Evaluación del crecimiento del camarón café …biblio.uabcs.mx/tesis/te3583.pdf1 RESUMEN Se...
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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR Y DE LA TIERRA DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE INGENIERÍA EN PESQUERÍAS TESIS Evaluación del crecimiento del camarón café Farfantepenaeus Californiensis en dos condiciones de cultivo. Como requisito para obtener el grado de: Ingeniera en Pesquerías Presenta: Giovana Ruiz Cortés Director: Dr. Alfredo Flores Irigollen La Paz Baja California Sur, octubre de 2016
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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR
ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR Y DE LA TIERRA
DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE INGENIERÍA EN PESQUERÍAS
TESIS
Evaluación del crecimiento del camarón café
Farfantepenaeus Californiensis en dos condiciones de
cultivo.
Como requisito para obtener el grado de:
Ingeniera en Pesquerías
Presenta:
Giovana Ruiz Cortés
Director:
Dr. Alfredo Flores Irigollen
La Paz Baja California Sur, octubre de 2016
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Dedicatoria
Mamá, eres quien apoyó en todos los sentidos a que esta meta se cumpliera. Leonor Cortés Cortés,
eres mi ejemplo, mi inspiración y quien ha rodeado de flores mi camino.
Lenin, no concibo mi vida sin ti, mi consentido. A veces el hermano mayor pero invariablemente mi hermanito.
José Saúl Hernández Rubio, por quien ya no imagino otro futuro que no sea estando a tu lado.
*A quien en algún momento de su vida está y ha elaborado una tesis…
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Agradecimientos
Debo agradecer primeramente al Dr. Marco Cadena Roa por ser una gran líder con
la capacidad de motivar, enseñar e inspirar y permitirme el desarrollo profesional al
darme el acceso a herramientas y oportunidades de acuacultura en la unidad
Pichilingue. Gracias, ya que nada de este proyecto se hubiese logrado sin su ayuda.
Dr. Alfredo Flores Irigollen por aceptar ser mi director, tener tanta paciencia y
ayudarme a lograr la culminación de esta tesis.
Ing. Ricardo Cavieses Núñez por la participación en las revisiones periódicas.
I.Q.B. Ramona Lauterio García, gracias por sus consejos, palabras de aliento,
amabilidad y por todas las oportunidades que me brindó a lo largo y aún después de
terminar los estudios de ingeniería en Pesquerías.
M. en C. José Saúl Hernández Rubio por sus valiosos consejos, correcciones y
apoyo en la interpretación de resultados estadísticos. Gracias.
P.T.P.A. Oscar Miguel Valdez Cano que es una profesional en todos los sentidos, mi
amigo y sensei de la acuacultura, gracias a su paciencia -que se vio a prueba
enseñándome- y a la dedicación con la que apoyó la realización del experimento.
Ing. Rubén Flores Cazares mi jefe y mentor, por aceptar mi casi nula experiencia en
acuacultura para colaborar en su equipo de trabajo y abogar para la realización de
los cultivos al exterior.
Lab. Elizabeth Pérez Bravo por brindarme de su tiempo al enseñarme tan
atentamente el proceso de cultivo de microalgas.
Dr. Juan Manuel Pacheco Vega por responder amablemente siempre a mis consultas
de acuacultura y las atenciones prestadas al estar en la Unidad Pichilingue.
Ing. Gabriela Soria Martínez y amiga, que me ayudó con una buena parte en la
captura de datos de las inmensas bitácoras.
4
M. en I. Oscar Reséndiz Pacheco por tener siempre la disponibilidad para escuchar,
aconsejarme y alentarme a la realización de nuevas metas.
A mis amigos, que me dieron consejos y palabras de aliento para terminar la
tesis, aun cuando ellos estaban en la misma situación :’)
M.en C. Macario Savin Amador, Mi carnal M. en C. Ángel Álvarez Almaraz, M. en C.
Gaspar Petitt Higuera, I.B. Yozitlali Villavicencio Velázquez, María Cristina Simón
Trinidad, Ing. Yesenia Esmeralda Cota Castro y a mi compañero de generación y
plan B Adrián Antonio Galindo de la Cruz.
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Índice
1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................... 1
1.1. OLAZUL ............................................................................................................... 3
2. REVISIÓN DE LITERATURA .................................................................................. 4
2.2. Biología de la especie .................................................................................... 4
2.2.1. Clasificación taxonómica del camarón café ................................................ 4
2.2.2. Anatomía .................................................................................................... 5
2.2.3. Ciclo de vida ............................................................................................... 7
2.2.4. Características del crecimiento ................................................................... 8
2.3. DISTRIBUCIÓN .............................................................................................. 10
2.4. SISTEMAS DE CULTIVO DE CAMARÓN....................................................... 11
2.5. PRODUCCIÓN COMERCIAL DE CAMARÓN ................................................ 12
2.5.1. Cultivo mundial de camarón...................................................................... 12
2.5.2. Acuacultura de camarón en México .......................................................... 13
2.5.3. Cultivo de camarón café en México .......................................................... 14
2.5.4. Problemáticas y retos del cultivo de camarón ........................................... 15
3. ANTECEDENTES EN LA EXPERIMENTACIÓN DE LA ACUACULTURA ............ 16
JUSTIFICACIÓN ....................................................................................................... 22
OBJETIVO GENERAL .............................................................................................. 23
OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................. 23
HIPÓTESIS ............................................................................................................... 24
3. METODOLOGÍA ................................................................................................... 25
3.1. ORGANISMOS EXPERIMENTALES .............................................................. 25
3.2. UNIDADES EXPERIMENTALES .................................................................... 26
3.2.1. Tanques.................................................................................................... 26
3.2.2. Aireación................................................................................................... 26
3.2.3. Sistema de bombeo y filtrado de agua ...................................................... 28
3.2.4. Preparación de tanques para siembra de juveniles................................... 28
3.3. TRATAMIENTOS ............................................................................................ 29
3.4. MANTENIMIENTO DE LOS ORGANISMOS ................................................... 29
6
3.4.1. Parámetros ............................................................................................... 29
3.4.2. Registro de los organismos ...................................................................... 31
3.5. ANÁLISIS ESTADÍSTICO ............................................................................... 33
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .............................................................................. 35
4.1. Análisis de bioensayo: parámetros ................................................................. 35
4.2. Representatividad de crecimiento .................................................................. 37
4.3. Talla final de los organismos en distintos tanques y tasa de crecimiento ........ 41
5. CONCLUSIONES ................................................................................................. 45
6. RECOMENDACIONES ......................................................................................... 46
BIBLIOGRAFÍA ......................................................................................................... 47
1
RESUMEN
Se comparó y analizó el crecimiento del camarón café Farfantepenaeus californiensis
(Holmes, 1900), en tanques de geomembrana de polietileno situados en áreas al
exterior y al interior de las instalaciones de la unidad Pichilingue de la Universidad
Autónoma de Baja California Sur. El cultivo se realizó en cuatro estanques
experimentales de 26 m3 de agua de mar cada uno, situando dos al interior y dos al
exterior. La densidad de siembra fue de 1000 postlarvas por tanque por un periodo
de seis meses. Se registraron diariamente la temperatura y el nivel de oxígeno;
semanalmente se realizaron biometrías para monitorear el crecimiento. Durante el
experimento las mayores temperaturas en el agua registradas para los tanques
externos fueron de 31.8 °C en el mes de septiembre y la menor temperatura fue de
19°C en enero, en los tanques internos la temperatura más alta fue de 28.8°C y
22.5°C la más baja. La saturación de oxígeno mínima registrada fue de 4.5 mg/l y
máxima de 7 mg/l en ambos ambientes físicos. Los organismos mostraron
diferencias (P<0.0001) en su longitud y masa al finalizar el experimento.
