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CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -CONCYT-

SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -SENACYT-

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -FONACYT-

ASOCIACION PARA EL DESARROLLO SOSTENIDO –ASODIS-

FACULTAD DE AGRONOMIA -FAUSAC-

INFORME FINAL

SELECCIÓN DE PATRONES DE AGUACATE (Persea americana Mill)

PARA SU UTILIZACION EN LA MICROINJERTACION IN VITRO DE VARIEDADES COMERCIALES HASS Y BOOTH 8.

PROYECTO FODECYT No. 61-2006

ING. AGR. ALFREDO CABRERA MORALES

Investigador Principal

GUATEMALA, ENERO DEL 2011.

ASODIS

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RESUMEN 4

SUMMARY 5

PARTE I 6

I.1 INTRODUCCIÓN 6

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 8

I.2.1 ANTECEDENTES EN GUATEMALA 8

I.2.2 JUSTIFICACION DEL TRABAJO DE INVESTIGACION 9

I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS 10

I.3.1 OBJETIVOS 10

I.3.1.1 General 10

I.3.1.2 Específicos 10

I.3.2 HIPÓTESIS 10

I.4 MATERIALES Y METODOS 11

I.4.1 LOCALIZACION 11

I.4.1.1 FASE DE LABORATORIO 11

I.4.2 VARIABLES 11

I.4.2.1 Fase establecimiento de embriones maduros in Vitro 11

I.4.2.2 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8 12

I.4.2.3 Fase de microinjerto: patrón variedad. 13

I.4.3 BAJO MATERIALES 13

I.4.3.1 Fase de campo 13

I.4.3.2 Fase cultivo de embriones in vitro 14

I.4.3.3 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8 14

I.4.3.4 Fase de microinjerto; patrón-variedad 15

I.4.4 BAJO METODO 15

I.4.4.1 Elaboración de medio 15

I.4.4.2 Inoculación de explantes 16

I.4.4.3 Análisis de variables 17

PARTE II MARCO TEORICO 18

PARTE III RESULTADOS 28

III.1 FASE DE ESTABLECIMIENTO DE EMBRIONES IN VITRO 28

III.1.1 Clones seleccionados Antigua Guatemala 21

III.1.2 Clones seleccionados San Juan Alotenango 30

III.1.3 Clones seleccionados Municipio San Juan Comalapa 30

III.1.4 Clones seleccionados Municipio de Patzun Chimaltenango 31

III.1.5 Clones seleccionados Municipio San Bartolomé Milpas Altas 31

III.1.6 Clones seleccionados Municipio San Martin Jilotepeque 32

III.1.7 Clones seleccionados Municipio San miguel Dueñas 32

III.I.8 Clones seleccionados Municipio Parramos 33

III.2 FASE DE PROPAGACION DE VARIEDADES HASS, BOOTH 8 33

III.2.1 Propagación variedad Hass 33

III.2.2 Propagación variedad Booth 8 34

III.3 FASE DE MICROINJERTO 34

III.3.1 Patrón - Hass 34

III.3.2 Patron – Booth 8 35

III.4 FASE DE ACLIMATACION 38

III.4.1 Variedad Hass 38

III.4.2 Variedad Booth 8 40

III.5 DISCUSION DE RESULTADOS 42

PARTE IV 45

IV.1 CONCLUSIONES 45

IV.2 RECOMENDACIONES 47

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS 48

IV.4 ANEXOS 50

3

AGRADECIMIENTOS:

La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del

Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría

Nacional de Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y

Tecnología -CONCYT-.

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RESUMEN

Guatemala tiene cerca de 3,300 hectáreas cultivadas con Aguacate (Persea

americana mill.) Produciendo alrededor de 27,390 toneladas métricas de fruta y el

consumo per cápita, es de 2.5 Kg. por persona anuales, lo que hace que la producción

nacional sea insuficiente, siendo necesario importar fruta de otros países.

El establecimiento de métodos de injertacion con el fin de mejorar las variedades es

de suma importancia debido que se mejora la producción en cuanto a precocidad de los

cultivares. La injertacion tradicional del aguacate conlleva bajas tasas de propagación,

calidad del material reproductivo no certificado, presencia de patógenos que son

transmitidos por el mismo material vegetativo. La técnica de la microinjertacion in vitro

puede ser una alternativa para obtener clones libres de enfermedades.

En la investigación selección de patrones de aguacate (Persea americana mill)

para su utilización en la microinjertacion in vitro de variedades comerciales Hass y Booth 8

Se muestrearon árboles criollos de aguacate en municipios del departamento de

Chimaltenango: San Martín Jilotepeque, San Juan Comalapa, Parramos, y municipios del

departamento de Sacatepéquez: Santa Maria de Jesús, San Bartolomé Milpas Altas, San

Miguel Dueñas, San Juan Alotenango, obteniéndose muestras de frutos de árboles

seleccionados y estableciendo el embrión de las semillas in vitro. Mediante la utilización

de yemas axilares se obtuvieron clones vegetativos de las variedades Hass y Booth 8.

Empleando la técnica de la microinjertacion in vitro se obtuvieron microinjertos de

aguacate utilizando como patrones los clones criollos seleccionados establecidos in vitro,

utilizando como parte aérea a las variedades Hass y Booth 8. Obteniéndose como

resultado plantas microinjertadas libres de enfermedades.

5

SELECTION OF PATTERNS AVOCADO (Persea americana Mill)

FOR YOUR USE IN THE IN VITRO OF MICROINJERTACION

COMMERCIAL VARIETIES HASS AND BOOTH 8.

SUMMARY

Guatemala has about 3,300 hectares planted with avocado (Persea americana mill.)

Producing around 27.390 tonnes of fruit and per capita consumption of 2.5 kg per person

per year, which makes the national production, is insufficient, necessitating import fruit

from other countries.

The establishment of grafting methods to improve the varieties is of great

importance due to improved production in terms of earliness of the cultivars. Avocado

grafting involves traditional low propagation rates, quality of non-certified reproductive

material, presence of pathogens that are transmitted by the same plant material.

Microinjertacion The technique of in vitro may be an alternative for disease-free clones.

In selecting research patterns avocado (Persea americana mill) for use in vitro

microinjertacion commercial varieties Hass and Booth 8 Creoles were sampled avocado

trees municipalities of Chimaltenango: San Martin Jilotepeque, San Juan Comalapa,

Parramos and municipalities of Sacatepéquez: Santa Maria de Jesús, San Bartolomé Milpas

Altas, San Miguel Dueñas, San Juan Alotenango, obtaining samples of fruit from selected

trees and setting the seed embryo in vitro. Using axillary buds were vegetative clones of the

varieties Hass and Booth 8.

Using the technique of in vitro microinjertacion micrografts avocado were obtained

using as native patterns selected clones established in vitro, using air as part of the varieties

Hass and Booth 8. Micrografted obtained as a result of disease-free plants

6

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN

El aguacate es una fruta fresca de gran aceptación, con un mercado doméstico

creciente, con amplias oportunidades de participación en los mercados internacionales,

tanto en fresco como procesado. Autóctonos de las regiones tropicales y subtropicales de

América, en la cual se reconocen tres razas ecológicas de aguacate: Guatemaltecos,

Mexicanos y Antillanos, de estas tres la Guatemalteca presenta rasgos intermedio de las

otras dos, por lo que le da cierta ventaja en cuanto a calidad de pulpa, tamaño color sabor.

Su producción se ha extendido desde América, Hasta Europa, y algunos países de África

tropical. Esto se ha logrado debido a la diversidad de materiales seleccionados los cuales

se han adaptado a diferentes condiciones de clima y suelo.

En cuanto a la producción y exportación Guatemala exporta a Centroamérica unas

4500 toneladas métricas anuales, siendo las variedades Hass y Booth 8, las que mas

demanda tienen para el consumo en la dieta alimenticia, sin embargo existen otras

variedades de gran interés comercial dependiendo de la altura sobre el nivel del mar donde

se localicen, entre ellas se puede mencionar: Simmons, Catalina, Guatemala, Itzama,

Nabal, Fuerte.

La exportación total a nivel mundial en el 2001 en fresco fue de 324 mil toneladas

con un valor de $ 325 millones de dólares. De estos los principales países productores

fueron Chile, España, México, Estados Unidos de América, Sudáfrica.

En el cultivo de aguacate como en otros frutales, la selección, el uso y desarrollo de

portainjertos es con la finalidad de cultivar árboles bajo condiciones adversas del suelo o

para conferir a la variedad alguna cualidad de interés agronómico. Además al realizar

injertos de material adulto injertado sobre material juvenil, se logra una juvenibilidad de la

variedad/patrón lo que muestra una capacidad de enraizamiento intermedio. Con la

injertación se puede llegar a tener más tempranamente diferenciación floral; es decir, el

árbol será más precoz. Las plantas injertadas pueden entrar en fructificación en el mismo

año o de uno a dos años; mientras las no injertadas necesita varios años.

El uso de alternativas biotecnológicas pueden ser de gran interés en programas de

mejora de aguacate, como la utilización de la microinjertación que es una técnica de

7

cultivo in vitro en asepsia total. Con la técnica de micropropagación a nivel del tejido

meristemático, más la injertación convencional, se pueden obtener plantas libres de virus;

es decir, la transferencia de un ápice meristemático de una planta a un patrón in vitro.

La microinjertación es una técnica de propagación vegetal que puede utilizarse para

diversos cultivares de aguacate (Persea americana Mill.) la cual garantiza la sanidad de

las plantas, fidelidad a las características varietales, mayores tasas de multiplicación

respecto a las metodologías de propagación e injertacion tradicionales. Por lo tanto, es una

alternativa viable para la modernización y mejoramiento de la competitividad en la

propagación e injertacion de diversos cultivares.

