CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT-

SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA-SENACYT-

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -FONACYT-

FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

INFORME FINAL

Evaluación del potencial agroindustrial de Mangle (Rhizophora mangle L.) como

colorante, antioxidante y biocida distribuidos en la reserva Monterrico para su

aprovechamiento sostenible y conservación

PROYECTO FODECYT No. 24-2011

Dra. Sully M. Cruz

Investigador Principal

Guatemala, septiembre 2013.

I

AGRADECIMIENTOS

La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del Fondo

Nacional de Ciencia y Tecnología -FONACYT-, otorgado por la Secretaría Nacional de

Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología –

CONCYT-.

II

OTROS AGRADECIMIENTOS

A la Universidad de San Carlos de Guatemala, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia

por el aval institucional, la infraestructura brindada, materiales y equipo para la ejecución

del proyecto.

Al Laboratorio de Investigación de Productos Naturales (LIPRONAT), y Depto de

Farmacognosia y Fitoquímica de la Escuela de Química Farmacéutica por brindarnos la

infraestructura, materiales y apoyo del personal que colaboró para la ejecución del

proyecto.

Al Laboratorio de Bioensayos del Depto de Citohistología por brindarnos la infraestructura

y apoyo en la realización de la actividad biológica.

Al Laboratorio de Productos Naturales Farmaya S.A. especialmente a Lic. Armando

Cáceres por el apoyo, asesoría y colaboración brindada en el desarrollo de la investigación.

Al equipo de investigación por su compromiso, entrega y dedicación especialmente a Dra.

Dora Elena Chang, Licda. Nereida Marroquín y Lic. Luis Álvarez.

A la Licda. Vanessa Dávila por la colaboración brindada para llevar a cabo la capacitación

en la Reserva de Usos Múltiples Monterrico.

A los guardarrecursos y personal de CECON por su ayuda en la colecta del material dentro

de la Reserva de Monterrico.

i

RESUMEN

Guatemala cuenta con un potencial del 1% de su territorio con condiciones para

albergar bosques de manglar. Estos bosques en la actualidad representan el 0.5% de la

cobertura forestal nacional, distribuidos en 14,500 hectáreas en el litoral del Pacífico y 704

hectáreas en el Atlántico, debido a su fragilidad y a la manera descontrolada en la que se ha

venido explotando este recurso se hace necesario fomentar su conservación, recuperación y

aprovechamiento sostenible.

Por lo que a través de la presente investigación se seleccionaron poblaciones de

mangle presentes en la reserva de Monterrico para su evaluación biológica y

caracterización química. De acuerdo a los resultados obtenidos los mejores rendimientos de

extracto se obtuvieron con etanol, los metabolitos secundarios identificados mediante

pruebas macro y semimicro fueron flavonoides y taninos. Se determinó que las muestras de

hojas presentaron la mayor cantidad de flavonoides expresados en base a ácido clorogénico,

la mayor cantidad de taninos se encontraron en las muestras de corteza y raíz. Los extractos

etanólicos de raíz y hoja presentaron la mayor actividad antioxidante mediante las pruebas

de DPPH y ABTS.

Las tinturas presentaron buen poder de tinción con tonalidades amarillo y naranja y

capacidad colorante en cosméticos empleando extractos a tres diferentes concentraciones.

Los extractos presentaron actividad antibacteriana moderada contra Salmonella tiphy y

Escherichia coli a 1 mg/mL.

Mediante la capacitación se pudo determinar que la población tiene conocimiento

sobre el manglar y los beneficios que se obtienen de su conservación.

Del análisis del plan maestro surgió la propuesta de mantener un programa de

educación ambiental que brinde información a la comunidad sobre los valores del

ecosistema, para su conservación y aprovechamiento sostenible, evaluar los niveles de

contaminación e identificar dichas fuentes y establecer programas de monitoreo de la

calidad del agua de las distintas comunidades. Realizar estudios sobre el impacto

ambiental causados por actividades productivas vinculadas en la industria, agricultura,

ganadería y turísticas; como la contaminación por químicos vertidos al ecosistema y

presentar propuestas para el tratamiento y control de desechos sólidos de los centros

urbanos, para evitar la contaminación de las aguas.

ii

ABSTRACT

Guatemala has a potential of 1% of its territory to accommodate conditions of

mangrove forests. These forests currently represent 0.5% of the national forest cover,

spread over 14,500 acres in the Pacific coastline and 704 acres in the Atlantic, due to their

fragility and uncontrolled manner in which it has been exploiting this resource is necessary

to promote conservation, restoration and sustainable use.

Through this investigation were selected mangrove populations in the reserve of

Monterrico for chemical characterization and biological evaluation. According to the

results the best yields were obtained with ethanol extract, secondary metabolites identified

using macro and semimicro techniques were flavonoids and tannins. The leafs samples

showed the greatest number flavonoids expressed in chlorogenic acid, the tannins were

detected in many samples the bark and root. Ethanol extracts of root and leaf showed the

highest antioxidant activity by the DPPH and ABTS tests. The dyes showed good staining

power of yellow and orange and showed in cosmetics coloring capacity in extracts using

three different concentrations. The extracts showed moderate antibacterial activity against

Escherichia coli and Salmonella tiphy to 1 mg/mL.

Through training it was determined that the population is aware of the mangrove and

the benefits to be derived from its conservation. An analysis of the proposed master plan

emerged to maintain environmental education program that provides information to the

community about ecosystem values for conservation and sustainable use, assess levels of

contamination and identify pollution sources and monitoring programs water quality of the

various communities . Conduct studies on the environmental impact caused by production

activities related to industry, agriculture , livestock and tourism , as chemical pollution

discharged into the ecosystem and proposals for treatment and solid waste management in

urban centers, to avoid contamination of waters.

iii

TABLA DE CONTENIDOS

RESUMEN

Página

i

ABSTRACT ii

TABLA DE CONTENIDOS iii

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN 1

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 3

I.2.1 Antecedentes en Guatemala

I.2.2 Justificación del trabajo de investigación

10

I.3 OBJETIVOS E HIPÓTESIS

I.3.1 Objetivos

I.3.1.1 General

I.3.1.2 Específicos

I.3.2 Hipótesis

11

I.4 METODOLOGÍA

12

I.4.1 Localización

I.4.2 Variables

I.4.2.1 Variables dependientes

I.4.2.2 Variables independientes

I.4.3 Indicadores

I.4.4 Estrategia metodológica

I.4.4.1 Población y muestra

I.4.5 El Método

I.4.6 La Técnica Estadística

I.4.7 Los Instrumentos a utilizar

PARTE II

MARCO TEÓRICO

21

2.1 Reserva de usos múltiples de Monterrico

2.2 La Fitosociología y las asociaciones vegetales

2.3 Hábitat

2.4 Sistemas de producción en manglares

2.5 Flora y fauna

2.5.1 Vegetación

2.5.1.1 Género Rhizophora

2.6 Importancia de los manglares

2.6.1 Importancia ecológica y económica

22

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26

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29

iv

2.7 Beneficios que proporcionan los manglares

2.8 Los manglares y el patrón hidrológico

2.9 Estudios sobre los manglares

2.10 Riesgo de los manglares

2.10.1 Alteraciones de flujo de agua

2.10.2 Alteraciones del sustrato

2.10.3 Alteración de elementos de fauna

2.11 Interacciones funcionales de los manglares

2.12 Plan maestro para la reserva de Monterrico

2.13 Manejo forestal del bosque de mangle

2.13.1 Organización comunitaria de los ecosistemas manglar

29

30

30

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33

33

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38

PARTE III

III. RESULTADOS

III.I DISCUSIÓN DE RESULTADOS

40

103

PARTE IV

IV.1 CONCLUSIONES 110

IV.2 RECOMENDACIONES 112

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS. 113

IV.4 ANEXOS 119

PARTE V

V. INFORME FINANCIERO

1

PARTE I

I.1 INTRODUCCIÓN

Se reconoce la importancia de los humedales con relación a la diversidad de la

flora y fauna y la extinción de algunas especies, pero también por una infinidad de

recursos y servicios que aportan en la región costera entre los que destacan la pesquería,

aprovechamiento de recursos forestales y animales, agricultura de irrigación,

transportación fluvial y recreación. Así como cabe destacar las reservas de gas, petróleo

y otros recursos no renovables, que son motivo de exploración, explotación y abandono,

con la consecuente modificación y destrucción del hábitat en los humedales.

En Centroamérica, la explotación del recurso mangle ocurre especialmente en el

litoral Pacífico. En el Pacífico Sur de Guatemala, al igual que en otras partes del mundo,

los manglares sufren una gran presión por el uso insostenible del recurso, que es muy

valorado por la madera que produce, la cual es utilizada incluso de manera comercial;

para el uso personal en la construcción de viviendas para los pobladores; o bien, es

deforestado para ampliar las fronteras agrícolas (Marenn, 1994; UICN, 2005).

En Guatemala, muchas comunidades aledañas utilizan el recurso sin técnicas o

control alguno, para satisfacer sus necesidades. Esta problemática debe afrontarse con

estrategias de manejo, basadas en criterios surgidos del conocimiento integral del

ecosistema (Morales, 2001).

El manglar es un ecosistema altamente productivo que provee a las comunidades

innumerables bienes y servicios. Algunos de estos usos se remontan a la época

precolombina. Entre los bienes se pueden mencionar productos maderables, recursos

pesqueros de captura directa en el manglar (peces, moluscos y crustáceos), sal, miel,

caza deportiva, materiales químicos extraídos del manglar (taninos, alcoholes), fibras de

valor comercial y productos medicinales.

Entre los principales servicios están la protección contra la erosión de la costa,

mitigación del impactos de inundaciones (regulador hidráulico), acumulación de

nutrientes, protección de infraestructura, recreación y turismos, exportación de materia

orgánica (soporte a las pesquerías), fijación de bióxido de carbono (CO2), refugio de

vida silvestres, ofrece vías y oportunidades de transporte y proporciona hábitat para

organismos marinos y hábitat reproductivo de aves residentes y migratorias.

Los manglares son sistemas altamente productivos bajo las condiciones

ecológicas que los sustentan, en particular la demanda ecológica de agua del sistema.

Los manglares proveen mayor beneficio por los servicios ambientales que brindan,

comparados con los bienes de y uso directo que se obtiene de ellos.

En el Atlántico y en el Pacífico existen estuarios con varias especies de mangle.

En total existen unas 17,000 hectáreas de manglares (177.26 Km 2) que corresponden al

0.15% del territorio nacional. De esta extensión 14,500 hectáreas están en el litoral

Pacífico y el resto en el Atlántico. Se han señalado con anterioridad que la mayor

cobertura de manglares en la costa Pacífica de Guatemala se encuentra en Retalhuleu

con 38% del total, seguido por Escuintla y Santa Rosa con 23% y 20% el total,

respectivamente.

2

En Guatemala se registran 5 especies de mangle, el mangle rojo, Rizophora

mangle y Rizophora rrisonii,mangle negro o ixtatén, Avicenia germinans,mangle

blanco, Laguncularia racemosa; y el botoncillo, Conocarpus erecta. Estas especies

crecen sobre sustratos lodosos protegidos de las corrientes y las olas, aunque existe una

zonificación del manglar, usualmente crecen en rodales mixtos con más de una especie.

