad de absorción que se utiliza se encuentra en un rango de 30 -500 L/min en

dependencia de los niveles esperados.

11

Se siguió un diseño diagonal, tomando tres puntos a la altura de un metro en dependencia

de las dimensiones del local y área exterior seleccionada.

Se empleó agar Sabouraud más 7.5% de NaCl como medio patrón para el

crecimiento de hongos microscópicos, según recomendaciones para estos fines

(Buttner y Stetzenbach, 1991;Rojas y Martinez, 2000).

Se pesó la cantidad exacta indicada de agar, se diluyó en agua desmineralizada y

se calentaron los ingredientes hasta lograr su total disolución. Se esterilizó en

elautoclave a 1210

C por 15 minutos. Se distribuyo asépticamente el medio en

cajas de Petri de 90 mm, se dejó reposar hasta su solidificación luego se taparon

las cajas. Para el control de esterilidad se tomó una caja al azar y se incubó por 1

día a 37 0C.

Se colocó cada una de las cajas en el biocolector para la toma de muestras de aire

por impactación en cada uno de los puntos de muestreo seleccionados, se tomó la

muestra y se retiró del equipo.Se empacaron de manera aséptica y se

transportaron al laboratorio donde fueron procesadas.

Se midió la temperatura y la humedad relativa de la sala o lugar de muestreo con

un higroscopio, y se hicieron raspados al azar de libros, objetos, paredes o

cualquier objeto presente en los ambientes de interés que sea sospechoso de

contener esporas de hongos, con la ayuda de un bisturí, con autorización

respectiva de los locales.

Las cajas con agar Sabouraud con NaCl al 7.5% fueron incubadas a 260C por 7

días.

I.4.5.3 Métodos de análisis de muestras

Las placas de Petri utilizadas en el muestreo fueron muestreadas e incubadas a

temperatura ambiente durante 7 días. Se hizo un recuento en placa de las unidades

formadoras de colonia por medio de una cámara de Quebec. Cada colonia fue enumerada

e identificada hasta género, según morfología macroscópica y microscópica. Se aislaron

aquellas y conservaron las cepas más representativas, y las colonias que no esporularon

luego de 30 días de incubación fueron consideradas como Mycelia sterilia, ya que estas

cepas comparten propiedades de ser defectuosas en la formación de verdaderas esporas y

se consideran de difícil caracterización.

I.4.5.3.1 Aislamiento fúngico

De las colonias que se obtuvieron de las placas utilizadas para llevar a cabo los

muestreos aerobiológicos, se realizó el aislamiento de los hongos microscópicos,

realizando un pase de las colonias a placas Petri de 57 mm con medio de cultivo saboraud

12

o PDA (Agar papa-dextrosa), el cual permitió verificar la pureza de las colonias, para

luego llevar a cabo la caracterización.

I.4.5.3.2 Caracterización fúngica

1. Se realizó un aislamiento de los hongos presentes en los locales de mayor

contaminación de ambos ambientes a fin de obtener un cultivo puro.

2. La caracterización de los hongos aislados se comenzó observando las

características morfológicas de las colonias como es la textura, color, forma de

crecimiento, etc.

3. Para la identificación a género de los hongos se utilizaron las técnicas habituales

de observación directa y al microscopio (Samson y Hoekstra, 1988, pp. 5- 8).

4. Luego se realizó la identificación de los géneros fúngicos empleando los criterios

planteados por Barnett y Hunter (1987).

I.4.6 Técnica estadística

I.4.6.1 Formación de una base de datos.

Este estudio es de tipo descriptivo, y se utilizaron gráficas de barra y se calculó la

media estadística y la desviación estándar de los niveles de contaminación entre los

locales y los diferentes ambientes. También se llevó a cabo un estudio de conveniencia en

la selección de los locales.

II.4.6.2 Métodos de análisis de datos

El número de hongos microscópicos (UFC/m3de aire) por placa de Petri fue analizado

con un analizis de varianza anidado en el programa STATA. Las medias que mostraron

diferencias significativas y fueron comparadas usando el test de Tukey (Minitab Student

R12). Todos los valores de significancia estadística están basados en un nivel de

probabilidad de 0.05 (Rossman y Chance, 1998, p. 5).

13

PARTE II

II.1 MARCO TEÓRICO

II.1.1 Aerobiología

La aerobiología es la ciencia que estudia el origen, liberación e impacto de partículas

biológicas suspendidas y movilizadas en diversas direcciones por corrientes de aire, es

decir, las propiedades aerodinámicas de las partículas alergénicas transportadas por el

aire. Así definen esta ciencia (Perdomo, 1989, pp. 167-86; Spieksma, 1992, pp. 1-5).

II.1.2 Calidad del aire

La calidad del aire está íntimamente relacionada con la naturaleza de los

contaminantes y los puntos específicos desde donde se emiten dichos contaminantes. La

calidad del aire puede medirse por instrumentos altamente especializados o puede

estimarse basándose en información que se obtiene a través de inventarios de emisiones.

La atmósfera se limpia ella misma por acción natural mediante la lluvia y el viento.

Cuando este proceso natural no sea capaz de ejercer estas funciones debido a altas

concentraciones de contaminantes en la atmósfera se entiende que existen problemas de

contaminación de aire (Larsson, 1993, pp.111-114).

El aire al que denominamos como atmósfera comunal consiste mayormente de una

mezcla de los gases nitrógeno y oxígeno. Las concentraciones de estos gases en la

atmósfera son de 78% nitrógeno y 21% de oxígeno. El restante 1% lo constituyen otros

gases (Spieksma, 1991, pp.1-5).

II.1.3 Análisis microbiológico del aire

El análisis microbiológico del aire puede consistir en un recuento en placa de

microorganismos aerobios mesófilos (número de UFC por metro cúbico de aire) que

puede complementarse con una investigación de la presencia de determinados

microorganismos patógenos (Jay, 1992, pp 45,52.).

II.1.4 Biodeterioro

El biodeterioro es un cambio no deseado e irreversible de las propiedades de los

materiales, debido a la actividad de microorganismos u organismos pertenecientes a

distintos grupos sistemáticos.

1. Estos cambios obedecen a las transformaciones que muchas especies biológicas

pueden introducir, no sólo en la apariencia y, con ello, en el valor estético del bien

14

cultural, sino especialmente como generadores de transformaciones físicas y/o

químicas en los materiales (Allsopp y Seal, 1986, p 45).

Los procesos de biodeterioro son el resultado de la conjunción de tres factores: las

condiciones ambientales, la naturaleza y características del sustrato y el tipo de organismo

implicado. Esto significa que la aproximación al estudio de esta materia debe ser de tipo

ecológico, es decir, contemplado como un sistema en el que existe una interconexión

entre poblaciones biológicas y factores físicos y químicos producidos por el medio, de

modo que puedan valorarse la importancia de estos factores (Caneva, Nugari, y Salvadori,

1991, p.34).

Sólo de un análisis de este tipo puede surgir un plan de intervención eficaz dirigido,

no sólo a eliminar los agentes de biodeterioro existentes allí donde sea posible, sino

también prevenir la aparición de fenómenos nuevos de biodeterioro. Este último aspecto

es fundamental dentro de un proyecto de control integrado de plagas, aunque es sin duda

el más difícil de implantar porque necesita de un seguimiento y mantenimiento a largo

plazo (Horie, 1990, p.153).

En todo ecosistema, y por tanto, también en los bienes culturales, desde el punto de

vista de la cadena trófica, existen productores y destructores. Los primeros no utilizan la

materia del bien para su metabolismo directamente, a excepción de algunas sales

minerales, pero sí lo dañan de forma indirecta por los productos de su metabolismo o por

el deterioro físico producido por la penetración mecánica en la estructura material de la

obra. Este es el caso de algas, líquenes, plantas y bacterias autótrofas. Los segundos

utilizan la materia orgánica para su nutrición, por lo que son especialmente relevantes en

bienes culturales sobre soporte orgánico como madera, tejidos, papel, cuero, etc. Este es

el caso de pequeños mamíferos, insectos y hongos (Erhardt y Mecklenburg, 1998, pp. 32-

38).

II.1.5 La prevención del biodeterioro

Todo tratamiento de desinsectación debe realizarse dentro de un plan integral de

control de plagas. Este plan integral debe abarcar asimismo el diseño de un plan de

conservación preventiva que incluya:

Análisis del medio ambiente del edificio en general, del entorno y de las salas de

exposición en particular.

Identificación y diagnóstico de los deterioros de las colecciones.

Determinación y evaluación de las causas que amenazan la integridad de las

obras.

Cuantificación del riesgo.

Establecer los medios eficaces para detener los riesgos y deterioros de los objetos

en función del coste, disponibilidad de medios y de profesionales (Herráez y

Rodríguez, 1999, pp.141-156).

15

Conocidas las causas de la infestación, deberán establecerse las medidas preventivas

para reducir o eliminar el riesgo de nuevas reincersiones. El mantenimiento y

esencialmente la limpieza de los edificios es uno de los trabajos prioritarios dentro de la

prevención. Es imprescindible garantizar los parámetros adecuados de temperatura,

humedad y ventilación (Urzi, 1999, pp.551-553).

A pesar de las nuevas metodologías que nos brinda la ciencia aplicada, hay que tener

en cuenta que la conservación de nuestro Patrimonio es un compromiso de todos, donde

debe existir un enfoque multidisciplinar, imprescindible para conseguir un auténtico

avance en la preservación de las colecciones históricas.

II.1.6 Impactos ambientales sobre las colecciones

De acuerdo con los estándares de ASHRAE (Applications Handbook “Museums,

libraries, and archives”), los museos, archivos y librerías tienen dos niveles de

requerimientos de diseño de aire interior: El primero está asociado con la salud general y

seguridad de las personas que allí trabajan o realizan visitas, mientras que el segundo se

preocupa por el confort y la economía en la operación de los sistemas de climatización.

Aunque estos criterios no aplican a todas las colecciones, sí permite mantener una

caracterización de los espacios según su utilización (Videla, 2002, pp. 31-47).

II.1.7 Factores ambientales que influyen en la contaminación microbiológica de las

colecciones

Existen muchos edificios históricos destinados a museos con graves problemas de

deterioro que se encuentran en regiones con climas húmedos, en donde el término medio

de humedad relativa anual supera ampliamente el 80%.

Algunas de esas estructuras donde se adecuaron para albergar archivos, bibliotecas

y/o colecciones de museos. Nuevos aspectos, tales como la seguridad frente a robos, el

seguimiento de la normativa de seguridad contra incendios y los controles de plagas, han

alterado muy negativamente las previsiones originales para modificar el clima en su

interior. De este modo, en muchos museos y archivos se fueron incorporando

instalaciones de aire acondicionado, y se aplicaron fumigaciones ambientales con objeto

de conseguir microclimas con temperatura y humedad controlada, libre de agentes

biodeteriorantes.

No obstante, es conocido que los sistemas de climatización son difícilmente

sostenibles, económica y técnicamente, a nivel local. Por otra parte, el uso de productos

químicos tóxicos, como fumigantes conllevan riesgos que afectan tanto a los materiales

históricos como a los profesionales que trabajan con los mismos. Recientemente, se han

adoptado nuevos sistemas alternativos para soslayar estos problemas de conservación

(Anon, 1976, p. 33).

16

II.1.8 Daños biológicos

La humedad acelera el crecimiento del moho en la mayoría de las superficies,

ocasiona corrosión en la base de los metales, causa deterioro químico en diversos

materiales orgánicos y crea un ambiente ideal para la producción de insectos y plagas que

se alimentan de sustancias orgánicas como el papel, engrudo, goma, encolado de gelatina,

cuero y telas de libros. Sobre el 70% HR (humedad relativa), las probabilidades de un

ataque biológico aumentan, incluso si las temperaturas son bajas. Dado que la estructura

del DNA del moho se desintegra a 55% HR, se debe mantener ésta por debajo de un 60%

HR para lograr condiciones seguras. Si el contenido de humedad en un salón se mantiene

fijo, una disminución repentina de temperatura provocará un rápido aumento en la

humedad relativa, produciéndose condensación y posiblemente propiciando el desarrollo

de hongos y otros problemas derivados del exceso de humedad.

Según el investigador canadiense Stefan Michalsky “Numéricamente, la calidad de

humedad comienza a 75% HR, pero más importante es el reconocimiento de que el

peligro se acelera por cada paso más allá de este punto: Por ejemplo, a temperatura

ambiente, el tiempo que tiene un museo para corregir la pérdida de control antes de que

aparezca el moho en los objetos más susceptibles, se reduce de aproximadamente dos

meses estando a 75% HR, a aproximadamente dos días cuando se expone a una condición

de 90% HR.

Sobre el 75% HR ocurre una rápida corrosión por dos razones: aumenta la absorción

de agua en la superficie y también la contaminación por sales. La absorción de agua sobre

superficies metálicas limpias aumenta rápidamente por la acción de moléculas o por los

niveles de agua que se forman. Este fenómeno es agravado por contaminantes

superficiales como el polvo y el cloruro de sodio, que ataca químicamente a los metales

(Ashrae, 2007, p 45).

II.1.9 Daños mecánicos

Niveles muy bajos de humedad relativa y temperatura o fluctuaciones no controladas

de estas, provocan daños mecánicos en los objetos debido a la expansión y contracción de

materiales, combinada con sus limitaciones internas y externas. La humedad o la

temperatura muy bajas aumentará la rigidez de los materiales orgánicos, haciéndolos más

vulnerables a la fractura. Rangos entre 50% HR +/- 3% HR y 70°F +/- 2°F mantendrán la

flexibilidad de los objetos y minimizarán los daños mecánicos. Un estudio hecho por

Michalski sobre la tensión que genera la humedad y la temperatura en materiales de

pintura arrojaron los siguientes resultados: las pinturas de acrílico sometidas a humedad

relativa baja no aumenta su rigidez como ocurre con las pinturas de aceite tradicional. Por

otra parte, las pinturas de acrílico pierden elasticidad con más rapidez que las pinturas de

aceite entre 70°F y 41°F (Michalski, 2000, pp. 37, 38).

II.1.10 Daños químicos

La materia orgánica es higroscópica, gana y pierde agua con los aumentos y

disminuciones de humedad relativa, así mismo los materiales se expanden y se contraen a

17

medida que los niveles de humedad suben o bajan. De otra parte, la temperatura influye

en la velocidad de deterioro, por lo que entre más baja sea la temperatura más se retarda

su deterioro. El tipo de reacción es influenciado a menudo por la cantidad de humedad del

material. A una humedad relativa más baja hay menos humedad disponible en el material

la actividad de agua es más baja así que las reacciones son más lentas.

Los enlaces entre las moléculas y los materiales pueden sufrir la interrupción química.

En la consideración de daño químico hay tres subgrupos significativos basados en

factores ambientales: cinético, fotoquímico y contaminantes inducidos. De éstos, el

deterioro cinético es generado por altos porcentajes de variación de humedad y

temperatura. Las reacciones químicas cinéticas proceden de una diferencia de

concentración entre los componentes. Por ejemplo, la concentración de humedad alta en

papel acelera la reacción de deterioro conocida como hidrólisis de ácido. La reacción

cinética es también el factor primario en la putrefacción de cuero, la decoloración de los

tintes, la pérdida de firmeza en textiles, y el síndrome de la sombra pegajosa (sticky

shade) en las cintas magnéticas.

Los daños químicos cinéticos pueden ser reducidos almacenando las colecciones bajo

temperaturas y humedades más bajas. Sebor A. J., miembro de la Sociedad para la

Preservación de Colecciones históricas Naturales de Washington, desarrolló un formato

gráfico para relacionar cómo influye la temperatura y la humedad en el curso de vida del

papel de los libros. La gráfica muestra que la dependencia de la humedad relativa y la

temperatura en todos los registros es muy similar. Además, presenta que la vida del papel

aumenta bajo condiciones frías y secas; la gama en números en cada línea refleja la

extensión en datos disponibles. La extensión del diagrama por debajo de 5% HR es

incierta y los índices del decaimiento químico pueden o no acercarse a cero dependiendo

de mecanismos lentos y sin control de humedad, tales como la oxidación. El papel

mantendrá su estabilidad química y apariencia física por mayor tiempo a una temperatura

de almacenamiento baja y constante (bajo 10°C/50°F) y a una humedad relativa también

baja y constante (30-40%) (Snow y Wrig, 1944, pp. 102-110).

II.1.11 Agentes contaminantes aerotransportados

De los centenares de agentes contaminantes del aire, solamente algunos se han

identificado como peligrosos para las colecciones en museos y archivos. Las colecciones

pueden ellas mismas ser fuentes de contaminación: las colecciones de cuero, piel y

elementos de madera pueden liberar sulfuros reducidos, aldehídos, ácidos carboxílicos o

ácidos grasos. Estos contaminantes pueden instigar o acelerar el deterioro de otros

artefactos. El ácido acético emitido por la degradación de las películas del acetato de

celulosa es un buen ejemplo (Ayerst, 1968, pp. 223-241).

II.1.12 Fuentes de contaminación del aire interior

El medio ambiente interior de cualquier edificio es el resultado de las interacciones

entre el sitio donde se emplaza el edificio, el clima, la estructura del edificio, los sistemas

mecánicos (originales y modificaciones posteriores), las técnicas de construcción, las

fuentes de contaminación internas, las personas ocupantes y las fuentes exteriores de

18

contaminación (aguas, parques, autos, etc.). Estos elementos se los suele agrupar en

cuatro categorías:

a. Fuentes

b. Sistemas de calefacción y/o refrigeración

c. Vías o sendas de tránsito

d. Ocupantes

Los contaminantes presentes en el aire de los edificios se pueden originar dentro del

edificio mismo o también ser traídos desde el exterior por las corrientes de aire naturales.

Los contaminantes del aire consisten de numerosas partículas, fibras, bioaerosoles y

gases. En general, los patrones de circulación del flujo del aire en el interior de los

edificios surgen de la acción combinada de los sistemas mecánicos de ventilación, la

actividad humana, las aberturas y las corrientes de aire. Este patrón de flujo de aire

resultante determina que la concentración de los contaminantes presentes en el aire varíe

entre las distintas zonas dentro del edificio. Las diferencias de presión creadas por esta

combinación de factores mueven los contaminantes presentes en el aire, desde las áreas

de relativa alta presión a áreas de relativa baja presión a través de cualquier abertura

disponible (Ayerst, 1968, pp. 223-241)

II.1.13 Hongos

Los hongos pueden ser unicelulares o pluricelulares. Las levaduras son hongos

unicelulares con forma oval (5-30 µm), inmóviles y que se dividen por mecanismos

diversos, especialmente por gemación. Deben considerarse como hongos que han perdido

su forma filamentosa y se han convertido en organismos unicelulares. La mayoría de los

hongos, sin embargo, son pluricelulares o filamentosos y se caracterizan por estar

constituidos por filamentos ramificados o hifas que se desarrollan y entrelazan formando

el micelio. Existe un micelio vegetativo adosado a la superficie del sustrato (suelo,

plantas, alimentos) y un micelio aéreo o reproductor, donde se forman las esporas

(asexuales y sexuales).

Los hongos filamentosos y levaduras son en su mayoría saprófitos, hallándose libres

en la naturaleza, especialmente en la materia orgánica en descomposición. Algunas

especies son parásitas, formando parte de la flora normal del hombre, como por ejemplo

Candida albicans, que es una levadura y puede comportarse como oportunista y resultar

patógena cuando se produce una disminución en los mecanismos de resistencia del

individuo. Otras especies de hongos pueden producir durante su desarrollo sustancias

tóxicas o micotoxinas como, por ejemplo, las aflatoxinas producidas por Aspergillus

flavus, que es un hongo filamentoso. Por otra parte, algunos hongos son difásicos, es

decir, unas veces se comportan como hongos filamentosos y otras pueden comportarse

como levaduras (Inegold y Baron 1989, p. 46).

Las condiciones necesarias para que un hongo crezca en una superficie son: existencia

de esporas, base nutriente, humedad y temperatura entre 4 y 38 °C.

19

Los hongos filamentosos y las levaduras también se diferencian en dos grupos según

el aspecto macroscópico de sus colonias: las levaduras forman colonias húmedas,

cremosas, opacas o pastosas, y los hongos filamentosos producen colonias algodonosas,

lanosas o pulverulentas (Dagmar, 1994, p. 45).

II.1.14 Los hongos como contaminantes microbiológicos más frecuentes

Desde el punto de vista evolutivo, los hongos son organismos más desarrollados que

las bacterias. Son estructuras normalmente pluricelulares con un metabolismo complejo.

Poseen filamentos llamados hifas que forman el micelio o cuerpo vegetativo. Se

desarrollan fácilmente a un pH entre 4-6, humedades relativas superiores a 70 % y

temperaturas entre 25-30°C. Las oscilaciones de los parámetros microclimáticos pueden

favorecer el desarrollo de las esporas fúngicas.

Los hongos al igual que muchas especies bacterianas producen manchas de diferentes

tonalidades, como resultado de los productos que excretan. Entre ellos, se reconocen

enzimas tales como la celulasa o diferentes tipos de proteasas y ácidos orgánicos (oxálico,

fumárico, acético, láctico, glucónico, glucurónico, etc.), los cuales se depositan sobre el

soporte modificando sus propiedades químicas y como consecuencia, deteriorándolo

(Samson, 1992, pp .45-48).

La actividad de las diferentes especies de hongos se ve favorecida por multitud de

factores que incluyen: la humedad relativa, las fluctuaciones de la temperatura, la luz, la

naturaleza de los nutrientes del soporte, el contenido de humedad del mismo, las

propiedades físicas de la superficie del objeto, el mecanismo de adsorción-emisión de la

humedad del material, el pH, la presencia de polvo, el movimiento del aire ambiental y su

grado de penetración en el objeto, y las concentraciones de oxígeno y dióxido de carbono

en la atmósfera.

El contenido de humedad en un material es uno de los factores más importantes en el

crecimiento microbiano que determina la cantidad de agua presente para la germinación

de las esporas microbianas. Muchas especies de hongos comienzan su desarrollo en

función del contenido de humedad sobre la superficie de un objeto. Asimismo, ha de

tenerse en cuenta que los microorganismos, durante su desarrollo, producen agua

metabólica, la cual incrementa el contenido en humedad de un material, favoreciendo a su

vez la multiplicación celular (Wald y Stave, 1994, p. 34).

Para prevenir el biodeterioro, no es conveniente reducir excesivamente el grado de

humedad relativa del medio ambiente. A modo de ejemplo, puede citarse que Erhardt

(1994), estudió el efecto de la HR ambiental sobre el deterioro químico de un material

celulósico como el papel, y demostró que el grado de hidrólisis de este soporte, se

minimiza al reducir la HR. Sin embargo, a baja HR, puede dar comienzo la reticulación o

entrecruzamiento de las cadenas de celulosa, fenómeno éste que se produce al eliminarse

el agua interfibrilar. Para evitar este fenómeno, Erhardt recomendó una HR entre el 25 -

50 % como rango óptimo para la conservación del papel.

20

II.1.15 Especies más comunes de hongos microscópicos en aire interior

Las especies más comunes que se encuentran en aire interior son:

Alternaria alternata

Aspergillus sp. (A. fumigatus, A. niger, A. ochroaceus, A. oryzae, A. versicolor,

y/o A. glaucus)

Aureobasidium pullulans

Botrytis cinérea

Cladosporium sp. (C. cladosporoides, C. herbarum, y/o C. sphaerospermum)

Epicoccum purpurascens

Geotrichum candidum

Levaduras rosas y blancas

Mucor sp (Health y Welfare, 1987, p.93)

Paecillomyces variotii

Penicillum sp.

Phoma sp

Sistrotema brinkmannii

Stachybotrys atra

Trichoderma harzianum

Trichoderma viride

Ulocladium sp. ( U. chartarum y/o U. consortiale)

Los hongos más comunes existentes en el polvo de origen doméstico pueden

fácilmente pasar al aire; y si se dan las condiciones adecuadas para su desarrollo en

cuanto a temperatura y humedad relativa, también pueden encontrarse en cualquier tipo

de material (como alfombras, moquetas, empapelado de una pared, etc.) y crecer

desmesuradamente, proyectando al ambiente un número elevado de esporas con el

consiguiente riesgo para la salud (Morey y Hodgson, 1984, pp. 21-35).

II.1.16 Alergia y Aerobiología:

Las sustancias que con mayor frecuencia, producen cuadros alérgenos, a través de

lainhalación, son pólenes, esporas de hongos, diferentes tipos de polvo, ácaros, epitelio

deanimales, y otras sustancias que invaden directamente la mucosa respiratoria. (Leher,

S.B.,

1983).

Desde el punto de vista médico, las partículas reproductivas de los hongos son

losresponsables de numerosas patologías, las cuales experimentan regularmente un

transporteatmosférico (Gregory, P.H.; 1973).La implicación de los hongos en patologías

alérgicas como la rinitis y el asma alérgicaha quedado demostrada, en las últimas

décadas, a partir de los estudios sobre la aerobiología ysu papel como alergeno, y se ha

comprobado que son más significativos que los pólenes encausas molestias alérgicas

(Mosby, et.al; 2003; Solomon WR et.al.; 1998).

21

Los hongos pueden actuar como aeroalergenos a nivel de las mucosas ocular, nasal

y/obronquial, desarrollando enfermedades como rinoconjuntivitis y/o asma alérgicas,

sinusitisfúngica alérgica, aspergilosis broncopulmonar alérgica (ABPA) y la alveolitos

alérgicaextrínseca (Chapman J.A., et.al., 2003; Fung, F. et.al.; 2003).

Los hongos de mayor interés alergológico son los llamados imperfectos. A

estospertenecen los Deuteromycetos, con reproducción asexuada, que están presentes de

formaabundante, y que, tienen un papel muy importante por mantener el equilibrio

ecológico,transformando el detritus de materiales orgánicos.Entre los Deuteromycetos,

las especies más relevantes como aeroalérgenos fúngicosson Alternaria alternata,

Cladosporium herbarum, Aspergilus fumigatus y Penicilliumnotatum.

Respecto a la prevalencia en los ambientes, las especies a destacar en el

ambienteextramural son Alternaria y Cladosporium, halladas sobre plantas y en zonas

putrefactas delsuelo, en cuanto que Aspergillus y Penicillium se encontran en graneros,

almacenes, sótanos yambientes domésticos, siendo considerados hongos de interior

(Beaumont, F., 1985; Licorish, K., 1985). Últimamente Alternaria está recibiendo

también importancia como hongo deinterior.

A partir de los resultados obtenidos en estudios diferentes, publicados enBiocontaminants

in Indoor Environment, en el aire interior son las especies más comúnmenteidentificadas

son Cladosporium sp.; Penicillum sp., Levaduras rosas y blancas; Botrytiscinérea;

Aspergillus sp.; Paecillomyces variotii; Phoma sp, Aureobasidium; Alternariaalternat;

Epicoccum purpurascens; Geotrichum candidum; Ulocladium sp., Trichodermaviride;

Trichoderma harzianum y Mucor sp. (Dagmar S.E, 1994).

Según Gravensen, 100 esporas/m3 para Alternaria y 300 esporas/m3 de Cladosporiumson

las concentraciones umbrales de esporas alergénicas para provocar síntomas clínicos,

convalores considerablemente variables de unos a otro, pues depende del agente

individual aislado (Gravensen, et.al, 1986).

La implicación de los hongos en patologías alérgicas, como la rinoconjuntivitis y/oasma

alérgica, ha quedado demostrado a partir de estudios aeorobiológicos.La incidencia de

enfermedades respiratorias tras la exposición a aeroalérgenos es unhecho conocido

(Costantino et al., 1995, D`Amato et al., 2000), así como el incremento de laprevalencia

de enfermedades alérgicas (Voltorini e al., 2000), siendo muchos los autores

querelacionan este aumento con factores ambientales, principalmente con la

contaminación del aire(Berggre et.al, 2000; Lorenzoni-Chierusa et.al, 2000; Feo et.al,

2007; Mur, et.al, 2007).

El mejor tratamiento para los procesos alérgicos se basa en evitar la exposición al

alérgeno desencadenante de la reacción. Sin embargo, este tratamiento casi nunca es

posible de forma plena. Merecen una especial consideración las propuestas realizadas por

el Comité de Aerobiología de la Sociedad Española de Alergología e Inmunología Clínica

a las personas alérgicas a los hongos, como son evitar la humedad en paredes, armarios,

marcos de ventanas (utilizar aparatos deshumidificadores y pinturas antifúngicas que

dificulten el crecimiento de hongos en las paredes), airear las habitaciones con frecuencia,

22

no guardar ropa o zapatos húmedos, deshacerse de los desperdicios y basuras domésticas

lo antes posible, y no almacenar restos de comida. En los espacios abiertos, elpaciente

alérgico debe evitar la presencia de vegetación en descomposición y las zonas de

elaboración o transporte de granos y harinas (almacenes y silos) y no manipular

directamente estos productos (Aristegi, B. 2000).

Existen dos opciones terapéuticas básicas: el tratamiento farmacológico y el

inmunológico de hiposensibilización o desensibilización (inmunoterapia) con el propio

alérgeno. El tratamiento farmacológico de las alergias a los hongos no se diferencia de

otros tratamientos de enfermedades alérgicas y está dirigido principalmente a neutralizar

o amortiguar los síntomas de los cuadros leves o moderados. Entre los fármacos que se

emplean para el tratamiento de las alergias a los hongos están los descongestivos, los

antihistamínicos, los corticosteroides y el cromoglicato. Cuando no puede evitarse un

alérgeno o el tratamiento farmacológico es insuficiente para aliviar los síntomas, puede

intentarse la desensibilización con el propio alérgeno, inyectándolo en forma de extracto

en dosis crecientes por vía subcutánea (Aristegi, B. 2000).

Los fármacos descongestivos son generalmente agentesagonistas adrenérgicos

(simpaticomiméticos) que actúan provocando una vasoconstricción local que conduce a

una redistribución del flujo sanguíneo en la mucosa nasal y una reducción del edema, y

son eficaces para tratar la congestión nasal. La forma más común de utilización es

mediante aerosoles o gotas nasales de rápida acción local, aunque pueden provocar

episodios congestivos de rebote si se abusa. Entre los más empleados se encuentran la

fenilefrina, metoxamina, nafazolina, oximetazolina, tramazolina y xilometazolina

(Aristegi, B. 2000).

Los fármacos antihistamínicos impiden la acción de la histamina durante la fase temprana

de la reacción alérgica y reducen el prurito nasal, los estornudos, la rinorrea y la

conjuntivitis. Se pueden clasificar en sedantes y no sedantes. Los sedantes, producen

somnolencia, efectos anticolinérgicos y tienen una menor duración del efecto antialérgico.

Entre estos se encuentran la alimemazina, azatadina, clemastina, clemizol,

ciproheptadina, clorfenamina, difenhidramina, oxatomida, prometazina y triprolidina. Los

antihistamínicos no sedantesproducen una menor somnolencia y carecen de efectos

anticolinérgicos. Su administración es en una única dosis diaria y entre éstos se incluyen

al astemizol, azelastina, cetirizina, ebastina, fexofenadina, loratadina, mizolastina y

terfenadina. El astemizol y la terfenadina han sido asociados a efectos cardiotóxicos

cuando se administran en dosis elevadas o se asocian a determinados antibióticos y

antifúngicos, con los que interaccionan farmacológicamente. La eficacia antialérgica de

todos los antihistamínicos es similar y constituyen un tratamiento básico de las alergias

(Aristegi, B. 2000).

II.1.17 Principales métodos de identificación de hongos filamentosos

La identificación de los hongos filamentosos se basa en el examen macroscópico de la

colonia y en sus características microscópicas. Semejanzas macroscópicas como la forma

de la colonia, el color de la superficie, la textura y la producción de pigmentos son muy

útiles para la identificación.

23

En general, la morfología microscópica de los hongos es estable y presenta pocas

variaciones. La identificación definitiva se basa en la forma característica, método de

producción y ordenamiento de las esporas, siendo también importante conocer el tamaño

y la disposición de las hifas. La preparación del material para la observación

microscópica puede realizarse en fresco, con cinta de celofán adhesiva o mediante cultivo

sobre portaobjetos (Campbell, 1996, p 45).

II.1.18 Preparación en fresco

Se realiza empleando el procedimiento descrito a continuación:

1. Seleccionar una colonia aislada.

2. Calentar a la llama el alambre de un asa de siembra, y doblar de forma que se

convierta en un objeto cortante.

3. Con la ayuda del asa, extraer un fragmento triangular de la colonia que contenga

además un poco de agar en la parte inferior.

4. Depositar el fragmento extraído sobre un portaobjetos en el cual, previamente, se

ha depositado una gota de azul de lactofenol.

5. Cubrir con un portaobjetos y presionar suavemente para dispersar la colonia y el

agar; de esta forma, la muestra está disponible

6. para su observación al microscopio.

Este procedimiento es el que utilizan la mayoría de los laboratorios, ya que las

muestras se preparan con facilidad y rapidez y además permite identificar muchas de las

especies de hongos más habituales. El mayor inconveniente de la observación en fresco es

que se puede alterar el ordenamiento característico de las esporas al presionar con el

cubreobjetos, por lo que este procedimiento no es válido en los casos en que es necesario

conocer la disposición de las esporas (Negroni y Guelfand, 1999, pp. 45,47).

II.1.19 Preparación con cinta de celofán adhesiva

El procedimiento se lleva a cabo como sigue:

1. Apoyar el lado engomado de un trozo de cinta adhesiva transparente sobre la

superficie de una colonia.

2. Colocar la cinta bien extendida sobre una gota de azul de lactofenol o azul de

anilina colocada, a su vez, sobre un portaobjetos.

3. Observar al microscopio para conocer la forma y ordenamiento característico de

las esporas.

Este método puede considerarse como el más simple, económico y adecuado para la

identificación de hongos, recomendable para los laboratorios microbiológicos de

cualquier nivel.

La preparación de la cinta transparente permite observar al microscopio como se

desarrolla el microorganismo en el cultivo. Generalmente las esporas se mantienen

24

intactas y la identificación se realiza con facilidad. Una de las desventajas de este método

es que si la cinta transparente no se presiona con suficiente firmeza sobre la superficie de

la colonia, la muestra no es adecuada, ya que al no quedar bien adherida la cinta, las

esporas o las hifas no se pueden identificar. En los casos en que mediante este método no

se observen esporas deberá realizarse la preparación en fresco (Koneman, y Roberts,

1992, p. 54).

II.1.20 Cultivo sobre portaobjetos

Se realiza empleando el procedimiento descrito a continuación:

1. Cortar un bloque pequeño de un medio sólido adecuado (agar), que ha sido vertido

en una cápsula de Petri, hasta una altura de 2 cm. El bloque puede cortarse con la

ayuda de un bisturí estéril o con un tubo de ensayo estéril sin reborde (lo que

permite obtener un taco redondo).

2. Colocar un portaobjetos estéril sobre una capa de agar al 2% contenida en una

cápsula de Petri.

3. Colocar el bloque de agar sobre el portaobjetos.

4. Con un asa de siembra cuyo alambre ha sido doblado en ángulo recto, inocular los

cuatro cuadrantes del taco con el microorganismo a identificar.

5. Colocar un cubreobjetos estéril sobre la superficie del bloque de agar.

6. Tapar la cápsula de Petri que contiene el cultivo e incubar a 30 °C.

7. Finalizado el período de incubación, retirar el cubreobjetos (este proceso debe

realizarse en una cabina de seguridad biológica),

8. y colocarlo en un portaobjetos que contenga azul de lactofenol o azul de anilina.

9. La observación al microscopio permite distinguir la forma y disposición de las

esporas.

10. Si con este proceso no ha sido posible la identificación, el resto del cultivo puede

ser usado más adelante si se continúa incubando. Entonces se retira el bloque de

agar y se agrega una gota de azul de lactofenol o azul de anilina sobre la zona del

cultivo y se coloca un cubreobjetos sobre ella. Es recomendable realizar dos

cultivos sobre el mismo portaobjetos de modo que si en uno no se pueden

observar las características microscópicas puede disponerse del segundo después

de un período adicional de incubación (Fox, 1993, pp. 32-38).

Este método permite la observación microscópica del hongo mientras se desarrolla

directamente debajo del cubreobjetos, de forma que las características microscópicas se

distinguen con facilidad, las estructuras se mantienen intactas y puede observarse un gran

número de áreas representativas. No deben realizarse cultivos en portaobjetos de hongos

de crecimiento lento que pueden ser patógenos dimorfos, como: Histoplasma capsulatum,

Blastomyces dermatitidis, Coccidioides immitis, Paracoccidioides brasiliensis o

Sporothrix schenckii (Madigan, 1999, pp. 37,145).

25

II.1.21 Principales métodos de identificación de levaduras

Se requiere una combinación de pruebas bioquímicas y morfológicas para identificar

las levaduras. En las características morfológicas debe incluirse el color de las colonias, la

medida y la forma de las células, la presencia de cápsula, la producción de hifas o

pseudohifas, y la producción de clamidiosporas. Las pruebas bioquímicas incluyen la

asimilación y fermentación de azúcares y la asimilación de nitrato. Muchas levaduras

asociadas con infecciones humanas pueden ser identificadas usando alguno de los test

comerciales que existen basados en la asimilación de azúcares. No obstante, es importante

recordar que el examen morfológico es esencial para evitar confusión entre

microorganismos con perfiles bioquímicos idénticos. En consecuencia, hay un número de

pruebas simples para la identificación presuntiva de algunas de las levaduras más

importantes. Éstas incluyen la prueba del tubo germinativo para la identificación rápida

de Candida albicans y la prueba de la ureasa para Cryptococcus neoformans (Fisher y

Cook, 1998, p.37).

Si la prueba del tubo germinativo es positiva, el organismo es Candida albicans. Si se

observa una cápsula puede hacer pensar que el organismo es Cryptococcus neoformans.

La prueba de la ureasa es útil para la identificación de este organismo, pero debe

complementarse con otras pruebas adicionales. Si no se produce germinación en el tubo y

no se observa la presencia de cápsula, deben efectuarse otras pruebas bioquímicas y

morfológicas (Fisher y Cook, 1998, p.37).

II.1.22 Medio ambiente y almacenamiento

Las condiciones ambientales y los métodos de almacenamiento ejercen una gran

influencia en la preservación de documentos. Las condiciones de descuido,

desorganización y amontonamiento, producen daños a las colecciones, por lo que el

control ambiental y las buenas condiciones de almacenamiento constituyen la primera de

todas las medidas preventivas.

La primera medida, cuando los documentos se reciben en el área de admisión y

registro, es revisarlos, para comprobar su estado físico -buen estado o en estado de

contaminación y deterioro.

En caso que los documentos se encuentren en buen estado, se procede al

procesamiento analítico sintético de la información (PAS), por el personal del área de

procesamiento. Si los documentos están en mal estado, se debe analizar el tipo de daño

que muestran.

Los daños pueden producirse por la acción de:

-Humedad

-Insectos

-Hongos

-Roedores

-Microorganismos

26

-Bacterias

-La incorrecta manipulación (Wraight, Jackson y Kock, 2001, pp. 245-248).

II.1.23 Descripción general de áreas consideradas para muestreo

Ciudad de Guatemala

Guatemala, asentada en plena región intertropical, tiene un clima cálido y húmedo en

el que se dan notables variaciones climáticas, debido a sus cambios de altitud y a la

orientación de su relieve. Cabe distinguir tres grandes regiones: las tierras calientes (hasta

los 1.000 m de altitud), las tierras templadas (1.000-2.000 m) y las frías (por encima de

2.000 m).

Su geografía física es en gran parte montañosa. Posee suaves playas en su litoral del

Pacífico y planicies bajas al norte del país. Es atravesado en su parte central por la

Cordillera de los Cuchumatanes y parte de la Sierra Madre del Sur.

En la ciudad de Guatemala se encuentran ubicados varios museos de importancia ya

que guardan distintas colecciones de interés para investigaciones científicas, por lo que

los muestres que se llevaran a cabo serán influenciados por las variaciones climáticas

como lo son la altitud y orientación de su relieve.

II.1.24 Toma de muestra por impactación

El muestreador de aire utilizado para la toma de muestra es el modelo Air Sampler

MAS 100 (Merck). Es un muestreador por impacto que aspira aire a través de una placa

perforada. La corriente resultante y las partículas que contiene se dirigen hacia la

superficie de agar en placa de Petri. El volumen de aire que se quiere captar es

programable y dispone de compensación automática de flujo para corregir las

desviaciones causadas por condiciones externas o por diferentes volúmenes de llenado de

las placas de Petri.

El uso de este método permite la separación de partículas del torrente de aire

utilizando la inercia de las mismas para forzarlas a su deposición en una superficie sólida

ó semisólida. La superficie de colecta es generalmente un medio de cultivo agarizado o

un portaobjetos de vidrio cubierto de una sustancia adhesiva, aunque se pueden utilizar

medios líquidos (Chantigny, 1989, p 45; Rojas y Martínez, 2000, pp 27-30).

Entre los biocolectores por impacto se incluyen al impactador por hendidura o rendija

Aeroscopio y el Burkard (ambos emplean un sólo orificio generalmente rectangular para

la entrada de aire), el Surfase Air Sampler (SAS) de tipo criba (emplea varios orificios,

usualmente de forma circular) y el Andersen (de 3 y 6 estadios) de tipo cascada (emplea

numerosas etapas con sucesivos pequeños orificios) (Buttner y Stetzenbach, 1991,

pp.1268-1270).

http://es.wikipedia.org/wiki/Geograf%C3%ADa_de_Guatemala

http://es.wikipedia.org/wiki/Cordillera_de_los_Cuchumatanes

http://es.wikipedia.org/wiki/Sierra_Madre_de_Chiapas

27

II.1.25 Conservación de cepas

Los tres objetivos que hay que alcanzar para conservar correctamente las cepas

microbianas en los laboratorios de microbiología son: que el cultivo a conservar sea puro,

evitando que se produzcan contaminaciones durante el proceso de conservación; que

durante el tiempo de conservación sobrevivan al menos el 70-80% de las células, y por

último, que estas células permanezcan genéticamente estables. Los dos primeros objetivos

no son muy difíciles de conseguir cuando se conoce bien la técnica microbiológica, pero

el tercero puede presentar dificultades, y este es el motivo por el cual existen varios

métodos de conservación para los microorganismos, y ninguno de ellos es de utilización

general. Estos método en tres apartados, que son: Métodos de elección o de conservación

a largo plazo, métodos alternativos y métodos restringidos (Sly, 1994, pp. 29-35.).

II.1.25.1 Conservación con aceite mineral

El almacenamiento en aceite mineral se prepara agar Saboraud dextrosa inclinado (30

° de la horizontal) en tubos de 30 ml con tapón de rosca. Se inocula con el hongo y se

espera a que la colonia esté madura. Se esteriliza el aceite mineral (parafina líquida,

gravedad específica 0.830-0.890) dos veces a 121 °C durante 15 minutos. Se cubre el

cultivo con aceite mineral estéril aproximadamente 10 mm por arriba del nivel del agar.

Si la profundidad del aceite es mayor el hongo no recibirá suficiente oxígeno y morirá; si

es menor, el micelio y/o agar expuesto en los lados del tubo permitirá la evaporación,

provocando que el cultivo se seque. Se almacenan todos los tubos, sin presionar

demasiado el tapón de rosca, en gradillas a temperatura ambiente. Se etiqueta con los

datos del hongo y la fecha de almacenamiento. Probar la viabilidad a intervalos

adecuados de tiempo, tomando un fragmento pequeño de la colonia, eliminando el

máximo de aceite, y sembrando por estría en agar papa dextrosa o en agar Saboraud

dextrosa. Se pueden necesitar varios tubos ya que el crecimiento puede mantenerse lento

por el aceite adherido al fragmento. Evitar el deterioro de los cultivos almacenados,

transfiriendo el cultivo a intervalos de dos años. Los períodos de viabilidad de los hongos

almacenados son de seis meses a 35 años, dependiendo de las especies (Weng, Junco y

Díaz, 2000, pp. 250-251).

