Post on 10-May-2020
CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT- SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –SENACY T-
FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –FONACYT- UNIVERSIDAD GALILEO
INFORME FINAL
EVALUACIÓN DE PRE-FACTIBILIDAD TÉCNICO-ECONÓMICA DE LAS
POTENCIALIDADES ENERGÉTICAS DE LAS MICROALGAS QUE
CONTAMINAN EL LAGO AMATITLÁN PARA LA OBTENCIÓN DE
BIODIESEL
PROYECTO FODECYT No. 049-2009
INGA. JUDITH MARÍA DÍAZ CABRERA
Investigadora Principal
GUATEMALA, AGOSTO DEL 2011
2
AGRADECIMIENTOS
La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del
Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría
Nacional de Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y
Tecnología -CONCYT-.
3
INDICE
ABREVIATURAS ............................................................................................................ 11
Resumen ............................................................................................................................ 12
Abstract ............................................................................................................................. 13
PARTE I............................................................................................................................ 14
I.1 Introducción ................................................................................................................. 15
I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ................................................................... 18
I.2.1 Antecedentes en Guatemala .................................................................................. 18
I.2.1.1 Contaminación del lago de Amatitlán ............................................................ 18
I.2.1.2 Los Biocombustibles ...................................................................................... 21
I.2.2 Justificación .......................................................................................................... 27
I.2.2.1 Ventajas .......................................................................................................... 27
I.2.2.2 Desventajas .................................................................................................... 29
I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS ...................................................................................... 30
I.3.1 Objetivo General ................................................................................................... 30
I.3.2 Objetivos Específicos............................................................................................ 30
I.3.3 Hipótesis ............................................................................................................... 31
1.4 METODOLOGIA ...................................................................................................... 31
I.4.1 Variables ............................................................................................................... 31
I.4.1.1 Variables Dependientes .................................................................................. 31
I.4.1.2 Variables Independientes ............................................................................... 31
I.4.2 Indicadores ............................................................................................................ 31
I.4.3 Estrategia Metodológica ....................................................................................... 32
I.4.3.1 Población y Muestra ....................................................................................... 32
I.4.3.2 Método ........................................................................................................... 32
I.4.4 La Técnica Estadística .......................................................................................... 47
I.4.5 Los Instrumentos a utilizar.................................................................................... 47
I.4.5.1 Equipo: ........................................................................................................... 47
I.4.5.2 Material .......................................................................................................... 49
I.4.5.3 Reactivos ........................................................................................................ 49
4
PARTE II .......................................................................................................................... 52
II.1 Hábitat y nicho ecológico:......................................................................................... 53
II.2 Fitoplancton .............................................................................................................. 54
II.3 Contaminación .......................................................................................................... 54
II.4 Eutrofización ............................................................................................................ 57
II.5 Microalgas ................................................................................................................. 59
II.5.1 Ficología .............................................................................................................. 59
II.5.2 Biología y Ecología ............................................................................................. 60
II.5.3 Chlorophyta (Algas Verdes) ................................................................................ 61
II.5.3.1 Usos comerciales .......................................................................................... 67
II.5.4 Bacillariophyta (Diatomeas) ................................................................................ 72
II.6 Medios de cultivo para microalgas dulceacuícolas .................................................... 75
II.6.1 Materiales usados en la preparación de medios de cultivo .................................. 75
II.6.1.1 Reactivos químicos ....................................................................................... 75
II.6.1.2 Equipo ........................................................................................................... 76
II.6.1.3 Cristalería ...................................................................................................... 76
II.6.1.4 Agua .............................................................................................................. 77
II.6.1.5 Agar .............................................................................................................. 77
II.6.1.6 Suelo ............................................................................................................. 77
II.6.1.7 Soluciones Madre.......................................................................................... 78
II.6.1.8 Macronutrientes ............................................................................................ 79
II.6.1.9 Elementos traza ............................................................................................. 79
II.6.1.10 Vitaminas .................................................................................................... 80
II.6.2 Métodos generales para la preparación de medios de cultivo ............................. 81
II.6.2.1 Medios sintéticos .......................................................................................... 81
II.6.2.2 Medios enriquecidos ..................................................................................... 82
II.6.2.3 Medios Suelo-Agua ...................................................................................... 83
II.6.2.4 Medio solidificado (agar) .............................................................................. 83
II.7. Floculación ............................................................................................................... 84
II.7.1 Coagulantes ......................................................................................................... 85
5
II.7.1.1 Tipos de Coagulantes .................................................................................... 85
II.7.2 Coadyuvantes de la floculación ........................................................................... 88
II.7.2.1 Oxidantes ...................................................................................................... 88
II.7.2.2 Adsorbentes .................................................................................................. 88
II.7.2.3 Sílice activa ................................................................................................... 89
II.7.3 Factores que influyen en el proceso de coagulación ........................................... 89
II.7.3.1 Influencia del pH........................................................................................... 89
II.7.3.2 Influencia de Temperatura ............................................................................ 89
II.7.3.3 Tipo de Coagulante ....................................................................................... 90
II.7.3.4 Dosis del Coagulante .................................................................................... 90
II.7.3.5 Punto y forma de aplicación del coagulante ................................................. 90
II.7.3.6 Intensidad y tiempo de mezcla rápida ........................................................... 90
II.8 Sistema de Recuperación de la Biomasa ................................................................... 91
II.8.1 Bomba de Vacio .................................................................................................. 92
II.8.2 Centrifugado ........................................................................................................ 92
II.8.3 Separación por Gravedad..................................................................................... 94
II.8.4 Filtrado por Membrana ........................................................................................ 94
II.8.5 Método del CO2 en estado crítico ........................................................................ 95
II.9. Secado de Biomasa................................................................................................... 95
II.9.1 Secador solar........................................................................................................ 95
II.9.2 Secado por Aspersión .......................................................................................... 96
II.9.3 Tambor de Secado ............................................................................................... 96
II.9.4 Liofilización......................................................................................................... 96
II.10 Extracción de aceites ............................................................................................... 96
II.10.1 Aceite de microalgas ....................................................................................... 102
II.10.2 Ácidos Grasos .................................................................................................. 103
II.10.2.1 ÁCIDO PALMÍTICO (C16:0): CH3(CH2)14COOH ................................. 104
II.10.2.2 ÁCIDO OLEICO (cis C18:1): CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH ............ 104
II.10.2.3 ÁCIDO LINOLÉICO (cis C18:2): CH3(CH2)4CH=CHCH2CH=CH(CH2)7COOH.................................................... 105
6
II.10.2.4 ÁCIDO gamma-LINOLENICO (C18:3n6): CH3-CH2-CH=CH-CH2-CH=CH-CH2-CH=CH-(CH2)7-COOH .................................................................... 105
II.10.3 Biodiesel .......................................................................................................... 107
PARTE III ....................................................................................................................... 113
III.1 RESULTADOS....................................................................................................... 114
III.1.1 Análisis físico-químico del cuerpo de agua ..................................................... 114
III.1.2 Identificación y diversidad de microalgas en los sitios de muestreo ............... 120
III.1.3 Crecimiento de cinco especies de microalgas en cinco medios de cultivo ...... 124
III.1.4 Filtrado y Secado de microalgas ...................................................................... 129
III.1.5 Extracción de aceite. ........................................................................................ 133
III.1 6 Perfil de ácidos grasos de microalgas aisladas ................................................. 135
III.1.7 Estimación de aceite obtenido por muestra de microalgas y biomasa del lago 139
III.1.8 Evaluación de pre-factibilidad técnico-económica de las potencialidades energéticas de las microalgas que contaminan el Lago Amatitlán, para la obtención de biodiesel ...................................................................................................................... 141
III.1.8.1 Consumo de energía final para la preparación del medio de cultivo........ 141
III.1.8.2 Consumo de energía final en un sistema de cultivo. ................................ 142
III.1.8.3 Consumo de energía final para el proceso de filtrado y secado ............... 144
III.1.8.4 Consumo de energía final para el proceso de extracción de aceite. ......... 145
III.2 DISCUSIÓN DE RESULTADOS. ....................................................................... 147
PARTE IV ...................................................................................................................... 156
IV.1 CONCLUSIONES .................................................................................................. 157
IV.2 RECOMENDACIONES......................................................................................... 160
IV.4.1 ESPECIES DE MICROALGAS ANALIZADAS ........................................... 170
IV.4.2 IMÁGENES DE TRABAJO DE CAMPO. ..................................................... 175
7
FIGURAS
Figura No. 1. El Río Villalobos que alimenta el lago, es uno de los principales desagües de aguas servidas domésticas, industriales y agroindustriales del área metropolitana de la ciudad de Guatemala
20
Figura No. 2. Identificación de los puntos de muestreo 33
Figura No. 3 Equipo de filtrado 45
Figura No. 4 Ingreso del Río Villalobos al Lago de Amatitlán 55
Figura No. 5 Exceso de microalgas en el lago Amatitlán por eutrofización de sus aguas
56
Figura No. 6. Aireadores en el lago de Amatitlán para oxigenar el agua 57
Figura No. 7. Eutrofización de Lago de Amatitlán 58
Figura No. 8. Bomba de vacio utilizada para filtrado 92
Figura No. 9. Biomasa de microalgas antes y después del centrifugado 93
Figura No. 10. Primera Reacción de reacción de transesterificación para la síntesis de Biodiesel
109
Figura No. 11. Segunda Reacción de reacción de transesterificación en la síntesis de Biodiesel
109
Figura No. 12. Tercera Reacción de reacción de transesterificación en la síntesis de Biodiesel
109
Figura No. 13. Análisis in-situ de las condiciones físico-químicas del agua en los puntos de muestreo.
175
Figura No. 14. Colecta de muestras de fitoplancton con red de plancton 175
Figura No. 15. Preparación de tubos de cultivo con medio de cultivo estéril para el aislamiento y propagación de cepas de microalgas.
176
Figura No. 16. Análisis químico en laboratorio de muestras de agua provenientes de los sitios de muestreo.
176
Figura No. 17. Cosecha de biomasa de microalgas cultivadas mediante filtración.
177
Figura No. 18. Observación de muestras de fitoplancton para la identificación de las especies de microalgas.
177
8
CUADROS
Cuadro No.1. Usos de suelos en la cuenca del Lago Amatitlán. 20
Cuadro No. 2. Emisión y reducciones en Vehículos que utilizan biodiesel
22
Cuadro No. 3. Rendimiento de etanol y biocombustibles de diferentes cultivos.
23
Cuadro No. 4. Resumen de puntos de muestreos en el Lago de Amatitlán.
34
Cuadro No. 5. Medio de cultivo chu # 10 37
Cuadro No. 6. Medio de cultivo chu # 10 fuerza media 38
Cuadro No. 7. Medio de cultivo combo 39
Cuadro No. 8. Medio de cultivo WC 40
Cuadro No. 9. Medio de cultivo Fraquil 41
Cuadro No. 10. Clasificación taxonómica de algunas especies verdes 68
Cuadro No. 11. Clasificación biológica y taxonómica (diatomeas) 73
Cuadro No. 12. Principales cultivos oleaginosos y sus características agronómicas
96
Cuadro No. 13. Contenido de lípidico en especies de microalgas de algunas microalgas
100
Cuadro No. 14. Comparación de las distintas fuentes de biomasa para la producción de biodiesel
102
Cuadro No. 15. Porcentajes de ácidos grasos saturados, monoinsaturados
103
Cuadro No. 16. Estructura y porcentaje de ácido grasos presente en mayor
104
Cuadro No. 17. Ácidos grasos saturados y sus principales características
107
Cuadro No. 18. Resumen de las características típicas del biodiesel y el diesel de petróleo
110
Cuadro No. 19. Estándar ASTM 6791 para biodiesel 111
Cuadro No. 20. Resultados Análisis físico-químico de muestras de agua del Lago de Amatitlán
116
9
Cuadro No. 21. Valores promedio de la evaluación fisicoquímica del cuerpo de agua
116
Cuadro No. 22. Especies de microalgas identificadas por sitio de muestreo
121
Cuadro No. 23. Análisis de agrupamiento de sitios de muestreo 123
Cuadro No. 24. Evaluación del crecimiento microalgas en diferentes medios de cultivo.
125
Cuadro No. 25. Pruebas de floculación de la biomasa de microalgas 130
Cuadro No. 26. Parámetros proceso de secado de microalgas 132
Cuadro No. 27. Proceso de filtrado de la biomasa húmeda 133
Cuadro No. 28. Parámetros y resultados obtenidos del proceso de extracción de aceite
134
Cuadro No. 29. Análisis del perfil de ácidos grasos 136
Cuadro No. 30. Precio de un litro de medio de cultivo para el enriquecimiento de microalgas
141
Cuadro No. 31. Consumo y costo de energía final en un sistema de cultivo de microalgas aisladas con capacidad de 126 litros
143
Cuadro No. 32. Consumo y costo de energía final en los procesos de secado y filtrado de la biomasa de microalgas aisladas
144
Cuadro No. 33. Consumo y costo de energía final en el proceso de extracción de aceite
145
Cuadro No. 34. Costo y consumo total de energía 146
10
GRÁFICOS
Gráfico No. 1. Reducción de CO2 22
Gráfico No. 2. Producción mundial de biodiesel 24
Gráfico No. 3. Productividades de aceite de microalgas y cultivos oleaginosos
106
Gráfico No. 4. Proceso de producción de biodiesel 112
Gráfico No. 5. Concentraciones de ssólidos suspendidos 117
Gráfico No. 6. Concentraciones de oxígeno disuelto (OD) 118
Gráfico No. 7 Demanda química de oxigeno (DQO) 119
Gráfico No. 8. Demanda biológico de oxigeno (DBO) 120
Gráfico No. 9. Evaluación de la densidad celular de la microalga Selenastrum capricornutun en diferentes medios
126
Gráfico No. 10. Evaluación de la densidad celular de la microalga Navicula sp, en diferentes medios
127
Gráfico No. 11. Evaluación de la densidad celular de la microalga Monoraphidium griffithii , en diferentes medios
127
Gráfico No. 12. Evaluación de la densidad celular de la microalga Chlorella sp, en diferentes medios
128
Gráfico No. 13. Evaluación de la densidad celular de la microalga Scenedesmus cf. acutus, en diferentes medios
128
Gráfico No. 14. Metodología de filtrado de microalgas 131
Gráfico No. 15. Biomasa de microalgas por litro de cultivo COMBO 135
Gráfico No. 16. Composición por control de ácidos grasos por muestras analizadas
138
Gráfico No. 17. Composición por categoría de ácidos grasos 139
Gráfico No. 18. Porcentaje de aceite obtenido en la extracción por Soxhlet
140
Gráfico No. 19. Consumo de energía por proceso, en sistema de cultivo abierto de 126 L.
146
Gráfico No. 20. Proceso de la Investigación 152
11
ABREVIATURAS
AMSA Autoridad para el Manejo de Lago de Amatitlán
AEA Alianza de Energía y Ambiente
MEM Ministerio de Energía y Minas
MARN Ministerio de Ambiente y Recursos Naturales
MAGA Ministerio Agricultura Ganadería y Alimentació n
12
Resumen
El incremento del precio del petróleo en los últimos años, la contaminación ambiental que sus combustibles derivados producen, y el cambio climático, son tres razones fundamentales que han impulsado la apertura a tecnologías emergentes en el campo de las energías renovables. Entre ellas, el biodiesel, biocombustible producido primordialmente a partir de aceites provenientes de semillas oleaginosas, es actualmente incapaz de sustituir el mercado de diesel fósil mundial. En años recientes la idea de utilizar biomasa de microalgas cultivadas para la obtención de biodiesel, apoyada por la alta productividad en términos de área de cultivo, ha generado expectativas y confianza en una solución que podría sustituir a corto plazo, de forma parcial el uso de diesel.
En esta investigación se identifican las especies de microalgas presentes en el lado oeste del Lago de Amatitlán y se evalúa su potencial para el aprovechamiento energético. Las especies identificadas se agruparon en tres grupos: cianobacterias, clorofíceas y diatomeas. Se inició la formación de un cepario utilizando la técnica del aislamiento por micromanipulación, estableciendo así cultivos puros con cepas de las especies: Chlorella sp., Monoraphidium griffithii, Selenastrum capricornutum, Scenedesmus acutus y Navicula sp., entre otras. La determinación del medio de cultivo idóneo para las especies cultivadas se realizó mediante la estimación periódica de densidades celulares. Se determinó el medio COMBO, como el más adecuado para la producción de biomasa de cuatro especies de algas verdes. De la biomasa se extrajeron los componentes liposolubles utilizando hexano mediante el método Soxhlet. Los extractos se analizaron por cromatografía de columna para conocer su perfil de ácidos grasos. De las cepas cultivadas, los aceites de Chlorella sp. y Monoraphidium griffithii mostraron un perfil que se acerca al optimo para la producción de biodiesel, presentando un porcentaje de ácidos grasos mono-insaturados mayor que el de los saturados y poli-insaturados. La biomasa recolectada en el lago, compuesta principalmente por Microcystis aeruginosa, no posee características óptimas para utilizarse como fuente de aceites para biodiesel, pues posee un alto contenido de ácidos grasos saturados. Sin embargo, esta particularidad podría no ser un impedimento para su aprovechamiento como biocombustible en climas cálidos.
El análisis de consumo total de energía realizado indicó que no es factible la conversión de aceite a biodiesel, a escala de laboratorio, por el elevado consumo de energía implicado equivalente a 455.98 kWh y que correspondiente a Q 569.98 para obtener una muestra de 5 gramos de aceite de microalgas, no permitiendo su viabilidad en el mercado nacional de combustibles. Sin embargo, se deben sustituir o reemplazar la tecnología existente, no así la metodología básica, para lograr un aprovechamiento máximo de la biomasa de microalgas y disminuir los costos de consumo energético.
13
Abstract
Raises in the cost of petroleum in the last years, the atmospheric pollution produced by the fuels derived from it, and climatic change, are three fundamental reasons that have propelled the opening to emerging technologies in the field of renewable energies. In the recent years the idea of using cultured microalgal biomass to obtain biodiesel, supported by the high productivities in terms of cultivated area, has generated expectations and reliance in a solution that could partially substitute, in short term, the use of diesel.
In this research, microalgae species from the west side of Amatitlán Lake were identified, and their potential for energetic exploitation was evaluated. The identified species were grouped as cyanobacteria, green algae and diatoms. A strain bank was initiated by isolating species strains by micromanipulation, establishing pure cultures of Chlorella sp., Monoraphidium griffithii, Selenastrum capricornutum, Scenedesmus acutus and Navicula sp., among others. The determination of the best culture media for the selected cultivated species was evaluated through the periodic estimation of cellular densities. COMBO medium was selected as the most appropriate within others for biomass production of four species of green algae. From the biomass produced, liposoluble components were extracted with hexane by the Soxhlet method. Extracts were analyzed by column chromatography to develop their fatty-acid profiles. From the strains cultured, the oils of Chlorella sp. and Monoraphidium griffithii showed a profile most similar to the optimum for biodiesel production, with a percentage of mono-unsaturated fatty acids higher than that of saturated and poly-unsaturated fatty acids. The biomass collected from the lake, composed mostly of Microcystis aeruginosa, does not possess optimum characteristics to be used as a source of oils for biodiesel, as it shows a high content of saturated fatty acids. Nevertheless, this particularity might not be a handicap for its application as a biofuel in hot climates.
The analysis for total energy consumption revealed that it is not feasible to convert microalgae oil to biodiesel due to the high energy demand, equivalent to 455.98 kWh, corresponding to Q.569.98 to obtain a 5 gram sample of oil from microalgae, which restricts its viability in the national fuel market. Nevertheless, it is possible to substitute the technology used at present, though not the basic methods, to achieve a maximum exploitation of microalgal biomass, and reduce the costs of energy consumption.
15
I.1 Introducción
Es urgente la necesidad de explorar nuevos caminos para la obtención de
biocombustibles. Enfrentamos un grave problema mundial ante la situación del deterioro
ambiental causado por una explotación no sostenible del petróleo, fuente de energía en
la cual se sustenta el desarrollo de la civilización actual. El calentamiento global por el
aumento de los gases de efecto invernadero, contaminación de suelos y agua, el
incremento de precios en combustibles fósiles, entre otros son varios de los temas por los
cuáles el mundo requiere de un cambio en su matriz energética actual; esto aunado al
incremento de la demanda mundial de la energía. Son poco alentadoras las perspectivas
que presentan los combustibles fósiles. Por esta razón ha surgido en las últimas décadas
la búsqueda e implementación de nuevas tecnologías provenientes de fuentes de energía
capaces de mantener o superar la efectividad de los hidrocarburos fósiles, pero enfocada
en la preservación y conservación de nuestra biosfera, utilizando para esto recursos
naturales no contaminantes. Unido a esto y al interés por contribuir a la disminución del
alto grado de contaminación que hoy día presenta el Lago de Amatitlán, se realiza esta
investigación de las potencialidades de las microalgas que crecen en este cuerpo de agua
dulce de naturaleza eutrófica, para la obtención de biodiesel.
El Lago Amatitlán tiene un área superficial de 15.2 km2 y un volumen de 286
millones m3. El área que influye sobre el lago tiene 382 km2, con una población mayor de
1, 102,000 de habitantes de los cuales la mayoría vive en la ciudad capital. La densidad
de población en la cuenca del lago de Amatitlán es una de las mayores en el mundo:
2,700 hab/km2 y se estima que más 15,000 que viven en las orillas del lago.
Entre los usos que actualmente se le dan al Lago y sus aguas están: fuente de agua
potable y para aseo personal, pesca artesanal, recreación, fuente de turismo, irrigación,
actividades culturales, generación de energía eléctrica y sumidero de desechos. Al lago
llegan 60,300 m3 al día de aguas servidas y 1,550 toneladas de sólidos sedimentos
producidos principalmente por 1, 102,000 personas, 655 industrias, 23 fincas, 1 ingenio
de azúcar y 440 chalets. Todos estos factores sumados a la deforestación masiva en el
área de influencia han provocado una acumulación de compuestos tóxicos por
16
contaminación química, entre ellos metales pesados como plomo, mercurio, cobre y
cromo; biácidos como los pesticidas clorados y los herbicidas, así como residuos de
combustión e hidrocarburos. Desde el punto de vista ecológico el impacto más
importante es la eutrofización artificial de sus aguas, es decir, un desarrollo exagerado de
algas debido a la presencia de sales minerales llamadas nutrientes, en particular de
nitrógeno y de fosforo, así como la presencia de dióxido de carbono y luz, lo cual tiende a
reducir sus usos y acelerar su desaparición, aumentando considerablemente el tiempo
necesario para su recuperación. Guatemala: valoración económica del lago de
Amatitlán. Edgar Pape y Luis Ixcot, Flacso, Guatemala.
Por otra parte según datos estadísticos de Hidrocarburos del Ministerio de Energía y
Minas de Guatemala, MEM, 2010, los precios locales, de la gasolina y el diesel sufrieron
incrementos de hasta un 33% en comparación con el primer semestre del 2009. Si
analizamos el comportamiento del consumo de derivados del petróleo crudo acumulado
hasta el mes de Octubre del 2010 asciende a 17.72 millones de barriles con un costo del
precio del barril a la fecha actual de 81.79 usd, lo que equivaldría a 1, 449.32 millones de
dólares,
Avizorando los pronósticos del comportamiento de los precios del petróleo y sus
derivados vemos que esta situación es insostenible para el país. La creación y aplicación
de una Política Nacional de Biocombustible es un reto para el MEM en el periodo 2008-
2015.
El biodiesel es un combustible de origen vegetal que reemplaza al diesel. Se elabora
a partir de aceites vegetales obtenidos de semillas, plantas o algas oleaginosas y
reciclando aceites usados. Este recurso tiene como ventaja que es menos inflamable y
toxico que el diesel. Además es biodegradable en su totalidad y no es peligroso para el
medio ambiente por lo que es seguro y fácil de transportar (Larrosa, 2001).
En Guatemala actualmente el Biodiesel ha tenido un desarrollo incipiente aunque en
ascenso. Fundamentalmente la materia prima utilizada ha sido a partir de Jatropha curcas,
actualmente se están haciendo esfuerzos con los aceites reciclados. No cabe duda que la
17
mayor limitante para la obtención de biodiesel es la poca cantidad de materia prima
(aceite) disponible para su producción.
Las microalgas presentan características promisorias como potencial para la
producción de biodiesel. Ellas además de ser los primeros microorganismos fotosintéticos
y responsables principalmente de la actual atmosfera, pueden ser encontradas en casi
todos los ambientes. Estos organismos unicelulares tienen la misma capacidad que las
plantas vasculares de convertir la luz en energía química mediante la fotosíntesis.
Algunas especies de microalgas son capaces de canalizar esta energía química hacia
la biosíntesis de lípidos, siendo una excelente fuente para la producción de biodiesel, el
cual es altamente biodegradable, no es toxico, no emite CO2, no contiene productos
orgánicos y reduce significativamente las emisiones de monóxido y dióxido de carbono al
ambiente. Las microalgas pueden tener contenidos de aceite entre el 50 y 80 por ciento de
su peso seco.
Con esta investigación se pretende contribuir a la generación del conocimientos que
enriquezca la información científica que se tiene hasta el momento y que orienten
definitivamente a la producción de biodiesel a partir del aceite de las microalgas.
Por todo lo antes expuesto nuestro proyecto se basa en el aprovechamiento del
problema que hoy constituye el exceso de población de microalgas en el lago Amatitlán,
utilizándolas para un bien común, teniendo en cuenta las ventajas antes enunciadas en su
potencial como productora de aceite para la obtención del biodiesel y el desarrollo de la
matriz energética del país.
18
I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
I.2.1 Antecedentes en Guatemala
I.2.1.1 Contaminación del lago de Amatitlán
El lago de Amatitlán se ubica al sur de la ciudad capital a 20 kilómetros de la misma.
En una altitud de 1,188 msnm. El lago tiene una superficie de 15.2 km2 y se estima un
volumen de 0.286 km3 de agua. La profundidad máxima es de 33 m, la media es de 18 m.
El principal afluente es el río Villalobos. Estudios técnicos recientes indican que la
temperatura anual media es de 24.5º C, la precipitación pluvial es de 1,124 mm, el
número de horas de brillo solar es de 1716 horas/año, la radiación solar de 18.6 MJ/m2–
día y las altas concentraciones de nitrógeno y fosforo disueltos proporcionan un medio de
cultivo ideal para microalgas de varios géneros que han ido adaptándose y creciendo en
sus aguas.
El crecimiento continuo de microalgas en el lago impide el desarrollo de la fauna
porque las algas tienden a crecer en la superficie y absorben la luz solar la cual ya no
llega con la misma intensidad a las partes más profundas. Esto, aunado a la gran cantidad
de sólidos que son arrastrados diariamente por el río Villalobos, provoca el fenómeno de
eutrofización que consiste en la producción de lodos en la parte inferior, eliminando la
fauna y por consiguiente, el secado del lago pudiendo llegar a convertirse en un pantano
en el futuro
Es el cuarto cuerpo de agua dulce más grande de Guatemala. El lago es directamente
afectado por los impactos crecientes del área a través de: el crecimiento de la población,
la tala de los árboles a su alrededor, el uso inadecuado de la tierra, el desarrollo industrial
en el área de la cuenca, la falta de educación sobre el medio ambiente, la falta de
protección del medio ambiente por parte de las empresas y la ausencia de previsión
apropiada y programas de dirección.
19
Las actividades beneficiadas con el lago son:
• Fuente de agua
• Navegación.
• Transporte.
• Turismo unos 10 mil visitantes por año.
• Recreación (natación, deporte de pesca).
• Pesquerías.
Principalmente el tipo y composición de los desechos que llegan al Lago de Amatitlán
son:
• Fósforo y nitrógeno provenientes de la fertilización de las plantaciones agrícolas del
café, el tabaco, etc., que provocan la muerte del agua.
• Aguas negras, domésticas, de chalet y de viviendas alrededor del lago y en su cuenca.
• Aguas residuales de origen industrial que desembocan en los ríos afluentes del lago.
• Lago como letrina pública.
• La deforestación masiva de la cuenca y alrededores del lago.
• Residuos de los motores de gasolina de las lanchas, así como los derramamientos de
aceite y gasolina en el lago por irresponsabilidad.
• Basura como: papeles, cartones, bolsas, llantas usadas, plásticos, latas, vidrios, etc.
El río Villalobos para fines de la década de los 70 ya presentaba una elevada
contaminación de sólidos en suspensión y altas concentraciones de plomo, fósforo,
potasio, sodio, nitrato y nitrito. Se ha marcado una alta contaminación con excretas,
evidenciada a través de la presencia de coliformes fecales, provenientes de la descarga de
aguas negras. El Río Villalobos arrastra al lago cerca de 75,515.33 toneladas de desechos
por año. Entre los años 2000 al 2005 se estima que el lago ha perdido aproximadamente
26 mil metros cuadrados de extensión; las algas, ninfas, hierba de clavo y el tul se han
reproducido en exceso debido a las grandes cantidades de fósforo y nitrógeno que llegan
al lago.
20
FIGURA 1. El Río Villalobos que alimenta el lago, es uno de los principales desagües de aguas servidas domésticas, industriales y agroindustriales del área metropolitana de la ciudad de Guatemala.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
Por sus características topográficas y de suelo, el 74% de la cuenca del lago Amatitlán
es de vocación forestal, aunque sólo el 22% se dedica a ese fin, en tanto que la ocupación
urbana abarca el 43% del territorio, lo que evidencia una importante divergencia en el uso
del suelo.
CUADRO 1. Usos de los suelos en la cuenca del Lago Amatitlán. Se denota el área ocupada por cada categoría de uso en km2 y porcentajes. Categoría de uso Área (km2) Porcentajes
Total 381.31 100
Uso urbano habitacional 157.40 41
Uso urbano industrial 11.87 2
Agrícola 114.65 31
Área de bosque 30.05 8
Áreas de pastos naturales 52.23 14
Área del lago 15.11 4
FUENTE: Girón – Muñiz, 1995 por CCAD/BID, “programa de armonización de los marcos regulatorios ambientales en la región de Centroamérica, 2002
La Autoridad de Manejo Sustentable del Lago Amatitlán (AMSA) y la del Ministerio de
Agricultura (MAGA) determinaron en un estudio de campo que en el territorio de la
21
cuenca se ubicaban 818 empresas industriales. Casi el 28% de estas industrias
corresponden al sector de productos químicos, que generan residuos altamente
contaminantes, como metales pesados (cromo, zinc, plomo, estroncio, cobalto y otros),
ácidos orgánicos oleagenados, amoníaco, sales de cianuro, aceites, grasas y lubricantes.
Según AMSA, la industria textil produce anualmente 9,030 toneladas de residuos, 518
toneladas de los cuales son residuos peligrosos, como hipoclorito de sodio, ácidos,
metales pesados, tintes con cianuro y lodos de teñido de textiles.
El crecimiento industrial de los municipios ha generado una gran expansión urbana. Esos
municipios no cuentan con sistemas de tratamiento de los efluentes industriales ni de las
aguas negras domésticas, lo que provoca un nivel de contaminación de los ríos y de la
cuenca del lago superior a las normas permitidas, de tal forma que la vida acuática no es
sustentable.
I.2.1.2 Los Biocombustibles
Los biocombustibles líquidos en general se clasifican en:
• de tipo alcohol,-también llamado bioetanol, derivados principalmente de maíz y
de la caña de azúcar.
• de tipo diesel, o biodiesel, a partir de los componentes oleaginosos de los
vegetales y aún de la grasa animal.
El biodiesel es un combustible alternativo a los combustibles fósiles, la reducción de
CO2 en este tipo de biocombustible, como se muestra en la grafica 1, ha motivado un
fuerte crecimiento del uso de combustibles renovables a nivel mundial, debido a la
preocupación cada vez mayor de los países en disminuir su dependencia del petróleo
como combustible y sus emisiones de compuestos dañinos a la atmósfera. El petróleo
constituye hoy la primera fuente de energía en el mundo pero las incertidumbres que
pesan sobre la continuidad de su abastecimiento en el tiempo motivan a los gobiernos
para encontrar otras fuentes de energía.
22
GRÁFICA 1. Reducción de CO2. Comparación de las emisiones de CO2 producidas por diferentes fuentes de biocombustibles en relación a las emisiones producidas por combustibles fósiles.
FUENTE. Venecia G. energías renovables del siglo XXI
El biodiesel puede usarse en su forma pura (B100) o en mezclas con diesel fósil que
pueden ser del 2% (B2), 5% (B5) y 20% (B20). Las propiedades del biodiesel varían de
acuerdo a la materia prima y entre las más sobresalientes y atractivas están su bio-
degradabilidad y no toxicidad, comparado con el diesel fósil.
En el cuadro 2, se registran las reducciones e incrementos de emisiones en vehículos que
operan con biodiesel producido, utilizando como materia prima soya, girasol y colza, ya
sea en forma pura o mezclado con diesel fósil.
CUADRO 2. Emisión y reducciones en vehículos que utilizan biodiesel. Comparación de la reducción de emisiones comparando diferentes calidades de biodiesel.
FUENTE: California Enviromental Protection Agency, National Biodiesel Conference. San Diego Estados
Unidos 2006.
23
El biodiesel se elabora a partir de aceites vegetales utilizando semillas, plantas o
microalgas oleaginosas y reciclando aceites usados. Los aceites vegetales son la principal
materia prima para la producción de biodiesel, razón por la cual el uso de cultivos de alto
contenido oleaginoso ha sido estudiado exhaustivamente. Los principales materiales
oleaginosos utilizados derivan de la palma, colza y soya, además del girasol, coco,
cacahuate, oliva, entre otros.
En forma general, en el cuadro 2 se presentan los rendimientos que se están
alcanzando en la producción de etanol y biodiesel con el uso de diferentes cultivos, bajo
condiciones favorables. La productividad es muy variable y dependerá de las condiciones
del clima, el suelo, la humedad, las técnicas agronómicas utilizadas, las variedades de
especies entre otros factores.
CUADRO 3. Rendimiento de etanol y biocombustibles de diferentes cultivos. Rendimiento en L/Ha en la producción de biodiesel y etanol de cultivos agrícolas, en comparación con cultivos de microalgas.
FUENTE: Instituto Interamericano de Cooperación a la Agricultura. IICA. 2007. www.ica.int
El empleo de biodiesel ha estado creciendo en todo el mundo, como se puede
observarse en la gráfica 2, extraído del documento Perspectivas para el biodiesel en
Centroamérica: Costa Rica, El Salvador, Guatemala y Honduras elaborado por CEPAL
en el año 2007. Este crecimiento ocurre de forma diferente en cada país debido a las
24
condiciones económicas locales, las definiciones de políticas públicas, las decisiones
acerca de impuestos y tasas, la disponibilidad de tierras y otros factores que favorezcan la
producción.107
GRÁFICA 2. Producción mundial de biodiesel. Porcentajes de la producción de biodiesel por los principales países productores.
FUENTE: Basado en datos del European Biodiesel Board.
En Guatemala el Biodiesel ha tenido un desarrollo incipiente fundamentalmente la
materia prima utilizada ha sido Jatropha curcas y Palma africana (Elaeis guineensis),
actualmente se están haciendo esfuerzos con los aceites reciclados, en el país es necesaria
una Política Nacional de Biocombustibles y es uno de los retos para el Ministerio de
Energía y Minas en el periodo 2008-2015.