El mangle rojo (R. mangle), es de especial interés por ser una especie pionera en

la sucesión vegetal de zonas intermareales de lagunas costeras y esteros con influencia

de agua salada. Crece progresivamente hacia el mar, y permite que en las partes internas

de la franja de manglar, se desarrolle el mangle negro y blanco (Arrecis, 1992).

Es por ello que el objetivo de la presente investigación fue evaluar la actividad

antioxidante, colorante, biocida y composición química de mangle distribuidas en la

reserva Monterrico para su conservación y aprovechamiento, realizando un diagnóstico

de la situación de la especie, caracterizando los metabolitos secundarios presentes,

determinando la bioactividad para proponer un uso potencial como cosmético o

fitomedicamento y fomentar su aprovechamiento sostenible mediante capacitación e

intercambios con la comunidad.

Los principales problemas de sobreuso de los recursos del manglar incluyen la

extracción de leña, el uso de madera para construcción de casas y de postes de mangle

para cultivos, la sobrepesca y el sobreuso de fauna asociada al manglar. También se dan

problemas de alteración de condiciones naturales por la alteración del flujo de mareas

para la construcción de infraestructura y la reducción de los caudales de los ríos.

Los problemas de alteración de cobertura original generalmente responden a

cambios derivados de actividades de agricultura, salineras, acuicultura, ganadería,

desarrollo urbano, turístico y la construcción de vías de comunicación. Finalmente los

problemas de contaminación resultan del uso del manglar como basurero y por la

contaminación de aguas por agroindustria y desechos domésticos.

Es necesario el estudio multidisciplinario de los ecosistemas del manglar,

describiendo características, actividad biológica y promover así su importancia y

beneficios directos e indirectos que brinda la protección y conservación de los

humedales, además de proponer estrategias de manejo.

3

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Antecedentes en Guatemala

Guatemala cuenta con un potencial del 1% de su territorio con condiciones para

albergar bosques de manglar. Estos bosques en la actualidad representan el 0.5% de la

cobertura forestal nacional, distribuidos en 14,500 hectáreas en el litoral del Pacífico y

704 hectáreas en el Atlántico, debido a su fragilidad y a la manera descontrolada en la

que se ha venido explotando este recurso se hace necesario normar su conservación,

recuperación y aprovechamiento sostenible. Según algunas estimaciones, se han perdido

9,540 has de manglar en el pacifico guatemalteco (II Reunión sobre Mangle Guatemala,

1990).

Los manglares han sido definidos como asociaciones vegetales anfibias, leñosas,

perennifolias, presentes en forma discontinua en la zona influenciada por las mareas de

las costas tropicales. Son formaciones pantanosas de agua salada bajo la influencia del

agua dulce de los ríos, independientemente del clima de la región.

El ecosistema de manglar reviste una gran importancia ecológica y económica actuando

como la primera barrera ecológica, además de representar un refugio idóneo para una

gran variedad de especies de fauna y constituir el hábitat natural de numerosas especies

tanto terrestres como marinas, de las cuales, muchas constituyen renglones de gran

interés económico, amortiguan el efecto de los huracanes y ofrecen atractivos para el

desarrollo de la industria turística y la investigación científica, asimismo generan una

serie de bienes y servicios de diferente índole, que son la base para la subsistencia de

asentamientos humanos ubicados en las zonas costeras. (Rodríguez, 1984; Herrera y

col., 1986; Menéndez, 1994).

El mangle se define como especies vegetales, típicas estructurales arbóreas,

halófitas facultativas. Presentan adaptaciones fisiológicas estructurales que les permiten

adaptarse a un sistema dinámico, estable y sujeto al efecto de las mareas. En nuestro

país los géneros más representativos son: Rhizopohora, Laguncularia, Avicennia y

Conocarpus.

Rhizophora mangle L.

Familia. Rizoforaceae.

Nombres comunes. Candelón; Mangle; Mangle colorado; Mangle dulce; Mangle rojo;

Mangle tinto; Tabché, Tapché, Xtabché.

Sinonimia. Rhizophora americana Nutt. ; Rhizophora mangle var. samoensis Hochr. ;

Rhizophora mangle var. racemosa (G. Mey.) Engl. in C. Martius; Rhizophora

samoensis (Hochr.) Salvoza.

Forma. Árbol o arbusto perennifolio, halófito, de 1.5 a 15 m (hasta 30 m) de altura con

un diámetro a la altura del pecho de hasta 50 cm.

4

Copa/Hojas. Copa redondeada. Hojas opuestas, simples, pecioladas, elípticas a

oblongas, aglomeradas en las puntas de las ramas, de 8 a 13 cm de largo por 4 a 5.5 cm

de ancho, coriáceas, lisas, gruesas; verde oscuras en el haz y amarillentas con puntos

negros en el envés.

Tronco/Ramas. Tronco recto. Ramas apoyadas en numerosas raíces aéreas de origen

adventicio, simples o dicotómicamente ramificadas, con numerosas lenticelas.

Corteza. Externa de color olivo pálido con manchas grises, pero si se raspa adquiere un

color rojo, inolora, amarga, dura, de textura lisa a rugosa y apariencia fibrosa, se

desprende fácilmente en escamas. Interna de color rojo intenso, granulosa (con alto

contenido de fibras y esclereidas). La corteza forma lenticelas hipertrofiadas en las

partes sumergidas de tallos y raíces. Grosor total: 20 a 30 mm.

Flor(es). Inflorescencias simples, con 2 ó 3 flores, pedúnculos de 3 a 5 cm, flores

actinomórficas; corola de 1.8 cm de diámetro; cáliz de 1.54 cm de diámetro; sépalos 4,

persistentes, amarillos, coriáceos, gruesos, de 4.1 mm de ancho; pétalos 4 no

persistentes, blancos o amarillentos en la base y moreno rojizos arriba, de 2.6 mm de

ancho.

Fruto(s). Baya de color pardo, coriácea, dura, piriforme, farinosa, de 2 a 3 cm de largo

por 1.5 cm de ancho en la base, cáliz persistente. Se desarrolla una semilla, rara vez dos,

por fruto.

Semilla(s). Una sola semilla germina en el interior del fruto (viviparidad). Los

propágulos son frecuentemente curvos, de color verde a pardo en la parte inferior y

presentan numerosas lenticelas. Miden de 22 a 40 cm de largo por 1 a 2 cm de diámetro

en su parte más ancha y pesan aproximadamente 50 g.

Raíz. Raíces fulcreas, ramificadas, curvas y arqueadas. Destacan las modificaciones de

sus raíces en prolongaciones aéreas del tallo como zancos o prolongaciones cortas que

emergen del suelo llamadas neumatóforos.

Origen / extensión. Habita las costas americanas del océano Pacífico en forma continua,

desde el sur de Sonora y Baja California hasta Ecuador, incluyendo el Archipiélago

Galápagos. En el océano Atlántico, se presenta en forma discontinua desde las costas de

Florida hasta Brasil. Se le encuentra en Bermuda y Bahamas, Antillas Mayores y

Menores. En 1902 fue introducida a la isla de Molokai en Hawai y ahora se le encuentra

en todas las islas del Archipiélago. Está especie también está presente en el occidente de

Africa, desde Angola a Mauritania. En América el límite norte de su distribución está

casi a los 24º de latitud norte en el Golfo de México y a los 29º N en el Pacífico.

Estatus. Silvestre.

Hábitat. Especie característica de los litorales donde forma a menudo masas puras en las

zonas intermareales de lagunas costeras y esteros con influencia de agua salada. Crece

en ambientes de continuo movimiento de agua y salinidad variable (hipersalino a

salobre). Su mejor desarrollo es en litorales someros, con poca pendiente donde la

marea entra con mayor facilidad. Se desarrolla en los sitios protegidos contra la acción

del oleaje fuerte. Los manglares más productivos se desarrollan en estuarios con lodo

5

fino, compuesto de cieno, arcilla y alto porcentaje de materia orgánica. Los suelos en

los manglares de Rhizophora contienen generalmente mayores porcentajes de materia

orgánica comparado con los suelos de Avicennia.

Suelos: sustrato lodoso, turba, negro-arenoso muy húmedo, negro-arcilloso, café claro,

areno-arcilloso, zona pantanosa o inhundada y roca coralina. Con un pH de 6.6 cuando

está saturado de agua y de 2.2 a 3 al secarse. La especificidad de su hábitat hace a los

manglares muy sensibles a la perturbación.

Importancia ecológica. Se trata de una especie halófita facultativa. Aun cuando presenta

una amplia distribución y abundancia en el país, puede considerarse una especie rara

debido a la distribución restringida de su hábitat (especie estenoica). Esta especie, junto

con Avicenia germinans y Laguncularia racemosa como elementos dominates, forma

asociaciones conocidas como manglares. Típicamente es la especie de mangle ubicada

en la parte de mayor influencia salina (frente del manglar) y en la que el nivel de

inundación es mayor, aunque se trata de una especie con buenas capacidades para

explotar hábitats con condiciones particulares diversas, pudiendo habitar en sitios con

baja disponibilidad de nutrientes y baja salinidad.

Vegetacion / Zona Ecológica

Tipos de Vegetación. Manglar (orilla de estero).

Vegetación asociada. Avicennia germinans (mangle negro), Laguncularia racemosa

(mangle blanco), Conocarpus erectus (mangle botoncillo) y helechos del género

Acrostichum. Se ha observado que Annona glabra es una especie que puede llegar a

sustituir a R. mangle en las zonas cercanas a las lagunas (partes menos saladas).

Zona(s) ecológica(s). Zona acuática y subacuática.

Fenología

Follaje. Perennifolio. La tasa de expansión foliar y la caída de las hojas alcanza su nivel

máximo en verano, cuando las temperaturas en los niveles de radiación son los más

altos.

Floración. La floración ocurre durante todo el año, predominantemente en el verano-

otoño pero varía dependiendo de la localidad.

Fructificación. Fructifica durante todo el año.

Polinización. Anemófila y entomófila (principalmente áfidos), aunque el principal

vector del polen es el viento. La morfología de la flor favorece la autopolinización, por

lo que los niveles de endogamia son elevados.

Aspectos fisiológicos

Adaptación. Especie de fácil adaptación a sitios salinos y anegados. Una característica

sobresaliente de la especie es su complejo sistema de raíces aéreas que parten del mismo

tronco o de las ramas laterales (raíces pivotantes o zancos) y que bajan para anclarse y

sostenerse en los suelos anegados y fangosos. Otra característica adaptativa es la

presencia de estructuras para eliminar el exceso de sal, o estructuras para respirar

(neumatóforos). Se adapta a un gradiente de luz que va desde alta insolación a sitios

6

sombreados.

Competencia. Aunque son muy pocas las especies que pueden sobrevivir en condiciones

de salinidad y fangosidad, durante la fase de plántula, el rápido desarrollo representa

una fuerte competencia por espacio. Las reservas maternas de los hipocótilos pueden

tener un efecto significativo en el crecimiento de la plántula y en su habilidad

competitiva. Un

incremento en el área basal de Avicennia y Laguncularia en sitios fértiles, con altos

contenidos de nutrientes, pueden limitar el desarrollo de R. mangle debido a

competencia por luz.

Crecimiento. Tasas de crecimiento de plántulas en claros: 0.32 ± 0.04 a 1.89 ± 0.18

mm/día, 2 a 5 veces mayores que en bosque cerrado: 0.14 ± 0.01 a 0.40 ± 0.07 mm/día.