II.1.26 Diseño de Estudio

Se llevara a cabo un estudio de conveniencia en la selección de los lugares a

muestrear. Es un estudio de diseño transversal. Para llevar a cabo el análisis estadístico se

elaborar una matriz de datos totales de las áreas muestreadas, dicha matriz de datos será

analizada con el programa Stata versión 10, y ala vez se realizara un análisis de varianza

de entrada múltiple, para establecer si existen diferencias significativas en cuanto a los

puntos de muestreo, ambiente y microorganismos. Para establecer estas diferencias se

usara el valor de p-value (p-value < 0.05, para diferencia significativa y p-value >0.05, en

caso de no existir diferencia significativa). Los resultados también se presentaran

gráficamente y se elaborara una gráfica de Tukey. Se utilizaran gráficas de barra para la

descripción de algunos resultados, calculándose la media estadística y la desviación

estándar de los niveles de contaminación del aire en los diferentes ambientes de los

museos.

28

PARTE IIII

III.1 RESULTADOS

III.1.1 Selección de hora de mayor contaminación en los locales

Se presentan los resultados de la carga fúngica expresada en unidades formadoras de

colonia por metro cúbico (UFC/m3) durante el muestreo intradiurno de seis horas, para

seleccionar la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior de cada uno de

los locales. La hora de mayor contaminación seleccionada está indicada por los picos más

altos en cada una de las gráficas.

En la cuadro 1 se indica que la hora de mayor contaminación en el BIGU es a las

11:00 h en el interior donde se recolectaron un total de570UFC/m3; mientras que en el

exterior fue a las 14:00 h con 1890 UFC/m3. La menorcarga de contaminación tanto en el

interior como en el exterior se registró a las 12:00h con 220UFC/m3

y 1030UFC/m3

respectivamente.

Cuadro 1. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor


Locales y áreas

muestreadas Hora

9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

BIGU interior 420 520 570 220 380 230

BIGU exterior 1480 1280 1150 1030 1240 1890 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

29

Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

En la gráfico 1 que corresponde al herbario BIGUse puede observar que la mayor

cantidad de hongos microscópicos se registró a las 11:00 h en el ambiente interior. A las

14:00 h en el ambiente exterior se registró la mayor contaminación, en las horas restantes,

las cargas de contaminación registradas fueron menores.

El cuadro 2 indica que la hora de mayor contaminación en el BIGU es a las 9:30 h

tanto en el interior donde se recolectaron un total de 2010UFC/3, como en el exterior con

un recuento de 1510UFC/m3. La menor carga de contaminación tanto en el interior como

en el exterior se registró a las 11:30 h con 840UFC/m3 y 880UFC/m

3 respectivamente.


contaminación en ambiente interior y exterior en la sección de macrohongos del Herbario

BIGU

Locales y áreas

muestreadas Hora

8:30 9:30 10:30 11:30 12:30 13:30

Anexo Interior 2480 2910 1380 840 1100 1220

Anexo Exterior 1500 1510 1380 880 930 1470 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

0

500

1000

1500

2000

09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

UFC

/m3

Hora

Gráfico 1. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección

de hora de máxima contaminación en el ambiente

interior y exterior en el BIGU

BIGU int

BIGU ext

30


El gráfico 2 presenta que la mayor cantidad de hongos microscópicos se registró a las

9:30 h en el ambiente interior y exterior en la sección de macrohongos del Herbario

BIGU. En las horas restantes, las cargas de contaminación registradas fueron menores.

En el cuadro 3 se muestra que la carga de mayor contaminación en el interior de la

Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta MICG es de 1230 UFC/m3 a las 13:00 h mientras

que en el exterior es de 1990 UFC/m3 a las 14:00 h. La menor contaminación en el

interior fue a las 10:00h con 720 UFC/m3

y en el exterior a las 13:00 h con un recuento de

840 UFC/m3.


contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta

MICG

Locales y áreas

muestreadas Hora

10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00

Micoteca interior 720 1110 1100 1230 920 1100

Micoteca exterior 1060 1330 1020 840 1990 1230 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

0500

100015002000250030003500

08:30 09:30 10:30 11:30 12:30 13:30

UFC

/m3

Hora


de hora de máxima contaminación en ambiente

interior y exterior en la sección de macrohongos del

Herbario BIGU

Anexo Interior

Anexo Exterior

31


El gráfico 3 hace referencia a los resultados de la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga

Peralta MICG y muestra una mayor contaminación fúngica a las 13:00 h en el interior, y a

las 14:00 h en el exterior. Puede observase que aun cuando esta fue la hora de máxima

contaminación, la variación en la concentración de UFC/m3 fue mínima con respecto a las

demás horas, tanto en el interior como en el exterior.

En el cuadro 4 se observa que en el interior del Index seminum se obtuvo una

concentración de 4190UFC/m3a las 9:30 h y en exterior la mayor fue de 2710 UFC/m

3 a

las 14:30 h. La carga mínima de contaminación por hongos se registró a las 11:30 h tanto

para el interior con 1200 UFC/m3 como en el exterior con 930 UFC/m

3.


contaminación en ambiente interior y exterior en el Index seminum

Locales y áreas

muestreadas Hora

9:30 10:30 11:30 12:30 13:30 14:30

Index Interior 4190 1750 1200 1260 1200 1410

Index Exterior 2630 1890 930 1070 1450 2710 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

0

500

1000

1500

2000

2500

10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00

UFC

/m3

Hora

Gráfico 3. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de hora de máxima contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca Rubén Mayorga Peralta MICG

Interior

Exterior

32


El gráfico 4 presenta la carga microbiana de hongos del Index seminum, se registró un

aumento notorio a las 9:30 h en el interior y a las 14:30 h en el exterior. En las horas

restantes, las cargas de contaminación registradas fueron menores.

En el cuadro 5 se observa que la hora de mayor contaminación en el Herbario de la

USCG se presentó a las 9:00 h en el interior con 1230 UFC/m3 y a las 14:00 h en el

exterior con 1140 UFC/m3. La menor contaminación del aire se registró a las 12:00 hen

el interior con 420UFC/m3, y en exterior a las 10:00 h con 660 UFC/m

3.


contaminación en ambiente interior y exterior en el Herbario de la USCG

Locales y áreas

muestreadas Hora

9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

USCG interior 1230 780 500 420 470 700

USCG exterior 1100 650 700 880 1080 1140 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

0

1000

2000

3000

4000

5000

09:30 10:30 11:30 12:30 13:30 14:30

UFC

/m3

Hora

Gráfico 4. Carga fúngica UFC/m3 para la selección de

hora de máxima contaminación en ambiente interior y

exterior en el Index seminum

Index Interior

Index Exterior

33


En el gráfico 5 presenta un aumento notorio a las 9:00 h en el interior y a las 14:00 h

en el exterior. En las horas restantes, las cargas de contaminación registradas fueron

menores.

En el cuadro 6 se muestran los resultados con respecto a la hora de mayor contaminación

en el MUSHNATy se registró que a las 13:00 h en el interior con 2350 UFC/m3 y a las

14:00 h en el exterior con 4050 UFC/m3. La menor contaminación del aire se registra a

las 9:00 h en el interior y exterior con 1220 UFC/m3 y con 1110 UFC/m

3

respectivamente.


contaminación en ambiente interior y exterior en el MUSHNAT

Locales y áreas

muestreadas Hora

9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

MUSHNAT interior 1220 1450 1710 1580 2350 2110

MUSHNAT exterior 1110 1350 1800 1370 1500 4050 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

UFC

/m3

Hora


de hora de máxima contaminación en ambiente

interior y exterior en el herbario USCG

USCG int

USCG ext

34


En el gráfico 6 se puede observar que la mayor cantidad de hongos microscópicos se

registró a las 13:00 h en el ambiente interior y a las 14:00 h en el ambiente exterior en el

MUSHNAT, en las horas restantes, las cargas de contaminación registradas fueron

menores.

En el cuadro 7 se muestra que la carga de mayor contaminación en el interior en el

MUSAC es de 930 UFC/m3 a las 13:00 h mientras que en el exterior es de 940 UFC/m

3 a

las 14:00 h. La menor contaminación en el interior fue a las 11:00h con 750 UFC/m3

y en

el exterior a las 10:00 h con un recuento de 290 UFC/m3.



Locales y áreas

muestreadas Hora

9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

MUSAC interior 910 810 750 890 930 900

MUSAC exterior 390 290 340 400 430 940 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

0

1000

2000

3000

4000

5000

09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

UFC

/m3

Hora

Gráfico 6. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de hora de máxima contaminación en ambiente interior y

exterior en el MUSHNAT

MUHSNAT int

MUHSNAT ext

35


En el gráfico 8 se muestra una mayor contaminación fúngica a las 13:00 h en el

interior, y a las 14:00 h en el exterior. Puede observase que aun cuando esta fue la hora

de máxima contaminación, la variación en la concentración de UFC/m3 fue mínima con

respecto a las demás horas, tanto en el interior como en el exterior.

0

200

400

600

800

1000

09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00

UFC

/m3

Hora

Gráfico 7. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de hora de máxima contaminación en ambiente interior y

exterior en el MUSAC

MUSAC int

MUSAC ext

36

III.1.2 Resultados de muestreos periódicos

III.1.2.1 Temperatura

El comportamiento de la temperatura medida en grados Celsius (°C) en el ambiente

interior y exterior a lo largo de los muestreos periódicos llevados a cabo en cada local en

el período de octubre de 2011 a marzo 2012 se presenta en las tablas 8 y 9.

Cuadro 8. Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente interior de cada

uno de los locales muestreados en el período de octubre de 2011 a marzo 2012

Local Mes

Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo

BIGU 24 23 23 22 23 22

Anexo delBIGU 24 22 23 21 22 23 Micoteca Lic. Rubén

Mayorga Peralta

MICG. 25 23 24 22 22 23

Index seminum 23 21 21 22 22 21

Herbario USCG 23 22 22 22 21 22

MUSHNAT 25 22 25 25 23 24

MUSAC 21 23 23 24 23 23

Biblio MUSAC 22 23 23 22 23 22 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

Cuadro 9. Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente exterior de cada

uno de los locales muestreados en el período de octubre de 2011 a marzo 2012

Local Mes


BIGU 23 22 23 23 23 23

Anexo del BIGU 24 21 23 20 22 23 Micoteca Lic. Rubén

Mayorga Peralta

MICG 25 24 24 23 23 24

Index seminum 25 22 25 25 29 23

Herbario USCG 25 22 25 24 24 24

MUSHNAT 25 22 26 25 23 23

MUSAC 21 24 23 23 27 24

Biblio MUSAC 21 24 23 26 30 27 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.

37

III.1.2.2. Conteos de muestreos periódicos y su relación con el porcentaje de

humedad relativa registrados en cada ambiente de los diferentes locales

muestreados.

A continuación se presenta la carga fúngica en UFC/m3 de los muestreos periódicos

llevados a cabo mensualmente en el período comprendido del mes de octubre del 2011 a

marzo del 2012 y su relación con el porcentaje de humedad relativa registrado en el

ambiente interior y exterior de cada local muestreado.

Gráfico 8. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y

porcentaje de humedad relativa registrada en el ambiente interior y exterior en el

Herbario BIGU durante los meses muestreados


En el gráfico 8 se puede observar que en el BIGU, la máxima carga fúngica

contaminante del exterior se registró en octubre (2790 UFC/m3), mientas que en el

interior este valor (1450 UFC/m3) se encuentra en noviembre. Se observa una tendencia

(enero, febrero y marzo) de la carga fúngica a descender a medida que la humedad

relativa desciende en el ambiente interior. Lo contrario ocurre en el ambiente exterior, en

el cual se incrementa la carga fúngica paralelamente a la humedad relativa a partir de

enero.

Oct Nov Dic Ene Feb Mar

Interior 120 1450 1020 1150 850 720

Exterior 2790 1030 1300 820 990 1310

%HRi 50 61 57 59 53 51

%HRe 63 53 60 53 53 63

0

10

20

30

40

50

60

70

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

% H

R

UFC

/m3

38


porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en la sección

de macrohongos del BIGU durante los meses muestreados


En el gráfico 9 se aprecia que en la sección de macrohongos del BIGU, la mayor

carga fúngica del exterior se encuentra en octubre (2790 UFC/m3), mientras que la menor

carga se encuentra en noviembre (430 UFC/m3). En cuanto al interior, la mayor carga

fúngica se encontró en diciembre (1630 UFC/m3) y la menor carga en octubre (450

UFC/m3). También se observa una tendencia a incrementar la carga fúngica a partir de

enero en el interior a medida que aumentó la humedad relativa.


Interior 450 540 1630 470 920 1240

Exterior 2790 430 1610 1420 1140 1180

%HRi 55 57 67 60 62 65

%HRe 67 52 63 62 56 56

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

% H

R

UFC

/m3

39


porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en la

MicotecaLic. Rubén Mayorga Peralta durante los meses muestreados


En el gráfico 10 se indica que en los meses de octubre y noviembre se encontró la

mayor carga fúngica (1270 UFC/m3) interna, mientras que la menor carga fúngica se

encontró en enero (710 UFC/m3), igualmente en el interior. En cuanto al exterior la mayor

y menor carga fúngica se registró en los meses de enero (1780 UFC/m3) y octubre (320

UFC/m3) respectivamente. Es importante mencionar que la carga micológica incrementa

o disminuye a medida que varía el porcentaje de humedad relativa. En enero la carga

fúngica del exterior disminuyó a medida que disminuyó la humedad relativa.


Interior 1270 1270 1140 710 1070 1020

Exterior 320 1100 1040 1780 1560 970

%HRi 63 62 61 49 53 51

%HRe 45 57 52 63 62 52

0

10

20

30

40

50

60

70

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

2000

% H

R

UFC

/m3

40


porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el Index

seminum durante los meses muestreados


En el gráfico 11 se observa el comportamiento de la carga fúngica y el porcentaje de

humedad relativa registrados durante los meses muestreados en el Index seminum. Es

importante notar que el porcentaje de humedad relativa del exterior en cada uno de los

meses fue mayor que el porcentaje de humedad relativa del interior. En febrero se registró

la mayor carga fúngica tanto del interior (2300 UFC/m3) como del exterior (1860

UFC/m3), así como el mayor porcentaje de humedad relativa. La menor carga fúngica del

interior (600 UFC/m3) y el exterior (500 UFC/m

3) se registró en noviembre y enero

respectivamente.


Interior 1310 600 1970 1510 2300 1190

Exterior 700 500 1560 510 1860 540

%HRi 58 51 62 60 66 56

%HRe 49 49 57 48 58 56

0

10

20

30

40

50

60

70

0

500

1000

1500

2000

2500

% H

R

UFC

/m3

41


porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el Herbario

USCG durante los meses muestreados


En el gráfico 12 es evidente que la carga fúngica del Herbario USCG exterior es

superior a la del interior. Los valores registrados en el exterior superan las (600 UFC/m3)

y la mayor carga se determinó en febrero (3580 UFC/m3). El interior del Herbario

presentó valores por debajo de las 300 UFC/m3 en los muestreos. El menor valor se

registró en febrero (200 UFC/m3).


Interior 280 300 220 240 200 280

Exterior 650 1890 2750 980 3580 1400

%HRi 52 59 47 52 46 59

%HRe 49 53 54 49 57 49

0

10

20

30

40

50

60

70

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

% H

R

UFC

/m3

42


porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el

MUSHNAT durante los meses muestreados


En el gráfico 13 se observa el comportamiento que presentó tanto la carga fúngica y el

porcentaje de humedad relativa en los meses muestreados en el MUSHNAT. La mayor

carga fúngica se presentó en diferente mes para cada ambiente. En el interior se registró

en octubre (2850 UFC/m3) y en el exterior en diciembre (1630 UFC/m

3). Sin embargo, la

menor carga tanto para el interior (510 UFC/m3) como para el exterior (180 UFC/m

3) se

registró en enero, así como el menor porcentaje de humedad relativa que se encontró

durante el muestreo, en el interior 45% y en el exterior 45%.


Interior 2850 600 1630 510 1690 2390

Exterior 560 450 1450 180 1310 1340

%HRi 60 47 48 44 54 58

%HRe 47 45 60 45 50 58

0

10

20

30

40

50

60

70

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

% H

R

UFC

/m3

43


porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en la biblioteca

del MUSAC durante los meses muestreados


En el gráfico 14 se presenta que el mayor porcentaje de humedad relativa (65%), así

como la mayor carga (1080 UFC/m3) del interior del MUSAC se registraron en octubre.

La menor carga fúngica del interior se determinó en marzo (390 UFC/m3). En el exterior

la mayor carga (1010 UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa (66%) se encontró en

diciembre.


Interior 1080 740 990 450 650 390

Exterior 420 420 1010 350 340 310

%HRi 65 60 63 56 60 55

%HRe 64 57 66 51 50 41

0

10

20

30

40

50

60

70

0

200

400

600

800

1000

1200

% H

R

UFC

/m3

44


porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el MUSAC

durante los meses muestreados


En el gráfico 15 se observa que en el MUSAC en diciembre, se registró la mayor

carga fúngica tanto del interior (840 UFC/m3) como del exterior (860 UFC/m

3). Así

mismo, en diciembre se registró el mayor porcentaje de humedad relativa tanto en el

interior (66%) como del exterior (64%). La menor carga fúngica se encontró en enero,

tanto en el interior (170 UFC/m3) como en el exterior (290 UFC/m

3).


Interior 380 380 840 170 390 770

Exterior 440 400 800 290 330 320

%HRi 57 56 66 54 60 61

%HRe 64 58 64 50 53 50

0

10

20

30

40

50

60

70

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

% H

R

UFC

/m3

45

III.1.3 Géneros fúngicos predominantes aislados e identificados en los locales


En el gráfico 16 se observa la variación de los tres géneros fúngicos predominantes en

los seis muestreos del aire exterior en el Herbario BIGU. El género Penicillium

predominó sobre los otros dos géneros, el pico más alto se observó en octubre y enero.

Cladosporium registró porcentajes de aparición bajos, presentando su pico más alto en

marzo. Aspergillus es el género que registró porcentajes de frecuencia de aparición

menores y presentó el pico más alto en octubre.



Aspergillus 37% 10% 20% 14% 17% 12%

Cladosporium 25% 5% 13% 8% 41% 70%

Penicillium 13% 74% 56% 73% 32% 12%

0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%

100%

Po

rce

nta

jeGráfico 16. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo

largo de los seis meses de muestreo en el exterior del Herbario

BIGU


Aspergillus 25% 10% 27% 3% 29% 9%

Cladosporium 25% 5% 11% 4% 24% 69%

Penicillium 50% 70% 52% 87% 40% 19%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je

Gráfico 17. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el interior del Herbario BIGU

46

En el gráfico 17 se muestra el comportamiento que presentaron los tres géneros

fúngicos predominantes en el aire interior del Herbario BIGU. Como se observa

Penicillium presentó un porcentaje de aparición mayor en comparación con los otros dos

géneros. El género Penicillium presentó su mayor porcentaje de aparición en marzo con

un 69%. Aspergillus ocupó el tercer lugar en porcentaje de aparición y presentó su pico

máximo en diciembre con un 27%.


En el gráfico 18 se observa el comportamiento de los géneros fúngicos predominantes

en el aire exterior de la sección de macrohongos del BIGU. El género Penicillium

presentó un incremento en el porcentaje de aparición en noviembre y enero. El género

Cladosporium presentó el segundo lugar en porcentaje de aparición y presentó su pico

máximo en febrero y marzo. El género Aspergillus registró el tercer lugar con un pico

máximo en octubre.


Aspergillus 27% 14% 17% 3% 24% 12%

Cladosporium 13% 4% 11% 9% 38% 37%

Penicillium 53% 73% 62% 87% 33% 39%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je

Gráfico 18. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo

largo de los seis meses de muestreo del exterior de la sección de

macrohongos del BIGU.

47


En el gráfico 19 se observa que Penicillium presentó un incremento en enero,

Cladosporium reportó un incremento en el porcentaje de aparición en marzo y Aspergillus

alcanzó su pico más elevado en el aire en febrero.


En el gráfico 20 se observa que el género Penicillium presentó un incremento en enero

(su pico máximo) y descendió en los meses de febrero y marzo. El género Cladosporium

reportó un crecimiento homogéneo de octubre a febrero y su pico máximo fue en marzo.

El género Aspergillus alcanzó su pico más elevado de presencia en el aire en los meses de

febrero y marzo.


Aspergillus 10% 9% 20% 2% 37% 7%

Cladosporium 7% 7% 18% 7% 22% 63%

Penicillium 67% 73% 52% 86% 39% 11%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%P

orc

en

taje


largo de los seis meses de muestreo del interior de la sección de

macrohongos del BIGU


Aspergillus 31% 11% 8% 4% 15% 15%

Cladosporium 23% 16% 20% 21% 21% 59%

Penicillium 31% 68% 56% 75% 60% 24%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je

Gráfico 20. Variación de los géneros fúngicos predominantes a los

largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de la

Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta MICG

48


En el gráfico 21 se observa que el género predominante en el aire interior de la

Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta, fue Penicillium, alcanzó su pico máximo en

noviembre con 72%. El segundo género predominante fue Cladosporium que alcanzó su

pico máximo en marzo con un 62% y en tercer lugar fue el género Aspergillus, que

presentó menor porcentaje de frecuencia de aparición, alcanzando su pico máximo en

octubre.


Como se observa en el gráfico 22 el género fúngico Cladosporium, presentó un

incremento en febrero y marzo en el aire exterior del Index seminum y alcanzó su pico

máximo en febrero. El género Penicillium reportó un incremento del porcentaje en

octubre y noviembre para luego descender en diciembre e incrementar su porcentaje de


Aspergillus 22% 12% 8% 17% 14% 12%

Cladosporium 33% 11% 16% 7% 46% 62%

Penicillium 34% 72% 62% 71% 35% 22%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je


largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de la

Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta MICG


Aspergillus 40% 20% 17% 25% 6% 12%

Cladosporium 20% 26% 48% 26% 58% 64%

Penicillium 30% 40% 22% 49% 35% 19%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je

Gráfico 22. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del Index

Seminum

49

aparición en enero. El género Aspergillus mostró su pico máximo en octubre, se mantuvo

constante en noviembre, diciembre y enero. Descendió en febrero para luego aumentar en

marzo.


En el gráfico 23 se observa que el género fúngico predominante en el aire interior del

Index seminum es Cladosporium, este alcanzó su pico máximo en diciembre y marzo, en

segundo lugar se reportó a Penicillium que alcanzó su pico máximo en noviembre y enero

con valores de 58%. En tercer lugar se encuentra el género Aspergillus que presentó

menor porcentaje de frecuencia de aparición, alcanzando su pico máximo en marzo con

25%.



Aspergillus 19% 8% 23% 14% 14% 25%

Cladosporium 9% 33% 57% 26% 51% 58%

Penicillium 36% 58% 18% 58% 27% 12%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta


largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del Index

Seminum


Aspergillus 25% 9% 11% 8% 12% 5%

Cladosporium 12% 15% 56% 14% 58% 32%

Penicillium 38% 68% 26% 69% 28% 58%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je

Gráfico 24. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del USCG

50

En el gráfico 24 se muestra el comportamiento que presentó cada uno de los tres

géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis muestreos realizados en el aire

exterior del Herbario USCG. Como se observa Penicillium tuvo los picos más altos de

porcentaje de aparición en los meses de noviembre, enero y marzo. El género

Cladosporium presentó sus picos más altos en diciembre, febrero y marzo. El género

Aspergillus presentó su pico más alto de crecimiento en octubre y en los siguientes meses

hasta febrero se mantuvo constante, presentando un descenso en marzo.


En el gráfico 25 se observa la variación que presentaron los tres géneros fúngicos

predominantes en el aire interior del Herbario USCG mostrando Penicillium su pico más

alto en noviembre. Este es el género fúngico que reportó mayor porcentaje de aparición

durante todos los meses. El género Cladosporium presentó su mayor porcentaje de

aparición en marzo y es el segundo género que predominó en el aire interior del herbario

USCG. El género Aspergillus ocupa el tercer lugar en porcentaje de aparición y presentó

su máximo pico en marzo.


Aspergillus 10% 2% 5% 11% 10% 15%

Cladosporium 34% 19% 41% 20% 46% 48%

Penicillium 20% 70% 45% 60% 44% 36%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je


largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del USCG

51


En el gráfico 26 se observa el comportamiento de los tres géneros fúngicos

predominantes en el aire exterior del MUSHNAT. Cladosporium alcanzó su pico máximo

en marzo con un 70%. El género Penicillium fue el segundo género más frecuente y

presentó su pico máximo en noviembre y enero con porcentajes de 51% y 49%

respectivamente. El género Aspergillusregistró porcentajes menores, y presentó el pico

más alto en noviembre con 22%.


En el gráfico27 se observa que Penicillium presentó un aumento en el porcentaje de

aparición en el aire interior del MUSHNAT en noviembre cuando alcanzó su pico más

alto. El género Cladosporium presentó un porcentaje de frecuencia de aparición alto en

febrero. El género Aspergillus presentó los picos más bajos como se observa en la gráfica


Aspergillus 17% 22% 18% 13% 12% 8%

Cladosporium 25% 23% 43% 29% 58% 70%

Penicillium 42% 51% 28% 49% 26% 17%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%P

orc

en

taje


largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del

MUSHNAT


Aspergillus 40% 7% 22% 28% 17% 11%

Cladosporium 20% 11% 38% 23% 59% 45%

Penicillium 40% 81% 27% 48% 21% 30%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je

Gráfico27. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo

largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del

MUSHNAT

52

en comparación con los otros dos géneros, sin embargo alcanzó su pico más alto en

octubre.


En el gráfico 28 se observa el comportamiento de los géneros fúngicos predominantes en

el aire exterior del MUSAC. El género Penicillium presentó un incremento en el

porcentaje de aparición en enero. El género Cladosporium presentó el segundo lugar en

porcentaje de aparición y presentó su pico máximo en febrero y marzo. El género

Aspergillusse registró en tercer lugar con su pico máximo en diciembre.


En el gráfico 29 se observa que Penicillium presentó un incremento en enero cuando

alcanzó su pico máximo y disminuyó en febrero y marzo. El género Cladosporium


Aspergillus 25% 20% 27% 18% 10% 14%

Cladosporium 13% 5% 22% 16% 55% 56%

Penicillium 50% 40% 35% 66% 31% 29%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta


largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del MUSAC


Aspergillus 20% 25% 31% 11% 3% 15%

Cladosporium 20% 25% 27% 12% 55% 60%

Penicillium 25% 35% 22% 74% 38% 21%

0%

20%

40%

60%

80%

100%

120%

Po

rce

nta

je


largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del MUSAC

53

reportó un crecimiento en los meses de octubre a diciembre y su pico máximo fue en

febrero y marzo. El género Aspergillus alcanzó su pico más elevado en diciembre.

III.1.3.1 Especies de los géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia

En el cuadro 10 se observa que Penicillium sp. presentó un porcentaje de aparición

igual al 42% predominando sobre otras especies aisladas en los locales considerados en el

estudio, las cuales se aislaron en porcentajes menores al 1%.

Cuadro 10. Especies del género Penicillium aisladas e identificadas en los muestreos

Especies Porcentaje

Penicillium sp. 42%

Penicillium chrysogenum <1%

Penicillium marneffei <1%

Penicillium fluccosum <1%


En el cuadro 11 se observan las especies del género Cladosporium que se aislaron en

todos los locales. Cladosporium sp. fue predominante con un 30% y se aislaron en

porcentajes menor al 1% las siguientes especies C. cladosporoides, C. herbarum.

Cuadro 11. Especies del género Cladosporium aisladas e identificadas en los

muestreos

Especies Porcentajes

Cladosporium sp. 30%

Cladosporium

cladosporoides <1%

Cladosporium herbarum <1%


En el cuadro 12 se observan las especies del géneroAspergillus aisladas en todos los

locales. Se observa que el Aspergillus sp. fue el predominante con un 12%, las especies

de A. niger y A. terreus presentaron un porcentajes de frecuencia del 3%. Y en

porcentajes menor al 1% se aislaron las siguientes especies A. flavus, A. niveus y A

.oryzae.

Cuadro 12. Especies del géneroAspergillus aisladas e identificadas en los muestreos

Especies Porcentajes

Aspergillus sp. 12%

Aspergillus flavus <1%

Aspergillus niger 3%

Aspergillus niveus <1%

Aspergillus oryzae <1%

Aspergillus terreus 3%


54

III.1.3.2 Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia

Como se puede observar en el cuadro 13, se realizó una caracterización de 19 géneros fúngicos que se encontraron con menor

frecuencia de aparición en el ambiente interior y exterior de los locales muestreados. Algunos de estos géneros se presentaron

únicamente en el ambiente exterior de algunos locales y en el aire interior de otros.

Cuadro 13 A. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos

Local BIGU Int.% BIGU Ext.% Anexo del BIGU Int.% Anexo del BIGU Ext.%

Género/Mes Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar

Candidakrusei/inconspicua 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Candidafamata 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0

Candidaguillermondii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 2 0

Criptococcusalbidus 0 0 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0

Criptococcushumicola 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Cryptococcuslaurentii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 3 0 0 0 0 0 4

Fusarium 0 6 6 2 3 1 25 5 8 1 6 3 6 8 10 5 0 0 6 5 10 1 2 0

Mucor 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0

Paecilomyces 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Rhizopusoryzae 0 0 4 3 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 1 16 0 0 0 0 0 8

Rhodotorula mucilaginosa 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Scopulariopsisbrevicaulis 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Syncephalastrumracemosum 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Morfoespecies 0 7 0 0 1 0 0 6 0 0 0 0 1 7 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0

Fuente: proyecto FODECYT 28 2011. Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al que

pertenece.

55

Cuadro 13 B. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos

Local Micoteca Lic. Rubén Mayorga

Peralta Int.%

Micoteca Lic. Rubén Mayorga

Peralta Ext. % Index semimun Int. % Index seminum Ext. %


Candidafamata 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0

Criptococcusalbidus 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0


Cryptococcuslaurentii 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Fusarium 0 5 12 4 3 4 15 0 13 1 0 2 27 9 2 0 1 0 10 8 7 0 0 1

Geotrichumcapitatum 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0

Rhizopusoryzae 11 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 6 2 0 4 0 0 1 0


Protothecawickerhamii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0

Morfoespecies 0 4 2 0 0 0 0 5 3 0 1 0 0 15 14 0 0 0 0 10 6 0 0 0

Fuente: proyecto FODECYT 28 2011.

Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al que

pertenece.

56

Cuadro 13 C. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos

Local USCG Int. % USGC Ext. % MUSHNAT Int. % MUSHNAT Ext.%


Candidafamata 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0


Fusarium 0 9 0 0 0 1 12 8 6 0 0 0 0 1 5 0 2 10 14 0 4 0 2 5

Geotrichumcapitatum 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4 0 1 0 0

Geotrichumklebahnii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0

Mucorsp. 33 0 5 0 0 0 13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0

Rhizopusoryzae 33 0 0 2 0 0 0 0 1 7 2 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Rhodotorula minuta 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Rhodotorula mucilaginosa 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 1 4 0 0 0 0 2 0


Syncephalastrumracemosum 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Morfoespecies 34 0 9 0 0 0 12 0 16 2 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 7 0 0 0


Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al

que pertenece.

57

Cuadro 13 D. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos

Local MUSAC Int. % MUSAC Ext. %

Género/Mes Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar

Cladophialophora 20 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Cryptococcusuniguttulatus 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0

Fusarium 0 10 20 1 2 2 0 5 16 0 3 0

Rhizopusoryzae 0 0 0 0 2 2 0 0 0 0 1 1

Syncephalastrumracemosum 0 0 0 0 0 0 0 20 0 0 0 0

Morfoespecies 15 5 0 0 0 0 12 10 0 1 0 0


Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al

que pertenece.

58

III.1.4 Cuestionario para censar la calidad del aire del entorno de trabajo relacionada con posibles alergias provocadas por

hongos.

Se realizó un cuestionario que consta de 6 preguntas de respuesta multi-opción con el fin de contribuir a la recaudación de

información acerca de la salud ocupacional en museos, herbarios y colecciones de interés científico y de esta forma correlacionar las

características del entorno de trabajo con los posibles síntomas y signos patológicos como consecuencia de presencia fúngica en el aire

del local donde labora el personal (anexo 1). Se pasó el cuestionario mensualmente (durante 6 meses) a todos los trabajadores estables

de cada uno de los lugares en cuestión durante los 6 meses comprendidos para el muestreo. Paralelo a este cuestionario, se abordó con

un segundo cuestionario con el objetivo de colectar información general sobre las instalaciones y mobiliario así como la periodicidad

de la limpieza y la técnica empleada al hacerlo (anexo 2).

Cuadro 14. Pregunta No. 1 “Edad del personal estable en cada lugar muestreado”.

Herbario BIGU Anexo BIGU

MicotecaLic. Rubén

Mayorga Peralta Indexseminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC

Mes/Años

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

18 a 25 0* 0 0 1 0 1 0 1 0 2 2 1 2 2 2 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0

26 a 35 0 0 0 0 0 0 0 2 2 1 2 3 1 1 1 2 1 1 2 2 2 2 1 2 4 4 4 4 4 2 0 2 1 1 2 1 2 3 2 0 0 1

36 a 45 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0

Mayor de

46 1 1 1 1 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 2 2 1 3 1 1 0

Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 2 4 4 4 4 4 4 2 1 3 1 2 2 4 5 5 5 1 1 1


Donde: *= No. de personas.

Como se puede observar, en el cuadro 14, a lo largo de los 6 meses muestreados existió una gran fluctuación en cuanto a la

cantidad de trabajadores censados en cada lugar, siendo los más constantes la micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta, el herbarios

USCG e Index seminum. Sin embargo, a pesar de variaciones, se puede decir en datos generales que la edad con mayor frecuencia

presentada por los trabajadores es la comprendida entre los 26 a 35 años, seguida por los mayores a 46 y luego el rango de 18 a 25

años. Las edades comprendidas entre los 36 a 46, son las de menor frecuencia.

59

Cuadro 15. Pregunta No. 2 “Nivel académico presentado por el personal estable en cada lugar muestreado”.


MicotecaLic. Rubén

Mayorga Peralta Index seminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC

Mes/Niv

el de

estudio Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Ninguno 0* 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Primaria

sin

culminar 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Hasta 6to.

Primaria 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0

Bachillerat

o 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 0 0 1 2 0 0 2 0 2 2 1 0 0 1

Universita

rio 0 0 0 1 0 1 2 3 1 2 2 2 1 1 1 1 2 1 2 2 2 2 1 3 2 2 2 2 3 2 0 1 1 1 0 1 3 2 3 2 1 0

Graduado 1 1 1 1 1 0 0 0 1 1 1 2 1 1 1 1 2 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0

Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 2 2 2 2 4 1 2 2 2 2 1 4 4 4 4 4 3 2 1 3 1 1 2 4 5 5 4 2 1 1


Donde: *= No. de personas

En el cuadro 15, muestra el nivel académico alcanzado por el personal estable en cada uno de los lugares muestreados. Se observa

claramente que el nivel con más predominancia es el de estudios universitarios, seguido por los graduados (profesionales) y finalmente

el nivel académico más bajo recopilado es el de 6to. primaria, mostrando a dos persona en el MUSHNAT.

60

Cuadro 16. Pregunta No. 3 “¿Cuál es el tiempo que tiene el personal estable laborando en cada lugar muestreado?”.


MicotecaLic. Rubén


Mes/Años

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Menos de 1 0* 0 0 1 0 1 0 0 0 0 2 0 1 1 1 1 1 0 1 2 1 1 0 1 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0 2 1 1 1 0 1

2 a 3 0 0 0 0 1 0 0 2 0 0 0 0 1 1 1 1 1 1 0 0 0 0 1 1 3 3 3 3 1 0 0 0 0 0 0 0 2 3 2 0 0 0

4 a 5 0 0 0 0 0 0 0 1 2 3 1 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 1 1 1 2 1 0 1 1 0 1 0

Más de 5 1 1 1 1 0 0 2 0 0 0 1 0 2 2 2 2 2 0 1 0 1 1 1 1 1 1 1 1 0 2 0 2 1 1 0 3 1 0 1 0 0 0

Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 2 3 4 4 4 4 4 2 1 3 2 2 2 4 5 5 5 1 1 1



El cuadro 16 muestra el tiempo que lleva laborando cada uno de los trabajadores que fueron censados y con un contrato fijo en los

7 lugares encuestados. Como se puede apreciar la mayoría de ellos, lleva un tiempo comprendido de más de 5 años, principalmente en

el herbario BIGU y USCG, micoteca Lic. Rubén Mayorga Peraltay MUSAC. Las personas que reportaron más entre 2 y 3 años,

ocupan el segundo puesto siendo la micoteca y el herbario USCG los lugares con mayor frecuencia respecto a éste tiempo. El tercer

puesto lo ocupan las personas que cuentan con menos de un año de laborar en las respectivas instituciones encuestadas presentando el

menor número el anexo del BIGU, herbario BIGU y USCG y MUSHNAT. Finalmente el rango comprendido entre 4 y 5 años de

trabajar en el lugar, es el que menos número de respuestas positivas reportó, siendo el herbario BIGU, micoteca e Index seminum.

61

Cuadro 17. Pregunta No. 4 “La temperatura en su área de trabajo produce”.


MicotecaLic. Rubén


Mes/ Temp.

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Mucho

calor 0* 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 3 1 0 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 1

Mucho frío 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 0 0 1 0 0 1 2 0 0 0 0 5 5 3 1 1 0

No crea

problemas 1 1 1 2 1 1 0 2 2 3 3 2 4 4 4 4 4 1 2 2 1 2 0 2 2 3 3 2 1 1 0 1 2 2 1 3 0 0 1 0 0 0

Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 1 3 4 4 4 4 4 2 1 3 2 2 2 3 5 5 5 1 1 1

Fuente: proyecto FODEYT 28-2011.


Como se observa en el cuadro 17, la mayoría del personal encuestado en los diferentes lugares piensa que la temperatura que

registra su lugar de trabajo no produce problema alguno. Sin embargo, un número limitado de empleados en el anexo del BIGU,

herbario USCG, Index seminum, MUSHNAT y MUSAC piensan que se produce mucho frío en su lugar de labor. También, algunas

personas en el anexo del BIGU, herbario USCG, MUSHNAT y MUSAC piensan que se produce mucho calor en su área de trabajo.

Cuadro 18. Pregunta No. 5 “La humedad en su área de trabajo produce”.


Micoteca Lic. Rubén


Mes/

Humedad

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Mucha

humedad 0* 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 2 1 1 1 1 1 1 2 2 2 2 2 3 1 3 3 2 4 2 0 2 0 0 2 2 4 3 5 1 1 0

Ambiente

muy seco 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 1

No crea

problemas 1 1 1 2 1 1 0 2 2 3 3 2 3 3 3 3 3 0 0 0 0 0 0 1 3 1 1 0 0 0 0 1 2 2 0 2 1 1 0 0 0 0

Total 1 1 1 2 1 1 1 2 2 4 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 2 4 4 4 4 2 4 2 1 3 2 2 2 4 5 5 5 1 1 1


Donde: *= No. de personas.

62

En el cuadro 18 se puede apreciar que gran parte del personal estable que labora en el anexo del BIGU, herbario BIGU y USCG,

micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta, MUSHNAT y MUSHNAT piensa que la humedad, en su lugar de trabajo, no crea ningún

problema. A excepción de herbario BIGU, la otra parte del personal, piensa existe mucha humedad en su lugar de trabajo. Al mismo

tiempo, un limitado número de personas que laboran en el anexo del BIGU, MUSHNAT y MUSAC piensan que su lugar de trabajo se

ve afectado por un ambiente muy seco.

Cuadro 19. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección ocular”.


MicotecaLic. Rubén


Mes/ Síntoma

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

No 0* 0 0 0 0 0 2 1 1 1 2 2 4 4 4 4 4 1 1 2 1 1 0 2 4 3 3 4 2 2 0 3 1 1 1 3 1 2 0 0 0 0

Si 1 1 1 2 1 1 0 2 1 2 2 2 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 2 2 0 1 1 0 2 0 1 0 1 1 1 1 4 3 5 1 1 1

Enrojecimien-

to -a - - - xb - - x x x x x - - - - - - x x x x x x - - - - x - X - - - - - x x x x x -

Escozor/picor - - - - x - - x x x x x - - - - - - x x x x x - - - - - x - - - x x x - x x x - - -

Sequedad - x x x - X - - - - - x - - - - - - - - - - - x - - - - x - - - - - - x x x x - - x

Lagrimeo - - - - - - - x x x - - - - - - - - - - - - x - - x x - - - - - - - - x x x x x - x

Hinchazón - - - - - - - - x x x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - -

Visión

borrosa - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x x x x - -

Otro x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -


Donde: *= No. de personas; a= síntoma ausente;

b= síntoma presente.

Como se puede observar en el cuadro 19, la mayoría del personal (59%) estable en las distintas instituciones cuestionadas, no

reportó afecciones oculares debido a su área de trabajo. En la micoteca Lic. Rubén Mayorga Peraltase carece por completo de esta

sintomatología. En contraparte, un 41% del personal encuestado, reportó afección ocular, siendo los síntomas de enrojecimiento,

escozor y lagrimeo los de mayor frecuencia.

63

Cuadro 20. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección nasal”.


MicotecaLic. Rubén

Mayorga Peralta Herbario USCG Indexseminum MUSHNAT MUSAC

Mes/ Síntoma

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

No 1* 1 1 2 0 1 2 1 0 0 1 0 1 3 2 2 2 0 0 2 0 0 0 1 2 3 3 2 0 1 0 3 1 1 1 1 0 0 0 0 1 0

Si 0 0 0 0 1 0 0 2 2 3 3 4 3 1 2 2 2 1 2 0 2 2 2 3 2 2 2 2 4 1 1 0 1 1 1 3 5 5 5 1 0 1

Hemorragia

nasal -a - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - -

Congestión nasal

- - - - xb - - x x x x x - - - - - x - - - - x x x x x x - - - - - - - - x x x x - x

Sequedad

nasal - - - - - - - x - x - - x - - - - - - - - - - - x x x x - - - - - - - - x - x - - -

Rinitis (goteo

nasal) - - - - - - - x x - x x x - x x x x x x x x - x - x x - x - x - - - - x x x x - - -

Estornudos seguidos

- - - - x - - x x - x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x - - x x x x x x x x - x

Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -




En el cuadro 20, un 64% del personal cuestionado en las distintas instituciones, reportó la afección nasal. La micotecaLic. Rubén

Mayorga Peralta, el herbario USCG y MUSAC son los sitios más susceptibles ante esta afección. Entre los síntomas señalados con

mayor frecuencia se encuentra la congestión, sequedad y goteo nasal, además de los estornudos seguidos. Adicionalmente, un 36% del

personal no reportó afección nasal alguna, siendo el mes de octubre en el anexo del BIGU, noviembre en el MUSHNAT, marzo en el

MUSAC y casi por completo en el herbario BIGU a excepción del mes de marzo.

64

Cuadro 21. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección de

garganta”.