La palma africana hasta el año 2006 era cultivada en 31,000 hectáreas de terreno,
según información obtenida del Banco de Guatemala. Según datos del Ministerio de
Agricultura y Ganaderia y Alimentacion (MAGA), la participación porcentual de los
Departamentos en la producción es de: 43% en Izabal, 23% en San Marcos, 23% en el
Petén y 8% en Escuintla. La empresa referente de la cual se tiene mayor información es
Biocombustibles de Guatemala, ubicada en Ciudad de Guatemala con capacidad instalada
hasta 3000 galones /día. El biodiesel ya producido fue empleado en vehículos propios
(B100), en una flota de camiones (mezcla B10), y probado en calderas que trabajan en
ambientes cerrados, hornos de panaderías y generadores eléctricos estacionarios. La
materia prima principal hasta ahora es el aceite usado pues no existe producción
suficiente de Jatropha. Según el representante de la empresa, alrededor del 80% del
25
biodiesel producido fue originado de aceites usados y alrededor del 20% de Jatropha
curcas. (Ribeiro Gallo, 2007)
En Guatemala existe la Asociación de Combustibles Renovables (ACR) y está
formada básicamente por productores de caña de azúcar sin embargo consideran
necesario que el biodiesel se introduzca en la matriz energética de Guatemala a mediano
o a largo plazo.
A corto plazo, la ACR ve problemas con los precios del aceite de palma y dificultad
para la obtención de otras materias primas en cantidades necesarias para introducir en el
mercado el uso de biodiesel. La Asociación defiende que se empleen especies
oleaginosas que no sean propias para alimentación y que se empleen tierras menos
valorizadas y sin producción.
El biodiesel es una oportunidad para fortalecer el sector agrícola pero a la vez
representa un riesgo para los sectores más vulnerables al acceso de alimentos. El elevado
costo de la materia prima, que contribuye del 50 al 90% del precio de producción del
biodiesel, ha obstaculizado la comercialización del biocombustible, motivo por el que se
ha propuesto el uso de aceites de desecho y de grasas animales, alternativa que no ha sido
satisfactoria a causa de los gastos adicionales necesarios para el refinamiento y la
transesterificación del material.
La obtención de biodiesel a partir de plantas oleaginosas (comestibles y no
comestibles) está limitada por varios inconvenientes tales como los largos periodos de
producción agrícola, el rendimiento lipídico restringido (menor al 5% del peso seco
total), la dependencia a las condiciones climáticas, la ubicación geográfica, la fertilidad
de los suelos, la variedad cultivada y principalmente la extensa superficie de cultivo
requerida y el enorme volumen de agua necesario para el riego.
La sustentabilidad de la industria del biodiesel requiere de materias primas alternas
que permitan operar continuamente y superar las limitaciones señaladas una alternativa
prometedora es la obtención de aceites a partir de cultivos de microalgas.
26
En la actualidad existe en los medios de información masiva la difusión sobre una
nueva fuente de energía; la biomasa de microalgas cultivadas para la obtención de
biodiesel, creando expectativas sobre una posible solución a corto plazo para los
problemas que ocasionan los biocombustibles a partir de aceites comestibles y no
comestibles o una solución a la sustitución de combustibles fósiles.
La producción de biodiesel a partir de microalgas no es una solución a corto plazo, sin
embargo puede ser esta una alternativa a futuro, de tal forma que se hace necesaria la
investigación en Guatemala de las diferentes especies de microalgas con potencial
energético y desarrollar una metodología sistemática que enriquezca el conocimiento
técnico-científico sobre el cultivo de microalgas para la producción de biocombustibles.
El cultivo de microalgas es una actividad que se realiza en la acuicultura (cultivo de
especies acuáticas vegetales y animales en medios naturales y artificiales), el tratamiento
de aguas residuales, la obtención de sustancias químicas finas, la producción de
farmacéuticos, más de 60 años avalan las diferentes técnicas que se utilizan en el cultivo
de las microalgas de distintas especies, de tal forma que el cultivo de microalgas no es un
tema de investigación reciente. No obstante debido a las crisis de carácter político y
económico de los combustibles fósiles, incremento de los precios del petróleo y
calentamiento global como consecuencia de la acumulación de gases de invernadero, el
panorama para la producción de bioenergía a partir de microalgas entre otras es alentador
y promete ser una solución bio-energética.
27
I.2.2 Justificación
I.2.2.1 Ventajas
Las microalgas son un conjunto heterogéneo de microorganismos fotosintéticos
unicelulares procariontes (cianobacterias) y eucariontes, que se localizan en hábitats
diversos tales como aguas marinas, dulces, salobres, residuales, bajo un amplio rango de
temperaturas, pH y disponibilidad de nutrientes; se les considera responsables de la
producción del 50% del oxígeno y de la fijación del 50% del carbono en el planeta. Su
biodiversidad es enorme, se han identificado alrededor de 40,000 especies aunque se
estima que existen más de 100,000, de las cuales con frecuencia se desconoce su
composición bioquímica y metabolismo. Las microalgas se clasifican de acuerdo a varios
parámetros tales como pigmentación, ciclo de vida, morfología y estructura celular. Las
especies estudiadas para aplicaciones biotecnológicas corresponden a las algas verdes y a
las diatomeas.
El uso de lípidos microalgales para la producción de biodiesel es una tecnología
prometedora dadas las ventajas que ofrece en contraste con las plantas oleaginosas
comestibles o no comestibles, tales como: mayor eficiencia fotosintética, mayor
eficiencia en la asimilación de nutrientes, periodos cortos de producción sostenida
durante todo el año debido a los crecimientos exponenciales de las microalgas. Los
cultivos microalgales son independientes de la estacionalidad inherente a los cultivos
agrícolas y de la fertilidad del suelo, condición que posibilita prescindir de herbicidas y
pesticidas y además, permite emplear territorios marginales e inclusive zonas no aptas
para la agricultura, ganadería, industria y turismo.
Asimismo, en contraste con los cultivos tradicionales, requieren de menores
cantidades de agua y son flexibles ante el tipo y la calidad de ésta, por lo que prosperan
convenientemente tanto en aguas marinas, como dulces, salobres y residuales.
Igualmente, el contenido oleaginoso y el perfil de composición lipídica de las microalgas,
puede ser controlado en función de las condiciones de cultivo, principalmente mediante
la limitación de nutrientes.
28
Una aplicación a largo plazo de esta tecnología es que puede ser acoplada al reciclaje
del CO2 liberado en las emisiones industriales, especialmente por las plantas
termoeléctricas. Una ventaja adicional se encuentra en la posibilidad de obtener
subproductos (biomasa residual compuesta por: proteína, carbohidratos o biogás a partir
de un tratamiento anaerobio.) a partir de la biomasa microalgal residual una vez que los
lípidos han sido extraídos. Inclusive, resulta factible el empleo de algunos de estos
residuos en la alimentación animal y en la producción de fertilizantes o de otros
biocombustibles.
El lago Amatitlán es un foco de crecimiento continuo de microalgas debido a los altos
índices de contaminación que presenta, una densa capa de color verdoso cubre la
superficie del lago y resta atractivo desde el punto de vista turístico. La evaluación del
potencial energético de las diferentes especies que habitan en el lago se hace necesaria
contribuyendo de esta forma a brindar una posible solución que ayude a la
descontaminación de este cuerpo de agua dulce.
Disminuyendo los niveles de contaminantes se consigue la reducción absoluta de las
cianobacterias así como otras especies de microalgas que se han dispersado a lo largo y
ancho del lago y que por su alta densidad han alterado el equilibrio ecológico de todo su
entorno. Se logra un restablecimiento de la calidad del agua la cual paulatinamente se
volverá más apta para ser usada para su consumo en actividades que hasta ahora no es
posible realizar con ese recurso hídrico. Además con la recuperación de la calidad del
agua se puede recuperar o introducir especies de peces en el lago que de manera
supervisada puedan aumentar la diversidad y contribuir con el restablecimiento del lago.
Al existir nuevamente condiciones adecuadas en el lago para el desarrollo de
especies de peces se abre la brecha para que la industria pesquera pueda empezar a
explotarlos siempre y cuando sea de manera sustentable.
Con la participación mancomunada de todas las partes en el proceso de
descontaminación se logra crear una conciencia en los sectores o zonas de impacto
directo a fin de que partiendo de lo hecho, se pueda continuar manejando los recursos
hídricos así como los desechos de manera que no puedan alterar las condiciones del lago
nuevamente.
29
El desarrollo de sistemas de manejo de aguas residuales provenientes de la actividad
industrial puede ser un punto de partida para que muchas empresas se puedan interesar
por impactar positivamente en el manejo sustentable de los recursos hídricos que
alimentan al lago y de esa manera ganar un reconocimiento de parte de la sociedad en
general.
El desarrollo de técnicas para la descontaminación se convierte en la puerta para que
se investiguen y empleen metodologías que en el futuro se puedan implementar en otros
sectores para los mismos fines; igualmente estas técnicas se pueden perfeccionar con el
pasar de los años ya que con seguridad siempre surgirán pequeños proyectos o ensayos a
escala de laboratorio o escala piloto que como ya se menciono antes puedan ser
mejorados y escalados para aplicaciones de más envergadura.
I.2.2.2 Desventajas
En Guatemala, el ecosistema más afectado por la contaminación industrial es la
cuenca del lago Amatitlán, que recibe una descarga de 46.68 m3 por minuto de desechos
líquidos provenientes de la zona urbana industrial vecina. Lograr la descontaminación
total del lago a partir de esta investigación es ilusorio, sin embargo se pueden sentar las
bases de procesos metodológicos sistematizados para que en un corto plazo se pueda
mejorar y llevar a una escala mayor un proceso de descontaminación parcial o total del
lago.
En este tipo de investigación donde los procesos biotecnológicos son fundamentales se
hace necesaria utilizar tecnología precisa y apropiada. El equipamiento puede ser un
factor limitante en esta investigación y los altos costos del mismo.
Un problema que se puede arrastrar cuando se desarrolla este tipo de proyecto es que
se deben emplear técnicas así como tecnología probada y que garantice la recuperación
del ecosistema en todo su conjunto sin afectar a terceros para obtener los resultados
deseados; cuando se habla de terceros nos referimos a especies de flora o fauna que
podrían verse afectados por alguna metodología que pretenda recuperar algunos
elementos del lago.
30
I.3 OBJETIVOS E HIPÓTESIS
I.3.1 Objetivo General
Evaluar la pre-factibilidad técnico-económica de las potencialidades energéticas de las microalgas que contaminan el Lago Amatitlán, para la obtención de biodiesel.
I.3.2 Objetivos Específicos
a) Contribuir a la descontaminación del lago Amatitlán, evaluando la disminución de la población de las microalgas que lo contaminan.
b) Aprovechar el potencial energético de las microalgas y evaluar la obtención de aceites que permita la producción de biodiesel.
c) Evaluar las potencialidades energéticas de las especies de microalgas que se encuentran en el Lago Amatitlán como productoras de aceite.
d) Evaluar los procesos de producción y extracción de aceite a partir de microalgas
e) Instalar, evaluar e implementar un laboratorio para el manejo de las algas y su extracción de bioaceite
f) Diseñar y evaluar un sistema que permita la separación de microalgas del medio de cultivo y filtrado del lago.
g) Determinar y evaluar los procesos tecnológicos de secado de microalgas
h) Establecer los procesos tecnológicos de extracción de bioaceite a partir de microalga.
i) Determinar y desarrollar una metodología sistemática que permita realizar y validar la conversión energética de bioaceite a biodiesel.
j) Divulgar a las autoridades, actores sociales e instituciones en el campo de su competencia la información obtenida de la investigación.
31
I.3.3 Hipótesis
La diversidad de especies de microalgas que habitan en el lago Amatitlán son una
fuente biológica que contienen ácidos grasos en sus estructuras y pueden utilizarse como
materia prima para la obtención de biodiesel.
1.4 METODOLOGÍA
I.4.1 Variables
I.4.1.1 Variables Dependientes
- Tasa de crecimiento celular
- Medios de cultivo
- Cultivo y producción
I.4.1.2 Variables Independientes
- Tiempo de crecimiento de la población de microalgas
- Especies de microalgas oleaginosas aisladas
I.4.2 Indicadores
a. Análisis físico-químico del cuerpo de agua.
b. Evaluación del crecimiento de microalgas en medio de cultivo.
c. Aislamiento e identificación de microalgas oleaginosas
d. Graficas de crecimiento de las especies aisladas
e. Filtración y floculación de las especies aisladas
f. Evaluación del perfil de ácidos grasos de las especies
g. Prueba de extracción de aceite
h. Prueba de conversión de aceite a biodiesel.
32
I.4.3 Estrategia Metodológica
I.4.3.1 Población y Muestra
a) Población
Parte Oeste del lago Amatitlán. En esta parte se ubica la playa pública del lago, recibe
toda la contaminación que viene de la región sur de la capital y de la cuenca del Río
Villalobos. El agua de la misma porción del lago es drenada al Río Michatoya.
b) Muestra
Se realizaron 4 visitas al lago para identificar los puntos de muestreo. La selección de los
puntos corresponde a una muestra no probabilística, se considero el trabajo que realiza el
departamento técnico de AMSA y la observación directa de la calidad y color de la
superficie del cuerpo de agua.
I.4.3.2 Método
El estudio central de este proyecto se ha llevado a cabo, básicamente, en las
instalaciones del Instituto de Investigación y Desarrollo de la Universidad Galileo. A
continuación se detalla cada una de las etapas de la investigación:
a) Selección de los Puntos de Muestreo
Los puntos de muestreo fueron seleccionados en base a la observación de características
macroecológicas que producen variaciones en la calidad del agua y, por lo tanto, en la
diversidad y abundancia de especies de microalgas que pueden ser sustentadas y
encontrada en los muestreos. Las características principales en que se basó la selección
fueron las siguientes: la distancia a la desembocadura del afluente contaminante (Río
Villalobos), el aislamiento producido por accidentes geográficos como bahías, las
variaciones locales de temperatura ocasionadas por fuentes geotérmicas. Tomar en cuenta
la influencia de factores físicos del ecosistema es importante si lo que se desea es
encontrar la mayor diversidad de especies, las cuales pueden ser aisladas, cultivadas y
evaluadas en el laboratorio en relación a la producción de aceites fijos. La distancia entre
el efluente contaminante y los puntos de muestreo es un factor que se puede asociar con
33
la variación de la composición química del agua. El volumen de agua que se encuentra
entre el efluente y un punto de muestreo determinado, actúa como una planta de
tratamiento de agua que absorbe parte de los nutrientes, transformando las condiciones
químicas del agua. De este modo es en los sitios más alejados del efluente donde las
condiciones habrán cambiado en mayor porcentaje.
b) Colecta de fitoplancton
Se visitó cada punto de colecta en el Lago de Amatitlán, a cada uno de los cuales se llega
por lancha. Se utilizó una lancha provista por AMSA para accesar a todos los puntos de
muestreo. Para realizar las colectas se contó con redes de plancton, recipientes para
almacenar las muestras, lugol fuerte, hielera con hielo, y otros implementos menores. Las
muestras se obtuvieron por barrido de la red de plancton justo por debajo de la superficie
del agua, navegando a baja velocidad. Cada muestra se almacenaba en un recipiente de
250 ml apropiadamente rotulado cuando se observaba una cantidad significativa de
fitoplancton colectado en el recipiente contenedor de la red de plancton. Se colectaban
dos muestras por cada punto de muestreo, una de las cuales era fijada con lugol para su
preservación y posterior observación. La otra se mantuvo conservada en una hielera fría
para ser cultivada en soluciones de enriquecimiento y poder realizar los aislamientos por
micromanipulación.
FIGURA 2. Identificación de los puntos de muestreo. Se muestra la localización
geográfica donde se realizaron los muestreos de fitoplancton.
FUENTE: www.google.es/intl/es/earth/index.h
34
CUADRO 4. Resumen de puntos de muestreos en El Lago de Amatitlán y coordenadas. Se muestra cada punto de muestreo con la distancia media entre este y el punto de referencia (Playa Pública), sus coordenadas geográficas y algunas observaciones particulares.
Punto estratégico de monitoreo *Distancia media Observaciones:
1. Playa Pública 0 km Es el punto de partida para los monitoreos permanentes.
2. Rio Michatoya 0.35 km El agua del lago sale a través del río Michatoya, utilizado para generación por una hidroeléctrica, en este lugar hay un crecimiento acelerado de microalgas.
3. Caballo 2.84 km Es un punto aislado, no tiene acceso por tierra, en este lugar hay crecimiento de microalgas fundamentalmente diatomeas.
4. Río Villalobos 4.00 km Sus aguas registran altos índices de contaminación, por las descargas domiciliares e industriales de la zona metropolitana.
5. Bahía Playa de Oro 5.00 km Es un punto aislado del lago. No tiene acceso por tierra y sus condiciones físicas son adecuadas para el crecimiento de microalgas.
Sitio Nombre
Coordenadas Geográficas
Altura
Norte Oeste
Grados Minutos Segundos Grados Minutos Segundos
1 Playa Publica 14 29 21.2 90 36 38.3 1200
2 Rio Michatoya 14 29 25.47 90 36 48.79 1200
3 El Caballon 14 28 48 90 34 52.8 1200
4 Río Villalobos 14 28 44.09 90 34 30.94 1200
5 Bahía Playa de Oro 14 29 14.1 90 34 15.2 1200
Fuente: www.google.es/intl/es/earth/index.html
c) Identificación de microalgas
La identificación de las especies de microalgas se realiza mediante la observación en
microscopio óptico de las muestras de fitoplancton. Se utilizan claves dicotómicas para
algas dulceacuícolas, entre ellas las publicaciones de Bellinger (2010) y Prescott (1954).
Además se utiliza de referencia publicaciones en sitios de internet para acercarse a la
taxonomía de las especies, principalmente Guiry et al (2011) (www.algaebase.org),
35
además de Silva (2009), FytoPlankton.cz (2011), The Royal Botanic Gardens & Domain
Trust (2011), Wagner (2011), y Oyadomari (2011). Se toman fotografías de cada especie.
Se observan también los cultivos de enriquecimiento durante los días siguientes para
buscar especies que no hayan sido detectadas en las muestras originales. Los especímenes
de microalgas fueron fotografiados para preparar un catálogo de especies de microalgas
del Lago de Amatitlán, en relación a los puntos de muestreo. Estas se tomaron durante la
identificación de microalgas y durante el monitoreo de los cultivos en soluciones de
enriquecimiento. Se han utilizado como referencia para la identificación de las especies
cuando esta no se ha logrado durante los períodos de observación al microscopio.
d) Medios de Cultivo
Un medio de cultivo provee al organismo de interés los nutrientes minerales y orgánicos,
y el sustrato necesario para su reproducción y desarrollo.
e) Selección de Medios de Cultivo
Se seleccionaron los medios de cultivo que serían utilizados en base al libro “Algal
Culturing Techniques” (Andersen, 2005). Se escogieron los siguientes medios de cultivo:
Medio Chu #10 (Chu, 1942), Medio Chu #10 Fuerza Media (Nalewajko y O’Mahony,
1989), Medio COMBO (Kilham et al., 1998), Medio Fraquil (Morel et al., 1975) y Medio
WC (Guillard y Lorenzen, 1972).
f) Preparación de Soluciones Madre.
Se prepararon las soluciones madre de minerales requeridas para los medios de cultivo
Chu# 10, Chu # 10 Fuerza Media, Combo, Fraquil y WC. Estas soluciones incluyen
macronutrientes, micronutrientes (metales traza) y vitaminas. Las soluciones madre para
cada medio de cultivo se prepararon mediante el siguiente procedimiento:
• Se limpió la superficie para trabajar y se reunió el equipo y los reactivos a utilizar,
incluyendo balanza digital, hornilla con agitador magnético, cajas de Petri plásticas,
balones aforados de 500 ml, frascos de vidrio de 500 ml y 240 ml, embudo de vidrio,
probetas de 500 y 250 ml, agitadores magnéticos, espátula de acero inoxidable y agua
desmineralizada.
36
• Se requirió de la receta de cada medio de cultivo para conocer la concentración de
cada solución madre a preparar. Se prepararon las soluciones de un reactivo para todos
los medios de cultivo, partiendo desde la más concentrada hasta la menos concentrada,
Fue utilizada la de mayor concentración para preparar las siguientes, soluciones
posteriores:
C1V1=C2V2 ;
Donde C1 es la concentración más alta y C2 es la concentración deseada después de la
dilución, V1 es el volumen requerido de la solución inicial (C1) para preparar el volumen
de solución V2, que es el volumen del balón aforado.
• Se taró la balanza digital con la tapadera de una caja de Petri que serviría para
contener los reactivos a pesar.
• Se agregó el reactivo a pesar por pequeñas cantidades, dentro de la caja de Petri sobre
la balanza hasta llegar al peso requerido para preparar 500 ml de solución.
• Se colocó el volumen de reactivo pesado en un beaker de 100 ml para ser diluido con
una pequeña cantidad de agua, después de lo cual se trasladó al balón aforado a través
de un embudo. Se lavó el beaker con suficiente agua desmineralizada para verter los
residuos de reactivo.
• Se colocó un agitador magnético dentro del balón aforado y se inició la agitación sobre
la hornilla con agitador, agregándose más agua a medida que el reactivo se iba
disolviendo, completando en la línea de aforo al disolverse completamente.
• Se sacó el agitador magnético valiéndose de otro de mayor tamaño para atraerlo
magnéticamente hasta la boca del balón aforado.
• Se completó el volumen aforando con una pileta con agua desmineralizada.
• Se tapó el balón y se agitó con el brazo.
La solución se vertió en un recipiente de vidrio de 500 ml etiquetado con la información
del reactivo contenido, la concentración y el medio de cultivo para el cual está indicado.
• Se realizaron los cálculos para conocer el volumen requerido de la primera solución
para la preparación la siguiente, de una menor dilución, en caso que otro medio de
cultivo la requiriera.
37
• Utilizando pipetas volumétricas se midió y vertió el volumen requerido de la solución
inicial dentro del balón aforado.
• Se aforó con agua desmineralizada para completar la concentración deseada.
• Se procedió de la misma manera en caso que hubiera necesidad de preparar otra
solución de menor dilución para otro medio de cultivo.
• Las soluciones de macronutrientes se almacenaron en frascos de vidrio transparente de
500 ml en refrigeración.
• Las soluciones de micronutrientes se almacenaron en frascos de vidrio ámbar de 240
ml en refrigeración.
g) Preparación de Medios de Cultivo
Los medios de cultivo se prepararon utilizando las soluciones madre de macronutrientes,
micronutrientes y vitaminas. Para la preparación de un litro de medio de cultivo se utilizó
agua desmineralizada y los volúmenes de soluciones madre indicados en las recetas
presentadas en las tablas 5, 6,7, 8 y 9. El medio de cultivo se sirvió en frascos de 500 ml
y se esterilizó en autoclave durante 45 minutos. La solución de vitaminas, en los casos
requeridos, se agregó posteriormente a la esterilización para evitar su desnaturalización.
CUADRO 5. Medio de cultivo CHU # 10. Receta química para la preparación de
soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.
Compuesto Solución Madre Volumen Concentración final en el medio (M)
(NO3)2 40.0 gr/Lt H2O 1 ml 2.44 * 10-4
K2HPO4 5.0 gr/Lt H2O 1 ml 2.87 * 10-5
MgSO4 · 7H2O 25.0 gr/Lt H2O 1 ml 1.01 * 10-4
Na2CO3 20.0 gr/Lt H2O 1 ml 1.89 * 10-4
Na2SiO3 25.0 gr/Lt H2O 1 ml 2.05 * 10-4
FeCl3 0.8 gr/Lt H2O 1 ml 4.93 * 10-6
FUENTE: Andersen, 2005.
38
CUADRO 6. Medio de cultivo CHU # 10 Fuerza Media. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.
Compuesto Solución Madre Volumen Concentración final en el medio (M)
Ca(NO3)2 20.0 gr/Lt H2O 1 ml 1.22 * 10-4
K2HPO4 2.5 gr/Lt H2O 1 ml 1.44 * 10-5
MgSO4 · 7H2O 12.5 gr/Lt H2O 1 ml 5.07 * 10-5
Na2CO3 10.0 gr/Lt H2O 1 ml 9.43 * 10-5
Na2SiO3 12.5 gr/Lt H2O 1 ml 1.02 * 10-4
FeCl3 0.4 gr/Lt H2O 1 ml 2.47 * 10-6
Solución de elementos traza
Ver receta 1 ml ------------------
Solución de vitaminas Ver receta 1 ml ------------------
Solución de elementos traza
H3BO3 2.48 gr/Lt H2O 4.01 * 10-8
MnSO4 · H2O 1.47 gr/Lt H2O 8.70 * 10-9
ZnSO4 · 7H2O 0.23 gr/Lt H2O 8.00 * 10-10
CuSO4 · 5H2O 0.10 gr/Lt H2O 4.01 * 10-10
(NH4)6Mo7O24 · 4H2O
0.07 gr/Lt H2O 5.66 * 10-11
Co(NO3)2 · 6H2O 0.14 gr/Lt H2O 4.81 * 10-10
Solución de Vitaminas
Tiamina --------- 50 mg 1.48 * 10-7
Biotina 2.5 1 mL 1.02 * 10-8
Cianocobalamina 2.5 1 mL 1.84 * 10-9
FUENTE: Andersen, 2005
39
CUADRO 7. Medio de cultivo COMBO. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.
Compuesto Solución Madre Volumen Concentración final en el medio (M)
NaNO3 85.01 gr/Lt H2O 1 ml 1.00 * 10-3
CaCl2 · 2H2O 36.76 gr/Lt H2O 1 ml 2.50 * 10-4
MgSO4 · 7H2O 36.97 gr/Lt H2O 1 ml 1.66 * 10-4
NaHCO3 12.60 gr/Lt H2O 1 ml 1.50 * 10-4
Na2SiO3 · 9H2O 28.42 gr/Lt H2O 1 ml 1.00 * 10-4
K2HPO4 8.71 gr/Lt H2O 1 ml 5.00 * 10-5
H3BO3 24.00 gr/Lt H2O 1 ml 3.88 * 10-4
KCl 7.45 gr/Lt H2O 1 ml 1.00 * 10-4
Solución de elementos traza
Ver receta 1 ml ---------------------
Solución de vitaminas
Ver receta 1 ml ---------------------
Solución de Elementos Traza
Na2EDTA · 2H2O --------------------- 4.36 g 1.17 * 10-5
FeCl3 · 6H2O --------------------- 1.00 g 3.70 * 10-6
CuSO4 · 5H2O 1.0 gr/Lt H2O 1 ml 4.01 * 10-9
ZnSO4 · 7H2O 22.0 gr/Lt H2O 1 ml 7.65 * 10-8
CoCl2 · 6H2O 12.0 gr/Lt H2O 1 ml 5.04 * 10-8
MnCl2 · 4H2O 180.0 gr/Lt H2O 1 ml 9.10 * 10-7
Na2MoO4 · 2H2O 22.0 gr/Lt H2O 1 ml 9.09 * 10-8
H2SeO3 1.6 gr/Lt H2O 1 ml 1.24 * 10-8
Na3VO4 1.8 gr/Lt H2O 1 ml 9.79 * 10-9
Solución de Vitaminas
Tiamina --------------------- 100 mg 2.96 * 10-7
Biotina 0.50 gr/Lt H2O 1 ml 2.05 * 10-9
Cianocobalamina 0.55 gr/Lt H2O 1 ml 4.06 * 10-10
FUENTE: Andersen, 2005.
40
CUADRO 8. Medio de cultivo WC. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.
Compuesto Solución Madre Volumen Concentración final en el medio (M)
Glicilglicina (buffer)
---------------- 500 mg 3.78 * 10-3
NaNO3 85.01 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-3
CaCl2 · 2H2O 36.76 gr/Lt H2O 1 ml 2.50 * 10-4
MgSO4 · 7H2O 36.97 gr/Lt H2O 1 mL 1.50 * 10-4
NaHCO3 12.60 gr/Lt H2O 1 ml 1.50 * 10-4
Na2SiO3 · 9H2O 28.42 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-4
K2HPO4 8.71 gr/Lt H2O 1 ml 5.00 * 10-5
Solución de elementos traza
Ver receta 1 ml ---------------------
Solución de vitaminas
Ver receta 1 ml ---------------------
Solución de Elementos Traza
Na2EDTA · 2H2O ------------------- 4.36 g 1.17 * 10-5
FeCl3 · 6H2O ------------------- 3.15 g 1.17 * 10-5
CuSO4 · 5H2O 10.0 gr/Lt H2O 4.01 * 10-8
ZnSO4 · 7H2O 22.0 gr/Lt H2O 7.65 * 10-8
CoCl2 · 6H2O 10.0 gr/Lt H2O 4.20 * 10-8
MnCl2 · 4H2O 180.0 gr/Lt H2O 9.10 * 10-7
Na2MoO4 · 2H2O 6.0 gr/Lt H2O 2.48 * 10-8
H3BO3 ------------------- 1.00 g 1.62 * 10-5
Solución de Vitaminas
Tiamina 100 mg 2.96 * 10-7
Biotina 0.5 1 mL 2.05 * 10-9
Cianocobalamina 0.5 1 mL 3.69 * 10-10
FUENTE: Andersen, 2005.
41
CUADRO 9. Medio de cultivo Fraquil. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.
Compuesto Solución Madre Volumen Concentración final en el medio (M)
CaCl2 · 2H2O 36.80 gr/Lt H2O 1 mL 2.50 * 10-4
MgSO4 · 7H2O 37.00 gr/Lt H2O 1 mL 1.50 * 10-4
NaHCO3 12.60 gr/Lt H2O 1 mL 1.50 * 10-4
Na2SiO3 · 9H2O 3.55 gr/Lt H2O 1 mL 1.25 * 10-5
NaNO3 8.50 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-4
K2HPO4 1.74 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-5
Solución de Elementos Traza
--------------------- 1 mL ------------------------
Solución de Vitaminas --------------------- 0.5 mL ------------------------
Solución de Elementos Traza
CuSO4 · 5H2O 0.249 gr/Lt H2O 1 mL 9.97 * 10-10
(NH4)6Mo7O24 · 4H2O 0.265 gr/Lt H2O 1 mL 2.14 * 10-10
CoCl2 · 6H2O 0.595 gr/Lt H2O 1 mL 2.50 * 10-9
MnCl2 · 4H2O 4.550 gr/Lt H2O 1 mL 2.30 * 10-8
ZnSO4 · 7H2O 1.150 gr/Lt H2O 1 ml 4.00 * 10-9
Na2EDTA · 2H2O 1.860 g 5.00 * 10-6
FeCl3 · 6H2O 0.122 g 4.51 * 10-7
Solución de Vitaminas
Tiamina ---------------------
200 mg 2.96 * 10-7
Biotina 1.0 1 mL 2.05 * 10-9
Cianocobalamina 1.1 1 mL 4.06 * 10-10
FUENTE: Andersen: 2005.
h) Cultivos de enriquecimiento.
Esta metodología tiene como objetivo mantener una provisión duradera de colonias de
microalgas que se utilizan en la fase de aislamiento. Si se utiliza más de un medio de
cultivo para cultivar cada muestra, se estimula a un crecimiento diferencial de cada
especie. Así se evalúa el efecto del medio de cultivo en la selección de especies.
Diferentes especies son favorecidas según la composición del medio de cultivo. Las
muestras de fitoplancton conservadas en agua fría son utilizadas para inocular medio de
42
cultivo Chu # 10 en frascos de vidrio de 500 ml. Cada frasco contiene cerca de 350 ml de
medio de cultivo Chu # 10 estéril, y son inoculados con 50 ml de una muestra de
fitoplancton. Se realizan cuatro repeticiones para cada muestra. Los cultivos se colocan
bajo iluminación artificial provista por lámparas dobles de luz fluorescente fría de 32W a
un fotoperíodo de 12 a 16 horas de luz. Cada frasco recibe aireación mediante una
manguera de acuario que está conectada a una bomba de acuario a través de una válvula
multiplicadora de cinco salidas, que alimenta de aire a cinco cultivos. Estos cultivos son
monitoreados cada dos días para observar la abundancia relativa de cada especie, y se
buscan especies que no hayan sido encontradas en las muestras originales.
i) Aislamiento por micromanipulación.
El aislamiento por micromanipulación es una técnica utilizada para obtener cultivos
puros de especies de microalgas seleccionadas. Es la técnica más directa para este
propósito; otras técnicas, tal como el estriado en caja de Petri y el aislamiento por
dilución son menos específicas. Esta técnica se utilizó para obtener cultivos puros de las
especies que se reproducen en los cultivos de enriquecimiento de las muestras del Lago
de Amatitlán. La técnica se inicia preparando la cámara de flujo laminar, desinfectándola
para luego introducir el material, equipo y cultivos o muestras de microalgas a utilizar. La
técnica procede de la siguiente manera. Se observa una porción de la muestra escogida al
microscopio invertido, buscando células de la especie deseada. Se toma el tubo de
micromanipulación con el capilar de punta fina y se captura la célula elegida. Se prepara
un portaobjetos con gotas de medio de cultivo estéril, y se coloca la célula capturada en
una de ellas. Se lava la célula pasándola por cada una de las gotas hasta obtener una
célula limpia. Esta célula ya puede ser inoculada en un tubo de cultivo con medio de
cultivo líquido. Se repite el proceso para obtener varios cultivos de cada una de las
especies que se desean aislar. Es necesario practicar en cada caso la técnica estéril, para
obtener cultivos puros. Los tubos de cultivo se colocan en gradillas y se mantienen bajo
iluminación a un fotoperíodo de 12 a 16 horas de luz. Los cultivos se observan cada
semana para verificar si las células se han reproducido, y si los cultivos están puros. Los
cultivos puros son subcultivados periódicamente para mantener su viabilidad.
43
j) Evaluación de tasa de crecimiento de especies aisladas
A partir de los cultivos aislados se prepararon subcultivos en tubos que se renovaron
periódicamente para asegurar la supervivencia de las cepas. Se utilizaron de tres a 5
cultivos en tubos para realizar los conteos celulares y elaborar una curva de crecimiento
de cada cepa evaluada. Los conteos se realizaron desde el día de la inoculación,
habiéndose utilizado 1 ml de cultivo para realizar los subcultivos en tubo, y se continuó
durante cuatro semanas en días alternos. El conteo se realizó con un hematocitometro de
0.1 mm de profundidad (Neubauer mejorado). Se contaron los cuatro cuadros grandes de
las esquinas de las dos cámaras, para dar 4mm2 por cada cámara. Se promedió el
resultado de cada una para obtener la densidad celular (células/volumen). Este resultado
se tabuló; se hizo un promedio entre las réplicas para producir una curva de crecimiento
hasta la etapa de muerte. El objetivo principal fue conocer la densidad celular máxima de
la cepa según condiciones de cultivo específicas. Es útil para evaluar la efectividad de los
medios de cultivo para diferentes especies.
k) Evaluación del desarrollo de cinco especies en cinco medios de cultivo.