Establecimiento. Su sobreviviencia y establecimiento se ve afectado por la temperatura

del aire, las corrientes oceánicas y el oleaje fuerte. No se desarrolla en sitios con

temperaturas menores a 19 ºC. La viviparidad es una adaptación para el establecimiento

de las plántulas, que aunque se producen durante todo el año, son más abundantes

durante los meses de agosto y septiembre. El tamaño de la semilla o propágulo es uno

de los factores que más afectan el establecimiento de las mismas, dándose una

correlación inversa entre la tasa de mortalidad y el peso inicial del propágulo.

Producción de hojas, frutos, madera y/o semillas.

La producción primaria neta promedio es de 307 a 793 g/m2/año. Los manglares en el

estado de Campeche tienen tasas de producción de follaje de 16 a 24.6 kg/ha/año y una

tasa de caída de hojarasca de 8.3 a 12.5 kg/ha/año.

Regeneración. La regeneración natural ocurre pero es lenta. Aunque se conoce que

varias especies del manglar poseen la capacidad de regenerarse vegetativamente

(tocones), la colonización de nuevos hábitats ocurre a través de individuois producidos

sexualmente. La densidad de las plántulas de la regeneración potencial (< 1 cm diámetro

a la altura del pecho) varía ampliamente entre comunidades: de menos de 400

individuos/hectárea hasta una cifra cercana a los 5,000 individuos/hectárea. Para

asegurar una regeneración exitosa no deben talarse áreas mayores a los 20 m de ancho y

la tala debe restringirse a bosques con un promedio de 25 cm de diámetro a la altura del

pecho. En sitios inundados por mareas que ocurren con una frecuencia de 20 veces por

mes, se deben conservar árboles semilleros separados por 20 m.

Efecto restaurador / servicio al ambiente. Entre los principales atributos funcionales que

determinan la importancia ecológica de los manglares están los siguientes:

1. Recuperación de terrenos degradados. Los suelos donde se desarrollan han sido

considerados muy fértiles, ya que presentan una alta tasa de descomposición, con una

relación carbono/nitrógeno muy alta. Biológicamente constituyen reservorios de

carbono y sistemas importantes en el flujo de energía. Aportan materia orgánica y

nutrientes al sistema y retienen sedimentos. El contenido de carbono en el suelo por lo

general es muy alto y tienen gran capacidad de almacenamiento de carbono en el tejido

vegetal.

2. Conservación de suelo / Control de la erosión. Se consideran sistemas formadores y

estabilizadores de suelos. Controlan la erosión por mareas. Representan un papel

7

importante en la protección y estabilización de la línea costera, ante la acción erosiva

del mar y fenómenos atmosféricos (huracanes y ciclones). Los manglares ayudan a

extender la tierra firme porque sostienen el fango que se deposita desde la tierra,

avanzando hacia el océano.

3. Mantienen la calidad del agua. Funcionan como filtro de algunos contaminantes.

Servicio(s).

1. Sombra / Refugio. El manglar opera como refugio de numerosas especies animales,

terrestres y acuáticas, migratorias o locales. Fuente de nutrientes -vía detritus- de una

gran diversidad de organismos de diferente nivel trófico (llegan a constituir hasta el 75

% del alimento de varios heterótrofos). Los manglares cubren las tres cuartas partes de

las costas tropicales y son considerados como uno de los ecosistemas más productivos

del planeta, en el cual desovan entre el 40 y 70 % del total de las especies marinas y

habitan no menos de 1,200 especies de animales. Ofrecen una amplia zona de

protección, alimentación y reproducción a especies pesqueras de reconocido valor

económico como ostión y camarón.

Entre la macrofauna béntica asociada al mangle rojo destacan 3 taxa: Polycgaeta (22

familias, 43 especies), Mollusca (11 familias, 17 especies) y Crustácea (20 familias y 27

especies).

2. Barrera rompevientos.

3. Ornamental. Tiene alto valor escénico, lo que lo hace apto para la recreación y el eco-

turismo.

Tolerancias.

Demandante de suelos húmedos y luz.

Firme al viento, aunque la incidencia de ciclones o huracanes constituyen un factor de

perturbación importante.

Resistente a:

1. Pudrición. Las raíces contienen gran cantidad de taninos que al combinarse con el

hierro del suelo provoca un ennegrecimiento de las raíces que evita su descomposición.

2. Plagas y enfermedades.

Tolerante a: Rocío salino y sitios salinos. Tolerancia muy amplia a los cambios de

salinidad, es la especie de mangle que resiste la mayor influencia de la salinidad. Crece

adecuadamente en salinidad de 9 ppm. Suelos pobremente ventilados. Los sedimentos

anaeróbicos no representan problemas para el mangle.

3. Sombra.

Desventajas.

Intolerante a: Sombra, el mangle rojo es intolerante a condiciones severas de sombra.

Las plántulas generalmente mueren bajo un dosel cerrado. La alta producción de raíces

y hojas se presenta bajo condiciones de mucha luz. No tolera las fluctuaciones de

temperatura que exceden los 10 ºC o temperaturas por debajo del punto de congelación.

En Florida responden al estrés causado por bajas temperaturas presentándose una

disminución de la altura de los árboles, del índice de área foliar y del tamaño de las

8

hojas.

Sensible / Susceptible a: Muy sensibles a las heladas. Las bajas temperaturas limitan el

establecimiento de esta especie.

Daño por insectos. Los propágulos son atacados por coleópteros y lepidópteros antes y

después de la dispersión. Ataque por cangrejos predadores.

Se muestra sensible a la presencia de petróleo y a la anoxia del suelo. Esto puede

ocasionar la formación de una excrecencia anaranjada y posteriormente la muerte por

defoliación.

Interacción biológica. Existe un mutualismo facultativo entre esponjas y R. mangle. El

mangle rojo obtiene de las esponjas nitrógeno inorgánico disuelto y las esponjas

obtienen carbono del mangle.

Usos.

Adhesivo/exudado (látex). Se ha utilizado como adhesivo en la fabricación de triplay.

Artesanal/madera. Bolas de boliche o de polo y artesanías en general. Artículos

torneados.

Colorantes/corteza. La corteza produce un tinte azul para teñir tejidos de algodón. La

recolección de la corteza se lleva a cabo de manera primitiva usando solo machete,

causando gran daño al árbol al afectarse el cambium vascular, por la herida que le

producen.

Combustible/madera. Leña y carbón

Comestible/fruto. El jugo fermentado produce una bebida embriagante.

Melífera/flor. Apicultura

Construcción/hoja, madera. Construcción rural y marina. Un uso muy extendido es la

extracción de árboles juveniles de R. mangle, por su resistencia para ser usados como

travesaños en viviendas o para la construcción de trampas para el camarón. Las hojas

son empleadas en los techos rurales. La dureza y resistencia de los postes y pilotes al

agua de mar está ampliamente reconocida por los pescadores. La madera tiene gran

demanda en construcciones ligeras.

Curtiente/corteza, raíz, semilla. La corteza y raíz son fuente importante de taninos (10 a

40 %) que se emplean en el curtido de pieles, tinción de cuerdas, redes y sedales. La

cosecha de la corteza se realiza usando machetes, lo que causa un gran daño al árbol al

afectarse el cambium vascular.

Implementos de trabajo/madera. Implementos agrícolas, galeras tabacaleras, mangos

para herramientas.

Maderable/madera. Madera muy dura. Se utiliza para hacer puentes, pilotes, postes de

casas, vigas, horcones, durmientes, muebles, diques, costillas para embarcaciones,

fabricación de barcos y pisos, remos e instrumentos empleados en las artes de pesca.

Medicinal/corteza, hoja, raíz.

Corteza: febrífugo, hemostático, antidiarréico, para el asma, hemoptisis, mordedura o

picadura de animales marinos venenosos, diversas heridas, tuberculosis, lepra,

hemorragias, disentería, elefantiasis (Morton, 1965).

Hoja: escorbuto, dolor de muelas, úlceras leprosas (Morton, 1965).

Raíz: la raspadura de las raíces es usada por los pescadores contra mordeduras de peces

y picaduras de insectos venenosos (Kabaru & Gichia, 2001; Thangam & Kathiresan,

1997; Williams, 1999). Los embriones son ricos en taninos y se emplean machacados y

cocidos como astringentes.

9

La planta tiene efecto anti-hiperglicémico y podría llegar a usarse clínicamente

en el control de la diabetes mellitus.

Tradicionalmente se ha utilizado en los países caribeños por sus propiedades

antisépticas, astringentes, hemostático y antifúngico.

Se ha demostrado en extractos de diferentes partes de la planta actividad

antiviral (Padamakumar & Ayyakkannu, 1994; Premanathan, et al., 1999),

antimicrobiano (Melchor, et al., 2001, Rojas Hernandez, & Coto Pérez, 1978), actividad

antifúngica moderada (Cáceres et al., 1993). El extracto acuoso rico en taninos ha

demostrado propiedades antibacterianas, cicatrizantes y antiulcerogénicas.

El extracto acuoso a altas dosis incremento la glutatión peroxidasa y superóxido

dismutasa el cual fue comparable con omeprazol. Los niveles de peroxidación lipídica

fueron inhibidas a dosis dependiente. Se sugiere que la actividad gastroprotectiva es

debida a su actividad antioxidante y dependiente de la ruta de prostaglandina

(Berenguer et al., 2006).

El extracto total y las fracciones de R. mangle mostraron actividad inhibitoria de

radicales libres y capacidad quelante de iones ferrosos (Sánchez et al., 2006).

El extracto acuoso de la corteza de R. mangle (L.) se caracteriza por poseer una

composición química compleja, destacándose la presencia de polifenoles (54,78 %),

representados en su mayoría por taninos poliméricos (80 %) y taninos hidrolizables (20

%), destacándose la presencia en estos últimos de epicatequina, catequina, ácido

clorogénico, ácido gálico y ácido elágico, además se encontraron galotaninos y

elagitaninos. De las estructuras no tánicas, se refiere la presencia de carbohidratos (17,5

%) libres y enlazados; ácidos grasos (4,0 %) de cadena larga, saturados e insaturados;

fitoesteroles (0,0285 %); componentes volátiles o semivolátiles (70 compuestos)

(0,0205 %) y aromas o aceites esenciales no volátiles (Sánchez, et al., 1998).

En la última década se demostraron varias propiedades farmacológicas del

extracto de R. mangle, que incluyen, prevención de la mastitis bovina (Armenteros,

1998) y eficacia en la curación de las heridas (Bulnes et al, 2001; Fernández et al.,

2002), así como propiedades antimicrobianas (Melchor et al., 2001; Montes et al 2001),

a su vez resultó exitoso en el tratamiento de las infecciones uterinas (Agüero, 2004) y

las úlceras gastroduodenales (Sánchez et al., 2001), recientemente se demostraron sus

propiedades antiinflamatorias (Marrero et al., 2006) y antioxidantes en modelos in vitro

(Sánchez et al., 2005, 2006).

Se realizó el estudio preclínico mediante la evaluación del efecto del extracto

acuoso de R. mangle en modelos agudos a dosis única (2 000 mg/kg de masa corporal) y

a dosis repetida diaria durante 14 d del extracto en la dosis terapéutica máxima de 500

mg/kg mc.