MicotecaLic. Rubén


Mes/Afección

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

No 1* 1 1 2 1 1 1 1 1 2 1 1 3 4 3 3 3 0 0 2 0 0 0 0 2 0 0 2 1 1 0 3 1 1 1 1 0 1 0 0 0 0

Si 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 1 2 0 2 2 2 4 2 4 4 2 3 1 1 0 1 1 1 3 5 4 5 1 1 1

Sequedad -a - - - x - - xb - - x - - - - - - x x x x x x - - - - x - - - - - - - x x x x - x

Picor - x X x x x - x x x x x - - - - - - x x x x x x - - - - x - - - - - - - - x x - - -

Dolor - - X - - - - - x - - - - - - - - - x x x x x x x x x x - - - - - - - - - - x - x x

Irritación - x X x x - - x x x x - x - x x x x x x x x x - x x x x x x x - - x x x x x x x x x

Ardor - - X - - - - - x - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - x x x - - -

Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - x - - - - - - - - -




En el cuadro 21 se presentan los datos obtenidos respecto la afección de garganta donde claramente se puede apreciar que la

mayoría del personal censado (56%) ha presentado afección de garganta siendo la irritación, dolor, sequedad y picor los síntomas de

mayor frecuencia presentada. Además, un 44% del personal no reportó afección alguna en la garganta, en lugares como el anexo del

BIGU (octubre), herbario BIGU (todos los meses) y en la micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta y MUSHNAT (noviembre).

65

Cuadro 22. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección

respiratoria”.


MicotecaLic. Rubén


Mes/ Síntoma

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

No 1* 1 1 1 2 1 1 1 2 2 2 2 4 4 4 4 4 1 1 2 1 1 1 3 3 3 3 3 1 1 0 3 2 2 2 3 0 1 0 0 1 0

Si 0 0 0 0 0 0 1 2 0 1 2 2 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 1 1 1 1 1 3 1 1 0 0 0 0 1 5 4 5 1 0 1

Dificultad

para respirar -a - - - - x - xb - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - x x x - - -

Tos x x - x x x x x - x X x - - - - - - x - x x x x x x x x x x - - - - - x x x x x - x

Dolor en el

pecho - x - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - x - x - - -

Otros - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - -




En el cuadro 22 se puede observar que el 66% de personal que labora establemente en las instituciones, no ha presentado afección

respiratoria durante los 6 meses abarcados para el estudio. Tal es el caso del herbario BIGU, micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta y

MUSHNAT a excepción de octubre y abril cuando se registró esta sintomatología. El restante 34%, ha declarado que sí ha presentado

esta afección, el síntoma más común es la tos, seguido por la dificultad para respirar y finalmente el dolor en el pecho.

66

Cuadro 23. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección cutánea”.


MicotecaLic. Rubén


Mes/ Síntoma

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

No 1* 1 1 1 1 0 2 3 2 3 4 3 3 4 3 3 4 1 1 2 1 1 1 2 4 4 4 4 4 2 1 3 1 1 1 3 2 2 1 0 1 1

Si 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0 1 1 0 1 1 0 0 1 0 1 1 1 2 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 3 3 4 1 0 0

Sequedad de

piel -a - - xb - - - - - - - x - - - - - - x - x x x x - - - - - - - - - - - x x x x - - -

Erupciones - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - x x x x - - - - - - - - x x x - - - - - - -

Escamas - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -

Picor - - - - - - - - - - - - x - x x - - x - x x x x - - - - - - - - - - - - x x x x - -

Ardor - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x x - - - - - - - - - - - - x - - - - -

Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - -




En el cuadro 23 se presentan los datos de la afección cutánea del personal estable de cada una de las instituciones consideradas. Se

observa que un 76% no ha presentado afección cutánea. Esta sintomatología no se registró en el herbario USCG y en abril en el anexo

del BIGU. Sin embargo, un 24% ha señalado que esta afección se ha presentado, manifestando principalmente picor, erupciones y

sequedad en la piel como síntomas.

67

Cuadro 24. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección similar a la

gripe”.


MicotecaLic. Rubén


Mes/Afección

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

Oct

.2011

No

v.2

01

1

Dic

.2011

En

e. 2

012

Mar

. 201

2

Ab

r. 2

012

No 1* 1 1 2 1 1 2 2 2 3 3 0 4 4 4 4 4 1 1 2 1 1 1 3 2 1 1 2 3 1 1 3 2 2 2 1 3 2 1 1 1 0

Si 0 0 0 0 0

0 1 0 0 1 4 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 1 2 3 3 2 1 1 0 0 0 0 0 3 2 3 4 0 0 1

Fiebre -a - - - - - - - - - - xb - - - - - - x - X x x x x x x x - X - - - - - x x x x - - -

Escalofríos - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - x x x x x x - - - - - - - - x x x - - x

Debilidad - - - - - - - x - - x x - - - - - - x - X x x x - - - - x - - - - - - x x x x - - -

Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - -

Fuente: Proyecto FODECYT 28-2011.



En el cuadro 24 se observa que un 68% del personal estable censado en cada institución, ha declarado no haber presentado afección

alguna similar a la gripe como en el herbario BIGU, la micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta y el MUSHNAT, a excepción de abril.

Por otra parte, un 32% del personal ha manifestado la afección similar a la gripe y el síntoma más frecuente fue la debilidad, seguido

por la fiebre y finalmente por los escalofríos.

68

Cuadro 25. Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales (anexo 2)


Local

Pregunta No. 1.1

No. de personas

que permanecen en

el establecimiento

Pregunta No. 1.2

Tránsito de

personal dentro del

establecimiento

Pregunta No. 1.3

Equipo de

seguridad utilizado

por el personal

dentro del

establecimiento

Pregunta No. 2.1

El mobiliario está

formado por los

siguientes

materiales

Pregunta No. 2.2

El techo del

establecimiento

está formado por

Pregunta No.2.3

El suelo del

establecimiento

está formado por

BIGU Tres De cuatro a seis Bata Metal, madera Block Piso de granito

Anexo BIGU Cinco o más De seis a ocho Bata Metal, madera,

fórmica. Block Piso de granito

MicotecaLic. Rubén

Mayorga Peralta Tres De cuatro a seis Bata Metal, madera Block Piso de granito

Index seminum Cuatro De seis a ocho Guantes

Madera y metal

Cielo falso y

lámina. Cemento

Herbario USCG Cinco o más De cuatro a seis Ninguno Metal, madera,

fórmica Madera, lamina

Madera, piso

cerámico

MUSHNAT Cinco o más Diez o mas Guantes, lentes,

mascarilla, bata

Metal, madera,

fórmica, madera

forrada de

fórmica

Madera, lámina Cemento, granito

MUSAC Cinco o más De cuatro a seis Ninguno Metal, madera Madera, concreto

Cemento, piso

cerámico, adoquín,

baldosa (piso de

barro)

69

Cuadro 25A. Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales (anexo 2).

Local

Pregunta No.3.1

Ventilación dentro

del establecimiento

Pregunta No. 4.1

Con que frecuencia

se realiza limpieza

dentro del

establecimiento

Pregunta No. 4.2

Hay asignado en su

área un encargado

de limpieza.

Pregunta No.4.3

Tipo de material

con que elimina el

polvo.

Pregunta No.4.4

Tipo de material

desinfectante que

utiliza en el área

de trabajo

BIGU Aire acondicionado,

deshumificador Semanal Si Trapo

Desinfectante

comercial, alcohol

Anexo BIGU Ventanas lisas Diario Si Trapo Desinfectante

comercial

MicotecaLic. Rubén

Mayorga Peralta Puerta de ingreso Semanal Si Trapo

Desinfectante

comercial

Index seminum Ventanas de paletas,

ventanas lisas Semanal Si Trapo

Alcohol

Escoba

Herbario USCG Aire acondicionado

Deshumificador Semanal Si Trapo

Desinfectante

comercial, alcohol

MUSHNAT Deshumificador Diario Si Mopa

Cloro,

Desinfectante

comercial,

Detergente

MUSAC

Ventana de paletas

Ventanas lisas

Deshumificador

Diario Si Aspiradora

Plumero

Cloro,

antibacterial,

desinfectante

comercial,

detergente Fuente: proyecto FODECYT 28-2011

70

III.1.5 Cepario

Se llevó a cabo la conservación de cepas con aceite mineral en donde están contenidas

todas las cepas fúngicas aisladas e identificadas de cada local el cual consta de 232

aislamientos total (anexo 31). En el cuadro 26 se muestran los géneros identificados con

mayor frecuencia.

Cuadro 26. Géneros fúngicos identificados con mayor frecuencia durante los muestreos

No. Géneros

1 Aspergillus flavus

2 Aspergillus niger

3 Aspergillus niveus

4 Aspergillus oryzae

5 Aspergillus sp.

6 Aspergillus terreus

7 Candida famata

8 Candida krusei/inconspìcua

9 Candida guillermondii

10 Cladophialophora sp.

11 Cladosporium cladosporoides

12 Cladosporium herbarum

13 Cladosporium sp.

14 Cryptococcus albidus

15 Cryptococcus humícola

16 Cryptococcus laurentii

17 Cryptococcus klebani

18 Cryptococcus uniguttulatus

19 Fusarium sp.

20 Geotrichum capitatum

21 Mucor sp.

22 Paecilomyces sp.

23 Penicillium chrysogenum

24 Penicillium sp.

25 Rhizopus sp.

26 Rhodotorula mucilaginosa

27 Rhodotorula sp.

28 Scopulariopsis brevicaulis

29 Syncephalastrum racemosum

30 Trichosporon mucoides

31 Penicillium fluccosum

32 Prototheca wickerhamii

33 Rhodotorula minuta Fuente: proyecto FODECYT 28-2011

71

III.1.6 Documentos para apoyo elaborados a las colecciones muestreadas

Con base a las necesidades detectadas en cada local y en apoyo al mantenimiento de las

colecciones se diseñó una guía titulada “Guía para el control del biodeterioro de las

colecciones científicas” (anexo 28) en la cual se trata de recopilar la información relevante

en cuanto al deterioro y formas de prevención, adicionalmente se proponen normas de

limpieza y desinfección para mejorar la calidad del aire y promover de esta manera la

conservación de las colecciones y material de valor científico que se encuentran en estos

establecimientos. Simultáneamente, con la información recopilada de la guía se diseñaron

dos trifoliares sobre cuidado y mantenimiento en museos (anexo 29) y en herbarios (anexo

30), los cuales fueron presentados a través de una exposición.

III.1.7 Análisis estadístico

Cuadro 27. Análisis de varianza de anidado por tipo, lugar, ambiente y muestreo

Number of obs = 288 R-squared = 0.8530

Root MSE = .323945 Adj R-squared = 0.7803

Source | Partial SS df MS F Prob > F

---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

Model | 116.928098 95 1.23082208 11.73 0.0000 |

tipo | 12.0932035 1 12.0932035 7.41 0.0345

lugar|tipo | 9.79143406 6 1.63190568 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

lugar|tipo | 9.79143406 6 1.63190568 0.41 0.8549

ambiente|lugar|tipo | 32.0364252 8 4.00455315 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

ambiente|lugar|tipo | 32.0364252 8 4.00455315 6.57 0.0000

muestreo|ambiente|lugar|tipo | 45.7374207 75 .609832276 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

muestreo|ambiente|lugar|tipo | 45.7374207 75 .609832276 5.81 0.0000

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Residual | 20.1485274 192 .104940247

--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

Total | 137.076625 287 .477618903

Fuente: proyecto FODECYT 28-2011

Se llevó a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza

anidado, en donde los factores tomados en cuenta fueron: tipo, que ser refiere a si la

institución es un herbario o un museo; lugar, que se refiere a las instituciones de manera

individual; ambiente, que se refiere al ambiente interior y al ambiente exterior; y muestreos,

que son los meses en lo que se llevaron a cabo el muestreo que corresponden de octubre de

2011 a marzo de 2012. Como se puede observar en el cuadro 26 el análisis comienza con

la jerarquía más alta, es decir el tipo de institución, le sigue el lugar, luego amiente y por

último los meses de muestreo, cada uno de estos factores está anidado (dentro de) en el que

le sigue en el orden superior, en las filas de la tabla se observa el orden de jerarquización de

arriba hacia abajo: tipo es la variable inicial, le sigue lugares anidados en tipo, le sigue

ambiente anidado en lugar y tipo, por último meses de muestreo está anidado en ambiente,

lugar y tipo. Este cuadro muestra que hay diferencia significativa entre los tipos (herbarios

y museos), entre los ambientes y entre los meses muestreados en los que se llevo a cabo

72

este estudio ya que se obtuvo valores menores de 0.05 para estos cosas, no siendo así entre

los lugares donde se obtuvo un valor mayor a 0.05 con lo cual se muestra que no hubo

diferencia significativa.

Gráfico 30. Comparación entre herbarios y museos con relación a la carga fúngica en

UFC/m3.


El gráfico 30, llamado grafico de barras de error, identifica en los puntos centrales el valor

central de la media, ubicado en la línea vertical (barra de error)que indica el intervalo de

confianza, donde se observa que existe diferencia significativa entre los tipos de institución,

es decir, la carga fúngica difiere significativamente entre museos y herbarios (p=0.0345).

73

Gráfico 31. Comparación del ambiente interior y ambiente exterior de los locales

muestreados a lo largo de la investigación.


Al realizar la comparación entre el ambiente interior y el ambiente exterior, gráfico 31, se

observa que si existe diferencia significativa entre los ambientes, es decir que la carga

fúngica en el exterior es significativamente diferente a la del interior (p<0.00001). Dicho

de otro manera, las cargas fúngicas encontradas en el exterior son mayores a las

encontradas en el interior.

74

Gráfico 32. Variación de la carga fúngica presente en los locales muestreados con

respecto a los meses en que se llevo a cabo la investigación


Como se observa en la gráfica 32 los meses donde hubo mayor carga fúngica fueron

diciembre (época fría), febrero (época seca fría) y marzo (época seca). Los meses de

octubre, noviembre y enero presentan diferencia significativa con diciembre, febrero y

marzo, donde se observa una carga fúngica menor (Intervalos múltiples de Duncan,

p<0.00001). Aspectos a considerar cuando se muestrea es la estacionalidad (entre época

seca y lluviosa), temporalidad (si existió un suceso que pudiera afectar por situaciones

temporales), debe además tomarse en cuenta desplazamientos (algún factor externo o

interno que influye en todos los sitios o ambientes, por ejemplo que dejaran de limpiar, que

hubiera un incremento en el personal, etc.). El gráfico demuestra que existe diferencia

significativa entre los meses de muestreo (p<0.00001).

75

Gráfico 33. Comparación de ambiente interior y ambiente exterior y el tipo de local

(herbario o museo).


Como se observa en el gráfico 33 existe diferencia significativa entre ambiente interior y

exterior y los tipos de institución, es decir, la carga fúngica difiere significativamente entre

ambiente interior y exterior en los herbarios y los museos.

76

III.2 DISCUSIÓN DE RESULTADOS

III.2.1 Determinación de la hora de máxima contaminación

Con el objetivo de establecer la hora de mayor contaminación fúngica en el aire, se

realizó un muestreo intradiurno, por un periodo de seis horas consecutivas acorde al horario

de atención en cada local; el cual permitió obtener información sobre la contaminación

existente a nivel general. Para la selección de hora de mayor contaminación se hizo un

análisis de los resultados obtenidos del monitoreocon el que sedeterminó que la

concentración de hongos microscópicos varía durante las horas muestreadas en todos los

locales donde se observó que el 35% de los puntos muestreados (BIGU interior, sección de

macrohongos del BIGU interior y exterior,Index seminum interiory Herbario USCG

interior) presentaron mayor concentración de colonias en horas de la mañana y el 65%

restante, presentó mayor concentración en horas de la tarde (cuadros 1-7).

Al comparar los diferentes locales se pudo observar que la mayoría presentaron valores

máximos de carga fúngica en horas de la tarde, lo cual corrobora la influencia de los

factores ambientales (temperatura, lluvia, corrientes de aire, altitud, número de personas,

entre otras) para la obtención de determinados niveles (De la Rosa, Mosso y Ullán, 2002).

Otro valor que influye en los resultados obtenidos es la actividad propia del lugar, la de los

seres vivos y la cantidad de polvo presente, a lo cual se suman las variaciones estacionales,

por lo que la cantidad de contaminación fúngica variará si se agregan los factores de

temperatura y humedad relativa (Bovallius, Butch, Roffey y Anas, 1978).

Como se mencionó, las horas establecidas para la realización de los muestreos variaron

de un local a otro, en dependencia del horario de atención y rotación de personal, por lo que

las concentraciones fúngicas obtenidas variaron en hora y en cantidad. La hora de muestreo

se seleccionó acorde a la hora en la que se obtuvo una mayor concentración de hongos

microscópicos, lo cual aseguró obtener la mayor cantidad de géneros fúngicos presentes

durante los muestreos. Las horas establecidas para realizar los muestreos periódicos en

cada área fue: BIGU interior 11:00 h, exterior 14:00 h (gráfico 1); sección de macrohongos

del BIGU interior y exterior 9:30h (gráfico 2); Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta -

MICG- interior 13:30 h, exterior 14:30 h (gráfico 3); Index seminum interior 9:30 h,

exterior 14:30 h (gráfico 4); Herbario USCG interior 9:00 h, exterior 14:00 h (gráfico 5);

MUSHNAT interior 13:00 h, exterior 14:00 h (gráfico 6); y MUSAC interior 13:00 h y

exterior 14:00 h (gráfico 7).

77

III.2.2 Niveles de contaminación periódica en las diferentes áreas muestreadas

III.2.2.1 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y

exterior del Herbario BIGU, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad

relativa.

El Herbario del BIGU es una institución que se dedica a la recolección y mantenimiento

de colecciones de flora nativa. Aunque aún no existe una normativa nacional que establezca

los límites para clasificar un ambiente interior como contaminado o no, niveles elevados de

contaminación fúngica puede ocasionar problemas sobre la salud de los ocupantes si

sobrepasan las 2000 UFC/m3 (Klanova, 2002). También l deterioro biológico

“Biodeterioro”, causado por microorganismos (bacterias y hongos) ocasiona cambios no

deseados en las propiedades de los materiales (Hueck, 1965). Por otra parte, según Wanner

en 1993, categorizó la contaminación en ambientes interiores como “muy baja” (<25

UFC/m3), “baja” (25-100 UFC/m

3), “intermedia” (100-500 UFC/m

3), “alta” (500-2000

UFC/m3) y “muy alta” (>2000 UFC/m

3).

Según lo reportado en el interior de Herbario BIGU, los niveles de unidades formadoras

de colonias por metro cúbico, no sobrepasan las 1500 UFC/m3 en ninguno de los meses

muestreados, lo cual según Klanova en el 2002, no representa un riesgo para la salud del

personal, ya que no sobrepasa a las 2000 UFC/m3. Sin embargo, según los criterios

establecidos por Wanner en 1993, la contaminación presentada en este lugar es clasificada

como “alta” por encontrarse entre el rango de 500-2000 UFC/m3. Así mismo, según Rojas

y otros en el 2002, en los países que presentan clima tropical los niveles de contaminación

fúngica en ambientes interiores oscilan entre las 1000 UFC/m3. Al comparar este parámetro

con los resultados obtenidos en este estudio (gráfico 8), los meses que sobrepasan tal rango

son noviembre, diciembre y enero. Las causas de este comportamiento pueden deberse a la

liberación constante de contaminantes acarreados por el personal así como el tipo de

trabajo que se lleva a cabo en este lugar, es decir, la manipulación de especímenes

vegetales, ya que según se ha reportado por Zubiria en el 2004, la concentración de

microhongos suspendidos en el ambiente incrementa al manipular material de tipo orgánico

tales como hojas, semillas, tierra entre otros.

En ambos ambientes se observa que la mayor concentración fúngica se presentó cuando

se registró el mayor porcentaje de humedad relativa, según Michalski en el 2009, la

humedad relativa influye directamente en el tiempo de crecimiento de los microhongos.

Michalski señala que a medida que el porcentaje de humedad relativa incrementa se

favorece el desarrollo de los microhongos. La diferencia en los rangos de UFC/m3 (120-

1450) que se obtuvieron en el interior puede estar influenciada por el porcentaje de

humedad relativa que se registró durante los meses muestreados lo cual se manifiesta al

haber encontrado una menor concentración fúngica (120 UFC/m3) junto con un menor

porcentaje de humedad relativa (50%). Así mismo, durante la realización de los muestreos

existieron variables que pudieron influir en la carga micológica registrada en este como la

disminución de la temperatura (cuadros 8 y 9) que según Michalski en el 2009 esta variable

es inversamente proporcional al porcentaje de humedad relativa, lo cual se aprecia en

noviembre, donde el descenso en la temperatura favoreció el incremento de humedad

relativa. Otras variables de importancia son el aumento en el número de personas que

78

transitaron durante el muestreo, así como la suspensión de contaminantes en el aire a causa

de una limpieza previa.

Por otra parte, según Maynard en el 2004, la concentración de la carga fúngica en los

ambientes externos se encuentra afectada por las condiciones meteorológicas, la

concentración fúngica en el exterior del herbario BIGU durante los meses muestreados

mantuvo niveles medios que no excedieron las 1500 UFC/ m3, a excepción de octubre, el

cual presentó un valor de 2790 UFC/m3. Esto pudo deberse a que en este mes se inició un

frente frío, que favoreció el ingreso de humedad del Pacífico, además de ser este el segundo

mes del año 2011 que presentó mayor precipitación pluvial (385 mm de lluvia)

(INSIVUMEH, Reporte mensual).

Un factor importante en la contaminación fúngica presente en el Herbario BIGU, son

las condiciones de infraestructura con que se cuenta, la ventilación es a través de aire

acondicionado contando con una única puerta de ingreso por donde entra el aire al interior

de la colección, motivo por el cual la recirculación del aire no es continua, creando un

incremento en la contaminación del ambiente interior como se demuestra en los noviembre

y enero. Algunos investigadores suponen que los interiores carecen hasta cierto punto de

contaminación y que, en el peor de los casos la composición del aire podría ser equivalente

a la del aire exterior (Johanning, et,al., 1993), sin embargo este comportamiento no se

presentó en este herbario y pudo deberse a la liberación constante de contaminantes del

personal de trabajo, al tránsito de personas, el materia de trabajo contaminado, metodología

de limpieza y periodicidad de la misma y la influencia que ejerce el ambiente esterior sobre

el ambiente interior, puesto que existe una diferencia significativa entre ambos ambientes

como se muestra en el gráfico 31.


exterior de la sección de macrohongos del Herbario BIGU, con respecto a la

temperatura y porcentaje de humedad relativa.

En el interior de este local el personal se dedica a la manipulación, clasificación y

conservación de macrohongos endémicos del país, lo cual genera una estrecha interacción

entre los mismos, lo que puede conllevar a problemas en la salud humana por la exposición

por hongos saprofitos que se desarrollan sobre los especímenes resguardados. Además de lo

anterior, las condiciones del lugar como un ambiente cerrado, escasa ventilación, la falta de

aire acondicionado y deshumidificador influyen en el microclima que se desarrolla en el

interior y favorecer el crecimiento de microhongos, pudiendo llegar a presentar niveles

fúngicos elevados (Sanfeliu y Jordan 2005).

Como se observa en el gráfico 9, en el ambiente interior de este local se registró una

máxima concentración fúngica de 1630 UFC/m3 en diciembre, lo cual representa un valor

elevado según Rojas y otros en el 2002, quienes plantearon que para países de clima

tropical los niveles de contaminación fúngica en los ambientes interiores se encuentran

comúnmente en concentraciones de 1000 UFC/m3. Así mismo en este mes se registró el

mayor porcentaje de humedad relativa (67%) registrada durante los meses muestreados. Lo

anterior, concuerda con lo reportado por Michalski en el 2009, quien indicó que el

79

crecimiento fúngico es proporcional al porcentaje de humedad relativa, es decir que a

medida que la humedad relativa incrementa también incrementa el crecimiento fúngico. El

resto de los meses muestreados presentaron concentraciones por debajo de 1000 UFC/m3,

lo cual puede estar influenciado por la disminución del porcentaje de humedad relativa,

puesto que en octubre se registró la menor concentración fúngica (450 UFC/m3) y el menor

porcentaje de humedad relativa (55%). Así mismo, el porcentaje de humedad relativa se ve

afectado por la temperatura de manera inversamente proporcional (Michalski, 2009).Esto se

registró en el ambiente interior se registró en octubre (cuadro 8), que presento el menor

porcentaje de humedad relativa (55%) y la mayor temperatura (24 0C).

Los niveles de contaminación fúngica en el ambiente exterior se presentaron con una

concentración máxima durante octubre (2790 UFC/m3), este valor presenta similitud con

los niveles encontrados en el Herbario BIGU (gráfica 8). Tanto el Herbario BIGU, como la

sección de macrohongos del BIGU se encuentran localizados en el mismo edificio dentro

de la Ciudad Universitaria. Durante octubre se presentó un frente frío que favoreció el

ingreso de humedad, además de ser este el segundo mes del año 2011 que presentó mayor

precipitación de lluvias (385 mm) (INSIVUMEH, Reporte mensual), lo cual pudo afectar la

carga micológica, ya que según Maynard en el 2004, la concentración de la carga fúngica

en los ambientes externos, puede ser afectada por las condiciones meteorológicas. Por estas

razones es necesario implementar un sistema de aire acondicionado y deshumidificadores a

fin de mantener un porcentaje de humedad relativa y temperatura constantes.

Los resultados obtenidos en noviembre, diciembre y marzo, muestran que los niveles de

contaminación fúngica en el aire interior fue mayor a la carga fúngica obtenida en el aire

exterior. En este local la ventilación es de suma importancia ya que únicamente se cuentan

con ventanas de lisas y de paleta que colindan con un área verde las cuales se mantienen

abiertas durante la jornada laboral (dependiendo del trabajo a realizar y de factores

climatológicos), provocando que el aire que entra del exterior, no salga, creando un

incremento en la contaminación del ambiente interior. Esto corresponde con el estudio

realizado por Säteri en el año 2000, en el que determinó la influencia que ejercen las áreas

verdes, el suelo y las cuencas naturales sobre la contaminación microbiológica del aire,

donde encontró que en ambientes interiores cercanos a áreas verdes y cuencas de agua

presentaban un mayor índice de contaminación ambiental.

Otro factor a tomar en cuenta es la liberación constante de contaminantes

microbiológicos del personal de trabajo, al tránsito del mismo o bien al protocolo de

limpieza que se realiza.


exterior de la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta MICG, y porcentaje de

humedad relativa.

Esta micoteca contiene colecciones de macrohongos nativos del país. Además, se

encuentra ocupada por investigadores con diferente horario laboral. Los datos que se

observan en el gráfico 10, indican que en cinco de los seis meses muestreados, se

registraron niveles que sobrepasaron las 1000 UFC/m3, lo que coincide con lo expuesto por

Rojasy otros en el 2002, quienes indicaron que esta concentración es común encontrarla en

80

los ambientes interiores. Sin embargo, a pesar de los valores reportados, ninguno alcanzó

las 2000 UFC/m3, que se han reportado como un factor de riesgo para la salud de los

ocupantes (Klanova, 2002).

En estudios anteriores se ha reportado que la humedad relativa se encuentra

directamente relacionada con el crecimiento de microhongos (Michalski, 2002), durante los

seis meses muestreados se encontró una mayor cantidad de hongos cuando se registró un

mayor porcentaje de humedad relativa y una menor carga fúngica cuando se estableció una

menor humedad relativa, debido a que la humedad es uno de los factores más importantes

para el desarrollo microbiano, ya que determina el agua disponible para la germinación de

esporas y el crecimiento microbiano (Valentín, 2003).

Otros factores que pueden influir en los niveles de hongos encontrados en el interior del

local son las actividades que allí se llevan a cabo como lo son la caracterización de

macrohongos y la ventilación, ya que al existir una deficiente ventilación o una

hermeticidad en el interior no se permite el intercambio del aire del interior al exteriory se

genera un estancamiento de éste y de esta manera se permite que los microorganismos

continúen reproduciéndose, por último la colonización y el crecimiento sobre la superficie

de los objetos que se encuentran en el interior, también pueden ser una importante fuente de

contaminación del aire interior (Petushkova & Kandyba, 1999).

Por lo anterior, es importante que a la micoteca se le dote de deshumidificadores y aire

acondicionado que ayuden a mantener estable el porcentaje de humedad relativa, también

es necesario realizar un monitoreo permanente de este parámetro para poder realizar ajustes

en los equipos. Según Michalski en el 2009, indica que al 60% de humedad relativa se

produce el crecimiento visible de microhongos en algunas superficies, por lo que en

períodos fluctuantes de humedad relativa por debajo del 55% el crecimiento se detiene.

Un factor de importancia en la micoteca, es la ventilación, ya que dentro de la colección

no hay ninguna fuente de entrada de aire más que la puerta de acceso a la colección, siendo

mayor la contaminación del ambiente interior a la del ambiente exterior en cuatro de los

meses muestreados. Esto coincide con los resultados obtenidos por Johanning, et, al., en el

año 1993 donde encontró que la presencia de contaminantes en muchos ambientes

interiores es superior a la prevista y además, se han identificado contaminantes diferentes a

los presentes en el aire exterior. En esto difiere del criterio establecido por Johanning, et.

al., en 1993.


exterior del Index seminum, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad

relativa.

Los valores que se obtuvieron de los muestreos mensuales se presentan en el gráfico 11,

estos resultados indican un rango de 600-2300 UFC/m3 en el ambiente interior, el hecho

que exista una diferencia entre el mínimo y máximo valor de carga fúngica de 1700

UFC/m3 indican que las condiciones de este ambiente no se mantienen estables al pasar de

los meses. Las posibles causas de esta variación son la localización del Index

81

seminum,yaque los ambientes cercanos a áreas verdes presentan un mayor índice de

contaminación ambiental (Säteri 2000). Asimismo, la cercanía del Index seminun a la

avenida Reforma, una de las vías más transitadas permite que los microorganismos puedan

ser transportados por las partículas de polvo presentes en el aire exterior hacia el interior de

los locales a través de la ventilación y los visitantes (Gallo, 1996). Otro factor que puede

influir en la contaminación del ambiente interior es la limpieza, ya que al existir periodos

prolongados, sin realizar la misma de forma adecuada se permite la colonización y el

crecimiento sobre la superficie de los objetos que se encuentran en el interior, pudiendo ser

una importante fuente de contaminación del aire interior (Petushkova & Kandyba, 1999).

Utilizando el criterio de Klanova en el 2002, en febrero se registró un valor de 2300

UFC/m3, valor que puede representar un riesgo serio para la salud de los ocupantes de este

ambiente, no obstante, en el resto de los meses muestreados los valores estuvieron por

debajo de las 2000 UFC/m3. Es necesario realizar un monitoreo de la humedad relativa y

mantener valores estables para contribuir a minimizar la carga fúngica en el interior, ya que

se registraron valores en un rango de 51-66%, y se estableció la mayor carga fúngica

paralelamente al mayor porcentaje de humedad relativa. De acuerdo a Valentín en el 2003,

la humedad es uno de los factores más importantes para el desarrollo microbiano, ya que

determina el agua disponible para la germinación de esporas y el crecimiento microbiano.

El gráfico 11 muestra el comportamiento de los niveles de UFC/m3 el ambiente exterior

y se observa que tanto en febrero y diciembre se encontraron niveles elevados (1970 y 2300

UFC/m3 respectivamente), lo cual pudo estar influenciado por las condiciones

meteorológicas según Maynard en el 2004. De acuerdo al reporte mensual proporcionado

por el -INSIVUMEH-, en diciembre del año 2011 se inició bajo la influencia de un sistema

de alta presión, generando lloviznas, al igual que enfriamiento en meseta central y

altiplanos, la influencia de alta presión continuó sobre el territorio hasta mediados de mes,

generando entrada de humedad. En cuanto a febrero del 2012 inició con influencia débil de

alta presión, viento del norte e ingreso de humedad del mar Caribe, el viento del suroeste

provocó abundante nubosidad alta y redujo significativamente la radiación solar, por lo cual

se presentó un periodo con temperaturas diurnas reducidas y mucha humedad. Las

condiciones meteorológicas que se presentaron en ambos meses pudieron contribuir a los

niveles elevados de carga fúngica registrada.

Otros factores que pueden afectar la carga fúngica es la calidad de la limpieza, la

ventilación, la cantidad de personal en este local y el tránsito de personas dentro del

establecimiento. En este local se puede evidenciar claramente la influencia que tiene el

ambiente exterior sobre el ambiente interior ya que los niveles de contaminación fueron

mayores en el ambiente interior. La ventilación en este local es a través de ventanas de

paleta las cuales se mantienen abiertas en horario laboral según el trabajo que se realiza, las

cuales tienen orientación a un área verde bastante amplia motivo por el cual la recirculación

del aire no es continua; si a esto se le agrega que el tránsito del personal dentro del

establecimiento es abundante (de 6 a 8 personas, cuadro 25) y un inadecuado protocolo de

limpieza, es de esperar que exista un incremento en las concentraciones encontradas.

82


exterior del Herbario USCG, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad

relativa.

El enfoque del Herbario USCG es la exploración botánica del país, la taxonomía,

ecología y biogeografía de la flora guatemalteca, en particular de la vegetación acuática y

se cuenta con la fecha con 13,500 registros y 20,000 especímenes en proceso de registro.

(Reseña histórica, 2011).

Los ambientes representan uno de los principales contaminantes que constituyen el aire

de ambientes exteriores y sobre todo de interiores. Siguiendo los criterios planteados por

Reynolds en 1990 y Reponen en 1992, se establece que para ambientes interiores en países

fríos los niveles permisibles de contaminación fúngica no deben sobrepasar los niveles de

500 UFC/m3 (gráfico 12), en el interior del Herbario USCG, se mantuvo una concentración

menor a este parámetro durante los seis meses muestreados. Sin embargo, Rojas en el 2002

plantea que para países de clima tropical los niveles de carga fúngica en los ambientes

interiores se encuentran comúnmente en concentraciones de 1000 UFC/m3, tomando en

cuenta estos parámetro, el herbario USCG continua presentando niveles por debajo de

dichos niveles a lo largo de los seis meses. Un factor que pudo contribuir a la carga fúngica

encontrada en este herbario es el uso de deshumidificadores y aire acondicionado que

permitieron tener un rango de 47-59% de humedad relativa, ya que de acuerdo a Michalski

en el 2009, en períodos intermitentes de humedad relativa por debajo del 55% el

crecimiento de hongos microscópicos se detiene. En este gráfico también se determinó que

la contaminación incremento a medida que el porcentaje de humedad relativa se elevó, y de

la misma manera, esta disminuye cuando la humedad desciende, lo cual concuerda con lo

publicado por Michalski, quien indicó que los niveles de crecimiento fúngico presentan una

relación directamente proporcional a la humedad relativa.

En el ambiente exterior (grafico 12) se registraron valores en un rango de 650-3580

UFC/m3, se encontraron los valores máximos en diciembre (2750 UFC/m

3) y febrero (3580

UFC/m3). Estos valores pudieron ser afectados por diferentes variables, las condiciones

meteorológicas fueron propuestas por Maynard en el 2004, lo cual concuerda con las

condiciones climáticas reportadas por el -INSIVUMEH- en los respectivos meses. En

diciembre del 2011 se registraron lloviznas, al igual que enfriamiento en meseta central y

altiplanos, la influencia de alta presión continuó sobre el territorio hasta mediados del mes,

generando entrada de humedad. En febrero del 2012 se inició con ingreso de humedad del

mar caribe, el viento del suroeste provocó abundante nubosidad alta y redujo

significativamente la radiación solar, Por lo cual, se presentó un periodo con temperaturas

diurnas reducidas y mucha humedad. También, se ha determinado la influencia que ejercen

las áreas verdes y se ha establecido que los ambientes cercanos presentan un mayor índice

de contaminación ambiental (Säteri, 2000), lo cual concuerda con la ubicación de este

herbario ya que se encuentra contiguo al Jardín Botánico del Centro de Estudios

Conservacionistas -CECON-.

Un factor importante en el Herbario USCG es que la colección tiene acceso restringido,

además de contar con aire acondicionado y deshumificadores que permiten tener un mejor

83

control sobre la temperatura y la humedad dentro de la colección, reflejándose en las bajas

concentraciones que se obtuvieron en el interior de este local


exterior del MUSHNAT, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad

relativa.

El tema principal del MUSHNAT es la educación ambiental y este museo posee

colecciones minerales y zoológicas. Cuenta con doce salas de exposiciones sin embargo,

durante este estudio solamente se seleccionaron tres salas: el salón de rocas y minerales, la

sala de insectos y la sala de peces, al priorizar las áreas muestreadas en forma conjunta con

los encargados del museo.

Durante los muestreos se registraron valores de carga fúngica que variaron en un rango

de 510-2850 UFC/m3 (gráfico 13) en el ambiente interior, mientras que en el ambiente

exterior este rango fue de 180-1450 UFC/m3. Los valores del ambiente interior excedieron

en cada uno de los meses muestreados a los valores del ambiente exterior, lo cual puede

deberse a la falta de recambio del aire interno. Según el Instituto Nacional de Seguridad e

Higiene en el Trabajo de España, cuando la ventilación es incorrecta como consecuencia de

un aporte insuficiente de aire fresco exterior, puede haber una acumulación de

contaminantes de origen vario hasta unos niveles que resulten molestos para sus ocupantes.

El aporte de aire exterior ha de ser suficiente para diluir los contaminantes hasta niveles que

estén por debajo de la percepción humana y, evidentemente, de los considerados

perjudiciales para la salud (NTP 243, Ambientes cerrados, 2004). La ventilación

inadecuada puede deberse a las características inherentes a la edificación, como lo son

contar con una sola puerta y presentar ventanas lisas que pueden ser abiertas con bisagras,

pero las cuales se mantienen cerradas impidiendo de esta manera la ventilación. Además, la

falta de limpieza periódica y eficiente puede contribuir a la contaminación del interior del

museo.

En el ambiente interior se registraron valores por encima de 1500 UFC/m3 en cuatro de

los seis meses muestreados y en dos de los seis meses muestreados se encontraron valores

superiores a 2000 UFC/m3. Estos últimos registros pudieron afectar la salud de los

ocupantes de estos ambientes, porque se ha reportado que una concentración mayor a 2000

UFC/m3 puede representar un riesgo serio para la salud de los ocupantes (Klanova, 2002).

Los meses en los cuales se registraron los máximos valores de contaminación en este local

fueron octubre (2850 UFC/m3) y marzo (2390 UFC/m

3). Durante octubre finaliza el ciclo

escolar, entonces el museo inicia un período de poca actividad debido a que los principales

visitantes de este museo son escolares, esta razón pudo llevar a la falta limpieza en las

estanterías del museo y provocar el valor elevado de microhongos registrado. La

infraestructura de estas salas también pudo contribuir, ya que el techo es de Madera y

lámina, esta infraestructura pudo ser colonizada por hongos microscópicos.

El porcentaje de humedad relativa que se registró es el más alto encontrado en este

lugar durante los seis meses y como se ha mencionado anteriormente, el porcentaje de

humedad relativa está directamente relacionado con el crecimiento de microhongos

(Michalski, 2009), es decir que si la humedad relativa incrementa el desarrollo de

84

microhongos estará favorecido. El valor más bajo encontrado en el interior fue de 510

UFC/m3 (enero) lo cual pudo estar influenciado por el porcentaje de humedad relativa

encontrado (45%). En este mes se reinician las actividades académicas y por ello se realiza

una limpieza exhaustiva a fin de prepararse y recibir a los visitantes que en su mayoría son

de tipo escolar.

El ambiente exterior mantuvo niveles por debajo de 1500 UFC/m3 durante los seis

muestreos mensuales, se encontró el máximo en diciembre (1450 UFC/m3). Los valores del

interior están influenciados en baja medida por la contigüidad que existe entre el

MUSHNAT y el Jardín Botánico pues solamente uno de los tres puntos exteriores se

encuentra cercano al jardín, mientras que los restantes dos puntos se encuentran en los

corredores del museo.

En el ambiente interior se registró mayores concentraciones a lo largo de los muestreos

realizados, lo cual se debió a la poca periodicidad de limpieza y la poca efectividad de la

misma. Es importante también mencionar que en este local se permite el acceso a visitantes

además del personal por lo que el tránsito de personas es mayor, y existe poca

recirculación de aire ya que no cuentan con ventanas de ventilación sino, únicamente con

puestas de metal que están orientadas a las áreas verdes del jardín botánico.

A diferencia del ambiente externo que presentó menor contaminación, factores que

pudieron influir en esta localidad es el riego de los jardines que rodean los puntos de

muestreo escogidos en el ambiente exterior, lo que ocasionó un incremento en la humedad

relativa, sin ser necesario que con ello incremente la carga fúngica por ser un factor externo

el que provocó.


exterior del MUSAC, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad

relativa.

Los datos obtenidos para el MUSAC (gráfico 15) indican que los valores del interior se

encuentran en un rango de 170-840 UFC/m3.Es importante mencionar que esta sala en la

actualidad no es utilizada como una entrada para los visitantes, sin embargo puede ser

visitada por contener en una de sus paredes un mural denominado “Tierra Fértil” y estar

contigua al auditórium del museo.

Como se mencionó con anterioridad el valor máximo encontrado en el interior fue de

840 UFC/m3, la razón de este valor puede ser que en diciembre se inician las actividades de

fin de año y no se reciben una gran afluencia de visitantes. Esto pudo originar

irregularidades en la periodicidad de la limpieza, además durante este mes también se

registró la máxima concentración fúngica del exterior (800 UFC/m3), factor que influyó en

la carga presentada en el interior, ya que los microorganismos pueden ser transportados por

las partículas de polvo presentes en el aire exterior hacia el interior de los locales a través

de la ventilación y los visitantes (Gallo et al., 1996; Vaillant & Valentín, 1996).

Se encontraron cuatro valores por debajo de las 500 UFC/m3 (gráfico 15), estos valores

puede estar influenciados por el uso de tres deshumidificadores que funcionan por la noche.

85

Esta medida disminuye el porcentaje de humedad relativa e intenta mantener valores

estables que como se ha estudiado ampliamente con anterioridad es uno de los factores más

importantes para el desarrollo microbiano, ya que determina el agua disponible para la

germinación de esporas y el crecimiento microbiano (Valentín, 2003). Lo anterior,

concuerda con lo propuesto por Michalski en el 2009, ya que se encontró un mayor

porcentaje de humedad relativa en diciembre (66%) y la mayor carga fúngica del interior

(840 UFC/m3). Sin embargo, el porcentaje de humedad relativa no es el único factor que

favorece la contaminación fúngica, también puede ser influenciada por la colonización y el

crecimiento sobre la superficie de los objetos que se encuentran en el interior (Petushkova

& Kandyba, 1999). Por último, todos los valores del interior que se registraron se

encuentran por debajo de las 1000 UFC/m3, que según los reportes recientes, plantean que

valores superiores a este se consideran contaminados (Indoor Air Quality, 2000; Eagle

Industrial Hygiene Associates, 2004; Cassares, 2007).

En cuanto al exterior, los valores oscilaron entre 290-800 UFC/m3 y de la misma

manera que en el exterior de la biblioteca, la máxima carga fúngica se observó en

diciembre, este comportamiento pudo estar influenciado por condiciones climáticas. Según

Lacey en 1981, los niveles de concentración de hongos microscópicos en el aire se

relacionan con las condiciones necesarias para su liberación (turbulencias, velocidad del

viento, difusión del calor por circulación e inversiones de temperatura). Al comparar estos

valores con los encontrados en el exterior del Herbario USCG (gráfico 12) en donde se

encontró un valor máximo de 3580 UFC/m3, se puede apreciar la manera en que los

alrededores pueden afectar el ambiente, ya que el herbario USCG se encuentra contiguo al

Jardín Botánico del CECON y los ambientes cercanos a áreas verdes presentaban un mayor

índice de contaminación ambiental debido a que una gran cantidad de hongos saprófitos se

encuentran adheridos a las plantas (Del Olmo, 2006).