Se establecieron cultivos de las especies Scenedesmus dimorphus, Selenastrum
capricornutum, Closterium sp., Chlorella sp. y Navicula sp. con cinco medios de cultivo
(Chu # 10, Chu # 10 Fuerza Media, Combo, WC y Fraquil) en frascos de 500 ml. Se
colocaron bajo luz artificial a un fotoperíodo de 16 horas de luz y aireación continua. Se
contó la densidad celular de cada cultivo en días alternos y se construyeron las curvas de
crecimiento para cada especie bajo cada tratamiento (medio de cultivo). A partir de los
resultados se decidió qué medio de cultivo se utilizaría para la producción de biomasa de
cada especie. Este sería el que produjera mayores densidades celulares en el menor
tiempo.
l) Producción de biomasa de cultivos puros
Se utilizaron cultivos de las especies seleccionadas (Scenedesmus dimorphus,
Selenastrum capricornutum, Closterium sp., Chlorella sp y Navicula sp., entre otras)
para inocular medio de cultivo Chu # 10 estéril en frascos de 500 ml. Se utiliza un cultivo
en tubo para cada frasco, pudiéndose inocular unos veinte frascos por especie. Estos
cultivos se mantuvieron en cultivo bajo luz artificial (lámparas dobles fluorescentes de
44
32W de luz fría) a un fotoperíodo de 16 horas y aireación constante mediante bombas de
acuario. Los cultivos se mantuvieron durante dos semanas, o el tiempo necesario para
llegar a la densidad celular máxima, antes de la etapa de estancamiento, para poder
obtener la biomasa.
Cultivos abiertos: se utilizaron cultivos puros en frasco de 500 ml como inoculo para
cultivos abiertos. Estos cultivos se establecieron en peceras esféricas de 18 Lts de
capacidad y peceras rectangulares de 36 Lts. Se preparó el medio de cultivo COMBO en
los mismos recipientes de cultivo, agregándosele las soluciones de macronutrientes,
micronutrientes y vitaminas. Se colocaron bajo iluminación artificial (luz fluorescente
32W) y aireación constante durante dos semanas. Se midió la densidad celular en días
alternos para construir sus curvas de crecimiento y conocer el momento apropiado para
cosechar, siendo este el pico de su densidad celular.
m) Obtención de biomasa seca de microalgas
La biomasa se obtuvo a partir de cultivos maduros en su máxima densidad celular. En
especies donde la biomasa se sedimenta naturalmente es apropiado permitir este proceso
para facilitar su obtención. Mientras esto ocurre se puede instalar el equipo de filtración
al vacío. Cuando los cultivos han sedimentado se procede a eliminar el exceso de agua,
dejando solo el precipitado. Se utiliza un filtro de fibra de vidrio de 1µm. Se enciende la
bomba de vacío y se inicia a verter el precipitado. Cada cierto tiempo se recoge la
biomasa húmeda, que ha formado una pasta, y se va colocando sobre un vidrio de reloj
donde, finalmente, se pesa con el residuo de agua que contiene.
45
FIGURA 3. Equipo de filtrado. Consiste en una bomba de vacío, matraz con manómetro, kitasato y embudo de filtración de acero inoxidable.
FUENTE: www.acefesa.es
En el momento de efectuar el proceso de separación se coloca el fluido en la parte
superior del embudo permitiendo que la gravedad efectué su parte llevando al liquido así
como a las partículas a hacer contacto con el filtro y de esta manera ya puede la bomba
empezar a efectuar el vacio para dejar toda la parte solida en la parte superior del filtro
mientras que el fluido succionado es depositado en un recipiente para su posterior
desecho.
En la manipulación de la bomba de vacio se debe tener mucho cuidado de no exceder
los niveles de presión de trabajo ya que ello podría ocasionar daños en el papel filtro o
finalmente la realización de un proceso de filtrado pobre.
Ahora bien, si nos remitimos a la parte correspondiente a las microalgas, se debe
señalar que este procedimiento es muy efectivo para su separación ya que al ser partículas
de orden microscópico no pueden ser manipuladas con otros métodos conocidos y el
filtrado con bomba de vacio proporciona una gama de ventajas en esta aplicación ya que
la técnica del vacío permite tanto la succión del fluido y al mismo tiempo el arrastre de
las partículas solidas hasta el filtro en donde finalmente serán manipuladas para procesos
posteriores según sea la aplicación.
46
Cuando los cultivos no sedimentan naturalmente es necesario utilizar el método de
floculación. Para esto se prepara una solución al 25% de FeSO4, la cual es agregada a los
cultivos en una proporción de 1ml por cada 100ml (floculante/cultivo). La adición de esta
sal inicia la formación de flóculos que eventualmente precipitan, en un tiempo que
depende en parte del tamaño celular. Luego se procede de la misma manera descrita
anteriormente para recuperar la biomasa y eliminar el exceso de agua.
La biomasa así obtenida es colocada sobre papel encerado y secada en un secador
solar. Es necesario reunir suficiente biomasa entre 20 y 30 gr para realizar la extracción
de los aceites mediante un aparato de extracción Soxhlet.
n) Extracción de aceites de biomasa de microalgas
Para realizar una extracción es necesario reunir entre 20 y 30 gr. de biomasa seca a partir
de cultivos monoespecíficos (de una sola especie) y triturarlos con un mortero hasta
obtener un polvo fino. Este se empaca en un disco de papel filtro de 150mm de diámetro
y se asegura con grapas, formando un cilindro que se pueda introducir fácilmente dentro
del contenedor del extractor Soxhlet.
Se procede a instalar el equipo, utilizando un sujetador universal, en el que se sujeta cada
elemento del sistema de extracción: balón de fondo plano de 250 ml, extractor Soxhlet y
condensador en espiral. Se agregan 250 ml de hexano en el balón junto con algunas
perlas de ebullición, se conecta el Soxhlet con la muestra de microalgas y se coloca sobre
este el condensador. Este sistema es sujetado por dos pinzas al poste del sujetador,
dejando el espacio necesario bajo el balón para introducir la hornilla eléctrica. A
continuación se conecta el condensador a una fuente de agua con flujo lento y continuo,
se enciende la hornilla y mantiene en ebullición lenta durante tres horas, manteniendo el
reflujo del solvente por acción del ciclo de ebullición y condensación.
El sistema se detiene cuando se ha realizado la última extracción, apagando la hornilla,
aunque manteniendo el reflujo hasta que el sistema se enfríe. Se desconectan los
elementos y se vierte el residuo de extracto del extractor Soxhlet dentro del balón. Este
extracto se puede almacenar hasta el momento en que se vaya a realizar la destilación
para la recuperación del solvente por destilación. Esta destilación puede realizarse usando
el mismo sistema sin incluir la muestra de biomasa de microalgas, extrayendo del sistema
47
el solvente recuperado cada vez que el contenedor del Soxhlet se llena de solvente, o
mediante un aparato de destilación. Se procura que el extracto permanezca diluido con
una pequeña cantidad del solvente para que pueda ser transferido del balón a un
recipiente más pequeño (como un tubo de ensayo con tapadera de rosca) con facilidad.
El extracto se analiza para evaluar las cualidades en relación a la composición de sus
ácidos grasos.
I.4.4 La Técnica Estadística
- Los datos y valores provenientes de las observaciones y experimentos son
evaluados a partir de la estadística descriptiva. Específicamente se utiliza
una distribución de frecuencias absolutas y acumuladas de datos no
agrupados, para la descripción e interpretación de los datos y valores
obtenidos de las diferentes variables que son objeto de estudio. Para ello
se emplean representaciones gráficas de diagramas de barra, ojivas y
gráficas de aritmética simple, (curvas de crecimiento).
- Se relaciona el número de casos, frecuencias y acumuladas o eventos y el
número total de observaciones para establecer una tasa o razón que
permita explicar un experimento.
I.4.5 Los Instrumentos a utilizar
I.4.5.1 Equipo:
- Acuarios esféricos de 18L
- Aparato de extracción Sohxlet (balón 250 ml, condensador, extractor)
- Autoclave tipo olla 25 lts
- Balanza digital
- Bomba de vacío
- Bombas aireadoras para acuario
48
- Cable paralelo calibre 14
- Cámara de flujo laminar horizontal clase 100
- Cámara fotográfica
- Contador de mano
- Embudo para filtración al vacío
- Estantería de metal con 4 tramos
- Gradillas para tubos de cultivo
- Hematocitómetro (Neubauer mejorado)
- Hornilla eléctrica con agitador magnético
- Lámparas para tubos fluorescentes 32W luz fría
- Mechero de alcohol
- Microscopio biológico invertido
- Microscopio óptico
- Pinzas para soporte universal
- Pipetas digitales de 10, 100 y 1000 µL
- Pipeteadores de 25 ml
- Red de plancton
- Refrigerador
- Soporte universal
- Timer
- Tubos fluorescentes 32W luz fría
- Válvulas de 5 salidas para manguera de acuario
- Vidrio de reloj
49
I.4.5.2 Material
- Algodón
- Beakers de 1Lt
- Cubreobjetos
- Filtros de fibra de vidrio 1µm, 47mm diá
- Filtros de papel Whatman No.1
- Frascos de 500 ml
- Manguera de látex para condensador
- Manguera para acuario
- Manguera Tygon 1.6 mm diá.
- Marcador permanente
- Papel aluminio
- Papel encerado
- Pipetas de 1ml, 5 ml, 10ml y 25 ml
- Pipetas Pasteur
- Portaobjetos
- Tubos capilares sin heparina
- Tubos de cultivo de 25 mm × 150 mm
I.4.5.3 Reactivos
- (NH4)6Mo7O24 · 4H2O
- (NH4)6Mo7O24 • 4H2O
- Agua desmineralizada
- Biotina
- Ca(NO3)2
50
- CaCl2 · 2H2O
- Cianocobalamina
- Co(NO3)2 · 6H2O
- CoCl2 · 6H2O
- CuSO4 · 5H2O
- Etanol 70%
- Etanol 95%
- Fe2SO4 grado industrial
- FeCl3 · 6H2O
- Glicilglicina
- H2SeO3
- H3BO3
- Hexano
- K2HPO4
- KCl
- Lugol fuerte
- MgSO4 · 7H2O
- MnCl2 · 4H2O
- MnSO4 · H2O
- Na2CO3
- Na2EDTA • 2H2O
- Na2MoO4 · 2H2O
- Na2SiO3 · 9H2O
- Na3VO4
53
II.1 Hábitat y nicho ecológico:
El término hábitat hace referencia al lugar o ambiente natural donde vive, y donde es más
posible encontrar, un organismo o población biológica de una especie en particular. Un
individuo de la especie presentará unas adaptaciones fisiológicas, anatómicas,
morfológicas, y de comportamiento para sobrevivir y aprovechar los elementos provistos
por el hábitat. Hasta cierto punto, son las características del hábitat las que determinan
que especies que pueden habitarlo y desarrollarse exitosamente (Begon, 2006).
A diferencia del hábitat, un nicho ecológico es una idea que resume las tolerancias y
requerimientos de un organismo. Un hábitat provee muchos nichos diferentes, cada uno
con potencial para ser ocupado para diferentes especies. El nicho, por lo tanto, describe
cómo el organismo vive en su hábitat, qué elementos le afectan, y de qué forma los
aprovecha o los tolera. La temperatura, por ejemplo, limita el crecimiento y reproducción
de todos los organismos, pero diferentes organismos toleran diferentes rangos de
temperatura. Este rango es una dimensión del nicho ecológico de un organismo. La
tolerancia a rangos las condiciones de humedad relativa, pH, salinidad, intensidad
lumínica, la velocidad del viento, corriente del agua, profundidad, y sus requerimientos
de otros recursos, son otras dimensiones del nicho ecológico de una especie. El verdadero
nicho de una especie es multidimensional; es definido por las barreras que limitan dónde
puede vivir, crecer y reproducirse, siendo más un concepto que un lugar. Siendo una
localidad caracterizada por condiciones dentro de los límites para una especie dada, y
dado que este también contenga todos los recursos necesarios, entonces la especie puede,
potencialmente, existir y persistir en esta. Esto depende de dos factores adicionales.
Primero, la especie debe ser capaz de llegar a la localidad, lo que depende de su
capacidad de colonización y el grado de aislamiento de la localidad. Segundo, su
presencia puede estar determinada previamente por la acción de individuos de otras
especies que compiten con esta o la depredan. Una especie suele tener un mayor nicho
ecológico en la ausencia de competidores o depredadores que si estos están presentes.
Existen ciertas combinaciones de condiciones y recursos que permiten a una especie
mantener una población viable, pero únicamente si esta no se encuentra adversamente
afectada por sus enemigos naturales. De aquí deriva la diferencia entre un nicho
fundamental y uno realizado; el primero describe las potenciales de una especie, mientras
54
el segundo describe un espectro más limitado de condiciones y recursos que le permiten
persistir, aún en la presencia de competidores y depredadores (Begon, 2006).
II.2 Fitoplancton
El fitoplancton se define como una comunidad o comunidades de organismos diminutos,
microscópicos y fotosintéticos (microalgas, cianobacterias, flagelados heterótrofos y
otros grupos sin clorofila), que viven suspendidas en masas de agua generalmente en
reposo.
En muchas investigaciones y estudios de grandes masas de agua se emplea el fitoplancton
como indicador de calidad para el establecimiento del estado ecológico de lagos; así
como de potenciales ecológicos en embalses o pequeños ríos (Confederación
Hidrográfica del Ebro, 2005).
II.3 Contaminación
La contaminación es un cambio indeseable en las características físicas, químicas o
biológicas del ambiente natural, producido sobre todo por la actividad humana, (Travis
Wagner, 1996), en la actualidad hay pocos intentos por mejorar las eficiencia de los
procesos energéticos, esto debido a la aparente abundancia de recursos y también porque
deshacerse de los desperdicios ha resultado siempre menos costoso que mejorar la
eficiencia de un sistema. Pero a medida que disminuyen los recursos, es inevitable
avanzar hacia procesos más eficientes y, por lo tanto, hacia una menor contaminación.
La contaminación de las aguas de superficie, es la presencia de contaminantes en ríos,
arroyos, lagos y estuarios en cantidad y tiempo suficiente para perjudicar la salud humana
o el ambiente (Travis Wagner, 1996).
El agua en movimiento continuo es un rasgo sobresaliente de ríos y arroyos, en este caso
se tiene mayor posibilidad de degradar los contaminantes en forma natural, los ríos y
arroyos pueden purificarse por sí solos, en el caso de algunos contaminantes, gracias a la
descomposición natural de la materia orgánica por acción de bacterias (biodegradación),
el tiempo que tarda una sustancia en biodegradarse depende del grado de contaminación
y de las características del agua. Una corriente rápida y saturada de oxígeno, elemento
necesario para la biodegradación, se auto purifica con mayor rapidez que una corriente
55
lenta. Sin embargo, sí la carga de contaminantes aparece en todo el curso de una masa de
agua, la purificación natural se reduce por la constante adición de contaminantes a un
sistema que ya se encuentra en tensión.
FIGURA 4. Ingreso del Rio Villalobos. Desembocadura del río en el Lago de Amatitlán.
Fuente: Proyecto FODECYT 049-2009.
Los lagos son cuencas de depósito, los que reciben considerables cantidades de
contaminantes y sedimentos sufriendo cambios físicos visibles. Aunque se produce cierta
dilución de los contaminantes, éstos no se degradan o dispersan con tanta rapidez como
en el agua con corriente, pues en los lagos hay menos oxígeno y menos movimiento.
Las aguas residuales municipales que provienen de hogares y edificios púbicos se
componen principalmente de desperdicios humanos, los cuales contienen mucha materia
orgánica, nutrientes, sólidos suspendidos, gérmenes patógenos y aguas grises, además las
sustancias tóxicas utilizadas en el hogar entre ellos productos limpiadores, detergentes,
pintura y pesticidas se eliminan en el sistema de alcantarillado.
La materia orgánica es en general cualquier sustancia natural de origen animal, humano o
vegetal, cuando cantidades excesivas de materia orgánica se vierte en aguas de superficie
y se descomponen se agota la concentración de oxígeno disuelto del medio receptor, en el
caso de los lagos que no se reabastecen de oxígeno con rapidez, se convierte en una
situación crítica porque los organismos acuáticos necesitan oxígeno para sobrevivir.
56
Los nutrientes incluyen sustancias químicas, como el nitrógeno, el fósforo y el potasio.
Aunque son esenciales para el desarrollo de los organismos vivos, se le considera
contaminantes cuando se concentran en tal cantidad que provocan un crecimiento
excesivo de microalgas. La acumulación de nutrientes, sobre todo fósforo y nitrógeno,
puede ocasionar un proceso conocido como eutrofización, que es el envejecimiento
prematuro de un sistema acuático. El exceso de nutrientes propicia el crecimiento de las
microalgas que absorben el oxígeno disuelto en el agua e impiden el paso de la luz solar,
estos factores son básicos para sobrevivencia de las especies acuáticas. Cuando las
microalgas mueren por falta de oxígeno u otras causas, su descomposición reduce la
cantidad de oxígeno disuelto.
FIGURA 5. Exceso de microalgas en el Lago de Amatitlán por eutrofización de sus aguas. Algunas de las especies de cianobacterias y microalgas que proliferan en el lago.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
57
FIGURA 6. Aireadores en el Lago Amatitlán para oxigenar el agua. Funcionamiento de un aireador que ayuda a contrarrestar los efectos de la eutrofización mediante la aceleración de la descomposición de la materia orgánica.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
II.4 Eutrofización
La Eutrofización es el enriquecimiento en nutrientes de las aguas. Produce un
crecimiento excesivo de algas, las cuales al morir se depositan en el fondo de los ríos o
lagos, generando residuos orgánicos que, al descomponerse, consumen gran parte del
oxígeno disuelto y de esta manera pueden afectar a la vida acuática y producir la muerte
por asfixia de la fauna y flora, hasta el punto de matar el río o lago por completo. Las
algas se desarrollan cuando encuentran condiciones favorables: temperatura, sol y
nutrientes. (Ing. Mynor Romero, 2010).
Los nutrientes que más influyen en este proceso son los fosfatos y los nitratos. Los
aportes de éstos son de naturaleza muy diversa. Las aguas residuales domésticas
contienen nitrógeno y fósforo procedente, principalmente, de las deyecciones humanas y
de los productos de limpieza, mientras que algunas industrias también producen vertidos
más o menos ricos en estas sustancias. La actividad agraria es una fuente importante,
especialmente por los abonos aportados a los cultivos y los residuos originados por la
ganadería.
58
FIGURA 7. Eutrofización en el Lago Amatitlán. Afloramiento de fitoplancton propiciado por la excesiva acumulación de nutrientes.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
La industria utiliza el agua principalmente para enfriar o limpiar maquinaria, procesar
materia prima o alimentos y controlar la contaminación del aire. Todas estas aplicaciones
contaminan el agua en diverso grado. En general los principales contaminantes que
suelen transportar las aguas residuales industriales son:
• Petróleo y grasa
• Ácidos y álcalis
• Sólidos suspendidos
• Metales pesados (plomo, cromo, níquel, mercurio)
• Sales
• Detergentes
• Solventes halogenados
• Cianuro
• Materia Orgánica
• Nutrientes
• Gérmenes patógenos
• Plásticos
59
• Sustancias químicas orgánicas diversas
• Calor
(Agencia de protección ambiental APA, 1988).
Estas aguas afectan a los organismos acuáticos, causando envenenamiento de estos. La
reglamentación de las aguas negras industriales ha exigido en los últimos años a la
industria que trate adecuadamente el agua utilizada. El método empleado para tratar las
estas aguas depende del contaminante y del proceso industrial, entre los métodos de
tratamiento figuran:
a. La aireación: consiste en inyectar aire al agua o rociar esta en el aire. Se aplicar
para suprimir las sustancias orgánicas volátiles que se evaporan con rapidez al
airear el agua.
b. La sedimentación: consiste en añadir un coagulante químico para que los
contaminantes se aglutinen y se asienten en el fondo de un depósito.
c. La neutralización consiste en agregar cal y otras sustancias químicas para elevar o
abatir el pH de las aguas residuales.
d. La filtración utiliza filtros para separar tanto las partículas grandes como las
micropartículas. Los filtros pueden consistir en coladores, arena o membranas
sintéticas.
II.5 Microalgas
II.5.1 Ficología
Ficología es el estudio de las algas, término derivado del griego “phykos” que significa
monte marino. La ficología estudia las algas, un amplio grupo de organismos
fotosintéticos, desde las microscópicas diatomeas cuyos esqueletos poseen intrincados
patrones y variaciones estructurales, a las enormes kelps que proliferan en los océanos
fríos de latitudes norte. Su diversidad les ha permitido ser exitosas en un rango amplio de
hábitats. Las algas forman la base de las redes tróficas marinas y dulceacuícolas (Lee,
2008).
60
II.5.2 Biología y Ecología
Las algas son talofitas (plantas que carecen de raíces, tallos y hojas) que poseen clorofila
a como su principal pigmento fotosintético, y carecen una cubierta estéril de células
alrededor de sus células reproductivas. La definición abarca grupos biológicos que no
están cercanamente emparentadas (Lee, 2008).
Estas son principalmente acuáticas, ya sean marinas, salobres o dulceacuícolas, aunque
también las hay terrestres, litofíticas, las que crecen en la nieve, en aguas termales y las
que forman asociaciones simbióticas con hongos, llamadas líquenes. Estos organismos
son los productores primarios de la red trófica en la mayoría de hábitats acuáticos,
produciendo materia orgánica a partir de la luz del sol, dióxido de carbono y agua.
Además, forman el oxígeno necesario para el metabolismo de los organismos
consumidores (Lee, 2008).
Dos tipos básicos de células se pueden encontrar entre los diferentes grupos de algas,
procariotas y eucariotas. El primer tipo se encuentra únicamente en cianobacterias, y se
caracterizan por la ausencia de plástidos, mitocondrias, núcleo, aparatos de Golgi y
flagelos. El resto de grupos de algas si poseen organelos (Lee, 2008).
Las algas son talofitas (plantas que carecen de raíces, tallos y hojas) contienen clorofila a
como su pigmento fotosintético principal. Esta definición incluye a un gran número de
formas vegetales que no están cercanamente relacionadas. Las algas se encuentran
principalmente en el agua, ya sea en cuerpos marinos, salobres o dulceacuícolas. Sin
embargo, también se pueden encontrar en medios terrestres y en asociación con hongos
para formar líquenes.
Estas cumplen la función ecológica de ser productores primarios en la red trófica,
produciendo materia orgánica a partir de luz solar, dióxido de carbono y agua. Las hay
dentro del dominio de las procariotas así como las eucariotas. Las primeras se
caracterizan por ausencia de organelos membranosos, tal como plástidos, mitocondrias,
núcleo, aparato de Golgi y flagelos. Las algas eucariotas si poseen organelos. En
referencia a su tamaño se han clasificado como microalgas y macroalgas. Entre las
primeras se encuentran especies unicelulares solitarias, filamentosas y coloniales, no
poseyendo una marcada diferenciación de tejidos, aunque si diferenciación de células
61
reproductivas en el caso de especies con reproducción sexual. Estas son distinguibles
únicamente bajo observación microscópica. Las macroalgas si poseen diferenciación de
tejidos, entre vegetativos y sexuales, y son de mayor tamaño, variando desde unos
milímetros a varios metros de longitud (Lee, 2008). Las especies más estudiadas para
aplicaciones como biocombustibles son las Chlorophyta (Algas Verdes) y las
Bacillariophyta (Diatomeas) (Sheehan et al, 1998).
II.5.3 Chlorophyta (Algas Verdes)
Chlorophyta, las algas verdes, constituye el grupo más diverso de algas, con más de
7,000 especies que habitan gran variedad de hábitats. Las algas verdes contienen dos
formas de clorofila, que utilizan para capturar la energía de la luz y utilizarla para
fabricar azucares. A diferencia de las plantas, estas son principalmente acuáticas (Speer,
2006). Las clorofíceas pueden ser unicelulares, coloniales o filamentosas; nadadoras,
flotantes o adheridas y estacionarias; las células contienen plástidos donde predomina la
clorofila, y usualmente poseen un cuerpo brillante donde almacenan almidón, el
pirenoide. En la mayoría de los casos se puede detectar el almidón mediante lugol. El
núcleo es definido aunque pequeño e inconspicuo. Su pared celular es relativamente
gruesa y definida, compuesta de celulosa y pectosa. Las células móviles o gametos
poseen de 2 a 4 flagelos de igual longitud adheridos al extremo anterior. La reproducción
se lleva a cabo mediante iso-, aniso- y heterogametos (Prescott, 1954).
Las clorofíceas o algas verdes se caracterizan por la presencia de los pigmentos
fotosintéticos clorofila a y b; forman almidón por medio de los cloroplastos, que
usualmente están asociados a un pirenoide. Las sustancias de reserva se almacenan dentro
de los cloroplastos, a diferencia del resto de algas eucariotas (Lee, 2008). La mayoría
crecen en cuerpos de agua dulce, siendo solo un 10% marinas (Smith, 1995). Son estas el
segundo grupo más abundante, especialmente en aguas continentales. Pueden ser
unicelulares o coloniales. Las reservas son el almidón (la mayoría) y algunos aceites
(Lee, 2008).
En Chlorophyta las paredes celulares están compuestas principalmente por celulosa
(Huizing et al, 1979). Entre los pigmentos, el carotenoide más común es la luteína, y en
algunas especies se encuentra y β-caroteno y astaxantina (Lee, 2008). Los mecanismos
62
metabólicos para la producción de almidones son muy similares a los de las plantas
superiores. Algunas especies unicelulares presentan manchas oculares, movimiento por
flagelos o secreción de mucílago, que utilizan para movilizarse en respuesta a la luz (Lee,
2008). La reproducción asexual se lleva a cabo por fragmentación de colonias, en las
formas más simples, generando nuevas colonias. En la reproducción sexual, el tipo de
gametos formados sigue la línea general de evolución (isogámica, anisogámica u
oogámica), siendo la reproducción oogámica la más especializada. Las clorofíceas se
clasifican en cuatro clases: Prasinophyceae: algas verdes primitivas flageladas, con
husos interzonales que persisten durante la citokinesis; Charophyceae: predominantes en
agua dulce, el fragmoplasto produce nuevas paredes después de la división, con dos
flagelos en posición lateral; Ulvophyceae: predominantemente marinas, la pared celular
se produce por un pliegue durante la división celular, con flagelos en el extremo anterior
de la celula; Chlorophyceae: predominantemente dulceacuícolas, el ficoplasto produce
una nueva pared celular en la división celular, los flagelos están adheridos al extremo
anterior de la célula (Ver Tabla I).
Existe un amplio rango de diferenciación dentro de las Chlorophyta, desde flagelados
unicelulares hasta talos multicelulares complejos, diferenciados en órganos
macroscópicos (Barsanti et al, 2006). El alga Micromonas, el organismo eucariótico más
pequeño que se conoce, mide 1 µm de diámetro, aunque la mayoría de clorofíceas
unicelulares son más grandes (Stern, 2003). El nivel de diferenciación de la organización
del talo consituye la base para la clasificación de esta división. Las Prasinophyceae son
algas móviles unicelulares cubiertas por escamas orgánicas no minerales, en las cuales no
se ha observado reproducción sexual. Chlorophyceae incluye células flageladas que
pueden estar desnudas o cubiertas por una pared celular llamada teca. Las Ulvophyceae
son organismos sésiles con células vegetativas con paredes. Exceptuando algunas
especies, sus talos son usualmente multicelulares o cenocíticos durante, por lo menos,
una parte de su ciclo de vida. Muchas especies poseen talos filamentosos microscópicos,
pero son hierbas marinas microscópicas, capaces de una diferenciación morfológica
considerable. Cladophorophyceae forma filamentos ramificados o no ramificados de
células multinucleadas con paredes periódicas. En Briopsidophyceae la organización del
talo es sifonoso, lo cual le permite formar tejidos relativamente complejos. Las especies
63
de Zygnematophyceae pueden ser cocoides o fillamentosas. En todas las
Trentepohliophyceae el talo consiste en filamentos ramificados o no ramificados con
células uninucleadas. Klebsormidiophyceae poseen formas cocoides o filamentosas
ramificadas o no ramificadas. Charophyceae tiene talos macroscópicos con niveles de
organización filamentoso y sifonoso. Dasycladophyceae posee talos sifonosos y muchas
especies con una cubierta de carbonato de calcio (Barsanti et al, 2006).
Las Chlorophytas muestran una amplia variedad en cuanto al número y disposición de
los flagelos asociados con células individuales. Los gametos son biflagelados. Estas algas
se encuentran en agua dulce, marina y hábitats terrestres. Contienen clorofilas a y b, en
las mismas proporciones a las plantas superiores, caroteno a y g, y algunas xantofilas
como pigmentos accesorios. Los cloroplastos están rodeados por un envoltorio de doble
membrana. Dentro de los cloroplastos, los tilacoides están apilados formando grana. Los
pirenoides, cuando están presentes, están embebidos dentro del cloroplasto y
comúnmente penetrados por los tilacoides. El polisacárido de reserva más importante es
el almidón, el cual se encuentra como granos dentro de los cloroplastos. También
almacenan aceites y grasas como en las plantas superiores. El componente principal de su
pared celular es la glucosamina. Las Chlorophytas son fotoautotróficas, pero existen
casos son heterotrófismo (Barsanti et al, 2006).
Las Chlorophyta se reproducen principalmente sexualmente, pero también por
reproducción asexual. La reproducción asexual ocurre por fisión binaria, fragmentación o
zoosporas. La reproducción sexual puede ser isogámica, anisogámica u oogámica. Las
especies varían entre sus fases haploides y diploides a través de su ciclo de vida. La fase
haploide forma gametos en órganos reproductores llamados gametangios; la fase diploide
forma zoosporas (móviles). Para las especies sin alternancia de generaciones la meiosis
ocurre en el zigoto, siendo este la etapa diploide de su ciclo de vida (MicrobeWiki, 2011).
Los désmidos, grupo de unas 2,500 especies de algas con formas elípticas, estrelladas o
de media luna, son principalmente flotantes y unicelulares, reproduciéndose por
conjugación. Los cloroplastos se encuentran entre los más bellos entre las algas verde
(Stern et al, 2003).
64
Las algas verdes son antiguas, sus orígenes pudiéndose datar hasta 900 millones de años
atrás. En el transcurso del tiempo el ancestro evolutivo unicelular de las algas verdes se
diversificó para formar otras especies unicelulares, además de formas multicelulares más
complejas (Plant Diversity, Gibson, 2007).
Las Prasinofitas son uno de los más antiguos linajes de algas verdes, por lo que
representan el primer grupo de algas verdes que evolucionaron. Las clorofíceas son un
grupo de cerca de 7,500 especies de algas verdes marinas, dulceacuícolas y terrestres.
Varían desde formas unicelulares flageladas como Chlamydomonas, formas filamentosas
como Oedogonium, cenobiales esféricas como Volvox, y las delicadas formas filoides
como la lechuga de mar, Ulva. Las Chlorophytas son principalmente dulceacuícolas o
terrestres, algunas creciendo en agua salobre. En el grupo se encuentran formas
unicelulares y multicelulares. Spirogyra es un género dulceacuícola que forma filamentos
multicelulares (Plant Diversity, Gibson, 2007).
Las algas verdes comparten varias características con las plantas, aunque difieren en
detalles importantes. Se cree que algas en el linaje de Chara son los descendientes
vivientes de un ancestro común compartido entre las algas verdes y las algas. Aún ante
esta evidencia se continúan clasificando las plantas y las algas verdes en grupos
taxonómicos separados (Plant Diversity, Gibson, 2007).
Las algas verdes poseen además de los pigmentos fotosintéticos ya mencionados, los
carotenoides luteína, violaxantina, neoxantina, entre otros. El metabolismo, los pigmentos
fotosintéticos y la ultraestructura muestran gran similitud con las plantas vasculares y las
briofitas. En sus orígenes, la clasificación de las Chlorophyta se basó principalmente en
el grado de desarrollo del talo y, cuando presente, el tipo de reproducción sexual. Ahora
la clasificación se basa en la ultraestructura y bioquímica comparativa. Sin embargo, la
forma del cloroplasto sigue siendo útil, al ser una estructura considerablemente
observable. En algunos géneros estos son particularmente grandes y se encuentran
solitarios o en pequeños números en cada célula (Bell et al, 2000).
Prasinophyceae: Clase que consiste principalmente de organismos planctonicos
unicelulares. No se conoce ningún tipo de reproducción sexual en este grupo. La
organización del genoma del DNA cloroplástico del flagelado Mesostigma viride es
65
notable por su similitud al genoma del ADN de las Chlorophytas y las plantas terrestres.
Esto ha conducido a sugerir que Mesostigma representa al ancestro de la línea que
evolucionó hacia las plantas que colonizaron los hábitats terrestres (Bell et al, 2000).
Chlorophyceae incluye algunos Órdenes claramente definidos. Volvocales varía desde
especies unicelulares hasta formas multicelulares únicas como Volvox, siendo la célula
biflagelada el elemento estructural común en el orden. En el género Chlamydomonas,
que incluye unas 400 especies principalmente dulceacuícolas, las células contienen un
cloroplasto en forma de cuenco que ocupa cerca del 40% del volumen de la célula, y una
o más mitocondrias. Hacia un lado se encuentra un pirenoide conspicuo, siendo este el
sitio donde se encuentra la enzima Rubisco (ribulosa bisfosfato-1,5- carboxilasa
oxigenasa), cuya actividad metabólica consiste en la fijación del CO2 a una forma
orgánica, y como oxigenasa en la fotorrespiración, siendo esta la enzima más abundante
en la naturaleza. En el cloroplasto se encuentra una mancha ocular o estigma, asociada a
rodopsina y pigmentos carotenoides. Aunque esta asiste a la fotosensibilidad, esta
propiedad no se restringe a esta estructura celular. Cada célula contiene dos vacuolas
pulsátiles que descargan su contenido a cortos intervalos, cumpliendo un papel
importante en la osmoregulación celular. Ambos flagelos están insertados en dos
hendiduras en el ápice de la célula, la porción emergente siendo como cabellos finos. La
pared celular carece de celulosa y consiste en varias capas, algunas de las cuales toman la
forma de una retícula cristalina de unidades de glicoproteína. Las azúcares que la
componen son manosa, arabinosa y galactosa (Bell et al, 2000).
Chlamydomonas se reproduce asexualmente por fisión. Los flagelos de la célula madre
son resorbidos y el núcleo se divide. La citocinesis implica la formación de un ficoplasto.
Las divisiones pueden ser sucesivas, resultando hasta en ocho células hijas o
aplanosporas. Estas secretan paredes celulares y regeneran sus flagelos de las bases
flagelares replicadas antes de ser liberadas. Cuando son cultivadas en agar estas pueden
carecer de flagelos. La reproducción sexual implica la formación y fusión de gametos.