El peso corporal se mostró característico para la especie, no hubo alteraciones en

el peso de los órganos y no se manifestaron signos anatomopatológicos que

evidenciaran efectos tóxicos. La dosis tóxica del extracto acuoso seco de R. mangle es

superior a 2 000 mg/kg en estudio de dosis única y no es tóxico a dosis repetida en la

dosis máxima terapéutica en un período de 14 d, por lo que se garantiza un amplio

margen de seguridad.

10

Justificación del trabajo de investigación

Los humedales costeros en los últimos años han resentido la presión ejercida por

el uso excesivo y la falta de planeación en el uso y manejo de los recursos naturales y el

desarrollo de actividades humanas en las cuencas altas, medias lo cual ha ocasionado

impactos ambientales considerables a estos ecosistemas y han acelerado procesos

degradantes en el interior de las Reservas y su zona de influencia.

Los ecosistemas de manglar han sufrido la explotación de sus recursos, la

mayoría de las veces, sin el cuidado necesario para mantener su integridad, la cual

amenaza su utilización sustentable (Yañez-Arancibia y Lara-Domínguez 1999).

Actividades como el desarrollo urbano y turístico, sin regulación, son factores que han

ocasionado presión sobre los manglares. Actualmente los bosques de mangle se

encuentran entre los hábitats más amenazados del mundo y están desapareciendo de

manera acelerada (Lauri y Gibson, 2000, Arcas, 2001; CONAP 2005).

Los humedales en la costa Sur de Centroamérica, están sujetos a la destrucción y

degradación ambiental, ocasionadas por el desarrollo de actividades agropecuarias,

industriales, y asentamientos humanos, ubicados en el área y cuenca arriba; y

contaminación provocada principalmente por la escorrentía de aguas negras y

deposición de desechos sólidos (Rodríguez y Windevoxhel, 1998; Arcas, 2001).

Resulta importante realizar investigaciones que aporten información sobre la

estructura comparativa entre los tipos de vegetación y asociaciones vegetales, que se

pueden distinguir en el mosaico de humedales, principalmente en cuanto a la

composición florística y formas de vida, diversidad, estacionalidad, distribución y

zonificación de las especies dominantes, composición química y actividad biológica

entre otras.

A pesar de la importancia de la zona costera en Centro América, esta ha sido

considerada tradicionalmente un sitio marginado y de escaso interés científico, social y

económico (Jiménez, 1999-b). El incremento poblacional ha aumentado el uso de las

áreas costeras tropicales, con fines de expansión urbanística, industrial, acuícola y

turística, provocando que muchos humedales como los manglares, se encuentren en

proceso de deterioro, a pesar de ser un ecosistema que cumple con múltiples funciones

ecológicas y socioeconómicas de gran importancia. En general, no se conoce a fondo la

dinámica de este ecosistema en la generación de los recursos pesqueros, prevención de

contaminación, estabilización de zona costera, ecoturismo, producción de madera,

potencial medicinal, cosmético, entre otros (Morales, 2001).

Por lo que a través de esta investigación, se pretende generar información

química y biológica que permita contribuir a la conservación y protección del medio

ambiente natural del manglar, ya que es de interés nacional según lo establecido por la

Ley Forestal en el artículo 35 del Decreto Legislativo 101-96 y propiciar el desarrollo

económico social y cultural de las comunidades costeras, buscando posibles soluciones

a la problemática ambiental, y creando una concientización y valoración de estos

recursos a través de la participación activa de la población en general, organizando

actividades de educación ambiental y desarrollo sustentable, en las que se incluya

principalmente la capacitación periódica a pobladores sobre alternativas de producción.

11

I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS

I.3.1 Objetivos

I.3.1.1 General

Determinar y evaluar el potencial agroindustrial de mangle (R. mangle L.)

distribuido en la Reserva de Monterrico como colorante, antioxidante y biocida para su

aprovechamiento y coservación.

I.3.1.2 Específicos

Seleccionar poblaciones de mangle presente en la reserva de Monterrico para su

evaluación biológica y caracterización química.

Identificar los metabolitos secundarios presentes en extractos de hoja, raíz y

corteza mediante pruebas fitoquímicas.

Determinar y evaluar la actividad antioxidante, biocida y capacidad colorante de

extractos de las especies de mangle para su aprovechamiento como cosmético o

fitomedicamento.

Promover capacitación e intercambios con la comunidad sobre manejo y uso

tradicional de mangle para su aprovechamiento sostenible y conservación.

Proponer un plan de manejo sobre el uso, aprovechamiento sostenible y

conservación del mangle (R. mangle L.).

Divulgar a las autoridades, actores sociales e instituciones en el campo de su

competencia la información obtenida en la investigación.

I.3.1.3 Hipótesis

Los extractos de R. mangle presentan actividad biológica y capacidad colorante.

12

I.4 METODOLOGIA

I.4.1 Las Variables

I.4.2.1 Variables dependientes

Actividad biológica.

Tamizaje fitoquímico.

I.4.2.2 Variables Independientes

Extractos hexánicos, etanólicos, diclorometánicos y de acetato de etilo.

I.4.3 Indicadores

Extracción: Rendimientos de extractos.

Actividad antimicrobiana: Crecimiento o inhibición.

Actividad antioxidante: Inhibición del radical.

Actividad insecticida: mortalidad de larvas.

Actividad citotóxica: mortalidad de nauplios.

Tamizaje fitoquímico: Presencia o ausencia de metabolitos secundarios.

Capacidad colorante y tinción.

Cuantificación de taninos y flavonoides.

I.4.4 Estrategia Metodológica

I.4.3.1 Población y Muestra

Población: Especie de Rhizophora mangle (mangle rojo) distribuido en la Reserva de

Usos Múltiples de Monterrico.

Muestra: Especie de Rhizophora mangle raíz, hoja y corteza colectadas en cinco puntos

de la Reserva de Usos Múltiples de Monterrico.

I.4.4 El Método

4.4.1 Obtención de material vegetal:

El material se colectó en cinco puntos de la Reserva de Monterrico, se tomaron

las coordenadas geográficas del lugar. Se colectó una muestra representativa en

diferentes puntos de muestreo, se colectó una muestra de 1,000 g de material; los cuales

serán sometidos a las pruebas de laboratorio (estudio fitoquímico, obtención de aceites,

extractos y evaluación de actividad biológica). Las muestras serán procesadas conforme

a técnicas permitidas de secado y molienda.

4.4.2 Ensayos morfoanatómico y organoléptico: Entre los caracteres organolépticos se

incluyen: color, olor, sabor y textura de la droga (Trease & Evans, 1991; Kuklinski,

2000; Vila & Reing, 2003; Solis et al., 2005).

4.4.3 Determinación de cenizas:

Las cenizas dan idea del contenido en materia mineral de una droga, el cual

suele hallarse alrededor de un 5% (Solis et al., 2005; Vila & Reing, 2003).

13

Método según la Farmacopea Europea:

Ignicionar un crisol por 30 min, enfriar en un desecador y pesar.

Pesar 1 g del material vegetal sobre el crisol previamente seco y secar de 100-

105 °C por una hora e incinerar hasta peso constante en una mufla con

temperatura entre 575 y 625 °C.

Si luego de una prolongada incineración no se logra obtener una ceniza libre de

carbón, disolver en agua caliente, filtrar a través de papel filtro libre de ceniza e

incinerar el residuo junto con el papel filtro.

Combinar el filtrado con la ceniza y cuidadosamente evaporar a sequedad e

incinerar hasta peso constante.

Dejar enfriar el crisol y pesar. Determinar el porcentaje de cenizas obtenidas.

4.4.4 Preparación de extractos:

El material seco y crudo se realizó una extracción fraccionada empleando

hexano, diclorometano, acetato de etilo y etanol siguiendo el procedimiento: Se pesan

de 200 a 500 g de material vegetal y se colocan en un percolador, al cual se le agrega el

disolvente extractor y se realiza una percolación con el mismo durante un período de 5

días con recambios periódicos del disolvente hasta que la extracción sea exhaustiva. El

extracto así obtenido se concentra a presión reducida a una temperatura inferior a 45 °C

en un evaporador rotatorio. Se le realizará un tamizaje fitoquímico para determinar los

metabolitos secundarios presentes en los extractos. (Sharapin, 2000; Solís et al, 2005).

4.4.5 Obtención, caracterización y estudio del rendimiento de aceites esenciales:

Se realizó una extracción por hidrodestilación utilizando un equipo

Neoclevenger según la Farmacopea Europea (2001), realizando de 3 a 5 repeticiones

para determinar el porcentaje de rendimiento del aceite esencial (Solis et al, 2005; Vila

& Reing, 2003).

4.4.5.1 Análisis del aceite esencial por cromatografía de gases (CG):

Utiliza como fase móvil un gas, que suele ser nitrógeno, hidrógeno o helio y

como fase estacionaria un líquido muy viscoso retenido sobre un soporte sólido inerte.

El equipo empleado se denomina cromatógrafo de gases y consiste: una cámara de

inyección, una columna cromatográfica (generalmente de tipo capilar) contenida en un

horno, cuya temperatura es controlable y programable, un detector y un sistema de

adquisición y tratamiento de datos.

La identificación de los componentes de una muestra mediante CG, se basa en la

medida de sus tiempos de retención en comparación con los de sustancias ya conocidas.

Las determinaciones cuantitativas por CG se realizan, según cada caso

particular, por los métodos habituales, normalización, patrón interno o patrón externo.

(Bandoni, 2001; Sharapin, 2000; Vila & Reig, 2003).

4.4.6 Caracterización Química:

El tamizaje (screening) fitoquímico es una de las etapas iniciales de la

investigación fitoquímica, que permite determinar cualitativamente los principales

grupos de constituyentes químicos presentes en una planta y a partir de allí, orientar la

extracción y/o fraccionamiento de los extractos para el aislamiento de los grupos de

mayor interés. Consiste en la extracción de la planta con disolventes apropiados y la

aplicación de reacciones de coloración y análisis por cromatografía en capa fina. Debe

permitir la evaluación rápida, con reacciones sensibles, reproducibles y de bajo costo.

14

4.4.6.1 Investigación de alcaloides:

Ensayos macro y semimicro: Pesar 1 g de material vegetal. Agregar 2 gotas de solución

de hidróxido de amonio al 10% (p/v), luego añadir 25 mL de metanol a 60C. Filtrar

con papel filtro Whatman 1 y acidificar el filtrado con ácido clorhídrico 2 N. La

solución resultante dividirla en 4 tubos y evaluar de la siguiente manera:

Tubo 1: agregar 5 gotas del reactivo de Mayer’s. (Color blanco a crema).

Tubo 2: agregar 5 gotas del reactivo de Dragendorff. (Color rojo a naranja).

Tubo 3: agregar 5 gotas del reactivo de Wagner. (Color marrón).

Tubo 4: testigo.

Usar como estándar soluciones al 1% de atropina y papaverina. Observar durante 2

horas la existencia de precipitados, turbidez o precipitación de complejos en los tubos.

Cromatografía en capa fina: Pesar 1 g de material vegetal seco y molido, agregar 1 mL

de hidróxido de amonio al 10% (p/v) y extraer con 5 mL de metanol. Colocar en baño

maría a 60C durante 5 minutos. Filtrar y concentrar. Aplicar en una placa de silica gel

60 F254, utilizando como estándar una solución de atropina y papaverina al 1 por ciento

en metanol (10 μL).