Con el objeto de identificar clones con características superiores en cuanto a

producción, calidad del fruto, porte y sanidad del árbol, resistencia a enfermedades. Se

realizaron exploraciones en los departamentos de Sacatepéquez y Chimaltenango, con el

objeto de identificar y monitorear árboles de aguacate criollo que presentaron

características deseables colectando posteriormente sus frutos. Con las colectas de frutos

de aguacates, seleccionado se logro establecer a nivel in vitro embriones maduros

obteniendo posteriormente vitro plantas de aguacate de los clones seleccionados, esto se

logro mediante la adición de sustancias sintéticas en el medio Murahsige Skoog 1962

como hormonas, vitaminas, antioxidantes como el carbón activado, estos aditivos

beneficiaron al buen desarrollo de las vitroplantas.

Utilizando yemas axilares de aguacate de las variedades Hass y Booth 8 se logro

propagar eficientemente y en tasas de propagación eficientes. Los ápices de estas plantas

se utilizaron posteriormente para realizar microinjertos in vitro, previa selección de los

patrones criollos propagados por embriones maduros.

Como resultados de las investigaciones realizadas, se obtuvieron clones criollos

seleccionados de aguacate provenientes de diferentes comunidades de los departamentos

de Sacatepequez y Chimaltenango.

Se logro determinar los medios sintéticos adecuados para la propagación de diversos

clones de aguacate, así como su preservación in vitro.

Se obtuvieron microinjertos in vitro de los clones criollos seleccionados con sus

respectivas variedades. Con lo cual se brinda un aporte científico para futuras

investigaciones tanto a nivel de laboratorio como a nivel de campo.

8

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

I.2.1 ANTECEDENTES EN GUATEMALA

Guatemala tiene cerca de 3,300 hectáreas establecidas de cultivo de aguacate (Persea

americana mill.) las cuales producen 27,390 toneladas métricas de fruta (Rodríguez la

Torre, J., J. 2004). El consumo per. cápita, para Guatemala, El Salvador y Costa Rica es de

2.5 Kg. por persona por año, Belice, Honduras, Nicaragua y Panamá 1 Kg. Si consideramos

que Centroamérica tiene una población estimada de 32 millones de habitantes se

necesitarán 60,000 TM. para abastecer el mercado centroamericano, esto equivale a 6000

hectáreas de aguacate en plena producción (Casaca Á., D. 2005). Actualmente Guatemala

exporta a Centroamérica unas 4500 toneladas métricas anuales, siendo las variedades Hass

y Booth 8 que mas demanda tienen para el consumo, sin embargo existen otras variedades

de gran interés comercial dependiendo de la altura sobre el nivel del mar donde se localice,

entre ellas: Simmons, Catalina, Guatemala, Itzama, Nabal, Fuerte (ANACAFE 2004). A

nivel internacional los principales mercados importadores de aguacate son los países

desarrollados del hemisferio norte, reportándose como los más importantes a Francia con

106 mil toneladas, Estados Unidos con 78 mil y el Reino Unido (Ramos 2003). Así mismo

se reporta que la exportación total mundial en el 2001 en fresco fue de 324 mil toneladas

con un valor de $ 325 millones de dólares. De estos los principales productores fueron

Chile, España, México, Estados Unidos de América, Sudáfrica (FAO 2001).

Para establecer plantaciones comerciales se propaga vegetativamente utilizando

diversos tipos de injerto, el más empleado es el de enchape lateral sobre patrones criollos

de 4 a 6 meses de edad, cuando estos alcanzan un diámetro de 1 centímetro y a 10

centímetros de la base, así mismo se puede emplear el de hendidura sobre porta injertos de

15 a 30 días de edad (Vargas et al. 1999), sin embargo existen riesgos en cuanto a la

aparición de enfermedades provocadas por diversos géneros de hongos como

Colletotrichum gloesporioides que provoca la antracnosis que produce la muerte

descendente y pudrición del injerto (Tamayo M., P. 2004).

9

I.2.2 JUSTIFICACION DEL TRABAJO DE INVESTIGACION

A pesar que en Guatemala existe gran diversidad de genotipos de aguacate son pocos

los estudios que dan a conocer esta diversidad. Sin embargo existen factores que limitan el

acceso a los materiales criollos, pues no existen colecciones ex situ completas que brinden

información completa de clones seleccionados. Por lo regular las investigaciones

únicamente se limitan en conocimientos in situ lo que dificulta el acceso en la obtención

de los materiales estudiados. La preservación de clones in situ acarrea el problema de que

muchas veces los clones se pierden por factores como a la tala de árboles, incendios

forestales con lo cual se pierde materiales valiosos.

Con la utilización de técnicas modernas de propagación como lo es el cultivo in vitro de

embriones maduros de aguacate, se puede preservar clones valiosos de aguacate en peligro

de extinción.

Con el fin de mejorar los métodos de propagación tradicional por medio de injertos en

la presente investigación se utilizaron metodologías de injertacion in vitro con el fin de

mejorar la producción de clones injertados, además se puede obtener precocidad en los

cultivares. La injertacion tradicional del aguacate conlleva bajas tasas de propagación, la

calidad del material reproductivo no certificada, así como la presencia de patógenos que

pueden ser transmitidos por el mismo material vegetativo. La microinjertación in vitro es

una alternativa mediante la cual se pueden solucionar dichos problemas. Sin embargo es

necesario evaluar la factibilidad de su uso, así como el comportamiento productivo de las

plantas en condiciones de campo. Por ello se propone evaluar metodología que satisfagan

dichas demandas a través de selección de clones de aguacates criollo y variedades de

interés comercial como Hass y Booth 8.

10

I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS

I.3.1 OBJETIVOS

I.3.1.1 General

Validar y adaptar la tecnología del cultivo in vitro para la propagación vegetativa

de clones seleccionados de aguacate para ser utilizados en la microinjertacion.

I.3.1.2 Específicos

I.3.1.2.1 Determinar la adaptabilidad de clones de aguacate seleccionados para

su utilización como portainjertos de variedades comerciales.

I.3.1.2.2 Obtener clones de caracteres superiores aptos para su utilización en la

microinjertación.

I.3.1.2.3 Obtener plantas microinjertadas, libres de enfermedades.

I.3.2 HIPÓTESIS

Mediante el cultivo in vitro es posible propagar vegetativamente clones de

aguacate y utilizarlos en la microinjertacion.

11

I.4 MATERIALES Y METODOS

I.4.1 LOCALIZACION

1.4.1.1 FASE DE LABORATORIO

La investigación se desarrolló en el laboratorio de cultivo de tejidos

vegetales de la Subarea de Manejo y Mejoramiento de Plantas, Área Tecnológica de

la Facultad de Agronomía de la Universidad de San Carlos de Guatemala, esta

ubicada en las coordenadas 14o 58’ 52’’ N y 90

o 55’ 35’’ W así como en el

invernadero ubicado en el centro experimental docente de Agronomía (CEDA) el

cual se localiza en las coordenadas 14o

58’ 26’’ N y 90o 55’ 30’’ W

. se ubica a 1500

MSNM. Con un clima templado la mayoría del tiempo.

I.4.2 VARIABLES

I.4.2.1 Fase de establecimiento de embriones maduros in vitro.

Para establecer la respuesta de las especies en estudio se tomaron las

siguientes variables.

Contaminación: Se determinó a los 5, 10 y 20 días después de

sembrados los explantes observando cada unidad experimental.

Oxidación: Se observó cada unidad experimental para determinar la

presencia de oxidación por fenoles, a los 5, 15, y 30 días después de

inoculados los explantes.

Germinación del embrión: se observó diariamente los embriones de

la especie en estudio para determinar exactamente los días en que

este germino.

Enraizamiento del patrón:

- se tomó el tiempo en que la plántula enraízo.

12

- se tomó el número de raíces por planta, tanto pivotantes

como secundarias.

Crecimiento y desarrollo: se determinó cuanto crece el patrón

después de la germinación del embrión, durante 30 días

consecutivos, para ello se realizo lecturas cada 5 días.

Altura y diámetro del patrón: se determinó la altura adecuada en la

que el patrón era apto para realizar el microinjerto y se expresó en

centímetros.

I.4.2.2 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8

Variables de estudio

Para establecer la respuesta de la especie en estudio se tomaron las siguientes

variables.

Contaminación: se determinó a los 5, 10 y 20 días después de

sembrados las yemas vegetales inoculadas dentro del tubo de ensayo,

para ello se observo cada unidad experimental.

Oxidación: se observó cada unidad experimental determinando la


inoculadas las yemas.

Crecimiento y desarrollo de la variedad: se determinó cuanto creció

la variedad y se expresó en centímetros.

Altura y diámetro de la variedad: se determinó la altura adecuada en

la que los brotes fueron aptos para ser utilizados en la realización

del microinjerto, la altura se expresó en centímetros.

13

I.4.2.3 Fase de microinjerto; patrón-variedad

Variables de estudio

Para establecer la respuesta en cuanto a obtener una planta mejorada del patrón y la

variedad seleccionados se midieron las siguientes variables.

Oxidación: Se observó cada unidad experimental determinando la


realizado el microinjerto.

Prendimiento de la variedad: Se determinó el porcentaje de

prendimiento de la variedad sobre el patrón.

Crecimiento y desarrollo del microinjerto: Se determinó si existió

crecimiento y desarrollo del patrón y de la variedad.

I .4.3 BAJO MATERIALES

Se realizaron colectas en aldeas y caseríos de municipios de los departamentos de

Sacatepéquez y Chimaltenango. Entrevistando a propietarios y verificando las cualidades

fenotípicas de árboles promisorios de aguacate, para luego realizar colectas de frutos esto

se realizo en los meses de Marzo, Abril y Mayo del año 2007.

I.4.3.1 Fase de campo

Se visitaron árboles criollos de aguacate en áreas del departamento de

Sacatepéquez y Chimaltenango, los cuales se monitorearon constantemente identificando

cada árbol de acuerdo a características fenotípicas como porte, productividad, resistencia a

enfermedades, frondosidad, calidad de la pulpa, tamaño del fruto.

14

I.4.3.2 Fase cultivo de embriones maduros in vitro

Se implementó la técnica de cultivo de embriones maduros in vitro obteniendo

plantas de árboles seleccionados, implementándose la metodología siguiente.