1
1. INTRODUCCIÓN
La acuacultura es definida por la FAO como “el cultivo de organismos acuáticos,
incluyendo peces, moluscos, crustáceos y plantas acuáticas, implicando la
intervención del hombre en el proceso de cría para aumentar la producción, en
operaciones como la siembra, la alimentación, la protección frente a depredadores”.
Se describe que para conocer el potencial en acuacultura de una especie es
necesario desarrollar investigación para obtener información complementaria
relacionada con su biología y más específicamente con la respuesta a los
parámetros ambientales ya que la posibilidad de desarrollar postlarvas de buena
calidad y en cantidades suficientes dentro del laboratorio para la engorda comercial
es una de las características más importantes para que una especie sea considerada
con potencial de cultivo (Porchas et al., 2000).
El camarón café (Farfantepenaeus californiensis) es nativo de las costas del Golfo de
California, puede crecer a bajas temperaturas por lo que es un buen candidato para
el cultivo en el noroeste de México durante el invierno (Magallón et al., 1994).
El presente estudio aborda la comparación de crecimiento de un cultivo de postlarvas
de camarón café (Farfantepenaeus californiensis) en el que los recambios de agua
se realizaron al observarse puntos críticos de oxígeno y/o temperatura. Para
contribuir a la calidad del agua de cultivo se adicionó una mezcla de melaza y
bacterol-shrimp para la formación de flóculos biológicos (“biofloc”). Los tanques de
geomembrana de polietileno se mantuvieron sobre tierra, controlando con aireadores
el oxígeno disuelto y sin el control de la temperatura del agua. El trabajo se
desarrolló en las instalaciones de la unidad Pichilingue UABCS utilizando datos del
proyecto “Cultivo de camarón café en jaulas en la costa de Baja California Sur” de la
empresa Olazul.
En el transcurso del proyecto se logra observar y registrar el comportamiento del
camarón café sujeto a las temperaturas que se presentaban en los tanques que se
2
colocaron al interior de las instalaciones del edificio y los tanques que se colocaron a
la intemperie. Con los datos de los dos cultivos se compara el crecimiento, bajo
diferentes condiciones físicas ambientales a partir de los parámetros que se
registraron en cada tanque y el consumo de oxígeno del camarón café. La
información que se presenta contribuyó a definir la capacidad de adaptación que
posee el organismo en cultivo, es importante mencionar que la región de La Paz Baja
California Sur se caracteriza en México como una región con un clima seco y muy
seco. Características climáticas que no se encuentran dentro del rango asociado con
el cultivo de camarón.
Para realizar una evaluación del crecimiento del camarón café F. californiensis se
estableció como objetivo principal efectuar un estudio comparativo bajo dos
condiciones: un ambiente dentro de la unidad y otro al exterior de la unidad.
3
1.1. OLAZUL
La empresa Olazul (figura 1) que hasta 2015 se conformó como una asociación civil
con la misión del desarrollo sostenible de las comunidades pesqueras en la región de
La Paz Baja California Sur. En 2012 planteó el proyecto “Cultivo de Camarón Café en
Jaulas, en la Costa de Baja California Sur” en coordinación con CIBNOR y la
Universidad Autónoma de Baja California Sur. La empresa con el objetivo de una
pesca sustentable y pensando en el tiempo de vedas, se enfocó en comunidades
pesqueras ribereñas para que a través de proyectos ecológicos sustentables
permitirles una opción alternativa a la pesca.
Apoderando las comunidades locales. Restaurando las pesquerías mundiales.
Figura 1. Logotipo oficial de la empresa Olazul.
4
2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.2. Biología de la especie
2.2.1. Clasificación taxonómica del camarón café
Los camarones taxonómicamente se clasifican dentro de la clase Crustacea porque
tienen caparazón externo o exoesqueleto y al orden Decápoda porque tienen cinco
pares de patas caminadoras.
Tabla 1. Descripción taxonómica de camarón café F. californiensis.
Phylum: Arthropoda
Subphylum: Crustacea Brünnich, 1772
Clase: Malacostraca Latreille, 1802
Sub-clase: Eumalacostraca Grobben, 1892
Superorder: Eucarida Calman, 1904
Orden: Decapoda Latreille, 1802
Suborden: Dendrobranchiata Bate, 1888
Súper Familia: Penaeoidea Rafinesque, 1815
Familia: Penaeidae Rafinesque, 1815
Género: Farfantepenaeus Burukovsky, 1997
Especie: Farfantepenaeus californiensis (Holmes, 1900)
El filo artrópodo es un grupo caracterizado por la presencia de apéndices pareados y
una cutícula o exoesqueleto que cubre el cuerpo de todo animal. El subfilo de los
crustáceos está formado de 42 000 especies principalmente acuáticas que
pertenecen a 10 clases (ITIS Report, 2015).
5
2.2.2. Anatomía
La mayoría de los órganos de los camarones se encuentran en el cefalotórax. El
cerebro es trilobulado que presenta un ganglio supraesofágico. Sistema nervioso
ventral localizado en el tórax y abdomen. El corazón también es ventral y se conecta
directamente con el hemoceloma a través de las arterias abdominales ventral y
dorsal. El sistema digestivo se compone de una boca, estómago y hepatopáncreas
situados en el cefalotórax; el intestino y la glándula intestinal se localizan en el
abdomen y el ano se localiza ventralmente donde comienza el telson (Martínez-
Córdova, 1993).
En la familia Penaeoidea el cuerpo está dividido en dos regiones principales la parte
anterior o cefalotórax que une a la cabeza con los segmentos torácico y la posterior
o abdomen cuya parte terminal se denomina urosoma. Los machos están provistos
de petasma el cual es una estructura copulatoria modificada del primer par de
pleópodos que funciona como órgano introductor del espermatóforo. Las hembras
tienen una estructura denominada télico, la cual es una depresión ventral que puede
o no estar formada por placas laterales y constituye un receptáculo seminal para la
protección del espermatóforo (como se cita en Carreño, 2000).
Se pueden encontrar dos tipos de télico. El télico abierto no presenta placas laterales
y el espermatóforo queda colocado exteriormente tal es el caso de Litopenaeus
stylirostris y Litopenaeus vannamei. El télico cerrado consiste de placas laterales que
forman un receptáculo donde se coloca el espermatóforo tal es el caso del
Farfantepenaeus californiensis.
Dentro de los órganos que forman la anatomía del camarón (figura 1), estos tienen
distintas funciones que servirán para distintos fines (Tabla 2) (Ceccaldi, 1997).
6
Tabla 2. Descripción anatómica y funcional del camarón.
Órgano/Estructura Función principal Músculo abdominal estriado Movimiento de retroceso rápido para escape de
predadores Antena sensorial Táctil (detección predadora)
Complejo glandular antenal Excreción y balance osmótico Anténulas Quimiorecepción Ceca anterior y posterior del
intestino medio Desconocida
Exoesqueleto Soporte externo y barrera protectora
Intestino anterior (boca,
esófago y estómago) Ingesta, masticación y almacenamiento temporal
de alimento Branquias Respiración, excreción, osmoregulación y
fagocitosis Hepatopáncreas Digestión, absorción y almacenamiento de
nutrientes Órgano linfoide Posible entrampamiento de antígenos, fagocitosis
Mandíbulas, palpos
mandibulares y palpos
branquiales
Sensores táctiles, escojo de partículas alimenticias,
movimiento de agua sobre las branquias
Intestino medio Absorción y excreción
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Figura 2. Esquema general de un camarón Penaeoidea, vista lateral (Coleman, 2000).