La influencia que ejerce el ambiente exterior sobre este local es de suma importancia ya

que en este local la ventilación es por medio de ventanas lisas y de paleta de vidrio que se

mantienen cerradas ya que están ubicadas directamente a la calle donde el flujo de tránsito

vehicular es constante, liberando emisión de gases que son transportadores de

microorganismos al interior del local. A esto se le puede agregar que el local posee techo,

puertas y una pared de madera en la cual se dificulta la limpieza y hay acumulo de polvo

constante. Estos factores estructurales son una de las principales causas de la

contaminación cruzada de ambos ambientes.


exterior de la biblioteca del MUSAC, con respecto a la temperatura y porcentaje de

humedad relativa.

Esta biblioteca “Del Libro Antiguo” contiene una colección de libros antiguos y tiene

por objetivo rescatar y poner a consulta libros editados desde el siglo XVII, hasta

publicaciones de mediados del siglo XX, descartados de las bibliotecas universitarias,

catalogados como patrimonio documental. Esta biblioteca se encuentra dividida en dos

plantas, una baja y otra alta. Durante los muestreos periódicos se encontraron valores en el

interior que oscilaron entre 390-1080 UFC/m3 y en el exterior 310-1010 UFC/m

3.

86

Solamente octubre sobrepasó las 1000 UFC/m3

que se ha indicado como la concentración

que normalmente se encuentra en ambientes interiores (Rojas y otros, 2002).

El ambiente interior de la biblioteca no representa un riesgo para la salud de los

ocupantes al no haber alcanzado en ninguno de los seis meses las 2000 UFC/m3 (Klanova,

2002). Una de las razones por las cuales los valores obtenidos se mantuvieron en un rango

aceptable, fue porque este lugar cuenta con dos deshumidificadores que contribuyen a

disminuir el porcentaje de humedad relativa. Como se ha mencionado, el porcentaje de

humedad relativa ha sido descrito con anterioridad y se ha indicado que esta favorece el

crecimiento de los hongos microscópicos (Michalski, 2009). Durante los muestreos en este

lugar se registró un máximo porcentaje de humedad relativa de 65% paralelamente a la

carga fúngica encontrada de 1080 UFC/m3 en octubre y el menor porcentaje de humedad

relativa fue de 55% juntamente con la menor carga fúngica encontrada 390 UFC/m3 en

marzo. Adicionalmente, la mayoría de los libros están contenidos en vitrinas cerradas que

facilitan la limpieza e impide que los contaminantes lleguen directamente a los libros.

El ambiente exterior presentó niveles por debajo de las 500 UFC/m3, en cinco de los seis

meses muestreados y la máxima carga fúngica encontrada fue de 1010 UFC/m3 valor que es

acompañado del máximo valor de humedad relativa 66%. La posible razón de los niveles

inferiores en el exterior en comparación con el ambiente interior, puede ser que los puntos

externos carecen de vegetación y las paredes de los corredores del museo son

constantemente pintadas, lo cual no permite el crecimiento extenso de las colonias fúngicas,

esto ha sido reportado con anterioridad por Säteri en el 2000, quien determinó la influencia

que ejercen las áreas verdes, el suelo y la cuencas naturales sobre la contaminación

microbiológica del aire. Säteri encontró que los ambientes cercanos a áreas verdes

presentaban un mayor índice de contaminación ambiental. Además, Johanning en 1993,

demostró que la presencia de contaminantes en muchos ambientes interiores es superior a la

prevista y se han identificado contaminantes diferentes a los presentes en el aire exterior.

Lo anterior se presentó en este lugar al haber encontrado una mayor contaminación fúngica

en el interior que en el exterior en cinco de los seis meses muestreados.

III.2.3.1 Géneros fúngicos aislados en el Herbario BIGU

a. Géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia

Los hongos son considerados entre los más importantes componentes de los aerosoles

biológicos presentes en el aire interior. Debido a que crecen en superficies húmedas en

forma de placas de moho, los hongos suelen poner en evidencia problemas de humedad y

de riesgo potencial para la salud en un edificio. El crecimiento de moho contribuye tanto en

número como en especie al moho del aire interior, que de lo contrario no estaría presente

(Miller, 1992, pp. 620-640). La concentración de esporas en el aire están influenciadas por

un gran número de factores biológicos y medioambientales que interaccionan entre ellos, de

este modo cada ambiente presenta su propia aeromicroflora (García& Uruburu, 2000, p.12)

(gráficos 16 y 17).

Se obtuvo un listado de los géneros encontrados con mayor frecuencia de aparición en

cada uno de los establecimientos, el cual incluye a Penicillium, Cladosporium y

87

Aspergillus como géneros predominantes en ambos ambientes a lo largo de todo el estudio,

en orden de frecuencia de aparición en el aire respectivamente. De los géneros identificados

algunos concuerdan con los detectados por Li & Kuo en 1994, quienes describen el

ambiente en casas subtropicales (Taiwán), en las cuales los grupos fúngicos predominantes

fueron Aspergillus sp, Zigomicetes, Cladosporium sp, Penicillium sp y levaduras. Según

Rosas, Calderon, Martinez, Ulloa y Lacey en 1997, al analizar concentraciones de

propágulos fúngicos en ambientes interiores y exteriores en la Ciudad de México, se

encontraron los géneros Cladosporium sp. yPenicillium sp.

De estos géneros fúngicos el de mayor frecuencia de aparición es Penicillium, hongo

filamentoso, con unas 200 especies que se desarrollan en lugares muy diversos,

cosmopolitas, tan comunes como los Aspergillus. Sus esporas son un componente habitual

de la aeromicroflora de interiores y exteriores. Por su contenido en enzimas son agentes de

degradación frecuente de casi todos los materiales orgánicos, sus conidios como los de

Aspergillus, están en todas partes, en el aire , en el suelo, sus colonias se desarrollan sobre

alimentos (frutas, especialmente cítricos, mermeladas, pan , textiles, papel, paredes,

madera). Ocasionalmente, algunas especies pueden comportarse como patógenos, causando

alergia, asma y alveolitis alérgica (Sáenz & Gutiérrez, 2003).

En el Herbario BIGU, el género Penicillium presentó a lo largo de los seis meses de

muestreo niveles de carga fúngica mayores a los reportados para los géneros Cladosporium

y Aspergillus, a excepción del mes de octubre, ya que en el ambiente interno se obtuvo un

valor de 13% y en marzo en donde el porcentaje de aislamiento en ambos ambientes, fue

menor en comparación con Cladosporium (gráficos 16 y 17). Confirmando lo expuesto por

Jacob, et al. en 2002, en donde mencionan que Penicillium y Cladosporium son los hongos

más comunes en ambientes interiores.

El género Cladosporium ocupó el segundo lugar de predominancia en los ambientes

interior y exterior del Herbario BIGU a excepción del mes de noviembre y diciembre en

donde predominó el género Aspergillus (gráficos 16 y 17). Este hongo se ha señalado junto

a Alternaria como un moho fundamentalmente de exterior (Jacob, et al., 2002, pp. 647-

653). Generalmente saprófito o parásito de plantas, son muy diferentes algunas de sus

especies y pueden descomponer la celulosa, la pectina y la lignina. Este género es

alergénico, está ampliamente descrito como productor de asma, e incluso de intervenir en

procesos micóticos pulmonares, producir cromoblastocis y lesiones neutrópicas. Se ha

observado su presencia durante todo el año, siendo menos frecuente en invierno (Esporas

atmosféricas en la comunidad de Madrid, s/f). En una recopilación bibliográfica de trabajos

sobre biodeterioro se encontró que los géneros responsables de causar el biodeterioro de

los libros, objetos de arte, material audiovisual, pintura, papel tapiz, madera, murales, pieles

y otros son: Penicillium sp., Aspergillus sp., Cladosporium sp. Y Chaetomium sp., aunque

el más severo es el Cladosporium sp. Siendo este último importante por ser biodeteriorante

de madera como puertas, mesas, archiveros y escritorios que se encuentran dentro del

mismo (Nugari, Realini y Roccardi, 1993, Vol. 9, N° 2-3, pp. 131-139) (anexo 32).

El género Aspergillus fue aislado en tercer lugar de frecuencia en el ambiente interior y

exterior del Herbario BIGU durante los meses de muestreo, a excepción de noviembre y

diciembre en donde predominó el género Cladosporium (gráficos 16 y 17). Esto debido a

88

que sus esporas se dispersan fácilmente en el aire, causando alergias por inhalación u otro

contacto con el hongo en sujetos alérgicos. En estas personas puede provocar asma

bronquial, rinitis, conjuntivitis o dermatitis. Adicionalmente se ha reportado que la gran

mayoría de los asmáticos muestran evidencias de sensibilización a especies de A. flavus,

A.niger y A. terreus, las que fueron encontradas durante el estudio en cantidades menores

(cuadro 12) (Jawetz, Melnick y Adelberg, 1984, p. 571), (Merck, Manual of Diagnosis and

Therapy, 1999).

Además, el A. flavus está asociado con aspergillosis en los pulmones y es identificado

ocasionalmente como la causa de infecciones en la córnea, otomicóticas, y en los senos

nasales. El A. niger ha sido reportado como causa de infecciones en la piel y pulmones, así

como es causa común de infecciones fúngicas en los ojos y otomicosis. El A. terreus está

asociado con aspergillosis en los pulmones y(o) diseminada, y ha sido encontrado en

otomicosis, infecciones en los ojos y onygo mycosis-infecciones en las uñas de los dedos

(Airbone fungal glossary, Mycological Aspects of Indoors Environmental Quality, 1996).

Cabe mencionar que por las condiciones que presentan los herbarios con elevada carga

de Aspergillus se podrían registrar casos de aspergilosis pulmonar, micosis causada por el

género Aspergillus. Afecta principalmente a nivel pulmonar, sin embargo también puede

ser diseminada, cutánea, ótica, oftálmica y puede causar una reacción de hipersensibilidad,

colonización o invasión. En el paciente inmunocomprometido, especialmente

neutropénico, la enfermedad adopta una forma invasiva y diseminada grave (Logemann,

1995, p 227). La mayoría de veces se adquiere por inhalación ya que el hongo es un

importante contaminante del ambiente. En casos especiales puede adquirirse por

traumatismo o por simple contacto con esporas del hongo, como la otomicosis (Braselli,

1996, pp.1-7).

b. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia

El género Fusarium se reportó al en el cuarto lugar de frecuencia de aparición durante

los meses de muestreo, a excepción del ambiente interno del mes de octubre en donde no

aisló este género (cuadro 13 A). Este es común en la tierra y se aísla con frecuencia del aire

exterior, pero también se puede recoger de áreas interiores donde el ambiente es muy

húmedo. Los fusarios no compiten bien con las especies de Aspergillus y Penicillium

(Lacey 1989). Este género fúngico tiene una diversidad de nichos ecológicos entre los que

se encuentran los vegetales antes de la cosecha por su incidencia en el aire. Como persisten

en los productos almacenados, si la actividad del agua lo permite crecerán causando

alteraciones y a veces produciendo toxinas.

También, se aisló el género Paecilomyces únicamente en el ambiente exterior del

Herbario BIGU en un 3%, en diciembre (cuadro 13 A). Cabe resaltar que por el porcentaje

de aislamiento no produce ningún riesgo para la salud del personal que labora dentro del

herbario, así como para las colecciones que ahí se albergan. Este género pertenece a la

familia de los hongos filamentosos, al igual que Aspergillus, Penicillium y Fusarium

(García& Uruburu, 2000, p.12), se encuentra presente en suelos y materia orgánica en

descomposición y habitualmente es reconocido como agente infeccioso en animales e

insectos (Diven et al., 1996 pp. 779-781). Se ha determinado que a los hongos descritos

89

como patógenos en pacientes inmunocomprometidos (Candida y Aspergilllus), se agregan

otras especies menos conocidas como Mucor, Fusarium, Rhizopus, Alternaria y

Paecilomyces, constituyéndose estos últimos, en nuevos agentes infecciosos emergentes

(Perfect & Schell, 1996), (Alvarado & Romeo, 1994).

El género Rhyzopus estuvo presente en el ambiente interior del Herbario BIGU, en

diciembre y enero con porcentajes de 4 y 3 respectivamente. Y en el ambiente exterior en

los meses de enero y marzo con un valor del 1% (cuadro 13 A). Este hongo es uno de los

mucorales más frecuentes y tiene una distribución amplia en todo el planeta. Se encuentra

con frecuencia en suelos con arena, en el compost, en el polvo de las casas, en la pulpa de

la madera, el estiércol, panales de abejas, nidos y plumas de aves y en diferentes frutos y

semillas. Las esporas de estos hongos no son abundantes en el aire libre, aunque su

frecuencia aumenta en lugares donde hay humedad y se acumula vegetación muerta, como

es el caso del Herbario BIGU donde se almacenan colecciones de plantas de interés

científico. La exposición a concentraciones elevadas de esporangiosporas de Rhizopus se ha

descrito como causa de alveolitis alérgica extrínseca (pulmón del serrador) en serrerías

suecas (Calvo et al. 2000, pp.447-459).

El género Scopulariopsis presentó un porcentaje de aparición de 2% en el ambiente

exterior en el mes de enero en el Herbario BIGU (cuadro 13 A). Este género es el agente

causal de diversas infecciones en humanos (Hoog, et al., 2000). Provoca onicomicosis en

la uñas, lesiones de piel, micetomas, sinusitis invasiva (Kriese, Adderson, Grooch y Pavia,

1994, pp.317-319), queratitis, infecciones pulmonares, endocarditis y abscesos cerebrales.

Aunque se aisló este género en cantidades muy pequeñas, es importante conocer la carga

fúngica presente en el aire, así como la estación del año donde se encuentra favorecida su

esporulación y diseminación con mayor frecuencia debido a que las infecciones provocadas

por este hongo microscópico tienen una alta tasa de mortalidad.

Se aisló Syncephalastrum racemosum del ambiente interior del Herbario BIGU en

noviembre y febrero con porcentajes de 7 y 1 respectivamente (cuadro 13 A). Aunque esté

genero se aisló en porcentajes que no tienen significancia clínica, es importante resaltar que

este puede causar una infección respiratoria (Airbone fungal glossary, 1996).

En la mayoría de las muestras de aire interior se encuentran levaduras, y en ocasiones

pueden estar presentes en niveles elevados. Las levaduras se encuentran con frecuencia en

las hojas y las flores, aunque en número muy pequeño, siendo los insectos un importante

vector de diseminación de las mismas. Están sobre la epidermis de frutas y pueden penetrar

a los tejidos subyacentes como resultado de un daño mecánico. El suelo es un importante

reservorio, desde el cual pueden llegar a los alimentos, pero también suelen hallarse en el

agua de lagos y ríos. Su presencia depende de la temperatura, el pH, la humedad y la

disponibilidad de azúcares simples (Déak & Beuchat,cap. 7, 1996). Se aisló Candida

krusei/inconspicua en el ambiente interior del Herbario BIGU con un porcentaje del 2%.

Se obtuvo Cryptococcus humícola en el ambiente externo en marzo con un porcentaje del

2%. Rhodotorula estuvo presente en el ambiente interior y exterior de febrero en

porcentaje del 4%. En noviembre, también se aisló Cryptococcus albidus con un porcentaje

del 5 % (cuadro 13 A). Con esto, se denota que las esporas de estos géneros son muy

estrictas en cuanto a condiciones climáticas, ya que se aislaron en concentraciones muy

90

bajas. Sin embargo, su importancia radica en que son consideradas como los agentes

causales de criptococosis humanas (McCurdy y Morrow, 2001, pp.65-66).

Las levaduras rosas como Rhodotorula son componentes destacados que se encuentran

en suspensión en el aire y también pueden aislarse de superficies afectadas por mohos. Los

herbarios proporcionan numerosos nichos o rincones que contienen el material orgánico

muerto que sirve como nutriente a la mayoría de los hongos para su crecimiento y

producción de esporas. Los nutrientes están presentes en materiales como los siguientes:

madera, plantas, papel, pintura y otros revestimientos de superficies, mobiliario como

alfombras y muebles tapizados, tierra de macetas, polvo, escamas de piel y secreciones de

seres humanos y de otros animales y en alimentos cocinados y sus ingredientes crudos

(Aranguez, Ordoñez y Serrano J, 1999). Este género se aisló en el ambiente interno y

externo en febrero con un valor del 4% (cuadro 13 A).

Es importante caracterizar los géneros fúngicos, para así saber la calidad de aire, ya que

algunos de estos son considerados patógenos; por lo que debe controlarse su presencia en el

aire interior de los museos, herbarios y colecciones de interés científico. Por otra parte, se

indica la cantidad de géneros que no pudieron ser caracterizados en las gráfica 13, aunque

se observaron algunas de sus características microscópicas, no se logró identificar el género

por la falta de información suficiente y problemas en el aislamiento. Por lo que únicamente

fueron identificados como morfoespecies.

III.2.3.2 Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia en la sección de macrohongos

del Herbario BIGU

a. Géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia

En el gráfico 18 se observa la variación del género Penicillium a lo largo de los seis

meses de muestreo, siendo este el género predominante en comparación con Cladosporium

y Aspergillus. La alta frecuencia de Penicillium en el ambiente exterior, puede deberse al

hecho reportado por un estudio donde demuestran que este género junto con Alternaria,

Cladosporium, Epiccocum y Fusarium, puede tener esporas adheridas en las plantas (Díaz,

Gutiérrez, Gutiérrez, González, Vidal, Zaragoza y Calderón, 2010) y por la ubicación de

dicha sección de macrohongos del BIGU se encuentra rodeado de árboles y plantas, factor

que pudo favorecer lo expuesto.

En el ambiente interior de la sección de macrohongos del BIGU se observa que el

género predominante a lo largo de los meses de muestro fue Penicillium a excepción del

mes de marzo donde ocupó el tercer lugar en predominancia (gráfico 19). Se ha reportado

que ocasionalmente, algunas especies de este género pueden comportarse como patógenos,

causando alergia, asma y alveolitis alérgica (Sáenz & Gutiérrez, 2003).

En segundo lugar de predominancia se encontró al género Cladosporium en el ambiente

interior y exterior de la sección de macrohongos del herbario BIGU (gráficos 18 y 19). A

excepción de marzo cuando este género ocupó el primer lugar en porcentaje de aparición.

La razón de su frecuencia en estos meses se ve respaldada principalmente por las

91

condiciones climáticas presentadas en estas fechas, ya que las esporas de Cladosporium, al

igual que las de Penicillium y Aspergillus son clasificadas como mitospóricas, lo que

conlleva que su crecimiento y propagación se vea favorecida por la desecación y altas

temperaturas (Calderón, Lacey, McCartney & Rosas, 1997) como las presentadas en marzo.

Coincide igualmente con los resultados de una base de datos existente en Cataluña en la

que se publica la cantidad de esporas ambientales por metro cuadrado recogidas en la

ciudad de Barcelona y que sitúa a Cladosporium como un género abundante durante todo el

año (González, Candau, González y Romero, 1992).

Aspergillus ocupó el tercer lugar en frecuencia de aparición, tanto en el ambiente

interno como externo (gráficos 18 y 19). En particular, el género Aspergillus es uno de los

de mayor interés clínico, pues posee especies que son capaces de provocar una gran

cantidad de afectaciones a las personas tales como alergias, queratitis y aspergilosis severa

(Latge, 1999; Gost et al., 2003).


En cuarto lugar se encuentra el género Fusarium, este se aisló en los meses de octubre a

febrero, a excepción del ambiente interno en el mes de febrero (gráfico 13 A). Este género

requiere para germinar fuentes exógenas de nutrientes, por lo que son muy sensibles al

antagonismo, pero su distribución casi universal indica la omnipresencia de los

microambientes específicos.Las especies de Fusarium son predominantes en estudios

aerobiológicos en prácticamente todo el mundo. Se distribuyen en numerosas plantas y

están presentes en diferentes tipos de suelo. Pueden ser importantes fitopatógenos del arroz,

caña de azúcar, sorgo y maíz (Smith, 2002, p. 31).

El género Rhizopus se aisló únicamente en el ambiente interno en febrero y marzo en

porcentaje de 1 y 16 respectivamente (gráfico 13 A). Este hongo es uno de los mucorales

más frecuentes y tiene una distribución amplia en todo el planeta. Se encuentra con

frecuencia en suelos con arena, en el compost, en el polvo de las casas, en la pulpa de la

madera, el estiércol, panales de abejas, nidos y plumas de aves y en diferentes frutos y

semillas (Calvo et al. 2000, pp.447-459).

El género Mucor se asiló únicamente en noviembre en el ambiente interno (gráfico 13

A).Este es un hongo saprófito ubicuo de distribución geográfica universal que se encuentra

en el moho de las frutas, pan, desechos orgánicos variados y también en cintas adhesivas no

estériles. La mucormicosis es una infección oportunista poco frecuente de evolución aguda

y potencialmente fatal causada por hongos del orden de los mucorales (Cangiano, Longo y

Cangiano, 1998, p 613).

También, se aislaron levaduras del género Candida como Candida famata en el mes de

febrero en el ambiente externo y C. guillermondii en el ambiente interno y externo del

mismo mes (cuadro 13 A). La candidiasis es una micosis causada por diversas especies de

levaduras de este género. Cualquier tejido puede ser afectado, por lo que se presentan

diversos cuadros clínicos, cada uno de ellos asociado directamente al estado inmunológico

del paciente. Las candidiasis de mucosas y piel son las más frecuentes, mientras que las

92

sistémicas son de evolución aguda o crónica y generalmente severas (Vazquez & Sobel,

2011 pp.167-206).

Se aisló Crytococcus albidus en el ambiente externo en noviembre y C. laurentii en el

ambiente interno en noviembre y marzo (cuadro 13 A). La Criptococosises una infección

que se adquiere por vía respiratoria, causada por levaduras del género Cryptococcus. Las

especies más frecuentes son C. neoformans y C. gattii, pero otras como C. terreus, C.

laurentii o C. albidus pueden ser en algunos casos el agente etiológico. Las levaduras se

encuentran en el ambiente reciclando el material orgánico, pero también se desarrollan en el

intestino de diversas aves como palomas, pericos o halcones, probablemente debido a la

elevada temperatura corporal de las aves. El desarrollo del hongo es muy limitado y no les

causa enfermedad, sin embargo las deyecciones de las aves diseminan al agente en todos

los hábitats visitados por ellas. La enfermedad afecta principalmente a personas con

inmunosupresión muy severa, incluso puede ser causa de la muerte. La distribución amplia

del agente hace prácticamente imposible evitar su contacto de manera habitual, aunque la

infección se adquiere principalmente por inhalación de las levaduras que son abundantes en

las excretas de las aves (Lagrou et al., 2005, pp. 385-388).

III.2.3.3 Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia en la Micoteca Lic. Rubén

Mayorga Peralta MICG

c. Géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia

En el gráfico 20 se presenta a Penicillium como el género fúngico con mayor

predominancia en el ambiente externo de la Micoteca. Presentó los porcentajes más

elevados de aparición de noviembre a febrero, característicos por ser meses fríos y húmedos

y febrero un mes con cambios climáticos muy variable. Se justifica por el hecho de que

pertenece al grupo de hongos mitospóricos, por lo tanto su frecuencia no discrimina una

temporada climática específica (Calderón y otros, 1997). Según Florian & Mannigan en

2000 y Lugauskas et al. en 2003, los géneros Aspergilus y Penicillium tienen distribución

cosmopolita y elevada adaptabilidad metabólica.

Así mismo, en el gráfico 21 se observa que en el ambiente interno de la Micoteca el

género predominante fue nuevamente Penicillium, coincidiendo con lo reportado para el

ambiente externo, dejando así en evidencia que el flujo de aire manejado en el interior, está

en codependencia del ambiente exterior, lo que genera gran preocupación, ya que como se

ha mencionado los hongos de interior, y en especial Penicillium, tienen un papel

protagonista en el desarrollo de alergias. Es un hongo saprófito que se alimenta de

desechos, encontrado de preferencia en interiores. Su nutrición comprende comidas

descompuestas, quesos, entre otros.

La importancia de este género radica en que ha sido reportado como agente causal de

penicilosis broncopulmonar, de infecciones del oído externo (Arenas, 1993), neumonitis

por hipersensibilidad, alveolitis alérgica en individuos susceptibles y se ha reportado como

alergénico a nivel de piel. También ha sido reportado como contaminante común de varios

93

sustratos, como es el caso de los materiales poliméricos, responsable de micotoxicosis y

micosis. Además, es útil en la industria y en procesos de fermentación de alimentos.

Como segundo género predominante en el exterior de la Micoteca se encuentra

Cladosporium (gráfico 20), que presentó su pico máximo en marzo con un 59%. Este

hongo se ha señalado junto a Alternaria como un moho fundamentalmente de exterior

(Jacob, et al., 2002, pp. 647-653). Generalmente saprófito o parásito de plantas muy

diferentes algunas de sus especies pueden descomponer la celulosa, la pectina y la lignina.

En el gráfico 21 se observa que en el ambiente interior Cladosporium también ocupó el

segundo lugar en frecuencia de aparición. Este género tiene capacidad de producir

trastornos alérgicos en el hombre, además su elevada concentración podría potenciar la

respuesta inmunológica de aquellas personas sensibles a otros géneros fúngicos patógenos

oportunistas como Penicillium, Aspergillus y otros géneros con menor frecuencia de

aparición a lo largo del estudio (Garcia & Uruburu, 2000, pp.6-12).

Como tercer género de alta frecuencia se aisló Aspergillus en el ambiente interno y

externo de la Micoteca (gráficos 20 y 21). Sus esporas se dispersan fácilmente en el aire,

pueden causar alergias debido a la inhalación u otro contacto con el hongo, en sujetos

alérgicos. Estos pueden manifestarse como asma bronquial, rinitis, conjuntivitis o

dermatitis. Adicionalmente, se ha reportado que la gran mayoría de los asmáticos muestran

evidencias de sensibilización a especies de A. flavus, A.niger y A. terreus, las que fueron

encontradas durante el estudio en cantidades menores (cuadro 12) (Jawetz, Melnick y

Adelberg, 1984, p. 571), (Merck, Manual of Diagnosis and Therapy, 1999).

d. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia

Se reportó al género Fusarium en el cuarto lugar de frecuencia de aparición durante los

meses de muestreo (cuadro 13 B). Debe evitarse la presencia de Fusarium en el aire interior

y exterior, ya que pueden formar micotoxinas. La persistencia de los fusarios en el suelo

durante uno a varios años se debe, principalmente, a la presencia de los clamidosporas.

Estos requieren para germinar fuentes exógenas de nutrientes, por lo que son muy sensibles

al antagonismo, pero su distribución casi universal indica la omnipresencia de los

microambientes específicos. La tolerancia de algunos fusarios, tales como: F. oxysporum y

F. solani, a una alta presión parcial de CO2, permite el aislamiento selectivo de los mismos

a partir de algunos substratos muy poblados (Griffin, 1973, pp. 57, 90, 135). Los fusarios

no compiten bien con las especies de Aspergillus y Penicillium (Lacey, 1989, pp. 11S-25S),

esta es una de las razones por las cuales, se registró un bajo índice de representantes de este

género en esta investigación, ya que Aspergillus y Penicillium son géneros que

predominaron a lo largo del estudio.

Se aisló Rhizopus en el ambiente interno de la Micoteca en octubre con un porcentaje

de 11 (gráfico 13 B). Las esporas de estos hongos no son abundantes en el aire libre,

aunque su frecuencia aumenta en lugares donde hay humedad y se acumula vegetación

muerta. La exposición a concentraciones elevadas de esporangiosporas de Rhizopus, se ha

descrito como causa de alveolitis alérgica extrínseca (pulmón de serrador) en serrerías

suecas (Calvo, et al. 2000, pp. 447-459).

94

El género Scopulariopsis se aisló en un 5% en noviembre en el ambiente externo. Con

esto, se denota que las esporas de este género son muy estrictas en cuanto a condiciones

climáticas (cuadro 13 B). Este género es el agente causal de diversas infecciones en

humanos, puede provocar onicomicosis en las uñas, lesiones de piel, micetomas, sinusitis

invasiva (Kriesel, Adderson, Grooch y Pavia, 1994, pp.317-319), queratitis, infecciones

pulmonares, endocarditis y abscesos cerebrales. Las infecciones invasivas provocadas por

representantes de este género suelen presentarse con mayor frecuencia en pacientes

inmucomprometidos (Morrison, Haake y Weisdorf, 1993, pp. 78-89).

Se aisló Cryptococcus albidus en un 1% en el ambiente interno en el mes de enero

(cuadro 13 B). Cabe mencionar que algunas especies de levaduras pertenecientes al género

Cryptococcus, han establecido diversas asociaciones ecológicas con sustratos vegetales.

Crypstococcus neoformans, C. gattii y en menor frecuencia C.albidus, C. laurentti y C.

uniguttulatus, son considerados como agentes etiológicos de la criptococosis humana

(McCurdy y Morrow, 2001, pp.65-66).

III.2.3.4 Géneros fúngicos aislados en el Index Seminum

a. Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia

La frecuencia de aislamientos de los hongos caracterizados mensualmente y

discriminados por su porcentaje de aparición en el exterior, en el Index Seminum, se

muestran en el gráfico 22. Como puede observarse el género Cladosporium ocupó el primer

lugar en los conteos de diciembre a marzo, exceptuando enero. Las razones de la alta

frecuencia en estos meses se ve respaldada principalmente por las condiciones climáticas

presentadas en estas fechas, ya que las esporas de Cladosporium, al igual que las de

Penicillium y Aspergillus, son clasificadas como mitospóricas, lo que conlleva que su

crecimiento y propagación se vea favorecida por la desecación y altas temperaturas

(Calderón, Lacey, McCartney & Rosas, 1997) como las presentadas en marzo.

En el mismo contexto, los meses de diciembre que es considerado como frío y febrero

como variante, la frecuencia de esporas de este género no se ve afectada, ya que esta

clasificación de mitospórico, le brinda la capacidad de propagación en temporada fría y

seca, tal como lo menciona Calderón y otros (1997), en un estudio realizado en la ciudad de

México.

Por otra parte, dado que la ubicación del Index seminum, tiene comunicación directa

con el Jardín Botánico, puede considerarse que éste último, influyó fuertemente en la

concentración de esporas fúngicas capturadas en el ambiente exterior, ya que la mayoría de

especies pertenecientes a este género son consideradas saprófitas y crecen sobre plantas o

materia orgánica del suelo llegando a ser algunas fitopatógenas (Emberlin, Newman &

Bryant, 1995; Angulo, Mediavilla, Bustos y Domínguez, 1999). Sin embargo, la mayoría

destacan por su importancia alergógena debido a las altas concentraciones que alcanzan sus

conidios, tanto en el interior de edificios como en exteriores (Emberlin y otros, 1995;

Angulo y otros, 1999), ya que estudios realizados en diferentes países y ciudades han

comprobado que las esporas del tipo Cladosporium son las más frecuentes en muestras

aerobiológicas (Rosas, Calderón, Martínez, Ulloa, &Lacey, 1997; Rutherford, Owen

95

&Simpson, 1997; Fernández, Valencia, Molnar, Vega & Sagües, 1998; Mediavilla, Angulo,

Infante, Comtois & Domínguez, 1998), pudiendo ser éstas, las responsables del elevado

porcentaje de pacientes sensibilizados a estos aeroalergenos y diagnosticados con

problemas de alergia (Eggleston, Rosenstreich, Slavin & Malveaux, 1998; Hasnain, Al-

Frayh, Gad-El-Rab, & Al-Sedairy, 1998; Mediavilla y otros, 1998).

Al mismo tiempo, los valores obtenidos para este género en el ambiente interior

(gráfico 23) mantienen el predominio en los mismos meses reportados para exterior. Estos

valores muestran la perfecta relación que ejerce el ambiente exterior en el interior, ya que

dada la infraestructura presentada en este centro científico, la circulación de aire manejada

en el interior, mantiene una dependencia directa con el aire proveniente del exterior. Sin

embargo, dado que se trata de un ambiente interno donde el personal pasa la mayor parte

del tiempo, los niveles altos de Cladosporium, durante estos meses desencadena gran

preocupación, ya que la inhalación de esporas fúngicas de género, puede provocar una

variedad de síntomas respiratorios, como rinitis alérgica, asma, bronquitis crónica, etc., que

dependen de la especie, de las condiciones, tanto del medio en el que se desarrolla el hongo

como climáticas, y de la reactividad inmunológica del personal. (Eggleston y otros, 1998;

Hasnain y otros, 1998; Mediavilla y otros, 1998).

Como segundo género predominante en el ambiente exterior del Index seminum (gráfica

22), se presenta Penicillium, con altos conteos en noviembre y enero, siendo este último el

más elevado. Esto podría justificarse por el hecho antes mencionado de que pertenece al

grupo de hongos mitospóricos, por lo tanto su frecuencia no discrimina una temporada

climática específica (Calderón y otros, 1997), ya que como se sabe, noviembre y enero son

considerados meses con mucho viento y humedad. Además son relativamente fríos. Sin

embargo, un tercer mes con estado climático variante, se suma a la frecuencia de aparición

de este género y es febrero, lo que sustenta nuevamente lo expuesto por Calderón y otros en

1997. Otra razón por la cual Penicillium mantiene una alta frecuencia en el ambiente

exterior, puede deberse al hecho reportado por un estudio donde demuestran que este

género junto con Alternaria, Cladosporium, Epiccocum y Fusarium, puede tener esporas

adheridas en las plantas (Díaz, Gutiérrez, Gutiérrez, González, Vidal, Zaragoza y

Calderón, 2010) y dado que los puntos externos están en el Jardín Botánico, su porcentaje

fue alto.

Por otra parte, referente al ambiente interior del Index seminum (gráfico 23),

Penicillium coincidió con los porcentajes elevados en los mismo meses reportados para el

exterior, lo que nuevamente deja en evidencia que el flujo de aire manejado en el interior,

está en codependencia del ambiente exterior, lo que genera gran preocupación, ya que

como se ha mencionado los hongos de interior, y en especial Penicillium, tienen un papel

protagonista en el desarrollo de alergias puesto que un hábitat con unas características

como la presentadas en el Index seminum (puertas y ventanas anexas al Jardín Botánico y

sin protección de malla),pueden determinar y favorecer la presencia de esporas fúngicas en

una elevada concentración que puede llegar a inducir una sensibilización en el personal que

labora en tal recinto (Bartra, 2003). Además cabe resaltar, que Penicillium, producen gran

cantidad de conidios que fácilmente son aerotransportados y pueden alojarse en los cuerpos

de fructificación de muchas plantas (semillas) y dada la especialidad de tal lugar, las

96

semillas, forman parte fundamental del material de trabajo (Garret, Hooper, Cole y Hooper,

1997).

Como tercer género de alta frecuencia en el ambiente exterior del Index seminum, se

encuentra Aspergillus, que a pesar de haberse presentado en menor porcentaje que los dos

géneros antes mencionados, no deja de generar gran interés, ya que como los anteriores,

también se clasifica como hongo mitospórico. Los valores reportados en el gráfico 22,

muestran que dicho género, presentó sus valores máximos en el mes de octubre,

considerándose éste un mes relativamente frío dada la aproximación de la temporada de

invierno. Dichos valores coinciden con los reportados en Estados Unidos por Shelton y

otros en el 2002, quienes encontraron concentraciones de este género en invierno, juntos

con otros géneros como Cladosporium, Penicillium, y Stachybotrys chartarum.

Estos resultados, junto con los presentados en esta investigación, permiten correlacionar

que la variación cuantitativa de hongos dispersos en el aire, como Aspergillus, debe su

presencia o ausencia a factores como temperatura, humedad relativa, época del año,

ubicación geográfica entre otros (Calderón y otros 1997 Gage, Isard & Colunga, 1999;

Hoff, Ballmer–Weber, Niggemann, Cistero–Bahima, Moncin & Conti, 2003), ya que en el

ambiente interior (tabla 18) el pico máximo se encuentra en el mes de marzo, que es

considerado como caluroso, esto diverge con el ambiente exterior. Además, tales resultados

pueden evidenciar que la tendencia de frecuencia, en el ambiente interior (gráfico 23),

mantiene niveles relativamente bajos en comparación con los del ambiente exterior (gráfico

22), justificando que la aparición de este género, es más frecuente en exteriores que en

espacios intramuros.

Si bien, los dos géneros antes mencionados mostraban una coincidencia en la aparición

mensual, se hace excepción ante este último género, posiblemente debido a la vida saprobia

que presenta, por lo cual su principal fuente de sustrato (materia orgánica) se encuentra en

el exterior.


Finalmente, además de los géneros fúngicos frecuentemente caracterizados en los

locales, existen otros que presentaron un bajo porcentaje de aislamientos (cuadro 13 B).

Entre estos figura Candida famata, quien fue aislada en el interior del Index Seminum, en el

mes de febrero y ha sido relacionada con endoftalmitis, peritonitis y fungemia (Rao,

Nerenberg y Forster, 1991). Otras especies poco frecuentemente aisladas fueron

Cryptococcus albidus, en noviembre en el exterior yCryptococcus humícola, en marzo en el

interior. Estas especies han sido aisladas y reportadas por Krumholz en 1972,

principalmente de la naturaleza y se les ha implicado en infecciones respiratorias severas,

del sistema nervioso central y en fungemias, como lo asegura el autor.

Adicionalmente, el género Fusarium sp., como se ha mencionado, por su carácter

saprobio, su porcentaje de aparición fue un poco más frecuente que el resto de géneros,

presentándose en ambos ambientes de octubre a diciembre y se presentó en el interior, en el

mes febrero y en el exterior en el mes de marzo.Al mismo tiempo Rhizopus oryzae también

ha presentado una baja frecuencia de aparición. Este género como lo asegura Samson,

Hoekstra, Frisvad y Filtenborg en 1995, se ve frecuentemente aislado de suelos, agua

97

contaminada y material vegetal, coincidiendo con el material de trabajo de éste local.

Además de R.oryzae, las especiesScopulariopsis brevicaulis y Prototheca

wickerhamiipresentaronuna baja frecuencia. Sin embargo, su importancia radica en que son

consideradas como los agentes causales de onicomicosis, según lo reportado por varios

autores en un estudio realizado en España (Torres, López, Lecha, Pueyo y Ruis, 1999) y

otro en Barcelona (Madrenys, Torres y Urrea, 1996).

III.2.3.5 Géneros fúngicos aislados en e l Herbario USCG


Las esporas de los hongos representan el grupo más numeroso en cuanto a

contaminación biológica en ambientes interiores y exteriores, los hongos alcanzan

concentraciones muy significativas en determinadas épocas del año (gráficos 24 y 25) y son

los responsables de un elevado porcentaje de pacientes sensibilizados, los niveles de

esporas fúngicas dependen de las condiciones del medio en el que este se desarrolla

(Sabariego, Díaz y Alba, 2004, pp. 121-127). Las concentraciones de las aerosporas

fúngicas se encuentran influenciadas por un gran número de factores biológicos y

medioambientales que interaccionan entre sí, creando de este modo para cada ambiente su

propia aeromicroflora (García, 2004)

Los resultados demuestran la presencia de microhongos en el ambiente de los sitios

propuestos para el estudio, por lo que se consideró importante determinar los géneros

presentes tanto en ambientes interiores como exteriores a lo largo de todo el estudio. Por

esta razón, se determinaron los géneros predominantes tanto en el ambiente interior como

exterior en el Herbario USCG, encontrando que los tres géneros principales corresponden a

Penicillium sp., Cladosporium sp. yAspergillussp., coincidiendo con lo publicado por otros

autores (Esquivel, Mangiaterra, Giusano & Sosa, 2003; Calizaya, Salazar y Silva, 2010;

Soto, Rosa, Murcia, Franco, Soler, Cansado,… Gacto, 2009), quienes designaron estos

hongos como los géneros predominantes.

El comportamiento de los hongos para los ambientes del Herbario -USCG- durante los

seis meses muestreados (gráficos 24 y 25) muestran que Penicillium sp. fue el que presentó

la mayor frecuencia en ambientes exteriores (octubre, noviembre, enero y marzo) e

interiores (noviembre, diciembre y enero), lo cual coincide con Pitt, J en el año 1986, quien

denomina a esta como la especie común en ambientes exteriores, por la gran cantidad de

conidios fácilmente aerotransportadas, demostrando su alta frecuencia en condiciones

secas, ya que sus conidios han mostrado la capacidad de sobrevivir a la desecación. Sin

embargo, las esporas de este hongo son de gran abundancia también en época lluviosa y fría

según lo planteado por Calderón y otros en 1997, lo cual explica la elevada frecuencia de

este género en meses considerados fríos como lo son noviembre, diciembre y enero, así

como en la época seca, como lo es el mes de marzo, sumando al hecho que este hongo por

ser saprófito ha sido reportado como contaminante común en la mayoría de sustratos del

mundo (Arenas, 2003).

El segundo género de mayor prevalencia para el ambiente exterior correspondió a

Cladosporium sp. En un estudios realizados en diferentes ciudades españolas se reportó que

98

las esporas de este género son las más frecuentes en muestras aerobiológicas (Rosas,

Calderón, Martínez, Ulloa & Lacey, 1997; Rutherford, Owen & Simpson, 1997; Fernández,

Valencia, Molinar, Vega. & Sagües, 1998; Mediavilla, Angulo, Infante, Comtois, &

Domínguez, 1998). El género Cladosporium sp. presentó sus picos más altos en los meses

de diciembre y febrero para el ambiente exterior (gráfico 24) y octubre, febrero y marzo

para el ambiente interior (gráfico 25), lo cual coincide con lo que se ha comentado con

anterioridad, pues las esporas de este género mitospórico se encuentra en altas

concentraciones tanto en los meses fríos (diciembre) como en meses cálidos (octubre,

febrero y marzo ). Por otra parte, la mayoría de especies de este género son saprófitas sobre

plantas o materia orgánica del suelo, siendo algunas fitopatógenas, (Emberlin, Newman &

Bryant, 1995; Angulo, Mediavilla, Bustos & Domínguez, 1999) lo cual destaca la

importancia de mantener controladas las altas concentraciones que alcanzan sus conidios en

el ambiente de este centro que resguarda importantes especímenes botánicos

Por último, el género Aspergillus sp. presentó su pico más alto de crecimiento en

octubre y febrero para el ambiente interior y en marzo para el ambiente interior, lo cual

concuerda con lo expuesto por Calderón y otros en el año 1997, que reportan que las

esporas de este hongo mantuvieron sus picos máximos en los meses donde la temperatura

fue mucho mayor, lo cual coincide con los meses de verano como lo es octubre , febrero y

marzo (gráfica 16 y 17), con lo que nuevamente se resalta la preferencia de este género, a

los climas considerados como cálidos. En síntesis, la predominancia de los hongos

Penicillium sp., Cladosporium sp., y Aspergillus sp. se puede atribuir a lo expuesto en un

estudio de caracterización aerobiológica en presencia de cubiertas vegetales en la ciudad de

México, dondedichos géneros presentaron mayor frecuencia en presencia de plantas (Rojas,

Gutiérez, González,Vidal & Zaragoza, 2010).