- Se seleccionaron los frutos que no presentaran presencia de enfermedades, o

malformaciones.

- Se les extrajo las semillas, se lavaron con agua estéril, para remover restos de

pulpa.

- Se secaron a la sombra.

- Se incubarón en una solución desinfectante-preservante consistente en

fungicidas, bactericidas y antioxidantes por un periodo de 24 horas.

- En la campana de flujo laminar se procedió a la desinfección de las semillas, en

soluciones de alcohol al 70% y de cloro al 3%.

- Utilizando cajas de petri se disectarón los embriones, permaneciendo las

semillas y embriones en soluciones de ácido cítrico para evitar su oxidación.

- Se inocularón en tubos de ensayo de 25 X 150 mm de capacidad el cual contenía

el medio basal MS (Murahsige and Skoog 1962) suplementado con 2.5 mg/Lt

de IBA, 1.5 mg/Lt de BAP, 0.05 mg/Lt de GA3 + 10 Grm/Lt de carbón activado,

incubándose a una temperatura de 24 O

C +/- 1.

I.4.3.3 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8

Se implementó la técnica de cultivo de yemas axilares obteniendo brotación de la

variedad de aguacate en estudio. Para ello se implementó la metodología siguiente.

- Se seleccionaron árboles vigorosos de las variedades Hass y Booth 8

- Se tomarón trozos de material vegetal conteniendo yemas axilares y se

Incubaron en solución preservante-desinfectante que consistió en fungicidas,

bactericidas y antioxidantes, por un periodo de 24 horas en refrigeradora a una

temperatura de 5OC.

15

- Los explantes se disectaron en la campana de flujo laminar y se inocularon en

tubos de ensayo de 25 X 150 mm conteniendo el medio basal (Murahsige

and Skoog 1962) suplementado con; 0.1 Mg/Lt de IBA, 1.0 mg/Lt de bencil

amino purina, mas 1.5 mg/Lt de ácido giberelico. (GA3), mas 10.0 Grm/Lts

carbón activado.

- Se incubaron a una temperatura de 24 O

C +/- 1 hasta su brotación.

I.4.3.4 Fase de microinjerto; patrón-variedad

Para realizar la técnica de la microinjertacion se utilizaron como patrones las

plántulas in vitro de aguacate criollo seleccionadas, obtenidas a través de cultivo de

embriones maduros. Los ápices se obtuvieron de brotes obtenidos in vitro de yemas

axilares de las variedades Hass y Booth 8

Los microinjertos se realizaron según la metodología descrita por González et al.

(1977) y (Hernández Soto, S. 2003) empleada para cítricos, que consistió en un corte en

forma de ventana triangular en el extremo del patrón decapitado, donde se implantó el

ápice de la variedad deseada. Las plantas microinjertadas se cultivarón en el medio MS

(Murahsige and Skoog 1962).

I.4.4 BAJO METODO

I.4.4.1 Elaboración de medio

Se preparó la cantidad de medio basal de según la cantidad deseada, para lo cual se

siguió la siguiente metodología. En un beacker se colocó agua desmineralizada estéril, se

agregó al recipiente una barra magnética y se colocó sobre el agitador magnético el cual

estuvo en constante agitación, se agregaron el componentes del medio basal de acuerdo a

la cantidad deseada, el orden fue el siguiente:

a) Macro nutrientes; NH4NO3, KNO3 MgSO4(7H2O), KH2PO4,

CaCl2(2H2O)

b) Micronutrientes A; MnO4(4H2O), ZnSO4(7H2O), H3BO3,

NaMoO4(2H2O), KI

16

c) Micronutrientes B; CoCl2(6H2O), CuSO4(5H2O)

d) Hierros, Na2EDTA, FeSO4(7H2O)

e) Vitaminas; tiamina

f) Myo inositol

g) Reguladores de crecimiento, cantidades de acuerdo a evaluar según la

fase del experimento ver anexo de protocolos.

h) Se agregó antioxidante según necesidad.

j) Se aforó la solución.

k) Se midió el pH el cual estuvo a 5.7 para ello se utilizó solución de ácido

clorhídrico o hidróxido de sodio 0.1 N.

l) Se agregó agar (8.0 gr/Lt).

m) Se calentó en horno microondas hasta disolver el agar.

n) La solución se distribuyó en las unidades experimentales consistiendo en

tubos de ensayo 20 X 150 mm.

ñ) tubo de ensayo se rotulo según tratamiento.

o) Todas las unidades experimentales se esterilizaron en autoclave durante

25 minutos a una presión de 1.05 kg/cm cuadrado a una temperatura de

120 º C.

p) Las unidades experimentales se colocaron en el cuarto de incubación

hasta su utilización.

I.4.4.2 Inoculación de explantes

Las semillas dentro de la campana de flujo laminar se desinfectaron

superficialmente, realizándoles un lavado con agua desmineralizada estéril, seguidamente

se sumergieron por 10 minutos en hipoclorito de sodio al 3 %, se les realizo un segundo

lavado para eliminar restos de cloro en el tejido vegetal, seguidamente se colocaron en

sobre una caja de petri, y con la ayuda de un bisturí se extrajo el embrión, el cual con una

pinza se procedió a inocular dentro del medio de cultivo.

17

I.4.4.3 Análisis de variables

Para el análisis de las variables se utilizo una estadística descriptiva de los cambios

observados en los explantes en experimentación. Auxiliándose con tablas, porcentajes,

medias, de los datos obtenidos de las variables de respuesta según los materiales en

experimentación.

18

PARTE II

MARCO TEORICO

El aguacate es una fruta fresca de gran aceptación y con un mercado doméstico

creciente, con amplias oportunidades de participación en los mercados internacionales,

tanto en fresco como procesado (Ramos 2003). Autóctonos de las regiones tropicales de

América, se reconocen tres razas ecológicas: Guatemaltecos, Mexicanos, y Antillanos.

La raza Guatemalteca presenta caracteres intermedios con respecto a las otras dos razas.

La mexicana es más tolerante al frío y más sensible a los suelos salinos que la Antillana.

Los frutos de la mexicana son pequeños y contienen un alto porcentaje en aceite, mientras

que en la Antillana ocurre justo lo contrario (Casaca Á., D. 2005). Es una planta

perteneciente a la familia de las Lauráceas, cuya importancia la constituye sus frutos y se

cultiva comercialmente en muchas áreas del planeta que incluye a México, América del

Sur, Australia, Israel, Chile, África tropical, España, California y Florida (Crane, J. H. et al

1979), que debido a las múltiples hibridaciones ocurridas en diferentes ambientes

ecológicos de México y Centroamérica dieron origen al aguacate comestible, de este modo,

en las regiones americanas es donde el aguacate se cultiva desde tiempos precolombinos,

la producción proviene de fuentes distintas de árboles nativos o criollos y cultivares

selectos reproducidos asexualmente, en los cuales el sabor y los valores nutritivos varían

según el tipo ecológico (Mijares O. P. et al 1998).

El aguacate (Persea americana Mill.) es uno los cultivos mas importantes a nivel

mundial, no solo por la cantidad de toneladas producidas, sino también porque es un

cultivo que genera miles de empleos directos e indirectos y permite una alta entrada de

divisas por la exportaron de su fruto. Un árbol comercial de aguacate se compone de dos

materiales vegetales, uno llamado potainjerto sobre el cual se injerta y el otro llamado

variedad o cultivar, de esta manera el productor enfrenta dos tipos de problemas diferentes

en cuanto a problemas fitosanitarios, unos que afectan solo al portainjerto y otros que

afectan solamente a la variedad injertada.

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El aguacate ya era conocido en nuestro país desde tiempos milenarios, y todos los

indicios llevan a suponer que es aquí donde propiamente éste se originó y fue domesticado

(al igual que otros cultivos) en las partes altas del centro y oriente de México, así como en

las partes altas de Guatemala. México es uno de los países con mayor diversidad de tipos

de aguacate, y existen por lo menos 20 diferentes especies relacionadas con el aguacate;

esto puede deberse a las diferentes condiciones ambientales que existen en el país ya que

por naturaleza el aguacate tiene mecanismos que maximizan su cruzamiento con otros

tipos, incrementan la variabilidad genética y amplían la adaptación a un mayor número de

ambientes. Existen también seis especies del género Persea, todas relacionadas con

aguacate, las cuales son nativas de América.

En la especie Persea americana hay 3 razas botánicas: La Mexicana, la Guatemalteca y

la Antillana, se piensa que la raza Mexicana se originó en el área comprendida entre los

estados de Nuevo León, Michoacán, Veracruz y Puebla, mientras que la raza Guatemalteca

se originó en las tierras altas de Chiapas-Guatemala. En el caso de la raza Antillana existe

una gran controversia, ya que algunos consideran que esta raza de aguacate no se conocía

en Las Antillas a la llegada de los españoles, sino hasta que ellos lo introdujeron en 1655.

Guatemala tiene cerca de 3,300 hectáreas establecidas de cultivo de aguacate (Persea

americana mill.) las cuales producen 27,390 toneladas métricas de fruta (Rodríguez la

Torre, J., J. 2004). El consumo per. cápita, para Guatemala, El Salvador y Costa Rica es de

2.5 Kg. por persona por año, Belice, Honduras, Nicaragua y Panamá 1 Kg. Si

consideramos que Centroamérica tiene una población estimada de 32 millones de

habitantes se necesitarán 60,000 toneladas métricas para abastecer el mercado

centroamericano, esto equivale a 6,000 hectáreas de aguacate en plena producción (Casaca

Á., D. 2005). Actualmente Guatemala exporta a Centroamérica unas 4,500 toneladas

métricas anuales, siendo las variedades Hass y Booth 8 que mas demanda tienen para el

consumo, sin embargo existen otras variedades de gran interés comercial dependiendo de la

altura sobre el nivel del mar donde se localice, entre ellas: Simmons, Catalina, Guatemala,

Itzama, Nabal, Fuerte (ANACAFE 2004). A nivel internacional los principales mercados

importadores de aguacate son los países desarrollados del hemisferio norte, reportándose

20

como los más importantes a Francia con 106 mil toneladas, Estados Unidos con 78 mil y el

Reino Unido (Ramos 2003). Así mismo se reporta que la exportación total mundial en el

2001 en fresco fue de 324,000 toneladas con un valor de $ 325 millones de dólares. De

estos los principales productores fueron Chile, España, México, Estados Unidos de

América, Sudáfrica (FAO 2001).