Estos son estructuralmente similares a las células vegetativas, aunque más pequeñas. La
gametogénesis o producción de gametos pude inducirse mediante cultivos en medio
deficiente en nutrientes (especialmente nitrógeno). Las estructuras reproductivas,
66
reconocibles como áreas levemente protruidas se diferencian entre las bases de los
flagelos. La fusión de gametos morfológicamente similares (isogamia), es el método más
simple de combinar la informaciónnuclear, es característico de algunas especies de
Chlamudomonas, pero otras especies muestran anisogamia, y pocas, oogamia. En las
especies estudiadas dos cepas opuestas se aparean solamente cuando. La fusión entre dos
células ocurre en los ápices de los flatelos. Una enzima es activada que digiere la pared
celular interna, liberando a los protoplastos. A medida que las células se alinean, crece un
tubo de fertilización, desde la estructura copulatoria de la cepa + hacia la estructura de la
cepa -. Se forma un puente protoplásmico que forma entre las células y los flagelos dejan
de estar en contacto. El puente se ensancha y las células se transforman en un único
cigoto cuadriflagelado. La fusión se completa en unos 15 a 20 minutos. Los cigotos
continúan nadando y luego se sedimentan. Este proceso va acompañado por la pérdida de
los flagelos y la secreción de una pared gruesa. Con la germinación del cigoto se lleva a
cabo la meiosis, la cual produce cuatro nuevos individuos (Bell et al, 2000).
Dentro del orden Volvocales existen también colonias móviles, compuestas por células
idénticas, cada una similar en morfología a Chlamydomonas. Gonium forma un disco
aplanado de 4 o 16 células dispuestas regularmente y contenidas dentro de una rígida
matriz mucilaginosa. Pandorina consiste en 16 células cónicas dispuestas en una esfera.
En la reproducción asexual y la gametogénesis, todas las células de estas colonias se ven
implicadas simultáneamente. En Volvox existe evidencia de la coordinación de las
actividades y división del trabajo entre las células constituyentes. El organismo toma la
forma de una esfera hueca, el número de células que forman su superficie siendo siempre
una potencia de 2, lo que indica la división sincronizada durante el crecimiento. Las
células, que individualmente asemeja a Chlamydomonas, son mantenidas por mucílago.
Las células se mantienen conectadas por hebras citoplásmicas, una característica
relacionada con la coordinación de su actividad. Los flagelos ondulan al unísono,
produciendo un movimiento constante de rotación. A pesar de su simetría radial, el
organismo presenta una región frontal y una posterior, siendo al frente, más conspicuos
los estigmas (Bell et al, 2000).
67
II.5.3.1 Usos comerciales
En Australia se produce β-caroteno a partir del alga hipersalina Dunaliella salina,
cultivada en estanques masivos. El caroteno ha resultado ser altamente efectivo en la
prevención de ciertos tipos de cáncer, incluyendo el cáncer de pulmón. Algunas especies
de macroalgas, como Caulerpa, se cultivan para decoración de acuarios. El género de
algas dulceacuícolas unicelulares Chlorella se cultiva de manera acelerada en
bioreactores microbiológicos. Se puede ingerir en forma de tabletas o cápsulas, o
agregada a alimentos. Esta incrementa el valor nutricional de la dieta humana (Guiry,
2011).
Chlorella es un alga muy fácil de cultivar, lo que la hace un organismo predilecto para la
investigación científica. Se ha utilizado para estudiar la fotosíntesis y la respiración,
además de su importante potencial en la nutrición humana. Se ha mostrado interés en las
aplicaciones de esta alga en la creación de sistemas cerrados auto-perpetuados para la
producción de alimento y regeneración del oxígeno en naves espaciales (Stern et al,
2003).
68
CUADRO 10. Clasificación taxonómica. Especies de algas verdes (Chlorophyta) identificadas y aisladas a partir de los muestreos realizados en el Lago de Amatitlán.
Chlorophyta (Algas Verdes):
Chlorella vulgaris
Beijerinck
Dominio: Eukaryota
Reino: Plantae
Subreino: Viridaeplantae
Phylum: Chlorophyta
Clase Trebouxiophyceae
Orden: Chlorellales
Familia: Chlorellaceae
Género: Chlorella
Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org
Descripción del género: Células solitarias o agregadas en pequeños grupos, globosas o elipsoides. Paredes celulares lisas sin una capa acetoresistente, conteniendo glucosamina. Núcleo único y excéntrico Cloroplasto único y parietal. Pirenoide único y cubierto con envoltorio de almidón. Estroma del pirenoide penetrado por 2 o 3 tilacoides estrechamente adpresos. Reproducción asexual por autosporas, de 2 a 8 por célula; liberados por la ruptura de la pared celular parental. Estadíos flagelados y reproducción sexual desconocidos. Prolifera en todo tipo de hábitats acuáticos; esencialmente cosmopolitas en hábitats marinos y dulceacuícolas. Se han fcolocado cerca de 100 especies en el género, aunque algunos se han sinonimizado, asignado a otros géneros o requieren verificación (Guiry et al, 2011).
69
Chlorophyta (Algas Verdes):
Dictyosphaerium
pulchellum H.C.Wood
Dominio: Eukaryota
Reino: Plantae
Subreino: Viridaeplantae
Phylum Chlorophyta
Clase: Chlorophyceae
Orden: Chlorococcales
Familia: Botryococcaceae
Género: Dictyosphaerium
Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org
Descripción del género: Talo formando colonias esféricas a irregulares flotantes con 4 a 64 células embebidas dentro de un envoltorio común, de 10 a 100 µm de diámetro. Células perpendiculares a la superficie de la colonia, adheridas a los extremos de finos filamentos que emergen del centro de la colonia y se ramifican dicotómica o tetratómicamente. Células esféricas a ovaladas a elipsoides o cilíndricas, de 1 a 10 µm en diámetro o longitud. Paredes celulares típicamente lisas, ásperas en una especie, espinas ausentes. Células uninucleadas; cloroplastos parietales y en forma de copa, generalmente solitarios en células vegetativas, frecuentemente dos en células maduras o en división; pirenoides solitarios por cloroplasto. Reproducción asexual por autosporas, 2 o 4 como máximo por esporantio. Células madre típocamente se dividen en dos planos perpendiculares a la superficie del talo. Las esporas se liberan luego de la ruptura de la célula parental y se adhieren a los restos de la pared parental; los remanentes de la pared celular se transforman en filamentos mucilaginosos. Las colonias grandes resultan de múltiples ciclos de formación de autosporas. La reproducción sexual se ha reportado únicamente en D. indicum. El género es común y probablemente cosmopolita en una variedad de hábitats dulceacuícolas y el suelo. En cuerpos de agua eutróficos y estanques pueden propiciarse afloramientos. Al final de la estación de crecimiento, las colonias se separan, formando células solitarias que posteriormente generan nuevos talos (Guiry et al, 2011).
70
Chlorophyta (Algas Verdes):
Scenedesmus cf. acutus
Hortobágyi
Dominio: Eukaryota
Reino: Plantae
Subreino: Viridaeplantae
Phylum: Chlorophyta
Clase: Chlorophyceae
Orden: Sphaeropleales
Familia: Scenedesmaceae
Género: Scenedesmus
Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org
Descripción del género: Talo unicelular o colonial, formando cenobios de 2 a 32, usualmente 4 a 8 células; matriz mucilaginosa presente o ausente. Células dispuestas linearmente, alternantes o en 2 a 3 filas, tocándose con las paredes laterales o solamente en la región subpolar. Células de 3-78 x 2-10 µm, subesféricas a elipsoidales, elongadas o fusiformes a elongadas fusiformes; polos celulares capitados, obtusos, agudos o estrechándose hasta una punta. Pared celular con una capa hemicelulósica y esporopolenínica, usualmente lisa, o con estructuras submicroscópicas. Células sin espinas. Excreción de credas proteináceas. Células uninucleadas; coloroplastos solitaries y parietals con un único pirenoide. Reproducción asexual por autosporas; 2 a 32 por esporangios, usualmente organizados en un cenobio o desintegrándose en células separadas; liberación de esporas por ruptura de la pared celular parental. Reproducción sexual extremadamente rara. Scenedesmus es planctónico principalmente en estanques y lagos eutróficos de agua dulce, raramente en aguas salobres; reportado en todo el mundo en todos los climas.Producen carotenoides secundarios en condiciones de deficiencia de nitrógeno. Las especies toleran o prefieren aguas eutróficas con una leve acidéz pero solo una baja salinidad, en un óptimo de temperatura entre 28 y 30 °C. Algunas especies son altamente polimórficas en cultivo, las variaciones inducidas por variadas condiciones de cultivo. Esta variabilidad incluye el número de células por cenobio, disposición de las células, tamaño celular y especialmente la expresión de la ornamentación. Las especies se distinguen principalmente por sus diferencias en tamaño celular y forma, morfología del cenobio y patrones de la ornamentación de la pared celular (Guiry et al, 2011).
71
Chlorophyta (Algas Verdes):
Selenastrum capricornutum
Printz
Dominio: Eukaryota
Reino: Plantae
Subreino: Viridaeplantae
Phylum: Chlorophyta
Clase: Trebouxiophyceae
Orden: Oocystales
Familia: Oocystaceae
Género: Selenastrum
Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org
Descripción del género: Células raramente solitarias, principalmente en colonias de 4 a 16 células. Esféricas a amorfas y sin estructura, con o sin envoltorio mucilaginoso. Células dispersas en una matriz aunque formando grupos adheridas dorsalmente; en colonias maduras las células suelen desprenderse. Células fuertemente curvas y a veces levemente sigmoideas, lunadas a subcirculares con puntas agudas; 7-42 x 1.5-8 µm. Paredes celulares lisas. Células uninucleadas; cloroplasto único, parietal y en forma de cinta; pirenoides parecen estar ausentes. Reproducción asexual por formación de autosporas y fragmentación de colonias; 2-4-8 (-16) esporas por esporangio. Esporas formadas en grupos paralelos que permanecen más o menos diferenciados luego de su liberación. Liberación de esporas por rasgado transversal de la pared central de la pared del esporangio; los fragmentos de la pared celular se descartan o disuelven. Estados flagelados y reproducción sexual desconocidos. Selenastrum es planctónico en estanques, lagos y ríos de agua dulce, cosmopolita. La mayoría de las especies en aguas templadas a cálido templadas (Guiry et al, 2011).
72
Chlorophyta (Algas Verdes):
Monoraphidium griffithii
(Berkeley) Komárková-Legnerová
Dominio: Eukaryota
Reino: Plantae
Subreino: Viridaeplantae
Phylum: Chlorophyta
Clase: Chlorophyceae
Orden: Sphaeropleales
Familia: Ankistrodesmaceae
Género: Monoraphidium
Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org
Descripción del género: Talo unicellular, no envuelto en mucílago. Células de 2-182 x 1-8 µm, rectas a lunadas a sigmoides o helicoidalmente retorcidas, comúnmente con terminaciones alargadas. Paredes celulares
lisas. Células uninucleadas; cloroplasto singular y parietal; pirenoide ausente o cuando presente, compuesto y sin envoltorio de almidón. Reproducción asexual por autosporas, 2-16 por esporangio, producidas en una o dos series paralelas; liberadas por ruptura longitudinal o transversa de la pared parental. Estadios flagelados y reproducción sexual desconocidos. Monoraphidium es planctónico o adherido en agua dulce o en suelo. Reportado en Europa, Asia, Norte América. Especies adheridas sin diferenciación en los polos. Las especies se distinguen en base al tamaño y forma de sus células. El género se diferencia de Ankistrodesmus en base a su naturaleza unicelular y desarrollo seriado de las autosporas (Guiry et al, 2011).
FUENTE: Fotografías Proyecto FODECYT 049-2009, Taxonomia www.algaebase.org
II.5.4 Bacillariophyta (Diatomeas)
Son algas unicelulares y coloniales que se encuentran casi en cualquier hábitat acuático,
principalmente como autótrofos fotosintéticos de vida libre (Schmaljohann et al, 1978).
Se encuentran como plancton o perifiton sobre rocas o plantas acuáticas. Sus células
están rodeadas por una pared celular rígida de sílice, similar a una caja de dos piezas,
llamada frústula. Los cloroplastos contienen clorofilas a, c1 y c2, y fucoxantina, la cual les
provee su característico color café dorado (Lee, 2008). Su reproducción generalmente se
realiza por división celular. Las cubiertas se separan y cada mitad segrega otra un poco
más pequeña, que encaja con la anterior. Las divisiones celulares sucesivas siempre
producen células hijas de menor tamaño, hasta que se alcanza una talla mínima.
73
Periódicamente se originan células de la talla del organismo original por reproducción
sexual mediante la fecundación de gametos haploides. Hay unas 20.000 especies de
diatomeas, principalmente en cuerpos de agua dulce o en las capas superficiales de los
océanos, donde constituyen un componente principal del plancton del que depende la
vida marina. Clasificación: se dividen en los órdenes Biddulphiales: con ornamentación
radial, varios cloroplastos, sin rafe, con esporas de latencia, espermatozoides móviles con
un flagelo y reproducción sexual oogámica, predominantemente marinas; Bacillariales:
con ornamentación penada, uno o dos cloroplastos, rafes presentes, sin espermatozoides
flagelados, reproducción sexual por conjugación, marinas y dulceacuícolas (Lee, 2008).
(Cuadro 11)
Hay unas 20.000 especies de diatomeas, principalmente en cuerpos de agua dulce o en las
capas superficiales de los océanos, donde constituyen un componente principal del
plancton del que depende la vida marina.
CUADRO 11. Clasificación biológica o taxonómica de las especies encontradas y estudiadas de Bacillariophyta (Diatomeas). Algunas especies de diatomeas identificadas a partir de los muestreos realizados en el Lago de Amatitlán.
Bacillariophyta (Diatomeas)
Navicula sp.
Dominio: Eukaryota
Reino: Chromista
Subreino: Chromobiota
Infrareino: Heterokonta
Phylum: Bacillariophyta
Subphylum: Bacillariophytina
Clase: Bacillariophyceae
Orden: Naviculales
Familia: Naviculacea
Género: Navicula
Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org
Descripción del género: Células con valvas lanceoladas que poseen un área axial angosta rodeada por finas estrías ligeramente radiadas al centro y paralelas hacia los ápices celulares. El rafe está anclado en los ápices con los extremos apuntando hacia los mismos. Las células generalmente son móviles (movimiento
74
naviculoide). Poseen un cloroplasto en forma de H. Los ápices celulares pueden ser angostamente redondeados o subcapitados. Dos cloroplastos en forma de placa están presentes a ambos lados del eje apical. Es un género ampliamente distribuido y común, encontrado en arroyos, ríos, estanques y lagos (Bellinger et al, 2010).
Aulacoseira granulata (Ehrenberg)
Simonsen
Dominio: Eukaryota
Reino: Chromista
Subreino: Chromobiota
Infrareino: Heterokonta
Phylum: Bacillariophyta
Clase: Coscinodiscophyceae
Subclase: Coscinodiscophycidae
Orden: Aulacoseirales
Familia: Aulacoseiraceae
Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org
Descripción del género: Células enlazadas estrechamente para formar filamentos largos, rectos, curveados e incluso enrollados. Plástidos discoides. Es un género planctónico dulceacuícola previamente identificado como Melosira. Valvas circulares. Faz de la valva plana o con poroides dispersos, que se restringen a la periferia. Manto de la valva profundo, formando un ángulo recto a la faz planar de la valva de la cual se diferencia definidamente; con filas verticales o curveadas de areolas. Orilla del manto plana. Unión entre el manto y faz de la valva con espinas, que se expanden en los ápices y cazan con las espinas de las células adjacentes para formar una unión que solo se puede quebrar rompiendo las espinas (Guiry et al, 2011). Los cloroplastos tienen forma de disco y de color pardo-dorado. Varias especies dulceacuícolas, algunas más comunes en lagos eutróficos (Bellinger et al, 2010).
Fuente: Fotografias Proyecto FODECYT 049-2009, Taxonomia www.algaebase.org
Las microalgas presentan características promisorias como potencial para la producción
de biodiesel. Estos organismos unicelulares tienen la misma capacidad que las plantas
vasculares de convertir la luz en energía química mediante la fotosíntesis. El uso de esta
alternativa no afectará la agricultura pues son cultivadas en agua y requieren de muy poco
espacio para reproducirse. Mientras que en otros cultivos se utiliza sólo el fruto, en la
microalga todas las células son aprovechadas y no es preciso deforestar áreas ni competir
con la producción de alimentos. Además, entre otras de sus ventajas se les considera
responsables de la producción del 50% de oxigeno y de la fijación del 50% del carbono
del planeta por lo que ayudan a combatir los gases que generan el efecto invernadero al
necesitar el dióxido de carbono para reproducirse; es decir, se genera energía limpia. Sin
embargo la tecnología para la producción de biodiesel a partir de microalgas, tiene
75
grandes retos que enfrentar para llevarlo al siguiente paso, la producción con fines
comerciales , de tal forma que algunos de los obstáculos a superar son: selección de cepas
con mayores productividades de biomasa y de lípidos y mejor adaptación a condiciones
de cultivo a escala mayor, estrategias de cultivo efectivas para lograr la mayor
concentración de biomasa, optimizar los procesos tecnológicos para la extracción de
lípidos y transesterificación de ácidos grasos para disminuir sus altos costos.
II.6 Medios de cultivo para microalgas dulceacuícolas
Se conoce muy bien que los cuerpos de agua dulce presentan una gran variedad de
ambientes y floras algales. La distribución de las especies de algas en agua dulce no
depende únicamente de la acción selectiva del ambiente fisicoquímico, sino también de la
capacidad del organismo para colonizar un ambiente en particular. Por lo tanto, se han
desarrollado varios medios de cultivo y usado para el aislamiento y cultivo de algas
dulceacuícolas. Algunos de estos son modificaciones de recetas previas para cumplir con
algún propósito en particular, algunos son derivados del análisis del agua del hábitat,
otros son formulados luego de estudios detallados de los requerimientos nutricionales de
un organismo, y otros establecidos luego de considerar los parámetros ecológicos
(Andersen, 2005).
II.6.1 Materiales usados en la preparación de medios de cultivo
II.6.1.1 Reactivos químicos
Los constituyentes químicos necesarios para la preparación de los medios deben ser
generalmente de la mayor calidad disponible para el investigador. La calidad es
determinada por el fabricante, y cada uno utiliza su propio código para designar el grado.
Se ha descubierto recientemente que la mayoría de sales y nutrientes de grado reactivo
contienen niveles de metales traza u otros contaminantes que pueden inhibir las especies
oligotróficas. Además, las impurezas de metales traza en las soluciones de elementos
mayores preparados a partir de compuestos de grado reactivo pueden exceder la
concentración nominal de metales en algunos medios. En estos casos, es necesario
remover las impurezas de los reactivos químicos pasando los macronutrientes y algunos
micronutrientes a través de una columna de resina Chelex 100 (Andersen, 2005).
76
II.6.1.2 Equipo
Un mínimo de equipo es necesario para preparar las soluciones madre y medios de
cultivo, tal como, cristalería, envases plásticos, balanza analítica con sensibilidad de 1
mg, potenciómetro y agitador magnético. Un autoclave es esencial para la esterilización.
Un equipo de filtración se utiliza para esterilizar sustancias termolábiles, usando filtros de
membrana desechables. Se debe utilizar agua esterilizada cuando se preparan las
soluciones esterilizadas por filtración, debido a que los filtros de poro de 0.22µm no son
suficientes para eliminar virus y algunas bacterias pequeñas. Un lavador ultrasónico es
útil para lavar cristalería y recipientes plásticos con suciedad impregnada. También es
necesario un refrigerador con congelador para mantener las soluciones madre y medios
de cultivo (Andersen, 2005).
II.6.1.3 Cristalería
Una gran variedad de artículos de cristalería (e.g., beakers, matraces Erlenmeyer, frascos
para reactivos, pipetas, tubos, ampollas, cajas de Petri, espátulas, embudos, filtros,
jeringas, varillas de agitación, pisetas, balones aforados y buretas) son utilizados para la
preparación de los medios de cultivo. Algunos de estos artículos también se pueden
conseguir en plástico desechable o reusable, incluyendo envases cubiertos de Teflón.
Para el mantenimiento de cultivos algales, los tubos de ensayo con tapadera de rosca o
matraces Erlenmeyer con tapones de silicón son suficiente y ampliamente usados. Estos
permiten el intercambio de aire.
Una gran variedad de tipos de cristalería se encuentra disponible, no toda apropiada para
la preparación de medios de cultivo y para el cultivo. Cristalería de vidrio duro,
termoresistente, hecha de borosilicato, tal como Pyrex, DURAN y HARIO, son lo más
apropiado para preparar soluciones madre y medios de cultivo. El vidrio borosilicato no
afecta el pH del contenido y no se corroe fácilmente.
Muchos investigadores enfatizan la importancia de usar únicamente cristalería
químicamente limpia. Hay varias soluciones que se pueden utilizar. Después de lavarse,
la cristalería debe ser remojada en HCl o HNO3 1N y luego lavarse con agua del chorro,
seguido de agua desmineralizada. La cristalería debe ser secada y almacenada protegida
del polvo.
77
Para almacenar soluciones madre individuales de metales traza, soluciones combinadas
de metales traza y soluciones madre de silicato deben usarse recipientes de polietileno,
policarbonato o plásticos cubiertos de Teflón. Pequeñas cantidades de metales pueden
adsorberse a las paredes de los recipientes de vidrio, y ácido silícico se disolverá del
frasco de vidrio. Estos eventos cambiarán la concentración de la solución hasta que se
desconozca su concentración (Andersen, 2005).
II.6.1.4 Agua
El aparato de destilación de agua fue introducido por Pringsheim (1912) para cultivar
algas debido a que los alambiques de metal proveían toxicidad debido al contenido de
cobre. Actualmente se puede obtener agua de calidad mediante un aparato de doble
destilación con un condensador de Pyrex o un sistema de deionización de agua que luego
es purificada mediante carbón y filtros de membrana. También se utiliza agua de
destilación simple y desmineralizada. El nivel de calidad es determinado por la
sensibilidad del alga y de la aplicación (Andersen, 2005).
II.6.1.5 Agar
Los agares ordinarios consisten de agarosa y agaropectina que están contaminados con
varias impurezas, y algunos agares contienen agentes líticos hidrosolubles que afectan a
las cianobacterias. Para la mayoría de algas cultivadas corrientemente, el agar de uso
general puede ser utilizado sin purificación. Para las algas sensibles, es necesario lavar el
agar para remover las impurezas. Sin embargo también se puede conseguir agarosa
altamente purificado para biología molecular para cultivar organismos sensibles
(Andersen, 2005).
II.6.1.6 Suelo
Un extracto líquido de suelo o tierra sólida particulada son utilizados para cultivar
especies de algas cuando no se requiere un conocimiento preciso de los requerimientos
nutricionales y cuando es crítico mantener la morfología celular normal. El éxito con una
solución de extracto de suelo o un medio suelo-agua depende de la selección de un suelo
apropiado, lo cual no siempre es fácil. Las fuentes recomendadas para suelos son
jardines, invernaderos donde la tierra no ha sido expuesta a fertilizantes y pesticidas,
78
bosques deciduos inalterados, pastizales que no han sido arados y forrajeados. El suelo
debe ser del tipo franco; suelos con alto contenido de arcilla no son apropiados. Para
ciertas algas raras o sensibles, es a veces posible obtener un buen suelo cerca del lago o
estanque donde crecen naturalmente. Sin embargo, el suelo debe colectarse arriba del
nivel del agua, ya que los sedimentos del fondo son anóxicos y contienen materiales
tóxicos acumulados.
Luego de removerse cualquier material extraño obvio, el suelo debe ser secado al sol o a
baja temperatura. Ya seco, este debe poderse hacer polvo fino con facilidad. Se puede
usar un mortero y pistilo para triturar el suelo. Este luego se pasa por un cernidor para
remover partículas grandes y materiales extraños, y luego almacenado en un ambiente
seco.
Para preparar el extracto de suelo, se agrega una parte de suelo a dos de agua
desmineralizada y se pasteuriza o autoclavea durante dos horas. Se deja sedimentar y se
filtra el líquido. El extracto debe pasteurizarse o autoclavearse nuevamente para
establecer una solución estéril, la cual debe taparse con fuerza y almacenarse a 4°C.
Un método alternativo de extracción se realiza combinando 2 partes de agua
desmineralizada con 1 parte de suelo. Se agrega 2 a 3 gr/L NaOH, se autoclavea durante
2 horas, enfría y filtra. El extracto concentrado se diluye 50:1 con agua desmineralizada
para obtener la solución madre final (Andersen, 2005).
II.6.1.7 Soluciones Madre
Los medios de cultivo están compuestos generalmente de tres componentes:
macronutrientes, elementos traza y vitaminas, los cuales se preparan como soluciones
madre. Estas se preparan en concentraciones de 100 a 1,000 veces mayores a las
requeridas para los medios de cultivo. Para su uso, una cantidad es removida
asépticamente y usada. Las soluciones madre son útiles por varias razones: toma mucho
tiempo pesar los reactivos que se utilizan para preparar los medios de cultivo, además que
aumenta la posibilidad de cometer errores; la solución madre solo se prepara
ocasionalmente, siendo una fuente consistente de minerales. Un litro de solución madre
puede utilizarse para la preparación de 1,000 L de medio de cultivo. La preparación de
estas soluciones se realiza de la siguiente manera:
79
1. Agregar entre el 80 y 90% del volumen de agua destilada requerido en un beaker.
2. Disolver la cantidad exacta del nutriente mientras se agita continuamente, para lo
cual se utiliza el agitador magnético. En algunos casos puede ser necesario aplicar
calor.
3. Diluir hasta el volumen final con agua destilada o desmineralizada.
4. Almacenar en recipientes herméticos de vidrio o plástico según lo indicado, para
evitar la alteración de la concentración inicial debida a la evaporación. Refrigerar
o congelar las soluciones cuando no estén en uso.
Las soluciones madre que contienen sustratos para estimular el crecimiento bacterial o
fúngico deben ser esterilizadas, y varias otras soluciones madre también. Si una solución
madre presenta un micelio fúngico o un crecimiento bacterial opaco, debe ser descartada
y vuelta a preparar. Es importante evitar la evaporación del agua, ya que si ocurriera, esto
aumentaría la concentración de las soluciones a una magnitud desconocida (Andersen,
2005).
II.6.1.8 Macronutrientes
Las soluciones madre de macronutrientes deben prepararse de manera separada a
concentraciones de 100 a 1000 veces la concentración final del medio de cultivo, de
modo que se utilicen 10 o 1 ml por 1000ml de medio. Las soluciones madre de fosfato
nunca deben mantenerse en botes de polietileno, ya que los iones de fosfato se adsorben
fuertemente al polietileno. Las soluciones madre de silicato no se deben almacenar en
recipientes de vidrio debido a la disolución del ácido silícico de los recipientes. Si se
experimentará en medios libres de silicato, ninguna de las soluciones madre puede ser
almacenada en vidrio (Andersen, 2005).
II.6.1.9 Elementos traza
Estos se suelen preparar como soluciones madre separadas o soluciones madre mixtas. En
pocos casos se agregan directamente al medio a concentraciones de 0.1 mg a 20 mg por
litro. En muchos, aunque no todos, medios de agua dulce, el Na2EDTA se utiliza como
80
un agente quelante. Cuando se usa, este debe disolverse primero, seguido por la adición
de los metales (Andersen, 2005).
II.6.1.10 Vitaminas
Tres vitaminas (vitamina B1 o tiamina HCL, vitamina B12 o cianocobalamina, y vitamina
H o Biotina) son comúnmente utilizadas para el cultivo de microalgas. Varias algas
requieren solo una o dos de las vitaminas, pero parece no haber daño alguno al agregarse
una vitamina no esencial. Algunos medios de cultivo requieren la adición de alguna otra
vitamina utilizada menos comúnmente.
Frecuentemente se autoclavean las vitaminas con el medio de cultivo, lo que resulta
indudablemente en algún grado de descomposición, pero las fracciones resultantes en la
mayoría de los casos son igualmente efectivas. Sin embargo es recomendable agregar las
vitaminas de manera aséptica al medio de cultivo después del autoclaveado.
Para la Biotina y cianocobalamina es necesario preparar soluciones madre separadas, y
por conveniencia, especialmente si se prepararán varios medios de cultivo con diferentes
requerimientos vitamínicos, una solución madre de tiamina HCl debe prepararse. La
concentración de las soluciones madre debe ser de 100 a 1000 veces la necesaria para su
uso en soluciones madre combinadas. Las soluciones madre separadas pueden ser
esterilizadas por filtración y servidas de manera aséptica en pequeños volúmenes en
recipientes estériles (tubos Eppendorf, crioviales, tubos de policarbonato). De manera
alternativa, las soluciones madre primarias pueden ser vertidas en tubos pequeños y luego
autoclaveadas como soluciones acidificadas (pH 4.5 a 5.0).
Para preparar una solución madre mixta, que suele contener todas las vitaminas, se
descongela y diluye una alícuota de cada solución madre separada en 100 o 1000 ml de
agua desmineralizada o deionizada. El volumen final de la solución madre mixta varía
según la aplicación, y el volumen de la solución madre separada es diluído para obtener
la concentración correcta. La solución madre mixta es esterilizada y guardada en
pequeños volúmenes de la manera descrita y almacenada en congelación (Andersen,
2005).
81
II.6.2 Métodos generales para la preparación de medios de cultivo
Los medios de agua dulce son divididos ampliamente en tres categorías: sintéticos,
enriquecidos y suelo-agua. Los medios sintéticos están diseñados principalmente para
proveer medios simplificados y definidos, para estudios cuidadosos y mantenimiento
rutinario de cepas. Algunos medios comunes de este tipo son: Medio Basal de Bold, BG-
11, Chu # 10, WC y V. Pueden ser preparados en forma líquida y sólida (agar). Dentro de
los límites prácticos, estos medios son definidos, aunque debe recordarse que el agua
destilada y deionizada poseen trazas de contaminantes, e incluso los reactivos ultrapuros
poseen cantidades en nanogramos o picogramos de elementos contaminantes.
Los medios enriquecidos se preparan mediante la adición de nutrientes al agua natural de
lago o río, o mediante el enriquecimiento de un medio sintético con extracto de suelo, de
plantas o levadura, entre otros. Estos medios no son definidos, ya que el agua de lagos y
ríos posee concentraciones variadas de diversos compuestos orgánicos e inorgánicos; la
composición química de los extractos tampoco es conocida y definida. En general, los
medios enriquecidos no son utilizados en experimentos fisiológicos, pero las algas crecen
con una morfología normal en estos medios. El agua natural debe estar relativamente
libre de contaminación. Algunos medios de este tipo son el medio de agua de lago “Alga-
Gro”, medio Audouinella, medio Diatomea, medio VS, medio modificado
Porphyridium, medio Malta, y medio Polytoma.
Los medios suelo-agua se preparan colocando de 1 a 2 cm de tierra seca y cernida en el
fondo de un tubo de cultivo (o bote), al que se le agrega agua. Esto asemeja a un lago o
estanque, donde los nutrientes son provistos por los sedimentos del fondo por actividad
bacteriana y mezclado del agua. En un medio suelo-agua, la difusión, así como la
actividad bioquímica de las bacterias (en cultivos xénicos) y las algas en la interface
suelo-agua, imitan el ejemplo de la naturaleza. La composición del medio de cultivo es
determinada por el suelo, por lo que es bueno e importante utilizar un buen suelo. Las
algas que crecen en medio suelo-agua usualmente poseen una morfología normal, y las
algas pueden ser mantenidas fielmente (Andersen, 2005).
II.6.2.1 Medios sintéticos
1. Se agrega entre 80 y 90% del volumen requerido de agua destilada a un beaker.
82
2. Si un amortiguador es requerido, se disuelven las cantidades apropiadas del buffer
(Tris, glicilglicina, HEPES, TAPS, Bicina o MES) mientras se agita de manera
continua.
3. Se agregan los nutrientes requeridos individualmente a partir de las soluciones
madre o cantidades pesadas, agitando continuamente.
4. Se diluye al volumen final con agua desmineralizada.
5. Se ajusta el pH, si es necesario, con NaOH 1N o HCl 1N (cuando existen un
amortiguador), o HCl y NaOH 0.1N (cuando no hay un amortiguador).
6. Se vierte el medio de cultivo en los recipientes de cultivo. Se autoclavea o
esteriliza por filtración.
7. Si se autoclavea, permita que el medio se enfríe y repose durante 24 horas después
del autoclaveado para permitir el establecimiento del equilibrio de las especies
inorgánicas de carbono. Para recipientes grandes, se puede burbujear aire filtrado
al medio para acelerar el establecimiento del equilibrio (Andersen, 2005).
II.6.2.2 Medios enriquecidos
1. Se agrega entre 80 y 90% del volumen necesario de agua destilada o agua natural
al beaker. Si se usa agua natural, debe ser colectada en el sitio donde las algas
fueron colectadas y autoclavearla o pasteurizarla. También se puede esterilizar
por filtración (tamaño de poro 0.22 µm), pero esto no remueve los virus.
2. Se disuelven los componentes individualmente: macronutrientes, microelementos,
vitaminas y extractos o nutrientes orgánicos.
3. Se diluye para llegar al volumen final con agua destilada o natural.
4. Se ajusta el pH, si es necesario, con NaOH 1N o HCl 1N (cuando existen un
amortiguador), o HCl y NaOH 0.1N (cuando no hay un amortiguador).
5. Se vierte el medio de cultivo en los recipientes de cultivo. Se autoclavea o
esteriliza por filtración.
83
6. Si se autoclavea o pasteuriza, enfríe el medio y deje reposar durante 24 horas para
permitir que las especies inorgánicas de carbono alcancen un nuevo equilibrio
(Andersen, 2005).
II.6.2.3 Medios Suelo-Agua
1. Coloque una capa de 1 a 2 cm de tierra seca y cernida en el fondo de un tubo de
cultivo.
2. Agregue agua destilada o deionizada hasta que el recipiente esté lleno hasta tres
cuartos y coloque la tapadera.
3. Hierva durante 1 hora en dos días consecutivos. No se requiere autoclaveado
porque no se pretende alcanzar una verdadera esterilización, aunque para muchas
algas el medio autoclaveado funciona eficientemente.
4. Enfríe durante 24 horas y almacene en refrigeración hasta que esté listo para ser
utilizado.
Algunas variaciones del medio pueden hacerse agregando materiales adicionales al fondo
del tubo antes de agregar el suelo:
1. Una pizca de CaCO3 en polvo para muchas algas fototróficas dulceacuícolas.
2. Auna pizca de NH4MgPO4 para Botryococcus, Synechococcus, y algunas
euglenoides.
3. 1/8 de arveja, remojada 12 horas antes de usarse, para algunas euglenoides, el
flagelado verde Astrephomene, y otras algas mixotróficas.
4. ½ cucharada de turba orgánica y la mitad de suelo para la mayoría de algas
acidófilas (Andersen, 2005).
II.6.2.4 Medio solidificado (agar)
Este tipo de medio se ha utilizado desde 1896 para cultivar algas, y el agar
nutrificado sigue siendo muy útil para cultivar la mayoría de algas dulceacuícolas. Se
84
esparce un pequeño inóculo de células sobre la superficie del agar, produciendo un
crecimiento lento de colonias. El agar se suele usar a concentraciones de 1 a 2%.
1. Se calienta un matraz Erlenmeyer de 2L con 1L de medio de cultivo, cerca a los
95°C.