El cuadro 13 C, muestra los género de menor frecuencia, mostrando que los mucorales

presentaron un mayor porcentaje de aislamientos, del cual Mucor sp. fue el género

dominante, esto pudo deberse a que es un hongo saprófito, el cual coloniza gran cantidad de

sustratos, principalmente en los ambientes interiores. A sí mismo, Fusarium sp. y otros

géneros como Syncephalastrum racemosum, se aislaron en una misma proporción, donde el

primero en mención, presenta un óptimo desarrollo a bajas temperatura, siendo esta la

principal razón de su desarrollo en octubre y diciembre (Herrero y otros, 1996), además de

esto dicho hongo es de carácter fitopatógeno, constituyendo este un contaminante en este

tipo de ambientes (Milagros, C. y Nieves, R., 1994). En cuanto a las levaduras aisladas, se

pueden mencionar las especies de Rhodotorula minuta y Rhodotorula mucilaginosa, las

cuales son un componente destacado de la microbiota en suspensión en el aire y también de

superficies afectadas por mohos (Flanninga, 1992).

III.2.3.6 Géneros fúngicos aislados en el MUSHNAT


Los tres géneros predominantes en el MUSHNAT tanto en el interior como en el

exterior fueron Penicillium sp., Cladosporium sp. y Aspergillus sp. como se puede apreciar

99

en la gráfica 20, Penicillium sp. presentó el mayor porcentaje en octubre, noviembre y

enero, los primeros dos meses son considerados meses lluviosos, por lo que la humedad

elevada que se pueda presentar en estos meses, más la acumulación de polvo y de

materiales orgánicos presentes en este lugar, pudieron promover un mayor desarrollo de

este género (Gómez, Zarante, Martínez, Valdivieso, Rubio, Tarazona y Sánchez, 2005).

Otra característica de Penicilliumsp. es la capacidad de producción de grandes cantidades

de conidios que son fácilmente trasportados por el aire (Esquivel, Mangiaterra, Giusiano, y

Sosa, 2003).

Cladosporiumsp. se registró en seis meses de muestreo, esto concuerda con otros

estudios, los cuales mencionan que este género se puede encontrar durante todo el año,

pero se muestra un aumento durante los meses secos, lo que concuerda con lo encontrado,

ya que hubo un incremento en su porcentaje durante los meses de febrero y marzo, lo

cuales son considerados secos (Echániz y Gil, s.f). Además Cladosporiumsp. es

considerado un género cosmopolita, especialmente en regiones templadas, su alta capacidad

de desarrollo puede deberse a su pequeño tamaño y sus múltiples conidios, lo que puede

facilitar su movilidad por el aire, haciendo de este un hongo predominante en el aire

(Infante, Castro, Domínguez, Gúadia, Méndez, Sabariego y Vega, 1999).

Por último, se encuentra el género Aspergillus sp., que aunque se encontró presente a lo

largo de todos los meses muestreados, su porcentaje de aislamiento no fue muy grande, un

factor que pudo contribuir al bajo conteo de este género es que el crecimiento de otras

colonias fúngicas suele ser más rápido que el de Aspergillus sp., por lo que el crecimiento

de este se puede ver enmascarado o inhibido (Rosas, Calderón, Escamilla, & Ulloa, 1992).

El ambiente interior se ve influenciado por la carga fúngica del exterior, y esta suele ser

un poco más que la de afuera, debido a factores como la poca circulación de aire, la estadía

de las personas dentro de los edificios y la periodicidad en que realizan la limpieza del

lugar (Soto, García, Alejandro, Cansado y Gacto, 2009).

Como se muestra en la gráfica 21, de los géneros que predominaron en el ambiente

interior, Penicillium sp.fue el que tuvo mayor porcentaje de aislamiento, sus mayores

porcentajes fueron en octubre, noviembre y enero, la causa de esto pudo ser a que durante

estos meses se realiza limpieza, ya sea porque son los últimos meses de trabajo antes de las

vacaciones del personal (noviembre) o porque se realiza limpieza general para alistar el

museo para su apertura de año (enero), Penicillium sp.es un hongo cuyas esporas pueden

durar por mucho tiempo en el ambiente, además son de fácil esparcimiento (Esquivel,

Mangiaterra, Giusiano y Sosa, 2003), es por eso que el periodo de limpieza de las áreas

muestreadas sea un factor para el predominio de Penicilliumsp. en esos meses.

El segundo género de importancia aislado en el interior de los ambientes fue

Cladosporium sp., este tuvo sus mayores porcentajes en diciembre que es un mes frio,

febrero y marzo que son considerados meses cálidos. Este género puede presentarse tanto

en meses fríos y cálidos, ya que es considerado un hongo mitospórico (Calderón, Lacey,

McCartney y Rosas, 1997).

100

Otro género aislado fue Aspergillus sp., este es un hongo que es comúnmente

encontrado en ambientes intra muros especialmente en lugares tropicales y subtropicales

(Esquivel, Mangiaterra, Giusiano y Sosa, 2003). Este hongo ha sido aislado frecuentemente

en ambientes interiores y se ha relacionado con problemas del tracto respiratorio,

especialmente alergia y asma (Schwabm & Straus, 2004).

Otra característica importante de este género es que obtiene su energía de materia

orgánica como el papel (Castrillón, González y Ortiz, 2009) y crece en suelos y plantas

desintegradas (Rivera, 2010).


Aparte de los géneros anteriormente mencionados, también se aisló: Fusarium sp.,

Rhizopus sp., Cladiophialophorasp. y las levaduras Rhodotorula sp., Geotrichum sp.,

Cryptococcus sp. y Candida sp.. Fusarium sp., es un género que es menos abundante en los

recuentos aerobiológicos, esto puede deberse a que las horas de mayor carga fúngica para

este género son en las primeras horas de la mañana, entre las 4 y las 9 am (Méndez, Seijo y

Iglesias, 2005). Esta puede ser una razón, por la cual el porcentaje de aislamiento de este

género fue poco, ya que las horas de muestreo seleccionadas por la mayor carga fúngica

correspondían a las 10:00 am, 13:00 y 14:00 horas para el MUSHNAT.

Rhodotorula sp. posee una amplia distribución en la naturaleza, tiene capacidad para

colonizar diversos sustratos naturales y artificiales, por lo que es considerada una levadura

ubicua (Laboratorio de Microbiologia Aplicada y Biotecnología (MABB), 2007). Es por

eso que esta levadura fue aislada del ambiente interior y exterior del Museo de Historia

Natural, el bajo porcentaje de aislamiento pudo deberse a factores en la dificultad de

caracterización de este género.

En el Museo de Historia Natural se aisló de los ambientes interior y exterior a Rhizopus

sp., este es un género que se mantiene constante en el ambiente, una característica de este

género es que su velocidad de crecimiento es rápida. Tiene la capacidad de colonizar

fácilmente y que tiene tolerancia a fungicidas como los bencimidazoles (Palou, Usall,

Cerda y Viñas, 2001).

Por último, se aislaron otros géneros pero su porcentaje de aislamiento fue bajo, entre

los géneros que están en este grupo se puede mencionar Cryptococcus sp., Candida sp.,

Cladophialophora sp., Geotrichum sp. y Mucor sp.

III.2.3.7 Géneros fúngicos aislados en el MUSAC


La calidad del aire es un factor importante para la salud ambiental y se encuentra

relacionada, en parte, por la carga fúngica presente. (Samson, Flannigan, Flannigan,

Verhoeff, Adan & Hoekstra, 1994). Los géneros que predominaron durante los meses

muestreados en el MUSAC, fueron Cladosporium sp., Penicillium sp.y Aspergillussp.,tanto

101

en el interior como en el exterior. En el ambiente interior, como se observa en el cuadro 29,

prevaleció el género Penicillium sp., en octubre, noviembre y enero. Sin embargo, en

febrero y marzo fue superado por el género Cladosporium sp.y en diciembre prevaleció

Aspergillus sp.

El género Aspergillus sp., se mantuvo en un rango de 31-10% de presencia durante los

muestreos, representando al tercer género más frecuente del ambiente interior, lo que no

concuerda con lo encontrado en otro estudio en el cual se considera a este género como de

ambientes tropicales y subtropicales (Mangiaterra, Alonso, Medina, y Cerbera, 1993), lo

cual pudo ser causado porque en general las condiciones climáticas de la ciudad de

Guatemala en los meses muestreados difieren de aquellas presentadas en los países

tropicales. En particular, el género Aspergillus es uno de los de mayor interés clínico,

debido a que posee especies que son capaces de provocar una gran cantidad de afectaciones

a las personas tales como alergias, keratitis y Aspergilosis severa (Latge, 1999). En este

género, las especies A. fumigatus y A. flavus son las de mayor importancia patogénica

(Kamei & Watanabe, 2005), no obstante, durante los muestreos periódicos de este local

solamente se registró Aspergillus sp. yAspergillus Floccosum.

Sin embargo, la interpretación de los resultados en muestreos de aire, es frecuentemente

problemática por una multiplicidad de factores, por ejemplo el nivel de las esporas aéreas

varía considerablemente hora a hora o quizás momento a momento debido a las

fluctuaciones de temperatura, humedad relativa, dirección y velocidad del viento. (Samson

y otros, 1994).

Así mismo, los conidios de algunas especies son dañados fácilmente por la luz o la

desecación, y existen diferencias biológicas entre algunos géneros, como en el caso de

Penicillium sp., el cual produce gran cantidad de conidios que fácilmente son

aerotransportados, y se ha demostrado que los conidios de este género sobrevive a la

desecación por décadas (Samson, Hoekstra, Frisvad, & Filtenborg, 2000). Esta puede ser

una de las causas por las cuales, se encontró una elevada prevalencia de este género durante

los tres meses antes mencionados; además de la capacidad celulolítica que posee (Chacon

& Waliszewski, 2005), ya que los libros depositados en la biblioteca representan un

sustrato que puede ser colonizado por este género. Por último, también se encontraron

hallazgos similares en un estudio realizado en dos archivos de las ciudades de Cuba y

Argentina, en el cual se encontró una mayor prevalencia de Penicillium sp., seguido de

Cladosporium sp.y Aspergillus sp (Borrego, Pans y Perdomo, 2008).

Los géneros Cladosporium sp., Alternaria sp., Aspergillus sp. yFusarium sp, son los de

mayor frecuencia en la colonización y aprovechamiento de los soportes de papel y están

estrechamente relacionados con las condiciones ambientales (Calvo, 1997). Sin embargo,

durante los muestreos no se registraron aislamientos correspondientes al género Alternaria

sp. En el interior del museo, se encuentra la Biblioteca del Libro Antiguo, lo anterior pudo

influir en la prevalencia de los generos Cladosporium sp., Aspergillus sp.yPenicillium sp.de

igual manera que en el estudio realizado por Castrillon, Gonzales y Ortiz, en el 2009

quienes encontraron mayor prevalencia de Cladosporium (59.72%) en un estudio realizado

en una biblioteca de Cali, Colombia.

102

Los géneros que predominaron en el aire del exterior del MUSAC (gráfico 29) son los

mismos que predominaron en el interior. Pero existen ciertas diferencias tales como el

hecho que durante los primeros cuatro meses existió una prevalencia sobre los demás

géneros por parte de Penicillium sp., la cual cambió durante febrero y marzo en los cuales

predominó Cladosporium sp. Con relación a Aspergillus sp., al igual que en el exterior

representa al tercer género de frecuencia durante los muestreos. Como se ha mencionado

con anterioridad, la similitud que presenta el ambiente exterior con respecto al interior es el

orden de prevalencia que mostraron estos tres géneros, los cuales en forma decreciente son

Penicillium sp, Cladosporium sp. y Aspergillus sp., y como se ha mencionado

anteriormente la facilidad de las esporas de Penicillium sp. para ser aerotransportadas

permiten que se encuentre comúnmente en ambientes exteriores (Pitt, 1986).

a. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia en el Museo de la Universidad

de San Carlos

Entre los géneros fúngicos que se aislaron con menor frecuencia están Fusarium sp.

Rhizopusoryzae, Sycephalastrum racemosum y Cryptococcus uniguttulatus. Estos géneros

fueron aislados tanto en el ambiente interior como exterior con excepción de

Syncephalastrum racemosum, que solamente fue aislado en el ambiente interior (cuadro 13

D). Uno de los géneros con mayor relevancia debido a su frecuencia dentro de este grupo

de microhongos es Fusarium sp., ya que la mayor parte sus especies crecen fácilmente

como saprófitos y se encuentran en casi todos los ambientes. Entre las principales

afecciones que pueden causar al ser humano se encuentran las lesiones de la córnea,

principalmente por F. solani (Milagros, C. y Nieves, R., 1994). Además tiene una relación

positiva con los parámetros que facilitan su dispersión, dado que la dispersión de los

conidios desde el conidióforo se lleva a cabo gracias al impacto de las gotas de agua sobre

el mismo. (Gregory, 1976). Este microorganismo ha sido denominado fitopatógeno por

Milagros y Nieves en 1994 y debido a que en los alrededores del MUSAC no hay

vegetación, esta puede ser una de las causas por la cual se encontró una baja frecuencia de

aparición. El único hongo de tipo levaduriforme que se encontró fue Cryptococcus

uniguttulatus, este género no ha sido asociado como agente causal de infección en seres

humanos, sin embargo se registró un caso de ventriculitis humana en el 2001 (McCurdy, L.

& Morrow, J. 2001).

103

PARTE IV

VI.1 CONCLUSIONES

1. La mayor contaminación micológica del ambiente exterior del Herbario BIGU fue

de 2790 UFC/m3, el Herbario USCG presentó valores de 3580 UFC/m

3 y el Index

seminum 1860 UFC/m3. El ambiente interior registró los niveles máximos de 1450

UFC/m3 en el Herbario BIGU, 2300 UFC/m

3, en el Index seminum y 300 UFC/m

3

en el Herbario USCG. El Herbario USCG fue el que presentó menor contaminación

en el ambiente interior ya que no posee ventanas o entradas de luz natural

únicamente aire acondicionado, contribuyendo así a que no haya contaminación

cruzada del ambiente externo con el interno.

2. Los valores que presentaron los museos para el ambiente exterior fueron de 1630

UFC/m3 para el MUSHNAT, 1010 UFC/m

3 para la biblioteca del MUSAC y 800

UFC/m3 para el MUSAC. Para el ambiente interior los valores máximos fueron de

1080 UFC/m3 para la biblioteca del MUSAC, 2850 UFC/m

3 en el MUSHNAT y

840 para el MUSAC.El MUSHNAT presentó mayor contaminación en el ambiente

interior y exterior en comparación con el MUSAC ya que este cuenta con

deshumificador en sus áreas, lo cual reduce y controla la humedad del ambiente,

influyendo de manera negativa en el crecimiento de los hongos.

3. Las micotecas presentaron para el ambiente exterior, valores de 1780 UFC/m3 y

2790 UFC/m3 para la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta, MICG y la

sección de macrohongos del BIGU respectivamente. Y para el ambiente interior

valores de 1630 UFC/m3 en la sección de macrohongos del BIGU y 1270 UFC/m

3

para la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta, MICG. La sección de

macrohongos del BIGU presentó mayor contaminación ya que la cantidad de

personal que permanece estable es mayor.

4. Se determinó que la humedad relativa influyó en forma directamente proporcional a

la carga fúngica, ya que en todas las colecciones se observó que a mayor humedad

relativa, se registró una mayor carga fúngica.

5. Se aislaron e identificaron un total de 16 géneros entre los cuales figuran,

Penicillium sp., Aspergillus sp., Cladosporium sp., Mucor sp., Syncephalastrum sp.,

104

Fusarium sp., Rhizopus sp., Scopulariopsis sp., Paecilomyces sp., Monilia sp.,

Trichopyton sp., Rhodotorula sp., Prototheca sp., Candida sp., Criptococcus sp. y

Geotrichum sp., obtenidos en los muestreos de todas las colecciones de interés

científico.

6. Los géneros que predominaron en ambos ambientes en los meses muestreados

fueron Penicillium sp., Cladosporium sp. y Aspergillus sp. Penicillium sp. fue el

género con mayor frecuencia. Con excepción del Index seminum y el ambiente

exterior del MUSHNAT, en los cuales predominó Cladosporium sp.

7. Se aislaron géneros fúngicos asociados a la acción celulolítica tales como

Aspergillus sp., Penicillium sp., Fusarium sp. y Paecilomyces sp., los cuales

podrían representan un riesgo para las colecciones bibliográficas de carácter

histórico.

8. Se aislaron géneros fúngicos conocidos por su acción fitopatógena, tales como

Penicillium sp., Cladosporium sp. y Fusarium sp., los cuales representan un alto

riesgo en las colecciones botánicas que se resguardan en los herbarios.

9. Se aislaron géneros fúngicos que son reconocidos como agentes oportunistas con

comportamiento patógeno en diversos problemas clínicos en humanos: Alternaria,

Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Penicillium.En el Herbario BIGU se

aislaron las siguientes especies: Aspergillus flavus, A. terreus y A. niger, los cuales

se han reportado como causa de aspergilosis en los pulmones y ocasionalmente

como la causa de infecciones en la córnea, otomicóticas, en la piel y en los senos

nasales.

10. Se aislaron géneros fúngicos conocidos como oportunistas, alérgenos y

biodeteriorantes (Fusarium, Aspergillus, Penicillium), los cuales en condiciones

climatológicas adecuadas que permitan su supervivencia, constituyen un factor

indirecto que provoca afecciones en la salud en personas inmunocomprometidas.

11. Se determinaron niveles elevados de carga fúngica en todos los locales muestreados,

por lo cual se implementó una guía sobre el mantenimiento de cada uno de los

locales, que ayude a minimizar el crecimiento de hongos microscópicos

deteriorantes en el ambiente de museos y herbarios con colecciones de interés

científico. Así mismo, se realizaron varias conferencias y se distribuyeron trifoliares

al personal de cada una de las colecciones con información dirigida a disminuir y

controlar el crecimiento fúngico en los establecimientos.

105

IV.2 RECOMENDACIONES

1. Promover la investigación en estudios aeromicológicos de ambientes interiores y

exteriores de diferentes sitios de interés científicos, a fin de establecer los

parámetros concretos para hongos microscópicos en UFC/m3 que se deberían

normar para la ciudad de Guatemala.

2. Para prevenir problemas de salud relacionados con enfermedades respiratorias y de

tipo alérgico, se debe realizar de manera rutinaria un análisis de la calidad

microbiológica del aire, así como una limpieza periódica de cada establecimiento

para evitar los padecimientos asociados con los microorganismos presentes en el

ambiente.

3. Determinar el riesgo ocupacional frente a la exposición por contaminantes fúngicos

suspendidos en los ambientes laborales de diferentes instituciones.

4. Promover la creación de una legislación ambiental de los límites permisibles de

contaminación ocupacional, utilizando como indicadores los niveles de riesgo en

Guatemala.

5. Evaluar el impacto que puede generar la suspensión de las esporas de hongos

microscópicos, en el ambiente con respecto al biodeterioro de las colecciones

bibliográficas, biológicas y botánicas que se resguardan en instituciones de interés

científico.

6. Implementar en las instituciones un protocolo específico de limpieza acorde a las

condiciones y requerimientos de cada lugar, para así evitar y minimizar el

biodeterioro por hongos microscópicos de los especímenes en las colecciones.

7. Sensibilizar a las autoridades encargadas de la asignación presupuestaria para la

gestión de adquisición de equipo de aire acondicionado y deshumidificadores, con

el fin de alcanzar condiciones estables que busquen la prolongación de la vida útil

de las colecciones de interés científico, que se resguardan en estos centros y a su vez

mantener condiciones que minimicen el crecimiento de hongos microscópicos.

8. Que los herbarios que cuentan con equipo de ventilación, aire acondicionado y

deshumidificadores gestionen, promuevan o motiven la limpieza periódica de los

aparatos, así como el recambio de los filtros.

106

IV. 3 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

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114

IV.4 ANEXOS

115

ANEXO 1. Cuestionarios para evaluar la calidad del aire y su relación con la salud

ocupacional del personal en cada local muestreado.

Universidad de San Carlos de Guatemala Mes: _________________


Escuela de Química Biológica

Departamento de Microbiología

Encuesta “Calidad del Aire”

_________________________________________________________________________

A continuación se le presenta una encuesta con el fin de contribuir a la recaudación de información acerca de

la salud ocupacional en museos, herbarios y colecciones de interés científico, con el objetivo de correlacionar

las características del entorno de trabajo con los posibles síntomas y signos patológicos como consecuencia de

presencia fúngica en el aire del local donde labora.

Lugar: ________________________________________Fecha: ____________________

¿Acepta participar en la investigación? Si No

Sexo: F M

1. Rango de

edad 18-25 26-35 36-45 Más de 46

2. Estudios realizados:

Ninguno Primario sin culminar Hasta 6to. Primaria

Bachillerato Universitario Graduado

3. Tiempo que

tiene de

laborar en la

institución

Menos de

1 año

2-3 años

4-5 años

Más de 5

años

4. Piensa que la temperatura de su área de trabajo produce:

Mucho calor Mucho frío No crea problemas

5. Piensa que la humedad de su área de trabajo produce:

Mucha humedad Mucha sequedad No crea proble

Responda con X lo que considera necesario:

116

6. ¿Qué afecciones y síntomas (así como su frecuencia) ha presentado al laborar en esa

área?

FRECUENCIA DEL SÍNTOMA

AFECCIÓN SÍNTOMA

Cad

a se

man

a

Cad

a 1

5 d

ías

Cad

a m

es

Cad

a 3

mes

es

Cad

a 6

mes

es

Cad

a añ

o

Ocular

Enrojecimiento

Escozor / picor

Sequedad

Lagrimeo

Hinchazón

Visión borrosa

Otro

Nasal

Hemorragia nasal

Congestión nasal

Sequedad nasal

Rinitis (goteo nasal)

Estornudos seguidos

Otro

De garganta

Sequedad

Picor

Dolor

Irritación

Ardor

Otro

Respiratoria

Dificultad para respirar

Tos

Dolor en el pecho

Otro

Cutánea

Sequedad de piel

Erupciones

Escamas

Picor

Ardor

Otro

Similar a la

gripe

Fiebre

Escalofríos

Debilidad

Otro

117

ANEXO 2

Cuestionarios a realizar al personal de ambos laboratorios para determinar puntos a

muestrear y condiciones de bioseguridad y limpieza existentes

_________________________________________________________________________

Esta boleta forma parte del proyecto No. 028-2011, el cual se denomina: “Evaluación de la

contaminación del aire por hongos microscópicos en algunos museos, herbarios y

colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala.”

Nombre del establecimiento: __________________________________________________

Está conforme con la participación en el presente proyecto de investigación:

Si: ________ No: _______

Instrucciones: a continuación se le presenta una encuesta la cual debe contestar con la

mayor sinceridad posible.

1. Personal dentro del establecimiento

1.1 No. de personas que permanecen en el establecimiento:

a. Una persona:

b. Dos personas:

c. Tres personas:

d. Cuatro personas:

e. Cinco o más personas:

1.2 Transito dentro del establecimiento durante el día:

a. De dos a cuatro personas:

b. De cuatro a seis personas:

c. De seis a ocho personas:

d. De ocho a diez personas:

e. Diez personas o más:

1.3 Equipo utilizado por el personal dentro del establecimiento:

118

a. Guantes:

b. Lentes:

c. Mascarilla:

d. Bata:

e. Cofia:

f. Otros: _____________________________

2. Mobiliario y equipo

2.1 El mobiliario está formado por los siguientes materiales:

a. Metal:

b. Madera:

c. Formica:

d. Madera forrados de formica:

e. Otros:______________________________

2.2 El techo del establecimiento está formado de:

a. Madera:

b. Formica:

c. Lamina:

d. Block:

e. Otros: ______________________________

2.3 El suelo del establecimiento está formado de:

a. Cemento:

b. Granito:

c. Otros:_______________

3. Ventilación dentro del establecimiento

119

3.1 Tipo de ventilación dentro del establecimiento:

a. Ventanas de paleta:

b. Ventanas lisas:

c. Ventanas corredizas:

d. Ventilador:

e. Aire acondicionado:

f. Deshumificador:

g. Otros: ______________________________

Si su respuesta fue afirmativa en aire acondicionado, deshumidificador u otros conteste las

siguientes preguntas.

3.2 Tiempo aproximado que permanece encendido el equipo durante el día?

_______________________________________

3.3 Al terminar las actividades diarias el equipo permanece encendido o apagado?

________________________________________

3.4 Encienden el equipo únicamente cuando se va a trabajar en el establecimiento?

_________________________________________

3.5 Durante el fin de semana permanece encendido o apagado el equipo?

_________________________________________

4. Condiciones higiénico-sanitarias en el establecimiento.

4.1 Con que frecuencia se realiza limpieza dentro del establecimiento:

a. Diario:

b. Dos veces por semana:

c. Tres veces por semana:

d. Semanal:

e. Otros:__________________________

4.2 Hay asignado en su área un encargado de limpieza:

a. Si:

120

b. No:

4.3 Tipo de material con el que elimina el polvo:

a. Mopa:

b. Aspiradora:

c. Plumero:

d. Trapo:

4.4 Tipo de material desinfectante que utiliza en el área de trabajo:

a. Cloro:

b. Lysol:

c. Antibacterial:

d. Desinfectante comercial:

e. Agua:

f. Alcohol:

g. Detergente:

h. Otros:___________________________

ANEXO 3. Manual operativo

MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página 121

Nombre: Muestreo de aire (MAS-100 Eco) MBPOP27

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

1. PROPÓSITO

Estandarizar la metodología para la toma de muestras de aire con aeroscopio.

2. ALCANCE

Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,

etc. del LAMIR.

3. RESPONSABILIDADES

a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar se

encuentre disponible.

b. El responsable debe de tener cuidado de hacer el muestreo en ORDEN por réplica,

punto de muestreo y área muestreada.

4. DEFINICIONES

Aeroscopio: Dispositivo utilizado en la toma de muestras de aire capaz de

aspirar diferentes volúmenes de aire en determinada cantidad de tiempo. Este

funciona por medio de impactación directa del aire sobre la caja de Petri.

Higroscopio: Dispositivo digital que sirve para establecer la temperatura en

grados Celsius o Fahrenheit y la humedad relativa de un lugar determinado.

Medio de cultivo:

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO

El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional

encargado del LAMIR.

6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO

Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o

mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.


MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página 122




7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS

Diagrama de flujo MAS-100 Eco V 1.5x (FELL_400_Merck_SW_01_MAS-100 Eco)

8. PROCEDIMIENTO

Consideraciones previas

Antes de comenzar el muestreo, tomar en cuenta las siguientes normas de

bioseguridad: colocarse guantes, bata, cofia, mascarillas, cerciorarse que la caja de

petri se encuentre cerrada y desinfectar el área de trabajo.

Para establecer la hora de máxima contaminación de cada local o ambiente se deben

de realizar dos muestreos preliminares de por los menos ocho horas consecutivas,

por cada muestreo.

Previo a realizar el muestreo se debe de hacer un diagrama del ambiente a

muestrear, señalar de manera clara los puntos seleccionados para el muestreo y el

orden de los mismos.

Muestreo piloto

Se debe de limpiar el MAS-100 Eco, cada vez que se realice un muestreo en cada

punto. Utilizando para ello algodón y alcohol al 70%.

Retirar la tapa metálica del aeroscopio, colocar la caja de Petri en el aeroscopio y

cerrar la tapa metálica. Encender el aeroscopio y establecer el volumen de aire a

muestrear, observar bien las especificaciones del fabricante para la manipulación


MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página 123




del aeroscopio. Realizar lo anterior por triplicado en cada uno de los puntos a

muestrear, este procedimiento se debe realizar por lo menos dos veces antes de

establecer la hora de máxima contaminación. Se recomienda elegir mínimo tres

puntos por local o ambiente.

En cada muestreo es importante tomar la temperatura húmeda y seca, para lo cual se

utiliza el higroscopio. Para la lectura se debe esperar al menos 3 minutos

Muestreo periódico

Realizar limpieza en cada muestreo con alcohol al 70% y algodón.

Se debe de hacer a la hora de máxima contaminación, luego de haber sido

establecida la misma por los muestreos piloto

Colocar el aeroscopio en el punto dentro del local o ambiente a muestrear, quitar la

tapa de seguridad de la cabeza del mismo, esterilizar la cabeza del aeroscopio con

alcohol al 70% y algodón y esperar a que este seque completamente.

Colocar la caja de Petri en la base de la cabeza del aeroscopio sin su tapa, cerrar la

cabeza del mismo, presione el botón “yes”, seleccione el volumen de aire a tomar

presionando el botón “yes” para confirmar, el botón “no” para cambiar el volumen,

cuando tenga el volumen requerido presione “yes”, seleccionar si desea iniciar la

muestra, presionar “yes”, se le preguntara si desea retrasar el proceso, “DELAY”,


MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página 124




presione “yes” si lo quiere retrasar, o presione “no” si quiere iniciar sin retrasar el

proceso.

Importante, evite a toda costa, comer, beber, o estar muy cerca del aeroscopio

mientras este se encuentre tomando la muestra ya que esto puede alterar los

resultados al ser nosotros la fuente de contaminación.

Una vez finalizado el proceso de toma de muestra de aire por parte del aparato,

remover la cabeza del mismo y tapar la caja de Petri con su respectiva tapa y retirar

de la base del aeroscopio. Repetir el procedimiento anterior las veces que sea

necesario, en base a las replicas establecidas para cada punto a muestrear y la

cantidad de puntos establecidos.


MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página 125




9. DIAGRAMA DE FLUJO

1. Retirar tapa metalica del aeroscopio y quitar

cabeza metalica del aeroscopio

2. Colocar caja de Petri y quitar la tapa plastica de

la caja, exponer el medio hacia arriba

3. Colocar la cabeza del aeroscopio y asegurar la

misma, presione la tecla “yes”

4. Fecha y hora

correcta

Si(yes) No(no)

Ver manual para

cambiar

configuracion

5. Iniciar (Start?)

Si(yes) No(no)

Regresa a la

opcion de

volumen

6. Retrasar

(DELAY ON?)

Si(yes) No(no)

El muestreo se

retrasa durante 1

min

7. Inicia el muestreo, la

duracion depende del volumen

seleccionado

8. Retirar la cabeza metálica y tapar la caja

de Petri con la tapa plástica de la caja

Limpiar la cabeza

y repetir el

proceso (3-8)

Limpiar el equipo con algodón y alcohol al

70% en cada medición.


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Página 126




10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN

Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.

Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto

FODECYT 40-2007.


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Página 127

Nombre: Recuento de colonias emergentes MBPOP28



1. PROPÓSITO

Estandarizar la metodología para el recuento de colonias.

2. ALCANCE


etc. del LAMIR.


a. El responsable debe cuidar el material utilizado (cámara de Quebec).

b. Debe de mantener las cajas de petri selladas con parafilm

c. Colocar el material en su respectivo lugar después de utilizarlo: cámara de Quebec,

cajas de petri.

4. DEFINICIONES

Cámara de Quebec: Instrumento utilizado para el conteo de colonias en cajas de petri,

que consiste en una lupa gigante y luz que permite observar las colonias.








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Página 128





No aplica

8. PROCEDIMIENTO


Antes de comenzar el conteo se debe de tener todo el material a utilizar listo:

marcadores, cajas de petri, cámara de Quebec, hoja de anotación.

Utilizar equipo de bioseguridad: bata, guantes.

Procedimiento

Sacar cajas de petri de la incubadora.

Colocar la caja de petri en la cámara de Quebec con la parte que contiene agar hacia

arriba.

Encender la luz de la cámara.

Realizar el contero marcándolas con marcador de distinto color dependiendo del día

en que se realice el conteo. El recuento se realiza los días 3, 5 y 7 después de la

toma de muestra.

Anotar el número de colonias contadas en la hoja de recolección de datos.

Regresar las cajas a la incubadora.

Limpiar la cámara de Quebec así como el área de trabajo, y regresar la cámara a su

lugar.


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Página 129





Sacar cajas de petri de la incubadora

Colocar caja de petri en cámara de Quebec (el agar hacia arriba)

Encender luz de cámara

Realizar conteo de colonias, marcandolas de diferente color de marcador en cada dia

(día 3, 5, 7)

Anotar número de colonias en hoja de registro

Regresar las cajas de petri a la incubadora

Limpiar area de trabajo y Cámara de Quebec. Regresar todo el material a su lugar.


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Página 130







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Página 131

Nombre: Aislamiento de hongos MBPOP29



1. PROPÓSITO

Aislamiento específico de hongos microscópicos.

2. ALCANCE

Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier

persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.


a. Preparar las muestras a aislar, así como los medios de cultivo y el material a utilizar.

b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose

responsable de cualquier daño ocasionado a este.

c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así

como también limpio y estéril según sea el caso.

d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de

estos.

e. Los cultivos de hongos deben ser sellados con papel parafilm o cinta adhesiva para

evita la contaminación del laboratorio.

f. Todos los cultivos de hongos filamentosos han de ser manipulados en el interior de

una cabina de seguridad biológica (campana de flujo laminar).


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Página 132




4. DEFINICIONES

Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se

establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las

micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o cualquier

otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador y al

ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo o

microorganismo y donde se sitúa el trabajador.

Incinerador: herramienta utilizada para esterilización de asas bacteriológicas a

través de calor.

Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el

crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies

microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios.

Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente de

nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.

Asas: Las asas, básicamente, son alambres unidos a un mango que permite

manipularlas. El alambre puede ser de diferente material, (ferro níquel, nicromo,

platino, etc.) y la forma (recta, curva, etc.,) dependiendo de la necesidad, utilizadas

para manipulación mi bacterias u hongos.

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO




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Página 133








No aplican

8. PROCEDIMIENTO

Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y

desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.

Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para el

uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para

evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar

la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento de

la cepa fúngica.

Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará de

acuerdo al respectivo POE, E.POE-04 del manual de equipos del laboratorio.

El material que se utilizará en la campana de flujo laminar es: asas (en punta y en

L), cajas de Petri con agar o medio de cultivo, marcador rotulador, algodón con

alcohol al 70% (por si ocurriera alguna salpicadura de algún material contaminante),

cajas de Petri con cultivos o muestras a realizarles el aislamiento de la cepa fúngica,

incinerador y tiras de papel parafilm.


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Página 134




Dentro de la campana introducir las manos (con guantes), con la vitrina protectora

lo más abajo posible.

Rotular las cajas de Petri con medio de cultivo con su respectiva información

(nombre o código de la muestra, fecha, tipo de agar o medio de cultivo en la caja de

Petri), esterilizar el asa a utilizar con el incinerador, luego esperar a que se enfríe el

asa en punta, tomar un poco de muestra raspando la colonia y se siembra en la caja

de Petri con agar nuevo, se introduce el asa en punta ligeramente en el agar en el

centro de la caja.

Guardar las cajas sembradas en la incubadora hasta que se observe crecimiento

(aproximadamente 3-7 días según la cepa fúngica) y a una temperatura de 26°C.

Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, según E.POE-04 del manual

equipos de laboratorio, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo

lugar desinfectándolo con alcohol al 70 %. Se apaga el sistema de ventilado de la

campana y también el incinerador.

Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este

tipo de material) antes de salir del área de trabajo.

Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.

Según Manual de Bioseguridad, limpieza y desinfección.


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Realizar limpieza de campana segun E.POE-04 manual de equipos

Esterilizar asa a utilizar y esperar a que se enfrien (paso de esterilizacion)

Rotular cajas de petri

Tomar inoculo con asa en punta de la colonia a aislar

Inocular la nueva caja, introduciendo el asa en el centro de la caja levemente

Realizar paso de esterilizacion de asa

Guardar las cajas inoculadas en incubadora a 26oC de 3-7dias.

Realizar limpieza de campana segun E.POE-04, manual de equipos


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Página 136





Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal.

Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final



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Página 137

Nombre: Cultivo en lámina MBPOP30



1. PROPÓSITO

Estandarizar la metodología para realizar los cultivos en lamina de muestras fúngicas.

2. ALCANCE


etc. del LAMIR.


a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar se

encuentre disponible.

b. El responsable debe de tener cuidado de identificar y realizar el procedimiento de

manera ordenada y limpia

4. DEFINICIONES

Agar Sabouraud: Medio nutritivo utilizado para el cultivo, aislamiento e identificación

de hongos.






mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio


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Página 138





No aplican.


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Página 139




8. PROCEDIMIENTO

Tome Una caja de Petri con Agar Saboraud y corte cuadritos de 1/2 cm por lado.

Nota: el medio no debe haber sido inoculado.

Tome el cuadrito de agar con asa estéril y colóquelo sobre el portaobjetos que se

encuentra en la caja de Petri de vidrio sobre una varilla en V.

Inocular el centro de cada uno de los extremos del cuadrito de agar con el hongo a

investigar con un asa en L o en punta.

Cubrir el agar inoculado con el cubreobjetos que se encuentra estéril dentro de la

caja de Petri de vidrio.

Añada 8ml de agua destilada estéril a la caja de cultivo sobre el papel filtro,

resbalado por las paredes de la caja.

Incubar a 25 C de 3-7 dias, esperando la esporulación.

Al haber esporulación, levante cuidadosamente el cubreobjetos con una pinza estéril

y colóquelo sobre un portaobjetos con 2-3 gotas de azul de lactofenol. (El cultivo

debe ir hacia abajo en contacto con el azul de lactofenol).

Descarte el trocito de agar con un asa en espátula o en L en un recipiente.

Añada una gota de azul de lactofenol sobre el cultivo en el portaobjetos y coloque

un cubreobjetos encima.


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Página 140




Remueva el exceso de colorante y selle la preparación con esmalte de uñas

transparente.

Colocar y observar al microscopio para su identificación.



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Página 141




Incubar a 250c de 3-7 días

Levantar el cubreobjetos con pinza estéril


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Página 143

Nombre: Caracterización microscópica de hongos MBPOP31

Elaboró:Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera


1. PROPÓSITO

Realizar una diferenciación entre géneros y definir especies de hongos.

2. ALCANCE




a. Preparar las muestras a caracterizar, así como todo el material a utilizar.

b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose

responsable de cualquier daño ocasionado a este.

c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así

como también este deberá guardarse limpio y estéril según sea el caso.

d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de

estos.

4. DEFINICIONES

Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se

establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las

micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o cualquier

otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador y al

ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo o

microorganismo y donde se sitúa el trabajador.


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Página 144




Incinerador: herramienta utilizada para esterilización de asas bacteriológicas a

través de calor.

Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el

crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies

microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios.

Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente de

nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.

Azul de lactofenol: Líquido de montaje compuesto por: fenol cristalizado 20g,

ácido láctico 20 g, glicerina 40g, agua destilada 20 ml, azul de algodón 0,1 g. Para

prepararlo se disuelven los componentes y se calienta suavemente. El azul de

algodón se agrega al final.





Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia

o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.


No aplican


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Página 145




8. PROCEDIMIENTO

Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y

desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.

Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para el

uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para

evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar

la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento de

la cepa fúngica.

Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará de

acuerdo: E.POE-04 del manual de equipos del laboratorio.

Se enciende el ventilado de la campana de flujo laminar e introducir dentro de la

campana de flujo laminar todo el material el cual se va a utilizar en el proceso de

caracterización con el fin de realizar todas las manipulaciones sin tener que salir y

volver a entrar en la zona de trabajo, como: asas (en argolla, en punta y en L),

marcador rotulador (indeleble), cubreobjetos, láminas portaobjetos, frasco con

gotero con azul de lactofenol, algodón con alcohol al 70% (por si ocurriera alguna

salpicadura de algún material contaminante), cajas de Petri con cultivos e

incinerador.

Dentro de la campana, se introducen las manos (con guantes), con la vitrina

protectora lo más abajo posible. Rotular las láminas portaobjetos (cada cepa fúngica

que se caracterizará, se identifica con un código o nombre).


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Página 146




Se esteriliza el asa a utilizar, con el incinerador, luego que se enfríe el asa, se coloca

unas 2-3 gotas de azul de lactofenol en la lámina portaobjeto, y a continuación: con

el asa se toma un poco de muestra, seleccionada para la caracterización, se raspa

ligeramente la colonia y se deposita la muestra sobre la lámina portaobjetos con el

azul de lactofenol tratando de depositar la mayor cantidad de muestra sobre la

lámina realizando movimientos circulares con el asa y luego se le coloca un

cubreobjetos por encima de la lámina portaobjetos (tratando de evitar la formación

de burbujas).

Se esteriliza de nuevo el asa en el incinerador y se espera a que se enfríe para

realizar otra preparación.

Las cajas de Petri con cultivos o muestras a las que se les realizó la preparación para

su respectiva caracterización de la cepa fúngica, se protegen con papel parafilm para

evitar su contaminación y se guardan en incubadora a 26 C para su conservación.

Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente

mencionado, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo lugar.

Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este

tipo de material) antes de salir del área de trabajo.

Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.


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Página 147




Las láminas preparadas, se observan al microscopio para ver sus características

morfológicas y se utilizan claves dicotómicas disponibles para la identificación.


Realizar limpieza de campana segun

E.POE-04 manual de equipos

Esterilizar asa a utilizar y esperar a que

se enfrien (paso de esterilizacion)

Rotular portaobjetos con nombre

de la cepa fúngica

colocar 2-3 gotas en portaobjetos,

tomar inóculo

colocar inóculo sobre pobre portaobjetos con azul de lactofenol y colocar

cubreobjetos

Realizar (paso de esterilizacion)

Guardar cajas de petri en incubadora 26oC de 3-7 dias


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Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal.

Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final



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Página 149

Nombre: Uso del API®20 C AUX MBPOP32

Elaboró: Br. Maritza Moreno/ Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

1. PROPÓSITO

Estandarizar el procedimiento para llevar a cabo la identificacion de levaduras por el

método de API® 20 C AUX.

2. ALCANCE




a. Realizar los procedimientos dentro de la campana de flujo laminar.

b. Tener todo el material a utilizar preparado antes de iniciar el procedimiento.

c. Al finalizar el procedimiento, descartar el material de desecho en el lugar

correspondiente.

d. Durante la lectura del API evitar abrir la cámara de incubación para evitar

contaminación.

4. DEFINICIONES

API: Sistema para la identificación precisa de las levaduras que se encuentran más

frecuentemente. Se basa en la utilización de substratos deshidrataos, ya que las

levaduras crecen solamente si son capaces de utilizar dichos substratos.

Levadura: hongo unicelular que se reproduce mediante gemación o fisión.


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Página 150




Standard de McFarland: suspensión estandarizada, con cierto grado de turbidez

equivalente a una concentración específica de bacterias.








Formulario de Identificación de levaduras.

8. PROCEDIMIENTO

Preparación de la galería

Reunir fondo y tapa de una cámara de incubación y repartir 5 ml de agua

destilada o desmineralizada.

Identificar la cámara con el número de referencia de la cepa en la lengüeta

lateral.

Retirar la galería que contiene los pozos de su empaque individual y depositarla

de la cámara individual.


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Página 151




Preparación del inóculo

Abrir una ampolla de API suspensión medium o una ampolla de API NaCl

0.85% médium o un tubo que contenga 2mL de agua estéril.

Con una asa tocar la colonia a identificar, usar preferentemente cultivos jóvenes

(18 -24 horas).

Realizar la suspensión de levaduras de turbidez igual a la del patrón 2 de

McFarland. Utilizar inmediatamente la preparación.

Abrir ampolla API C médium y transferir 100 µL de la suspensión anterior.

Homogenizar pipeteando, evitando la producción de burbujas.

Inoculación de la galería

Llenar cada cúpula, utilizando 200 µL de la suspensión de la ampolla API C

médium. Evitar la formación de burbujas y procurar que se cree un nivel

horizontal o ligeramente convexo, pero jamás cóncavo.

Cerrar la cámara de incubación e incubar 48–72 horas (± 6 horas) a 29 ºC ± 2ºC.


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Página 152




Lectura e Interpretación

Realizar primera lectura a las 48 horas, observando si existe crecimiento de

levaduras comparado con la cúpula 0. Leer nuevamente a las 72 horas. Si los

ensayos de glucosa no son de fácil lectura incubar nuevamente 6 horas.