Para Guatemala el aguacate significa un rubro importante ya que se estima un área de

2,900 a 3,200 hectáreas con una producción global de 26,000 Toneladas siendo en su

mayoría aguacates criollos no seleccionados ya que los registros indican una producción de

5,000 toneladas de aguacates mejorados en 900 hectáreas, siendo las variedades Hass,

Panchoy, Booth 8 y Azteca las más importantes. El costo promedio de producción es de

106 US$/Tm produciendo el equivalente 961 empleos permanentes las exportaciones

registradas en el periodo 93-98 fueron de 3500 a 4,500 toneladas métricas /año

destinándose el 70 % Salvador y el 27 % Honduras.

La extensión superficial estimada al año 2002 alcanzaba una cifra de 4,218 Hectáreas

con una producción de 35,650 toneladas. Estimaciones realizadas indican que en ésa misma

fecha existía un área de 2,900 a 3,200 hectáreas con una producción global de 26,000

Toneladas siendo en su mayoría aguacates criollos no seleccionados. En los últimos años

la exportación total de aguacates (criollos y mejorados) superan las 9 mil toneladas anuales,

lo cual indica que la diferencia entre los datos exportables del párrafo anterior con ésta

cantidad, sobrepasa los 5,000 toneladas que corresponden a frutas de aguacates no

mejorados. Es allí donde estriba la importancia de éste cultivo para Guatemala. Las cifras

anteriores indican también la importancia que posee esta fruta no solo en la dieta de la

población Guatemalteca sino en la economía nacional, sin embargo se tiene una balanza

comercial negativa no obstante siendo Guatemala uno de los centro de origen de

importancia de esta especie.

La importancia del aguacate para nuestro país además de económica es cultural y

ambiental ya que como ha quedado indicado es cosmopolita desarrollándose en varios

micro climas del país en donde se encuentra germoplasma de alta calidad organoléptica así

21

como de buenas características agronómicas de los árboles, sin embargo éste germoplasma

esta representado por un árbol el cual no se puede repetir por regeneración natural sino mas

bien debe intervenir la mano del hombre primero para conocer la calidad de las frutas, las

características generales de las plantas y la propagación de plantas para la formación de

nuevos huertos con árboles de calidad predeterminada. En todas las áreas del país donde

crece el aguacate, las frutas están totalmente incorporadas a la dieta diaria de los habitantes,

especialmente a la de los campesinos, quienes han sido un medio eficaz en la propagación

continua del cultivo. En diversas caracterizaciones de aguacate nativo, se ha demostrado

que en el área de Totonicapán, departamento de Guatemala existen materiales de alta

calidad y con posibilidades de ser sujetos de tomarse en cuenta para un programa de

mejoramiento genético y de propagación comercial de plantas. Además en el país, se han

realizado estudios que demuestran la importancia del germoplasma nativo de aguacate. En

Nicaragua también se han hecho esfuerzos por conocer el germoplasma nativo de

aguacate, con buenos resultado. de acuerdo a los últimos 17 años se ha venido trabajando

con éste cultivo y se tiene identificados más de 50 criollos promisorios. Además se han

implementado algunos Jardines Clonales a donde se han plantado los mejores materiales

obtenidos y que pueden ser de un gran potencial para el país (Vásquez, S. J. 2005).

Las exportaciones de los años 2,000 y 2,001 se realizaron hacia el Salvador, Honduras,

Costa Rica y Panamá, las cuales ascendieron a US$ 525,712.00 y US$ 295,851.00 mientras

que las importaciones para satisfacer la demanda nacional provinieron en su mayoría de

México haciendo un total de US$ 741,445.00 y US$ 411,422.00. Las cifras anteriores

indican también la importancia que posee esta fruta no solo en la dieta de la población

Guatemalteca sino en la economía nacional, sin embargo se tiene una balanza comercial

negativa por la demanda en la dieta alimenticia.

El aguacate mejorado ha ido tomando mucho auge en los últimos años debido a la

apertura de mercados Europeos Asiáticos y de Oceanía siendo México el líder mundial en

producción. Algunos países de Centro América y Sur América continúan cultivando

árboles nativos en un alto porcentaje.

22

De los aguacates mejorados, en Guatemala se tienen alrededor de unas 900 hectáreas, lo

cual representa un pequeño porcentaje de la producción total, es decir la mayor parte la

constituyen los criollos. Dentro de los cultivares mejorados con potencial se encuentran el

Hass, Panchoy, Booth 8, Fuerte, Chiquinquirá, Choquete, Puebla y Colín V-33. El ICTA,

que en los últimos 12 años ha venido trabajando con éste cultivo, tiene identificados mas de

50 criollos promisorios, siendo los principales el ICTA -1, ICTA-2, ICTAC honimá I,

ICTA-Patzité I al X , ICTA-Chuachituj I al XI, ICTA-Xecamantux I al III, ICTA-Casa

Blanca III al VI, ICTA- Xecajá I al VI, ICTA- Nimtzituj I, ICTA- Chonimatux I y II ,

ICTA - Pueblo viejo y otros. Para aumentar la eficiencia de producción es necesario

incorporar diversas prácticas culturales, como podas, aplicaciones de fertilizantes y

biorreguladores vegetales, entre otras, en los huertos de aguacate es necesario conocer el

tiempo en que las yemas y brotes alcanzan la determinación irreversible a floración

(Vásquez S. J. 2002).

Para establecer plantaciones comerciales el aguacate se propaga vegetativamente

utilizando diversos tipos de injerto, el más empleado es el de enchape lateral sobre

patrones criollos de 4 a 6 meses de edad, cuando estos alcanzan un diámetro de 1

centímetro y a 10 centímetros de la base, así mismo se puede emplear el de hendidura

sobre porta injertos de 15 a 30 días de edad (Vargas et al. 1999), sin embargo existen

riesgos en cuanto a la aparición de enfermedades provocadas por diversos géneros de

hongos como Colletotrichum gloesporioides que provoca la antracnosis que produce la

muerte descendente y pudrición del injerto (Tamayo M., P. 2004). Empleando este

método de propagación en un estudio realizado en Colombia la precocidad de producción

bajo de 6-7 años a solo 2 años en árboles injertados (Lozano T., C. 2004). De igual forma

se puede propagar por semilla, por estaca y por acodo. Los dos últimos métodos de

propagación no son usados; uno por no ser seguro en sus resultados, y el otro por ser muy

tardado.

Las semillas deben provenir de frutas sanas, de buen tamaño, cosechadas directamente

del árbol. Su viabilidad dura hasta tres semanas después de extraída de la fruta. Es

recomendable cortar la parte angosta de la semilla, en un tramo de una cuarta parte del

23

largo total, para ayudar así a la salida del brote y para hacer una primera selección, ya que

el corte permite eliminar las semillas que no presenten el color natural blanco amarillento,

debido a podredumbre, lesiones o cualquier otro daño. Inmediatamente después de

cortadas, se siembran en el semillero previamente preparado colocándolas sobre el extremo

ancho y plano de modo que la parte cortadas quede hacia arriba. Las semillas empiezan a

brotar aproximadamente treinta días después de sembradas. Generalmente las plantas están

listas para ser trasplantadas al vivero, a los treinta días después de la germinación (Ruiz

Valencia, G. 1912).

El aguacate presenta enfermedades severas que en casos extremos provocan la muerte

del árbol y en general, una disminución en la producción que varía del 10 al 40 por ciento y

una reducción en la calidad del fruto entre un 15 y 30 por ciento. La tristeza del aguacatero

o pudrición de la raíz causada por Phytophthora cinnamomi Rands es una de las

enfermedades mas destructivas en los huertos de aguacate en todo el mundo y ha sido el

factor económicamente limitante a la producción en países tales como Australia, México,

Sudáfrica, EUA, y en países productores de aguacate.

En el aguacate como en otros frutales, el uso y desarrollo de portainjertos es con la

finalidad de cultivar árboles bajo condiciones adversas del suelo o para conferir a la

variedad alguna cualidad de interés agronómico (Muñoz, et al. 1997). Además al realizar

injertos de material adulto injertado sobre material juvenil, se logra una juvenibilidad de la

variedad/patrón lo que muestra una capacidad de enraizamiento intermedio (López

Encinas C. 1999). Con la injertación se puede llegar a tener más tempranamente

diferenciación floral; es decir, el árbol será más precoz. Las plantas injertadas pueden

entrar en fructificación en el mismo año o de uno a dos años; mientras las no injertadas

después de varios años (Avilan R., L. 2000). Esto como producto de la edad fisiología del

conjunto en el cual el estado juvenil se expresa en crecimiento, desarrollo y productividad

(Avilan R., L. Et al 1999).

Los materiales de los grupos Mexicano y Antillano para completar su ciclo de

fructificación requieren entre 1 963 y 2 852 grados-día; los Guatemaltecos entre 3 848 y 4

24

254 grados-días, mientras los híbridos interraciales valores intermedios. Dadas las

condiciones climáticas de la región se recomienda, al plantar, intercalar variedades de tipo

floral diferentes (`A' y `B'), el empleo de colmenas de abejas durante el período de

floración, y buscar alternativas como el uso de reguladores de crecimiento (hormonas) para

inducir floraciones en función de la mejor época de cosecha para la comercialización de los

frutos.