Fase móvil: tolueno-acetato de etilo-dietilamina (70:20:10); acetato de etilo-metanol-

agua (100:13.5:10), cloroformo- dietilamina (90:10); acetona-agua-amonio concentrado

(90:7:3)

Detección:

Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, UV 365 nm algunos fluorescen azul

o amarillo.

Reactivo de Dragendorff: zonas cafés o naranjas en vis, los colores no son estables.

4.4.6.2 Investigación de flavonoides y antocianinas:

Ensayos macro y semimicro: Extraer 3 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de

etanol o metanol al 80 por ciento, filtrar y concentrar. Enfriar a temperatura ambiente y

triturar el residuo con 15 mL de éter de petróleo hasta que la extracción sea incolora.

Disolver el residuo en 30 mL de metanol al 80 por ciento, filtrar y dividir en 5 tubos:

Tubo 1: agregar 0.5 mL de ácido sulfúrico concentrado.

Tubo 2: agregar 3 a 5 gotas de cloruro férrico al 10 por ciento (p/v).

Tubo 3: agregar 0.5 mL de ácido clorhídrico concentrado y calentar en baño de maría

por 5 minutos (prueba para leucoantocianinas).

Tubo 4: agregar magnesio metálico y 0.5 mL de ácido clorhídrico concentrado.

Tubo 5: agregar un álcali a un extracto acuoso.

Tubo 6: agregar solución de ácido bórico en anhídrido acético.

Tubo 7: testigo.

Evaluar las reacciones, cambios de color y/o formación de precipitado

comparados con el testigo.

15

Desarrollo inmediato de color flavonas y flavonoles (amarillo a rojo),

flavanonoles (rojo a magenta), flavanonas (rojo, magenta, violeta, azul), isoflavonas

(amarillo); isoflavononas, chalconas y auronas no dan coloración.

Cromatografía en capa fina: Extraer 1 g de material vegetal seco pulverizado con 10 mL

de metanol por 5 minutos en baño de maría a 60C. Filtrar la solución y aplicar sobre

las cromatoplacas de silicagel 60 F254. Como estándar emplear solución de flavonoides

al 0.05 por ciento en metanol (10 μL). (Quercetina, rutina, ácido clorogénico,

hiperósido).

Fase móvil: acetato de etilo-ácido fórmico-ácido acético glacial-agua (100:11:11:27), n-

butanol-ácido acético-agua (40:10:50); acetato de etilo-ácido fórmico-ácido acético

glacial-etilmetilcetona-agua (50:7:3:30:10)

Detección:

Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, zonas azules o amarillas. UV 365

nm, dependiendo la estructura fluorescen amarillo, azul o verde.

Reactivo de Productos Naturales (NP/PEG). Fluorescencia intensa en UV-365 nm.

Solución 1: solución metanólica al 1 por ciento de difenilboriloxietilamina (NP).

Solución 2: solución etanólica al 5 por ciento de polietilenglicol 4000 (PEG).

Aplicar a la placa vapores de amoniaco para intensificar el color de las manchas.

4.4.6.3 Investigación de antraquinonas:

Prueba de Bornträger: Extraer 3 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de etanol

al 80 por ciento, filtrar y concentrar en baño de maría (60C). Disolver el residuo con

30 mL de agua destilada y filtrar. Extraer con 10 mL de benceno. A la fase bencénica

añadir 5 mL de solución de test de amonio y agitar. Observar cambios de color en la

fase alcalina (color rojo, rosado: positivo).

Prueba de Bortränger modificado: Calentar 0.3 g de material vegetal pulverizado con 10

mL de hidróxido de potasio alcohólico 0.5 N y 1 mL de peróxido de hidrógeno al 3 por

ciento y calentar 10 minutos en baño de maría a 60C. Añadir 10 gotas de ácido

acético glacial para acidificar. Extraer con 10 mL de benceno. A la capa bencénica

adicionar 5 mL de solución de prueba de amonio y agitar. Observar cambios de color

en fase alcalina (color rojo, rosado: positivo).

Cromatografía en capa fina: Extraer 0.5 g de material vegetal seco pulverizado con 5

mL de metanol en baño maría (60C) por 5 minutos. Filtrar y aplicar 10 μL en la

cromatoplaca de silicagel 60 F254.

Estándar: solución al 0.1 por ciento en metanol de antraquinonas (10 μL). (Aloína,

flangulina A/B, glucofrangulina A/B y sus agliconas, reina, aloe-emodina, extracto de

sen)

Fase móvil: acetato de etilo-metanol-agua (100:17:13), acetato de etilo-metanol-agua

(100:13.5:10).

Detección:

Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, UV 365 nm fluorescencia amarilla o

rojo-café.

Solución etanólica de hidróxido de potasio al 5 o 10 por ciento.

Antraquinonas: zonas rojas en visible y fluorescencia roja en UV-365 nm.

Antronas y antranolas: zona amarillas en visible y fluorescencia amarilla en UV-365

nm.

16

4.4.6.4 Investigación de cumarinas:

Ensayos macro y semimicro: Medir 5 mL de extracto vegetal metanólico. Agregar 1 mL

de agua destilada hirviendo. Con un capilar aplicar 2 manchas en papel filtro. A una

mancha agregar 1 gota de hidróxido de potasio 0.5N, observar bajo luz UV de 365 nm

(fluorescencia azul o verde: positivo).

Cromatografía en capa fina: A 1 g de material vegetal adicionar 10 mL de metanol y

calentar 30 minutos en baño de maría. Filtrar y evaporar hasta 1 mL. Aplicar 20 μL en

una cromatoplaca de sílica gel 60 F254. Utilizar como estándar canela en metanol al 1

por ciento, umbeliferona, ácido p-cumárico, cumarina.).

Fase móvil: tolueno-acetato de etilo (93:7); tolueno-éter (1:1 saturado con 10% de ácido

acético, 50 mL de tolueno y 50 mL de éter son mezclados durante 5 min con 50 mL de

ácido acético al 10%, se filtra y se descarta la fase de abajo, y la mezcla de tolueno-éter

es usada).

Detección:

Sin tratamiento químico UV 254nm fluorescencia. UV 365 nm todas las cumarinas

muestras una intensa fluorescencia azul o verde- azul.

Solución etanólica de hidróxido de potasio al 5 o 10%. UV-365 nm fluorescencia azul o

verde.

4.4.6.5 Investigación de taninos:

Ensayos macro y semimicro: Extraer 10 g de material vegetal pulverizado con 30 mL de

etanol o metanol al 80 por ciento, filtrar y evaporar a sequedad. Añadir 25 mL de agua

caliente al residuo y agitar con varilla y dejar enfriar. Agregar 1 mL de solución de

cloruro de sodio al 10 por ciento y filtrar. Adicionar 3 mL del filtrado a 4 tubos de

ensayo:

Tubo 1: testigo.

Tubo 2: agregar 4 a 5 gotas de solución de gelatina al 1 por ciento (p/v).

Tubo 3: agregar 4 a 5 gotas de gelatina-sal (1 por ciento de gelatina y cloruro de sodio al

10%).

Tubo 4: agregar 3 a 4 gotas de solución de cloruro férrico al 10 por ciento (p/v).

Observar la formación de precipitado y/o cambio de coloración.

Con cloruro férrico: grisáceo-negro: catecol; negro-azulado: pirogalol)

4.4.6.6 Investigación de aceites volátiles:

Cromatografía en capa fina:

Método A: Extraer 1 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de diclorometano

agitando por 15 minutos. Filtrar y evaporar en baño maría (60C) a sequedad.

Disolver en 1 mL de tolueno y aplicar 20-50 mL en cromatoplaca de silicagel 60 F254.

Método B: Pesar 10-50 g (dependiendo del tipo de droga) de material vegetal y destilar

con arrastre de vapor por 1 hora. Recolectar el aceite esencial en xileno. Diluir la

solución de aceite en xileno con tolueno 1:5 o si es muy concentrada 1:10 y aplicar 5

mL (1:10) en cromatoplaca de silicagel 60 F254.

Estándar: solución de tolueno 1:30 de mentol, timol, anisaldehído, anetol, 1,8-cineol (3

mL).

Fase móvil: tolueno-acetato de etilo (93:7).

Detección: anisaldehído-ácido sulfúrico, vanillina-ácido sulfúrico. Zonas azules verdes,

rojas y cafés en visible.

17

4.4.7 Evaluación de la actividad antioxidante:

Método de TLC: Aplicar 10 μL de muestra y 5 μL del estándar antioxidante terc-butil-

hidroquinona (TBHQ) en una placa cromatográfica de silica gel 60F254. Colocar la placa

en una cámara de vidrio saturada previamente con acetato de etilo:ácido acético:ácido

fórmico:agua (100:11:11:26). Secar y asperjar con DPPH (1mg/mL en metanol).

Resultados: Si los extractos presentan actividad antioxidante se observará la

decoloración del DPPH en las bandas respectivas.

Método colorimétrico: DPPH es un radicales libres utilizado para evaluar la actividad

atrapadora de radicales de un compuesto o extracto vegetal (Ravishankara et al., 2002).

Se prepara una serie de cuatro tubos de reacción por ensayo. Al primer tubo que es el

blanco del control se le agrega 1 mL de una solución tampón de acetato y 2 mL de

metanol. Al segundo tubo control, se le agrega 1 mL de tampón de acetato, 1.5 mL de

metanol y 0.5 mL de solución metanólica de DPPH (0.0219 % p/v). Al tercer tubo,

blanco del ensayo, se le agrega 1 mL de tampón de acetato, 1.4 mL de metanol, 0.1 mL

de extracto de la muestra y 0.5 mL de solución de DPPH. Al cuarto tubo, ensayo, se le

agrega 1 mL de tampón de acetato, 1.4 mL de metanol, 0.1 mL del extracto y 0.5 mL de

solución de DPPH. Se agita en vortex por 30 seg e incuba a temperatura ambiente por

30 min. Se realiza la lectura de la absorbancia en un espectrofotómetro (517 nm) contra

el blanco respectivo. Se calcula el portentaje de disminución de la abs causado por el

extracto (Abs b control–Abs e)/Abs control * 100 = % dis Abs. Se grafica la

concentración del extracto (eje x) vrs % dis Abs (eje y). Se interpola el valor de IC50. La

actividad antioxidante se expresa en términos de la concentración de inhibición al 50%

(IC50) que es la concentración del extracto requerida para disminuir un 50% la

absorbancia de DPPH (Lima, 2003).

4.4.8 Determinación de la bioactividad:

4.4.8.1 Ensayo contra Artemia salina (camarón salino): La A. salina es un crustáceo

cuyas larvas (nauplios) son sensibles a gran variedad de sustancias, la citotoxicidad de

extractos sirve para dirigir el fraccionamiento bioguiado en forma rápida y simple, es

una prueba útil aunque no es selectiva para ninguna molécula química.