Reunir fondo y tapa de una

cámara de incubación Rotular cámara Agregar 5 ml de agua

destilada a los pocillos

Colocar la galería que

contiene los pozos con los

sustratos deshidratados en

la cámara

Realizar suspensión de

levadura a la misma

turbidez del estándar de

McFarland 2.

Tubo con 2 ml

de agua estéril

Transferir 100 µL a una

ampolla API C médium,

homogenizar pipeteando.

Llenar cada pozo de la

galería con 200 µL de la

ampolla API C.

Cerrar la cámara e incubar

48-72 horas a 29oC


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Página 153







FODECYT 40-2007.

11. ANEXOS

Una cúpula con mayor turbidez que la del control, indica una reacción positiva.

Una cúpula sin turbidez, igual que la del control, indica una reacción negativa.


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Página 154

Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite

mineral MBPOP33

Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

1. PROPÓSITO

Mantenimiento y conservación de cepas fúngicas y bacterianas.

2. ALCANCE


etc. del LAMIR.


El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar

se encuentre disponible.

El responsable debe de tener cuidado de tener el cuidado de identificar y realizar

el procedimiento de manera ordenada y limpia

4. DEFINICIONES

a. Cepa: Grupo de organismos dentro de una especie o variedad.

b. Conservación: conjunto de procedimientos y medidas destinadas a

asegurar, por una parte, la prevención de posibles alteraciones físicas en las

cepas a fin de mantenerlas viables para su uso posterior

c. Aceite mineral: Aceite derivado del petróleo o de una fuente mineral, a

diferencia de algunos aceites que tienen origen en plantas y animales.

d. Lysol: Solución aceitosa clara de color marrón desinfectante y antiséptico

utilizado en medicina y uso domestico


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Página 155


mineral MBPOP33










No aplican.

8. PROCEDIMIENTO


La cepa microbiana se guarda en forma de cultivo activo en el medio de cultivo en el que

ha crecido. Sin embargo, estas células no pueden permanecer indefinidamente en el mismo

tubo, porque al seguir activas excretan productos tóxicos del metabolismo que se acumulan,

provocando el envejecimiento y muerte celular, por lo que es necesario transferirlas a otro

tubo con medio de cultivo fresco. Si se va a utilizar este método es aconsejable retardar el

envejecimiento y alargar los periodos entre dos resiembras. Esto se puede conseguir de

varias maneras como por ejemplo: disminuyendo la cantidad de inóculo; rebajando la

proporción de algunos nutrientes en el medio de cultivo; inoculando en picadura los

microorganismos que son anaerobios facultativos, ya que el crecimiento en presencia de

oxígeno es más rápido y origina productos generalmente tóxicos; y almacenando los

cultivos de 4ºC-8ºC. Se suele recubrir el crecimiento con una capa de aceite mineral estéril.


MANUAL OPERATIVO

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Página 156


mineral MBPOP33



Con esto se consigue evitar en la medida de lo posible la desecación del medio de cultivo,

que podría ser tóxico para las células al aumentar su concentración.

Conservación por transferencia periódica.

1. Preparar 5 tubos en slant por cada cepa a conservar de Agar Saboraud o Agar

cerebro corazón en tubos de cultivo con tapón de rosca de 13x100 o 16x100,

añadiendo de 4 a 5 ml del medio de cultivo. (Importante: El slant debe estar a

2cm del tapón del tubo de cultivo y tener un fondo de 2cm)

2. Dejar incubando los tubos por 24 horas a temperatura ambiente (25-26˚C), para

comprobar que no exista contaminación en ninguno de ellos.

3. Sacar los tubos de la incubadora y revisar uno a uno para descartar los que

presenten algún tipo de contaminación.

4. Rotular los tubos con el código de la cepa que va ser sembrada en cada uno de ellos

y colocar en gradillas plásticas (Cinco tubos por cada cepa).

5. Limpiar la campana de flujo laminar o el área de trabajo con dos desinfectantes

diferentes si se poseen (Lysol/Cloro), sino únicamente con alcohol.

6. Encender luz UV por un periodo de 30 minutos.


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mineral MBPOP33



7. Encender el flujo laminar de la campana y dejar correr el aire por un tiempo

aproximado de 15 minutos antes de comenzar a trabajar para que se esterilice toda

el área de trabajo.

8. Pasados los 15 minutos encender el incinerador o el mechero bunsen en

dependencia del área de trabajo, hasta que caliente.

9. Colocar todo el material de trabajo dentro de la campana antes de sentarse a

trabajar, debido a que una vez sentados no deben levantarse hasta terminar el

trabajo que se está ejecutando para evitar posibles fuentes de contaminación del

material.

10. Con el material en la campana se procede a realizar los pases de las cepas de caja a

tubo o de tubo a tubo de la siguiente manera:

a. Quemar el asa que se va utilizar para realizar el repique de la cepa hasta que

se torne color rojo vivo para lo cual se debe dejar dentro del incinerador por

un período de tiempo aproximado de 1 minuto.

b. Dejar enfriar el asa por un tiempo aproximado de 1 minuto para no quemar

el inóculo que se va tomar.

c. Abrir la caja de Petri o el tubo de ensayo donde se tiene la cepa que se va

conservar, tomar una asada de la misma, cerrar el tubo y regresar el mismo a


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mineral MBPOP33



la gradilla de donde se tomó. (Nota: es muy importante llevar un orden en

los tubos para evitar confusión)

d. Abrir el tubo de ensayo que contiene el medio de conservación y hacer el

inóculo (por punción en caso de hongos y estriado en caso de bacterias) de la

cepa que se esté trabajando, cerrar el tubo y colocar en la gradilla donde se

van a tener las cepas inoculadas. (Importante: este proceso se hace por

quintuplicado por cada cepa que se va conservar)

e. Al finalizar el pase de las cepas que se estén trabajando, (por día se trabaja

un aproximado de 10 cepas), se retiran de la campana de flujo laminar y se

colocan en la incubadora a 28˚C los hongos y a 37˚C por 24 horas las

bacterias.

f. Al tercer día de incubación en el caso de los hongos y 24 horas en el caso de

las bacterias, revisar el crecimiento y pureza de las mismas pues no debe

pasar la colonia de un diámetro de 1-2 cm los hongos y haber crecimiento en

el slant en las bacterias, si en caso para este día no han alcanzado este

tamaño deben permanecer en la incubadora con un monitoreo diario para

que no excedan el tamaño permitido para su conservación.

g. Al alcanzar la colonia el tamaño permitido (1-2cm/hongos, presencia de

crecimiento en el slant/bacterias) se procede a añadir el aceite mineral estéril

resbalado por las paredes del tubo de ensayo utilizando micropipetas Pasteur

previamente esterilizadas. El aceite mineral debe quedar 1 cm por arriba


MANUAL OPERATIVO

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Página 159


mineral MBPOP33



del slant. Este proceso se realiza dentro de la campana por lo que debe

seguirse los pasos del 5-8 anteriormente mencionados.

h. Colocar las cepas conservadas con la técnica de aceite mineral en el lugar

seleccionado para guardar el cepario de referencia.

Repetir este proceso con todas las cepas que se desee conservar e incluir al cepario de

referencia.



MANUAL OPERATIVO

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Página 160


mineral MBPOP33



Preparar 5 tubos en slant x cepa con

tapón de rosca de 13x100 o 16x100.

A

A

1

Medio

de cultivo

2 cm

Incubar tubos x 24h a temp. ambiente (25-26˚C),

para descartar contaminación

Sacar los tubos y observar si existe

contaminación

Rotular cada tubo con el código de la cepa

que A sembrar y colocar en gradillas

plásticas (Cinco tubos por cada cepa).Limpiar la campana de flujo laminar con

desinfectante (Lysol/Cloro), sino

únicamente con alcohol.

Encender el flujo laminar de la campana y

dejar correr el aire por 15 min antes de

comenzar a trabajar.

Encender el incinerador o el

mechero bunsen hasta que caliente.

Colocar todo el material de

trabajo dentro de la campana

antes de sentarse a trabajar, Una

vez sentado no levantarse

Esterilizar el asa hasta que se torne color

rojo vivo dejando dentro del incinerador por

un período de tiempo aproximado de 1 min.

Abrir la caja de Petri o el tubo de ensayo donde se

tiene la cepa que se va conservar, tomar una

asada de la misma, cerrar el tubo y regresar el

mismo a la gradilla de donde se tomó.

Abrir el tubo de ensayo que contiene el medio de

conservación y hacer el inóculo (por punción en

caso de hongos y estriado en caso de bacterias)

de la cepa que se este trabajando, cerrar el tubo y

colocar en la gradilla donde se van a tener las

cepas inoculadas.

Medio

de cultivo

A

Medio

de cultivo

A

Al finalizar el pase de las cepas que se estén

trabajando, (por día se trabaja un aproximado de

10 cepas), se retiran de la campana de flujo

laminar y se colocan en la incubadora a 28˚C los

hongos y a 37˚C por 24 horas las bacterias.

En bacterias observar crecimiento y pureza al las

24hrs. En hongos observar y pureza crecimiento a

los 3 dias. No debe pasar la colonia de un

diámetro de 1-2 cm los hongos y haber

crecimiento en el slant en las bacterias,

Al alcanzar la colonia el tamaño permitido (1-

2cm/hongos, presencia de crecimiento en el

slant/bacterias) se procede a añadir el aceite

mineral estéril resbalado por las paredes del

tubo de ensayo utilizando micropipetas Pasteur

previamente esterilizadas.

Colocar las cepas conservadas con la

técnica de aceite mineral en el lugar

seleccionado para guardar el cepario de

referencia.

Repetir este proceso con

todas las cepas que se

desee conservar e incluir

al cepario de referencia.

Medio:

Agar Sabouraud o

cerebro corazón

(4 a 5 ml x tubo).

El aceite mineral

debe quedar 1 cm

por arriba del

slant. Este proceso

se realiza dentro de

la campana por lo

que debe seguirse

los pasos del 5-8

anteriormente

mencionados.

A

A

1

Medio

de cultivo

Encender luz UV por 30 minutos, encender el

flujo laminar de la campana y dejar correr el aire

por 15 min antes de comenzar a trabajar.


MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página 161


mineral MBPOP33






FODECYT 40-2007.

ANEXO 10. Manual de esquipos.

MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 162

Nombre:Balanza digital MBPO05

Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera


1. PROPÓSITO

Estandarizar el uso y manejo adecuado de la balanza digital

2. ALCANCE


persona que realice una investigación y requiera de su uso dentro del LAMIR.


Cuidar el equipo haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a éste.

Revisar el equipo antes y después de su uso, para verificar que se encuentre en

buen estado.

Usar el equipo de forma adecuada y limpia siguiendo las instrucciones según el

procedimiento.

4. DEFINICIONES

Balanza: La balanza se utiliza para medir la masa de un cuerpo o sustancia o

también el peso de los mismos, dado que entre masa y peso existe una relación bien

definida. En el laboratorio se utiliza la balanza para efectuar actividades de control

de calidad, para preparar mezclas de componentes en proporciones predefinidas y

para determinar densidad o pesos específicos.





MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 163

Nombre: Balanza digital MBPOE05







No aplican.

8. PROCEDIMIENTO

Se debe anotar en la hoja de control de usuarios

Se verifica que el plato de la balanza se encuentre limpio, libre de residuos o de

polvo.

Se conecta la balanza y se espera que se estabilice la carga interna por 5

minutos.

Previo a utilizarse, se nivela la balanza con botones laterales izquierdo o

derecho, verificando que la gota del visor se encuentre en el centro del círculo.

Se presionar el botón ON/OFF.

Se tara el papel sobre el cual se va a pesar y luego se presiona TARE para

guardar el peso de la tara, la balanza regresa a 0.00g en la memoria.

Se pesa el material que se va a necesitar.

Se retira el material.

Si no se va a seguir usando se apaga y se guarda.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 164





Uso de la Balanza Digital

Anotarse en la hoja de control de usuarios

Verificar que el plato de la balanza se encuentre limpia

Conectar la balanza y esperar que se estabilice la carga

Nivelar la balanza con botones laterales izquierdo o derecho, verificando que la gota

del visor se encuentre en el centro del círculo.

Presionar el botón ON/OFF.

Tarar el papel sobre el cual se va a pesar y luego presionar TARE.

Pesar material que se va a necesitar.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 165




Se retira el material.

Si no se va a seguir usando se apaga y se guarda.




FODECYT 28-2011.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 166

Nombre: Contador de colonias MBPOE11



1. PROPÓSITO

Estandarizar el uso y manejo adecuado del Contador de Colonia.

2. ALCANCE





Revisar el equipo antes y después de su uso, para verificar que se encuentre en buen

estado.


procedimiento.

4. DEFINICIONES

Cámara de Quebec: Es un instrumento es utilizado para contar colonias de

bacterias u otros microorganismos con crecimiento en placas de petri con agar.

Este contador tiene una superficie la cual se ilumina para colocar las placas, y

posteriormente contar manualmente las colonias que se van punteando con un

marcador.

UFC (Unidades Formadores de Colonias): Expresa el número relativo

de microorganismos de un taxón determinado en un volumen de unmetro

cúbico de agua.

http://www.worldlingo.com/ma/enwiki/es/Colony_(biology)

http://www.worldlingo.com/ma/enwiki/es/Bacteria

http://www.worldlingo.com/ma/enwiki/es/Microorganism

http://www.worldlingo.com/ma/enwiki/es/Agar_plate

http://es.wikipedia.org/wiki/Microorganismo

http://es.wikipedia.org/wiki/Tax%C3%B3n

http://es.wikipedia.org/wiki/Metro_c%C3%BAbico



http://es.wikipedia.org/wiki/Agua


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 167











No aplican.

8. PROCEDIMIENTO

Se conecta el contador de colonias al tomacorriente.

Se enciende la lámpara del contador, en el botón ON.

Se verifica que se encuentren limpias, la lupa y la superficie que tiene el rayado para

recuentos (porta placas de petri).

Se coloca la caja de petri sobre la superficie rayada.

Se debe ajustar la correcta visibilidad a través de la lupa, acercándola o alejándola

de la caja.

Se lleva a cabo el recuento según las reglas para el recuento aeróbico en placa.

Al finalizar los recuentos, se retira la caja, se coloca la lupa lo más cerca posible a la

superficie cuadriculada.

Se apaga la lámpara en el botón de OFF.

Se desconecta la cámara del tomacorriente.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 168





Contador de Colonias

Conectar el contador de colonias al tomacorriente

Encender la lámpara del contador, en el botón ON

Verificar que se encuentren limpias, la lupa y la superficie que tiene el rayado para

recuentos

Colocar la caja de petri sobre la superficie rayada

Ajustar la correcta visibilidad a través de la lupa, acercándola o alejándola de la caja

Realizar el recuento según las reglas para el recuento aeróbico en placa

Al finalizar retirar la caja y colocar la lupa lo más cerca posible a la superficie cuadriculada

Apagar la lámpara en el botón de OFF y desconectar del tomacorriente


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 169







FODECYT 28-2011.

ANEXO 12. Manual de equipos.

MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 170

Nombre: Campana de flujo laminar MBPOE12



1. PROPÓSITO

Estandarizar el uso y manejo adecuado de la Campana de flujo laminar

2. ALCANCE





Revisar el equipo antes y después de su uso, para verificar que se encuentre en buen

estado.


procedimiento.

4. DEFINICIONES

Cámara de Flujo Laminar: Es un equipo diseñado para controlar los aerosoles y

micropartículas asociados al manejo del material biológico, potencialmente tóxico o

infeccioso, que se genera en los laboratorios como resultado de actividades como el uso

y manejo de pipetas, la apertura de recipientes con presiones internas diferentes a la

atmosférica, utilizando condiciones apropiadas de ventilación.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 171











No aplican.

8. PROCEDIMIENTO

Limpieza y desinfección de la campana de flujo laminar

Se levanta la ventana hasta la altura señalada.

Se quita el polvo de la campana utilizando un paño limpio, pasándolo por todas las

paredes y superficies.

Sedesinfecta el área de trabajo con etanol al 70%, se deja evaporar el alcohol.

Se enciende la lámpara UV y se deja durante quince minutos.

Luego de la luz UV, se procede a encender la luz (colocando el interruptor señalado

como LIGHT en posición FL).

Se conecta el interruptor de flujo de aire (colocando el interruptor señalado como

BLOWER en la posición ON) y se espera 15 a 20 minutos.

Se conecta el interruptor de paso de energía hacia el incinerador (interruptor

señalado como OUTLET pasándolo a posición ON).

Se enciende el incinerador (colocando el interruptor en posición ON).

Se colocan los materiales a trabajar dentro de la campana.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 172




Al terminar

Se apaga el incinerador (interruptor a posición OFF) y se desconecta el flujo de

energía al incinerador (interruptor OUTLET a posición OFF).

Se retiran los materiales de trabajo.

Se desinfecta con etanol al 70% el área de trabajo.

Se desconecta el flujo de aire (interruptor BLOWER a posición OFF).

Se cierra la ventana completamente y se enciende la luz ultravioleta (interruptor

LIGHT a posición UV) por 15 minutos.

Luego de pasados los 15 minutos de luz UV, se apaga la misma (Interruptor LIGHT

a posición OFF)


Limpieza y desinfección de la campana de flujo laminar

Levantar la ventana hasta la marca

Limpiar el polvo de la campana utilizando un paño limpio pasándolo por todas las paredes

y superficies

Desinfectar el área de trabajo con alcohol al 70%


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 173




Encender la lámpara UV y se deja durante quince minutos

Luego colocar el interruptor señalado como LIGHT en posición FL

Conectar el interruptor de flujo de aire colocando el interruptor señalado como BLOWER

en la posición ON y se espera 15 a 20 minutos

Conectar el interruptor de paso de energía hacia el incinerador pasándolo a posición ON

Encender el incinerador colocándolo en posición ON

Colocar los materiales a trabajar dentro de la campana

Al terminar

Apagar el incinerador colocándolo en posición OFF y se desconecta el flujo de energía al

incinerador


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 174




Retirar los materiales de trabajo

Desinfectar con etanol al 70%

Desconectar el flujo de aire colocando el interruptor BLOWER a posición OFF

Cerrar la ventana completamente y encender la luz ultravioleta por 15 minutos

Pasados los 15 minutos de luz UV apagar la misma colocando el interruptor LIGHT a

posición OFF




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MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 175

Nombre: Uso de autoclave Tuttnauer 2340M MBPOE16



1. PROPÓSITO

Estandarizar el uso y manejo adecuado del autoclave Tuttnauer 2340M.

2. ALCANCE




Cuidar el equipo (autoclave Tuttnauer 2340M), haciéndose responsable de cualquier

daño ocasionado a éste.

Revisar el equipo (autoclave Tuttnauer 2340M) antes y después de su uso, para

verificar que se encuentre en buen estado.

Usar el equipo (autoclave Tuttnauer 2340M), de forma adecuada y limpia siguiendo

las instrucciones según el procedimiento.

4. DEFINICIONES

Autoclave: Es una cámara cilíndrica presurizada de acero, que posee dispositivos

de calentamiento, presurización y vacío. Las variables que se deben de controlar

son: temperatura, vacío y presión.

Temperatura:La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las

partículas en un algún elemento.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 176




Vacío: Ausencia total de aire en el interior de un recipiente.

Presión: Medida de magnitud relacionada con el número de choques de un gas

contra las paredes de un recipiente.








No aplican.

8. PROCEDIMIENTO

Uso del autoclave Tuttnauer 2340M

Antes de utilizar el autoclave se verifica que éste se encuentre conectado a la

corriente eléctrica y en buen estado.

Dirigirse a la vista posterior del equipo y movilizar el interruptor hacia el estado ON

(encendido).


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 177




En la vista frontal del equipo, cerciorarse que el temporizador y la válvula multiusos

se encuentre en “0” (cero) y el termostato se encuentre a 121°C, verificado lo

anterior proceda a movilizar el switch (botón verde) hacia el estado ON.

Dirigirse a la vista superior del equipo, retirar la tapa del reservorio de agua y

verificar que marca de agua en la varilla medidora supere el MÍNIMO, en caso

contrario, añadir agua destilada sin superar el MÁXIMO de la cámara. Colocar

nuevamente la tapa.

En la vista frontal del equipo proceda a rotar la válvula multiusos hacia la marca

FILL WATER. El agua destilada comenzará a movilizarse hacia la cámara de

esterilizado. Verificar que el agua en la parte inferior de la cámara no supere la

marca señalada (surco).

Introducir el material a esterilizar a la cámara del autoclave con el cuidado de no

superar su capacidad. Cerrar la compuerta rotando la manecilla a favor de la agujas

del reloj.

Ajuste el tiempo y temperatura requerida rotando el temporizador y termostato,

respectivamente.

Rotar la válvula multiusos de la marca FILL WATER hacia la marca STERILIZE.

Esperar el tiempo necesario previamente fijado para la esterilización.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 178




Transcurrido el tiempo de esterilizado, rotar la válvula multiusos de la marca

STERILIZE hacia la marca EXH+DRY. Esperar a que descienda la presión y

proceder a abrir la compuerta girando la manecilla en contra de las agujas del reloj.

Retire el material esterilizado y proceda apagar el equipo movilizando el switch en

la parte frontal y posterior hacia el estado OFF.


Uso del autoclave Tuttnauer 2340M

Verificar que éste se encuentre conectado el equipo a la corriente eléctrica y en buen

estado.

Movilizar el interruptor hacia el estado ON (encendido), ubicado en la parte posterior

Cerciorarse que el temporizador y la válvula multiusos se encuentre en “0” (cero) y el

termostato se encuentre a 121°C, parte frontal.

Movilizar el switch (botón verde) hacia el estado ON


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 179




Retirar la tapa del reservorio de agua en la parte superior del equipo y verificar que la

marca de agua en la varilla medidora supere el MÍNIMO, en caso contrario, añadir agua

destilada sin superar el MÁXIMO de la cámara. Colocar nuevamente la tapa.

En la vista frontal del equipo proceda a rotar la válvula multiusos hacia la marca FILL

WATER. El agua destilada comenzará a movilizarse hacia la cámara de esterilizado.

Verificar que el agua en la parte inferior de la cámara no supere la marca señalada

(surco).

Introducir el material a esterilizar a la cámara del autoclave con el cuidado de no

superar su capacidad

Cerrar la compuerta rotando la manecilla a favor de la agujas del reloj.

Ajuste el tiempo y temperatura requerida rotando el temporizador y termostato,

respectivamente.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 180




Rotar la válvula multiusos de la marca FILL WATER hacia la marca STERILIZE.

Esperar el tiempo necesario previamente fijado para la esterilización.

Transcurrido el tiempo de esterilizado, rotar la válvula multiusos de la marca

STERILIZE hacia la marca EXH+DRY. Esperar a que descienda la presión y

proceder a abrir la compuerta..

Retire el material esterilizado y proceda apagar el equipo movilizando el switch en la parte

frontal y posterior hacia el estado OFF.




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MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 181

Nombre: Incubadora PREMLAB MBPOE17



1. PROPÓSITO

Estandarizar el uso y manejo adecuado de la incubadora.

2. ALCANCE




Cuidar el equipo, haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a este.

Revisar el equipo antes y después de su uso, para observar que se encuentre en buen

estado antes y después de utilizarlo.

Usar el equipo, de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos adecuados según

el procedimiento.

Anotar en la hoja de registro la temperatura de la incubadora tanto a la hora de

inicio de labores, como al momento de salida, agregando la fecha, responsable de la

lectura y observaciones

De encontrar un registro de temperatura fuera de los límites permisibles el

responsable de la lectura debe informar la misma y tomar las medidas correctivas

pertinentes.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 182




4. DEFINICIONES

Incubadora: Equipo diseñado para mantener una cámara a temperatura, atmósfera y

humedad controladas, con el fin de conservar microorganismos en un entorno

favorable para su crecimiento.

Temperatura: La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las

partículas en una sustancia.








Hoja de registro de incubadora

8. PROCEDIMIENTO

Uso de la incubadora

Verificar que el equipo se encuentre encendido (interruptor en posición ON).

Anotar la temperatura inicial del equipo, responsable y observaciones.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 183




Abrir la puerta en su totalidad al momento de cargar en la incubadora.

Colocar los objetos o bandejas en la parrilla de la incubadora, nunca se deben apilar en

una sola parrilla, pues se obstruirá el paso de flujo de calor.

Comprobar que la puerta se mantenga cerrada para evitar fluctuaciones en la

temperatura.

Programación de la temperatura

En caso de cambiar el valor fijado de la temperatura, presione el botón ◄.

El primer digito titilante aparecerá en la pantalla SV.

Para mover de posición el digito que se desea modificar presione el botón ◄.

Presione el botón ▲ para incrementar el valor del digito previamente seleccionado,

presione el botón para disminuir el valor del digito previamente seleccionado ▼.

Presione MD para establecer la temperaturay el equipo funcionará a la nueva

temperatura fijada

Nota: el fabricante no recomienda realizar operaciones a una temperatura mayor a

60°C o menor de 5°C


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 184





Uso de la incubadora

Verificar que el equipo se encuentre encendido (interruptor en posición ON).

Anotar información requerida en hoja de registro

.

Abrir la puerta totalmente al momento de cargar en la incubadora.

Colocar los objetos en la parrilla, distribuirlos correctamente para que no obstruya el paso

de flujo de calor.

Mantener la puerta cerrada para evitar fluctuaciones en la temperatura.


En caso de cambiar el valor fijado de la temperatura, presione el botón ◄.

El primer digito titilante aparecerá en la pantalla SV.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 185




Para mover de posición el digito que se desea modificar presione el botón ◄.

Presione el botón ▲ para incrementar el valor del digito previamente seleccionado o

presione el botón para disminuir el valor del digito previamente seleccionado ▼.

Presione MD para establecer la temperaturay el equipo funcionará a la nueva

temperatura fijada




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MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 186

Nombre: Refrigeradora FOGEL MBPOE18



1. PROPÓSITO

Estandarizar el uso y manejo adecuado de la cámara de refrigeración FOGEL.

2. ALCANCE




Cuidar el equipo, haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a este.

Revisar el equipo antes y después de su uso, para observar que se encuentre en buen

estado antes y después de utilizarlo.

Usar el equipo, de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos adecuados según

el procedimiento.

Anotar en la hoja de registro la temperatura de la incubadora tanto a la hora de

inicio de labores, como al momento de salida, agregando la fecha, responsable de la

lectura y observaciones

De encontrar un registro de temperatura fuera de los límites permisibles el

responsable de la lectura debe informar la misma y tomar las medidas correctivas

pertinentes.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 187




4. DEFINICIONES

Cámara de refrigeración: Equipo diseñado para mantener una temperatura

controladas, con el fin de conservar microorganismos, medios de cultivo a una

temperatura comprendida entre 0-7 grados celcius.

Temperatura: La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las









Hoja de registro de incubadora

8. PROCEDIMIENTO

Uso de la cámara de refrigeración.

El equipo se enciente al momento de conectarlo a la fuente de energía.

Se debe anotar la temperatura inicial del equipo, responsable y observaciones que

puedan haber en el formulario del equipo.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 188




Abrir la puerta en su totalidad cuando se introduzca material

Colocar los objetos o bandejas en la parrilla de la incubadora, nunca se deben apilar en

una sola parrilla, pues se obstruirá el flujo de refrigerante.

Comprobar que la puerta se mantenga cerrada para evitar fluctuaciones en la

temperatura.


Para cambiar la temperatura a la cual se mantiene la cámara de refrigeración se debe

girar la perilla que se encuentra en el interior de la cámara un la parte superior.

Nota

La temperatura se debe encontrar en el rango de 0-7oC


Uso de la cámara de refrigeración.

Conectar el equipo a la fuente de energía para encenderlo.

Llenar el formulario de uso del equipo

Abrir la puerta totalmente para introducir material


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 189




Colocar objetos en la parrilla de la incubadora, distribuirlos

correctamente para no obstruir el flujo de refrigerante.

Mantener la puerta cerrada para evitar fluctuaciones en la

temperatura.




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MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 190

Nombre: Manejo del higrómetro MBPOE19



1. PROPÓSITO

Estandarizar el uso y manejo adecuado del hidrometro.

2. ALCANCE




Cuidar el equipo (higroscopio), haciéndose responsable de cualquier daño

ocasionado a este.

Revisar el equipo (higroscopio) antes y después de su uso, para observar que se

encuentre en buen estado antes y después de utilizarlo.

Usar el equipo (higroscopio), de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos

adecuados según el procedimiento.

Guardar el equipo (higroscopio), en un lugar adecuado y fresco al terminar su uso.

4. DEFINICIONES

Higroscopio: Instrumento que realiza mediciones rápidas de humedad y

temperatura.

Temperatura:La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las



MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 191




Humedad relativa:es el cociente en la humedad absoluta y la cantidad máxima de

agua que admite el aire por unidad de volumen. Se mide en tantos por ciento y está

normalizada de forma que la humedad relativa máxima posible es el 100%.








No aplican.

8. PROCEDIMIENTO

Uso del higroscopio en el área o ambiente interior

Antes de utilizar el higroscopio, se observa que este se encuentre en buen estado,

qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.

Para el área o ambiente interior se selecciona un punto fresco y central (del área o

lugar a muestrear), en donde colocar el higroscopio y que no se vea afectado por

ningún equipo, o material que afecte los datos (temperatura y humedad relativa) que

proporcionará el higroscopio.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 192




Ya seleccionada el área en donde se posicionará el higroscopio, este se enciende y

se coloca.

Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el

higroscopio para proceder con la lectura de los resultados.

Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la

humedad relativa obtenidos con el higroscopio.

Uso del higroscopio en el área o ambiente exterior

Antes de utilizar el higroscopio se observa que este se encuentre en buen estado,

qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.

Para el área o ambiente exterior se selecciona un punto fresco y central (del área o

lugar a muestrear), en donde colocar el higroscopio y que no se vea afectado por el

sol, vegetación, o algún otro material, que afecte los datos (temperatura y humedad

relativa) que proporcionará el higroscopio.

Ya seleccionada el área en donde se posicionará el higroscopio, este se enciende y

se coloca.

Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el

higroscopio para proceder con la lectura de los resultados.

Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la

humedad relativa obtenidos con el higroscopio.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 193




Antes de utilizar el higroscopio se observa que

este se encuentre en buen estado, qué funcione

correctamente y que la batería tenga carga.

Área

interior

Área

exterior

Se selecciona un punto fresco y central (del

área o lugar a muestrear), en donde colocar

el higroscopio y que no se vea afectado por

ningún equipo, o material que afecte los

datos (temperatura y humedad relativa).

Se selecciona un punto fresco y central (del

área o lugar a muestrear), en donde colocar

el higroscopio y que no se vea afectado por

el sol, vegetación, o algún otro material, que

afecte los datos (temperatura y humedad

relativa).

Ya seleccionada el área en donde

se posicionaráel higroscopio, este

se enciende y se coloca.

Luego se espera aproximadamente unos 5-10

minutos hasta que se estabilice el higroscopio para

proceder con la lectura de los resultados.

Se anotan los resultados de la

temperatura y de la humedad

relativa obtenidos con el

higroscopio.



MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 194







FODECYT 40-2007.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 195

Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS-

100 Eco) MBPOE20



1. PROPÓSITO

Tener una guía del uso y mantenimiento adecuado del Aeroscopio MAS- 100 Eco.

2. ALCANCE

Este procedimiento va dirigido al personal que labora en el –LAMIR- ,como personal

de investigación, tesistas, técnicos, etc.


El responsable del proceso debe:

a. El responsable a utilizar el aeroscopio debe de seguir de manera orfenada los pasos

del respectivo POE o Manual Operativo del Aparato.

b. El responsable a utilizar el aerospcopio debe de verificar que el aparato este limpio

y en buen estado antes y después de su respectivo uso.

c. Después de usado el responable debe de limpiar el aeroscopio y guardarlo en su

respectivo estuche y lugar asignado en el laboratorio.

4. DEFINICIONES

Aeroscopio: Dispositivo utilizado en la toma de muestras de aire capaz de aspirar

diferentes volúmenes de aire en determinada cantidad de tiempo. Este funciona por

medio de impactación directa del aire sobre la caja de petri.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 196


100 Eco) MBPOE20







Este procedimiento será revisado una vez al año, y el responsable de editar, revisar y

actualizar este -POE- es el profesional encargado del –LAMIR-.

En el caso de cambiar o mejorar el sistema administrativo y operativo del laboratorio

se revisirá nuevamente.


Manual MAS-100 Eco “Qualification of air sampler systems: The MAS 100 Meier R.

und Zingre H. , Swiss Pharma 1-2/00

8. PROCEDIMIENTO

Carga de batería del Aeroscopio:

Para recargar la batería debe utilizarse exclusivamente el cargador suministrado con el

Aeroscopio MAS-100 Eco.

Sí el cargador de bateria esta conectado al MAS-100 Eco, se iluminará el diodo de

la carcasa del cargador.

Esta luz, desaparecerá en el momento en el que retire el cargador.


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 197


100 Eco) MBPOE20



Un ciclo de recarga completo dura 9 horas con la batería completamente cargada.

El rendimiento del volúmen aspirado es de aproximadamente 18,000 litros, lo que

corresponde a unas 180 mediciones por cada 100 litros.

Realización de una toma de muestra de aire:

Colocar el MAS-100 Eco sobre una superficie estable.

Abrir la tapa del orificio (con el guardapolvo acoplado) girándola hacia la izquierda.

Colocar la caja de petri, cerrrada y rellena de agar sobre la sujeción de la caja de

petri.

Retirar la tapa de la caja de petri.

Cerrar de nuevo la tapa del orificio del MAS-100 Eco girándola hacia la derecha.

El cabezal de acumulación puede posicionarse en cualquier ángulo de la dirección

de la corriente de aire, desde horizontal a vertical, con ayuda del asa.

Programar el MAS-100 Eco, el volumen a utilizar; cada uno de estos volúmenes

puede ajustarse o modificarse individualmente para una cantidad de entre 1 y 1000

litros. En este caso el volúmen utilizado es el volúmen 4 (V4=100 litros).


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 198


100 Eco) MBPOE20



Retirar el protector del cabezal y comience la toma de muestras en el menú “Start”

presionando “yes”.

Al terminar la toma de muestra aparece en pantalla el volúmen total el mensaje

“End”.

Abrir el cabezal de acumulación, cerrar la caja de petri con su correspondiente tapa

y extraiga la caja de petri.

La caja de petri esta lista para su respectivo uso, según sea el medio de cultivo

utilizado.

9. DIAGRAMA DE FLUJO (FUNCIONAMIENTO DEL AEROSCOPIO)

Se coloca el aeroscopio MAS-100 Eco en una

superficie plana estable y retirar el protector de

este.

Abrir la tapa o cabezal del aeroscopio, girándola

hacia la izquierda

Colocar la caja de petri sobre la sujeción de la caja

de petri en el aeroscopio

Retirar la caja de petri y cerrar de nuevo con la

tapa o cabezal del aeroscopio girándola hacia la

derecha

Programar el volumen a utilizar; en

este caso (V4=100 litros)


MANUAL DE EQUIPOS

LAMIR-POE

Página 199


100 Eco) MBPOE20




Profesional encargado del LAMIR

Profesionales de planta y tecnicos.

Seguidamente presione en el menú

“Start” presionando “yes”, “Delay?”

presionar “No”

Al terminar la toma de muestra (1

minuto) aparece en pantalla el

volúmen total el mensaje “End”.

Retire la tapa o cabezal del aeroscopio y tape la

caja de petri y retírela.

200

ANEXO 18

Fotografias del Herbario BIGU, durante la realización de uno de los muestreos periódicos

Manipulación de aeroscopio por

personal del laboratorio

Toma de muestra en uno de los

puntos exteriores

Toma de muestra en uno de los

puntos interiores

Personal de laboratorio durante

uno de los muestreos

Personal de laboratorio durante

uno de los muestreos

Ambiente interior BIGU

Colección del BIGU Ejemplar BIGU Aeroscopio en funcionamiento


201

ANEXO 19

Fotofrafias de la sección de marohongos del herbario BIGU, durante la realización de uno de los muestreos

periódicos

Muestreo dentro de las

instalaciones del anexo del USCG

Aparato en funcionamiento Aparato en funcionamiento en uno

de los puntos internos

Manipulación del aeroscopio Instalaciones del anexo BIGU Instalaciones del anexo BIGU

Personal que labora en el anexo

BIGU


BIGU


BIGU


202

ANEXO 20

Fotografias de la micoteca, durante la realización de uno de los muestreos periódicos

Personal LAMIR durante

muestreo mensual

Punto interno de toma de muestra Personal LAMIR preparando

equipo de succión de aire

Preparación del ECO 100MAS® Equipo durante toma de muestra Colocación de las cajas con agar

en el equipo de muestreo


203

ANEXO 21

Fotografias delIndex Seminum, durante la realización de uno de los muestreos periódicos

Punto exterior de muestreo Punto interior de muestreo Toma de muestra y de humedad y

temperatura

Aeroscopio en funcionamiento en

uno de los puntos interiores





Colección de semillas Área administrativa del Index

seminum

Personal laborando en el Index

seminum


204

ANEXO 22

Fotografias del Herbario USCG, durante la realización de uno de los muestreos periódicos

Toma de muestra de aire y toma

de temperatura y humedad

Muestro en el USCG ambiente

interior

Muestro en el USCG ambiente

exterior

Archivo del USCG donde guardan

ejemplares

Instalaciones interior del USCG Toma de muestra en el interior del

USCG

Deshumidificador ubicado en una

de las áreas del interior USCG

Personal que labora en el USCG Personal de LAMIR impartiendo

platica a trabajadores del USCG


205

ANEXO 23

Fotografias del museo de historia natural MUSHNAT, durante la realización de uno de los muestreos

periódicos

Vista exterior del MUSHNAT Ambiente interior punto 5 Ambiente interior punto 1

Aeroscopio durante la toma de

muestra de aire

Ambiente exterior punto D Toma de muestra en uno de los

interiores del MUSHNAT

Vitrina de madera afectada por la

humedad, punto 3

Personal de LAMIR durante

manipulación del equipo

Personal de LAMIR impartiendo

platica a personal de MUSHNAT


206

ANEXO 24

Fotografias del Museo de la Universidad de San Carlos -MUSAC-, durante la realización de uno de los

muestreos periódicos

Salón del mural donde se ubican

los puntos 1, 2 y 3

Punto 1 interior salón del mural Personal LAMIR durante uno de

los muestreos

Biblioteca del MUSAC vista

interior

Segundo nivel de la biblioteca

MUSAC

Personal de LAMIR durante la

toma de muestra

MUSAC exterior punto C MUSAC exterior Personal de LAMIR impartiendo

platica al personal del MUSAC


207

ANEXO 25

Fotografias del recuento, purificación y conservación microbiológica de las colonias fúngicas emergentes en

cajas utilizadas en los muestreos aerobiológico realizados en los diversos lugares.

Cámara de Quebec utilizada para

los conteos de colonias

Personal de LAMIR durante el

conteo de cajas de muestreo

Cajas utilizadas para la realización

del muestreo

Caja de uno de los muestro al

realizar el conteo del quinto día

API 20 C AUC utilizado para la

identificación de levaduras

Cepas fúngicas conservadas en

tubo


208

ANEXO 26

Fotografias de la vista macroscópica de cultivos fúngicos en cajas de Petri (anverso)

I .Aspergillus sp.

II. Mucor sp.

III. Aspergillus niger

IV. Cladosporim sp.

V. Fusarium solani

VI. Penicillium sp.

VII. Penicillium sp.

VIII. Aspergillus terreus

IX. Aspergillus niveus


209

ANEXO 27

Fotografias de la vista microscópica de las diversas estructuras fúngicas para llevar a cabo la caracterización

hasta genero de los hongos microscópicos.

I. Aspergillus niger

II. Syncephalastrum

racemosum

III. Rhizopus oryzae.

IV. Cladosporium sp.

V. Scopulariopsis

brevicaulis

VI. Penicillium sp.

VII. Rhizomucor sp.

VIII. Penicillium sp.

IX. Aspergillus sp.


210

ANEXO 28

Guía para el control

del biodeterioro de

colecciones

científicas

ANEXO 28

Guía para el control

del biodeterioro de

colecciones

científicas

1. Generalidades ................................................................................................................... 1

2. Causas del deterioro ......................................................................................................... 2

2.1. Factores intrínsecos................................................................................................... 2

2.2. Factores extrínsecos .................................................................................................. 3

3. Agentes deteriorantes ....................................................................................................... 3

La presente guía está dirigida al Museo de Historia Natural de la Universidad de San Carlos –MUSHNAT-, Index Seminum y Herbario de la Universidad de San Carlos de Guatemala -USCG-. La misma contempla aspectos tales como generalidades, limpieza y conservación de piezas de interés científicos.

Proyecto

FODEC

YT28-

2011

Proyecto FODECYT 28-2011

Guía para el control del biodeterioro de colecciones científicas La presente guía está dirigida al Museo de Historia Natural de la Universidad de San Carlos –MUSHNAT-, Index Seminum y Herbario de la Universidad de San Carlos de Guatemala -USCG-. La misma contempla aspectos tales como generalidades, limpieza y conservación de piezas de interés científicos.

ProyectoFODECYT28-2011


ÌNDICE

1. Generalidades 1

2. Causas de deterioro 2

2.1 Factores intrínsecos 2

2.2 Factores extrínsecos 3

3. Agentes deteriorantes 3

3.1 Biológicos 4

3.2 Agentes ambientales deteriorantes 6

3.3 Agentes antropogénicos deteriorantes 6

4. Métodos de control 6

4.1 Biológicos 7

4.1.1 Hongos y bacterias 7

4.1.2 Insectos 8

4.1.3 Ambientales 10

4.1.4 Antropogénicos 10

5. Recomendaciones para el cuidado y mantenimiento del museo 10

5.1 Objetivos 10

5.2 Equipo de seguridad 10

5.3 Limpieza 11

5.3.1 Soluciones de limpieza 11

5..3.2 Preparación de solución de cloro al 0.5% 11

5.3.3 Preparación de solución de alcohol al 70% 12

5.3.4 Otras recomendaciones 12

5.4 Humedad y temperatura 12

5.4.1 Medidas 12

5.5 Iluminación 13

5.5.1 Natural 13

5.5.2 Incandescente 13

5.5.3 Fluorescente 13

5.6 Ventilación 13

5.7 Vitrinas 13

5.8 Medidas de control 14

5.8.1 Fumigación 14

5.9 Polillas 14

5.10 Procesamiento de piezas de colección 15

5.11 Piel de estudio 15

5.12 Esqueleto 17

5.13 Diagrama de proceso de montaje de insectos 17

6. Guía sobre el mantenimiento y diseño de un herbario y micoteca 18

6.1 Introducción 18

6.2 Objetivos 19

6.3 Aspectos generales de un herbario y micoteca 19

6.3.1 Medidas de prevención 19

6.3.2 Sistema de manejo y administración 20

6.3.3 Estructura organizacional del personal 20

6.3.4 Monitoreo del estado de las colecciones 20

6.3.5 Deterioro en las colecciones 20

6.3.6 Agentes deteriorantes 21

6.4 Etapas para la preservación de ejemplares 21

6.4.1 Ingresos 21

6.4.2 Cuarentena 22

6.4.3 Preservación 22

6.4.4 Etiquetado 22

6.4.5 Catalogación 22

6.4.6 Sistematización 22

6.4.7 Determinación taxonómica 23

6.4.8 Deposito o almacenamiento 23

7. Mantenimiento de un herbario y micoteca 23

7.1 Actualizar permanentemente la nomenclatura de la colección 23

7.2 Canje y prestamos 24

7.3 Fumigación 24

7.4 Administración del herbario y micoteca 25

7.5 Diseño de un herbario y micoteca 25

7.5.1 Recepción 25

7.5.2 Área de secado 25

7.5.3 Cuarentena 25

7.5.4 Zona de trabajo 25

7.5.5 Oficinas 25

7.5.6 Espacio para descanso y alimentación 25

7.5.7 Área de la colección 25

7.5.8 Limpieza y desinfección 26

7.5.9 Implementos necesarios para la limpieza 26

7.6 Procesamiento de especias botánicas 26

7.6.1 Herborización de las plantas 26

7.6.2 Semillas para el index Seminum 27

7.6.3 Herborización de hongos macroscópicos 29

8. Programa general de limpieza 30

9. Propuesta de programa de limpieza 30

10. Recomendaciones generales 31

10.1 Antes de fumigar 32

10.2 Después de fumigar 32

11. Metodologías de evaluación de colecciones 32

12. Referencias 34

1

GUÍA PARA EL CONTROL DEL BIODETERIORO EN

COLECCIONES CIENTÍFICAS

1. Generalidades

Según Simmons y Muñoz-Saba (2005) existían aproximadamente 3 mil millones de

ejemplares preservados o conservados en 6,500 museos e instituciones con

colecciones científicas. Este alto número de ejemplares conlleva un mucho mayor

número de ejemplares de registros y documentación relacionada, lo que hace que la

colección sea un conjunto de ejemplares y registros muy complejos. Es importante

hacer notar que el principal enfoque que se les dio a estas colecciones era el de ser

utilizadas como referentes, mas luego esta visión cambió y se incluyó un enfoque de

mantenimiento y cuidado preventivo.