2.2.3. Ciclo de vida
El crecimiento de las etapas intermédiales (postlarva, juvenil y adulto) del camarón
café se desarrollan en áreas altamente productivas como lo son los sistemas
estuarinos en aguas menos profundas y de baja salinidad: por ejemplo, zonas de
manglar, esteros, lagunas, ricas en materia orgánica, donde crecen hasta alcanzar
estadios de adulto o pre-adulto migrando luego a mar abierto para madurar y
reproducirse (Fenucci, 1988).
La reproducción se realiza en aguas profundas; las hembras son fecundadas y
ponen huevos (10 000 - 1 000 000), estos eclosionan y se convierten en larvas;
existen 5 etapas de estados larvales en el camarón, según sus necesidades
nutricionales, características morfológicas y comportamiento. La figura 2 muestra el
ciclo de vida del camarón de la especie Penaeidae y más adelante cada uno de los
estadios larvarios que sigue la especie.
8
Figura 3. Maduración y reproducción; 2: nauplio; 3: protozoeas; 4: mysis; 5: postlarvas; 6: juveniles; 7:
adultos. (Fenucci 1988).
2.2.4. Características del crecimiento
El crecimiento se muestra como el incremento en talla y peso, en los camarones se
puede observar la metamorfosis que cumplen ya que poseen un tegumento
inextensible (figura 2), por lo tanto el crecimiento se transforma en un proceso
aparentemente discontinuo (Petriella, 1997).
En los artrópodos el crecimiento se vincula directamente con el proceso de mudas,
durante el ciclo de vida hay una sucesión de mudas que es llamada ecdisis,
separadas por intermudas que son frecuentes durante las primeras etapas de vida
del animal (figura 3) y van disminuyendo se ausentan totalmente en adultos.
9
Figura 4. Etapas larvales del camarón (Trece, 1993)
Una nueva muda representa un incremento de tamaño esto como resultado de la
absorción de agua que ocurre antes de que el nuevo tegumento se endurezca por la
incorporación de sales de calcio que se concentran en la hemolinfa. Las dimensiones
del animal permanecen aproximadamente constantes hasta la próxima muda.
10
2.3. DISTRIBUCIÓN
El camarón café es registrado en fondos arenosos y arcillosos (Hendrickx, 1996),
desde la Bahía de San Francisco, California, E.U.A., hasta Callao, Perú, incluyendo
todo el Golfo de California y las Islas Galápagos (Hendrickx, 1986) (figura 4). Se
encuentra en todo el litoral del Pacífico mexicano, aunque su distribución no es
uniforme. Es muy abundante en el Golfo de California, principalmente en la parte
central y norte, pero es escaso frente a las costas de Nayarit y Jalisco; entre Colima
y Guerrero su proporción es baja, y abundante en Oaxaca, Chiapas y costa
suroccidental de la Península de Baja California. Las mayores capturas se obtienen
entre las 11 y 40 brazas de profundidad. El Farfantepenaeus californiensis
representa alrededor del 65-70% en las capturas comerciales de la flota de altura.
También tiene una participación en las pesquerías artesanales como las de la costa
occidental de Baja California Sur y de Sonora (Madrid et al., 2001).
Figura 5. Distribución del camarón café F. californiensis.
11
2.4. SISTEMAS DE CULTIVO DE CAMARÓN
La producción acuícola en México está actualmente representada por diversas
especies de peces, moluscos y crustáceos, tanto nativos como introducidos. Los
principales sistemas de producción, acuícola que se utilizan en el país son los
siguientes:
1. Sistema extensivo se caracteriza por tener una baja densidad de camarones, sin
suplemento de alimento artificial con un mantenimiento de alta fertilización a partir de
fertilizantes inorgánicos. No se mantiene un estricto mantenimiento en la calidad del
agua con rendimiento en la productividad natural se limita a mantener solamente
niveles adecuados de oxígeno y salinidad (como se cita en Martínez-Palacios, 1991).
2. Sistema semi-intensivo este sistema se caracteriza por tener una densidad más
alta que el sistema extensivo, la tasa de recambio de agua es mayor y además de
fertilizar se utiliza alimentación suplementaria pues el alimento natural se hace
limitante al aumentar la densidad de camarones (como se cita en Martínez-Palacios,
1991; Cortés, 1998).
3. Sistema intensivo. En este sistema se utilizan fertilizantes, alimento artificial con un
alto contenido de proteína aplicado de manera frecuente, elevado flujo de agua y
aireación dentro de los estanques por medio de aireadores que permitan mantener
condiciones adecuadas de oxígeno en el cultivo. Las tasas de siembra son
superiores a los 30 org/m3, son ciclos de desarrollo completos desde la producción
de huevo hasta adultos de talla comercial (Martínez-Córdoba, 1993).
Bajo este sistema se pueden tener todos los factores ambientales controlados,
temperatura, iluminación, oxígeno disuelto, pH así como la densidad, alimentación y
salinidad, entre otros, que influyen en el desarrollo, crecimiento y reproducción de los
organismos.
4. En los cultivos hiperintensivos (10- >40 ton.ha-1) se caracterizan por el aumento en
la densidad de los organismos por unidad de área (>300 org/m3).Es por las
12
intensificaciones en este sistema de cultivo que se aumenta la aireación, el uso de
alimentos artificiales y el manejo microbiológico (Martínez, 2014).
2.5. PRODUCCIÓN COMERCIAL DE CAMARÓN
El cultivo de camarón inició en el Sudeste de Asia donde se cultiva por tradición
desde hace siglos, utilizando métodos de cultivo extensivo (Cruz, 1988, RPI, 1989).
El cultivo con bases científicas se inició en Japón en 1933 cuando el Dr. Fujinaga,
obtuvo desoves de Penaeus japonicus en condiciones de laboratorio, y años
después el desarrollo de estadios larvarios hasta postlarva (Rodríguez
y Reprieto, 1984; RPI, 1989). Los primeros intentos para alimentar camarones en
encierros o en tanques fueron realizados en Japón usando alimento fresco,
principalmente moluscos (Barrena, 1987).
2.5.1. Cultivo mundial de camarón
En 2012 la FAO (Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la
Agricultura) estableció un máximo histórico de producción en acuacultura en el que
se presenta la proporción de casi la mitad del pescado destinado a la alimentación
humana. Prevén que esta proporción aumenté a 62% para el 2030, debido a la
estabilización del rendimiento de la pesca de captura salvaje y al aumento
considerable de la demanda de una nueva clase media mundial (FAO, 2014). Será
gracias a la práctica, el desarrollo de nuevas tecnologías y estudio acerca del manejo
responsable para que la acuacultura pueda generar beneficios que sean perdurables
en la seguridad alimentaria y desarrollo económico que requiere el futuro mundial.
En 2001, el cultivo de camarón marino fue la segunda acuicultura con mayores
utilidades estimadas en 8.4 mil millones de dólares (FAO, 2003). Medido por la
producción, Litopenaeus vannamei es la especie más exitosa de crustáceos marinos
13
introducidos a nivel internacional para la acuicultura. En 2010, representó el 71.8%
de la producción mundial de todas las especies de camarón de granja de los cuales
el 77.9% se produjo en Asia, y el resto en América del Norte y del Sur. (FAO, 2012).
El cultivo de camarón es una actividad de rápido crecimiento, debido a su gran
rentabilidad en el mercado, además contribuye a la preservación de poblaciones
naturales de un una sobreexplotación. Al día de hoy la mitad de los camarones
consumidos a nivel mundial provienen de granjas de cultivo, siendo Litopenaeus
vannamei, Penaeus Monodon y Fenneropenaeus chinensis las tres especies más
cultivadas.