La técnica consiste en la preparación de un medio salino adecuado, la colocación

de huevos del crustáceo en dicho medio y eclosión. Se transfiere la mayor cantidad de

nauplios vivos a un erlenmeyer con medio salino fresco. Se preparan para cada

sustancia de prueba 3 niveles de dilución (1000, 500 y 250 μg) y se colocan por

triplicado en 9 pozos de la microplaca, haciendo un volumen total por pozo de 100 μL

de solución a ensayar. Posteriormente se agregan a cada pozo 100 μL de medio salino

conteniendo de 10 a 15 nuplios y 100 μL de medio salino. Se usan 3 pozos como

controles negativos los que se preparan en forma similar, utilizando como sustancia de

prueba el medio de disolución de los extractos. Después de 24 horas se procede

entonces a contar el número de sobrevivientes en cada dilución, del que por diferencia

con el valor inicial, se calcula el número de decesos observados. La Concentración Letal

Media (CL50) se calcula mediante una regresión no paramétrica utilizando el pograma

Finney para Basic. Las larvas del crustáceo son sensibles a muchas sustancias de

prueba, con lo que puede determinarse la bioactividad de las mismas. Como prueba de

pretamizaje resulta idónea, principalmente en lo referente a la búsqueda de posibles

sustancias antibióticas, citotóxicas y/o plaguicidas.

18

4.4.8.2 Actividad insecticida: Consiste en evaluar la actividad de los extractos vegetales

para matar larvas de insectos de importancia médica (Aedes aegypti) en un medio

micrométrico líquido, en este estudio

4.4.8.3 Actividad antibacteriana

Tamizaje antimicrobiano:

Se evalúa la actividad inhibitoria de un producto, la potencia de un compuesto,

la susceptibilidad de un microorganismo y el espectro de inhibición. Para evaluar la

actividad es preciso conocer el modelo microbiano y tenerlo controlado en las

condiciones de laboratorio, por procedimientos in vitro o in vivo. La medición de esta

actividad se hace por métodos de dilución, que sirve tanto para el tamizaje como para

determinar la concentración inhibitoria mínima (CIM) que se requiere del agente

antimicrobiano para inhibir al microorganismo. La CIM es la concentración más baja

en la que no hay crecimiento visible en agar (placa), está basado en el descrito por

Mitscher et al. (1972).

Se mide por el crecimiento de bacterias inoculadas en superficie de medios

conteniendo moléculas bioactivas. El procedimiento ofrece una distribución homogénea

del compuesto en el agar que consiste en preparar cajas de Agar Muller-Hinton (AMH)

con 1.0 mg/mL del extracto (AMH-E). Inocular las bacterias en caldo, incubar 24 horas

a 36°C, diluir 1:100 en agua destilada estéril, inocular con estrías por cuadruplicado

(error < 0.05) en la superficie de AMH-E e incubar a 36°C por 24 horas. Este

procedimiento se aplica a levaduras, pero debe diluirse el inóculo 1:10 e incubar 48

horas. Se evalúa el crecimiento de bacterias (-) o su inhibición (+). Para la CIM se usan

diluciones decrecientes (1, 0.5, y 0.25 mg/mL), se consideran positivos los extractos

activos a concentraciones <1 mg/mL. El tamizaje debe efectuarse con las siguientes

cepas de microorganismos: Staphylococcus aureus ATCC 25923, Salmonella typhi

ATCC 14028, Mycobacterium smegmatis ATCC 607, Bacillus subtilis ATCC 6051,

Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, Candida albicans ATCC 10231 y

Cryptococcus neoformans C 13.

4.4.9 Extracción y cuantificación de los colorantes:

4.4.9.1 Extracción de colorantes:

Pesar de 100 a 200 g de la parte de cada especie en estudio y realizar una

percolación utilizando como disolvente extractor (etanol 95%, ácido clorhídrico 0.1N en

proporción 85:15) en una relación 1:5 o 1:10 dependiendo de la materia vegetal, dejar

24 h en reposo y posteriormente concentrar el disolvente extraído hasta obtener una

consistencia grado miel, secar en desecador hasta sequedad y almacenar en

refrigeración para su posterior análisis por espectrofotometría UV/VIS.

4.4.9.2 Método del tungsto-molíbdico-fosfórico para cuantificar taninos:

Se agitan 10 g de muestra con 500 mL de etanol al 50 % durante 6 h, se deja en

reposo 8 h y se agita nuevamente por 30 min, para posteriormente filtrar. Se transfieren

3 mL del filtrado a un matraz aforado de 50 mL y se diluye con agua destilada hasta

enrase (Solución madre). Finalmente se preparan matraces aforados de 50 mL, de

acuerdo a lo que muestra la siguiente tabla:

19

Tabla 1.

Reactivos para elaboración de curva de calibración para cuantificación de

taninos

Reactivos Blanco Patrón Muestra

Sm - - 1.0 ml

Solución de referencia de

ácido tánico

- 3.0 ml -

Agua destilada 5.0 mL 2.0 mL 4.0 mL

Reactivo para taninos 2.0 mL 2.0 mL 2.0 mL

Se agita y se deja en reposo 5 minutos

Solución de carbonato de

sodio al 20%

1.0 mL 1.0 mL 1.0 mL

Se completa con agua destilada hasta enrase, se mezcla bien y se lee cada uno a

700 nm.

Solución de referencia de ácido tánico: Se disuelven 25 mg de ácido tánico en 100 mL

de agua destilada, de ahí se toman 20 mL y se completa volumen hasta 100 mL.

Reactivo para taninos: 10 g de tungstato de sodio dihidratado, 0,2 g de ácido

fosfomolíbdico y 5 mL de ácido fosfórico al 85 % en 75 mL de agua destilada. Se

refluja 2 h y después se completa a 100 mL con agua destilada.

La expresión para los cálculos es la siguiente:

Am x P x 1 000 x 100 X = Ap x PM x (100-p) (Ecuación 1)

X: contenido de taninos en la droga (%)

P: masa de la sustancia de referencia (g)

Am: absorbancia de la muestra (nm)

Ap: absorbancia de la solución de referencia (nm)

PM: masa de la droga (g)

p: humedad de la droga (%)

4.4.9.3 Análisis de Cuantitativo de Flavonoides por Espectrofotometría UV/VIS (Real

Farmacopea Española, 2002):

Disolución madre. En un matraz de fondo redondo de 100 ml poner 0.8 g de droga

pulverizada (500), 1 ml de una disolución de 5 g/l de hexametilentetramina, 20 ml de

acetona y 7 ml de ácido clorhídrico. Calentar a ebullición la mezcla a reflujo durante 30

min. Filtrar el líquido a través de algodón hidrófilo a un matraz de 100 ml. Añadir el

algodón hidrófilo al residuo en el matraz de fondo redondo y extraer dos veces con 20

ml, cada vez, de acetona, calentando a ebullición a reflujo cada una de las veces durante

10 min. Dejar enfriar a temperatura ambiente, filtrar el líquido a través de algodón

hidrófilo y después filtrar las disoluciones de acetona reunidas a través de un papel de

filtro a un matraz aforado y diluir hasta 100 ml con acetona lavando el matraz y el filtro.

Poner 20 ml de la disolución en una ampolla de decantación, añadir 20 ml de agua y

extraer la mezcla una vez con 15 ml y luego tres veces con 10 ml, cada vez, de acetato

de etilo. Reunir los extractos de acetato de etilo en una ampolla de decantación, lavar

dos veces con 50 ml, cada vez, de agua, filtrar el extracto sobre 10 g de sulfato de sodio

anhidro a un matraz aforado de 50 ml y diluir hasta 50 ml con acetato de etilo.

20

Disolución problema. A 10 ml de la disolución madre añadir 1 ml de reactivo de cloruro

de aluminio y diluir hasta 25 ml con una disolución al 5 % V/V de ácido acético glacial

en metanol.

Disolución de compensación. Diluir 10 ml de la disolución madre hasta 25 ml con una

disolución al 5 % V/V de ácido acético glacial en metanol.

Medir la absorbancia de la disolución problema después de 30 min, por comparación

con la disolución de compensación a 425 nm.

Calcular el contenido en porcentaje de flavonoides, calculado como hiperósido, a partir

de la expresión: tomando la absorbancia específica del hiperósido como 500 nm.

A = absorbancia a 425 nm,

m = masa de la sustancia a examinar en gramos.

A × 1.25 (Ecuación 2)

—————

m

I.4.5 La Técnica Estadística

Se realizó un estudio no probabilístico a conveniencia, en el caso de evaluación

de la actividad antimicrobiana se utilizará estadística no paramétrica, es decir si se

presenta crecimiento el resultado de la actividad será negativa y si no la presenta el

resultado de la actividad será positiva, se realizarán cuatro réplicas por especie y luego

se determinará la concentración mínima inhibitoria (CIM) de la actividad bactericida,

cuatro réplicas para la concentración letal media (CL50), de la actividad citotóxica y

concentración letal (CL100) para la actividad larvicida.

En cuanto a la determinación de los metabolitos secundarios se realizó la

medición de Rf comparando con estándares, ensayos macro y semimicro y reacciones

de coloración y precipitación.

En cuanto al análisis del aceite esencial se obtendrá el promedio y la desviación

estándar de 3 extracciones del aceite, para determinar su rendimiento y la identificación

química se realizará de acuerdo a los tiempos de retención y masas de los constituyentes

comparados con una base de datos.

Para registrar las observaciones se utilizarán cuadernos foliados por páginas, en

las cuales se llevará el registro cronológico de las actividades realizadas y los resultados

obtenidos. Los resultados serán organizados, resumidos y presentados mediante

estadística descriptiva y serán analizados e interpretados de acuerdo a la técnica

ensayada.

I.4.6 Los Instrumentos a utilizar

Se utilizaron cuadernos para el registro de las actividades realizadas diariamente

y resultados obtenidos, además de la documentación registrada en la bitácora del

laboratorio. Se elaboraron informes mensuales y trimestrales para indicar el avance de

la investigación. Se utilizó el equipo, materiales e infraestructura del Laboratorio de

Investigación de Productos Naturales de la Facultad de Ciencias Química y Farmacia,

para los análisis fitoquímicos, fisicoquímicos y espectrofotométricos y el laboratorio de

Bioensayos para la evaluación de la actividad biológica.

21

PARTE II

MARCO TEÓRICO

El ecosistema de manglar está considerado entre las cinco unidades naturales

principales del mundo por albergar en él una alta productividad, amplia gama de

recursos e importante biodiversidad. Su productividad primaria bruta alcanza niveles de

hasta 14 gramos de carbono por metro cuadrado y de 7 a 15 toneladas de hojarasca

anuales, por hectárea El bosque de mangle provee además de bienes ambientales ya que

constituye una barrera protectora de las costas frente a fenómenos naturales, sirve de

filtro natural que desaliniza el agua y absorbe tóxicos y químicos.

La importancia de los manglares radica en que son considerados ecosistemas de

mayor producción de materia orgánica, actúan como criaderos para muchas especies de

peces y otros mariscos, sirven de habitáculo para una gran variedad de aves y otros

organismos costero-marinos, protegen la costa contra la erosión, las marejadas,

tormentas y huracanes, lo que los convierte en pieza fundamental de la Gestión

Integrada de Zonas Costeras. Similar a otras plantas y árboles funcionan como

oxigenadores del medioambiente porque producen oxígeno y usan el bióxido de

carbono del aire, son usados para la recreación pasiva, los deportes acuáticos y

actividades turísticas, son importantes para la educación e investigación científica. La

conservación de la estructura y funcionamiento de los manglares debe ser prioritario, el

enfoque ecosistémico debe procurar el equilibrio apropiado entre conservación y uso de

la diversidad biológica y su integración.