2. Lentamente, se agrega la cantidad requerida de agar mientras se agita
continuamente de modo que todo el agar se disperse en una solución.
3. Para servir en cajas de Petri, primero se esteriliza el agar nutrificado en autoclave
(120°C, durante 20 minutos). Se saca el recipiente del autoclave, y cuando la
temperatura ha bajado entre 50 y 60°C, se vierte el agar en las cajas de Petri. La
temperatura del agar puede mantenerse si se coloca en baño María entre el llenado
de cada caja. La temperatura al llenar no debe ser muy alta para evitar la
condensación del agua sobre las tapaderas de las cajas de Petri. Cuando el agar ha
gelificado, las cajas de Petri deben voltearse y guardarse en contenedores
herméticos a 4°C.
4. Para hacer agar en “slant” en tubos de cultivo, se vierte el agar en los tubos y se
esteriliza en autoclave (120°C, durante 20 minutos). Luego de autoclavear se
sacan los tubos y se dejan enfriar colocados en el ángulo apropiado (Andersen,
2005).
II.7. Floculación
En el campo del tratamiento de aguas, la coagulación es, por definición, el fenómeno de
desestabilización de las partículas coloidales, el cual puede conseguirse especialmente
por medio de la neutralización de sus cargas eléctricas. Las cargas eléctricas de dichas
partículas se anulan o atacan con un elemento llamado coagulante.
La floculación es un proceso químico mediante el cual, con la adición de sustancias
denominadas floculantes, se aglutinan las sustancias coloidales presentes en el agua,
facilitando de esta forma su decantación y posterior filtrado. Es un paso del proceso de
potabilización de aguas de origen superficial y del tratamiento de aguas servidas
domesticas, industriales y de la minería. El objetivo principal de la floculación es reunir
85
las partículas desestabilizadas para formar aglomeraciones de mayor peso y tamaño que
sedimenten con mayor eficiencia (Unda, 1969).
El proceso de floculación es precedido por la coagulación, por eso se suele hablar de los
procesos de coagulación-floculación. La coagulación es facilitar o hacer posible la
sedimentación de partículas finamente divididas al estado coloidal, mediante el agregado
de substancias químicas (Unda, 1969).
II.7.1 Coagulantes
Un coagulante es un agente químico que se agrega al agua y cuyas propiedades hacen
posible la sedimentación de materias suspendidas, finamente divididas o al estado
coloidal. Coagulación. Es el proceso o tratamiento que envuelve una serie de operaciones
mecánicas y químicas mediante las cuales el agente coagulante se torna efectivo (Unda
Opazo Francisco, México 1969).
El proceso coagulación abarca tres fases: a) agregado de sustancias químicas b) mezcla o
difusión, etapa en la cual es agua cruda, y c) floculación, proceso que comprende una
agitación lenta del agua por un periodo relativamente largo, durante el cual las partículas
finamente divididas o al estado coloidal, van neutralizándose, juntándose o
aglomerándose para formar un floculo hidratado de tamaño tal que puedan sedimentar
bajo la acción de la fuerza de gravedad. Sin embargo los floculos más finos no son
eliminados por sedimentación, y por lo tanto hay que recurrir a la filtración como proceso
complementario posterior a la coagulación. No obstante. Cuando la cantidad de materia
finamente dividida o al estado coloidal, arcilla, limo, materia orgánica, algas y bacterias
no excedan de ciertos límites, se puede eliminar la coagulación, requiriéndose en este
caso la filtración lenta.
II.7.1.1 Tipos de Coagulantes
a) Coagulantes metálicos
Con el pasar de los años y después de diversas investigaciones, los coagulantes metálicos,
sales de Hierro y Aluminio, han sido los más utilizados en la clarificación de aguas y
86
eliminación de DBO y fosfatos de aguas residuales. Tienen la ventaja de actuar como
coagulantes-floculantes al mismo tiempo. Sin embargo tienen el inconveniente de ser
muy sensibles a un cambio de pH. Si éste no está dentro del intervalo adecuado la
clarificación es pobre y pueden solubilizar Fe ó Al y generar problemas.
A continuación vemos los más utilizados:
• Sulfato de Alúmina: Es un coagulante efectivo en intervalos de pH 6 a 8.
Produce un flóculo pequeño y esponjoso por lo que no se usa en precipitación previa de
aguas residuales por la alta carga contaminante del agua. Sin embargo, su uso está
generalizado en el tratamiento de agua potable y en la reducción de coloides orgánicos y
fósforo.
Entre los coagulantes a partir de aluminio tenemos:
1. Sulfato de aluminio (forma líquida o sólida):
Al2 (SO
4)3 + 3 Ca (HCO
3)2 → 3 CaSO
4 + 2 Al (OH)
3 + 6 CO
2
Dosis: en clarificación, 10 a 150 g/m3
(expresada en producto comercial) según la
calidad del agua bruta.
En tratamiento de aguas residuales, de 100 a 300 g/m3, según la calidad del agua
residual y la exigencia de calidad.
2. Cloruro de aluminio (forma líquida):
De empleo excepcional.
2 AlCl3 + 3 Ca (HCO
3)2 → 2 Al (OH)
3 + 3 Ca Cl
2 + 6 CO
2
3. Sulfato de aluminio + cal:
Al2 (SO
4)3 + 3 Ca (OH)
2 → 3 CaSO
4 + 2 Al (OH)
3
Dosis: en clarificación, se necesita, de cal Ca (OH)2, un tercio de la dosis de sulfato
de alúmina comercial Al2 (SO
4)3, 18 H
2O.
En tratamiento de aguas residuales urbanas, se necesitan 100 a 200 g/m3
de cal por
150 a 500 g/m3 de sulfato de alúmina comercial.
4. Sulfato de aluminio + sosa cáustica:
Al2 (SO
4)3 + 6 NaOH → 2 Al (OH)
3 + 3 Na
2SO
4
87
Dosis: En clarificación, se necesita, de sosa cáustica NaOH, el 36 % de la dosis de
sulfato de aluminio comercial Al2 (SO
4)3, 18 H
2O.
• Sulfato Férrico: Funciona de forma estable en un intervalo de pH de 4 a 11, uno
de los más amplios conocidos. Producen flóculos grandes y densos que decantan
rápidamente, por lo que está indicado tanto en la precipitación previa como en la
coprecipitación de aguas residuales urbanas o industriales. Se emplea también en
tratamiento de aguas potables aunque en algún caso puede producir problemas de
coloración.
Entre los más empleados o conocidos tenemos:
1. Cloruro férrico (generalmente en forma líquida, a veces cristalizado)
2 FeCl3 + 3 Ca (HCO
3)2 → 3 CaCl
2 + 2 Fe (OH)
3 + 6 CO
2
Dosis: En clarificación, 5 a 150 g/m3
de cloruro férrico comercial FeCl3, 6 H
2O. En
tratamiento de aguas residuales urbanas, 100 a 500 g/m3
de cloruro férrico comercial
FeCl3, 6 H
2O.
2. Cloruro férrico + cal:
2 FeCl3 + 3 Ca (OH)
2 → 3 CaCl
2 + 2 Fe (OH)
3
Dosis: En tratamiento de aguas residuales urbanas, se necesitan 100 a 800 g/m3 de cal
para dosis de 100 a 600 g/m3 de cloruro férrico comercial FeCl
3, 6 H
2O.
3. Sulfato férrico:
Fe2 (SO
4)3 + 3 Ca(HCO
3)2 → 2 Fe (OH)
3 + 3 CaSO
4 + 6 CO
2
Dosis: En clarificación, se necesitan 10 a 150 g/m3
de reactivo comercial Fe2(SO
4)3,
9 H2O.
4. Sulfato férrico + cal:
Fe2 (SO
4)3 + 3 Ca (OH)
2 → 2 Fe(OH)
3 + 3 CaSO
4
88
Dosis: En clarificación, se necesita, de cal Ca (OH)2, el 40 % de la dosis de sulfato
férrico Fe2 (SO
4)3, 9 H
2O.
II.7.2 Coadyuvantes de la floculación
Las dificultades que pueden presentar algunos coloides desestabilizados para formar
flóculos pesados que sedimentan bien han dado lugar a la búsqueda de sustancias que
ayudan a la formación de estos flóculos.
Entre las dificultades que se pueden presentar en un proceso de floculación están:
• Formación de flóculos pequeños de lenta sedimentación.
• Formación lenta de flóculos.
• Flóculos frágiles que fragmentan en los procesos de acondicionamiento del
lodo.
• Formación de microflóculos que pasan por los filtros.
Para eliminar estas dificultades y lograr flóculos grandes y bien formados de fácil
sedimentación se han utilizado sustancias y procedimientos muy variados. Los más
usados son los siguientes:
II.7.2.1 Oxidantes
Como la per cloración, que en parte oxida la materia orgánica y rompe enlaces en los
coloides naturales, ayudando a una mejor floculación posterior.
II.7.2.2 Adsorbentes
Las aguas muy coloreadas y de baja mineralización en que los flóculos de aluminio ó
hierro tienen muy poca densidad, coagulan muy bien al añadir arcilla que da lugar a que
se adsorba y origine flóculos pesados de fácil sedimentación. Otros adsorbentes son la
caliza pulverizada, sílice en polvo y carbón activo.
89
II.7.2.3 Sílice activa
Algunos compuestos inorgánicos pueden ser polimerizados en agua para formar
polímeros floculantes inorgánicos. Este es el caso de la sílice activa que presenta una alta
efectividad como auxiliar del tratamiento con Alumbre (Sulfato de Alúmina).
II.7.3 Factores que influyen en el proceso de coagulación
La coagulación es el corazón o mejor dicho, la parte más importante en un proceso de
tratamiento de aguas y por lo tanto dicha etapa debe ser cuidadosamente estudiada,
diseñada y ejecutada ya que cualquier error que se cometa en algún punto de la misma
repercutirá negativamente en el resto del proceso restante quedando poco o nada por
hacer para revertir alguna situación desfavorable que se presente. Por lo tanto, se deben
considerar previamente una serie de factores que pueden influir en el proceso de
coagulación y floculación dentro del tratamiento de aguas. A continuación haremos
mención de los más relevantes:
II.7.3.1 Influencia del pH
En los procesos de tratamiento de aguas se busca ajustar los niveles de pH en el agua para
buscar los equilibrios que permitan sea aplicable para alguna labor en especial; en este
campo se conoce de un proceso llamado neutralización, el cual consiste en la eliminación
de acidez del agua por adición de químicos que logran llevar el pH a un valor de 7 y
dicho valor se encuentra dentro del rango de pH que debe tener el efluente previo a la
descarga.
El volumen, cantidad y tipo de acido a neutralizar son elementos a considerar al momento
de la selección de un agente químico.
II.7.3.2 Influencia de Temperatura
La temperatura es una variable clave que también se debe regular con mucho rigor en
vista que variaciones de la misma ya sea en incremento o decremento perjudicara el
proceso de coagulación y floculación ya que la energía cinética de las partículas de un
sistema es directamente proporcional a la temperatura de dicho sistema y como
consecuencia existe una variación de la viscosidad del agua la que finalmente hará que la
coagulación y floculación sea mas lenta o se lleve a cabo rápidamente lo que significaría
90
una pérdida del agente coagulante, el cual no estaría realizando su labor con la eficiencia
deseada.
II.7.3.3 Tipo de Coagulante
El tipo de coagulante actúa de modo distinto según sean las características y calidad de
las aguas en mención; por lo tanto, debe efectuarse un riguroso análisis a nivel de
laboratorio de los posibles agentes coagulantes a emplear y establecer matrices de
comparación que desnuden ventajas y desventajas de los mismos entre si para finalmente
hacer la selección del agente que reúna las condiciones para operar en el proceso.
II.7.3.4 Dosis del Coagulante
La dosis de coagulante inyectada a un volumen de agua tiene influencia directa en el
proceso de coagulación; poca cantidad de coagulante no neutraliza la carga de la partícula
y por lo tanto habrá escasez de microfloculos y como consecuencia la masa final de agua
presentara un alto índice de turbidez; por otro lado, una alta concentración de coagulante
provocaría una inversión en la carga de la partícula llevando a la formación excesiva de
microfloculos que al final no podrán sedimentar a la velocidad deseada lo que finalmente
deja al sistema con un alto valor de turbiedad; para este caso, la prueba de jarra es vital
para la selección y dosis en pequeñas escalas de los agentes coagulantes.
II.7.3.5 Punto y forma de aplicación del coagulante
Según los estudios y la experiencia de expertos, lo ideal es encontrar diversos puntos
donde poder aplicar el agente ya que experimentalmente se sabe que se requiere más
cantidad de agente coagulante cuando se deposita en la superficie del agua que si se
aplica cerca de la paleta agitadora.
Se recomienda emplear dispersores para lograr una distribución uniforme del coagulante
y buscar los puntos del sistema donde se presente mayor turbulencia.
II.7.3.6 Intensidad y tiempo de mezcla rápida
Se desea que la mezcla sea lo más eficiente posible en todo el sistema debido a que las
reacciones que dan origen a la formación de microflóculos se dan en tiempos menores a
91
un segundo si la coagulación es por adsorción y menos de 8 segundos si es por
precipitación de hidróxidos.
La mezcla rápida es una operación empleada en el tratamiento de aguas para la dispersión
de químicos y gases sobre todo en la zona de mayor turbulencia, esto con el objetivo de
evitar la formación de e incremento de productos químicos.
En consideración a que la mayoría de las microalgas oleaginosas son pequeñas o no
filamentosas, la filtración no es un método fácilmente aplicable a la producción de
biodiesel a partir de microalgas. El tamaño de las microalgas oscila entre 3 y 30 µm (
Loera-Quezada y Olguín, 2010).
En el proceso de recolección masiva donde se agrega un floculante a las células de
microalgas con el fin de incrementar el tamaño de partícula. La floculación es un paso
preparatorio a otros métodos de cosecha, como la filtración, la flotación o sedimentación
por gravedad [Molina et al., 2003]. Los floculantes más comunes son polivalentes, como
el cloruro férrico (FeCl3), sulfato de aluminio (Al2(SO4)3) y sulfato férrico (Fe2(SO4)3).
Varios métodos de floculación han sido probados. Knuckey et al. [Knuckey et al., 2006]
desarrollaron un proceso que implica el ajuste del pH de entre 10 y 10,6 utilizando
NaOH, seguido por la adición de un polímero no iónico. La eficiencia de floculación fue
mayor a un 80%, para una amplia gama de especies de algas. Divarakaran y Pillai
[Divakaran & Pillai, 2002] utilizaron con éxito el quitosano como un bio-floculante,
aunque la eficiencia del método es muy sensible al pH.( I Simposio Internacional de
Oleaginosas Energéticas, Brasil , 2010 )
II.8 Sistema de Recuperación de la Biomasa
En el presente documento se hará un énfasis a los distintos métodos existentes y de hecho
los más comunes que son empleados para realizar la separación de biomasa solida
contenida en una mezcla liquida.
Dentro de los métodos que se abordaran se tienen:
• Bomba de vacio
• Centrifugado
• Por gravedad
92
• CO2 en estado critico
Dentro de cada aplicación antes mencionada existen diferentes criterios así como
variables que se deben tomar en cuenta para obtener una alta eficiencia a la hora de
efectuar el proceso de separación. Por lo cual a continuación se hace una reseña a manera
de descripción de cada uno de los métodos.
II.8.1 Bomba de Vacio
La Filtración por bomba al vacio es un método físico que se utiliza para separar mezclas
heterogéneas de un sólido en un solvente o mezcla de reacción líquida. La mezcla se
vierte en un embudo a través de un papel filtro, el sólido de la mezcla queda en el filtro y
el líquido es atraído hacia un recipiente colocado abajo, gracias al vacío que se le aplica a
éste con dicha bomba. Lo que interesa recolectar en este tipo de filtración es el sólido
cristalizado que queda en el papel filtro, el líquido filtrado se desecha. El sólido se
cristaliza gracias a que el efecto de vacío que causa la bomba, enfría la solución.
Cabe mencionar que este método es muy práctico en situaciones donde se tiene una
mezcla casi homogénea en la cual se hace difícil poder reconocer los elementos sólidos o
partículas que se encuentran ya sea en suspensión como también precipitadas en el
medio. Los problemas de filtración que se presentan a gran escala es el bloqueo de los
filtros lo que genera altos costes de mantenimiento.
FIGURA 8. Bomba de vacio utilizada para filtrado.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
II.8.2 Centrifugado
La centrifugación es un método por el cual se pueden separar sólidos de líquidos de
diferente densidad mediante una fuerza rotativa, la cual imprime a la mezcla con una
93
fuerza mayor que la de la gravedad, provocando la sedimentación de los sólidos o de las
partículas de mayor densidad.
El fundamento primordial de la centrifugación es separar sólidos insolubles, es decir
partículas muy pequeñas difíciles de sedimentar de un líquido.
La base física de la separación es la acción de la fuerza centrífuga sobre las partículas en
rotación, que aumenta con el radio del campo rotacional y con la velocidad de rotación.
La velocidad de sedimentación se determina por la densidad de las partículas.
Las partículas densas sedimentan primero, seguida de las partículas más ligeras. En
función de las condiciones existentes, las partículas muy ligeras pueden incluso
permanecer en suspensión.
Diferentes estudios muestran que la centrifugación puede contribuir hasta el 34 % de los
costes de equipamiento y emplea hasta el 48.8 % del consumo total de energía (BPE,
2011). Sin embargo es uno de los procesos más ampliamente utilizados porque separa la
biomasa de forma eficiente y sin necesidad de añadir compuestos químicos, como se
muestra a continuación en la figura 9.
FIGURA 9. Biomasa de microalgas antes y después del centrifugado. Comparación visual entre un cultivo de microalgas y la separación de la biomasa y el agua como resultado de la centrifugación.
FUENTE: Gómez Jiménez Olga en su presentación: Separación de la biomasa y extracción de Aceite.
94
II.8.3 Separación por Gravedad
En muchas aplicaciones técnicas de nuestros días, la gravedad es empleada o
aprovechada para sacar adelante diversos procesos que son útiles para obtener al final
bien sea un producto o solventar un impase de cualquier índole.
Dentro de los métodos usados en la separación por gravedad tenemos:
El cribado: Consiste en pasar una mezcla por una serie de mallas de distinto tamaño las
cuales van reteniendo en su estructura aquellas partículas cuyo tamaño es mayor al de la
criba; este proceso puede tener cuantas etapas sean necesarias para obtener el producto
final. Este proceso presenta la limitante de que no se puede trabajar a escalas
microscópicas ya que su eficiencia reduce considerablemente.
Decantación: Este método se emplea para separar elementos o sustancias que no se
puedan mezclar o combinar entre sí; En el caso de líquidos inmiscibles, se deja reposar la
mezcla y, por acción de la gravedad, uno de los líquidos se situará sobre el otro (el menos
denso se colocará sobre el de mayor densidad. Disponiéndolos en un recipiente con un
grifo en su parte inferior, al abrir el grifo saldrá el líquido más denso. Cuando haya salido
todo, cerramos el grifo y dejamos en el recipiente el líquido menos denso.
II.8.4 Filtrado por Membrana
Cuando una de las sustancias que se desean separar es líquida y la otra es sólida se puede
hacer pasar la mezcla por una especie de tamiz fino que se denomina filtro. Este proceso
se llama filtrado, y es similar al tamizado o cribado.
Dependiendo del tamaño del sólido que se desea separar se pueden emplear filtros más o
menos finos. Así, para filtrar el zumo de una naranja de la pulpa que contiene basta un
colador, ya que el tamaño de la pulpa es mayor que el agujero del colador y no lo
atraviesa. Pero para filtrar café no se puede emplear un colador, ya que los granos
molidos de café lo atravesarían. Usamos entonces papel filtrante, un papel especial muy
poroso (y por eso absorbe muy bien el agua) que impide que el café molido lo atraviese.
Conforme se filtra, los granos van tapando los poros del papel, por eso cada vez el
filtrado es más lento.
95
Anteriormente hemos hablado del método de filtrado al vacio empleando un papel
filtrante; en este caso la bomba de vacio es omitida ya que se emplea solo la acción de la
gravedad para lograr la separación del liquido y su parte solida; cabe señalar que el
proceso por gravedad es menos eficiente que el método por bomba de vacio ya que este
ultimo logra un mayor aprovechamiento de la materia útil que se pueda encontrar en los
fluidos.
II.8.5 Método del CO2 en estado crítico
Un fluido supercrítico (FSC) es un estado de la materia en el que esta tiene un
comportamiento intermedio entre un gas y un líquido. Se comporta como un gas
adquiriendo la forma de su contenedor pero tiene la densidad de un líquido. Es una forma
de materia en el que los estados líquidos y gas son indistinguibles entre sí. Cualquier
sustancia sometida a presión y temperatura por encima de sus condiciones críticas se
encuentra en estado supercrítico. Pero sin duda alguna el fluido más utilizado tanto a
nivel de investigación como en aplicaciones industriales es el dióxido de carbono, CO2.
El CO2 es un gas inocuo que en condiciones supercríticas (CO2 supercrítico) se convierte
en un disolvente muy potente y sirve como elemento separador eficaz. Entre otras
aplicaciones, la tecnología de fluidos supercríticos se dirige a la obtención de extractos
herbales a partir de plantas aromáticas, la mejora de propiedades de alimentos
(desgrasado, extracción de colesterol de aceites, carnes y lácteos), operaciones de
desinfección, impregnación, micro encapsulación, descontaminación de aguas residuales,
en la actualidad se realizan pruebas para la separación y extracción de aceite de
microalgas (Gómez, 2010).
II.9. Secado de Biomasa
Para realizar el secado de la biomasa de microalgas existe una variedad de secadores, los
cuales se enumeran a continuación:
II.9.1 Secador solar
Se utiliza para deshidratar frutas. Estos secadores que utilizan la radicación solar tienen
un bajo costo de fabricación comparado con los secadores industriales. Presentan la
dificultad que puede contaminarse la muestra de biomasa debido a los largos períodos de
96
exposición solar. El secador solar como deshidratador de frutas tiene un rango
determinado de temperatura el cual está entre 65 y 75ºC” (Gutiérrez et al, 2005).
II.9.2 Secado por Aspersión
En una cámara de secado se inyecta la biomasa la cual se rosea con gas o aire caliente en
donde las gotas del líquido se dispersan y se evaporan rápidamente y la biomasa seca cae
a un colector donde luego se extrae.
II.9.3 Tambor de Secado
Es el proceso el cual son dos tambores girando los cuales en la parte interna se encuentra
la biomasa y se calientan los tambores de la parte externa la cual esta a grandes
temperaturas, luego que la biomasa esta seca se extrae por medio de una Cuchilla.
II.9.4 Liofilización
En este proceso la biomasa y se coloca en una cámara de vacío, por sublimación se
separan los sólidos de los líquidos. Para acelerar el proceso se utiliza el proceso de
congelación- sublimación con lo que se consigue separar el líquido de la biomasa.
II.10 Extracción de aceites
Conocemos como vegetales oleaginosos a los vegetales que contienen grandes cantidades
de aceite en sus frutos o semillas. Las regiones tropicales son las que albergan la mayor
cantidad de cultivos oleaginosos. En el cuadro que se presenta a continuación podemos
observar los cultivos oleaginosos que se producen comúnmente en el mundo y sus
principales características (Castro, 2007).
CUADRO 12. Principales cultivos oleaginosos y sus características agronómicas.
Cultivos, particularidades, rendimiento, requerimientos agronómicos y sus principales
usos.
Nombre Común y Científico
Parte Oleaginosa
Contenido de Aceite (%)
Rendimiento Promedio kg/ha/año
Requerimientos Agronómicos Generales
Principales Usos Principales Productos
Palma Pulpa del fruto (aceite de
Pulpa: 45- Pulpa: 5 mil Palmera de climas tropicales, requiere mínimo 1600 mm de lluvia anual y 2-4 meses
Palma: Margarina, grasas para cocinar, productos
Malasia, Indonesia, Nigeria,
97
Aceitera palma) Semilla (aceite de palmaste)
55
Semilla: 44-57
Semilla: 800 secos. Soporta inundaciones temporales, y requiere bastante luz y humedad del suelo adecuada. Se desarrolla mejor en áreas bajas. Temperaturas máximas medias de 30-32, y mínimas de 21-24 °C. Demora 4-5 años en empezar a dar fruto, y alcanza su mayor productividad poco antes de los 20 años.
alimentarios, jabones, velas, cosméticos, lubricantes, jebes. Palmiste: Grasas alimentarias, helados, mayonesa, repostería, jabones, detergentes, biodiesel.
Tailandia, Colombia, Brasil.
Soya Glycine max
Semilla 18-20 280- 580 Herbácea anual adaptada a climas desde los trópicos hasta los subtrópicos húmedos. No resiste calor excesivo o inviernos severos, su temperatura óptima es 24-25 °C, pero resiste temperaturas medias anuales entre 5.9 y 27 °C. Requiere días cortos, aunque esta característica depende del cultivar. Crece mejor en suelos fértiles y bien drenados. Leguminosa, en asociación con Rhizobium puede fijar nitrógeno y no requiere fertilización con N. Se ha reportado que tolera precipitaciones entre 310 y 4100 mm. El período de crecimiento es de 4 a 5 meses. Se usa en rotación con maíz, granos pequeños, otras legumbres, algodón, arroz. Puede plantarse después de papas tempranas y vegetales, o después de granos de invierno.
Aceite para ensaladas, margarinas, productos alimenticios, jabones, pinturas, insecticidas, desinfectantes, biodiesel. Lecitina extraída del aceite se usa como emulsificante en la industria de alimentos y farmacéutica. La torta es una fuente importante de proteína para alimento animal y humano.
Estado Unidos, Brasil, Argentina, China, India, Paraguay, Canadá.
Colza y canola Brassica napus, Brassica rape
Semilla 40 700-1500 Planta anual o bianual de flores amarillas, adaptada a climas fríos. Requiere suelos fértiles y bien drenados, y responde favorablemente a la fertilización con N y P. Días soleados y noches frescas favorecen su crecimiento; el clima seco durante la cosecha es esencial. Tolera precipitaciones anuales entre 300 y 2800 mm y temperaturas medias entre 5 y 27 °C. Puede ser plantada luego de granos, maíz, papas, remolacha o después del barbecho, pero no después de colza, mostaza o girasol. La canola es una variedad de colza con bajo contenido de ácido erúdico (<2%) apta para consumo humano y con características agronómicas mejoradas,
Productos alimentarios, lubricantes, jabones, biodiesel.
India, China, Canadá, Alemania, Francia.
98
desarrollada mediante ingeniería genética en Canadá.
Girasol Hellanthus annuus
Semilla 45-55 600- 950 Planta herbácea anual mejor adaptada a climas cálidos o temperados. Puede crecer desde el Ecuador hasta los 55 ° de latitud. En los trópicos, crece mejor en elevaciones medias y altas, intolerante a la sombra pero tolerante a le sequedad y la sequía, excepto cuando está floreciendo. Puede crecer en suelos pobres, siempre que sean profundos y bien drenados. No resiste suelos ácidos o inundados. Tolera precipitaciones anuales entre 200 y 4000 mm y temperatura entre 6 y 28 °C. En zonas cálidas, las variedades enanas maduran 2.5-3 meses después de la siembra. No debe de ocurrir en rotación más de una vez cada 4 años, y no debe estar en rotación con papas.
Aceite para ensalada y para cocinar, margarina, lubricantes jabones, pinturas y esmaltes.
Federación Rusa, Ucrania, India, China, Argentina, Estados Unidos.
Algodón Gossyplum hirsutum
Semilla 18-25 300 Arbustiva anual adaptada a regiones tropicales a temperadas. Tolera precipitaciones anuales entre 290 (con irrigación) y 2780 mm y temperatura entre 7 y 27.8 °C. Es sensible a las heladas y requiere un mínimo de 180- 200 días de temperaturas uniformemente altas. Se cultiva en altitudes entre 0 y 1200 m. Requiere luz solar directa. Requiere lluvia moderada durante el período vegetativo y un período seco para permitir a los copos que maduren. Se desarrolla mejor en suelos profundos, friables, con alta retención de humedad y buena cantidad de humus. Se recomienda rotar, aunque es
Aceite para ensalada y para cocinar, margarina y para coberturas protectoras.
India, China, Estados Unidos, Pakistán, Uzbekistán, Brasil
99
posible cultivarlo sólo.
Ricino o higuerilla Ricinus communis
Semilla 45-55 1200 Árbol o arbusto perenne de zonas tropicales, pero se puede comportar como anual en regiones temperadas. Se ha reportado que tolera precipitaciones entre 200 y 4290 mm anuales y temperaturas entre 7 y 27.8 °C, pero los óptimos están en 750- 1000 mm y 20-25 °C. Crece mejor con altas temperaturas, y muere con las heladas. Es bastante tolerante a las sequías. Se desempeña mejor en suelos fértiles y bien drenados, no alcalinos ni salinos. Limo arenoso y arcilloso es el mejor.
En coberturas protectoras, lubricantes, tintas, tintes textiles, preservación del cuero, fibras sintéticas, pinturas, ceras, velas, crayones.
China, India, Brasil
Piñón Jatropha Curcas
24-34 (incluyendo cáscara)
1590 Arbusto o árbol de hasta 6 m, esta planta es originaria de zonas tropicales. Tolera precipitaciones anuales entre 480 y 2380 mm, y temperaturas entre 18 y 28.5 °C.
Iluminación, velas, jabón
FUENTE: Castro, 2007
Los aceites extraídos de semillas oleaginosas se denominan brutos o crudos. Esto se debe
a que contienen además de triglicéridos otras sustancias como: ácidos grasos libres,
proteínas, fosfolípidos, fosfátidos, ceras, resinas y pigmentos. Todas estas sustancias se
encuentran en pequeñas cantidades pero al producir biodiesel, algunas son desfavorables
y otras pueden permanecer sin alterar su calidad o estabilidad. (Castro, 2007)
Las mejores alternativas bioenergéticas parecen ser los biocombustibles de segunda
generación, ya que estos reducen el uso de la tierra debido a su potencial en rendimiento
por hectárea debido a que no requieren tierras cultivables y no son empleados para el
consumo humano. Como biocombustibles de segunda generación podemos mencionar los
residuos ligno-celulósicos, residuos agrícolas, la atropha curcas y las microalgas. (Loera-
Quezada y Olguín, 2010)
Las microalgas son una fuente biológica de lípidos, contienen ácidos grasos en los
componentes de sus membranas. Los lípidos son sustancias de origen biológico que al ser
poco solubles en agua pueden ser extraídos con solventes orgánicos de baja polaridad.
100
Las grasas son mezclas de triglicéridos, formados por 3 moléculas de ácidos grasos y una
de glicerol y las diferencias entre ellas dependen fundamentalmente de su diferente
composición en ácidos grasos que, a su vez, se diferencian por el número de átomos de
carbono y de dobles enlaces. Durante las primeras etapas de crecimiento de los cultivos
de microalgas, producen un alto monto de lípidos polares y ácidos grasos. En la
microalgas los principales componentes de lípidos son triacilgliceroles, ácidos grasos
libres, ceras, esteroles, hidrocarburos, glicolípidos y fosfolípidos entre otros. Los
principales componentes de ácidos grasos en la microalgas incluye moléculas lineales de
12 y 22 átomos de carbono en número par, saturadas e insaturadas, los ácidos de 16
carbonos y 18 carbonos son los más frecuentes. Los lípidos y ácidos grasos contenidos en
las microalgas varían de acuerdo a ciertas condiciones del cultivo(Tabla XIII), como son
la fase de crecimiento, temperatura, PH, disponibilidad y clase de nutrientes, intensidad
de la luz entre otros (Cohen, 1986).
Una de las ventajas más importante del biodiesel a partir de microalgas es su alto
rendimiento de lípidos por unidad de área. Los lípidos contenidos en las microalgas
constituyen del 20 al 50% de su peso seco (Cuadro 13).
CUADRO 13. Contenido de lípidos en especies de microalgas. Porcentajes (peso/peso) de aceite obtenidos de variedad de especies de microalgas marinas y dulceacuícolas.
Especie % Lípidos Especie % Lípidos
Anabaena cylindrica 4 4-7 Nannochloropsis sp. 1 31-68
Ankistrodesmus sp. 3 24-31 Nannochloropsis sp. 3 12-53
Botryococcus braunii ,1,3 25-75 Nannochloropsis sp. F&M-M24 2 30.9
Chaetoceros calcitrans CS 178 2 39.8 Nannochloropsis sp. F&M-M26 2 29.6
Chaetoceros muelleri 3 33 Nannochloropsis sp. F&M-M27 2 24.4
Chaetoceros muelleri F&M-M43 2 33.6 Nannochloropsis sp. F&M-M28 2 35.7
Chlamydomonas reinhardtii 3,4 21 Nannochloropsis sp. F&M-M29 2 21.6
Chlorella emersonii 3 25-63 Neochloris oleoabundans 1 35-54
Chlorella minutissima 3 57 Neochloris oleoabundans 3 29-65
Chlorella protothecoides 3 14-57 Nitzschia sp. 1,3 45-47
Chlorella pyrenoidosa 4 2 Paeodactylum tricornutum 1 20-30
Chlorella sorokiniana 3 19-22 Pavlova lutheri 3 35
Chlorella sorokiniana IAM -212 2 19.3 Pavlova lutheri CS 182 2 35.3
Chlorella sp. 3 10-48 Pavlova salina 3 30
Chlorella sp. F&M-M482 18.7 Pavlova salina CS 49 2 30.9
Chlorella sp.1 28-32 Phaeodactylum tricornutum 3 18-57
101
Especie % Lípidos Especie % Lípidos
Chlorella vulgaris 3 5-58 Phaeodactylum tricornutum F&M-M26 2 18.7
Chlorella vulgaris 4 14-22 Porphyridium cruentum 2 9.5
Chlorella vulgaris CCAP 211/11b 2 19.2 Porphyridium cruentum 4 9-14
Chlorella vulgaris F&M-M49 2 18.4 Prostanthera incisa 3 62
Chlorococcum sp. UMACC 112 2 19.3 Prymnesium parvum 3 22-39
Crypthecodinium cohnii 1 20 Prymnesium parvum 4 22-38
Crypthecodinium cohnii 3 20-51 Pyrosia laevis 3 69.1
Cylindrotheca sp.1 16-37 Scenedesmus dimorphus 3,4 16-40
Dunaliella bioculata 4 8 Scenedesmus obliquus 3 11-55
Dunaliella primolecta 1,3 23 Scenedesmus obliquus 4 12-14
Dunaliella salina 3 6-25 Scenedesmus quadricauda 2 18.4
Dunaliella salina 4 6 Scenedesmus quadricauda 4 1.9
Dunaliella sp. 3 17-67 Scenedesmus sp. DM 2 21.1
Dunaliella tertiolecta 3 16-71 Scenedesmus sp. F&M-M19 2 19.6
Elipsoidon sp. 3 27 Schizochytrium sp. 1,3 50-77
Ellipsoidion sp. F&M-M31 2 27.4 Skeletonema costatum 3
Eublena gracilis 3,4 14-20 Skeletonema costatum CS 181 2 13-51
Haematococcus pluvialis 3 25 Skeletonema sp. CS 252 2 21.1
Isochrysis galbana 3 7-40 Spirogyra sp. 4 31.8
Isochrysis sp. (T-ISO) CS 177 2 22.4 Spirulina máxima 4 11-21
Isochrysis sp. 1 25-33 Spirulina platensis 4 6-7
Isochrysis sp. 3 7-33 Synechococcus sp. 4 4-9
Isochrysis sp. F&M-M37 2 27.4 Tetraselmis maculata 4 11
Monallanthus salina 1 20 Tetraselmis sp. F&M-M34 2 3
Monallanthus salina 3 20-22 Tetraselmis suecica 1 14.7
Monodus subterraneus 3 16 Tetraselmis suecica F&M-M33 2 15-23
Monodus subterraneus UTEX 151 2 16.1 Tetraselmis suecica F&M -M35 2 8.5
Nannochloris sp. 1 20-35 Thalassiosira pseudonana 3 12.9
Nannochloris sp. 3 20-56 Thalassiosira pseudonana CS 173 2 20
Nannochloropsis CS 246 2 29.2 Thalassiosira pseudonana CS 173 2 20.6
Nannochloropsis oculata 3 22-29
FUENTE: Chisti, 2007.1, Rodolfi et al (2008)2, Becker (1994) 3, Becker (1994) 4.