2.5.2. Acuacultura de camarón en México
México cuenta con más de 11 mil kilómetros de costas es el país con mayor litoral de
América Latina. Al cierre de 2012, la pesca y acuacultura registraron una producción
de 1.7 millones de toneladas en peso vivo, con un valor de 19,022 mdp. El 85% de la
producción pesquera se obtuvo de la captura marina, con un valor producido que
representa apenas el 60% del valor total. Por el contrario el 15% del volumen se
obtiene mediante la acuacultura genera el 40% del valor total de la actividad (SHCP,
2014).
Figura 6. Comportamiento de la producción de camarón por Acuacultura en México. Datos obtenidos
del Anuario estadístico de acuacultura y pesca 2013.
14
La acuacultura representa en los últimos años para México beneficios en el
crecimiento económico y social, ya que los costos de los productos son de fácil
acceso. La acuacultura del camarón ocupa un lugar importante debido a la
importancia económica que este recurso representa en el Noroeste del Pacífico
Mexicano (Golfo de California) (Álvarez, 1996). De acuerdo con Financiera Rural en
su informe de abril 2014, a pesar de que se pueden encontrar más de 60 especies
aprovechables en aguas mexicanas, la producción se concentra en pocas de ellas, la
sardina y el camarón ocupan en cuanto a producción un contraste entre volumen y
valor. Por su parte la sardina participa con el 42% del peso vivo total y genera 3.2%
del valor mientras que el camarón con un volumen de 9.6% genera el 40.1% del valor
total.
El anuario de acuacultura y pesca de 2013 indican que el camarón por su volumen
se encuentra posicionado en el lugar 4 de la producción pesquera en México y por
valor económico se posiciona en primer lugar. La tasa media de crecimiento anual de
la producción en los últimos 10 años es de 0.15%; y en las exportaciones se
encuentra en el lugar número 1 de las especies pesqueras, siendo Estados Unidos
de América, Japón y España sus principales destinos.
2.5.3. Cultivo de camarón café en México
El camarón café, F. californiensis, es una especie que se encuentra presente en
forma natural en México a lo largo de las costas del Pacifico Norte (figura 4). Su
producción se encuentra en fase experimental ya que se tiene registro en 2013 por el
comité estatal de sanidad acuícola de Baja California A.C. de un laboratorio de
producción de post-larva de camarón café que se encuentra ubicado en el poblado
de San Quintín, el cual inició operaciones durante los primeros meses del año 2012.
La empresa cuenta con aproximadamente 2.7 ha de espejo de agua distribuidas en
16 estanques para engorda, que forman parte de un proyecto piloto y de innovación
15
para la engorda de camarón café en co-cultivo con el alga verde Ulva clathrata, la
cual es producida dentro de las instalaciones de esta unidad (CESAIBC, 2013).
2.5.4. Problemáticas y retos del cultivo de camarón
El camarón se convierte en el producto acuícola de mayor importancia comercial
internacionalmente (FAO, 2010) y en México se registra el crecimiento constante de
esta acuicultura. En la figura 5 se aprecia un descenso a partir de 2010 esto se
relaciona a las enfermedades virales y bacterianas que afectan a los sistemas de
cultivo. Se afirma que estas enfermedades que aparecen en los cultivos de camarón
están estrechamente ligadas a las prácticas inadecuadas en el uso de productos
químicos, incluyendo los antibióticos, la mala calidad del suelo, la excesiva
producción, así como el deficiente manejo del medio ambiente (Subasinghe et al.,
2009).
El impacto de las enfermedades en el cultivo de camarón café ha derivado en un
gran reto para esta acuacultura, en 2013 el sector de la camaronicultura solicitó
apoyo a la Comisión Nacional de Acuicultura y Pesca (Conapesca), instrumentando
en el 2014 el proyecto estratégico para impulsar la recuperación productiva del sector
en el noroeste de México, el cual contempla apoyar la adquisición de postlarvas para
reactivar a las granjas; adicionalmente, con el componente recursos genéticos
acuícolas, se contribuye a incrementar la productividad del sector acuícola mediante
la inversión en innovación y desarrollo tecnológico aplicado, esta es una de las
noticias que se han reportado por el periódico el economista.
Panorama acuícola ha reportado año con año las afectaciones que se tienen en los
cultivos de camarón, en 2014 mencionan que una de las opciones que se puede
tener para la producción de camarón en México es modificar sus sistemas de cultivo
desde una modalidad semi-intensiva a una intensiva, incrementando la densidad
poblacional de los cultivos y la capacidad de carga biológica de los sistemas,
16
haciendo uso de tecnologías disponibles que hagan esto posible, con un resultado
final en el aumento del uso de energía por unidad de producción.
3. ANTECEDENTES EN LA EXPERIMENTACIÓN DE LA
ACUACULTURA
La base de toda buena acuacultura es la planificación del proyecto y la instalación es
primordial conocer biológicamente la especie para encontrar las condiciones óptimas
que se requerirán a la hora de la instalación, planificación de rutinas de actividades.
Para la producción del camarón es necesario generar tecnologías que se adapten al
lugar en que se propone el cultivo y generar resultados, en 2007 Von C.H. et al.
evaluaron el comportamiento de producción de organismos planctónicos en
estanques tipo invernadero contra estanques que no contaban con polímeros. El
primer tratamiento mostró temperaturas superiores de 2.2 a 3.8° C, identificando
organismos planctónicos que habitaban en cada uno de los tratamientos:
Chroococcus sp 1, Chroococcus sp 2, Botryococcus, Closterium, Coelastrum,
Coelastrum, Golenkinia sp, Pediastrum sp 1, Pediastrum sp 2, Scenedesmus sp 1,
Scenedesmus sp 2, Spirogyra sp, Staurastrum, Ulothrix sp, Navícula sp, Synedra,
Tabellaria, Asplachna sp, Brachionus sp, Filinia sp, Keratella sp, Lecane sp,
Philodina sp, Trichocerca sp, Daphnia sp, Huevos de Daphnia, Copépodos
inmaduros, Copépodos maduros, Copépodos maduros + huevos, Huevos de
copépodos, Ferrissia sp, y Epistylis sp. La mayoría de estos organismos mostraron
eutrofia y buena calidad de agua considerándose buen alimento para larvas de
camarón y postlarvas, pudiendo disminuir costos de producción en explotaciones
piscícolas.
Ocampo L. V. (1994) determinó la tasa metabólica rutinaria de postlarvas, juveniles y
preadultos de camarón café a temperaturas experimentales (19,23, 27, 31 y 35 °C)
17
obteniendo un intervalo óptimo en el rango de temperatura que abarca desde los
19°C hasta los 31°C. En el año 2000 comparó el efecto de dos niveles de oxígeno y
la temperatura en juveniles de camarón café Farfantepenaeus californiensis
destacando los mecanismos desarrollados y especializados a nivel bioquímico,
metabólico y funcional de esta especie y que son capaces de adaptarse a cambios
en la temperatura y oxígeno. En este mismo año Ocampo L. V. y Villareal H.
estudiaron el crecimiento de los juveniles de camarón café en dos concentraciones
de oxígeno disuelto y tres temperaturas (19°C, 23°C y 27°C) durante 50 días y con
tres réplicas con fotoperiodos de 12 horas luz/oscuridad. Sus resultados revelan que
los bajos niveles de oxígeno y baja temperatura afectan significativamente el
crecimiento.
Martínez-Porchas et al. (2009) realizaron una revisión crítica de literatura sobre la
bioenergética que existe en el crecimiento de peces y crustáceos. Describen el
sistema metabólico de los organismos acuáticos y cómo canalizan la energía que
obtienen en condiciones óptimas, ambos dependen de factores ambientales, la tasa
metabólica y de crecimiento van disminuyendo conforme aumenta la talla, pero,
destacan las diferencias marcadas entre los dos ya que en los crustáceos el
crecimiento se va dando por etapas, a medida de las mudas y los peces pueden
mantener un crecimiento constante si las condiciones se logran mantener
constantes.