América Central es una región de gran importancia biogeográfica dado que sirve

de puente entre las zonas norte y sur del continente, y que está ubicada entre el Océano

Pacífico y el Mar Caribe. Se encuentran en la misma innumerables ecosistemas y

humedales costeros, sobre todo manglares y arrecifes de coral. Estos ecosistemas

figuran entre los más productivos del mundo (Day et al, 1989); como tales, no sólo

tienen un elevado valor ecológico sino que contribuyen en forma significativa a las

economías regionales.

No hay en la región estudios exhaustivos que permitan determinar la extensión

de los manglares de la región, ni el patrón de cambio del mismo. La mayoría de los

informes nacionales y regionales presentan variaciones por lo cual no es posible tener

un valor preciso de la misma. Se ha estimado (Rodríguez y Windevoxhel, 1995) que

Centroamérica (incluyendo Belice y Panamá) tiene unas 566,900 hectáreas de

manglares de las cuales, al menos 342,137 hectáreas de cobertura boscosa excluyendo

otros componentes del ecosistema son reportadas para el Pacífico (Jiménez, 1994).

Se estima que sólo el 7% de los bosques naturales que subsisten en América

Central son manglares. Estos constituyen uno de los ecosistemas más representativos

que se encuentran en las zonas costeras protegidas en la región. Debido a la disminución

acelerada de los bosques tropicales de América Central, sobre todo de bosques secos,

los manglares se han convertido en la actualidad en una fuente importante de recursos

que permiten satisfacer las necesidades básicas de las familias que viven en las zonas

costeras o cerca de las mismas. En algunas áreas costeras secas del Pacífico, las

comunidades satisfacen entre el 40 y el 90% de sus necesidades energéticas gracias a la

leña obtenida de los manglares.

22

2.1 Reserva de Usos Múltiples de Monterrico

La Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico (RNUMM) es un humedal de

gran importancia por su papel hidrológico, biológico y ecológico fundamental en el

funcionamiento natural de las cuencas hidrográficas de la zona y de los sistemas

costeros. La zona está definida por asociaciones naturales, siendo estas el ecosistema

estuarino y el ecosistema costero-marino, que son de alto valor como hábitat de una

gran diversidad de especies animales y vegetales, ya que en este realizan las diferentes

fases de su desarrollo y ciclos de vida (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).

La RNUM Monterrico se localiza al sureste de la República de Guatemala sobre

la franja costera del Pacífico entre los municipios de Taxisco y Chiquimulilla del

departamento de Santa Rosa. Está delimitada por las coordenadas cartográficas entre los

meridianos 90º26'21" y 90º30'14" longitud Oeste y paralelos 13º58'28" y 14º0'38"

latitud Norte. Localizada muy cerca del foco del rango latitudinal de mayor desarrollo

de bosques de manglares, dichos bosques constituyen una de las principales

formaciones vegetales característica y representativa del área (Sigüenza y Ruíz-

Ordoñez, 1999).

El 65% del área está formado por cuerpos de agua, formando así el sistema

estuarino conocido como Canal de Chiquimulilla, que cuenta con canales anexos y

lagunas estuarinas que cambian su salinidad dependiendo de la acción de las mareas.

Este sistema estuarino representa un importante hábitat de fauna y flora que en la

mayoría de los casos se encuentran en vías de extinción, como por ejemplo la iguana

verde, el caimán, tortugas terrestres y tortugas marinas, y de pérdida significativa de su

funcionalidad como en el caso de los ecosistemas de manglar (Sigüenza y Ruíz-

Ordoñez, 1999).

Según el sistema del Dr. L.R. Holdridge, el área se localiza en la zona de vida

Bosque seco Subtropical (bs-S) compuesto por la flora representativa (Madre Cacao,

Guachimol y arbustos espinosos). Esta zona de vida abarca una franja angosta de unos 3

a 5 km en el Litoral del Pacífico, que va desde la frontera con México hasta las

cercanías de Las Lisas, en el Canal de Chiquimulilla (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).

La RNUMM está situada entre los 0 a 8 msnm. En cuanto a su relieve

topográfico pertenece a la planicie de la costa sur ya que su pendiente no sobrepasa del

5%, a excepción del área de mareas (playa).

La franja de playa, es de vital importancia ya que el desove (postura de huevos)

de tortugas marinas se realiza de manera constante durante la temporada que va desde

julio a diciembre de cada año. El bosque seco, es otra de las importantes asociaciones

naturales que posee la reserva ya que constituye un refugio, sitio de anidamiento,

alimentación y reproducción para muchas especies de aves, reptiles, mamíferos e

invertebrados (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).

2.2 La Fitosociología y las Asociaciones Vegetales: El proceso de reconocer y clasificar las comunidades vegetales está basado en

las ideas de Clements que planteaba que las comunidades vegetales eran reconocibles y

se pueden repetir en determinadas condiciones. Su estudio y clasificación es ocupación

de la Fitosociología.

23

De acuerdo a Alcaraz (2009) tres son las ideas de la fitosociología: 1) las

comunidades de plantas se conciben como tipos de vegetación reconocidos a través de

su composición florística. La composición completa de especies de la comunidad

expresa mejor sus relaciones inter-específicas y con el ambiente que cualquier otra

característica. 2) Entre las especies que componen una comunidad, algunas son mejores

indicadores de las interrelaciones que otras. Para clasificaciones prácticas se usan mejor

estas especies puesto que son más efectivas como indicadores; estas son las especies de

diagnóstico (especies de carácter, especies diferenciales y compañeras constantes). 3)

Las especies de diagnóstico se utilizan para organizar las comunidades en una

clasificación jerárquica en la cual la asociación es la unidad básica. La gran cantidad de

información que manejan los fitosociólogos debe, necesariamente, ser organizada; la

jerarquía no sólo es necesaria, sino que supone un instrumento insustituible para

entender y comunicar las relaciones de la comunidad.

Uno de los más reconocidos autores es Braun-Blanquet quién es el iniciador de

la escuela Zurich-Montpellier, luego de él otros autores fueron tomando diversos

caminos y se crearon la escuela de Uppsala, y la de Raunkaier (Kent M. & P. Coker,

1992.) Todas estas escuelas basadas en la fitosociología y la clasificación de la

vegetación lo que conceptualmente es fundamental para realizar la cartografía de la

vegetación como la que se propone para la RNUMM.

2.3 Hábitat

El hábitat del manglar se caracteriza por un clima de temperatura media anual

elevada, precipitaciones moderadas o altas. De especial significación son las

condiciones edafohídricas: inundación intermitente por influencia de las mareas, mezcla

de agua salina con agua dulce en desembocaduras de ríos, estuarios y deltas, suelos

mayormente cenagosos y cubiertos por abundante materia orgánica en descomposición,

bajo extremas condiciones reductoras (deficitarias de oxígeno).

Los humedales o ambientes acuáticos son aquellos que permiten el desarrollo de

formas vegetales adaptadas a vivir en condiciones de inundación. Entre éstas se

incluyen desde las hidrófitas estrictas de formas sumergidas, emergentes y flotantes

hasta las subacuáticas o tolerantes, con representantes herbáceos o leñosos.

Los ecosistemas de manglar son ecosistemas que además del mangle incluyen

los animales y plantas asociadas, vegetación mayormente arbórea, la cual constituyen el

tipo de vegetación dominante de las costas en la banda tropical y subtropical (Yañez-

Arancibia y Lara-Domínguez 1999, Pizarro et al. 2004).

Esta especie se desarrolla en litorales someros, con poca pendiente donde la

marea entra con mayor facilidad. Posee una alta capacidad de enraizamiento y se

establece en las partes bajas donde el agua se mantiene en movimiento, o en suelos

saturados de agua (Arcas 2001, Morales 2001). Pueden ser encontrados en arena, lodo,

turba y rocas coralinas, pero la mayoría está asociada a suelos lodosos. Los suelos de los

manglares han sido considerados muy fértiles, ya que presentan una alta tasa de

descomposición, y una relación carbono/nitrógeno muy alta (Morales 2001).

24

2.4 Sistemas de Producción en Manglares Un sistema es un conjunto de componentes que interactúan entre sí de manera tal

que actúan como una unidad. Cualquier sistema tiene como mínimo las siguientes

partes: límites, componentes, entradas y salidas (CATIE, 1999).

Los límites, que pueden ser físicos (ríos, cercos, etc.) o jurídicos legales

(extensión de una finca, etc.), definen la extensión del sistema. Los componentes son los

elementos o partes que existen físicamente (por ejemplo cultivos, ganado, bosques).

Cada componente es a su vez un sistema con sus propios componentes, interacciones,

límites y otros (por ejemplo los pastos, el ganado, lo árboles de las pasturas conforman

el componente “ganadería” de una finca). Las interacciones son, entre otros los flujos de

materia, energía y dinero que se mueven de componente a componente (CATIE, 1999).

Algunas de las características de los sistemas de producción asociados a los

ecosistemas de los manglares son:

Los sistemas de producción de las familias que residen en los manglares son

complejos, comparados con sistemas de producción campesinos de zonas centrales de

Centroamérica: en efecto, incluyen componentes basado en el uso extractivo de los

recursos naturales del manglar (leña, peces, moluscos, etc.), otros componentes ligados

al sector informal (principalmente comercio y otras actividades de servicio) y, en

algunos casos, componentes agrícolas.

En la mayoría de los casos las áreas de asentamientos en manglares son

marginales, periféricas debido a que no han beneficiado de políticas sociales públicas

(educación, salud, apoyo a la producción). En consecuencia, estas zonas han entrado en

un círculo vicioso de pobreza aumento en la intensidad de extracción de recursos del

manglar, escasez de recursos naturales, pobreza (CATIE, 1999).

Son sistemas en gran parte orientados hacia el mercado, pese a que también

permiten satisfacer en alguna medida necesidades de consumo familiar. Muchos de los

productos extraídos del manglar (peces, moluscos, crustáceos, entre otros) no son

productos de primera necesidad y están sujetos a grandes variaciones de precios. En el

caso de la leña de mangle, existen otras fuentes de energía y especies de bosques

latifoliados o pinares que compiten, en ciertas épocas del año, con las especies del

manglar.

La población ligada a los manglares es heterogénea y se asemeja más al sector

informal que al sector agrícola (en el sentido amplio). Muchos han sido

tradicionalmente jornaleros, obreros agrícolas o de construcción y han adquirido

habilidades en la extracción de los recursos del manglar (pescar, leña) por no tener otras

alternativas. Esto último constituye una característica fundamental debido a que

culturalmente, esta población no aspira a ser leñadora ni pescadora, todo lo contrario,

están en búsqueda permanente de fuentes de empleos fuera del manglar mismo. Este

ecosistema representa para ellos una “alcancía”, un “seguro” en caso de necesidades de

efectivo.

En este sentido, esta población no tiene cultura de “acumulación” sino que más

bien sobrevive en el día a día a muy corto plazo. Es la diferencia fundamental que existe

con un campesino tradicional que practica además de una agricultura de subsistencia,

25

una agricultura de “recta” con productos tales como el café o el cacao (productos de

exportación). En las condiciones antes mencionadas, el nivel organizativo de esta

población es muy bajo.