Las colecciones científicas regularmente se hallan a cargo de los mismos

investigadores que aportan y utilizan la misma, pues no se cuentan con expertos

administradores o curadores de colección. La razón principal es financiera dado que

muy frecuentemente no se incluye como parte del presupuesto y la otra es la falta de

personal con formación específica en la temática. Esto según varios Simmons y

Muñoz-Saba (2005) e INBIO (2008) es causa de un conflicto de intereses. Las

experiencias recabadas a través de conversaciones informales y formales con los

responsables de las colecciones con las cuales trabaja el presente proyecto han sido

positivas y representativas de una muestra de interés y voluntad ante una situación

compleja.

Las normas y reglamentos sobre la administración de colecciones es un componente

único, debido a que las mismas deben ser creadas y generadas en forma individual de

acuerdo a las condiciones en las cuales se desenvuelve. No hay normas mundiales

para el cuidado y manejo de las colecciones científicas, ya que cada región y cada país

tiene sus propios microclimas, sus propios materiales, sus propios problemas y sus

propias estructuras de funcionamiento. Esto lleva a que cada colección es un mundo

individual y por tanto debe ser tratado como tal. Sobre la base de estos antecedentes la

presente guía trata de aportar a las colecciones de la Universidad de San Carlos de

Guatemala con elementos generales que sirvan como guía y referencia para su

cuidado y mantenimiento. (Simmons y Muñz-Saba 2005 pp 44-52; Mesa Ramírez

2005 pp 2

2

2. Causas del deterioro

Uno de los principales elementos que el responsable de un centro documental,

colección de especímenes biológicos y material de referencia debe conocer es el

material, los componentes, proceso de creación, tanto a nivel físico como estructural,

metodologías de almacenamiento, procesos/tratamientos para cada grupo de

ejemplares de la colección. Esto es de vital importancia para lograr comprender el

comportamiento de los objetos dentro y entre la colección a nivel macroscópico y

microscópico a todo nivel. (Bringas Botello s.f. pp 2-4)

Un factor propio de cualquier objeto de una colección es el hecho que por procesos

naturales intrínsecos este pasará por un proceso de modificación, alteración natural

propia del mismo y dependiente de sus componentes. Si el cambio es favorable o

desfavorable dependerá principalmente de la perspectiva del responsable de la

colección y de los usuarios, dado que esto será un factor objetivo. Por lo cual el

deterioro es un factor propio de los objetos de la colección, lo que representa

modificaciones físicas, químicas y ópticas que tienen como fin la desaparición natural

del objeto. Es tarea del responsable de la colección mitigar, evitar y/o retardar lo más

posible este proceso. (Mesa Ramírez 2005 pp 119-121)

Todos los agentes que modifican negativamente la imagen y la materia de objeto de la

colección se considera agente o causa de deterioro. La causa puede definirse como la

razón y los efectos son los síntomas o manifestaciones provocadas por el agente

deteriorantes. Durante el proceso de preservación es necesario identificar la causa y

los efectos, si no se logra sólo se logrará retardar el proceso mas no detenerlo. La

identificación de los agentes deteriorantes se divide en dos tipos, 1) intrínsecos y 2)

extrínsecos. A continuación se describen brevemente cada uno de estos. (Bringas

Botello s.f- pp 2-4)

2.1. Factores intrínsecos

Corresponden a los que se producen por los materiales que conforman el objeto de

colección, la técnica de manufactura, los procedimientos constructivos que se

emplearon para realizarlo. Esto indica que no importa en dónde se encuentre, los

motivos de su deterioro están en su propia constitución y se acentúan o atenúan por el

ambiente en el que se ubican. Es importante por tanto conocer el proceso de

3

ejecución, la selección de materiales y la tecnología empleada para su creación.

(Bringas Botello s.f. pp 5-6)

2.2. Factores extrínsecos

Son todos los agentes que derivan de fuentes externas al objeto y no son dependientes de

este, incluyen todos los agentes naturales, físicos, mecánicos, químicos, biológicos y

humanos que pueden alterar la constitución del objeto. Los principales factores

extrínsecos de deterioro son ambientales: luz, humedad, temperatura, contaminantes

atmosféricos; antropogénicos: manipulación, uso, consulta; biológicos: insectos,

microorganismos; catastróficos: inundaciones

robos, incendios, terremotos, daños estructurales de la infraestructura. (Bringas

Botello s.f. pp 6-11; Mesa Ramírez 2005 pp 121)

Figura 1. Análisis de factores extrínsecos e intrínsecos de documentos

Fuente: Bringas Botello s.f. pp 4, Causas de deterioro del patrimonio documental

3. Agentes deteriorantes

Los agentes deteriorantes se consideran como todos aquellos factores, intrínsecos o

extrínsecos propios o relacionados con los ejemplares de una colección que son

4

causantes de modificaciones a los mismos. Si la modificación es en detrimento o

mejora del ejemplar será determinado por el responsable de la colección y/o el

usuario, como se ha mencionado antes, mas es por regla general que toda

modificación se considera dañina. El grado de deterioro dependerá de la combinación

de los factores ambientales de la colección, estructurales del ejemplar y la interacción

que estos presenten. Se han clasificado los agentes deteriorantes en tres grandes

grupos: 1) biológicos el cual comprende los principales organismos, 2) ambientales

que considera los factores abióticos, 3) antropogénico que toma en consideración el

factor humano del proceso de administración, manejo y uso de las colecciones

científicas. (Simmons, Muñoz-Saba 2005 pp 54-67)

3.1. Biológicos

Hongos desde el punto de vista evolutivo, los hongos son organismos más

desarrollados que las bacterias. Son estructuras normalmente pluricelulares con un

metabolismo complejo. Poseen filamentos llamados hifas que forman el micelio o

cuerpo vegetativo. Se desarrollan fácilmente a un pH entre 4-6, humedades

relativas superiores a 70 % y temperaturas entre 25-30°C. Los hongos producen

manchas, excretan productos que pueden modificar las propiedades químicas y

físicas del sustrato. (Valentín s.f. a pp 1-2)

Bacterias generalmente se desarrollan a pH de 7-8 y temperaturas entre 25 y

38°C, existiendo algunas excepciones hipotérmicas y termófilas; pueden ser

aerobias o anaerobias. Producen enzimas y ácidos orgánicos e inorgánicos que

causan degradación. (Bringas Botello; Gutiérrez 1998)

Insectos se cree existe una mayor incidencia de insectos que de microorganismos

implicados en el biodeterioro de los materiales históricos. Dentro del gran número

de órdenes de insectos existentes en la naturaleza, en seis de estos se hallan las

principales especies que atacan a los ejemplares de las colecciones científicas.

(Gutiérrez y Caselles 1998 pp 49-50; Nieves s.f. b pp 6-7)

Los grupos son:

o Termitas, Orden Isoptera: grupo de insectos muy peligroso y difícil de

erradicar, especialmente porque algunas especiesforman sus nidos

primarios fuera del edificio al que posteriormente acceden a través de

tuberías, o conducciones eléctricas, para instalar sus nidos secundarios y

acceder a los sustratos.

o Escarabajos o carcomas, Orden Coleoptera: en la inmensa mayoría de

los casos, el peligro lo representan las larvas, siendo en muchos casos lo

normal que los adultos se alimenten de polen, néctar o que no se alimenten

en toda su vida.

5

o Derméstidos, Familia Dermestidae: esta familia la componen coleópteros

de color negro a pardo, con tamaños comprendidos entre los 1,3 y los 10

mm de largo. Aunque las condiciones ideales para su desarrollo varían de

unas especies a otras, por lo general prefieren temperaturas entre 20 y

25°C y un 69-70% de humedad relativa.

o Escarabajos o carcomas pequeños, Familia Anobiidae: de distribución

cosmopolita con tamaños comprendidos entre 1 y 9 mm de longitud con el

cuerpo cilíndrico. El color varía entre el pardo rojizo y el marrón oscuro.

Si las condiciones ambientales se mantienen estables en unos valores

idóneos para el desarrollo de estos coleópteros, el ciclo completo puede ser

de apenas dos meses o durar 2-3 años según el contenido de humedad que

presente la madera, su calidad y la temperatura durante el desarrollo de la

larva. Las condiciones idóneas de humedad y temperatura para el

desarrollo de los componentes de esta familia varían dependiendo de la

especie, pero se encontrarían entre los 22-28°C con humedades relativas

del ambiente entre el 70-90%. Los adultos emergen en primavera y verano;

su vida es corta y está dedicada en exclusiva a reproducirse.

o Líctidos, Familia Lyctidae: son coleópteros de tamaño comprendido entre

los 2 y los 5 mm, de forma alargada y aplanada. Pueden presentar un color

pardo, amarillo pardo rojizo o negro parduzco. Presentan normalmente un

ciclo anual, aunque su duración varía dependiendo de las condiciones

ambientales y de alimentación. En el caso de Lyctus brunneus, el

desarrollo embrionario es de 8 días con una temperatura de 20-23°C,

reduciéndose a 6-7 días si la temperatura es de 29°C. Este periodo se

alarga hasta los 10-20 días si la temperatura es de 15°C. Las condiciones

ambientales idóneas para el desarrollo de esta especie son de 20-30°C y

una humedad relativa del 75-90%. Se pueden dar de 1 a 2 generaciones

anuales, dependiendo de las condiciones climáticas, pero si las condiciones

son desfavorables, el ciclo puede durar 2 años.

o Escarabajos o carcomas grandes, Familia Cerambicydae: Lo más

característico de la llamada "carcoma grande" es la gran longitud de sus

antenas, que se insertan en los pliegues de los ojos. Normalmente

presentan ciclos de vida anuales, aunque no son raras las especies con

ciclos de 2-3 años de duración. La larva es aplanada, blanda y blanca o

amarillenta. Hylotrupes bajulus, es la única especie descrita de esta familia

que ataca objetos históricos. Por ejemplo a 16,6°C y 18% de humedad, el

desarrollo embrionario es de 48 días, de 16 a 17 días si son de 21 a 23°C y

el 50% de humedad y tan sólo 6 días si las condiciones son de 31°C y del

90 al 95% de humedad relativa. La duración del ciclo completo puede

prolongarse de 3 a 11 años dependiendo de las condiciones ambientales.

6

Los adultos sólo empiezan a ser activos a temperaturas superiores a los

25°C.

o Polillas o motas, Orden Lepidóptera, Familia Tineidae: La larva se

desarrolla dentro de un estuche de seda que lleva siempre consigo en sus

desplazamientos y que oculta pegando excrementos y pequeños trozos del

sustrato. Viven sobre sustancias vegetales o animales y pueden llegar a

ocasionar daños considerables. Su desarrollo se ve muy influenciado por la

temperatura. A 15°C los huevos eclosionan después de 24 días. Este

periodo se ve reducido a sólo 7 días si se encuentran a la temperatura

óptima para la especie que es de 25°C.

3.2. Agentes ambientales deteriorantes (Bringas Botello s.f. pp 3-10; Simmons y

Muñoz-Saba 1995 pp 56-65)

Luz: provoca oxidación, decoloración, alteración de coloración, deterioro

fotoquímico, cristalización.

Temperatura / calor: provoca deshidratación, hidratación, corrimiento, rigidez,

flexibilidad, contracción, dilatación, crecimiento o florecimiento de organismos

biológicos, cristalización.

Humedad relativa / agua: provoca deshidratación, hidratación, corrimiento, rigidez,

flexibilidad, contracción, dilatación, corrimiento de pigmentos, crecimiento o

florecimiento de organismos biológicos.

Viento: provoca desplazamiento de huevos, esporas, larvas, partículas, organismos

3.3. Agentes antropogénicos deteriorantes

El principal y único agente antropogénico deteriorante es el ser humano, siendo los

principales efectos el deterioro de los ejemplares al no respetarse los protocolos de

limpieza, mantenimiento y uso de las colecciones. Dentro de estos factores puede

mencionarse el mal manejo de los ejemplares lo que provoca fractura, fisura, pérdida,

robo, entre otros. (Simmons, Muñoz-Saba 1995 pp 67-72)

4. Métodos de control

Los métodos de control de los agentes deteriorantes son variados y dependen del

mismo, dado que los mismos deben responder o interrumpir procesos diferentes y

particulares propios de la combinación del ejemplar, ambiente e interacción entre

estos. Es importante tomar en consideración que no existe un método con garantía

absoluta de funcionamiento y sin efectos secundarios adversos, sólo existe el más

adecuado según las circunstancias. A continuación se mencionan algunos

mecanismos de control, mitigación o prevención del deterioro para cada uno de los

grupos antes mencionados, biológicos, ambientales, antropogénicos. (Simmons,

Muñoz-Saba 1995 pp 162-177; Nieves s.f. b pp 1-3)

7

4.1. Biológicos

4.1.1. Hongos y bacterias (Calvo 2001 pp 1-3; Nieves s.f. pp 3-14; Ogaz,

Moroni 2008 pp 17-

18; Rust 1993 pp 1-8)

o Óxido de etileno:el proceso consiste en introducir en una cámara de

fumigación o cubrir en forma hermética la pieza y fumigar con óxido de

etileno. El inconveniente principal es que puede provocar reacciones

químicas impredecibles que inducen deterioros significativos, así como

reaccionar con las proteínas y las celulosas ocasionando alteraciones de las

estructuras de los polímeros. También reacciona con compuestos

metálicos, especialmente con el cobre. Además, es un producto altamente

tóxico.

o Ortofenilfenol (OFF): tiene un amplio espectro como fungicida y

bactericida. Se ha utilizado ampliamente como biocida aplicado a bienes

culturales, además se ha incorporado a productos de restauración,

adhesivos sintéticos y colas animales. Los principales efectos secundarios

son que despolimeriza algunos adhesivos, deteriora textiles y el papel

produciendo cambios de color y envejecimiento de los materiales.

o Paraformaldhehido: es un sólido sublimable utilizado como

desinfectante, se comercializa en pastillas de 1 gramo y se utilizan 3-5

gr/m3 aplicados en bolsas de plástico herméticamente cerradas y expuestas

a una temperatura de 25ºC aproximadamente. Como contraindicación

presenta factor de riesgo de toxicidad alto, materiales proteicos pierden

flexibilidad (por lo cual no se recomienda para pergaminos, cueros, pieles

y sedas), incrementa el proceso de corrosión de las tintas con hierro,

corrosivo enérgico de los metales y de los vidrios.

o Pentaclorofeno:l ha sido muy utilizado como fungicida de libros, textiles

madera etc., pero presenta consecuencias negativas dado que ataca los

metales y consecuentemente los pigmentos, degrada la celulosa del papel y

de la madera, altamente tóxico por inhalación y por contacto con la piel,

por lo que no está registrado como fungicida en muchos países.

o Disolución de etanol-agua al 70%: es una solución utilizada como

fungicida de muchos hongos celulósicos y proteicos. Si se busca

incrementar el rango de acción e incluir bacterias, debe incorporarse 0.1%

de ortofenilfenol. La forma de aplicación principal es imprimación,

pulverización o baño.

o Ventilación pasiva: se sabe que los microorganismos no crecen cuando el

aire que los rodea está en movimiento y hay una humedad relativa baja.

8

Diversos análisis de laboratorio han indicado que este fenómeno depende

de la temperatura, el grado de ventilación y de las propiedades físico-

químicas de los materiales. Se ha demostrados la eficacia de la ventilación

sobre el crecimiento microbiano como un método específico de control del

biodeterioro en los materiales históricos. Con ello, al aplicar un

determinado número de renovaciones de aire por hora en un espacio

cerrado, logra inhibir el crecimiento de hongos y bacterias y se consigue

decrecer su actividad tanto en ambientes contaminados como en los

ejemplares de colección. El uso de sistemas de ventilación pasiva, como

alternativa al aire acondicionado y como tratamiento de control de

biodeterioro ha presentado resultados satisfactorios en museos y archivos

ubicados principalmente en países de climas húmedos y cálidos que

precisan un método seguro y de bajo coste para conservar sus fondos y

colecciones.

4.1.2. Insectos (Calvo 2001 pp 1-3; Nieves s.f. pp 3-14; Ogaz, Moroni 2008 pp

17-

18; Rust 1993 pp 1-8; Simmons y Muñoz-Saba 2005 pp 177-189)

o Hexaflumuron: para control de termitas subterráneas, sustancia inhibidora

del desarrollo de estos insectos. Se prepara en forma de cebo, el cual es

consumido por las termitas obreras. Mediante el intercambio de alimentos,

toda la colonia acaba siendo intoxicada. El hexaflumuron, inhibe la síntesis

de la quitina. De este modo, cuando la termita muda, la nueva cutícula no

se forma y sin esta piel que le sirve a la vez de esqueleto el insecto no

puede vivir. Las principales ventajas identificadas son que no es tóxico

para las personas y que tiene un efecto retardado, pero tiene una acción

relativamente lenta, por el lento acceso dentro de la colonia.

o Temperatura extrema: un método de control de insectos consiste en

someter las piezas a temperaturas extremas para los insectos. Normalmente

suelen ser del orden de los 60°C en el caso de utilizar altas temperaturas y

entorno a los -20 y -25°C para tratamientos por congelación. El someter a

un objeto a temperaturas de unos 55°- 60°C es suficiente para acabar con

todos los estadios de desarrollo de la mayoría de las plagas en un tiempo

corto. El inconveniente principal es la dilatación, pérdida de firmeza o

flexibilidad, quemaduras, deterioro irreversible, pérdida o ganancia de

humedad, catalización de reacciones químicas de degradantes, desarrollo

de hongos y/o bacterias latentes.

o Hormonas / feromonas: método que utiliza moléculas sintéticas que

imitan hormonas implicadas en la reproducción, el desarrollo o el

comportamiento de los insectos que se intentan erradicar. El uso de las

9

feromonas se basa en la utilización de estos compuestos para atraer al

insecto hacia mecanismos letales o para dificultar el encuentro de los sexos

saturando el ambiente con una feromona sintética. Por este motivo, las

feromonas que se emplean son las de atracción sexual o las de agrupación

y específicas para cada grupo de insectos a erradicar. El principal

problema que presentan es su gran especificidad. Otra cuestión a tener en

cuenta, es que el comportamiento reproductor de los insectos no se basa

solamente en la presencia de una determinada feromona en el ambiente,

sino que este fenómeno viene precedido de unas condiciones ambientales

determinadas que provocan la síntesis de estas sustancias. Un problema

añadido es que (salvo en el caso de las feromonas de agrupación), las

feromonas sexuales sólo las produce uno de los dos sexos.

o Inhibidores de quitina: son compuestos que interfieren en el control

hormonal de este proceso, evitando que la quitina se deposite en el

exoesqueleto del insecto. Algunas de estas sustancias comercialmente son

triflumuron y el lufenuron, utilizadas en el control de cucarachas. Al igual

que las feromonas, hormonas, inhibidores presentan el problema de su

especificidad y difícil obtención.

o Radiaciones: este método se centra sobre todo en la esterilización de los

organismos deteriorantes de la colección, el fin es provocar la muerte de

los organismos vivos al producir cambios en enzimas y otros biopolímeros

esenciales para la vida. Las radiaciones más utilizadas son los rayos

gamma, las cuales pueden ser letales para todos los estadios de desarrollo

de los insectos. En general poseen un alto nivel de penetración, lo que

permite el tratamiento de gran número de objetos a la vez. No obstante,

esto depende de la energía de los rayos, de la masa del objeto y de la

naturaleza del material. Aunque las dosis necesarias para la desinfección

de los materiales se encuentran comprendidas entre los 3 y los 50 KGy, la

dosis necesaria para la desinsectación es sensiblemente inferior, estando

comprendida entre los 0,5 y 1 KGy. Es necesario tomar en consideración

los potenciales daños a los materiales y los efectos acumulativos de estas

radiaciones. Además se debe evaluar las reacciones producidas por la

excitación e ionización de las moléculas, ruptura y reacomodo de enlaces,

polimerización, entre otros.

o Gases inertes: el uso de gases atmosféricos para el tratamiento de piezas

históricas atacadas por insectos es un método seguro, tanto para la pieza

como para los manipuladores. Diferentes estudios han demostrado que no

se producen alteraciones físico-químicas en los ejemplares, además se

puede conseguir el 100% de mortalidad en todos los estadios de desarrollo

de los insectos, huevo, larva, pupa y adulto. El término atmósferas

transformadas hace referencia a ambientes artificiales, en los cuales se ha

10

eliminado casi por completo el O2, o éste ha sido sustituido por algún otro

gas. De esta forma se crea una atmósfera anóxica incompatible con la vida

de los insectos, en la que el nivel ideal de O2 se encuentra por debajo del

0,1%. El principal efecto secundario adverso es el florecimiento de hongos

y/o bacterias anóxicas o anaeróbicas.

4.1.3. Ambientales (Borrell et al s.f. pp 3-7; Nieves s.f. a pp 11-14; Maekawa y

Toledo s.f. a pp 1-2; Maekawa y Toledo s.f. b pp 2-4; Nieves s.f. b pp 4-5)

o Luz: control de intensidad y tipo de luz que refleja directa o

indirectamente en forma continúa sobre los ejemplares.(Borrell)

o Temperatura / calor: control de temperatura por medio de mecanismos

como aire acondicionado, ventilación pasiva, flujo de aire, registro de

temperatura para análisis de tendencia y comportamiento, control de

humedad relativa. (Borrell)

o Humedad relativa / agua: control de humedad relativa por medio de

mecanismos como aire acondicionado, ventilación pasiva, flujo de aire,

registro de humedad relativa para análisis de tendencia y

comportamiento, control de temperatura, deshumidificador, humificador.

(Borrell)

o Viento: mecanismo de aire acondicionado, ventilación pasiva, flujo de

aire. (Borrell)

4.1.4. Antropogénicos (Borrell et al s.f. pp 3-7; Simmons y Muñoz-Saba 2005

56-65)

o Protocolos: preventivos para robo, daño, uso, limpieza, mantenimiento.

5. Recomendaciones para el cuidado y mantenimiento del museo

5.1. Objetivos

Disminuir los niveles de contaminación física y biológica.

Proveer información necesaria para la realización de limpieza.

Establecer procedimientos estandarizados para una correcta limpieza

5.2. Equipo de seguridad

Equipo de seguridad se entiende como aquel usado para la protección de las personas

que laboran en el mantenimiento y conservación de las colecciones y salones de

11

museos. El equipo debe ser usado por todo aquel que realice limpieza de las áreas o

de las piezas de las colecciones. Se recomienda el uso del siguiente equipo de

protección (Simmons, Muñoz-Saba 2005 pp 44-52)

Bata

Guates

Cofia

Mascarilla

5.3. Limpieza

Es necesario que todos los objetos expuestos estén limpios, no solo de polvo sino

también de contaminantes ambientales como los son los hongos y bacterias, ya que

estos pueden causar daño o contribuir al deterioro de la colección. Es importante que

se lleve a cabo una limpieza preventiva, y no llevarse a cabo cuando las piezas

presenten un estado crítico de deterioro. El personal encargado de la limpieza debe

estar capacitado para realizarla adecuadamente, ya que por la importancia de las

piezas, estas necesitan un trato adecuado.

Para la limpieza de superficies y paredes se encuentran a disposición diferentes

soluciones de limpieza, las cuales se pueden utilizar, tomando en cuenta las

características de cada una de ellas. (Marco 2008)

5.3.1. Soluciones de limpieza

Detergentes: No mata microorganismos solo disminuye el número.

Usarse para quitar manchas visibles.

Alcohol: Se debe usar alcohol al 70% ya que esta concentración tiene

acción contra varios microorganismos.

Cloro: Este producto es de amplio uso debido a su economía. Se

recomienda hacer dilución 1:10 para una concentración final de 0.5%,

la cual es la adecuada para limpieza.

Lysol: Cuenta con una variedad de productos y es de amplio espectro

de acción. No actúa sobre esporas. (Lysol®)

5.3.2. Preparación de solución de cloro al 0.5%

A partir de cloro líquido comercial mezclar una parte de blanqueador con

nueve de agua. (Marco, 2008)

12

5.3.3. Preparación de solución de alcohol al 70%

Para prepara 1 litro de alcohol al 70% a partir de alcohol al 95% usar 736

ml de alcohol al 95% y 265 ml de agua. (Marco, 2008)

5.3.4. Otras recomendaciones

No usar plumeros o escobas para desempolvar ya que de hacerlo

esparciría mas el polvo presente

Antes de colocar de nuevo las piezas en los estantes dejarlos secar por

completo, para evitar que absorban la humedad

Si es posible realizar la limpieza de los objetos fuera de los salones, de

no ser así que exista suficiente ventilación mientras que se hace la

limpieza.

Limpiar y desinfectar de los equipos utilizados para mantener el

ambiente adecuado como lo son deshumificadores, ventiladores,

además de los ductos y ventanas que existan.

5.4. Humedad y temperatura

La humedad y la temperatura son dos factores climáticos que están muy relacionados y

que si no son controlados pueden causar daños en las piezas de una colección así como en

la infraestructura de los edificios que albergan museos. Para el control de ambos se debe

evaluar la naturaleza y condición de los materiales de la colección, la infraestructura del

lugar y su estado, la factibilidad de usar equipo de control del ambiente, la habilidad y

costo del personal para mantener el equipo. Para mantener un control se debe de instalar

dispositivos de vigilancia climática, como higrómetros y termómetros, además se debe de

llevar un registro de las lecturas diarias.

Para el control de humedad y temperatura se recomienda el uso de equipos como

humidificadores o aire acondicionado. Si la sala donde se colocan estos dispositivos se

encuentra cerrada al público, estos equipos deben mantenerse encendidos las 24 horas del

día, si la sala está abierta a visitantes, se recomienda apagarlos durante los horarios de

visita, ya que podría extraer mas humedad de la necesaria(E. John, M, Yaneth. 2005).

5.4.1. Medidas

Limitar el número de personas en la habitación ya que puede elevar la

humedad introduciéndolo mediante la respiración y sudor.

Abrir esporádicamente puertas para la circulación del aire.

Prevenir el aumento de temperatura, evitando que la luz solar penetre

directamente, esto se puede hacer mediante el uso de persianas,

cortinas.

13

5.5. Iluminación

La iluminación es importante ya que puede llegar a decolorar las pieza, se necesita

tener un control adecuado, la luz recomendada es de 50 – 300 lux, según el tipo de las

piezas. Existen diferentes tipos de luz (M. Diana. 2005)

5.5.1. Natural

Es difícil de controla, no debe de incidir directamente sobre un objeto, ya

que sus radiaciones pueden dañar las piezas. Si existen riesgos de que la

luz solar incida en algún momento del día directamente sobre las piezas,

se debe de colocar en la ventana una cortina o superficie que permita filtrar

los rayos solares directos (vidrios esmerilados, liencillo, lona o tela tupida)

5.5.2. Incandescente

Se refiere a las bombillas corrientes, las cuales ofrecen diversas

tonalidades de amarillo, algunas muy cercanas a la luz natural. Si se utiliza

este tipo de luz, se recomienda el uso de bombilla esmerilada.

5.5.3. Fluorescente

Esta luz se dispersa por toda la sala, es fría y no emite tanto calor hacia el

objeto, la desventaja es que proporciona una muy mala reproducción de

color y radiación UV. Este tipo de luz se puede emplear para bañar los

muros de las salas e iluminar objetos en bases o vitrina, ya que por ser fría

se puede ubicar más cerca de los mismos. No se debe de utilizar este tipo

de luz como única fuente, ya que crea una sensación de cansancio.

5.6. Ventilación

Es necesario que haya una circulación constante del aire, ya que si esta no es activa

promueve el estancamiento de contaminantes como polvo y microorganismos. Se

recomienda que las ventanas se encuentren cerradas para evitar la entrada de

contaminantes exteriores, pero si es necesario mantenerlas abiertas se debe de usar

filtros para atrapar los contaminantes que puedan venir de afuera además se deben de

establecer horarios (E. John, M, Yaneth. 2005).

5.7. Vitrinas

En el interior de las vitrinas de las vitrinas se crean microclimas los cuales deben de

ser controlados en cuanto a temperatura y humedad para garantizar la conservación de

los objetos. En climas muy húmedos o secos un conservador puede adecuar el

ambiente interno de estas, utilizando silica gel u otros materiales para evitar deterioros

en el objeto (D, Paula y C. Amparo, 2008).

14

5.8. Medidas de control

5.8.1. Fumigación

Se recomienda que antes de hacer una fumigación, se realice una evaluación del

estado general de las instalaciones y que además se identifiquen los causantes de

los daños, ya que dependiendo del tipo de organismo, será el químico utilizado

para la fumigación.

La frecuencia de la dependerá del fumigante, ya que algunos químicos que se

aplican en forma líquida tiene efecto de hasta cinco años, mientras que otros que

son gaseosos, su duración es de meses.

Entre los compuestos utilizados para la fumigación se puede mencionar:

PHOSTOXIM (gas de fosfuro de aluminio), FUMIXAN PRO (comprimidos de

Cipermetrina y Propoxur), ICON (polvo piretroide a base de lambdacihalotrina),

DEMOND (emulsión concentrada a base de Cipermetrina),

PARADICLOROBENCENO (cristales a base de sulfuro de polifenilo) y

ANTIMICÓTICO (polvo de amplio espectro); el químico a utilizar dependerá del

tipo de organismo.

Por último al hacer la fumigación es necesario cubrir o movilizar piezas, ya que

no todas las piezas resisten de igual forma. (Ogaz y Moroni 2008 pp 14-18)

5.9. Polillas

Existen distintos tipos de polillas, de las cuales las típicas plagas pertenecen a tres

grupos. El primer grupo se denomina Tinea pellionela que también se denomina

polilla de estuche o polilla capullera de la ropa, se les da este nombre por el hecho

que tienen la capacidad de fabricar y arrastrar a sus larvas parásitas de tejidos de tipo

ropa. El segundo grupo se llama Tineola bisselliella o polilla tejedora de la ropa. El

último grupo se denomina Trichophaga tapetzella, polilla de las alfombras. Estas tres

especies de polilla son del tipo tineido y pertenecen al grupo de las que se pueden

encontrar en las casas, armarios, bodegas, otros. Una de las principales características

de esta plaga es el hecho que tienden a alimentarse con prendas, tejidos de lana,

fibras naturales. (Gutiérrez y Caselles 1998 pp 49-50; Nieves s.f. b pp 6-7)

Los espacios que son poco alterados y por tanto se mantienen más „sucios‟ son un

ambiente atractivo para estos insectos, por lo que un método preventivo es una

limpieza constante de los armarios y el uso de recipientes plásticos herméticos. La

fumigación contra estos insectos se recomienda en época de primavera (inicio de la

época seca) para evitar que en el verano (época cálida) prolifere con facilidad.

Los principales productos utilizados para evitar la aparición y/o propagación de

polillas son la naftalina, paradiclorobenceno, alcanfor, mas tienen el principal

15

inconveniente de ser altamente tóxicos. Otros mecanismos de control incluyen el uso

de feromonas, la principal limitante en este caso es el costo.

Existen diversas medidas caseras para el control de polillas especialmente para

objetos almacenados por largos periodos de tiempo. Algunas de estas soluciones, las

cuales carecen de fundamento científico o respaldo, son:

Solución de 1 cucharada de alcanfor en 1.5 vaso de alcohol.

Bolsas de tela conteniendo granos de pimienta negra, flores de lavanda, clavo

de olor y hojas de menta o salvia secas.

Frotar un poco de aceite de laurel en muebles, puertas y demás objetos de

madera.

Mezcla de 0.25 taza de hojas de romero, menta, tomillo, y clavos de olor

molidos.

bolsa de tela conteniendo granos de pimienta negra o blanca

5.10. Procesamiento de piezas de colección

Las piezas de una colección científica deben ser trabajadas y procesadas previamente

a ser ingresadas a la misma. Los procesos necesarios dependen del tipo de pieza y en

algunos casos el tipo de presentación o exposición para la cual está será destinada.

Con el objetivo de reforzar la A nivel de prevención del deterioro de las piezas de

colección es importante conocer cuáles podrían ser los puntos críticos, se identifican

cómo momentos en los cuáles el riesgo de deterioro o contaminación por alguno de

los factores anteriormente mencionados pueden entrar en acción y/o activarse. A

continuación se describen elementos básicos, incluyendo recomendaciones generales

si se considera de riesgo. En el anexo 4 se hallan los diagramas y una descripción más

detallada para cada proceso seleccionados para ilustración y guía para el personal de

las colecciones. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 72-122; Mesa Ramírez 2005 pp

133-135; Márquez Luna 2005 pp 397-404; Gutiérrez y Caselles 1998 pp 51-58;

Instituto Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-21 )

5.11. Piel de estudio

Paso Riesgo

Selección del área de colecta No aplica

Preparación de material y

equipo de colecta

Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia

de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe

desinfectarse después y antes de su uso

16

Selección de espécimen a

preservar

Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con

precaución la pieza con el fin de determinar cualquier

potencial contaminante previo a procesarlo y/o ingresarlo en la

colección

Determinar tipo de piel de

estudio

No aplica

Preparación de espécimen El riesgo está representado por la suma de los riesgos

individuales de cada fase siguiente

Estregar Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Curtir Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de

secado y transferencia de contaminantes, todo el equipo y

material de colecta debe desinfectarse después y antes de su

uso

Afeitar Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Masajear Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Engrasar Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de

engrase y transferencia de contaminantes, todo el equipo y


uso

Estacar Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo

Terminar Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo

Montaje Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo

Almacenamiento en colección Limpiar y desinfectar gabinete de almacenamiento, aplicar

protocolo de cuarentena

Utilización de colección Limpiar y desinfectar área de trabajo, aplicar protocolo de

cuarentena

17

5.12. Esqueleto

Paso Riesgo



equipo de colecta





preservar




colección

Selección de técnica de

preservación

La preservación en líquido representa una mayor riesgo,

contaminación por falta de limpieza de productos y equipo y

transferencia de contaminantes, debe cambiarse

periódicamente el líquido de preservación

Blanquear / macerar Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia







cuarentena

5.13. Diagrama de proceso de montaje de insectos

Paso Riesgo



equipo de colecta





preservar




colección

18

Colecta de muestra Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Fijación de espécimen Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Proceso de preservación Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia







cuarentena

6. Guía sobre el mantenimiento y diseño de un herbario y micoteca

6.1. Introducción

Las colecciones biológicas representan el patrimonio natural de un país o región,

constituyen un archivo histórico natural de utilidad múltiple donde la preservación de

especímenes y su información asociada son la base de estudios taxonómicos,

sistemáticos, ecológicos, filogenéticos, biogeográficos, de genética de poblaciones y

conservación formando parte fundamental en el conocimiento de la diversidad

biológica y en el avance de las ciencias biológicas (Tobar, 2002). Así, las colecciones

biológicas son los centros de la biodiversidad, entendida como la riqueza, abundancia

y variabilidad de todas las especies, comunidades y los procesos ecológicos y

evolutivos que ocurren dentro de las mismas (Páez, 2004).

Las colecciones biológicas sirven no solo para la comunidad científica, también han

sido muy beneficiosas para la sociedad desempeñando un papel vital en aspectos de

salud humana (vectores de enfermedades, estudio de patógenos) y monitoreo de

cambios ambientales (como bioindicadores de contaminación, seguimiento a estos

contaminantes ambientales y en el análisis del cambio climático global); además,

permiten que el estudio de estos aspectos sea más accesible y refutable (Páez, 2004).

Actualmente las colecciones biológicas afrontan problemas de deterioro causado por

agentes de diversa índole, tanto en los ejemplares como en los materiales utilizados

para su preservación y montaje. El deterioro en las colecciones se presenta de manera

natural pero se incrementa en gran medida por el uso de técnicas inadecuadas en el

19

manejo de los ejemplares y el descuido en su ambiente de almacenamiento, esto

reduce la vida útil de los mismos y limita la conservación de las colecciones. Es

fundamental formular estrategias ante la necesidad de alternativas que contribuyan a

que el deterioro sea el mínimo posible; sin embargo, conocimiento acerca de la

preservación y manejo de colecciones biológicas en nuestro país es aún bastante

limitado, por lo cual este trabajo pretende subsanar en cierta medida la falta de

información, contribuir en la generación de bases teórico-prácticas para la adecuada

preservación de los ejemplares biológicos, suministrar una fuente de consulta para

cualquier colección biológica y por ende contribuir en la protección de nuestro

patrimonio histórico natural.

6.2. Objetivos

Brindar una herramienta de apoyo para el mantenimiento y diseño de un herbario

y micoteca.

Minimizar los niveles de contaminación biológica en las instalaciones de un

herbario y micoteca.

Establecer protocolos de limpieza de las colecciones.

6.3. Aspectos generales de un herbario y micoteca

6.3.1. Medidas de preservación

Dada la importancia que tienen las colecciones biológicas para la comunidad científica y

para la sociedad en general, es necesario garantizar la conservación satisfactoria de cada

uno de los ejemplares, los cuales deben ser transmitidos a generaciones futuras en el

mejor estado de conservación posible teniendo en cuenta los conocimientos y recursos

actuales, por esto, en las últimas décadas los aspectos relacionados con la conservación se

han convertido en una parte esencial en la gestión de las colecciones (Vargas, 2002).

El término conservación se refiere al mantenimiento de cada ejemplar y sus datos de tal

forma que se preserve tanto como sea posible su composición original durante un periodo

de tiempo lo suficientemente prolongado para aprovechar al máximo su vida útil

(Simmons, 2002). Esto comprende los planes y prácticas específicas relativas a su

protección frente al deterioro, incluyendo los métodos y técnicas a utilizar por el personal

(Girón, 1988). En consecuencia, se ha desarrollado el concepto de preservación

preventiva bajo la premisa: “es más fácil prevenir el deterioro que arreglarlo una vez éste

ha ocurrido” (Cato, 1991)

6.3.2. Sistema de manejo y administración

Una colección que no es manejada profesionalmente tiene un valor limitado (Cato, 1991).

Indudablemente, la adecuada conservación y crecimiento de una colección están

determinados por el buen manejo y administración que se le dé; el cual a su vez, depende

de la comunicación entre todo el personal incluyendo directivos, investigadores, técnicos

20

y auxiliares; además de su conservación para las futuras generaciones (Rodríguez &

Rojas, 1998).

6.3.3. Estructura organizacional del personal

La asignación y el número del personal dependen del tamaño e infraestructura de cada

colección, su misión, objetivos institucionales y del presupuesto con que cuente la

institución. Es muy importante contar con un personal bien formado y calificado

especialmente aquellas personas encargadas de la dirección o administración. El manejo

de una colección requiere capacitación, formación universitaria, técnica o profesional

adecuada y permanente, para entender completamente los aspectos relacionados con las

condiciones de trabajo, limitaciones y consecuencias de cualquier decisión o acción que

pueda realizar o recomendar. Además debe haber un diálogo cooperativo entre el personal

encargado y los usuarios de la colección para asegurar que todos los aspectos de manejo,

preservación y uso sean considerados antes de llevarse a cabo y así desempeñar su papel

en el funcionamiento y protección del patrimonio histórico natural (ICOM).

6.3.4. Monitoreo del estado de las colecciones

A nivel mundial las colecciones biológicas afrontan dificultades en cuanto a recursos

humanos y logísticos; por lo cual es necesario crear e implementar estrategias que

permitan hacer viable su conservación. Para esto, McGingley (1993) propuso un índice

que permite monitorear y evaluar la gestión de colecciones entomológicas; el cual puede

ser ajustado para ser utilizado en las diferentes colecciones existentes

6.3.5. Deterioro en las colecciones

El deterioro en las colecciones biológicas es considerado como cualquier cambio

indeseable en las propiedades de los materiales, que afectan las características de los

ejemplares. Todos los materiales que componen una colección presentan un deterioro o

envejecimiento natural; con el paso del tiempo los ejemplares y todos los materiales están

sometidos a procesos de naturaleza física, química y biológica (biodeterioro).

El deterioro se incrementa en las colecciones al someterlas a manejo inadecuado durante

la manipulación, mantenimiento y actividades de almacenamiento, exhibición, embalaje y

transporte. Adicionalmente puede estar asociado a restauraciones inadecuadas, así como a

condiciones ambientales no aptas para la preservación de las colecciones o favorables

para la presencia de agentes biológicos que pueden deteriorar los ejemplares (Pérez et al.,

1998). Los accidentes y desastres que se originen en el inmueble también constituyen una

causa de deterioro en las colecciones; por esto se debe estar preparado para evitarlos o

tomar medidas que disminuyan sus efectos en caso de que se presenten (Pérez et al.,

1998).

21

6.3.6. Agentes deteriorantes

El deterioro de las colecciones se puede producir por agentes específicos, intrínsecos o

extrínsecos a las colecciones y su uso; entre los cuales están agentes físicos (negligencia,

accidentes o desastres y condiciones ambientales inadecuadas como humedad,

temperatura e iluminación incorrectas), agentes biológicos o biodeterioro (alteraciones

producidas por bacterias, mohos u hongos, insectos, aves, roedores o vegetación), agentes

químicos como algunos insecticidas o fungicidas, adhesivos, productos de limpieza,

sustancias preservantes o fijadoras, colorantes para preparaciones y adicionalmente, el

medio ambiente atmosférico y contaminantes. Así, las colecciones se verán afectadas de

diferente forma según la naturaleza de los materiales depositados en ellas y por tanto las

rutinas de control serán diferentes (Barreriro et al., 1994).

6.4. Etapas para la preservación de ejemplares

Durante el proceso de preservación de los ejemplares en una colección biológica se deben

tener en cuenta una serie de etapas que garanticen su adecuada preservación, manejo y

procesos que determinan su uso futuro. Entre estas etapas se encuentran el ingreso de

ejemplares, cuarentena, preservación, etiquetado, catalogación, sistematización,

determinación o identificación taxonómica y almacenamiento.