Villareal H. y Hernández A. (2005) estudiaron, bajo condiciones de laboratorio, la
influencia de la temperatura sobre el desarrollo larvario del camarón café. Este factor
se varió de 22°C a 30°C y se encontró que la temperatura óptima en la crianza de
larvas es de 26°C para esta especie tomando en cuenta la sensibilidad de cada uno
de los estadios larvarios.
Re A.D. et al. (2004) determinaron las respuestas fisiológicas del camarón azul
Litopenaeus stylirostris expuesto a diferentes combinaciones de temperatura (23, 28
y 33°C) y salinidad (10, 15, 20, 25, 30, 35 y 40‰). Este estudio muestra que el
consumo de oxígeno de esta especie expuesta a estas salinidades, incrementa en
relación directa con la temperatura pero mantiene una tasa metabólica constante a
18
28°C por lo que concluyen que es una temperatura óptima para que los organismos
permanezcan libres de estrés ambiental.
Alpuche J. et al. (2005) hacen una recopilación bibliográfica de las respuestas de
peneidos a condiciones ambientales. Destacan que al intervenir la temperatura en los
procesos metabólicos de estos organismos se presentan alteraciones en la
regulación de la respuesta inmune, y el oxígeno disuelto tiene un papel regulador que
está dado por su intervención directa en la capacidad de los organismos para la
obtención de energía a partir de la respiración por la vía de la fosforilación oxidativa.
Arnberg M. et al. (2012) Investigaron el efecto combinado de la disminución del pH
(pH control de 8.1; disminución del pH 7.6) y la elevación de la temperatura (control
6.7°C; elevada 9.5°C) del camarón boreal Pandalus borealis desde el momento de la
eclosión hasta el estadio Zoea IV, observando la supervivencia, alimentación,
respiración y el crecimiento. Concluyeron que la elevación de la temperatura ejerce
un mayor efecto sobre el desarrollo de las larvas de camarón, mostrando un aumento
en las tasas metabólicas (20% aprox.) y de alimentación (15-20%) pero con una
reducción del 2.4% en supervivencia. En el tratamiento con acidificación mostró un
aumento en el tiempo de desarrollo acelerado pero a bajas temperaturas.
Martínez-Córdoba et al. (1998) determinaron que es viable el cultivo del camarón
café durante la temporada de invierno en Bahía Kino Sonora en estanques con 5%
de recambio y sugirieron que es posible mantener buenas condiciones de calidad
con 6 horas de aireación.
Rodríguez-Aguilera A. y García-Araya A. (2010) evaluaron el crecimiento y
sobrevivencia de juveniles de camarón de Río Del Sur (Samastacus spinifrons,
Phillipi: 1992) de 1-2 cm en cuatro tratamientos a diferentes temperaturas
(termoperiodo natural, a 18°C, a 22°C y a 26°C) encontrando los mejores resultados
de supervivencia a 18°C, de crecimiento a los 22°C. Por otro lado, el tratamiento a
26°C muestra el menor crecimiento y supervivencia, mientras que en el tratamiento
de termoperiodo natural presentó canibalismo.
19
Emerenciano M. et al. (2013) evaluaron el potencial de la tecnología biofloc para el
Farfantepenaeus duorarum y también evaluaron un análisis proximal del biofloc,
parámetros de calidad del agua y el perfil de los microorganismos. Concluyeron que
el biofloc no mejoró el rendimiento del crecimiento en la especie, el análisis proximal
de biofloc mostró proteína bruta y lípidos en bruto con niveles de 25 y 0.6%
respectivamente. La calidad del agua para la especie fue afectada por las altas
densidades de carga y altos niveles de solidos suspendidos, en la evaluación de
microorganismos se encontró una mayor presencia de cianobacterias filamentosas
seguidos por protozoos, nematodos y copépodos.
Brito L.O. et al. en 2014 estudiaron la calidad del agua y el crecimiento de camarón
blanco del Pacífico Litopenaeus vannamei (Boone) en co-cultivo con alga marina
Ulva lactuca en un sistema intensivo por 28 días para evaluar los efectos e
interacciones de biofloc, Ulva lactuca en la calidad del agua y el crecimiento de
camarón blanco del Pacífico en un sistema intensivo. Como resultados se obtuvo que
el biofloc con la macroalga adicionada al tratamiento, favorece la reducción de
compuestos de nitrógeno (NO2-Tan y N), fosfato (PO 4 -P 3), sólidos suspendidos
totales en el agua y el aumento de peso final de camarones.
Gaudin G. et al. en 2012 desarrollaron en Camerún una unidad de cultivo intensivo a
pequeña escala de camarones nativos, Farfantepenaeus notalis y Melicertus
kerathus, en la que compararon el crecimiento de estas especies y la supervivencia
en las etapas PL 20 a diferentes temperaturas (29 y 26 °C). El crecimiento fue
comparado con dos alimentos distintos (alimento artesanal a base de desechos de
pescado y alimento comercial). Obtuvieron una supervivencia mayor a 29°C con un
intervalo de 45 a 60% comparado con la temperatura a 26° con un 10-18% de
supervivencia. Con un promedio en peso de 0.25 g en las etapas PL60 en los
organismos alimentados con la dieta comercial se destacó a la especie F. notalis
como la más viable en esa acuacultura.
Portillo-Clark G. et al. (2012) determinaron patrones de crecimiento y supervivencia
de juveniles de camarón café Farfantepenaeus californiensis a diferentes
temperaturas (18, 22, 25, 28 y 32 °C) conviviendo con el alga Caulerpa
20
sertularioides, para cada temperatura colocaron seis tanques de prueba en dos
grupos de tres unidades uno con solo camarones y el otro que contenía camarones
acompañados de alga C. sertularioides. Observaron diferencias estadísticamente
(P<0.05) significativas para las tasas de crecimiento de los juveniles de camarón café
en presencia del alga a 28°C y una supervivencia menor a 32 °C sin presencia de las
macroalgas.
Thakur D.P. y Lin C.K. (2003) realizaron un experimento para el cultivo intensivo de
camarón (Penaeus monodon) en tanques de hormigón para un período de 90 días
sin intercambio de agua (sistema cerrado) para determinar los efectos de la densidad
de población (25 y 50 juveniles por m2) y el sustrato inferior (suelo y hormigón) sobre
la calidad del agua, el crecimiento del camarón, y la distribución de nutrientes. El
estudio demostró que el sistema de cultivo de camarón cerrado puede mantener la
calidad de agua aceptable para el crecimiento del camarón y reducir la pérdida de
nutrientes a través de los efluentes del estanque.
Petriella A.M. y Boschi E.E. en 1997 realizaron un resumen sobre los aspectos
biológicos, fisiológicos y ecológicos en el crecimiento de crustáceos decápodos en la
región de Argentina a nivel de laboratorio y cultivos experimentales como en
poblacional. Describen mecanismos endocrinos que controlan y desencadenan la
muda, detallan también las características del crecimiento y los métodos utilizados
por diversos autores para el análisis del crecimiento. Muestran ejemplos sobre
dimorfismo sexual y caracteres sexuales secundarios permanentes o transitorios
relacionados con el ciclo reproductivo. Destacan la influencia de las condiciones
ambientales (temperatura, salinidad, contaminación,) y factores tales como la
nutrición, pérdida de apéndices y parasitismo sobre el crecimiento.
Abad-Rosales S.M. et al. (2011) trabajaron en la revisión de los avances en el
estudio de la interacción de los agentes patógenos con factores abióticos
considerando aspectos como los mecanismos de defensa de los peneidos y los
principales factores de estrés en los sistemas de cultivo de camarón blanco.