La mayor ocurrencia de floración ocurre entre los meses de noviembre y marzo. Entre

los materiales de un mismo grupo racial o interracial se presentan diferencias entre los

períodos de ocurrencia y la extensión del proceso. El período de reposo que precede al

desarrollo productivo se ubica en los meses de noviembre y febrero, cuando la

precipitación es escasa o nula y se presentan las temperaturas mínimas más bajas de año. El

ciclo floral se cumple en forma sincronizada, aunque en algunos materiales del grupo

interracial Guatemalteco por Antillano se presenta un bajo porcentaje (20%) de traslape o

solapamiento en días nublados y lluviosos. Entre los insectos polinizadores, la abeja Apis

mellifera es el más activo.

Las plantaciones se forman con patrones silvestres con los que se injerta material

seleccionado. La producción se inicia a los cuatro o cinco años, estabilizándose a los ocho

o diez años, continuando por unos cincuenta o más. El aguacate prefiere suelos sueltos,

ricos en materia orgánica bien drenados. Con lluvias de mil a dos mil milímetros anuales.

Los modernos métodos de selección y producción hacen que las plantaciones rindan un

promedio de 13 a 26 toneladas por hectárea al año. El aguacate requiere una nutrición

balanceada para obtener una producción óptima.

Con el objeto de evitar la perdida de árboles en huertos de aguacate, las tecnologías

desarrolladas se han enfocado a la propagación homogénea de los materiales, a su

conservación (in situ) y en lo referente al mejoramiento genético tradicional, se han

buscado primeramente la manera de identificar materiales con características agronómicas

importantes, para utilizarlos como portainjertos de variedades comerciales de aguacate.

Los materiales criollos de cualquier especie son fuente de riqueza genética para el estudio,

aislamiento e identificación de genes útiles para la generación de nuevas variedades.

25

Tomando en consideración que para la comercialización de los frutos, estos deben ser

fieles al tipo del cultivar (según normas de calidad) se plantea la necesidad de buscar

alternativas o materiales que puedan inducir características deseables con relación al menor

porte de las plantas, para así facilitar altas densidades de población, esto debido a que la

mayoría de árboles no replica las características de la planta madre cuando se propaga por

semilla, esto significa que una semilla generalmente no producirá una planta con las

mismas características de la variedad que las produjo (Avilan R. et al 1999).

Los injertos requieren como condiciones principales, para prender: que sean afines a

las plantas que se injertan; que estén en savia, y que entre ciertos límites, sean de semejante

período vegetativo. El injerto de pua es el método que se utiliza con más frecuencia

aunque el lateral también se utiliza. Como patrones se utilizan arboles jóvenes vigorosos,

mientras que las yemas terminales se utilizan como injertos. Los injertos son más exitosos

si se realizan en los meses más frescos noviembre, diciembre, enero o febrero. Los árboles

establecidos se pueden injertar después de que se podan completamente a una altura de 3 a

4 pies y se transforman en tocones, estos tocones se injertan con las púas de las variedades

seleccionadas. Los árboles injertados comienzan a producir a los tres o cuatro años,

promediando una cosecha cuando son adultos de dos a tres cajas de cincuenta y cinco libras

por año, sin embargo, con un buen cuidado se pueden esperar producciones mayores

(Ruiz Valencia, G. 1912).

El fruto del aguacate tiene un alto valor nutritivo, ya que estudios realizados muestran

que cada 100 gramos de pulpa, contiene 152 calorías, 1.6 gramos de proteínas, 15.6

gramos de grasa, 4.8 gramos de hidratos de carbono, además calcio, fósforo, hierro y otros

elementos como tiamina, riboflavina y acido ascórbico. Como complemento a lo anterior la

fruta presenta de forma general las siguientes características en el contenido nutricional:

Presenta altas Calorías, (10 gramos de pulpa proporciona 150 a 300

calorías), Grasa Natural (5-30 %), Proteínas (1-4.6%), Hidratos de Carbono(0.3 al

4 %), Vitaminas (A,B,C,D,E y K) y Minerales( 5.31 % solo de Calcio Fósforo y

hierro) que contribuyen a la dieta alimenticia y por ello se han abierto mercados

26

importantes en el mundo como Inglaterra, Francia, Alemania, Italia,

Bélgica, los países bajos y otros del continente Europeo.

El desarrollo y empleo de programas de mejoramiento de aguacate impone la

necesidad de establecer metodologías para la multiplicación vegetativa, para el cultivo de

embriones maduros e inmaduros, y para el microinjerto in vitro, investigaciones en estas

direcciones no solo en aguacate sino en muchos frutales se están desarrollando en

diferentes países a escala mundial (Rodríguez et al. 1999).

El uso de alternativas biotecnológicas puede ser de gran interés en programas de mejora

de aguacate, como la utilización de la microinjertación que es una combinación de cultivo

in vitro en asepsia total, con la técnica de micropropagación a nivel del tejido

meristemático, más la injertación convencional, para obtener plantas libres de virus; es

decir, la transferencia de un ápice meristemático de una planta a un patrón in vitro (Ríos G.,

A. 1982). La micropropagación sería de utilidad para la producción a gran escala de

plantas clonales, mientras que la inducción de variantes somaclonales podría ser un camino

para seleccionar material tolerante a patógenos del suelo especialmente, si tenemos en

cuenta que la tolerancia a Phytophtora cinnamomi ocurre a nivel celular de forma similar a

lo observado en la planta completa (Pliego A. F et al. 1999).

Rodríguez la torre (1999) cultivo embriones inmaduros y maduros de diferentes

cultivares de aguacate (Persea americana Mill.) utilizando el medio mineral de Murashige

y Skoog (1962) a la mitad de su concentración, con la adición de 0.5 mg/Lt de BA (6-

bencil aminopurina) en un caso y de 0.5 mg/Lt de BA y de GA3 (ácido giberélico) en el

otro. Raharjo (2001) microinjerto brotes de 3 a 6 mm de longitud, desarrollados a partir

de embriones somáticos, en patrones francos ‘Booth’ y ‘Lula’ de 3 a 4 semanas germinados

in vitro, con un porcentaje de éxito próximo al 70%. Dalsaso (1988) estudio la

regeneraci6n y multiplicación in vitro de Persea americana cv. 'Fuerte' por medio de

yemas axilares y de microestacas, determinó el efecto de diferentes concentraciones de

reguladores (BAP, IBA, GA3) y dos combinaciones de sales minerales, MS y N45K sobre

la respuesta de explantes. El mejor crecimiento y la formación de tallos se obtuvieron al

27

utilizar 2.0 mg/L de BAP y 0,5 mg/L de AIB tanto a partir de yemas como de microestacas.

Pliego A. (1999) realizo trabajos en explantes juveniles de aguacate los cuales proliferaron

adecuadamente in vitro en presencia de 4,44 M benciladenina, también logro el

enraizamiento de material juvenil tras incubar los brotes durante 3 días en presencia de

ácido indol-3-butírico, 4,92 M, y posterior transferencia a un medio sin auxina.

La microinjertacion es una técnica de propagación para diversos cultivares de

aguacate (Persea americana Mill.) la cual garantiza la sanidad de las plantas, fidelidad a

las características varietales, mayores tasas de multiplicación respecto a las metodologías

de propagación e injertacion tradicionales. Por lo tanto, es una alternativa viable para la

modernización y mejoramiento de la competitividad en la propagación e injertacion de

diversos cultivares.

28

PARTE III RESULTADOS

III.1 FASE DE ESTABLECIMIENTO DE EMBRIONES IN VITRO

III.1.1 Clones seleccionados de Aguacate colectados en el

municipio de Antigua Guatemala departamento de

Sacatepequez.

Cuadro 1. Resumen clones seleccionados, colectado en el municipio de

Antigua Guatemala departamento de Sacatepequez

Clon Variables de respuesta 5 10 15 20 30 días

Arévalo (AR)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%

Germinación del embrión ----- ----- ----- X ------

Enraizamiento del patrón ----- ----- ----- X ------

Crecimiento y desarrollo 1.1cm 1.5cm 1.8cm 2.2cm 2.9cm

Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 3.5cm, diámetro: 1.1mm

Antigua 1 (A1)

Contaminación 0% 0% ----- 0% 0%

Oxidación 0% ----- 0% ---- 0%

Germinación del embrión ------ ----- X ------ -------

Enraizamiento del patrón ------ ------ X ------ -------

Crecimiento y desarrollo 1cm 1.2cm 1.4cm 1.7cm 2.5cm


Pavón 1 (PA1)

Contaminación 4% 8% --- 10% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%

Germinación del embrión ----- X ------ ------ --------

Enraizamiento del patrón ----- ----- X ------- --------



Pavón 2 (PA 2)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%


Enraizamiento del patrón ----- X ----- ------- --------



Pavón 3 (PA 3)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%


Enraizamiento del patrón ----- ----- X ------- --------


Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 8cm, diámetro: 4mm

29

Continuación cuadro No. 1

Vuelta grande 1

(Vg 1)

Contaminación 7% 10% --- 14% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%

Germinación del embrión ----- ------ X ------ --------

Enraizamiento del patrón ----- ----- ---- X --------


Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 7.5cm, diámetro: 4mm

Vuelta grande 2

(Vg 2)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%

Germinación del embrión ----- ------ X ------ --------

Enraizamiento del patrón ----- ----- ---- X --------


Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 8cm, diámetro: 5mm

Vuelta grande 3

(Vg 3)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%

Germinación del embrión ----- X ---- ------ --------

Enraizamiento del patrón ----- ----- X ----- --------


Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 9.3cm, diámetro: 5mm

Vuelta grande 4

(Vg 4)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%




Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 8-4cm, diámetro: 3mm

Vuelta grande 5

(Vg 5)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%




Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 6cm, diámetro: 2mm Fuente: FODECYT 61 2006

30

III.1.2 Clones seleccionados colectados en el municipio de San Juan

Alotenango, departamento de Sacatepequez

Cuadro 2. Resumen clon seleccionado, colectado en el municipio de San Juan

Alotenango, departamento de Sacatepequez (clave AT)

Variables de respuesta 5 10 15 20 30 días

Contaminación 33% 50% --- 50% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%




Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 4.0cm, diámetro: 1.2mm Fuente: FODECYT 61 2006

III.1.3 Clones seleccionados, colectados en el municipio de San Juan

Comalapa, departamento de Chimaltenanago.