6.4.1. Ingresos

Los métodos y técnicas de preservación dependen del uso posterior al que se destine el

ejemplar, al grupo al que pertenezca o a su condición de ingreso. Es fundamental tener en

cuenta algunas condiciones de ingreso en el momento de la llegada del ejemplar con el

fin de garantizar la calidad de los mismos y de sus datos asociados, además de otros

aspectos importantes en cuanto a su manejo, preparación, manejo y preparación. Estas

condiciones deben ser impuestas por los directivos e investigadores de cada colección de

acuerdo a su criterio; algunas se nombran a continuación:

Los ejemplares que van a ingresar a la colección deben presentar las características que

permitan su identificación taxonómica, además de sus datos asociados, entre los cuales

se deben encontrar como mínimo: localidad completa, fecha de colecta, y colector,

para realizar su registro en la colección; es de anotar que entre más datos posea el

ejemplar más valor científico adquiere.

Todos los ejemplares al ingresar en la colección deben someterse a revisión previa y a

un proceso de cuarentena, con el fin de controlar el desarrollo y proliferación de

agentes biodeteriorantes en la colección.

Las características morfológicas y todos los procedimientos realizados en el ejemplar

deben ser consignados en una libreta o etiqueta provisional; en la cual, se debe

especificar el número de colector para evitar que alguna parte del ejemplar pierda su

información asociada que posteriormente deberá ser incluida en el catálogo y en las

etiquetas definitivas.

22

Los ejemplares que no son montados inmediatamente después de su colecta deben

refrigerarse hasta el momento de la realización del montaje definitivo.

6.4.2. Cuarentena

La cuarentena es un proceso de aislamiento preventivo al que deben someterse todos los

ejemplares a ingresar en una colección o al ser reincorporados tras un préstamo o una

consulta. Este proceso consiste en congelar los ejemplares a una temperatura de -20 ºC

aproximadamente durante 48 horas para controlar el desarrollo de agentes

biodeteriorantes y evitar su proliferación en la colección.

6.4.3. Preservación

Este proceso consiste en preparar ejemplares biológicos en las debidas condiciones; se

debe tener especial cuidado en la realización de este proceso debido a que el valor y uso

de un ejemplar depende en gran medida del cuidado con el que se realice; un ejemplar

mal preservado probablemente terminará desechándose (Katinas, 2001).

6.4.4. Etiquetado

Las etiquetas contienen la información que se conozca acerca de cada ejemplar y son

parte fundamental de la identidad del registro biológico; esta es una etapa muy

importante, pues es allí donde se adjunta al ejemplar la información que llevará

permanentemente, sin la cual, pierde todo su valor. Es fundamental anexar cualquier tipo

de información que pueda ser importante para futuros estudios que se realicen con este

ejemplar, a partir de la cual, se pueden generar innumerables investigaciones lo que

incrementa en gran medida el valor científico del espécimen (Wheeler et al., 2001).

6.4.5. Catalogación

El proceso de catalogación consiste en asignar a cada ejemplar que ingresa en la

colección un número único consecutivo de acuerdo a los registros existentes; el cual se

conoce como el número de catálogo y va acompañado del acrónimo de la colección. Este

número representa la identidad del registro biológico y permite acceder a la totalidad de

datos que se conozcan acerca de cada ejemplar, por lo cual, en ningún caso debe ser

reasignado a otro ejemplar.

6.4.6. Sistematización

El proceso de sistematización consiste en anexar la totalidad de información que se

conozca acerca de cada ejemplar en la base de datos de la colección. Esto se realiza con el

fin de proporcionar una herramienta útil para el manejo de la información, obtener datos

específicos y actuales de cada ejemplar y agilizar la consulta de las colecciones; de tal

forma que se encuentre al servicio no sólo de los investigadores asociados sino también

para el público general interesado en los registros biológicos.

Al finalizar el proceso, los ejemplares sistematizados se marcan e incluyen en los

archivadores de la colección, según el orden establecido. Se recomienda que este

procedimiento sea realizado por una persona que tenga conocimientos tanto en el área de

sistemas (bases de datos) como en el área de la biología, sistemática o taxonomía, para

evitar errores en el ingreso de la información.

23

6.4.7. Determinación taxonómica

Consiste en asignar al ejemplar una categoría taxonómica hasta el nivel más específico

posible. Para este proceso por lo general es necesario utilizar, instrumentos ópticos

(estereoscopio) y bibliografía especializada para claves taxonómicas de diagnosis o

descripciones originales de los taxa e incluso datos de distribución

Este proceso debe realizarse por profesionales especializados en cada grupo. La

determinación de los ejemplares generalmente se realiza por los curadores o encargados

de cada colección; sin embargo, existe otra alternativa la cual es enviar los ejemplares

junto con su información asociada, en calidad de préstamo, donación o canje a otras

colecciones o a especialistas en los diferentes grupos tanto nacionales como extranjeros,

quienes posteriormente retornan las determinaciones. Adicionalmente, se puede utilizar la

información que se encuentra disponible en las bases de datos de Internet de algunas

colecciones (Rodríguez & Rojas, 2002).

6.4.8. Depósito o almacenamiento

Una vez realizados los procesos anteriormente descritos, los ejemplares deben ser

almacenados en un lugar dedicado única y exclusivamente para esta función. El espacio

dedicado a la permanencia de las colecciones ocupará uno o varios salones debidamente

identificados, los cuales a su vez tendrán archivadores numerados según los criterios de

cada colección, de tal forma que se pueda identificar el sitio donde se encuentra cada

ejemplar y localizarlo o extraerlo rápido y fácilmente. El sitio de reserva o

almacenamiento es un elemento fundamental en la conservación de las colecciones; se

debe tener en cuenta que en este sitio los ejemplares están en espera de ser tratados, no

abandonados; (Barreriro et al., 1994), por esta razón, se deben tener en cuenta las

condiciones generales y específicas de cada ejemplar y los materiales que lo componen;

además de las condiciones ambientales generales, las cuales deben mantenerse

controladas para evitar causar deterioro. Se recomienda que los ejemplares tipo sean

almacenados en archivadores separados de la colección general con el fin de protegerlos

en caso de accidentes, desastres u otros factores de riesgo que puedan presentarse.

7. Mantenimiento de un herbario y micoteca

7.1. Actualizar permanentemente la nomenclatura de la colección

Para alcanzar una actualización constante, es necesario contar con revisión de literatura

reciente teniendo como fuente las publicaciones de las revistas botánicas nacionales e

internacionales (labor que desarrollan los curadores del Herbario), así como el personal

científico (especialistas en familias botánicas), y por ultimo préstamos de material vegetal

y canje de plantas por revistas. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 31-52; Instituto

Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-37)

7.2. Canje y préstamos

Este es un mecanismo para enriquecer las colecciones y para facilitar el desarrollo de

trabajos de investigación como revisiones taxonómicas. Estas gestiones se deben

adelantar a nivel institucional para evitar los excesivos trámites de tipo oficial, entre

Herbarios nacionales y extranjeros. El canje se puede hacerse plantas por plantas, o

24

plantas por publicaciones, o plantas por elementos para el Herbario como láminas de

aluminio computadores, microscopios, estereoscopios, etc. No se recomienda prestar los

Tipos, se facilitan fotos a color. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 31-52; Instituto

Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-37)

7.3. Fumigación

Esta es una labor que se debe adelantar por lo regular cada seis meses, contratando para

ello los servicios de una empresa de fumigación y en caso de no ser posible, se

recomienda hacerla mediante la colocación de tres pastas de fostoxin por cada armario, el

cual se cierra herméticamente sellando todas las ranuras con cinta de enmascarar y

dejando cerrado el Herbario durante cuatro días por lo menos, para que los vapores

tóxicos que exhala el fostoxin dos horas después de dejar las pastas en los armarios, no

vaya a intoxicar ninguna persona. Los Herbarios existentes en lugares de clima cálido y

medio (entre 0 y 2000 msnm), están más expuestos al ataque de mayor número de

depredadores que los que se encuentran en clima frío, razón por la cual deben estar en

pisos de niveles superiores al primero. (Calvo 2001 pp 1-3; Nieves s.f. pp 3-14; Ogaz,

Moroni 2008 pp 17-18; Rust 1993 pp 1-8; Simmons y Muñoz-Saba 2005 pp 177-189)

Los principales enemigos de las plantas de los Herbarios son los coleópteros

(curcolionidos), los pescaditos de plata y los hongos. Lasioderma serricorne, Stegobium

panicum y Atropeas divinatoria presentan un estado larval que dura de 70 a 90 días, sin

embargo hay familias de vegetales resistentes a los ataques de estos como las

Bignoniaceae, Gesneriaceae, Pinaceae, Acanthaceae, Rutaceae, Moraceae, etc. Mientras

que hay otras familias muy susceptibles al ataque de estas plagas como las compuestas o

Asteraceae, Solanaceae y Umbeliferae o Apiaceae. (Gutiérrez y Caselles 1998 pp 49-50;

Nieves s.f. b pp 6-7).

Las colecciones después de haber sido sometidas a secado, se recomienda pasarlas por el

enfriador a temperatura de -18ºC a -20ºC durante 48 horas, luego se pueden fumigar con

Baygon líquido usando aerosol. También se recomienda mantener en los armarios bolas

de naftalina y tener las puertas de los armarios cerrados. (Bringas Botello s.f. pp 3-10;

Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 56-65).

Al recinto donde está la colección no se debe entrar material vegetal sin antes ser tratado

en la sección de recepción y secado. Tampoco se recomienda mantener plantas vivas

dentro del Herbario por ser un atractivo para diversos depredadores de la colección. El

horno microondas también puede ser utilizado para destruir depredadores de las plantas.

Para controlar hongos se puede fumigar con formol al 10%. Todo ejemplar antes de entrar

a la colección, debe pasar por enfriamiento o por lo menos haber sido fumigado con

insecticidas comerciales o con formol al 10%.

7.4. Administración del herbario y micoteca

Un Herbario debidamente organizado cuenta con un Director, curadores (especialistas en

diversos grupos de vegetales), auxiliares del Herbario, Secretaria y Operario que atienda

la biblioteca y consultas más elementales. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 31-52;

Instituto Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-37)

25

7.5. Diseño de un herbario y micoteca

7.5.1. Recepción

Es importante que haya un espacio para recibir al público y recibir el material. Aquí se

pueden exhibir exposiciones temporales de temas relacionados con plantas y

publicaciones.

7.5.2. Área de secado

Debe existir suficiente espacio para que varias personas trabajen simultáneamente.

También se debe contar con un espacio para almacenar todos los materiales requeridos

para el secado del material.

7.5.3. Cuarentena

Contar con un espacio para ubicar al menos un congelador, que será indispensable para

realizar la labor de cuarentena del material. Bolsas plásticas y etiquetas para rotulación

deben ser parte de esta sección.

7.5.4. Zona de trabajo

Son sitios destinados para el proceso de muestras en general; pueden incluirse el área de

digitación, montaje, empaquetado y envío, área para identificación, digitalización de

imágenes y biblioteca.

7.5.5. Oficinas

Lugar que permite mayor privacidad para trabajar. Si existen los recursos económicos se

debería incluir una mesa de trabajo, un computador, un estereoscopio, gabinete para

colocar especímenes temporalmente en estudio y una biblioteca personal.

7.5.6. Espacio para descanso y alimentación

Área donde el personal puede consumir sus alimentos. Además, si presenta un buen

diseño podría convertirse en una sala para reuniones, charlas y conferencias. Esta área

debe estar separada de las áreas de trabajo y colecciones, con el fin de no contaminar a los

especímenes.

7.5.7. Área de colección

El espacio para colecciones secas no debe poseer ventanas, porque la luz ultravioleta que

se filtra afecta a largo plazo a los especímenes. La iluminación dentro de dicha sala debe

ir de acuerdo con la distribución y el tipo de gabinetes que se utilicen. En la medida de lo

posible, evitar que la luz de los fluorescentes no dé directamente sobre los especímenes,

para que los rayos ultravioleta no les afecten. Los pisos y cielo raso deben ser sellados por

completo. Para las puertas de entrada se recomienda un sistema de doble puerta para

disminuir la contaminación y los cambios bruscos de temperatura.

26

7.5.8. Limpieza y desinfección

Las esporas se encuentran en todas partes del ambiente, un brote inesperado dentro de una

colección es indicativo de un cambio en el ambiente que permite el desarrollo de las

esporas. Las especies de moho que atacan más frecuentemente las colecciones, se

desarrollan y crecen cuando la humedad relativa alcanza o sobrepasan los nivel de 70% a

75%. Las temperaturas altas, la falta de circulación de aire, la escasez de luz y el polvo

acumulado ayudan y aceleran el crecimiento fúngico una vez brotado, pero solamente una

humedad relativa alta y la humedad del sustrato pueden iniciar y seguir generando el

crecimiento de hongos.

7.5.9. Implementos necesarios para la limpieza

Usar máscara con un filtro de alta eficacia para retener las partículas. No una simple

máscara contra el polvo.

Usar guantes desechables.

Usar gafas o anteojos protectores.

Usar traje guardapolvo, o bata de laboratorio, preferiblemente desechables.

Usar cofia.

En forma periódica y programada desinfectar el equipo no desechable.

Lavar las batas de laboratorio y otras prendas de uso en el laboratorio con detergente

y agua caliente.

Limpiar los respiradores o máscaras con isopropanol, alcohol al 70% o Lysol, y

cambiar los filtros del aire acondicionado periódicamente.

7.6. Procesamiento de especímenes botánicos

7.6.1. Herborización de plantas

Paso Riesgo



equipo de colecta




Selección de muestra a colectar Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con



colección

27



desinfectarse después y antes de su uso, adicionalmente debe

tenerse precaución de contaminación ambiental

Preparación de herborización El riesgo está representado por la suma de los riesgos


Almacenaje temporal Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Transporte Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de



uso

Secado Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Cuarentena Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia







cuarentena

7.6.2 Semillas para Index Seminum

Paso Riesgo



equipo de colecta







colección

28








uso




Limpieza Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia




Análisis de pureza Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia




Prueba de germinación Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia







cuarentena

7.6.3 Herborización de hongos macroscópicos

Paso Riesgo



equipo de colecta




29




colección





Preparación de herborización El riesgo está representado por la suma de los riesgos








uso

Secado Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia



Cuarentena Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia







cuarentena

8 Programa general de limpieza de limpieza

El protocolo de limpieza es una guía para fortalecer los procesos de prevención del

deterioro de las colecciones científicas. Esta guía tiene como objetivo proveer a los

usuarios los elementos generales necesarios y las acciones requeridas para mantener el

estado de limpieza y salubridad de las colecciones como mecanismo de prevención de

aparición, florecimiento o ingreso de agentes contaminantes y/o deteriorantes. (Marco

2008)

30

Limpieza es el conjunto de operaciones que permiten eliminar la suciedad visible

o microscópica. Estas operaciones se realizan mediante productos detergentes

elegidos en función del tipo de contaminantes y las superficies donde se acumula.

Desinfección conjunto de operaciones que tienen como objetivo la reducción

temporal del número de microorganismos vivos y la destrucción de los patógenos

y alterantes.

Fumigación combatir mediante humo, gas o vapores adecuados así como polvos

en supervisión las plagas de insectos y otros organismos nocivos.

9 Propuesta de programa de limpieza

A continuación se presentan las principales recomendaciones generales para mantener las

áreas de la colección científica en buenas condicione

Superficie Frecuencia Proceso Responsable

principal

Piso Diaria Limpieza y

desinfección Personal de limpieza

Pared Mensual Limpieza y


Exterior del armario Diaria Limpieza y


Interior del armario Semanal Limpieza Responsable de la

colección

Exterior de gaveta Diaria Limpieza y


Interior de gaveta Semanal Limpieza Responsable de la

colección

Pieza de colección Mensual Limpieza Responsable de la

colección

Ventanas Diaria Limpieza Personal de limpieza

Cedazos / cubiertas de

ventana Semanal

Limpieza y


Ventiladores Diaria / semanal Limpieza / limpieza y


Sistema de aire

acondicionado Mensual

Limpieza y

desinfección

Personal de limpieza /

empresa de

mantenimiento

Deshumificador Diaria / mensual Limpieza / limpieza y

desinfección

Personal de limpieza /

empresa de

mantenimiento

31

Material de colecta Según requerimiento Limpieza y

desinfección

Responsable de la

colección /

investigadores /

usuarios

Material de

procesamiento de

piezas

Según requerimiento Limpieza y

desinfección

Responsable de la

colección /

investigadores /

usuarios

Equipo de colecta Según requerimiento Limpieza y

desinfección

Responsable de la

colección /

investigadores /

usuarios

Equipo de

procesamiento de

piezas

Según requerimiento Limpieza y

desinfección

Responsable de la

colección /

investigadores /

usuarios

Mesa de trabajo Diaria Limpieza Personal de limpieza

Colección científica Anual Fumigación Empresa de

mantenimiento

10 Recomendaciones generales

Limpiar los espacios interiores de los armarios regularmente para evitar el

acumulo de partículas y remover los huevos, dado tienen poca adherencia.

Sacudir los objetos donde se han hallado polillas o vestigios de daños por las

mismas regularmente cada 30 días.

Revisar objetos potenciales de ser atacados por polillas regularmente, si no sufren

daño expóngalos a luz solar para reforzar la eliminación de larvas y huevos.

Fumigar áreas afectadas y cercanas cada 12 meses.

10.6 Antes de fumigar

Realizar una limpieza profunda del área.

Cerrar todas las ventanas o accesos de aire.

Apagar equipos eléctricos, particularmente aire acondicionado y ventiladores.

Desocupar áreas afectadas donde se observa la mayor actividad de plagas.

Si es posible retirar los muebles a unos 30 cms. de las paredes.

Contar el mínimo de personal necesario el día de fumigación.

Si cuenta con un área jardinizada cercana cortar la grama lo más corto posible.

10.7 Después de fumigar

Cerrar completamente el área de fumigación de 2 – 4 horas.

32

Después de 2 horas, ventilar bien durante 2 horas (o más si queda olor) antes de

volver a entrar.

Limpiar superficies no antes de 24 horas después de fumigar.

11 Metodologías de evaluación de colecciones

Con el fin de lograr una adecuada administración de la colección se considera relevante y

necesario el levantamiento de censos periódicos (mensuales, semestrales, anuales) según

los requerimientos, capacidades, disponibilidad de recursos de cada colección. El mismos

tiene como objetivo principal poder identificar la cantidad de ejemplares existentes, la

calidad de los mismos y las condiciones en los cuales se hallan. A continuación se

presenta una propuesta de elaboración propia para evaluación de las colecciones. La

misma se desagrega en componentes y al final del lado derecho se coloca una columna de

observaciones donde se describe la razón principal para colectar la información solicitada,

la cual sirve como referente sobre la función que tendrán los parámetros durante el

proceso de evaluación.

La propuesta se basa en el esquema de la Matriz de Leopold para evaluaciones de

estudios de impacto ambiental y se dividió en seis componentes para facilitar el proceso

de registro de las variables y el análisis individual de cada uno de los componentes. La

separación en componente facilita el proceso de identificación cuál área de trabajo debe

ser reforzada en cada situación individual, así como la adición de variables propias según

sea requerido. Un factor que también se considera una ventaja con este esquema de

trabajo es la asignación de responsabilidades de monitoreo y seguimiento a las acciones

planteadas. La propuesta se basa en metodologías mencionadas por Borrell Saburit (s.f.),

Checley-Scott (s.f), Dardes 1998, De Tapol (s.f.), Frost y Briceño 1995, Gómez et al 2004

y Ogden 2000.

Componente 1 Información general la información proporcionada en este componente

corresponde a los detalles de gestión de la colección a evaluar, así como de la institución

o estructura administrativa principal con la cual se halla vinculada

Componente 2 Administración la información proporcionada en este componente

corresponde a los protocolos de trabajo, el objetivo es identificar si la colección cuenta

con instrumentos y guías de funcionamiento que permitan una adecuada administración y

gestión de la misma

Componente 3 Limpieza y mantenimiento de infraestructura física la información

proporcionada en este componente corresponde a los protocolos de trabajo

particularmente focalizada en la higiene general de los espacios de trabajo,

almacenamiento, curación y movilización de las piezas de colección, el objetivo es

identificar si la colección cuenta con instrumentos, guías de funcionamiento que permitan

un adecuado ambiente. Las variables de medida se enfocan en potenciales factores y/o

elementos contaminantes y/o deteriorantes, tanto internos como externos del área de

almacenamiento.

33

Componente 4 Limpieza y mantenimiento de estanterías la información

proporcionada en este componente corresponde a los protocolos de trabajo

particularmente focalizada en la higiene general de los espacios de trabajo,

almacenamiento, el objetivo es identificar si la colección cuenta con instrumentos, guías

de funcionamiento que permitan un adecuado ambiente. Las variables de medida se

enfocan en potenciales factores y/o elementos contaminantes y/o deteriorantes, tanto

internos como externos del área de almacenamiento. Particularmente las estanterías como

mecanismos de preservación del microambiente.

Componente 5 Limpieza y mantenimiento de ejemplares y medios de

almacenamiento la información proporcionada en este componente corresponde a los

protocolos de trabajo particularmente focalizada en potenciales factores y/o elementos

contaminantes y/o deteriorantes, tanto intrínsecos o extrínsecos de las piezas de

colección, así como los medios de preservación y exhibición

Componente 6 Control ambiental la información proporcionada en este componente

corresponde a los protocolos de trabajo particularmente focalizada en la higiene

ambiental que deriva en la higiene general de los espacios de trabajo, almacenamiento,

curación y movilización de las piezas de colección, el objetivo es identificar si la

colección cuenta con instrumentos, guías de funcionamiento que permitan un adecuado

ambiente. Las variables de medida se enfocan en potenciales factores y/o elementos

contaminantes y/o deteriorantes ambientales

34

12 Referencias

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32. Rodríguez, M. Un punto de vista sobre la conservación preventiva del patrimonio.

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bibliotecas, con particular referencia a las que padecen climas tropicales: un estudio

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Naciones Unidas para la Educación, la Ciencia y la Cultura. Francia

248

ANEXO 29

Parte Frontal: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Museos

249

Parte Interna: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Museos

250

ANEXO 30

Parte Frontal: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Herbarios

251

Parte Interna: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Herbarios

252

ANEXO No. 31

Listado de cepario fúngico


No. Código de la cepa Género Método de conservación

Herbario BIGU

1 BIGU i Oct 1 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

2 BIGU i Oct 2 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

3 BIGU i Oct 3 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

4 BIGU i Oct 4 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

5 BIGU e Oct 5 Aspergillus terreus. Sabouraud + aceite mineral

6 BIGU e Oct 6 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

7 BIGU e Oct 7 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

8 BIGU e Oct 8 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

9 BIGU e Oct 9 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral

10 BIGU e Oct 10 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral



13 BIGU i Nov 13 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral

14 BIGU i Nov 14 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

15 BIGU i Nov 15 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral

16 BIGU i Nov 16 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral



19 BIGU e Nov 19 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

20 BIGU e Nov 20 Aspergillus niger. Sabouraud + aceite mineral

21 BIGU e Nov 21 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral



24 BIGU e Dic 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

25 BIGU i Dic 25 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

26 BIGU i Dic 26 Paecilomyces sp. Sabouraud + aceite mineral

27 BIGU e Ene 27 Scopulariopsis brevicaulis Sabouraud + aceite mineral

253

28 BIGU e Ene 28 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

29 BIGU e Ene 29 Aspergillus flavus. Sabouraud + aceite mineral

30 BIGU e Feb 30 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral

31 BIGU e Mar 31 Cryptococcus humicula Sabouraud + aceite mineral

32 BIGU i Mar 32 Candida Krusei/inconspicua Sabouraud + aceite mineral

Sección de Macrohongos del Herbario BIGU

33 Anexo BIGU i Oct 1 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral



36 Anexo BIGU i Oct 4 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

37 Anexo BIGU i Oct 5 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral


39 Anexo BIGU i Oct 7 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral








47 Anexo BIGU i Oct 15 Afín moniliales Sabouraud + aceite mineral

48 Anexo BIGU e Oct 16 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

49 Anexo BIGU e Oct 17 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

50 Anexo BIGU e Oct 18 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

51 Anexo BIGU i Nov 19 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

52 Anexo BIGU i Nov 20 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

53 Anexo BIGU e Nov 21 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral

54 Anexo BIGU i Nov 22 Aspergillus niger. Sabouraud + aceite mineral

55 Anexo BIGU i Nov 23 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

56 Anexo BIGU i Nov 24 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral

57 Anexo BIGU i Dic 25 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

254

58 Anexo BIGU i Dic 26 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

59 Anexo BIGU i Ene 27 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

60 Anexo BIGU i Feb 28 Candida famata Sabouraud + aceite mineral

61 Anexo BIGU i Feb 29 Candida guillermondii. Sabouraud + aceite mineral

62 Anexo BIGU i Mar 30 Cryptococcus laurntti Sabouraud + aceite mineral

63 Anexo BIGU i Mar 31 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta MICG

64 Micoteca i Oct 1 Aspergillus ferreus. Sabouraud + aceite mineral

65 Micoteca i Oct 2 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

66 Micoteca i Oct 3 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

67 Micoteca i Oct 4 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

68 Micoteca i Oct 5 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral





73 Micoteca i Oct 10 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral


75 Micoteca i Oct 12 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

76 Micoteca i Oct 13 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral

77 Micoteca e Oct 14 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

78 Micoteca e Oct 15 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral


80 Micoteca e Oct 17 Rhizopus sp Sabouraud + aceite mineral


82 Micoteca e Oct 19 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral


84 Micoteca e Oct 21 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral


86 Micoteca i Nov 23 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

87 Micoteca e Nov 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

255

88 Micoteca e Nov 25 Scopulariopsis sp. Sabouraud + aceite mineral

89 Micoteca e Nov 26 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

90 Micoteca i Nov 27 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral


92 Micoteca i Nov 29 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral




96 Micoteca i Dic 33 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

97 Micoteca i Dic 34 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

98 Micoteca i Dic 35 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

99 Micoteca i Feb 36 Cladosporiumhervarum Sabouraud + aceite mineral

100 Micoteca i Feb 37 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

101 Micoteca i Feb 38 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

102 Micoteca i Feb 39 Cryptococcus laurentii Sabouraud + aceite mineral

Index Seminum

103 Index Seminum i Oct 1 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

104 Index Seminum i Oct 2 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

105 Index Seminum i Oct 3 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral



108 Index Seminum i Oct 6 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral


110 Index Seminum i Oct 8 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral


112 Index Seminum i Oct 10 Aspergillusterreus. Sabouraud + aceite mineral


114 Index Seminum e Oct 12 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

115 Index Seminum e Oct 13 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

116 Index Seminum i Nov 14 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

117 Index Seminum i Nov 15 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

256

118 Index Seminum i Nov 16 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

119 Index Seminum i Nov 17 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

120 Index Seminum e Nov 18 Rhizopus sp Sabouraud + aceite mineral

121 Index Seminum e Nov 19 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

122 Index Seminum e Nov 20 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

123 Index Seminum i Nov 21 Scopulariopsis sp. Sabouraud + aceite mineral



126 Index Seminum e Nov 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

127 Index Seminum i Dic 25 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

128 Index Seminum i Dic 26 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

129 Index Seminum i Dic 27 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

130 Index Seminum i Ene 28 Cladosporiumhervarum. Sabouraud + aceite mineral

131 Index Seminum i Ene 29 Prototheca wickerhamii. Sabouraud + aceite mineral

132 Index Seminum i Feb 30 Candida famata. Sabouraud + aceite mineral

133 Index Seminum e Mar 31 Cryptococcus humicola Sabouraud + aceite mineral

134 Index Seminum e Mar 32 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

Herbario de la Universidad de San Carlos de Guatemala -USCG-

135 USCG e Oct 1 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

136 USCG e Oct 2 Aspergillus niger. Sabouraud + aceite mineral

137 USCG e Oct 3 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

138 USCG e Oct 4 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

139 USCG e Oct 5 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral

140 USCG e Oct 6 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

141 USCG e Oct 7 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

142 USCG i Oct 8 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral

143 USCG i Oct 9 Syncephalastrum racemosum. Sabouraud + aceite mineral

144 USCG e Nov 10 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

145 USCG e Nov 11 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

146 USCG e Nov 12 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

147 USCG e Nov 13 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

257

148 USCG e Nov 14 Morfoespecie. Sabouraud + aceite mineral

149 USCG i Nov 15 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

150 USCG i Nov 16 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

151 USCG i Nov 17 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

152 USCG e Dic 18 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

153 USCG e Dic 19 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

154 USCG i Dic 20 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

155 USCG i Dic 21 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral

156 USCG i Ene 22 Syncephalastrum racemosum. Sabouraud + aceite mineral

157 USCG i Ene 23 Rhodotorula minuta. Sabouraud + aceite mineral

158 USCG e Ene 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

159 USCG e Mar 25 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral

MUSHNAT

160 MUSHNAT e Oct 1 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

161 MUSHNAT e Oct 2 Paecilomyces sp. Sabouraud + aceite mineral

162 MUSHNAT e Oct 3 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

163 MUSHNAT e Oct 4 Paecilomyces sp. Sabouraud + aceite mineral

164 MUSHNAT e Oct 5 Morfoespecie. Sabouraud + aceite mineral


166 MUSHNAT e Oct 7 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

167 MUSHNAT e Oct 8 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral


169 MUSHNAT i Oct 10 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

170 MUSHNAT i Oct 11 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

171 MUSHNAT i Oct 12 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

172 MUSHNAT i Oct 13 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

173 MUSHNAT i Oct 14 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral

174 MUSHNAT i Nov 15 Aspergillus oryzae. Sabouraud + aceite mineral

175 MUSHNAT i Nov 16 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

176 MUSHNAT e Nov 17 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

177 MUSHNAT e Nov 18 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

258

178 MUSHNAT e Nov 19 Aspergillus mieus Sabouraud + aceite mineral


180 MUSHNAT i Nov 21 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

181 MUSHNAT i Nov 22 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

182 MUSHNAT i Nov 23 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral


184 MUSHNAT i Nov 25 Aspergillusniger. Sabouraud + aceite mineral

185 MUSHNAT i Nov 26 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

186 MUSHNAT i Dic 27 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

187 MUSHNAT i Ene 28 Geotrichum Klebahnii. Sabouraud + aceite mineral

188 MUSHNAT e Ene 29 Candida famata. Sabouraud + aceite mineral

189 MUSHNAT e Ene 30 Scopulariopsis brevicaulis. Sabouraud + aceite mineral

190 MUSHNAT e Ene 31 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

191 MUSHNAT i Feb 32 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

192 MUSHNAT e Feb 33 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral

193 MUSHNAT e Mar 34 Cryptococcus humicula Sabouraud + aceite mineral

MUSAC

194 MUSAC e Oct 1 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

195 MUSAC e Oct 2 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral


197 MUSAC e Oct 4 Rhizopus sp Sabouraud + aceite mineral


199 MUSAC e Oct 6 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

200 MUSAC e Oct 7 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral


202 MUSAC i Oct 9 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

203 MUSAC i Oct 10 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

204 MUSAC i Oct 11 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

205 MUSAC i Nov 12 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

206 MUSAC i Nov 13 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

207 MUSAC i Nov 14 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral

259

208 MUSAC i Nov 15 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral

209 MUSAC e Nov 16 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

210 MUSAC e Nov 17 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

211 MUSAC e Nov 18 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

212 MUSAC i Dic 19 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

213 MUSAC i Dic 20 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral



216 MUSAC i Dic 23 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral


218 MUSAC i Ene 25 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

219 MUSAC i Ene 26 Aspergillus floculosus. Sabouraud + aceite mineral

220 MUSAC i Ene 27 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral

221 MUSAC i Ene 28 Scopulariopsis brevicaulis. Sabouraud + aceite mineral

222 MUSAC e Ene 29 Penicillium chrysogenum. Sabouraud + aceite mineral

223 MUSAC e Ene 30 Cladosporium

cladosporioides.

Sabouraud + aceite mineral

224 MUSAC e Ene 31 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

225 MUSAC e Feb 32 Rhodotorula mucilaginosa Sabouraud + aceite mineral

226 MUSAC e Feb 33 Cryptococcus laurntti Sabouraud + aceite mineral

227 MUSAC e Feb 34 Trichopyton sp. Sabouraud + aceite mineral

228 MUSAC e Feb 35 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral

229 MUSAC e Feb 36 Penicillium floccosum Sabouraud + aceite mineral

230 MUSAC i Mar 37 Cryptococcus albidus Sabouraud + aceite mineral

231 MUSAC mural 38 Cryptococcus albidus Sabouraud + aceite mineral

232 MUSAC mural 39 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral


260

ANEXO 32

Diseño del área interior del Herbario BIGU, ubicado en el segundo nivel del edificio T-10

Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia dentro de la Universidad de San Carlos de

Guatemala

El Herbario BIGU se encuentra ubicado en la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia,

Universidad de San Carlos de Guatemala 2do. Nivel Edificio T-10. El ingreso al área

cuenta con una puerta de madera la cual permanece abierta, un pasillo con piso de granito

seguido por la puerta que da ingreso al área de trabajo. El piso del establecimiento es de

granito, todas las paredes son de concreto, una pared tiene ventanas las cuales son de paleta,

el lugar cuenta con aire acondicionado y deshumidificador, el techo es de concreto. El área

de trabajo cuenta con dos mesas de madera, cuatro anaqueles de metal, dos archiveros de

madera, y una oficina con dos escritorios de madera.

261

ANEXO 33

Diseño del área interior de la sección de macrohongos del herbario BIGU, ubicado en el

segundo nivel del edificio T-10 Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, USAC.

La sección de macrohongos del Herbario BIGU se encuentra ubicada en el segundo nivel

del edificio T10 de la Universidad de San Carlos de Guatemala, zona 12 ciudad

capital. El piso del local es de granito, tres paredes son de concreto y una pared la mitad

es de concreto y la otra mitad tiene ventanas de las cuales tres son de apertura en bisagra,

el lugar no cuenta con aire acondicionado ni deshumidificadores, el techo es de concreto,

y la puerta de entrada al lugar es de metal. El área de trabajo cuenta con tres mesas de

madera, en el fondo se encuentran los estantes que son de metal, cuenta con un lavadero,

un escritorio y dos archiveros de metal.

262

ANEXO 34

Diseño del área interior de la micoteca de la unidad de investigación de BIOTAH,

ubicado en el segundo nivel del edificio T-12 Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia,

USAC

El área de de la micoteca, se encuentra ubicada en la Facultad de Ciencias Químicas y

Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala 2ª nivel, Edificio T-12. El piso

del establecimiento es de granito, todas las paredes son de concreto, una pared tiene

ventanas de las cuales son de paleta en el área superior, el lugar no cuenta con aire

acondicionado ni deshumidificador, el techo es de concreto, no cuenta con puerta de

entrada al lugar únicamente la que colinda con el pasillo, la cual es de madera. El área de

trabajo cuenta con una mesa de madera, dos anaqueles de metal.

263

ANEXO 35

Diseño del área interior del herbario USCG, ubicado en las instalaciones del Jardín

Botánico zona 10

El piso del local es de madera, las cuatro paredes son de concreto, el lugar no cuenta con

ventanas o entrada de luz natural, al en el fondo del reciento se encuentra ubicado el aire

acondicionado de pared, el techo está conformado por tablas de madera, y la puerta de

entrada al lugar es de madera.

El mobiliario que posee son veinticuatro armarios de metal distribuidos de manera

longitudinal abarcando todo el inmueble, también cuenta con un armario de madera

mesas de madera, y tres deshumidificadores repartidos en distintos puntos del local.

264

ANEXO 36

Diseño del área interior del Index Seminum, ubicado en las instalaciones del Jardín

Botánico zona 10

El local cuenta con dos caminos pavimentados que anexan con el Jardín Botánico. La

superficie del suelo del interior es de cemento liso, posee cinco paredes de concreto,

ventanas de apertura en bisagra, el techo es cielo falso de páneles de tabla yeso, posee

dos divisiones parciales con tabiques de madera, y las puertas de lugar son de metal.

El área de trabajo cuenta con tres mesas de madera, en el fondo se encuentran dos

estantes de madera donde se desecan las semillas, también cuenta con un lavadero, un

escritorio de madera, un archivero de metal y una refrigeradora. El área administrativa

cuenta con un total de diez archiveros de metal, tres escritorios de madera y dos estantes

de biblioteca.

265

ANEXO 37

Diseño del área interior del MUSHNAT, ubicado en la zona 10 ciudad capital

El MUSHNAT está formado por doce salones de exposiciones, el piso de los salones es

de granito, las paredes son de concreto y las puertas son de metal, El techo de algunos

salones es cielo falso y el de otros de concreto. Los salones cuentan con diferentes tipos

de colecciones, para su exposición cuentan con vitrinas de madera de diferentes tamaños.

La bodega de reparación cuenta con varias estanterías de madera dañada y algunas mesas

del mismo material.

El exterior del jardín cuenta con pasillos con piso de granito y techo de madera, las

paredes son de concreto. En el centro se encuentra un área verde, la cual cuenta con

mesas bajo techo y con jardines y árboles pequeños.

266

ANEXO 38

Diseño del área interior del MUSAC, ubicado en la zona 1 ciudad capital

El MUSAC cuenta con una estructura de techo de concreto, piso de piedra y con

estructuras de arcos. En el centro del patio se encuentra una fuente la cual se encuentra en

un espacio abierto. Las puertas de los distintos salones que se encuentran a su alrededor

son de madera. También se encuentran ubicadas en los pasillos algunas macetas con

plantas decorativas.

Los puntos a muestrear, se encuentran ubicados en dos salones del museo. El primero

salón es un vestíbulo cuya característica principal es contener el mural “Tierra Fértil”, el

otro salón es una biblioteca, la cual alberga una colección de libros antiguos.

267

ANEXO 39

Diseño del área interior del salón del mural dentro de las instalaciones del MUSAC,

ubicado en la zona 1 ciudad capital.

El piso del salón del mural es de piedra laja, las paredes son de concreto con un zócalo de

madera. El cuarto cuenta con dos puertas, ambas de madera una da hacia la 10 calle de la

zona 1, mientras que la otra puerta, conecta al auditórium principal del MUSAC. En el

mismo salón se encuentran ubicados los sanitarios, con los servicios básicos. Frente a los

sanitarios se encuentra Un mural, el cual está pintado al fresco con cubierta de pintura

vinílica. En el cuarto se mantienen permanentemente dos deshumidificadores.

268

ANEXO 40

Diseño del área interior la biblioteca dentro de las instalaciones del MUSAC, ubicado en

la zona 1 ciudad capital

La biblioteca cuenta con una planta baja y una planta alta, en ambos niveles se

encuentran ubicadas estanterías de madera a lo largo de las paredes, en dichas estanterías

se encuentran colocados libros antiguos. El piso de la planta baja es de piedra laja

mientras que el del segundo nivel es de madera. Las escaleras que conducen al segundo

nivel son de madera con barandales del mismo material. Cuenta con tres escritorios de

madera. La puerta es de madera y no cuenta con ningún tipo de ventanas. En el techo

existe una bóveda, ubicada al centro.

269

PARTE V

V.1 INFORME FINANCIERO, DESCRIPCIÓN DE PRESUPUESTO Y TRANSFERENCIAS

FICHA DE EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA

LINEA: FODECYT

Nombre del Proyecto:"Evaluación de la contaminación del aire por hongos microscópicos enalgunos museos, herbarios y colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala" Numero del Proyecto: 028-2011

01/08/2011

Investigador Principal y/o Responsable del Proyecto: DRA. KARIN LARISSA HERRERA AGUILAR

Monto Autorizado: Q343,545.00

Orden de Inicio (y/o Fecha primer pago):

Plazo en meses 12 meses

Fecha de Inicio y Finalización: 01/08/2011 al 31/07/2012

Grupo Renglon Nombre del Gasto

Asignacion

Presupuestaria

TRANSFERENCIA Ejecutado

Pendiente de

Ejecutar Menos (-) Mas (+)

1 Servicios no personales

121 Divulgación e información Q 3,300.00 Q 3,160.00 Q 140.00

122 Impresión, encuadernación y reproducción Q 5,500.00 Q 5,302.50 Q 197.50

181 Estudios, investigaciones y proyectos de factibilidad Q 130,750.00 Q 130,750.00 Q -

189 Otros estudios y/o servicios (Evaluación externa de impacto) Q 8,000.00 Q 8,000.00

2 MATERIALES Y SUMINISTROS

241 Papel de escritorio Q 400.00 Q 368.10 Q 31.90

243 Productos de papel o cartón Q 2,700.00 Q 2,385.50 Q 314.50

244 Productos de artes gráficas Q 1,125.00 Q 900.00 Q 220.95 Q 4.05

249 Otros productos de papel, cartón e impresos Q 1,475.00 Q 1,366.20 Q 108.80

261 Elementos y compuestos químicos Q 51,044.00 Q 3,600.00 Q 53,508.64 Q 1,135.36

267 Tintes, pinturas y colorantes Q 3,400.00 Q 900.00 Q 4,238.20 Q 61.80

269 Otros productos químicos y conexos Q 700.00 Q 400.00 Q 1,023.60 Q 76.40

272 Productos de vidrio Q 2,500.00 Q 2,000.00 Q 4,483.50 Q 16.50

291 Útiles de oficina Q 500.00 Q 493.40 Q 6.60

292 Útiles de limpieza y productos sanitarios Q 4,300.00 Q 4,295.28 Q 4.72

295 Útiles menores, médico-quirúrgicos y de laboratorio Q 24,820.00 Q 2,500.00 Q 2,800.00 Q 24,950.94 Q 169.06

297 Útiles, accesorios y materiales eléctricos Q 7,400.00 Q 6,800.00 Q 600.00

3 PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO E INTANGIBLES

321 Maquinaria y equipo de producción Q 16,987.60 Q 16,987.60 Q -

323 Equipo médico-sanitario y de laboratorio Q 96,131.00 Q 28,963.60 Q 59,599.68 Q 7,567.72

329 Otras maquinarias y equipos Q 11,976.00 Q 11,355.99 Q 620.01

Q 343,545.00 Q 39,163.60 Q 39,163.60 Q 324,490.08 Q 19,054.92

MONTO AUTORIZADO Q 343,545.00

Disponibilidad Q 19,054.92

(-) EJECUTADO Q 324,490.08

SUBTOTAL Q 19,054.92

(-) CAJA CHICA Q -

TOTAL POR EJECUTAR Q 19,054.92

270

V.2CRONOGRAMA DE TRABAJO

Actividad 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Contratación del personal. X

Contacto con encargados de

colecciones, museos y

herbarios considerados como

áreas de muestreo

X

Búsqueda y recopilación de

información. X X X X X

Gestión de cotizaciones y

elaboración de solicitud de

compra. X X X X X X X X X X

Compra de Material y

equipo. X X X X X X X X X X X

Selección de la hora de

muestreo. X X

Selección de los locales y

áreas de muestreo. X X

Implementación de métodos

de análisis en el Laboratorio.

X X

Preparación de material para

muestreo.

X X X X X X X

Muestreos ambientales. X X X X X X X

Tabulación de los resultados. X X X X X X X X

Caracterización

Macroscópica de los géneros

fúngicos. X X X X X X X X

Caracterización

Microscópica de los géneros

fúngicos. X X X X X X X X

Preparación de material para

conservación. X X X X X X X X X

Formación de cepario de

trabajo. X X X X X X X X X

Implementación de normas

de bioseguridad ambiental. X X X X X X

Análisis de niveles de

contaminación. X X X X X X X X X

Elaboración de tablas y

gráficos. X X

Interpretación de resultados. X X X X X X X X X

271

Elaboración de Informe

mensual de avance del

proyecto. X X X X X X X X X X X X

Elaboración de informe

trimestral del proyecto. X X X

Elaboración de guía para

preservar colecciones X X X X X

Elaboración de informe final

del proyecto. X X

Presentación de informe

final. X

Presentación en evento

nacional.

X X

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