Proponen como base, el desarrollo de estrategias experimentales que permitan
reproducir enfermedades comúnmente presentes en sistemas de cultivo para
21
comprender la relación hospedero-patógeno-ambiente contribuyendo a desarrollar
alternativas para el control de enfermedades.
Porchas-Cornejo M.A. et al. (2000) compararon diferentes salinidades (30‰, 33‰,
36‰, y 38‰) en un cultivo larvario de camarón café. En dicho estudio no
evidenciaron diferencias significativas en crecimiento ni en el tiempo para alcanzar
los diferentes subestadios larvales, mostrando una supervivencia similar entre las
salinidades de los tratamientos.
22
JUSTIFICACIÓN
La capacidad de captura de las pesquerías en los litorales disminuye y la necesidad
de más alimentos y empleos aumenta. La acuacultura ha surgido como una forma de
satisfacer estas demandas. Ya que de acuerdo con el estudio: Sector de pesca hacia
2020 hecho por la FAO en 2003, la acuacultura producirá la mitad de la oferta
mundial de pescados, incluyendo aquellos destinados a la alimentación y productos
como la harina de pescado.
El presente trabajo, desarrolló el estudio comparativo del camarón café en
condiciones de cultivo distintas (intemperie y al interior de un edificio) con dos
poblaciones de camarón provenientes de organismos del medio marino, con un día
de diferencia en su desove.
La investigación busca contribuir a la obtención de información que se complemente
con técnicas de acuacultura del camarón café y el efecto que pueden tener bajo las
condiciones físicas en el crecimiento de este recurso. No obstante, se tiene el
potencial de cultivo, ya que por la factibilidad de obtener en laboratorio post-larvas de
buena calidad aún no se ha desarrollado una acuacultura de nivel industrial para la
especie.
23
OBJETIVO GENERAL
Efectuar un estudio comparativo en el crecimiento postlarvario del camarón café
(Farfantepenaeus californiensis) en condiciones ambientales diferentes para evaluar
el crecimiento en los organismos.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1. Desarrollo y registro de bioensayos en ambientes diferentes durante un
periodo de cultivo de seis meses.
2. Crear una base de datos de talla y masa de Farfantepenaeus californiensis.
Realizar las pruebas estadísticas necesarias para comparar el crecimiento de
los organismos bajo las condiciones ambientales diferentes.
3. Determinación de las tasas de crecimiento en cada uno de los tanques con el
modelo de Von Bertalanffy.
24
HIPÓTESIS
El desarrollo de los organismos Farfantepenaeus californiensis cultivados en
ambientes distintos físicamente supondrán una diferencia en el crecimiento
paralelamente.
25
3. METODOLOGÍA
3.1. ORGANISMOS EXPERIMENTALES
Se utilizaron postlarvas (PL) de camarón café Farfantepenaeus californiensis
producto del desove de dos hembras maduras capturadas en la Bahía de La Paz,
con diferencia de un día entre desoves, las cuales se obtuvieron en la Unidad
Pichilingue de la Universidad Autónoma de Baja California Sur.
Figura 7. Ubicación de las instalaciones de la unidad Pichilingue-UABCS.
26
Al encontrarse en los estadios nauplio, zoea, y mysis los organismos llevaron el plan
de manejo utilizado por la empresa Olazul, ya que los organismos se proporcionaron
por esta. Fueron alimentados con microalgas a una concentración de 100 mil partes
por millón (Chaetoceros gracilis), una dieta comercial (Royal caviar), espirulina
comercial en polvo y con nauplios de artemia salina y las postlarvas llevaron una
alimentación basada en pellets.
Los organismos al llegar al estadio PL 20 se unieron en un solo estanque hasta llegar
a postlarvas de 40 días para posteriormente separar y someter los organismos a dos
condiciones físicas diferentes (interior y exterior) por duplicado, en total cuatro
tanques.
3.2. UNIDADES EXPERIMENTALES
3.2.1. Tanques
Se utilizaron cuatro tanques circulares elaborados con estructura de malla industrial,
luz de malla 5x5 cm electro soldada, recubiertos de geomembrana de polietileno con
calibre de 1 mm. Cada uno de los tanques contaba con una capacidad para 28 mil
litros de agua, los cuales fueron cargados con 26 mil litros de agua filtrada a 5
micras, esterilizada con luz ultravioleta y aireada a saturación (figura 8).
Cada tanque contaba con un suministro de agua de mar, drenaje, aireación,
iluminación artificial o natural dependiendo de la ubicación.
3.2.2. Aireación
Para tener una aireación igual en los tanques se mantuvieron aireadores orientados
provistos de manguera difusora con microburbuja (figura 9).
27
Figura 8. Tanque instalado al interior del laboratorio de acuacultura unidad UABCS, equipado con
aireación.
Figura 9. Base del equipo de aireación con el que se mantenían los tanques.
28
3.2.3. Sistema de bombeo y filtrado de agua
El agua de mar se obtuvo del circuito hidráulico ubicado en la unidad experimental,
en la cual se contaba con una bomba sumergible localizada a 250 metros de la
cisterna de almacenamiento. El agua era bombeada directamente a un decantador
gravitacional que alimenta un canal de fibra de vidrio de 250 metros de largo,
conduciendo el agua hasta un cárcamo de bombeo en donde se realiza un
tratamiento secundario de eliminación de sólidos en suspensión por medio de filtros
rápidos de arena para partículas de 40, 20 y 5 µm antes de ser almacenada en dos
cisternas que contienen 40,000 litros de agua en total. El agua utilizada para la
siembra de camarones pasa por un nuevo filtro de arena que conduce el agua a un
filtro de cartucho de 75 µm, continuando hacia una bolsa GAF de 100 µm y a un
sistema de filtrado de dos tiempos con cartuchos de 50 µm y 100 µm, más un filtro de
UV (Figura 8).
Figura 10. Sistema interno de filtración de agua de mar utilizada para los cultivos.
3.2.4. Preparación de tanques para siembra de juveniles
El agua de cultivo en los tanques se preparó previamente para el paso de los
organismos. Una vez alcanzado el nivel de agua establecido en 10 mil litros, se
agregaron 100 g de alimento comercial royal caviar con 45% de proteína, 10 ppm de
ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), 2 litros de probióticos. La aireación se realizó
29
por medio de tubos difusores de micro-burbujas en aireadores orientados que
favorecen la circulación del agua y la formación de los biofloc.
3.3. TRATAMIENTOS
Debido a que los desoves se obtuvieron en los meses de julio y las temperaturas en
el agua de los tanques eran como mínimas 26 °C y máximas 29 °C en el área
interna de las instalaciones del laboratorio. El diseño experimental no consideró un
control estricto de la temperatura del agua dejando dos tanques en el área interna y
dos en el área externa del laboratorio, pero se llevó un registro de los valores de este
factor cada dos horas.
El experimento inició cuando los organismos se separaron en cada uno de los
tanques con un aproximado de 1000 organismos por tanque.
3.4. MANTENIMIENTO DE LOS ORGANISMOS
3.4.1. Parámetros
La concentración de oxígeno (mg/l) y la temperatura (°C) se determinaron mediante
un sensor tipo polarográfico (figura 11) (YSI modelo 550) cada dos horas durante
todo el experimento.
30
Figura 11. Sensor polarográfico utilizado en la toma de parámetros.