Cuadro 3. Resumen clones seleccionados, colectados en el municipio de San

Juan Comalapa, departamento de Chimaltenango.


Chichali

(CHI)

Contaminación 14% 14% --- 14% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%





Panamus 2

(PAN 2)

Contaminación 10% 10% --- 10% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%





31

III.1.4 Clones seleccionados colectados en el municipio de Patzun

departamento de Chimaltenango.

Cuadro 4. Resumen clon seleccionado colectado en el municipio de Patzun

(clave PT) departamento de Chimaltenango


Contaminación 20% 20% --- 20% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%





III.1.5 Clon seleccionado, colectado en el municipio San Bartolomé Milpas

Altas departamento de Sacatepequez

Cuadro 5. Resumen clon seleccionado colectado en el municipio de San

Bartolomé Milpas Altas departamento de Sacatepequez San José (clave SJ)


Contaminación 14% 17% --- 18% ------

Oxidación 9% ----- 13% --- 15%





32

III.1.6 Clones seleccionados, colectados en el municipio de San Martín

jilotepeque departamento de Chimaltenango.

Cuadro 6. Resumen clones seleccionados, colectados en el municipio de San Martín

Jilotepeque (clave SMJ) departamento de Chimaltenango


San Martín (SMJ1)

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%





San Martín (SMJ 2)

Contaminación 0% 0% --- 14% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 0%

Germinación del embrión ----- ---- X ------ --------

Enraizamiento del patrón ----- ----- ----- X --------



San Martín (SMJ 3)

Contaminación 0% 0% --- 14% ------

Oxidación 10% ----- 10% --- 10%


Enraizamiento del patrón ----- ----- X ---- --------



III.1.7 Clones seleccionados, colectados en el municipio de San Miguel

Dueñas departamento de Sacatepequez.

Cuadro 7. Resumen clon seleccionado, colectado en el municipio de San

Miguel Dueñas (clave SMD) departamento de Sacatepequez


Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 0% ----- 0% ---- 20%




Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 7.8cm, diámetro: 3mm Fuente: FODECYT 61 2006

33

III.1.8 Clones seleccionados, colectados en el municipio de Parramos

departamento de Chimaltenanago.

Cuadro 8. Resumen clones seleccionados, colectados en el municipio de Parramos

(clave Pa) departamento de Chimaltenango


Pa1

Contaminación 0% 0% --- 0% ------

Oxidación 17% ----- 17% --- 17%





Pa2

Contaminación 0% 0% --- 14% ------

Oxidación 0% ----- 0% --- 20%


Enraizamiento del patrón ----- ----- X ------ --------



Pa3

Contaminación 75% 88% --- 88% ------

Oxidación 75% ----- 88% --- 10%





Pa4

Contaminación 67% 67% --- 67% ------

Oxidación 75% ----- 88% --- 10%





III.2 FASE DE PROPAGACION DE VARIEDADES HASS, BOOTH 8.

III.2.1 Propagación variedad Hass

Cuadro 9. Resumen clon variedad Hass


Contaminación 10% 10% --- 10% ------

Oxidación 5% ----- 5% ---- 5%

Crecimiento y desarrollo 1.0.cm 1.8cm 1.9cm 2.1cm 3.5cm

Altura y diámetro del brote Altura para injerto 5cm, diámetro: 3.0mm Fuente: FODECYT 61 2006

34

III.2.2 propagación variedad Booth 8

Cuadro 10. Resumen clon de la variedad Booth 8


Contaminación 15% 15% --- 15% ------

Oxidación 3% ----- 3% ---- 3%

Crecimiento y desarrollo 1.5.cm 1.8cm 1.2.1cm 2.5cm 3.6cm

Altura y diámetro del brote Altura para injerto 6cm, diámetro: 3.2mm Fuente: FODECYT 61 2006

III.3 FASE DE MICROINJERTO

III.3.I Patrón - Hass

Cuadro 11. Resumen de respuesta en promedios de clones microinjertado

variedad Hass


Arévalo (AR)

Oxidación 0% ---- 0% ---- 0%

Prendimiento ---- ---- ---- ---- 80%

Crecimiento y desarrollo ---- ---- ---- ---- 4.2 cm

Antigua 1 (A1)

Oxidación 0% ---- 0% ---- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%

Crecimiento y desarrollo -- ---- ---- ---- 3.2cm

Pavón 1 (PA1)

Oxidación 0% --- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


Pavón 2 (PA2)

Oxidación 0% --- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 100%


Pavón 3 (PA3)

Oxidación 0% ---- 0% ---- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 80%


Vuelta grande 1(Vg1)

Oxidación 5% ---- 5% --- 5%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


Vuelta grande 2(Vg2)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 100%


35

Continuación cuadro 11

Vuelta grande3(Vg3)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 100%


Vuelta grande5(Vg5)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


San Juan Alotenango

(AT)

Oxidación 5% ---- 5% --- 5%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 60%


Chichali (CHI)

Oxidación 8% ---- 8% --- 8%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


Panamus 2 (PA 2)

Oxidación 7% ---- 7% --- 7%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 60%


Patzun (PTZ)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


San José (SJ)

Oxidación 9% ---- 9% --- 9%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 80%


San Martín Jilotepeque 1

(SMJ 1)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 70%



(SMJ 2)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 100%


San Miguel Dueñas

(SMD)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 40%

Crecimiento y desarrollo -- ---- ---- ---- 2.8cm Fuente: FODECYT 61 2006

36

III.3.2 Patrón – Booth 8

Cuadro 12. Respuesta de clones microinjertado con la variedad Booth 8


Arévalo (AR)

Oxidación 0% ---- 0% ---- 0%

Prendimiento ---- ---- ---- ---- 70%

Crecimiento y desarrollo ---- ---- ---- ---- 5.2 cm

Antigua 1 (A1)

Oxidación 0% ---- 0% ---- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 80%


Pavón 1 (PA1)

Oxidación 0% --- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 80%


Pavón 2 (PA2)

Oxidación 0% --- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


Pavón 3 (PA3)

Oxidación 0% ---- 0% ---- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


Vuelta grande 1 (Vg 1)

Oxidación 7% ---- 7% --- 7%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 80%



Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 100%


Vuelta grande3 (Vg 3)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%



Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 80%


San Juan Alotenango (AT)

Oxidación 4% ---- 4% --- 4%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 70%


37


Chichali (CHI)

Oxidación 2% ---- 2% --- 2%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


Panamus 2 (PA 2)

Oxidación 6% ---- 6% --- 6%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 70%


Patzun (PTZ)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 90%


San José (SJ)

Oxidación 1% ---- 1% --- 1%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 40%



(SMJ)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 60%



(SMJ2)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 100%


San Miguel Dueñas

(SMD)

Oxidación 0% ---- 0% --- 0%

Prendimiento -- ---- ---- ---- 50%

Crecimiento y desarrollo -- ---- ---- ---- 2.8cm Fuente: FODECYT 61 2006

38

III.4 FASE DE ACLIMATACIÓN

III.4.1 Variedad Hass

Cuadro 13. Resumen fase de aclimatación variedad Hass.

Clon Variables de respuesta 1dia 15 días 30dias

Arévalo (AR)

Sobrevivencia 100% 40% 30%

Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Antigua 1 (A 1)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Pavón 1 (PA 1)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Pavón 2 (PA 2)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Pavón 3 (PA 3)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Vuelta Grande 1

(Vg 1)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Vuelta Grande 2

(Vg 2)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Vuelta Grande 3

(Vg 3)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Vuelta Grande 5

(Vg 5)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San Juan Alotenango

(AT)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

39


Chichali (CHI)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Panamus 2 (PA 2)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Patzun (PTZ)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San José (SJ)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San Martín

Jilotepeque 1

(SMJ 1)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San Martín

Jilotepeque 2

(SMJ 2)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San Miguel Dueñas

(SMD)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X Fuente: FODECYT 61 2006

40

III.4.2 Variedad Booth 8

Cuadro 14. Resumen fase de aclimatación variedad Booth 8.

Clon Variables de respuesta 1dia 15 días 30dias

Arévalo (AR)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Antigua 1 (A 1)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Pavón 1 (PA 1)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Pavón 2 (PA 2)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Pavón 3 (PA 3)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X



Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X



Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X



Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X



Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San Juan Alotenango (AT)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

41


Chichali (CHI)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Panamus 2 (PA 2)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

Patzun (PTZ)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San José (SJ)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X


(SMJ 1)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X


(SMJ 2)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X

San Miguel Dueñas (SMD)


Daños 0% 0% 0%

Tiempo ---- ---- X Fuente: FODECYT 61 2006

42

III.5 DISCUSIÓN DE RESULTADOS:

Para el establecimiento de embriones de aguacate criollo, en medios enriquecidos

con sales minerales del medio basal Murashige y Skoog (1962) al 100%, fue necesario

suplementarlo con el antioxidante carbón activado en la dosis de 10,000 mg/L, esto

debido que los embriones presentaron liberación de alcoholes con lo cual se observo la

oxidación del explante, al agregarle el antioxidante esta liberación se contrarrestó haciendo

que el carbón activado absorbiera los alcoholes liberados por los embriones.

Al medio utilizado se le agrego reguladores de crecimiento en las siguientes

concentraciones; 2.5 mg/L de IBA + 1.5 mg/L de BAP y 0.05 mg/L de GA3. Estas

concentraciones se tomaron de base según lo experimentado por Rodríguez de la torre

(1999) el cual cultivo embriones inmaduros y maduros de diferentes cultivares de aguacate

utilizando el medio mineral Murashige y Skoog (1962) a la mitada de su concentración y

adicionando 0.5 mg/Lt de BA y de 0.5 mg/Lt de GA3.