En el cuadro 13 se muestra el contenido de lípidos de algunas microalgas. Y a
continuación en el cuadro 14 se refleja el contenido lipidico de las microalgas con las
materias primas más utilizadas actualmente en la producción de biodiesel.
102
CUADRO 14. Comparación de las distintas fuentes de biomasa para producción de biodiesel. Productividad de aceite para diferentes cultivos oleaginosos en comparación con el cultivo de microalgas.
Biomasa Producción de aceite (Litro/hectárea) Área (Millones de hectáreas)
Maiz 172 1540
Soya 446 594
Canola 1190 223
Jatropha 1892 140
Coco 2689 99
Palma 5950 45
Microalga a 136900 2
Microalga b 58700 4.5
Microalgaa: 70% de aceite en Biomasa y Microalgab:30% de aceite en Biomasa
FUENTE: Chisti, Y. 2007. Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances. 25 (2007) 294–306.
II.10.1 Aceite de microalgas
En cuanto a las ventajas de producir biodiesel a partir de micro algas, podemos
mencionar las siguientes: a) Poseen un rendimiento de aceite mucho mayor que cualquier
cultivo convencional (10-20 veces mayor que el derivado del aceite de palma y de 200-
400 veces mayor que el derivado del aceite de soya); b) requieren de una superficie muy
pequeña para cubrir la demanda actual de diesel de petróleo; c) debido a que se pueden
cultivar en el mar, agua dulce o en aguas residuales, se disminuye la competencia en el
uso de agua dulce requerida para la producción de alimentos; d) son excelentes
captadoras de CO2 (100 toneladas de micro algas consumen 103 ton de CO2). Las micro
algas son consideradas los organismos fotosintéticos más eficientes, ya que absorben más
CO2 y liberan más O2 que cualquier otra planta y crecen mucho más rápido (algunas
llegan a duplicar su biomasa en 24 h) (Loera-Quezada y Olguín, 2010).
Para su crecimiento, las microalgas captan y almacenan carbono del CO2 atmosférico
(Schenk et al, 2008), pueden crecer en agua salada o residual, en suelos inadecuados para
el crecimiento de otros tipos de vegetales (Schenk et al, 2008), su producción de aceite
por unidad de área cultivada puede ser hasta 300 veces mayor que la de las plantas
terrestres oleaginosas (Chisti, 2007).
103
Los ácidos grasos en el aceite de la microalgas Chlorella Vulgaris cultivada a la
intemperie reportados por Petkov y Garcia (2006) son agrupados según el grado de
insaturación de los mismos. Así, 14:0, 16:0 y 18:0 fueron agrupados como ácidos grasos
saturados y su porcentaje másico en la mezcla se calculo igual a 13%. De igual forma, se
agruparon 16:1 y 18:1 como mono–insaturados, 16:2 y 18:2 como di–insaturados y 16:3
y α-18:3 como tri–insaturados.
CUADRO 15. Porcentajes de ácidos grasos saturados, mono-insaturados, di-insaturados y tri-insaturados presentes en el aceite de Chlorella Vulgaris cultivada a la intemperie.
Ácido graso %
Saturados 13
Mono-insaturados 20
di-insaturados 28
tri-insaturados 39
FUENTE: A. Barajas1, 2009
II.10.2 Ácidos Grasos
Los ácidos grasos son compuestos orgánicos de carbono, hidrógeno y oxígeno, que sirven
al organismo como fuente de energía, y como precursores de la síntesis de grasas, ceras y
otras moléculas. Hablamos de ácidos grasos poli-insaturados de cadena larga cuando
éstos están formados por cadenas de más de 18 átomos de carbono y dos o más dobles
enlaces.
En este sentido, la producción de ácidos grasos poli-insaturados a partir de microalgas
presenta grandes ventajas frente a otras fuentes: permite alcanzar niveles de producción
elevados en condiciones altamente controladas y con un bajo riesgo de contaminación; es
una actividad de una baja demanda de energía que no requiere suelo fértil ni agua de
calidad, no compite, por tanto, con otras actividades agrarias. En la actualidad ciertas
microalgas son la base de una floreciente industria biotecnológica. (Chisti, 2007). En el
siguiente cuadro 16 se muestra la estructura y porcentaje de ácidos grasos presentes en
104
mayor proporción tras un análisis al extracto de microalgas Chlorella sp, en las que el
ácido palmítico, oleíco, linoléico y linolenico se presentan en mayor proporción.
CUADRO 16. Estructura y porcentaje de los ácidos grasos presentes en mayor proporción en el extracto de microalgas Chlorella sp.
Ácido graso Carbonos Enlaces dobles Fórmula
química Contenido (%) Estructura
Palmítico 16 0 C16H32O2 30.34
Oleíco 18 1 C18H34O2 34.31
Linoléico 18 2 C18H32O2 12.62
Gamma-Linolénico
18 3 C18H30O2 13.37
FUENTE: (Zamora, 2008)
II.10.2.1 ÁCIDO PALMÍTICO (C16:0): CH 3(CH2)14COOH
Es un ácido graso saturado, formado por dieciséis carbonos. Su nombre IUPAC es ácido
hexadecanóico. Es el ácido graso más abundante en las carnes, grasas lácteas y en los
aceites vegetales (Luna, 2007). Es insoluble en agua y soluble en alcohol y éter. Se utiliza
en la manufactura de productos alimenticios y farmacéuticos, para la elaboración de
aceites lubricantes, materiales impermeables y en la fabricación de jabón.
II.10.2.2 ÁCIDO OLEICO (cis C18:1): CH3(CH2)7CH=CH(CH 2)7COOH
Es un ácido graso monoinsaturado. Su nombre IUPAC es ácido cis-9-octadecanoico. La
fuente principal de ácido oleico es el aceite de oliva que comprende de 55-80%, en el
aguacate con aproximadamente 70% y en el aceite de girasol en un 80%. Es un ácido
105
estable que se descompone lentamente. No es soluble en agua pero soluble en benceno,
alcohol, éter u otros disolventes orgánicos. A partir de este se obtiene el ácido esteárico
saturado (Luna, 2007). Se utiliza principalmente en la fabricación de jabones,
cosméticos, industria textil y para limpieza de metales.
II.10.2.3 ÁCIDO LINOLÉICO (cis C18:2): CH3(CH2)4CH=CHCH2CH=CH(CH2)7COOH
Ácido graso que contiene dos instauraciones. Su nombre IUPAC es ácido cis-9, cis-12-
octadecadienoico. Es soluble en disolventes orgánicos. Es esencial para el organismo
humano pero éste no puede sintetizarlo. Sus derivados son el ácido gamma-linolénico, el
ácido araquidónico y el ácido docosapentaenoico. El ácido linoleico y sus derivados
forman parte de los ácidos grasos omega 6, por contener su primer doble enlace en el
sexto carbono. Se encuentra en aceites de semillas vegetales, tales como la linaza, soja,
girasol y algodón. Se utiliza ampliamente en la industria alimenticia en la producción de
grasas hidrogenadas (Luna, 2007).
II.10.2.4 ÁCIDO gamma-LINOLENICO (C18:3n6): CH 3-CH2-CH=CH-CH 2-CH=CH-CH 2-CH=CH-(CH 2)7-COOH
Ácido graso poliinsaturado. Su nombre IUPAC es ácido cis-6,9,12-octadecatrienoico. Sus
principales fuentes son el aceite de onagra, aceite de borraja, aceite de semilla de grosella
y la leche materna. Es utilizado ampliamente en la industria alimentaria y farmacéutica.
Existen muchas especies de micro algas que son capaces de producir grandes cantidades
de lípidos pero frecuentemente, las altas condiciones de lípidos se obtienen cuando
sometemos a las microalgas a condiciones físicas y/o químicas que las estresan,
frecuentemente se limitan los nutrientes en el medio de cultivo y esto produce una baja
productividad de biomasa. (Loera-Quezada y Olguín, 2010) A continuación, se muestra
una grafica con el contenido de aceite de algunas especies de microalgas y cultivos
oleaginosos.
106
GRÁFICA 3. Productividad de aceites de microalgas y cultivos oleaginosos. Comparación gráfica del la productividad de aceite en L/Ha entre varios cultivos oleaginosos y cultivos de microalgas.
FUENTE: Loera-Quezada y Olguín, 2010
Los ácidos grasos constituyen la parte predominante y químicamente activa de los
triglicéridos y debido a esto, determinan las propiedades fisicoquímicas de los mismos.
(Castro, 2007) A continuación, se presenta un cuadro 17 con los ácidos grasos comunes.
107
CUADRO 17. Ácidos grasos saturados y sus principales características. Se presenta el número de carbonos, la fórmula molecular, el punto de ebullición y de fusión para ácidos grasos de cadenas de entre 4 y 24 carbonos.
Ácido
graso
Número de átomos de Carbono
Fórmula Punto de ebullición a 16
mm (°C)
Punto de fusión (°C)
Butírico 4 C3H7COOH 163
( a 760 mm) -8
Caproico 6 C5H11COOH 107 -3.4
Caprílico 8 C7H15COOH 135 16.7
Caprico 10 C9H19COOH 159 31.6
Láurico 12 C11H23COOH 182 44.2
Mirístico 14 C13H27COOH 202 54.4
Palmítico 16 C15H31COOH 222 62.9
Esteárico 18 C17H35COOH 240 69.6
Aráquico 20 C19H39COOH - 75.4
Behénico 22 C21H43COOH - 80.0
Lignocérico 24 C23H47COOH - 84.2
FUENTE: Castro, 2007.
II.10.3 Biodiesel
La ASTM (Sociedad Americana para Pruebas y Materiales) define al biodiesel como:
ésteres monoalquílicos de ácidos grasos de cadena larga derivados de lípidos renovables,
tales como aceites vegetales o grasa de animales. El sufijo "bio" representa su fuente
biológica y renovable en comparación con los combustibles tradicionales derivados del
petróleo; "diesel" se refiere a su uso en motores diesel (ASTM, 2002).
108
El biodiesel es un biocombustible de origen renovable que se obtiene a partir de aceites
vegetales y grasas animales. Estos poseen un contenido de triglicérido los cuales pueden
ser saturados e insaturados y este a su vez es el que le da las cualidades del biodiesel. El
biodiesel se obtiene mediante la transesterificación de los triglicéridos con un alcohol de
cadena corta en presencia de un catalizador obteniendo biodiesel y glicerol con dos fases
liquidas separadas. Para la realización del biodiesel se deben cumplir con ciertos
estándares de calidad como los son la densidad, viscosidad cinemática, punto de nube,
punto de inflamación, residuos carbonosos, número de Cetano, azufre, contaminación
total, contenido de agua y sedimentos por mencionar los más importantes.
El biodiesel es una de las alternativas amigables con el ambiente ya que es un
combustible menos contaminante. Dentro de sus ventajas podemos citar que no contiene
aromáticos polinucleares, no contiene sulfuros, el contenido de combustible no quemado
y el monóxido de carbono presente en los gases de escape es menor ya que se puede
observar menores gases de combustión en los automóviles, posee mejores características
de lubricidad, al ser un derivado de ácidos grasos contiene un mayor número de cetano,
es cuatro veces más biodegradable que el combustible convencional y no es tóxico.
El biodiesel puede convertirse en el sustituto a largo plazo del diesel derivado del
petróleo debido a la similitud existente entre las propiedades químicas físicas de ambos
combustibles, las investigaciones actuales van orientadas en esa dirección.
El biodiesel es un combustible líquido renovable que funciona como sustituto del gas-oil
para motores de diesel, el cual puede ser producido a partir de diferentes tipos de aceites
vegetales, grasas animales o aceites residuales de la industria de los alimentos haciéndolo
reaccionar con metanol o etanol (alcoholes de baja masa molecular), obteniéndose
glicerina como subproducto.
La reacción química llevada a cabo es la trans-esterificación, que consiste en tres
reacciones reversibles; en la primera el triglicérido es convertido en diglicérido (Figura
10), el cual, en la segunda reacción da como resultado un monoglicérido (Figura 11), que
durante la última fase produce glicerina (Figura 12). En cada una de las tres reacciones se
109
libera un mol de éster. Posterior a la reacción completa de la formación del producto
final, este es llevado a la fase de separación y por último a una fase de purificación.
FIGURA 10. Primera reacción para la síntesis de Biodiesel. Liberación del primer ácido graso y formación del primer éster metílico en la reacción con metanol.
FUENTE: FODECYT 049-2009.
FIGURA 11. Segunda reacción en la síntesis de Biodiesel. Liberación del segundo ácido graso y formación del segundo éster metílico en la reacción con metanol.
FUENTE: FODECYT 049-2009.
FIGURA 12. Tercera reacción en la síntesis de Biodiesel. Liberación del tercer ácido graso y formación del tercer éster metílico en la reacción con metanol, y generación de glicerina.
FUENTE: FODECYT 049-2009.
En las reacciones de trans-esterificación presentadas anteriormente, el triglicérido se
rompe para dar paso a tres ésteres, formados a partir de la cadena aniónica de los ácidos
grasos unida a la cadena alifática del alcohol y a una molécula de glicerol, que son
formados por la introducción de los grupos hidroxilo del alcohol en sustitución de los
residuos acilo graso.
110
Las condiciones de reacción de la trans-esterificación son sensibles a diversos
parámetros: “entre los más influyentes sobre la conversión de los triglicéridos en
biodiesel son el tipo de alcohol, la relación molar alcohol/aceite, la cantidad de
catalizador, la temperatura de reacción y la velocidad de agitación. Cada uno de estos
parámetros debe mantenerse dentro de cierto rango de operación con el objetivo de
garantizar una conversión alta”. (Plata, 2009). Uno de los puntos de control en la
producción es que las grasas utilizadas como materia prima y el alcohol, deben ser
anhidras, pues de lo contrario al utilizar álcali se favorece a una reacción de
saponificación en lugar de trans-esterificación.
En general, la utilización de este biocombustible representa grandes ventajas desde el
punto de vista medioambiental y energético.
CUADRO 18. Resumen de las características típicas del biodiesel y el diesel de petróleo. Comparación de algunas características físicas y químicas del diesel fósil y el biodiesel.
Parámetro Unidades Diesel Biodiesel
Poder Calorífico Kcal/ L 8.74 7.795
Densidad (15°C) g/ cm3 0.820- 0.845 0.860- 0.900
Punto de inflamación °C 55 (mínimo) 101 (mínimo)
Azufre ppm 350 (máximo) 10 (máximo)
Contaminación Total ppm 24 (máx.) -
Agua ppm 200 (máx.) 500 (máx.)
Viscosidad Cinemática cSt 2.0 – 4.5 3.5 – 5.0
FUENTE: Ciria, 2007. Propiedades y características del diesel y biodiesel.
111
CUADRO 19. Estándar ASTM 6751 para biodiesel. Normas y métodos de prueba para evaluación de las propiedades y certificación del biodiesel.
Propiedad Método de Prueba Límites Unidades
Punto de inflamación D 93 130 min. °C
Agua y sedimentos D 2709 0.05 máx. % volumétrico
Viscosidad cinemática (40°C) D 445 1.9 – 6.0 mm2/s
Cenizas sulfatadas D 874 0.02 máx. % másico
Contenido de azufre D 5453 0.0015 máx. (S15)
0.05 máx. (S500)
% másico (ppm)
Corrosión en lámina de cobre D 130 No. 3 máx.
Punto de nube D 2500 Reportar °C
Carbón residual D 4530 0.05 máx. % másico
Número ácido D 664 0.5 máx. mg KOH/g
Glicerina libre D 6584 0.02 % másico
Glicerina total D 6584 0.24 % másico
Contenido de fósforo D 4951 0.001 máx. % másico
Temperatura de destilación D 1160 360 máx. °C
Número de cetano D 613 47 min.
FUENTE: Knothe, G. (2006). Analyzing Biodiesel: Standards and Other Methods.
112
GRÁFICA 4. Proceso de producción de biodiesel. Pasos requeridos para obtener un biodiesel óptimo.
FUENTE: FODECYT 049-2009
ACEITE
TRANSESTERIFICACION
PRUEBAS DE CERTIFICACION DE BIODIESEL
ESTERES GLICERINA
AGUA
LAVADO
BIODIESEL
ALCOHOL + CATALIZADOR
DECANTACIÓN
DECANTACION
114
III.1 RESULTADOS
III.1.1 Análisis físico-químico del cuerpo de agua
El monitoreo de la calidad del cuerpo de agua se realizó en los meses de mayo, junio y
julio del año 2010. Se identificaron 11 parámetros base para la evaluación físico-química
del lago. Temperatura, pH, TDS, O2 disuelto, DQO, DBO5, N, Si, PO3, Sólidos
suspendidos, clorofila. Los puntos seleccionados corresponden al lugar donde se colectan
las muestras de fitoplancton.
Se identificaron 11 parámetros base para la evaluación físico-química del lago a
continuación se describen cada uno de ellos:
� Temperatura; Toma de temperatura realizados en época seca por lo que los resultados
sugieren una temperatura inferior a la temperatura ambiente. La temperatura resulta
importante, ya que influye directamente en la solubilidad y disociación de las sales,
gases, por consiguiente en la conductividad eléctrica y pH del agua. Por otro lado la
temperatura de aguas superficiales es importante cuando respecta al desarrollo de
seres vivos, en éste caso a los peces los cuales pueden verse afectados a altas
temperaturas. Existe una estrecha relación entre la densidad del agua y su
temperatura, por lo que cualquier alteración de ésta modifica los movimientos de
mezcla de diferentes masas de agua.
� pH; la medición de éste parámetro es la concentración de iones hidrógeno presentes
en el cuerpo de agua, los rangos aceptables para éstos oscilan entre 6.5 y 8.5. Un
valor alto indica una baja concentración de iones hidronio, y por lo tanto un cuerpo de
agua alcalino.
� Oxígeno disuelto; La cantidad de oxígeno disuelto presente en el cuerpo de agua
representa el oxígeno presente en el agua, la oxidación de los compuestos orgánicos
para formar anhídrido carbónico y agua, implica un consumo del oxígeno que
contiene el agua, mismo que es renovado a partir del O2 presente en el aire.
� DQO; La medida de la DQO es una estimación de las materias oxidables presentes en
el agua, cualquiera que sea su origen, orgánico o mineral, como nitritos, hierro
ferroso, amoníaco, sulfuros y cloruros. La DQO no diferencia entre materia
115
biodegradable y el resto, y no suministra información sobre la velocidad de
degradación en condiciones naturales. La DQO no es confiable como indicador
cuando hay presencia de cloruros.
� DBO5; En la práctica, permite apreciar la carga del agua en materias putrescibles y su
poder autodepurador, y de ello se puede deducir la carga máxima aceptable. La DBO
expresa la cantidad de oxígeno gaseoso (O2), necesaria para biodegradar la materia
orgánica.
� Nitrógeno; Existe una gran variedad de compuestos del nitrógeno que son nutrientes
esenciales. Su presencia en exceso en los cuerpos de agua causa eutrofización. El
nitrógeno orgánico presente en el agua, se encuentra formando parte de compuestos,
como proteínas, polipéptidos y aminoácidos.
� Silicio; El silicio como elemento electropositivo es el más abundante en la corteza
terrestre. Es importante su control ya que aunque en pequeñas proporciones se
encuentra en la naturaleza su exceso causa efectos visibles en la salud.
� Fosfatos; Como nutriente de naturaleza inorgánica en el agua un exceso de éste
nutriente. causa eutrofización de los cuerpos de agua por lo que resulta importante su
medición y control.
� Sólidos suspendidos; En el caso de aguas superficiales, el origen de estos materiales
es consecuencia de las actividades humanas y la erosión acelerada de los suelos que
sigue a un proceso de deforestación, pastoreo excesivo, o mala práctica agrícola,
dando lugar a la obstrucción de los cursos de agua y/o la colmatación de embalses.
� Clorofila; la clorofila son familias de pigmentos que se encuentran en las
cianobacterias y en todos aquellos organismos que contienen cloroplastos en sus
células, por lo que su presencia en exceso es indicador de algas y microalgas.
116
CUADRO 20. Resultados del análisis fisicoquímico de muestras de agua del Lago de
Amatitlán. Valores para temperatura, sólidos disueltos totales (TDS), oxígeno disuelto,
pH, demanda química de oxígeno, demanda biológica de oxígeno, nitrógeno total (NT),
fosfato, silicato, sólidos suspendidos y clorofila, para los meses de mayo, junio y julio.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
El siguiente cuadro (21) muestra los valores promedio partiendo de las mediciones
registradas en el cuadro anterior (20) de los diferentes puntos de muestreo.
CUADRO 21. Valores promedio de la evaluación fisicoquímica del cuerpo de agua. Promedio de los parámetros fisicoquímicos evaluados durante los meses de mayo, junio y julio.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
117
El potencial de hidrógeno (pH) medio encontrado se mantuvo sobre el límite superior de
los límites máximos aceptables (LMA), establecidos en la norma COGUANOR NGO
29001 que es de 7.0 a 7.5.
La concentración de fosfatos en los puntos muestreados es superior al LMP establecido
por COGUANOR el cual establece un límite permisible de 0.1 mg/L. Se observa que en
Playa Bahía de Oro el valor encontrado es de 0.2 mg/L que corresponde al valor más bajo
entre los puntos muestreados.
La concentración de los sólidos totales disueltos es alto en los puntos monitoreados , los
valores máximos aceptables (LMA) para fines de agua potable según la norma
COGUANOR 29001 es de 500 mg/l, sí bien los puntos no sobrepasan este valor se
observa que su valor es de alta contaminación y disminución de su calidad para consumo
humano.
El río Villalobos es un cuerpo hídrico que recibe las descargas residuales de tipo
doméstico, industrial, agrícola, hospitalario entre otros de la parte sur de la ciudad capital
así como de los municipios de San Miguel Petapa, Villa Canales, Villa Nueva y Mixco.
La gráfica 5 muestra la cantidad de sólidos suspendidos en comparación con el resto de
puntos monitoreados.
GRÁFICA 5. Concentraciones de sólidos suspendidos. Comparación en mg/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados. FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
118
El oxígeno disuelto en el agua (OD), es un indicador de la contaminación del agua, sí este
valor es demasiado bajo la vida acuática de peces y otros organismos se ve limitada. El
límite recomendable para ecosistemas acuáticos es de 8mg O2/l. La gráfica 6 muestra
valores por debajo de este valor por el grado de contaminación del lago, excepto en oeste-
centro donde la contaminación no es tan marcada. Puede observarse el bajo valor de O2
disuelto en rio Villalobos.
GRÁFICA 6. Concentraciones de oxígeno disuelto (OD). Comparación en mg/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
La demanda química de oxígeno (DQO) presenta valores altos, el límite máximo
permisible por la OMS es de 10mg O2 /l, los siguientes valores en la grafica 7 indican
que la materia orgánica susceptible a oxidación en estos cuerpos de agua es elevada y
representa una amenaza al ecosistema acuático y condiciones de salud de las poblaciones
alrededor de la cuenca.
119
GRÁFICA 7. Demanda química de oxígeno (DQO). Comparación en mgO2/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados.
FUENTE: FODECYT 049-2009
La demanda biológica de oxígeno (DBO) es un parámetro que mide la cantidad de
oxigeno que requieren los microorganismos para efectuar la oxidación de la materia
orgánica presente en aguas superficiales, el límite definido por la OMS es 5mg O2 /l, los
datos de DBO5, pueden considerarse aceptable para un valor máximo de 30 mg O2/l, sin
embargo al observar la gráfica 8 los valores en los puntos de muestreo del río Villalobos
muestra valores superiores hasta por 6 veces al límite establecido.
120
GRÁFICA 8. Demanda biológica de oxígeno (DBO). Comparación en mgO2/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados.
FUENTE: FODECYT 049-2009
Los valores obtenidos indican un alto grado de contaminación y descomposición. Estos
nutrientes provocan un acelerado crecimiento de las microalgas de diferentes especies.
III.1.2 Identificación y diversidad de microalgas en los sitios de muestreo
La colecta de muestras de diferentes especies de microalgas realizada en el lago
Amatitlán fue identificada en el laboratorio, para la colecta de microalgas se utilizó el
medio Chu No. 10 en volumen de 500 ml. El cuadro 22 enumera las microalgas
encontradas.
121
CUADRO 22. Especies de microalgas identificadas por sitio de muestreo. Las especies
encontradas en cada punto de muestreo se muestran con una X, haciendo un total de 22
especies.
Sitio de muestreo
Especie* El Niño Villa-lobos
Bahía Playa de Oro 1
Micha-toya
Playa Públi-ca
Caba-llo Caba-llòn
Cen-tro Lago
Bahìa Playa de Oro 2
CIANOBACTERIAS
Anabena sp.
X X X X X X X X
Romeria sp. X X X X X X X
Arthrospira sp.
X X X X
Microcystis aeruginosa
X X X X X X X X X
Microcystis sp.2
X X X
Oscillatoria limosa
X X X X X X X X X
Planktothrix aghardii
X X X X X X X X X
Synechococcus sp.1 X X X X X X
Synechococcus sp. 2 X X X X X X
ALGAS VERDES
Chlamydomonas sp. X X
Chlorella vulgaris
X X X X X X X X X
Closterium aciculare
X X X X X
Dictyosphaerium pulchellum
X X X
Chlorella sp.
X X
Scenedesmus cf. acutus
X X X X X X X
Schroederia spiralis
X X
DIATOMEAS
Aulacoseira granulata X X X X X
Cyclotella sp. X X X X X X
Synedra ulna
X X X X X X X
Navicula sp.
X X X X X X X X X
Navicula sp. (var. Grande)
X
Total: 22especies 14 14 11 10 10 15 13 17 15
Fuente: FODECYT 049-2009.
122
El total registrado es de 22 especies, la X en la cuadro 22 indica la presencia de la
microalga en el punto muestreado. Las microalgas con mayor presencia, encontradas en
todos los puntos muestreados, son: Microcystis sp.1, Oscillatoria sp.1, Chlorella sp,
Navicula sp.
En la etapa de identificación y diversidad de las especies de microalgas en los sitios de
muestras, se observó que las especies que más respondieron al medio Chu #10 son:
• Del grupo de las Cianobacterias, Oscillatoria limosa (sp1), Oscillatoria (sp.2),
Anabaena sp.
• Del grupo de las Clorofíceas, Chlorella sp. y Scenedesmus dimorphus.
• Del grupo de las Diatomeas, Navícula sp.1
123
CUADRO 23. Análisis de agrupamiento de sitios de muestreo. El dendrograma muestra los agrupamientos formados mediante el análisis de similitud entre los sitios de muestreo en relación a la presencia y ausencia de especies.
Fuente: FODECYT 049-2009.
El dendrograma del cuadro 23 muestra la similitud de los sitios de muestreo en relación
a las especies de microalgas identificadas (cianobacterias, algas verdes y diatomeas)
presentes. Los casos (sitios de muestreo) que se interceptan más cerca al 0 muestran las
mayores similitudes. La similitud entre grupos disminuye mientras más se acerca al 25.
Dendrograma utilizando enlazado promedio entre grup os
Combinado de Agrupamientos con Distancia a Escala
C A S O 0 5 10 15 20 25
Num +---------+---------+-- -------+---------+---------+
Bahía Playa de oro 1 4 -+-------------------- -----------------+
Salida RíoMichatoya 8 -+ +---------+
Playa Pública 9 ---------------------- -----------------+ |
Villalobos 2 -------+-------------- -------+ |
Centro Lago 7 -------+ +---+ |
Caballón 3 -+-----------+ | | |
Bahía Playa de oro 2 5 -+ +-------- -------+ +---------------+
El Niño 1 -------------+ |
Caballo 6 ---------------------- -----------+
124
III.1.3 Crecimiento de cinco especies de microalgas en cinco medios de cultivo
Se realizaron cultivos de las especies de algas verdes Scenedesmus cf. Acutus,
Selenastrum capricornutum, Chlorella sp. (Diminuta), Monoraphidium griffithii, y la
diatomea Navicula sp., utilizando los siguientes medios de cultivo: Chu#10, Chu#10
Half-Strength, COMBO, Fraquil y WC. Los cultivos se mantuvieron en frascos de 500 ml
con aireación constante e iluminación a un fotoperíodo de 16 horas de luz continua. Se
determinó la densidad celular mediante conteos en hematocitómetro de Neubauer con
profundidad de 0.1 mm realizados aproximadamente cada 4 días hasta no observar mayor
aumento en la densidad celular, lo cual consistió en tres mediciones por especie para cada
medio de cultivo.
Los resultados de la evaluación del crecimiento de la densidad celular de las diferentes
especies que se muestran en el cuadro 24.
125
CUADRO 24. Evaluación del crecimiento de microalgas en diferentes medios de cultivo. Se muestran las densidades celulares alcanzadas para cada especie bajo cultivo en cada medio de cultivo, durante los días que éstos se monitorearon, mostrando con fondo rosado los medios de cultivo que propiciaron las mayores densidades celulares para cada especie de microalga.
Densidad Celular en células /ml en cultivos en frasco con aireación Especie Día
Medio de Cultivo
Selenastrum capricornutum
Chu # 10 Chu#10 H-S COMBO Fraquil WC
4 80,000 75,000 166,250 80,000 235,000 7 130,000 280,000 850,000 170,000 1,287,500 13 242,500 100,000 2,612,500 67,500 1,032,500
Navícula sp. Chu # 10 Chu#10 H-S COMBO Fraquil WC
3 112,500 10,000 5,000 5,000 5,500 6 82,500 17,500 6,500 11,250 22,500 13 127,500 7,500 19,500 26,250 36,250
Monoraphidium griffithii
Chu # 10 Chu#10 H-S COMBO Fraquil WC
4 770,000 182,500 980,000 355,000 907,500 7 1,912,500 912,500 3,385,000 370,000 2,630,000 11 2,457,500 852,500 4,927,500 357,500 3,950,000
Chlorella sp. (diminuta)
Chu # 10 Chu#10 H-S COMBO Fraquil WC
4 1,000,000 2,260,000 3,440,000 1,367,500 1,100,000 7 5,396,670 2,573,000 15,410,000 1,965,000 ------------------ 12 10,840,000 8,880,000 20,510,000 2,247,500 2,040,000
Scenedesmus cf. acutus
Chu # 10 Chu#10 H-S COMBO Fraquil WC
4 172,500 467,500 252,500 295,000 295,000 7 562,500 1,115,000 1,465,000 875,000 1,035,000 12 1,487,500 1,192,500 4,930,000 740,000 1,557,500
FUENTE: FODECYT 049-2009
Como se observa en el cuadro 24, el medio de cultivo COMBO produjo las mayores
densidades celulares a los 13 días de cultivo, para las cuatro especies de algas verdes. La
mayor densidad celular se logró en Chlorella sp. (diminuta) (20,510,000 cel/ml), lo cual
está relacionado con el reducido tamaño celular (menor a 5µm). Para la diatomea,
Navícula sp., el medio que produjo mayores densidades fue Chu # 10, un medio que
asemeja las condiciones minerales de un lago eutrófico, y no contiene vitaminas
agregadas. En base a estos resultados se eligió el medio de cultivo COMBO para
126
mantenimiento y producción de inoculo y biomasa de las especies de algas verdes. Para
Navícula sp., se eligió el medio Chu#10 para los mismos propósitos.
El crecimiento de la densidad celular de las microalgas aisladas por medio de cultivo se
ilustra en las Graficas (9, 10, 11, 12, y 13). Los períodos de tiempo de mayor
producción de cada especie es variable. Las microalgas aisladas crecen en un período que
oscilar entre 11 días y 13 días, hasta ahora no se ha encontrado una microalga bajo
creciendo bajo condiciones controladas que registre un crecimiento máximo en menos de
11 días. Es importante indicar que la microalga Monoraphidium griffithii , produce la
mayor cantidad de unidades celulares por mililitro en el menor tiempo de 11 días.
GRÁFICA 9. Evaluación de la densidad celular de la microalga Selenastrum capricornutum en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.
FUENTE: FODECYT 049-2009
127
GRÁFICA 10. Evaluación de la densidad celular de la microalga Navicula sp, en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.
FUENTE: FODECYT 049-2009
GRÁFICA 11. Evaluación de la densidad celular de la microalga Monoraphidium griffithii en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.
FUENTE: FODECYT 049-2009
128
GRÁFICA 12. Evaluación de la densidad celular de la microalga Chlorella sp en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.
FUENTE: FODECYT 049-2009
GRÁFICA 13. Evaluación de la densidad celular de la microalga Scenedesmus cf. acutus en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
129
III.1.4 Filtrado y Secado de microalgas
Para optimizar el proceso de secado se utilizo floculantes en la biomasa obtenida de las
especies de microalgas aisladas en recipientes abiertos de 9.00- 18.00 litros luego de que
estas tuvieron un crecimiento exponencial en un tiempo que oscila entre 11 y 14 días
máximos.
Se realizaron pruebas a diferentes concentraciones con diferentes sustancias floculantes,
preparándose las soluciones: FeSO4, Al2(SO4)3 a diferentes concentraciones. Iniciándose
con la floculación de un cultivo de Chlorella sp., del cual se midieron volúmenes iguales
en cuatro probetas de 250 ml. Los resultados con esta especie llevaron a la aplicación de
los mismos tratamientos para las especies Monoraphidium griffithii., Scenedesmus
dimorphus y Selenastrum capricornutum, todas cultivadas en el laboratorio en sistemas
abiertos.
El pH del volumen de cultivo fue ajustado entre 11.8 y 12 para favorecer la floculación,
utilizando NaOH para elevarlo y H2BO3 para disminuirlo, según fuera necesario. A cada
probeta se le agregó un volumen diferente de floculante, 0.5ml, 1 ml, 2.5 ml y 5ml, para
evaluar la concentración mínima necesaria de compuesto para realizar una separación
eficaz de la biomasa de la parte líquida. En las especies mencionadas se realizaron las
pruebas con FeSO4 o Al2(SO4)3 bajo las concentraciones mencionadas. A continuación se
resumen los resultados obtenidos en el cuadro 11.