31
Tabla 3. Especificaciones del sistema 550A YSI (instrumento con cable y sonda)
Tipo de sensor Distancia Exactitud Resolución
Oxígeno disuelto
(%)
El estado
estacionario
polarográfica
Saturación del
aire de 0 a
500%
0 a 200%: ± 2% de la
lectura o la
saturación de aire
2%, lo que sea
mayor; 2-500%: ± 6%
de la lectura
Saturación de aire
0,1% o 1%;
seleccionable
Oxígeno Disuelto
(mg / L)
Polarographic 0 a 50 mg/L 0 a 20 mg / L: ± 0,3
mg / L o 2% de la
lectura, lo que sea
mayor; 20 a 50 mg /
L: ± 6% de la lectura
0,01 mg/L o 0,1
mg/L; seleccionable
Temperatura Termistor -5-45 ° C ± 0,3 ° C 0.1 ° C
3.4.2. Registro de los organismos
Para la obtención de la talla y masa (biometrías) de los organismos, se realizó la
medición semanalmente. Los organismos que se tomaban para la muestra se
colectaron con una red de nylon con mango para larvas (DN1 modelo 38056) (figura
12) en diferentes zonas del tanque y a diferentes alturas para obtener una muestra
representativa de los organismos.
Figura 12. Red con mango utilizada en la toma de muestra de organismos en los tanques.
32
Las mediciones de longitud se realizaron con papel milimétrico para cada uno de los
organismos de la muestra (figura 13). Para la determinación de la masa se utilizó una
balanza analítica con precisión 0.01 g.
Figura 13. Ejemplo de una medición de organismos vivos.
Se realizó la biometría de los organismos por un periodo que abarcó los meses de
agosto 2013 a enero del 2014 lo cual comprende las temporadas de verano a
invierno en las condiciones de ambiente con tanques ubicados en la parte interna del
laboratorio y al exterior.
33
Figura 14. Peso en balanza analítica de un grupo de organismos en estadio juvenil.
3.5. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Para el análisis de los datos se utilizó el software Excel 2010 para realizar tablas
dinámicas que permitieron organizar sistemáticamente cada uno de los tratamientos
con los que contábamos, los datos se analizaron en grupos con el programa
estadístico GraphPad Prism V. 6. 05 obteniendo los estadísticos correspondientes:
comportamiento del oxígeno y la temperatura en el periodo de agosto a enero de
2014 y el incremento de longitud y masa de cada tanque; el ajuste al modelo de Von
Bertalanffy se realizó con el software Matlab R2012b.
34
Cabe señalar que el software GraphPad Prism V. 6. 05 fue diseñado originalmente
para los experimentos biológicos en las facultades de medicina y las compañías
farmacéuticas, especialmente en farmacología y fisiología.
Se ordenaron los datos obtenidos de las biometrías semanales en una tabla para su
análisis.
Las longitudes de crecimiento promedio por semana para cada tratamiento fueron
incorporadas al modelo de Von Bertalanffy, cuya fórmula es la siguiente:
L (t) = L∞ (1 - e- k (t - t0)
)
L∞ = longitud a una edad determinada
L = longitud máxima promedio o valor asintótico.
k = constante proporcional a la tasa de catabolismo.
t = edad, expresada en semanas en este caso
t0 = parámetro teórico de ajuste que representa la edad correspondiente cuando la
longitud teórica es cero.
La hipótesis nula (Ho) estadística indica igualdad en las medias poblacionales de
ambos cultivos. La hipótesis alternativa (Ha) indica que las medias poblacionales de
los cultivos no son iguales.
Después de analizar y realizar algunas pruebas a priori con los datos de los cuatro
tanques, se realizó un análisis de varianza de una vía y posteriormente una prueba
de comparaciones múltiples de Tukey.
35
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Análisis de bioensayo: parámetros
La figura 15 representa temperatura con un intervalo de confianza del 95% para cada
una de las 24 semanas en el periodo de septiembre 2013 – febrero 2014, periodo
en el que se mantuvo el monitoreo del agua de mar en los tanques. Se observa una
evidente diferencia de temperatura entre los tanques internos y externos. La
temperatura es más alta para los organismos en el exterior, lo que se explica por la
inercia térmica que amortiguan las paredes y techumbre en donde se sitúan los
tratamientos.
Figura 15. Temperatura de los tanques septiembre 2013 a febrero 2014. Tanques interiores 1I y 2I;
tanques exteriores 1Ey 2E.
Es importante recordar que los crustáceos son organismos poiquilotermos, su
temperatura corporal varía dependiendo del ambiente en que se encuentren, por lo
tanto la temperatura ambiental se considera un factor gobernante en la rapidez de
36
eficacia biológica y ciclo de vida, a mayor prontitud de crecimiento la eficacia
biológica será más elevada. Villarreal y Ocampo (1993) indican que el F.
californiensis es capaz de ajustar su tasa metabólica rutinaria ante cambios de
temperatura en el intervalo de 19 a 27°C y dado que las temperaturas en los tanques
supera los 30°C para los tanques externos se observa que los organismos son
capaces de adaptarse también a estas temperaturas. Por otro lado, es posible
considerar que los camarones a 19 °C pudieran encontrarse en un estado de "freno
metabólico", dicha moderación ha sido mencionada por Ocampo (2000) como
estrategia de supervivencia ya que estas condiciones reducen la actividad de los
camarones en la que almacenan lípidos como sustrato de energía y aminoran el
costo de otras actividades como la búsqueda e ingestión del alimento, el movimiento
y el ciclo de cambio de muda.
El comportamiento del oxígeno disuelto en la figura 16 muestra una gran variabilidad
en la sexta y décimo novena semana de la saturación de oxígeno para cada
tratamiento. Los tanques internos siguen la tendencia descrita por Boyd C.E. (2001)
de acuerdo a las consideraciones sobre la calidad del agua, en la que los procesos
biológicos como crecimiento y respiración se duplican por cada 10°C que aumenta la
temperatura, es decir, a temperaturas cálidas el oxígeno disuelto es más crítico; por
el contrario los tanques externos debido a la constante exposición solar y el
recubrimiento de la cubierta de plástico que evitaba la pérdida de calor en la
temporada de invierno, presentan una variabilidad mayor y no muestran dicha
relación temperatura-oxígeno. Al hacer monitoreó cada dos horas es posible atender
puntos críticos en saturación de oxígeno y temperatura realizando recambios de
agua.
37
Figura 16. Oxígeno mg/L disuelto en el agua, de los tanques desde septiembre 2013 a febrero 2014
(tanques 12 y 13 en el exterior, tanques 6 y 7 en el interior.
4.2. Representatividad de crecimiento
De acuerdo a lo esperado, para las longitudes de esta especie se muestra
claramente una desigualdad entre uno de los tanques externos (tanque 1E), figura
17, que a pesar de provenir de la misma población inicial, se mantuvo en
instalaciones externas antes del tratamiento 2E y es a partir de este instante que se
inicia el registro de las longitudes conjuntamente con el registro de la masa. El
tratamiento 1E se destaca en longitud sobre los demás tratamientos, esto se puede
explicar porque no se realizaron muestreos para registrar las longitudes y masa en
los organismos durante las primeras 4 semanas en que se sembraron al exterior, se
volvió a sembrar el tratamiento 2E con organismos de la misma edad que se
mantenían al interior de las instalaciones para poder dar inicio a las mediciones y
saber si existen diferencias.
38
Figura 17. Longitud en centímetros de los organismos al inicio del bioensayo, tanques internos (1I, 2I)
y tanques externos (1E, 2E). Los datos gráficos representan las medias ± IC 95%; n= 30.
Los organismos en la semana 21 (figura 18) muestran diferencias significativas
(P<0.0001) en el crecimiento longitudinal destacando el tratamiento 2E que al iniciar
el registro no presentaba diferencias significativas (P<0.0001) con los tratamientos
internos, el tratamiento 1E también permaneció diferente en esta última semana.
39
Figura 18. Longitud en centímetros de los organismos al final del bioensayo, tanques internos (1I, 2I) y
tanques externos (1E, 2E). Se grafican las medias longitudinales ± IC 95%. n=30.