A los 30 días de sembrados los embriones se observo la presencia de oxidación en

los clones: Parramos 4 (Pa 4) 67%, San Juan Alotenango (AT) 50%, Chichali 40%,

Patzun (PTZ) 20%, San José (SJ) 18%, Vuelta grande 1 (Vg 1) 14%, Parramos 2 (Pa 2)

14%, San Martín (SMJ 2) 14%, San Martín 3 (SMJ 3) 14%, Parramos 3 (Pa 3) 10%,

Pavón 1 (PA1) 10%, Panamus (PAN 2) 10%, lo anterior nos demuestra que existen

diferencias en cuanto a la respuesta de los embriones a la oxidación, esto tiene relación con

el estado de madures de los frutos y de los embriones al momento de ser inoculados en el

medio de cultivo, debido que frutos con mas tiempo en los árboles la respuesta de

germinación fue mejor pero fueron mas susceptibles a la liberación de alcoholes lo que

provoco una oxidación con mas presencia. Sin embargo la oxidación no afecto

significativamente en la sobrevivencia de los embriones. Pero si en el la germinación de los

embriones.

En las variedades comerciales propagadas in vitro se obtuvo un 5% de oxidación en

la variedad Hass contra un 3% de la variedad Booth 8, obteniéndose una mejor respuesta

de desarrollo y crecimiento de las yemas en la variedad Booth 8. Se observo que la

variedad Booth 8 presenta más oxidación pero en la formación de brotes es superior a la

variedad Hass.

43

La contaminación no afecto en gran porcentaje a los explantes establecidos in vitro

y las unidades experimentales contaminadas se debió a una mala manipulación de los

utensilios de laboratorio y a una mala desinfección de las secciones vegetales. Sin embargo

cuando los frutos presenta una excesiva maduración la pulpa puede degradarse con lo cual

puede perjudicar el estado de sanidad de la semilla.

Los mejores clones que respondieron a la microinjertación con la variedad Hass

fueron Pavón 2 (PA 2), Vuelta Grande 2 (Vg 2), Vuelta Grande 3 (Vg 3), San Martín

Jilotepeque2 (SMJ 2), todos presentaron un 100% de prendimiento de la variedad con buen

desarrollo de los brotes, y para la variedad Booth 8 los mejores clones con buen

crecimiento y desarrollo fueron; Vuelta Grande 2 (Vg 2), San Martín Jilotepeque 2 (SMJ 2)

ambos presentaron un 100% de prendimiento.

Además de los clones anteriores se pueden mencionar a un segundo grupo por

presentar una buena compatibilidad con las variedad Hass los cuales son: Antigua 1 (A 1),

Pavón 1 (PA 1), Vuelta grande 1 (Vg 1), Vuelta grande 5 (Vg 5), Chichali (CHI), Patzun

(PTZ), estos presentaron un 90% de prendimiento con la variedad con buen crecimiento y

desarrollo de los brotes y para la variedad Booth 8 los clones con buena compatibilidad

fueron: Pavón 2 (PA 2), Pavón 3 (PA 3), Vuelta grande 3 (Vg 3), Chichali (CHI), Patzun

(PTZ).

Un tercer grupo de clones fueron los que presentaron un 80% de prendimiento, para

la variedad Hass se tienen: Arévalo (AR), Pavón 3 (PA 3), San José (SJ), para la variedad

Booth 8; Antigua 1 (A 1), Pavón 1 (PA 1), Vuelta Grande 1 (Vg 1), Vuelta Grande 5 (Vg

5). Estos grupos respondieron de acuerdo a características genotípicas de cada uno de

los clones los cuales expresaron, vigorosidad en los brotes, observándose que existen

clones que presentan una excelente compatibilidad en las dos variedades de estudio siendo

ellas: Vuelta Grande 2 (Vg 2), San Martín Jilotepeque 2 (SMJ 2).

Puede mencionarse que existe un grupo que no presento buena adaptabilidad en

cuanto al prendimiento de las variedades, aunque se obtuvo respuesta pero no en un cien

44

por ciento, por lo que se podrían descartar al momento de realizar una selección, en este

grupo se puede mencionar aquellos que presentaron igual o menos del 50% de

prendimiento siendo los siguientes: San Miguel Dueñas (SMD) para la variedad Hass y

Booth 8, San José (SJ), para la variedad Booth 8.

El resto de clones se encuentra en el rango de respuesta de compatibilidad del 50%

al 70%, por los que su utilización se ve limitada al existir clones de mejor respuesta en

cuanto a la compatibilidad con la variedad.

Los mejores microinjertos que sobrevivieron durante 30 días aclimatados bajo

invernadero corresponden a: Pavón 1 (PA 1), Pavón 2 (PA 2), San Martin Jilotepeque 1

(SMJ), estos utilizados como patrón de la variedad Hass y de patrones de la variedad Booth

8 se encuentran: Vuelta grande 1 (Vg), Chichali (CHI), estos clones presentaron un 100%

de sobrevivencia influyendo directamente.

Como segundo grupo se tiene como porta injertos para la variedad Hass a: Vuelta

grande 1 (Vg 1), Vuelta grande 5 (Vg 5), Chichali (CHI), Panamus 2 (PA 2), San Martín

Jilotepeque 2 (SMJ 2), para la variedad Booth 8, Pavón 1 (PA 1), Vuelta grande 3 (Vg 3),

Panamus 2 (PA 2), todos estos portainjertos presentaron un 90% de sobrevivencia a los 30

días bajo condiciones de invernadero.

Un tercer grupo de portainjertos es el que presento un 80% de sobrevivencia, para la

variedad Hass se tienen los siguientes clones: Pavón 3 (PA 3), Vuelta Grande 3 (Vg 3), en

la variedad Booth 8 como portainjertos se tienen; Vuelta Grande 5 (Vg 5), San Martin

Jilotepeque 1 (SMJ). El resto de portainjertos presentaron porcentajes abajo del 80 por

ciento, teniéndose únicamente que el portainjerto san José con la variedad Booth 8 no

sobrevivieron los injertos y en la variedad Hass la respuesta de aclimatación fue muy baja

obteniéndose un 10% de sobrevivencia, debido que las plantas sufrieron un estrés cuando

fueron cambiadas de medio a sustrato.

45

PARTE IV

IV.1 CONCLUSIONES

IV.1.1 Se determino que los mejores clones que se adaptaron como porta

injertos en la microinjertación en la variedad Hass y Booth 8 fueron;

Vuelta Grande 2 (Vg2), San Martín Jilote peque 2 (SMJ2) ambos

con un 100% de prendimiento.

IV.1.2 Se obtuvieron clones con caracteres superiores los

cuales presentaron una buena compatibilidad con las variedades en

estudio, obteniéndose respuesta en los clones siguientes; Vuelta

Grande 2 (Vg 2), San Martín Jilotepeque 2 (SMJ 2) estos

clones presentaron un 100 % de respuesta, los clones

codificados como Antigua 1 (A 1), Pavón 1 (PA 1), Vuelta Grande 1

(Vg 1), Vuelta grande 5 (Vg 5), Chichali (CHI), Patzun (PTZ),

Pavón 2 (PA 2), Pavón 3 (PA 3), Vuelta grande 3 (Vg 3), Chichali

(CHI), Patzun (PTZ) presentaron un 90% de compatibilidad, y los

clones codificados como Arévalo (AR), Pavón 3 (PA 3), San José

(SJ), para la variedad Booth 8; Antigua 1 (A 1), Pavón 1 (PA 1),

Vuelta Grande 1 (Vg 1), Vuelta Grande 5 (Vg 5) presentaron un

80% de prendimiento. Estos clones respondieron de acuerdo a

características genotípicas observándose en la vigorosidad de los

brotes.

IV.1.3 Los microinjertos libres de enfermedades con la variedad Hass que

sobrevivieron bajo condiciones de invernadero son: Pavón 1

(PA 1), Pavón 2 (PA 2), San Martín Jilotepeque 1 (SMJ), y

para la variedad Booth 8 : Vuelta grande 1 (Vg), Chichali (CHI),

estos clones presentaron un 100% de sobrevivencia.

46

IV.1.4 Utilizando el cultivo in vitro es posible propagar vegetativamente

clones de aguacate para ser utilizados en la microinjertacion por lo

que se acepta la Hipótesis.

47

IV.2 RECOMENDACIONES

IV.2.1 Para propagar masivamente portainjertos criollos seleccionar los

clones de aguacate que han sido superiores en cuanto a la

compatibilidad de prendimiento con las variedad en estudio.

IV.2.2 Evaluar dosis de reguladores de crecimiento, IBA, BAP, GA3 en los

clones con poco crecimiento y desarrollo, para aprovecharlos

como patrones de las variedad en estudio.

IV.2.3 En la fase de aclimatación, evaluar sustrato de arena asociada con

humedad, para favorecer la sobrevivencia de las plantas.

IV.2.4 Implementar nebulizadores para evitar la deshidratación del tejido

de las plantas favoreciendo su sobrevivencia.

IV.2.5 Se recomienda utilizar los patrones criollos que mejor adaptabilidad

presentaron en el proceso de la microinjertacion in vitro.

48

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. ANACAFE (2004). Cultivo del aguacate (Persea americana Mill). Programa de

diversificación de ingresos en la empresa cafetalera.

2. Avilan R., L. (2000) El patrón y su importancia en la fruticultura. FONAIAP –

CENIAP Centro Nacional de Investigaciones Agropecuarias. Maracay Venezuela.

3. Avilan R., L., Marín C. R., Rodríguez R., Ruiz J. (1999) Efecto del patrón e injerto

intermedio sobre el "tipo" del fruto de aguacate cv. Nelan. Agronomía tropical

49(4):475-489.

4. Avilan R., L., Marín C. R., (1989) La fertilización del aguacatero. FONAIAP –

CENIAP, Centro Nacional de Investigaciones Agropecuarias. Maracay

Venezuela No. 31.

5. Crane, J. H, Balerdi, C. F, Campbell C. W. (1979) El aguacate en florida. Institute of

Food and Agricultural Sciences, University of Florida.