130
CUADRO 25. Pruebas de floculación de la biomasa de microalgas. Se indica la concentración de floculante utilizado para precipitar la biomasa de las especies mencionadas, y el resultado de la biomasa sedimentada como un porcentaje.
Especie Floculante Volumen/100ml Concentración (gr/ml)
Resultado (% floculado)
Chlorella sp. FeSO4 0.5 ml 0.00025 75%
1 ml 0.0005 100%
2.5 ml 0.0012 100%
5 ml 0.0024 100%
Al2(SO4)3
0.5 ml 0.00025 25%
1 ml 0.0005 25%
2.5 ml 0.0012 25%
5 ml 0.0024 25%
Monoraphidium
Griffithii
FeSO4 0.5 ml 0.00025 100%
1 ml 0.0005 100%
2.5 ml 0.0012 100%
5 ml 0.0024 100%
Scenedesmus dimorphus
Al2(SO4)3
0.5 ml 0.00025 100%
1 ml 0.0005 100%
2.5 ml 0.0012 100%
5 ml 0.0024 100%
Selenastrum capricornutum
FeSO4 0.5 ml 0.00025 75%
1 ml 0.0005 100%
2.5 ml 0.0012 100%
5 ml 0.0024 100%
FUENTE: FODECYT 049-2009
131
La biomasa microalgal concentrada de las diferentes especies aisladas a partir de la
floculación, aun contienen un contenido acuoso considerable que es eliminado a través de
un proceso de filtrado efectuado en una bomba de vacio con una capacidad máxima de
100mL. Las diferentes especies de microalgas y la biomasa del lago luego fueron
filtradas y posteriormente llevadas al secador.
GRÁFICA 14. Metodologia de filtrado de microalgas. Se muestran los pasos realizados para obtener biomasa seca a partir de cultivos maduros de microalgas.
FUENTE: FODECYT 049-2009.
El secador utilizado suministra una potencia total de 750W empleando 3 bombillas de
250W. Para establecer el tiempo de secado de la microalga se procedió a calcular la
eficiencia del secador. Los valores que se tomaron como base para cálculo de la
eficiencia se muestran en el cuadro 26.
Decantación de biomasa + floculante + medio de cultivo en recipientes cónicos
Extracción de biomasa floculada del recipiente cónico
Sistema de Filtrado
Floculante + medio de Cultivo
Sistema de secado
Biomasa Húmeda
132
CUADRO 26. Parámetros del proceso de secado de microalgas. .
Volumen de la muestra 38.0mL Masa de la muestra 3.35g = 0.035Kg Temperatura ambiente 22ºC Temperatura crítica 100ºC Tiempo de secado 960 s
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
Para determinar la eficiencia del método de secado utilizado, en base a las tablas de las
propiedades termodinámicas de las sustancias puras en sus distintas fases (Çengel, 2007),
se obtuvieron los valores de entalpía correspondientes a los valores: hf1@22ºC = 94.5 kJ /
Kg, hf2@100ºC = 419.2 kJ / Kg, hfg@100ºC = 2256.4 kJ / Kg.
Se realizaron las operaciones para calcular la cantidad de calor extraída de la muestra tal
como se explica a continuación:
Q1 = m (hf2@100ºC - hf1@22ºC ) = (0.035Kg) (324.5 KJ / Kg) = 11.35 kJ.
Q2 = m (hfg@100ºC) = (0.035Kg) (2256.4KJ/Kg) = 78.97KJ
QT = Q1 + Q2 = 11.35KJ + 78.97KJ = 90.32KJ
El calor total que se utilizó para poder secar la muestra es de 90.32kJ.
El porcentaje de eficiencia del secador es un número menor a la unidad, este valor
obtenido es una referencia que nos permite evaluar el aprovechamiento de la energía
eléctrica en el secado de las microalgas.
Eficiencia = QT / (Wn x t) = (90.32 KJ * 1000) / (750 W * 960s) = 0.125
En conclusión se puede observar que la eficiencia en el secador utilizando energía
eléctrica es del 12.5 %.
Este secador solar puede utilizarse empleando los rayos del sol con incidencia normal
sobre la muestra de biomasa a secar. Las primeras pruebas se realizaron aprovechando la
energía solar, este procedimiento presentó el inconveniente que la exposición solar
directa contaminaba las muestras de biomasa de microalgas debido al tiempo de
133
exposición por largos períodos de tiempo. El cuadro 26 muestra los resultados obtenidos
al secar la biomasa con energía eléctrica o energía solar térmica, con una muestra de
biomasa en estado líquido de 38.00mL y 3.35 gramos de masa.
CUADRO 27. Proceso de filtrado de la biomasa húmeda. Comparación del secado de biomasa de microalgas en secador eléctrico y secador solar.
Experimento Tiempo de secado
Horario de trabajo Presentación final de la muestra
Secador utilizando Energía eléctrica
16 minutos No presenta inconveniente
Sin contaminación por agentes externos.
Secador Solar 4.00 horas
En horario de mayor exposición 10:00 horas a 14:00 horas
Presenta contaminación por agentes externos.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
La masa seca que se obtuvo al final del proceso de secado de la biomasa húmeda,
corresponde a un estimado de 0. 400 g, de lo cual se puede concluir que gran cantidad de
la muestra estaba en fase líquida.
El procedimiento de filtrado y secado se ilustra en la grafica 14.
III.1.5 Extracción de aceite.
La extracción de componentes liposolubles se realizó con el aparato de extracción
Soxhlet.
Se preparó la muestra de biomasa seca por trituración, colocándose luego en un sobre de
papel filtro, el cual se introdujo dentro del contenedor de muestras del extractor Soxhlet.
Se utilizó hexano como solvente para todas las muestras, en un tiempo de extracción que
varió desde 4 a 8 horas, dependiendo del color del solvente dentro del contenedor de la
muestra. Al finalizar, se recuperó el solvente por destilación, concentrando el extracto,
134
dejando solo la cantidad mínima de solvente para poder transferir el extracto a un
recipiente más pequeño.
Los resultados obtenidos después de analizar cada muestra, los parámetros medidos se
indican en el cuadro 28.
CUADRO 28. Parámetros y resultados del proceso de extracción de aceite. Se muestra el peso de biomasa seca obtenido de un volumen determinado de cultivo, el tiempo de extracción con hexano y características físico-químicas del extracto.
Especie Volumen de cultivo
bio-masa seca (g)
Tiempo de extracción (hexano)
Color Textura Ácidos grasos
principales
Chlorella sp. (diminuta) (primera muestra) 80 L 21 4 horas
Verde intenso
Grasoso viscoso.
- Palmítico - Oléico - Linolénico - Linoléico
Chlorella sp. (diminuta) (segunda muestra)
100L 23.15 5 horas
Verde intenso
Grasoso viscoso.
- Oleico - Palmítico - Linolénico - Linoleico
Monoraphidium griffithii
100 L 22.7 5 horas
Verde intenso
Grasoso viscoso.
- Oléico - Palmítico - Linolénico - Linoléico
Selenastrum capricornutum 180 L 33.76 5 horas
Verde muy oscuro
Aceitoso - Palmítico - Oléico - Linoléico
Microcystis aeruginosa (biomasa del Lago)
80L 31.02 4 horas Verde-café
Aceitoso viscoso
- Palmítico (75.26%)
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
Los extractos lipídicos de biomasa de microalgas contienen aceites y pigmentos
fotosintéticos (clorofila y carotenoides) que los caracterizan, aunque estos últimos no
fueron analizados.
La Gráfica 15 muestra el rendimiento de las diferentes especies utilizando la razón
biomasa seca filtrada contra biomasa cultivada en medio líquido. La microalga que
presenta mayor rendimiento bajo condiciones de cultivo controladas es Chlorella sp., sin
embargo puede observarse que la especie Monoraphidium griffithii presenta un
rendimiento similar. Es interesante observar que la mayor cantidad de biomasa seca
obtenida se encuentra en la biomasa del lago, sin embargo se debe considerar que la
concentración de esta en su mayoría corresponde a cianobacterias.
135
GRÁFICA 15. Biomasa de microalgas por litro de médio de cultivo COMBO. Se
muestra el rendimiento de los cultivos para cuatro especies en términos de mg de biomasa
seca por litro de cultivo.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
III.1 6 Perfil de ácidos grasos de microalgas aisladas
Los Resultados del análisis de perfil de ácidos grasos por cromatografía gaseosa y
detector de llama de ionización, reportados por el laboratorio del Instituto de
Investigaciones Químicas, Biológicas, Biomédicas y Biofísicas de Universidad Mariano
Gálvez se presentan el cuadro 29 Los resultados muestran los diferentes ácidos grasos
encontrados en tres especies aisladas y biomasa del lago. Las tres especies de microalgas
fueron seleccionadas por su crecimiento masivo y adaptación a las condiciones
artificiales del cultivo.
136
CUADRO 29. Análisis del perfil de ácidos grasos. Se muestran los porcentajes de ácidos grasos presentes en extractos lipídicos obtenidos de biomasa de cuatro especies de microalgas.
Serie de Prueba. HC-89-0056-2011
HC-89-0059-2011
HC-89-0058-2011
HC-89-0057-2011
Especie de microalga Chlorella sp. Selenastrum Monoraphidium Biomasa del Lago
Ácido Caproico (Hexanoico) 0 0 0 0.77 Metil éster del Ácido Cáprico 0 0.26 0 0 Ácido Láurico 0.22 1.42 0.87 0.15 Ácido Mirístico 0.37 5.57 0.68 0.63 Ácido Pentadecanoico 0.07 0.72 0 0 Ácido Palmítico 23.18 46.04 19.44 75.26 Ácido Palmitoleico 4.73 3.31 3.7 3.38 Ácido Margárico 0.14 0.49 0 0.19 Ácido Esteárico 0.99 3.52 1.06 1.81 Ácido Oleico 36.42 22.31 47.14 4.1 Ácido Linoleico 11.3 9.22 9.2 4.6 Metil éster y-Linolénico 0.15 0.78 0 6.38 Ácido Araguídico 0.15 0 0 0.14 Ácido Linolenico 21.32 4.47 17.91 2.45 Acido cis-11-Eicosenoico 0.42 0 0 0
Metil éster del Ácido cis-11,14-Eicosadienoico 0 0 0 0.16 Ácido Behénico 0.2 0 0 0 Ácido Lignocérico 0.35 1.39 0 0
Metil éster del Ácido Nervónico 0 0.51 0 0
Fuente: Análisis realizado en el Laboratorio de Química Analítica del Instituto de investigaciones Químicas, Biológicas, Biomédicas y Biofísicas de Universidad Mariano Gálvez
El perfil de ácidos grasos es diverso; se realizó una selección de los ácidos grasos en
mayor proporción, estos se encuentran sombreados en el cuadro 29 y mostrado en la
grafica 16, en las diferentes muestra analizadas.
Del análisis de esta grafica se observa que el ácido graso abundante es el ácido palmítico
(CH3(CH2)14COOH), formado por dieciséis carbonos y es un ácido graso saturado. Se
utiliza en la manufactura de productos alimenticios y farmacéuticos, para la elaboración
137
de aceites lubricantes, materiales impermeables y en la fabricación de jabón. Este
presente en los aceites vegetales como el aceite de coco y el aceite de palma.
El ácido oleico (cis C18:1) CH3 (CH2)7CH=CH (CH 2)7COOH, es otro ácido graso
abundante y es un ácido graso mono insaturado. Es un ácido estable que se descompone
lentamente. No es soluble en agua pero soluble en benceno, alcohol, éter u otros
disolventes orgánicos. Se utiliza principalmente en la fabricación de jabones, cosméticos,
industria textil y para limpieza de metales.
El ácido linoleico CH3(CH2)4CH=CHCH2CH=CH(CH2)7COOH, se encuentra
presente en menor proporción y es importante debido a que se encuentra presente en
aceites de semillas vegetales, tales como la linaza, soja, girasol y algodón. Se utiliza
ampliamente en la industria alimenticia en la producción de grasas hidrogenadas.
El ácido linolénico CH3-CH2-CH=CH-CH 2-CH=CH-CH 2-CH=CH-(CH 2)7-COOH es
poliinsaturado. Es utilizado ampliamente en la industria alimentaria y farmacéutica.
Es un ácido graso esencial poli insaturado presentando una proporción mayor en las
microalgas Chlorella vulgaris y Monoraphidium griffithii
Los lípidos de las microalgas son principalmente ésteres de glicerol formados por ácidos
grasos con cadenas constituidas de 14-20 átomos de carbono. Estos ácidos grasos pueden
ser saturados o insaturados, y es justamente la presencia de ácidos grasos poli insaturados
como: ácido palmítico, ácido linoléico, ácido linolénico que permiten una investigación
profunda e interesante del cultivo de estos microorganismos. Los resultados indican que
las tres microalgas seleccionadas son consideradas oleaginosas por el alto porcentaje de
ácidos grasos identificados.
La biomasa del lago es el conjunto de microalgas que co-habitan en el mismo medio de
cultivo y que fueron extraídas del lago y cultivadas posteriormente en el laboratorio, la
presencia de acido graso palmítico es abundante comparada con las otras tres especies
aisladas. Este resultado es considerado en esta investigación un elemento básico y la
biomasa fue utilizada para la extracción de aceite por método químico.
138
La composición de los ácidos grasos en las muestras indican la presencia de ácidos grasos
saturados en un 78.94% en la biomasa del lago. Los ácidos grasos saturados, mono
insaturados y poli insaturados están presentes en distintas proporciones, como se muestra
en la grafica 16.
Los ácidos grasos están presentes en vegetales como maíz, soja, girasol, estos son
utilizados en la producción de biocombustibles de primera generación, las microalgas
aisladas presentan un alto porcentaje de estos ácidos grasos.
GRÁFICA 16. Composición porcentual de ácidos grasos. Se comparan los principales ácidos grasos encontrados en los extractos analizados.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009
139
GRÁFICA 17. Composición por categorías de ácidos grasos. Se comparan de manera integrada ácidos grasos saturados, mono-insaturados y poli-insaturados para los extractos analizados. FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
III.1.7 Estimación de aceite obtenido por muestra de microalgas y biomasa del lago
Las microalgas oleaginosas pueden almacenar en sus estructuras una fracción de lípidos
en promedio correspondiente al 25.1%, este valor es asociado generalmente a las algas
verdes y diatomeas. Las cianobacterias por su parte presentan bajos contenidos lipídicos
en promedio se considera que almacenan 9.8%. A partir de esta información se obtuvo
un estimado del porcentaje de aceite obtenido en las pruebas realizadas con extracción
Soxhlet. Para la obtención de estos resultados se utilizaron los datos obtenidos de mili
gramos de biomasa seca por litro de cultivo representados en la grafica 15.
La grafica 18 registra los resultados obtenidos del aceite extraído a las microalgas
aisladas y a la biomasa del lago. Los resultados indican que el mayor porcentaje de aceite
se obtiene de la especie Chlorella sp. La biomasa del lago presenta el menor porcentaje
de aceite debido a la presencia de cianobacterias en su composición.
140
GRÁFICA 18. Porcentaje de aceite obtenido en la extracción por Soxhlet.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
La tecnología microalgal presenta limitaciones diversas, siendo las más destacadas la
dificultad para mantener monocultivos con altos rendimientos de biomasa, la selección de
cepas de microalgas oleaginosas, la escasez de información relativa al escalamiento de
sistemas de producción y el consumo elevado de energía por procesos de aireación,
transferencia de gases, mezclado, recolección y deshidratación de la biomasa.
En el laboratorio se estableció que la microalgas aisladas presentan un perfil de ácidos
grasos con similar concentración al encontrado en semillas vegetales oleaginosas como la
Palma africana y la Jatropha curcas o Piñón, por lo que se deben considerar oleaginosas.
Sin embargo la producción de aceite de microalgas obtenido en el laboratorio no es
suficiente para realizar pruebas de reacción de transesterificación y convertir a biodiesel
la muestra. En el caso de la Monoraphidium griffithii el contenido de aceite es de
52.5mg/L esta cantidad no permite realizar la conversión de bio-aceite a biodiesel.
141
III.1.8 Evaluación de pre-factibilidad técnico-económica de las potencialidades energéticas de las microalgas que contaminan el Lago Amatitlán, para la obtención de biodiesel
El uso de los diferentes equipos, materiales e insumos que son útiles para llevar a cabo
esta investigación tienen un valor monetario que se refleja en el mercado guatemalteco, a
continuación se presenta un modelo de consumo final de energía que permite identificar
los diferentes procesos de esta investigación y el costo generado en su utilización
expresado en moneda nacional.
III.1.8.1 Consumo de energía final para la preparación del medio de cultivo.
Uno de los procesos importantes en esta investigación es el medio de cultivo para el
enriquecimiento de las microalgas, el anexo IV.4.3 presenta un listado con el precio de
los reactivos que se utilizan para la preparación del medio COMBO y el costo asociado al
gasto de energía eléctrica necesaria para obtener un litro de medio de cultivo, el cuadro
30 registra los precios obtenidos en este análisis.
CUADRO 30. Precio de un litro de medio de cultivo para el enriquecimiento de microalgas. Se consideran los costos de los reactivos para la preparación del medio de cultivo con agua desmineralizada comercial.
No Descripción del precio para preparar un litro de medio de
cultivo
Precio.
(quetzales)
Consumo
kWh 1 Insumos necesarios para preparar un 1 litro de medio de
cultivo
0.97 0.776
2 Consumo de energía eléctrica medido en kWh 0.65 0.520 3 Valor
Total
Q. 1.62 1.296
Para el cálculo del precio de 1kWh en quetzales se consideró el precio de oportunidad
diario que el Administrador del Mercado Mayorista presenta en su página electrónica
(AMM, 2010). El precio diario para un MWh oscila dependiendo de la hora. Sin
142
embargo, para este análisis se considera un valor medio de $ 160 /MWh para el segundo
trimestre del año 2010. Tomando como referencia este valor se procede a realizar la
conversión de $/MWh a Q /kWh, el tipo de cambio vigente según el Banco Guatemala
para final del segundo trimestre, según la página http://www.banguat.gob.gt/cambio/,
consultada, un dólar americano a quetzales se establece en 1$ = Q 7.81342. El anexo
IV.4.3 describe la conversión.
Para la esterilización del medio de cultivo se utiliza una autoclave de 1050 W que opera
durante 45 minutos para el acondicionamiento libre de contaminación de 1. 5 litros de
medio de cultivo. Se establece entonces que el consumo de energía para esterilizar un
litro de medio es 0.520 kWh multiplicado por Q 1.25 se obtiene Q 0.65 en consumo
energético.
III.1.8.2 Consumo de energía final en un sistema de cultivo.
Los sistemas de cultivo llevan implícito una serie de procesos los cuales representan un
gasto de energía, para convertir este gasto de energía final en moneda nacional se
consideran únicamente los insumos y materiales funcionando durante 14 días, para
evaluar el consumo eléctrico necesario para la obtención de la biomasa de microalgas.
El cuadro 31 representa el costo independiente del tipo de microalgas, para que
posteriormente esta pueda secarse en su totalidad.
143
CUADRO 31. Consumo y costo de energía final en un sistema de cultivo de microalgas aisladas con capacidad de 126 litros.
Cantidad Descripción
Potencia total
(W)
Días de
operación
Horas
/día
Consumo
kWh
Costo
1kWh =Q 1.25
10 Juegos de lámparas
y materiales de conexión
800 14 14 156.8 196.0
8 Bombas y
suministros de aireación
3.5 14 14 0.686 0.856
1 Aislamiento e identificación
900 10 5 45.00 57.25
202.486 Q 253.11
El sistema de cultivo está integrado por tres grupos fundamentalmente: la iluminación
que representa el mayor gasto y que es necesario debido a que las microalgas son de
naturaleza fotosintética, la aireación que tiene la función de enviar de forma indirecta
CO2 al cultivo y mezclar los nutrientes en todo el sistema y el aislamiento e
identificación que se realiza previo a la instalación del sistema de cultivo y durante el
crecimiento de las microalgas, en esta parte deben incluirse además el consumo de
energía de un microscopio e insumos básicos que en total suman la cantidad de energía
de 45.00 kWh como se indica anteriormente.. Este sistema de cultivo está formado por
tres tipos de recipientes: 15 botellas de vidrio de 0.4 litros de medio de cultivo que suman
en total 6 litros, 6 peceras redondas con una capacidad de 10 litros cada y suman 60
litros, 2 peceras cuadradas con una capacidad de 30 litros cada una y suman 60 litros, de
tal forma que en total se tiene un sistema de 126 litros de cultivo.
144
III.1.8.3 Consumo de energía final para el proceso de filtrado y secado
La filtración y el secado de la biomasa de microalgas tienen asociado un consumo de
energía en el cuadro 32 siguiente se establecen los costos directos asociados al consumo
de energía final en estos procesos.
CUADRO 32. Consumo y costo de energía final en los procesos de secado y filtrado de la biomasa de microalgas aisladas.
cantidad Descripción
Potencia Total
(W)
Días de operación
Horas
/día
Consumo
kWh
Costo
1kWh = Q1.25
1 Secador eléctrico 1500 5 3.2 24 30.00 1 Sistema de
filtrado 400 7 4 11.2 14.00
1 Accesorios eléctricos
secundarios
150 7 4 4.2 5.25
Insumos necesarios para el filtrado de las microalgas. Cantidad Descripción Precio
unitario Precio total
Equivalencia a kWh
1 kWh = Q1.25 10 Filtros de fibra de vidrio
(47mm) 2.00 20.00 16.00
1 1/10 de Libra de sustancias floculantes
5.00 5.00 4.00
El costo total en el cual se incurre en los procesos de secado y filtrado de la biomasa suman en total Q 74.25 (valor que se obtiene al sumar la columna correspondiente a precio total), equivalente a un consuno de energía de 59.4 kWh, el precio estimado anteriormente corresponde a la obtención de 20 gramos de biomasa seca y que es necesaria para la evaluación de perfil de ácidos grasos. Es importante mencionar que la potencia nominal del secador eléctrico es de 750 W, sin embargo para evitar la contaminación de las muestras se utiliza un sistema compuesto por 1500 W.
145
III.1.8.4 Consumo de energía final para el proceso de extracción de aceite.
La extracción soxhlet se realiza utilizando solvente hexano, este proceso es continuidad del anterior y según se establece en el cuadro No. 28, “PARAMETROS Y RESULTADOS DEL PROCESO Y EXTRACCION DE ACEITE” el tiempo empleado es de 5 horas máximo. Para el cálculo del consumo energético se identificaron todos aquellos equipos, materiales e insumos necesarios y se detallan en el cuadro 33.
CUADRO 33. Consumo y costo de energía final en el proceso de extracción de aceite.
Cantidad Descripción Potencia Días de
Operación horas /día
Consumo
kWh
Costo
1kWh = Q1.25
1 Plancha térmica
1600 1 5 8 10.00
200 ml
Solvente hexano. costo unitario de Q 10 por 100 ml.
---- 1 --- 16 20.00
1 Recuperación de hexano con
plancha 1600 1 3 4.8 6.00
200 Agua pura --- 1 5 2.00 2.50
Valor Total Q 38.50
El valor total establecido en el cuadro 33 corresponde a la extracción de ácidos grasos
de una muestra de 20 gramos de biomasa seca. En este trabajo de investigación se
determinó que las microalgas verdes tienen un rendimiento de aceite del 25.1 % sobre
biomasa seca, en este modelo puede entonces estimarse que el aceite obtenido es de 5
gramos y la obtención del mismo tiene un valor de Q38.50 y equivalen a 30.8 kWh de
consumo energético.
La gráfica No 19 muestra el consumo de energía por proceso, expresada en kWh, para
dar continuidad al modelo de consumo de energía final planteado, el consumo energético
corresponde a un sistema de cultivo de 126 litros.
146
GRÁFICO 19. Consumo de energía por proceso, en sistema de cultivo abierto de 126 L.
El mayor consumo de energía se obtiene en el sistema de cultivo abierto y en el orden en
la preparación del medio de cultivo, es oportuno indicar que es necesario optimizar estos
procesos para obtener mayores cantidades de biomasa para mejorar la extracción de
aceite.
El costo total para la obtención de 5 gramos de aceite de microalga, se muestran en el
cuadro 34
CUADRO 34. Costo y consumo total de energía.
No. Procesos Energía
consumida.
Costo
(Q)
1 Preparación del medio de cultivo 163.296 204.12
2 sistema de cultivo 202.486 253.11
3 filtrado y secado de la muestra 59.4 74.25
4 Extracción de aceite. 30.8 38.50
Total: 569.98
Fuente: Proyecto FODECYT 049-2009
147
Es importante indicar que a través de esta metodología no es factible la producción de
aceite, ya que el precio es considerado elevado y no puede competir en un mercado de
combustibles. Sin embargo la parte valiosa de esta investigación se encuentra en la
identificación y elaboración de las distintas actividades que permiten el desarrollo de los
procesos involucrados en la extracción de aceite de microalgas oleaginosas. Es necesario
entonces sustituir o emplear tecnología eficiente que permita reducir los costos en la
extracción de aceite de microalgas.
III.2 DISCUSIÓN DE RESULTADOS.
1. Los resultados obtenidos de los análisis físico químico realizados en el Lago (Graficos
6, 7, 8,9, 10, 11, 12 y 13) en los distintos puntos de muestreo, muestran los bajos niveles
disueltos de oxigeno (OD) en el agua y la excesiva demanda química y biológica de
oxígeno (DQO y DBO), respecto a los límites permisibles según la norma COGUANOR,
fundamentalmente en el área de la desembocadura del Rio Villalobos; estos valores son
un indicador de los altos niveles de contaminación de este cuerpo de agua. El aumento
de las concentraciones de minerales disueltos en el agua, fundamentalmente fosfatos y
nitratos, propicia el aumento de las densidades de fitoplancton, plantas macrofitas
superficiales y sumergidas, generando un exceso de materia orgánica. La capa vegetal
excesiva mencionada limita la entrada de luz hacia profundidades mayores restringiendo
la capa de organismos fotosintéticos a pocos metros de profundidad desde la superficie,
mientras la materia orgánica, en el proceso de descomposición, consume el oxigeno
disponible requerido por los demás organismos del ecosistema. Este proceso reduce la
diversidad biológica, propiciando la proliferación de aquellas especies que están
adaptadas a condiciones extremas o habitas altamente perturbados. Demostrándose así la
actual y critica condición eutrófica del Lago Amatitlán.
2. El análisis de agrupamiento jerárquico (Cuadro 23) muestra la formación marcada de
dos grupos principales, el primero de los cuales presenta alta similitud entre dos sitios de
muestreo: Bahía Playa de Oro 1 y Salida del Río Michatoya. Esto indica similitud en la
diversidad de microalgas de los dos sitios. Aunque estos están separados entre sí por una
gran distancia, las condiciones del agua entre ambos puede determinar la presencia de las
148
especies que los hacen similares. El lago funciona como un filtro o trampa de nutrientes
que, desde su afluente (Río Villalobos) hasta su efluente (Río Michatoya), a través de la
biota microalgal, integra a una matriz biológica los componentes nutritivos (y tóxicos)
que entran en exceso al lago. Así, la calidad del agua que sale del lago posee un mayor
grado de pureza que la que entra. De manera similar, los sitios aislados del lago, donde
no hay una entrada directa y masiva del afluente, y además existen afloramientos de
vegetación superficial, como en Bahía Playa de Oro, presentan menores concentraciones
de sólidos disueltos, y propician el desarrollo de una mayor diversidad de microalgas más
susceptibles a la contaminación, como por ejemplo las diatomeas, y no solamente las
especies invasoras como Microcystis aeruginosa. Estos aspectos parecen justificar la
similitud entre estos dos sitios que, aunque distantes entres sí, propician la proliferación
de una biota microalgal similar.
A partir del nivel 18 de la escala se forma otro grupo de sitios con laxa cohesión. Dentro
de este se distinguen parejas de sitios con alta similitud, especialmente Caballón y Bahía
Playa de Oro 2 que, por su cercanía geográfica poseen concentraciones de nutrientes
altamente similares. El Niño se encuentra en la misma orilla que los dos sitios anteriores.
Los sitios Villalobos y Centro Lago son adyacentes entre sí, lo cual explica su alta
similitud.
Sin embargo, las poblaciones de microalgas en el lago cambian estacionalmente, según
variaciones climáticas y del movimiento de los nutrientes, así que los resultados de este
análisis presentan un momento estático dentro del movimiento perpetuo entre los
componentes abióticos y bióticos de este ecosistema. El conocimiento de las variaciones
espacio-temporales de la biota algal (comunidades de microalgas) ayudaría a tomar
decisiones acerca de los sitios y momentos adecuados para la cosecha de biomasa natural
más apropiada para la producción de biodiesel o biogás. Un panorama más claro de la
diversidad microalgal y su distribución en el lago puede revelarse a partir de monitoreos
periódicos de la biota algal y de las condiciones fisicoquímicas del agua en sitios de
muestreo estratégicos.
149
3. El aumento de la densidad celular en el tiempo se utilizó como un indicador directo de
la eficacia del medio de cultivo para promover el crecimiento y la producción de biomasa
de especies específicas de algunas algas verdes y diatomeas (Cuadro 24). En el caso de
Navicula sp. el medio de cultivo Chu # 10 propició la mayor densidad celular, aunque el
conteo fue inexacto debido a la tendencia de las células de esta especie a agrumarse
mediante una sustancia mucilaginosa (Lee, 2008). Sin embargo, fue observable el
aumento de la biomasa a nivel micro y macroscópico, formándose grumos como un
resultado del reducido flujo del cultivo dentro del recipiente. Esta no es una cualidad
apreciada en los cultivos de microalgas de microalgas, ya que reduce la incidencia
homogénea de luz en todas las células en crecimiento, limita la disponibilidad de
nutrientes y aumenta la anaerobiosis localizada en células estancadas, alentando la
división celular algal y promoviendo el desarrollo de bacterias (Andersen, 2005). Las
microalgas que muestran esta particularidad deben ser cultivadas en sistemas de flujo
constante. Las especies de reducido tamaño celular se mantienen en dispersión en el
medio líquido, siendo más eficientemente cultivadas en recipiente cerrado sin incurrir en
un estancamiento celular.
El medio de cultivo COMBO produjo las mayores densidades celulares con las cuatro
especies de algas verdes evaluadas (cuadro 24), razón por la cual se utilizó para la
producción de biomasa de dichas especies.
El parámetro de densidad celular es útil para estimar la tasa de crecimiento de una
especie, evaluando de esta manera la eficiencia de las condiciones particulares de cultivo.
Es necesario hacer una aclaración en relación a la densidad celular y el rendimiento de
biomasa seca en términos del volumen. Si bien una especie de volumen celular reducido
puede alcanzar una densidad celular varias veces mayor a una especie de gran volumen
celular, esto no significa que el rendimiento de la primera sea mayor. Un rendimiento de
biomasa (gramos de biomasa seca por litro de cultivo) determinado será alcanzado por la
especie pequeña a una densidad celular proporcionalmente mayor a la especie grande. De
esta manera, las densidades celulares en cultivos de microalgas pueden usarse para
obtener un estimado del rendimiento de biomasa seca (g/L) de una especie, y pueden
realizarse comparaciones únicamente entre cultivos de la misma especie. Es más
150
adecuado hablar en términos de rendimiento de biomasa seca cuando se comparan
especies. Se considera como referencia el valor de 700 mg/L de biomasa seca como un
rendimiento alto para cultivos abiertos, mientras que en cultivos en fotobiorrreactor
3000 mg/L es un valor alto. Sin embargo, pueden alcanzar valores de “muy alta
densidad” (3000 a 15 000 mg/L) y “ultra alta densidad” (15 000 a 80 000 mg/L)
solamente en fotobiorreactores finamente optimizados. En este trabajo de investigación la
producción de biomasa seca se realizó a partir de cultivos abiertos obteniéndose los
resultados que se indican en la gráfica 14, los valores registrados se encuentran dentro del
intervalo 190 mg/litro hasta 370 mg/litro estos se encuentran por debajo del valor de
referencia, sin embargo es importante señalar que el trabajo se realizó bajo condiciones
mínimas de aireación, no se utilizó la inyección directa CO2 por los altos costos que este
involucra y además un control permanente de la disminución de los nutrientes en el
medio COMBO.
4. Para elegir un aceite apropiado para la síntesis de biodiesel es necesario basarse en el
perfil óptimo de ácidos grasos. Según Pinzi et al (2009) el perfil de ácidos grasos idóneo
de origen vegetal para una ideal transesterificación y óptimo rendimiento en motores
diesel presenta un porcentaje elevado de ácidos mono-insaturados, un mínimo de ácidos
poli-insaturados y una cantidad controlada de ácidos saturados. Los ácidos grasos mono-
insaturados mantienen su fluidez a bajas temperaturas, a diferencia de los saturados, que
se solidifican, dificultando el flujo del combustible. Además, estos son más estables a la
oxidación, por lo que pueden almacenarse por tiempos más prolongados, en contraste con
los poli-insaturados que, aunque mantienen su estado líquido a bajas temperaturas, son
fácilmente oxidables. Considerando estos parámetros, podemos evaluar la calidad del
aceite obtenido de las cuatro especies de microalgas analizadas, en relación a sus perfiles
de ácidos grasos. En la grafica 17 se observa que el aceite de Monoraphidium griffithii
posee una composición de 50.84% de ácidos grasos mono-insaturados, 22.05% de
saturados y 27.11% de poli-insaturados, mostrando un mejor perfil en comparación con
las demás especies. El perfil de ácidos grasos de Chlorella sp. presenta una calidad
menor al de Monoraphidium griffithii debido a la reducción del contenido de ácidos
mono-insaturados y el aumento en los ácidos grasos saturados. El aceite extraído de la
151
biomasa del lago, compuesta principalmente por Microcystis aeruginosa, contiene cerca
del 80% de ácidos grasos saturados y 7.48% de ácidos grasos poli-insaturados, lo cual
reduce sustancialmente su potencial para su uso en la producción de biodiesel.
5. Es posible generalizar que las microalgas oleaginosas de grupos diversos presentan,
bajo condiciones normales de cultivo, una fracción lipídica promedio del 25.1%,
magnitud que es superior hasta 45% en situaciones de estrés. Esto, de acuerdo con en el
artículo Microalgal triacylglycerols as feedstock for biofuel production (Hu et al, 2008),
para el caso de una diversidad de algas verdes y diatomeas. La ubicuidad de las algas
verdes (clorofitas) en hábitats diversos, además de la facilidad para su aislamiento y
desarrollo en condiciones de laboratorio, ha favorecido la identificación de numerosas
especies oleaginosas. En el caso de las cianobacterias, como es el caso de Microcystis
aeruginosa, esta se encuentra presente en todos los puntos muestreados del lago según se
indica en el cuadro 22, por otro lado esta presenta un porcentaje alto por arriba de 75%
de acido graso palmítico, sin embargo en la actualidad se estima que la fracción lipídica
se encuentra en un porcentaje de 9.8% razón por la cual la cantidad de aceite extraído de
esta biomasa es baja aunque está presente la mayor cantidad de biomasa seca obtenida a
partir de un litro de cultivo (Grafica 18). Sin embargo esta situación puede cambiar
debido a la alta producción de lípidos y la adaptación o manipulación genética que
ofrece en contraste con las otras especies oleaginosas, de tal forma que su aplicación en la
producción de biodiesel no se encuentra descartada según Rittmann en su libro
Opportunities for Renewable Bioenergy using Microorganisms, (2008).