Se observa que el aumento en la talla influye en las concentraciones de oxígeno
(figura 16) disuelto en el agua de acuerdo a Ocampo (2000) que señala que la
demanda de oxígeno de los camarones que están por mudar se incrementa. Las
diferencias de aumento de longitud de los organismos son significativos lográndose
representar en la figura 16 en el comportamiento de los tanques.
Las masas de los organismos al inicio del registro (figura 19) no muestran diferencias
significativas a excepción del tratamiento 1E que igual que en talla destaca por el
tiempo en que permaneció al exterior y sin mantener un registro para poder observar
el tiempo en que ocurre esta diferencia.
40
Figura 19. Primer registro de los organismos sin diferencias significativas (P<0.0001) en tanques 1I, 2I
y 2E; tanques internos (1I, 2I) y tanques externos (1E, 2E). Se grafica la masa en media ± IC 95%;
n=30.
En la figura 20 se aprecia que los organismos del tanque al exterior 2E logran
destacarse en aumento de masa, mostrando diferencias significativas (P>0.0001), los
organismos del tratamiento 1E permanecen muy significativamente diferentes al
resto.
41
Figura 20. Media de la masa en gramos al finalizar el bioensayo, tanques internos (1I, 2I) y tanques
externos (1E, 2E) con un 95% de intervalo de confianza. n=30.
4.3. Talla final de los organismos en distintos tanques y tasa de
crecimiento
En las figuras 21, 22, 23 y 24 se presentan las curvas de crecimiento en tallas
registradas y ajustadas en el modelo Von Bertalanffy con un intervalo de confianza
del 95% para los crustáceos en los cuatro tanques distintos (1I, 2I, 1E y 2E). Se
ajustó el modelo a los datos registrados por semana, mostrando el incremento de
talla en centímetros con el fin de determinar la tasa de crecimiento K para cada uno
de los tratamientos, dichos datos obtenidos del modelo se resumen en la tabla 4.
El modelo resultó adecuado para el patrón de crecimiento que la especie presentó
bajo estas condiciones.
42
Figura 21. Curva de crecimiento longitudinal con predicción de límite al 95% de tanque interior 1I
según el modelo Von Bertalanffy.
Figura 22. Curva de crecimiento longitudinal con predicción de límite al 95% de tanque interior 2I
según el modelo Von Bertalanffy.
2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
5
5.5
6
6.5
7
7.5
Tiempo, semanas
Lo
ng
itu
d,
cm
1I
Pred bnds (1i)
L vs. t
Intervalos 95% Confianza:
Lmax = 7.862 (7.444, 8.28)
k = 0.1203 (0.07194, 0.1686)
t0 = -8.548 (-11.86, -5.233)
Bondad de ajuste:
SSE: 0.342
R-square: 0.9651
2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
4.5
5
5.5
6
6.5
7
7.5
Tiempo, semanas
Lo
ng
itu
d,
cm
2I
Pred bnds 95%
L vs. t
Intervalos 95% Confianza:
Lmax = 8.41 (6.833, 9.986)
k = 0.06939 (0.01881, 0.12)
t0 = -10.48 (-16.29, -4.682)
Bondad de ajuste:
SSE: 0.6783
R-square: 0.9553
43
Figura 23. Curva de crecimiento longitudinal con predicción de límite al 95% de tanque interior 1E
según el modelo Von Bertalanffy.
Figura 24. Curva de crecimiento longitudinal con predicción de límite al 95% de tanque interior 1 (2E)
según el modelo Von Bertalanffy.
2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
7
7.5
8
8.5
9
Tiempo, semanas
Lo
ng
itu
d,
cm
1E
Pred bnds 95%
L vs. t
Intervalos 95% Confianza:
Lmax = 10.75 (8.106, 13.4)
k = 0.04432 (-0.002561, 0.0912)
t0 = -23.23 (-38.98, -7.48)
Bondad de ajuste:
SSE: 0.2847
R-square: 0.9645
2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
4.5
5
5.5
6
6.5
7
7.5
8
Tiempo, semanas
Lo
ng
itu
d,
cm
2E
Pred bnds 95%
L vs. t
Intervalos 95% Confianza:
Lmax = 9.606 (8.253, 10.96)
k = 0.06584 (0.03305, 0.09863)
t0 = -9.439 (-13.03, -5.848)
Bondad de ajuste:
SSE: 0.2809
R-square: 0.9859
44
Tabla 4. Tasas de crecimiento k obtenidas del ajuste de los datos en el modelo de Von Bertalanffy.
1I
2I
1E
2E
k
0.1203
0.06939
0.04432
0.06584
IC 95% k
0.07194 -
0.01686
0.01881 –
0.12
-0.002561 –
0.0912
0.03305 –
0.09863
t0 (semanas)
-8.548
-10.48
-23.23
-9.439
L max (cm)
7.862
8.41
10.75
9.606
Los valores de la tasa de crecimiento “k” para camarón en cada uno de los
tratamientos presentan diferencias significativas a pesar de que los tanques 1E y 2 E
(exteriores) muestran un incremento mayor en el crecimiento mostrando en las
medias de longitud y peso. La constante k representa la rapidez con la que la
especie alcanza la longitud infinita (L∞) teóricamente. Los valores de “t0” obtenidos
no tienen significado biológico, limitándose en este caso como un parámetro de
ajuste, debido a que las condiciones de cultivo son completamente distintas antes de
la siembra y durante el proceso de engorda, condición que provoca una
discontinuidad en el crecimiento que el modelo de Von Bertalanffy no puede
describir.
La longitud asintótica menor se presenta en el tanque 1I pero muestra el más alto
parámetro de curvatura (tasa de crecimiento), contrario al tanque 2E con el menor
parámetro de curvatura y la mayor longitud asintótica. Se interpreta con la constante
de tiempo del crecimiento (inverso de la tasa de crecimiento “k”) que el tanque 1I
alcanza el 63.2% de su crecimiento total en 8.31 semanas.
45
5. CONCLUSIONES
Con base a los resultados, los factores: temperatura y oxígeno afectan de
manera relevante los cultivos de camarón café, las medias poblacionales al
final del cultivo no fueron iguales por lo tanto se acepta la hipótesis planteada
y La hipótesis nula estadística se rechaza con un alfa=0.05 y un valor
P<0.0001, los organismos al exterior de los tanques tienen un comportamiento
de desarrollo en crecimiento más evidente con diferencias significativas.
El camarón café es tolerante a las condiciones ambientales de cultivo en
tanques con cubierta de plástico ante el clima que se presenta en la localidad
de La Paz Baja California Sur.
Se verifica que el rango de temperaturas obtenidas en el ambiente externo de
23-28°C respecto a las obtenidas al interior 18-24°C son condiciones
climáticas más favorables para el crecimiento de F. californiensis.
Las temperaturas ambientales de 22 - 24°C son recomendadas para la
elaboración de ensayos experimentales para F. californiensis.
El camarón depende de los factores ambientales. La tasa metabólica y el
crecimiento disminuyen conforme aumenta el paso del tiempo.
Los organismos Farfantepenaeus californiensis tienen un potencial de cultivo
en tanques al exterior sin requerimiento de calentamiento de agua adicional.
46
6. RECOMENDACIONES
Se recomienda continuar con estudios que muestren el comportamiento del camarón
café F. californiensis en un cultivo hipertensivo en tanques de plástico, manteniendo
registros en los parámetros de calidad de agua y mortalidad.
También se recomienda hacer estudios en condiciones de laboratorio para poder
controlar distintos factores y analizar combinaciones para ver si existen diferencias.
Análisis de varianza de dos vías.
47
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