6. Casaca Á., D (2005) El cultivo del aguacate. Guías tecnológicas de frutas y verduras.

Secretaria de agricultura y ganadería San José Costa Rica. 12 p.

7. Dalsaso L., Guevara, E. (1988) Mmultiplicación clonal in vitro del aguacate (Persea

americana) cv. 'Fuerte' Agronomía Costarricense 13(1): 61-71.

8. Food and Agricultural Organitation of the Unites nations (2001) production Year

Book.

9. González M., P. González j., Zamora V. Rodríguez I. (1977). Introducción en Cuba

del microinjerto in vitro de ápices de brotes en el género Citrus y géneros afines

como una forma de obtener plantas libres de virus. Agrotecnia de Cuba 9(2): 61-71.

10. Hernández Soto, S. (2003) Evaluación de diversos parámetros que afectan el

Prendimiento de ápices caulinares de cítricos injertados in vitro. Instituto nacional

de innovación y transferencia en tecnología agropecuaria, Alcances tecnológicos,

Buenos Aires Argentina. 1 (1).

11. Lozano T., C. (2004) La muerte precoz de árboles de aguacate en Colombia.

Corporación Colombiana de investigación agropecuaria, corpoica. ASCOLFI vol.

30 No. 5.

12. López Encinas C. (1999) Juvenilidad y rejuvenecimiento de plantas cultivadas in vitro

E. E. La Mayora (CSIC).

13. Mijares O. P., López L. L., (1998) Variedades de aguacate y su producción en

México. Memoria fundación Salvador Sánchez Colin CICTAMEX Coatepec

Harinas, México. 11 p.

49

14. Muñoz, P, B., Rogel C. I. (1997). Ensayos sobre propagación clonal de portainjertos

de aguacate. Fundación Salvador Sánchez Colin, Journal CICTAMEX No. 6

15. Murashige, T., Skoog, F. (1962) A revised Medium for rapid Growth and Bioassays

with tobacco Tissue Cultures. Physiologia Plantarum 15:473-497.

16. Pliego A. F., Barceló M., Pérez S., E. Nieto G. Sánchez R., Peran Q. R. (1999) la

micropropagación en la mejora de patrones de aguacate (persea americana mill.

problemas y limitaciones. Chapingo Serie Horticultura 5: 239-244.

17. Raharjo S., Linz, R., E. (2001) Rescate de aguacates transformados genéticamente

mediante microinjerto. V Congreso mundial del aguacate. Tropical Research and

Education Center, University of Florida. Abstract p 378.

18. Ramos, N. J. (2003) perspectivas de la red aguacate 2003. Fideicomisos instituidos en

relación con la agricultura. Banco de México.

19. Ríos G., A. (1982) Biotecnología aplicada al desarrollo de frutales y sus

perspectivas en la fruticultura. Memorias primera jornada académica

agroindustrial y Biotecnológica. Facultad de ingeniería industrial, profrutales

limitada Colombia.

20. Rodríguez la Torre, J., J. (2004) Evaluación de resistencia de patrones criollos de

aguacate (Persea americana mill.) a Phytophthora cinnamomi Rands bajo

condiciones de laboratorio. Tesis Ing. Agr. Facultad de ciencia Ambientales y

Agrícolas, Universidad Rafael Landivar. Guatemala 48 p.

21. Rodríguez N, N., Capote M., Zamora V., (1999) Cultivo in vitro del aguacatero

(Persea americana Mill.) Revista Chapingo serie Horticultura 5: 231-237. 22. Ruiz Valencia, G. (1912) Cultivo y Explotación del Aguacate. Boletín Numero 71 de

la Estación Agrícola Central. México, boletín No. 71. 70 p.

23. Tamayo M., P. (2004) Enfermedades poscosecha del aguacate y la curaba, corporación

Colombiana de investigación agropecuaria, corpoica. ASCOLFI vol. 30 No. 5.

24. Vargas O., Alix C., Lobo D. (1999) Frutales y condimentarías del trópico húmedo.

Primera edición. Honduras: centro Universitario Regional del litoral atlántico.

26. Vásquez, S. J. (2005). identificación de aguacate nativo y formación de jardines

clonales con aguacate nativo seleccionado, ICTA. Quetzaltenango, Guatemala.

pp. 11

25. Vásquez S. J. (2002). Recomendaciones técnicas para el cultivo del Aguacate. Labor

Ovalle, Olintepeque, Quetzaltenango.

50

IV.4 ANEXOS

51

IV.4.1 ANEXO 1 Boletas de control para elaboración de medios utilizadas en

laboratorio.

CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES

BOLETA ELABORACION DE MEDIOS

No. o clave de boleta: 1

Investigación: Plantas de aguacate, Renovación de medio

Medio basal utilizado: MS

Concentración del medio basal: 100%

Fecha de siembra especie vegetal:

Fecha de subcultivos:

Volumen preparado: 500 ml

Medio reconocido por la clave: Aguacate

Recipiente utilizado: tubos de ensayo

Revisado por: Alfredo Cabrera Morales

No.

COMPONENTES DE

SOLUCIONES

SOLUCION

CONCENTRADA

CANTIDAD AGREGAR NOTAS

ML ul Grm

1 Macronutrientes 10 X 50

2 Micronutrientes A 1000X 500 3 Micronutrientes B 5000 X 100

4 KI 1000 X 500 5 CaCl2 . 2H2O 100 X 5

6 Fe 100 X 5 7 Myo inositol 100 X 5

8 Vitaminas 100 X 5 9 IBA 1.0 Mg/Lt 2

10 ANA 11 2,4-D

12 2,4, 5T 13 MCPA

14 Picloram 15 BAP 0.5 Mg/Lt 1

16 Kinetina 17 GA3 0.5 Mg/Lt 1

18 Acido Citrico 19 Acido ascórbico

20 PVP 21 Carbon activado 5.0

22 Sucrosa 15.0 23 Agar 3.5

24 PH. 5.7

52




Investigación: germinación de embriones






Revisado por: Alfredo Cabrera Morales

No.

COMPONENTES DE

SOLUCIONES

SOLUCION

CONCENTRADA


ML ul Grm


2 Micronutrientes A 1000X 500

3 Micronutrientes B 5000 X 100

4 KI 1000 X 500

5 CaCl2 . 2H2O 100 X 5

6 Fe 100 X 5

7 Myo inositol 100 X 5

8 Vitaminas 100 X 5

9 IBA 2.5 Mg/Lt 2

10 ANA

11 2,4-D

12 2,4, 5T

13 MCPA

14 Picloram

15 BAP 1.5 Mg/Lt 1

16 Kinetina

17 GA3 0.05 Mg/Lt 1

18 Acido Cítrico

19 Acido ascórbico

20 PVP

21 Carbon activado 5.0

22 Sucrosa 15.0

23 Agar 3.5

24 PH. 5.7

53




Investigación: Brotación de yemas axilares de aguacate Hass y Booth




Fecha de subcultivos:



Revisado por : Alfredo Cabrera Morales

No.

COMPONENTES DE

SOLUCIONES

SOLUCION

CONCENTRADA


ML Ul Grm/Lt


2 Micronutrientes A 1000X 500

3 Micronutrientes B 5000 X 100

4 KI 1000 X 500

5 CaCl2 . 2H2O 100 X 5

6 Fe 100 X 5

7 Myo inositol 100 X 5

8 Vitaminas 100 X 5

9 IBA 0.1 Mg/Lt 200

10 ANA

11 2,4-D

12 2,4, 5T

13 MCPA

14 Picloram

15 BAP 0.1 Mg/Lt 200

16 Kinetina

17 GA3 1.5 Mg/Lt 3

18 Acido Cítrico

19 Acido ascórbico

20 PVP

21 Carbon activado 10.00

22 Sucrosa 15.00

23 Agar 7.00

24 PH. 5.7

54

IV.4.2 ANEXO 2 Arboles de aguacate criollos seleccionados

Figura 1 a Porte del árbol codificado como Pavón 1

b Frutos y ramificación del árbol codificado como Pavón 2

a b

Fuente: FODECYT 61 2006

Figura 2 a, b Ramificaciones del árbol codificado como Antigua I

a b


55

Figura 3. a. y b. Porte grueso correspondiente al árbol San Martín 1 (SM 1)

c. Fuste ramificado del árbol de aguacate SM 1

a. b. c.

Fuente: FODECYT 61 2006 Figura 4. a. Frutos de aguacate en maduración del árbol San Martín 2 (SM 2)

b. Frutos en forma de pera cosechados del árbol San Martín 2 (SM 2)

a b


56

Figura 5. a Árbol codificado como Vuelta grande 2 (VG2)

b Frutos del árbol codificado como Vuelta Grande 2 (VG2)

a b


Figura 6 a Árbol codificado como vuelta grande 3 (VG3)

b Frutos del árbol Vuelta grande 3 (VG3)

a b


57

Figura 7 a Árbol codificado como Alotenango (AT)

b Frutos del árbol Alotenango (AT)

a b


Figura 8. a Árbol codificado como panamus 2 (Pm2)

b Frutos del árbol codificado como Panamus 2 (Pm2)

a b


58

figura 9 a Árbol codificado Chichali 1

b Colecta de frutos del árbol Chichali 1

a b


Figura 10 a Árbol codificado como parramos 1 (Pa1)

b Frutos del árbol codificado como Parramos 1 (Pa1)

a b


59

IV.4.3 ANEXO 3 Frutos y semillas seleccionados

Figura 11. Frutos y semillas seleccionadas pertenecinetes al árbol codificado Cichali.


Figura 12. Frutos y semillas pertencientes al arbol san Martín 2 (a) y san Martín 3 (b)

a b Fuente: FODECYT 61 2006

60

IV.4.4 ANEXO 4 Microinjertos realizados utilizando patrones criollos seleccionados

Figura 13. Microinjertos realizados.

a) Chichali X booth b) Pavon X Booth c) San Jose X Booth

a b c


61

IV.4. 5 ANEXO 5 INFORME FINANCIERO

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