6. La tecnología microalgal presenta limitaciones diversas, siendo las más destacadas la
dificultad para mantener monocultivos con altos rendimientos de biomasa, la selección de
cepas de microalgas oleaginosas, la escasez de información relativa al escalamiento de
sistemas de producción y el consumo elevado de energía por procesos de aireación,
transferencia de gases, mezclado, recolección y deshidratación de la biomasa. La gráfica
19 presenta un diagrama donde se presenta el proceso de la investigación que es
considerado un aporte valioso en esta investigación porque se establecen las actividades
específicas en los procesos de preparación de medios de cultivo, el medio de cultivo
óptimo, el secado y filtrado de la biomasa de microalgas y la extracción de aceite.
152
El análisis de pre- factibilidad donde se determina el consumo energético en estos
procesos reflejan que el contenido de aceite extraído 5 gramos presentan un valor elevado
correspondiente a Q 569.98, situación que no hace viable su competencia en el mercado
nacional de combustibles. Sin embargo se deben sustituir o reemplazar la tecnología, no
así la metodología, para lograr un aprovechamiento máximo de la biomasa de microalgas
y disminuir los costos de consumo energético.
GRÁFICO 20. Procesos de la investigación. Diagrama de flujo que muestra los procesos
que conlleva la obtención de biodiesel a partir de microalgas del Lago de Amatitlán.
Fuente: Proyecto FODECYT 049-2009.
Para llevar a cabo cada uno de los procesos se debe considerar que el consumo de
energía, los costos de los reactivos y soluciones utilizadas en la preparación del medio, el
equipamiento y la limitada tecnología para producir suficiente biomasa algal, son un
obstáculo para escalar la producción de biodiesel a partir de microalgas a nivel industrial.
Sin embargo se debe señalar que los procesos, indicados en la gráfica 19 se encuentran
establecidos y es necesario entonces optimizar cada uno de estos procesos para
aprovechar el potencial energético de la microalgas a nivel industrial.
153
En el laboratorio se estableció que la microalgas aisladas posee un perfil de ácidos grasos
con similar concentración al encontrado en semillas vegetales oleaginosas como la Palma
africana y la Jatropha curcas o piñón, por lo que se deben considerar oleaginosas. Sin
embargo la producción de aceite de microalgas obtenido en el laboratorio no es
suficiente para realizar pruebas de reacción de transesterificación y convertir a biodiesel
la muestra. En el caso de la Monoraphidium griffithii , establecida como la microalga
con el mejor perfil al compararla con otras especies, el contenido de aceite es de
52.5mg/L esta cantidad no permite realizar la conversión de bio-aceite a biodiesel y
obtener una muestra significativa para evaluar la calidad del biodiesel.
7. La producción de biodiesel de microalgas oleaginosas depende de su competitividad
con los combustibles fósiles, de manera tal que los costos de producción resultan
decisivos. En esta investigación el análisis de consumo de energía final realizada en los
procesos de preparación de medio de cultivo, sistema de cultivo, filtrado-secado de la
biomasa y extracción de aceite indican que no es viable la conversión de aceite a
biodiesel por el elevado consumo de energía equivalente a 455.98 kWh con un valor en el
mercado nacional de Q 569.98 para obtener una muestra de 5 gramos de aceite de
microalgas. Debido a la limitada cantidad de bio-aceite obtenido (5.0 gramos de bio-
aceite), no fue posible realizar la conversión de bio-aceite a biodiesel mediante la
transesterificación debido a que para llevar a cabo este proceso es necesario emplear 1
litro de aceite de microalgas que representan 900 gramos y esto eleva el nivel de
consumo de energía de 455.98 kWh a 82,076.4 kWh esto significa un aumento de 180
veces el consumo de energía, situación no viable sí se compara con el precio de 1 litro de
biodiesel que en el mercado nacional tiene un valor estimado de Q8.72.
El análisis demuestra que los procesos que generan mayor consumos energético son la
preparación del medio de cultivo y el sistema de cultivo, estos representan el 64% del
gasto por gramo de aceite obtenido, esto se justifica si se considera que se utilizan
reactivos de alta pureza para la preparación del medio y el tiempo de cosecha equivalente
a un período de 11 a 14 días eleva el consumo de energía eléctrica. Para disminuir los
costos en estos dos procesos se deben implementar estanques cerrados, denominados
fotobioreactores utilizando cepas de alta productividad, esto significa obtener
154
rendimientos de aceite de biomasa microalgal con un contenido lipídico del 55% (Chisti,
2008). En esta investigación se establece que el contenido lipídico para la microalga
Monoraphidium griffithii es de 23% y para la microalga Chlorella sp. el contenido
lipidico es 25%. Ambos valores se encuentran por debajo del contenido lipidico máximo
recomendado anteriormente. En este punto es importante indicar que las cepas de
microalgas crecieron en cultivos abiertos donde se presenta menor producción si se
compara con sistemas cerrados con circulación continua y la inyección al sistema de CO2
así como un mejor control de los nutrientes. Por lo tanto se deben buscar alternativas para
optimizar estos procesos que permitan disminuir los costos de energía.
El dióxido de carbono es un gas de invernadero que se produce como resultado de la
combustión y la degradación de la materia orgánica. Es la fuente de carbono para la
síntesis de carbohidratos en las células vegetales, en cuyos enlaces se almacena la energía
solar. Es importante, por lo tanto, agenciarse de una fuente económica de este gas, pues la
productividad de un cultivo de microalgas es limitada por la disponibilidad de este. Sus
fuentes principales son depósitos minerales, combustión de combustibles fósiles por
ejemplo las plantas térmicas generadoras de electricidad que queman carbón e industrias
que poseen calderas de combustión pueden ser útiles para la captura del CO2 del aire o
emplear la digestión anaeróbica bacteriana y la fermentación por levaduras. Las fuentes
más apropiadas son las que utilizan la combustión y la digestión (Feinberg et al, 1990).
El filtrado y secado de la muestra y la extracción de aceite representan un 36% del
consumo de energía por gramo de aceite obtenido, este resultado no debe indicar que los
costos son bajos sí los comparamos con los procesos preparación del medio de cultivo y
el sistema de cultivo que presentan un gasto de energía del 64% como se mencionó
anteriormente. La explicación a este consumo radica en que la biomasa de microalgas en
medio líquido es menor o igual a 24 gramos por 80 litros de cultivo, esta cantidad
extraída del sistema de cultivo explica la razón del bajo consumo energético y establecer
que existe una relación directamente proporcional entre biomasa de microalgas y
consumo energético, es decir a menor cantidad de biomasa entonces menor consumo
energético.
Como se ha demostrado con el análisis de costos la producción de aceite a partir de
biomasa de microalgas cultivadas en condiciones de laboratorio, no es económicamente
155
rentable, de tal forma que para disminuir los costos y llevar a escala industrial la
generación de biodiesel a partir de esta materia prima deben considerarse los siguientes
aspectos:
• Selección de cepas de microalgas con alto porcentaje de aceites y alta tasa de crecimiento
• Utilización de medios de cultivo completos pero económicos
• Aprovechamiento de áreas no aptas para la agricultura
• Aprovechamiento de zonas con un promedio alto de irradiación solar
• Cultivo en estanques abiertos de poca profundidad o uso de fotobioreactores • Fijación de dióxido de carbono emitido como un desecho de procesos industriales
Es importante enfatizar que no es factible la producción de aceite de la biomasa de
microalgas debido al precio elevado estimado en Q 114.00 para obtener 1 gramo de
aceite. Sin embargo debe considerarse valiosa esta investigación por la identificación y
elaboración de la metodología que permite la extracción de aceite de las cepas de
microalgas oleaginosas. Es necesario implementar tecnología eficiente que reduzca el
consumo energético de los procesos para escalar la producción a nivel industrial.
157
IV.1 CONCLUSIONES
1. La pre- factibilidad técnico- económica basada en un análisis de consumo de energía
final para la obtención de biodiesel a partir de microalgas en la actualidad no es posible,
debido al elevado consumo de energía utilizado equivalente a 455.98 kWh con un costo
de Q 569.98 para obtener una muestra de 5 gramos de aceite de microalgas. Esto significa
que para obtener 1.00 gramo aceite de microalga es necesario invertir Q 114.00, situación
que no hace viable su producción a corto plazo a escala de laboratorio.
2. El análisis químico realizado en los diferentes puntos de muestreo indica que la
perturbación de este ecosistema acuático es debido al aumento en disolución de los
macronutrientes fosfato y nitrato, provenientes de las constantes descargas residuales
domesticas e industriales que recibe este cuerpo de agua dulce, generando una reacción
en cadena que cataliza el sistema biológico. El mantenimiento sostenido de tales
condiciones modifica el componente biótico del Lago y conduce a una proliferación de
las diferentes especies de microalgas con mayor presencia tales como: Microcystis
aeruginosa, Oscilatoria Limosa, Aulacoseira Granulata Chlorella vulgaris y Navicula
sp. Ante tal situación se concluye que la diversidad de microalgas que habitan en el Lago
Amatitlán son producto de la contaminación y no deben considerarse causantes de tal
situación. Mientras no se controle esta contaminación externa no es posible controlar o
disminuir el crecimiento de la población de la diversidad de microalgas que habitan el
Lago.
3. Se identificaron y aislaron 22 especies de microalgas de las cuales según los estudios
realizados las cepas con potencial energético para ser utilizadas como materia prima en
la producción de biodiesel son: Chlorella vulgaris, Selenastrum capricorutrum y
Monoraphidium griffithii, estos monocultivos se mantienen aislados en un cepario para
la posterior masificación de la biomasa de microalgas.
4. El análisis de cromatografía de gases realizado a los extractos lipídicos de los
monocultivos de microalgas demuestran que estos contienen aceite en sus estructuras y
que los ácidos grasos de mayor presencia son: acido palmítico, ácido palmitoleico, acido
158
oleico, ácido linoleico, ácido linolenico y palimitoleico. Por lo que se debe considerar que
las microalgas aisladas poseen un perfil de ácidos grasos similar al perfil de las semillas
vegetales oleaginosas y que estas son aptas para la producción de aceite.
5. Los procesos de extracción de aceite de los monocultivos de microalga a base de
hexano permitió establecer que el aceite que se obtiene presenta una apariencia verde
oscuro y textura grasosa-viscosa y que las microalgas verdes Chlorella vulgaris,
Selenastrum capricorutrum y Monoraphidium griffithii tienen una producción de aceite
de un 25.2% sobre biomasa seca por litro de cultivo.
6. La instalación de un laboratorio para el manejo de un sistema de cultivo controlado
para el enriquecimiento de las microalgas productoras de aceite es posible sí se emplea
los medios de enriquecimiento de cultivo Chu#10 y COMBO, una aireación constante
para inyectar CO2 de forma indirecta y completarlo con iluminación de 16 horas de luz
continua para acelerar el crecimiento de las diferentes especies y obtener una
concentración de lípidos en la estructura interna de la microalga para la extracción de
bioaceite con un rendimiento optimo estimado en un 25.2% sobre biomasa seca por litro
de cultivo.
7. La aplicación de sustancias floculantes en concentraciones controladas de 0.0005
gramos/ml al medio de cultivo y la filtración con bomba de vacio permitió la separación
de las microalgas del medio de cultivo obteniendo un rendimiento estimado de 0.21
gramos de biomasa por litro de cultivo. Sin embargo no se encontró un método apropiado
para el filtrado de las microalgas directamente del lago.
7. La evaluación del empleo de dos tipos de secadores, demuestra que el secado de
microalgas con exposición directa al Sol no es un procedimiento adecuado debido a la
contaminación del ambiente exterior que la biomasa seca presenta. Los resultados
obtenidos demuestran que para evitar la descomposición de la biomasa se debe utilizar un
secador eléctrico que reduzca el tiempo de exposición y se determina que a escala de
159
laboratorio la manipulación de muestras de 30 gramos de biomasa por un período de
secado de 2.5 horas permite el uso eficiente del secado eléctrico.
8. El solvente hexano se utilizó para la extracción de los lípidos de las diferentes
especies de microalgas y la biomasa del Lago Amatitlán. Se estableció un proceso de
manejo y recuperación del hexano después de la extracción y se concluye que este
solvente se puede recuperar después de la extracción y posee alta selectividad en la
extracción de los ácidos grasos de los diferentes monocultivos de microalgas que se
manipularon a nivel de laboratorio.
9. Se determinó que los procesos fundamentales que permiten la extracción de bioaceite a
partir de microalgas son: obtención de cepas de microalgas, identificación de microalgas
con rendimientos productivos mayores o iguales a 25.2% de biomasa seca por litro de
cultivo, preparación de medios de cultivo COMBO y Chu No 10, filtrado y secado de
biomasa con cantidades iguales o menores a 0.0005 gramos/ml de sustancias floculantes
y el proceso de extracción de aceite a base solvente hexano con recuperación.
10. Se estableció que la conversión del aceite de las microalgas aisladas a biodiesel puede
realizarse debido que el perfil de ácidos grasos que poseen es similar al perfil de ácidos
grasos de las semillas oleaginosas como Jatropha curcas, soya, palma africana, sin
embargo debido a la limitada cantidad de bio-aceite obtenido no fue posible realizar la
conversión de bio-aceite a biodiesel debido a que 1 litro de aceite de microalgas
representan 900 gramos y esto eleva el nivel de consumo de energía a 82,076.4 kWh,
situación que no permite la conversión de aceite a biodiesel por el alto costo que implica
este proceso.
160
IV.2 RECOMENDACIONES
1. La preparación de medio de cultivo y el sistema de cultivo representan un gasto del
64% de la energía total consumida por lo que se deben mejorar las condiciones del
cultivo en la aireación del cultivo con inyección de CO2, el control de los nutrientes y un
sistema de circulación continua que permita la homogenización de los nutrientes en el
medio y de esta forma lograr el máximo crecimiento de las microalgas y colectar la
biomasa microalgal en base húmeda hasta un 65% por litro de cultivo. Para obtener
mejores resultados y disminuir los costos se recomiendan fotobioreactores controlados
para la producción de la biomasa de microalgas.
2. La disminución de la contaminación en lago es viable sí se regula y mejora el manejo
de los desechos industriales, esto mediante plantas de tratamiento de aguas residuales con
énfasis en los elementos que contribuyen a la eutrofización de las aguas como lo son:
nitratos, fosfatos y sustancias toxicas, fundamentalmente aguas arriba del Rio Villalobos,
acoplando a estas plantas de tratamiento sistemas de producción de biomasa del tipo:
microalgas y plantas acuáticas (ninfas) para su aprovechamiento en biogás, abonos
orgánicos y biorremediación. Esto disminuiría la entrada constante y ascendente de
nutrientes al lago, lo cual junto al control de la erosión mediante la reforestación de la
cuenca, contribuiría a disminuir paulatinamente los niveles de contaminación en el
mismo, recuperando la vida del ecosistema de este cuerpo de agua.
3. Para aprovechar al máximo el potencial energético de las microalgas se recomiendan
sistemas híbridos que consisten en una etapa inicial de producción de biomasa en
fotobioreactores cerrados, en la cual los microorganismos son mantenidos en crecimiento
continuo bajo condiciones de suficiencia de nutrientes y circulación continua, etapa que
es seguida por una fase de acumulación de producto (lípidos en sus estructuras) en
estanques abiertos. Una vez que la biomasa de microalgas ha sido producida en los
sistemas descritos, se da inicio a la etapa de cosecha o recolección, cuyo propósito es el
de remover el agua y concentrar las células microalgales para su posterior procesamiento.
161
4. Es necesario completar el análisis del perfil de ácidos grasos de las microalgas
aisladas, con unas evaluaciones de los pigmentos fotosintéticos como clorofilas y
carotinoides así como también los diferentes agentes tóxicos presentes en el aceite
extraído en las diferentes especies de microalgas y biomasa del lago. Estos dos estudios
que se recomiendan pueden orientar la investigación para lograr el mayor
aprovechamiento en cultivo de microalgas y obtención de aceite.
5. Para lograr un mayor rendimiento en el contenido lipidico de las microalgas, se
sugiere el acoplamiento a los cultivos de microalgas los flujos ricos en CO2 derivados
de emisiones industriales y al tratamiento de aguas residuales, con ellos se reducen los
costos al utilizar CO2 en sistemas artificiales. El aislamiento y selección de especies
oleaginosas realizada en esta investigación debe complementarse con la modificación
mediante procedimientos de ingeniería genética y metabólica con propósitos diversos,
tales como incrementar la eficiencia fotosintética, mejorar la productividad, aumentar la
fracción oleaginosa, reducir los fenómenos de foto- inhibición y daño foto-oxidativo.
Los componentes restantes de la biomasa microalgal después de extraer los lípidos,
pueden ser transformados en productos comercializables tales como: alimento para
ganado, extracción de pigmentos naturales y el uso de la digestión anaerobia para obtener
biogás o metano
6. En el diseño de un sistema de cultivos se recomienda utilizar recipientes de vidrio
transparente, de pared delgada y ancho no mayor a 40 centímetros con el propósito que el
medio en su totalidad reciba en forma permanente la iluminación directa, la capacidad no
debe exceder los 80 litros para evitar la contaminación. Para la iluminación artificial
deben emplearse tubos fluorescentes de color blanco entre 32 a 40 W. Es importante
mencionar que los sistemas de cultivos deben estar en constante agitación para mantener
un medio homogéneo para que los nutrientes se distribuyan en todo el volumen del
recipiente. Todas estas recomendaciones permiten obtener microalgas con una alta
concentración de aceite hasta del 25% por peso seco.
7. Para la separación de las microalgas del medio de cultivo se sugiere la utilización de
una centrifugadora de flujo continuo que permita disminuir el tiempo y mayor capacidad
162
del filtrado de la biomasa. El filtrado directo de las microalgas del lago Amatitlán no es
posible porque la biomasa de este cuerpo de agua dulce se encuentra con altos niveles de
contaminación.
8. Para el secado de biomasa a escala industrial se debe diseñar un sistema que permita
secado de la biomasa en el menor período de tiempo posible para evitar contaminación de
la muestra. En esta investigación se evaluó el secado a partir de muestras no mayores a
30 gramos de biomasa húmeda. Para mayores cantidades de biomasa es importante
considerar otra tecnología de secadores utilizando como fuente energética gas propano o
un sistema de colectores solares térmicos que por transferencia de calor permitan
optimizar el secado de la biomasa.
9. Se deben considerar otras tecnologías para la extracción de aceite y no limitar este
proceso al uso continuo del solvente hexano u otro químico. En la actualidad se están
realizando pruebas a nivel de laboratorio con ultrasonido, microondas y fluidos súper
crítico para aumentar la eficiencia y obtener mayores cantidades de aceite. Se recomienda
buscar otras alternativas tecnológicas que aumenten la producción de bioaceite.
10. En esta investigación los procesos: filtrado, secado y extracción de aceite pueden
llevarse a cabo empleando otros equipos y tecnología eficiente. Se recomienda para el
proceso de filtrado una centrifuga de flujo continuo, para el proceso de secado un
sistemas de transferencia de calor a gas o utilizando colectores solares térmicos y para el
proceso de extracción de aceite el ultrasonido a escala de laboratorio para comparar y
establecer comparaciones de rendimiento sustituyendo la tecnología presente.
11. La extracción de aceite es uno de los pilares fundamentales en el desarrollo de
tecnológico de este biocombustible. Por lo tanto se deben buscar alternativas para la
sustitución parcial o total de la tecnología de extracción por solvente químico por
tecnologías emergentes como lo son ultrasonido o microondas y complementar el
proceso con cepas de microalgas con altos contenidos de aceite.
163
12. Informar y divulgar la metodología empleada en esta investigación con otros centros
de investigación nacional e internacional para unificar criterios e intercambiar
experiencias que permitan desarrollar los protocolos de trabajo para escalar la
producción de aceite y biodiesel de microalgas a escala industrial.
164
IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
• AMM. (2010). Administrador del Mercado Mayorista Guatemala, C.A.
Recuperado de www.amm.org.gt
• Andersen, R.A., Berges, J. A., Harrison, P.J. y. Watanabe, M.M. (2005). Recipes
for freshwater and seawater media. En: Andersen, R.A., (ed.). Algal
Culturing Techniques. Elsevier Academic Press, USA. pp. 429 – 538.
• ASTM . (2002). New ASTM Standard for Pure Biodiesel Helps Clear the Air.
Recuperado de:
http://www.astm.org/SNEWS/JUNE_2002/biodiesel_jun02.html
• Barajas, L. G. (2009). Bioprospección de microalgas colombianas para la
producción de biodiesel. Colombia: Centro de Investigaciones para el
Desarrollo Sostenible en Industria y Energía.
• Begon, M., Townsend, C. and Harper, J.L. (2006). Ecology, from individuals to
ecosystems. 4 ed. Blackwell Publishing.700pp.
• Bellinger, E.G., Sigee, D.C. (2010). Freshwater algae; identification and use as
bioindicators. Wiley-Blackwell. Great Britain. 271 pp.
• Bell, P.R. y Hemsley, A.R. (2000). Green Plants: Their Origin and Diversity. 2da.
Ed. Cambridge University Press. UK. 349 pp.
• BPE. (2011). Bioprocess Engineering. Wageningen University, The Netherlands.
Recuperado de: http://www.bpe.wur.nl/UK/
• Castro, P., Coello, J. y Castillo, L. (2007). Opciones para la producción y uso del
biodiesel en el Perú. Soluciones Prácticas-ITDG. Perú. Serie Libros No.
51. pp 17-109.
• Castro, A. L. (2008). Cultivo y Transformación de Algas. Proyecto. C/Raigosu
24 2º E – (33930). Langreo Asturias-España.
• Cengel, Y.A. y Boles, M.A. (2007). Termodinamica. 5ed. McGraw Hill
Interamericana. Mexico. 989pp.
• Chisti, Y. (2008) Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in
Biotechnology. Volume 26, Issue 3. Pág. 126-131.
165
• Chu, S. P. (1942) The influence of the mineral composition of the medium on the
growth of planktonic algae. Part I. Methods and culture media. J. Ecol.
30:284–325
• Ciria, J. Ignacio. (2007). Propiedades y características de diesel y biodiésel. 20
pp. Recuperado de:
http://www.wearcheckiberica.es/documentacion/doctecnica/combustibles.
pdf.
• Cohen, Z. (1986) Products from microalgae. In: Richmond A (ed.). Handbook of
microalgal mass culture. CRC Press.
• Confederación Hidrográfica del Ebro. (2005). Protocolos de muestreo y
análisis para fitoplancton. Universidad de Valencia, Universidad de
Barcelona, Universidad de Granada. Zaragoza, España.
• FytoPlankton.cz. (2011). Laboratory of Phytoplankton Ecology, Biology Centre
of the Academy of Sciences of the Czech Republic, Institute of
Hydrobiology. Recuperado de: http://www.fytoplankton.cz/fytoatlas.php
• Gibson, J.P y Gibson, T.R. 2007. The Green World: Plant Diversity. Infobase
Publishing, Chelsea House Publishers. New York. 136 pp.
• Guillard , R. R. L., and Lorenzen, C. J. (1972). Yellow-green algae with
chlorophyllide c. J. Phycol. 8:10–4.
• Guiry, M., (2011). The Seaweed Site: Information on Marine Algae. Recuperado
de: http://www.seaweed.ie/Algae/chlorophyta.html.
• Guiry , M.D. & Guiry, G.M. (2011). AlgaeBase. World-wide electronic
publication, National University of Ireland, Galway. Recuperado de:
www.algaebase.org
• Gutierrez, L. A., Ramirez, M. A., Vasquez, H. L. (1999). Experiencias prácticas
en la explotación del secador solar multipropósito del CIES con Microalga
Chlorella vulgaris. Tecnología Química Vol. XIX, No. 2. Pp 22-26.
• Hu, Q., Sommerfeld, M., Jarvis, E., Ghirardi, M., Posewitz, M., Seibert, M.,
Darzins, A. (2008). Microalgal triacylglycerols as feedstocks for biofuel
166
production: perspectives and advances. The Plant Journal. Vol. 54, Issue 4,
pag:621-693.
• Huizing, H. J., Rietema, H., y Sietsma, J. H. (1979). Cell wall constituents of
several siphonaceous green algae in relation to morphology and taxonomy.
Br. Phycol. J. 14:25–32.
• Kilham , S. S., Kreeger, D. A., Lynn, S. G., Goulden, C. E., and Herrera, L.
(1998). COMBO: A defined freshwater culture medium for algae and
zooplankton. Hydrobiologia 377:147–59.
• Knothe, G. (2006). Analyzing Biodiesel: Standards and Other Methods. Journal of American Oil Chemists’ Society,83 (10): 823-833.
• Lee, R.E. (2008). Phycology. 4ta ed. Cambridge University Press. New York. 547
pp.
• Loera-Quezada y Olguín. (2010). Las micro algas oleaginosas como fuente de
biodiesel: retos y oportunidades. Revista Latinoamericana de
Biotecnología Ambiental y Algal. Vol. 1 No. 1. pp 91-116
• Luna, G. R. (2007). Análisis fisicoquímicos y evaluación del rendimiento de
extracción del aceite de semilla de morro (Crescentia alata HBK)
proveniente de las regiones de Estanzuela, Zacapa y San Agustín
Acasaguastlán, El Progreso. Guatemala. Tesis: Facultad de Ingenieria,
Universidad de San Carlos de Guatemala.
• Larosa, R. J. (2001). Proceso para la producción de Biodiesel (metilester o esteres
metílicos de ácidos grasos), refinación de glicerina. http://www.biodiesel-
uruguay.com/articulos/Biod-rev2.pdf.
• MicrobeWiki. 2011. Kenyon College Department of Biology. Fuente de
microbiología editada por estudiantes. Recuperado de:
http://microbewiki.kenyon.edu/index.php/Chlorophyta
• Morel , F. M. M., Westall, J. C., Reuter, J. G., and Chaplick, J. P. (1975).
Description of the algal growth media Aquil and Fraquil. Water Quality
Laboratory, Ralph Parsons Laboratory for Water Resources and
167
Hydrodynamics, Massachusetts Institute of Technology. Cambridge.
Technical Report 16. 33 pp.
• Nalewajko, C. and O’Mahony, M. A. (1989). Photosynthesis of algal cultures and
phytoplankton following an acid pH shock. J. Phycol. 25:319–25
• Oyadomari, J. (2001 – 2011). Keweenaw algae. A collection of freshwater algae
(and protozoans) from the Keweenaw Peninsula, MI. Recuperado de:
http://www.keweenawalgae.mtu.edu/.
• Prescott, G.W. 1954. How to know the Fresh-Water algae. Pictured Key Nature
Series. WM. G Brown Company Publishers. Dubuque, Iowa. 211 pp.
• Pape, E. and Ixcot, L. (1999). Guatemala: Assessing the Economic Value of Lake
Amatitlán, In Economics of Biodiversity. Avila, F.S., Colín, C. and
Muñoz, C. (comp). Instituto nacional de Ecologia SEMARNAP.
• Plata, M. K. (2009). Desarrollo de una metodología de transesterificación de
aceite en la cadena de producción de biodiesel a partir de microalga.
Centro de Investigaciones para el Desarrollo Sostenible en Industria y
Energía. Universidad Industrial de Santander.
• Schmaljohann, R. and Röttger, R. (1978). The ultrastructure and taxonomic
identity of the symbiotic algae of Heterostegina depressa (Foraminifera:
Nummulitidae). J. Mar. Biol. Assoc.58:22
• Sheehan, J. Dunahay, T., Beneman, J. & Roessler, P. (1998). A look back at the
U.S. Department of Energy´s Aquatic Species Program, Biodiesel from
Algae. National Renewable Energy Laboratory. U.S. Department of
Energy`s. Office of Fuel Development. Golden, Colorado. 328 pp
• Sieg, D. (2009). Growing Algae at Home or at School. Information specialists
Corp.
• Sieg, D. (2009). Making Algae Photo Bioreactors. Information specialists Corp.
• Sieg, D. (2008). Making Algae Biodiesel. Information specialists Corp.
• Silva, P. C. and the Regents of the University of California. (1997-2009). Index
Nominum Algarum, Bibliographia Phycologica Universalis. Recuperado
de: http://ucjeps.berkeley.edu/INA.html
• Smith, G. M. (1955). Cryptogamic Botany, Vol. 1. 2ed. New York: McGraw-Hill.
168
• Speer, B.R. (2006). Introduction to the "Green Algae". Regents of the University
of California. Recuperado de:
http://www.ucmp.berkeley.edu/greenalgae/greenalgae.html
• Stern, K.R., Jansky, S., Bidlack, J.E.. (2003). Introductory Plant Biology. 9a. ed.
The McGraw-Hill Companies. 610 pp.
• The Royal Botanic Gardens & Domain Trust. Australian Freshwater Algae.
(2011). Recuperado de:
http://www.rbgsyd.nsw.gov.au/science/Plant_Diversity_Research/australia
n_freshwater_algae.
• Unda, O. F., Salinas Cordero, S.M. (1969). Ingenieria Sanitaria aplicada a
saneamiento y salud pública. 1ed. UTEHA. Mexico. 870pp.
• Wagner, R.. (2011). Microscopy and Microfotos of little plants and animals.
Recuperado de: http://www.dr-ralf-wagner.de/index-englisch.htm
• Wagner, T. (1996). Contaminación, causas y efectos. Gernika, Mexico. 423.pp
• Wendel, B. (2008). Extrayendo energía de las algas. Shell World.
• Zamora, A. (2008). Grasas, Aceites, Ácidos grasos, Triglicéridos.
http://www.scientificpsychic.com/fitness/aceites-grasas.html
170
IV.4.1 ESPECIES DE MICROALGAS ANALIZADAS
Nombre científico: Chlorella sp. (diminuta) Aumento: 1000X Clasificación
Imperio: Eukaryota Reino: Plantae Subreino: Viridaeplantae Phylum: Chlorophyta Clase: Trebouxiophyceae Orden: Chlorellales Familia: Chlorellaceae Género: Chlorella M.Beijerinck
171
Nombre científico: Monoraphidium griffithii (Berkeley) Komárková-Legnerová Aumento: 1000X Clasificación
Imperio: Eukaryota Reino: Plantae Subreino: Viridaeplantae Phylum: Chlorophyta Clase: Chlorophyceae Orden: Sphaeropleales Familia: Ankistrodesmaceae Género: Monoraphidium Komárková-Legnerová
172
Nombre científico: Selenastrum capricornutum Printz Aumento: 1000X Clasificación Imperio: Eukaryota Reino: Plantae Subreino: Viridaeplantae Phylum: Chlorophyta Clase: Trebouxiophyceae Orden: Oocystales Familia: Oocystaceae
173
Nombre científico: Navicula sp. Aumento: 1000X Clasificación:
Imperio: Eukaryota Reino: Chromista Subreino: Chromobiota Infrareino: Heterokonta Phylum: Bacillariophyta Clase: Bacillariophyceae Orden: Naviculales Familia: Naviculaceae Género: Navicula Bory de Saint-Vincent
174
Scientific name: Microcystis aeruginosa (Kützing) Kützing
Aumento: 1000X
Clasificación
Imperio: Prokaryota Reino: Bacteria Subreino: Negibacteria Phylum: Cyanobacteria Clase: Cyanophyceae Subclase: Oscillatoriophycideae Orden: Chroococcales Familia: Microcystaceae Género: Microcystis Lemmermann
175
IV.4.2 IMÁGENES DE TRABAJO DE CAMPO.
FIGURA 13. Análisis in-situ de las condiciones físico-químicas del agua en los puntos de muestreo.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
FIGURA 14. Colecta de muestras de fitoplancton con red de plancton.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
176
FIGURA 15. Preparación de tubos de cultivo con medio de cultivo estéril para el aislamiento y propagación de cepas de microalgas.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
FIGURA 16. Análisis químico en laboratorio de muestras de agua provenientes de los sitios de muestreo.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
177
FIGURA 17. Cosecha de biomasa de microalgas cultivadas mediante filtración.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
FIGURA 18. Observación de muestras de fitoplancton para la identificación de las especies de microalgas.
FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.
178
IV.4.3
A continuación se presenta un listado de los reactivos que se utilizan para la preparación del medio COMBO, es importante indicar que los precios corresponden al año 2010 en el mercado guatemalteco.
• Precio de los insumos necesarios para la preparación de un litro de medio de cultivo COMBO.
No.
Reactivo Presentació
n
Precio del reactivo
(Quetzales)
Cantidad para 1Litro de medio COMBO
Precio de reactivo
(Quetzales)
Precio de reactivo por
litro de medio Combo
(Quetzales) 1 Nitrato de sodio 500 gr 310.00 0.08501 gr 0.62/gr 0.0527 2 Cloruro de calcio
2H2O 500 gr 230.00 0.03676 gr 0.46/gr 0.0169
3 Sulfato de magnesio 7 H20
500 gr 350.00 0.03797 gr 0.7/gr 0.0265
4 Bicarbonato de sodio
1 kg 343.33 0.01260 gr 0.34/gr 0.00428
5 Silicato de sodio 9H2O
500 ml (41°Baume)
296.78 0.00863 ml 0.59/ml 0.00509
6 Fosfato ácido de potasio
500 gr 234.30 0.00871 0.47/gr 0.00409
7 Ácido bórico 1 kg 474.04 0.024 gr 0.47/gr 0.0113 8 Cloruro de
potasio 1 kg 242.11 0.00745 gr 0.24/gr 0.00179
9 EDTA sodio 2H2O
500 gr 265.54 0.00436 gr 0.53/gr 0.00231
10 Cloruro férrico 6H2O
500 gr 369.41 0.001 gr 0.74/g 0.00074
11 Sulfato de cobre 5H2O
1 kg 596.67 0.000001 gr 0.60/gr 0.0000006
12 Sulfato de zinc 7H2O
500 gr 325.49 0.000022 gr 0.65/gr 0.0000143
13 Cloruro de cobalto 6H2O
100 gr 1550.20 0.000012 gr 15.50/gr 0.000186
179
14 Cloruro de manganeso 4H2O
100 gr 170.00 0.00018 gr 1.70/gr Q. 0.000306
15 Molibdato de sodio 2H2O
100 gr 748.19 0.000022 gr 7.48/gr 0.000165
16 Tiamina 100 gr 750.00 0.0001 gr 7.50/gr 0.00075 17 Biotina 100 gr 626.40 0.0001 gr 6.26/gr 0.000626 18 Cianocobalamina 10 gr 1939.19 0.00055 gr 193.92/gr 0.106656 19 Agua
desmineralizada Garrafón 5 galones (18.927 L)
14.00 1 L 0.74/L 0.74
Total: Q 0.97
• El Consumo energético en kWh expresado en quetzales
El precio de 1 MWh en el mercado de oportunidad según el Administrador del mercado mayorista para el segundo trimestre se estima en $ 160 /Mwh, entonces para expresar este valor en kWh se procede de la siguiente forma:
kWh
kWh
MWh
MWh
25.1
$1
81342.7*
1000
1*
160$ =