2.5 Flora y Fauna Además de las especies dominantes de mangles, en este ecosistema vive una

gran diversidad de animales, tanto terrestres como acuáticos, y diversas especies de

plantas. Algunas especies vegetales con menos resistencia a la salinidad pueden ser

parte de las comunidades de manglares como el zapote (Manilkara zapota), la palma

tasiste (Acoelorraphe wrightii), el chechén negro (Metopium brownei), palo de agua

(Pachira aquatica), cuerno de toro (Acacia cornígera) y el tucuy (Phitecellobium

lanceolatum), entre otros (CONABIO, 2009).

Entre las trepadoras y epífitas se encuentran bejucos (Rhabdadenia biflora,

Dalbergia brownei), la pitaya (Selenicereus testudo), varias especies de bromelias

(Achmaea bracteata, Bromelia pinguin y Tillandsia spp.) y orquídeas (Encyclia

cochleata, Epidendrum spp., Brassavola nosoda y Myrmecophila tibicinis). En el

sotobosque viven los helechos de los manglares (Acrostichum aureum y A.

danaeaefolium, Elaphoglossum sp.) y pastos como el zacate salado (Distichlis spicata)

y el pasto aguja (Spartina spartinae) (CONABIO, 2009).

Las raíces de los mangles proporcionan un sustrato adecuado para muchas de las

especies de fauna como caracoles, ostras (Crassostrea rhizophorae), percebes, erizos y

esponjas, y a sus estadíos juveniles. Una gran diversidad de especies comerciales como

cangrejos (Callinectes spp.), jaibas (Callinectes spp.), camarones y langostinos

(Macrobrachium spp.) viven en el agua de los manglares, al igual que las etapas

juveniles de una gran cantidad de peces como bagre (Arius spp.), lisa (Mugil spp.),

mojarras (Eucinostomus spp. Diapterus spp.), pargos (Lutjanus spp.), robalo

(Centropomus spp.) y sábalo (Megalops antlanticus) (CONABIO, 2009).

La compleja estructura vertical de los manglares es utilizada para descanso y

anidación de diversas especies de aves como la garza azul (Egretta caerulea), la garza

roja (Egretta rufescens), la garza morada (Egretta tricolor), la garza gris (Ardea

herodias), el bobo café (Sula leucogaster), el cormorán (Phalacrocorax auritus), la

fragata (Fregata magnifiscens) y la chocolatera (Ajaia ajaja). Algunas especies

consideradas Sujetas a Protección Especial (NOM-059 SEMARNAT-2001) como la

aguililla negra (Buteogallus anthracinus), el gavilán caracolero (Rostrhamus sociabilis),

la cigüeña o garzón (Mycteria americana), el vireo manglero (Vireo pallens) y el

tecolotito manglero (Megascops cooperi) también frecuentan y anidan el manglar. Otras

muchas especies de aves migratorias pequeñas como los chipes, habitan el manglar

durante su estancia en México en los meses de invierno (CONABIO, 2009).

Además, sobre las ramas de los manglares viven varias especies de iguanas

consideradas en la categoría de Especies Amenazadas (Ctenosaura pectinata, C.

quinquecarinata, Ctenosaura similis) o Sujetas a Protección Especial (C. acanthura, C.

hemilopha e Iguana iguana). En el suelo acuático y terrestre del manglar viven los

cocodrilos de río (Crocodrylus acutus), especie también Sujeta a Protección Especial.

En la parte terrestre, varios mamíferos incluyendo mapaches (Procyon lotor), coatíes,

monos y jaguares utilizan este ecosistema (CONABIO, 2009).

26

2.5.1 Vegetación: En el Pacífico de Centro América, la vegetación de los manglares está

compuesta por una mezcla de árboles, hierbas, lianas y epífitas, con diversos grados de

adaptación al ambiente salino e inundado. Los manglares especialmente, han

desarrollado una amplia organización de rasgos morfológicos y fisiológicos que tratan

exitosamente con el estrés de sal y las demandas de oxígeno para las funciones de las

raíces (Jiménez 1999-a, Medina 1999). El núcleo principal de este bosque, tanto en

climas secos como lluviosos, está compuesto por especies de los géneros Rhizophora y

Avicennia (Jiménez 1999-a).

Existen muchas definiciones para estos ecosistemas, algunas basadas en

términos de géneros de mangle, otras tienen enfoque de utilidad, pero la definición más

adecuada para este estudio será: “ecosistemas litorales tropicales y subtropicales,

localizados en la franja intermareal de áreas protegidas de la acción directa del oleaje,

en suelos planos y fangosos, inundados por las mareas con frecuencias relativas a su

amplitud y topografía del suelo, en estuarios, bahías ensenadas, lagunas costeras,

esteros, desembocaduras de ríos” (Dugan 1992, Tabilo-Valdivieso 1999, Rojas et al.

2003, Pizarro et al. 2004).

El bosque de manglar cubre cerca del 60 - 75% de las costas tropicales del

mundo, considerando que entre el 60 y 70% de las costas situadas entre Latitud 25º N y

25º S están cubiertas por mangle. En América Latina, estos bosques tienen una

cobertura aproximada de 40,000 km2 en todo el continente, y más del 70% del área total

de manglares está ubicada en las costas del Atlántico y Caribe, en el Pacífico su

distribución es más restringida debido al clima, precipitaciones y fisiografía litoral

(Yañez-Arancibia y Lara-Domínquez, 1999).

En América Latina, los manglares están influidos por la intensa actividad

convectiva dentro de la zona de convergencia intertropical (que es una franja de bajas

presiones ubicada en la zona ecuatorial, donde convergen los vientos Alisios del Sureste

y del Noreste, con variaciones en su continuidad y grosor), la cual oscila alrededor de la

línea ecuatorial, a lo largo del año (Universidad Nacional de Entre Ríos 2006, Guevara

2006), y genera precipitaciones anuales superiores a los 2,000 mm, y regímenes

variables de mareas.

Los manglares constituyen uno de los ecosistemas de mayor productividad

primaria y secundaria neta en el mundo. En él desarrollan parte de su ciclo biológico

gran cantidad de peces, crustáceos y aves. Además de contribuir a su biomasa a las

cadenas tróficas inmediatas cercanas a las costas, los manglares han brindado al hombre

gran variedad de productos para su consumo o la generación de ingresos.

Los manglares representan una gran importancia, tanto por sus funciones y sus

usos. Estos bosques, se caracterizan por poseer una compleja estructura ecológica y una

gran variedad de hábitats, donde ocurre alta productividad primaria, y diversidad

biológica, funcionando como un gran banco genético (Marenn 1994, Ayala-Pérez,

Avilés-Alatriste, y Rojas-Galaviz, 1998, Arcas 2001, Lauri y Gibson 2000, Díaz-Ruíz,

Cano-Quiroga, Aguirre-León, y Ortega- Bernal 2004, Pizarro et al. 2004). Además,

representan un enorme valor científico, económico y cultural para América Latina y el

Caribe (Yañez-Arancibia y Lara-Domínguez 1999), ya que brindan una gran cantidad

de bienes y servicios para el ser humano.

27

El manglar, es considerado como uno de los ecosistemas tropicales más

productivos del planeta, conforman sistemas importantes en estuarios, bahías y lagunas

costeras (Márquez y Jiménez 2002). Sustentan importantes pesquerías tropicales, y sirve

de refugio a numerosas especies animales, terrestres y acuáticas, migratorias y locales

(Dugan 1992, Marenn 1994, Rojas et al. 2003).

Los manglares por sus características, constituyen escenarios predilectos para el

manejo sostenible de una gran diversidad de especies; muchas de las cuales necesitan de

un substrato sólido para fijarse, como es el caso de los moluscos (Márquez y Jiménez

2002). La vegetación del manglar mantiene una relación recíproca de interdependencia

con la fauna asociada a este, la cual contribuye facilitando los procesos químicos y

biológicos del funcionamiento del sistema (ARCAS 2001).

Una de las características más importantes del manglar es que, debido al aporte

de las descargas de ríos y materia orgánica producida por una gran diversidad de

organismos de diferente nivel trófico, el ecosistema contiene una gran cantidad de

nutrientes, lo cual determina la magnitud de la producción secundaria (Ayala-Pérez,

Avilés-Alatriste, y Rojas-Galaviz 1998, Tabilo- Valdivieso 1999, Lauri y Gibson 2000,

Arcas 2001, Díaz-Ruíz, Cano-Quiroga, Aguirre-León, y Ortega-Bernal 2004).

2.5.1.1 Género Rhizophora Se denomina mangle rojo a las especies Rhizophora mangle, R. racemosa y R.

hamsoni, las cuales se encuentran en la ribera de los esteros, en condiciones de

constante recambio de agua. Son las especies árboreas de mayor importancia comercial,

muy demandadas como leña y para construcciones rústicas; antiguamente proveían de

varules para bananeras y se extraían taninos de su corteza. Debido a la forma particular

de sus raíces, una de sus funciones ecológicas es la de fijar sedimentos que se

encuentran en suspensión en el agua, mejorando así su calidad (Cintran & Schaerfer-

Novelli, 1983). Además sus raíces sirven de protección contra depredadores a muchas

especies de crustáceos, peces y camarones de importancia económica. Los árboles más

gruesos de este género alcanzan hoy en día alturas de 35 m y diámetros de 45 cm.

En Guatemala, se considera que el 80% del manglar está conformado por

mangle rojo (R. mangle), y el resto por una asociación de mangle colorado, mangle

negro (Avicennia germinans) y mangle blanco (Laguncularia racemosa) con pequeños

estratos de botoncillo (Conocarpus erectus) (Arrecis 1992). Los más importantes por su

utilización son el mangle blanco y el mangle rojo.

En el año 1965 existían 23.047 Ha de manglar, las cuales se redujeron a 16.552

Ha en 1974 y a 13.867 Ha en 1984. Se pronostica que con la tasa promedio de

degradación (501,15 Ha/año) el mangle podría desaparecer en la costa sur del país para

el año 2012.

El recurso mangle representa un ecosistema con beneficios directos e indirectos

para los pobladores de la costa sur de Guatemala, quienes se dedican en su mayoría a la

pesca y a la agricultura. Uno de los beneficios directos de su uso es el corte de madera

con fines construcción de ranchos para vivienda, elaboración de cercos rústicos y como

leña.

28

La modificación de las áreas boscosas por el avance de la frontera agrícola

generalmente está acompañada por un intenso proceso de extracción de los recursos del

bosque. Esta situación se registra en muchas regiones del trópico húmedo y en la

actualidad, en muchas de ellas, se ha identificado una pérdida de hábitat de la fauna

silvestre y la consecuente disminución de la biodiversidad de toda vida animal y vegetal

del planeta (Wilson, 1988).

2.6 Importancia de los Manglares Durante la época precolombina, grupos indígenas habitantes de la costa pacífica

de Centroamérica extraían del manglar productos como la sal, moluscos, peces y

crustáceos, utilizados para consumo interno o como bienes de intercambio con poblados

más grandes, ubicados en lugares cercanos o en otras regiones costeras (Jiménez, 1994).

Actualmente el manglar provee leña, carbón, madera de construcción, corteza para

extracción de taninos, animales silvestres, peces, conchas, cangrejos, camarones, sal y

miel a una población de escasos recursos e influencia política y a la vez ofrece sitios

propicios para la camaronicultura, desarrollada por grandes empresas propiedad de

grupos política y económicamente influyentes.

Tradicionalmente los manglares mundialmente tienen gran importancia para la

obtención de madera, fundición de metales preciosos, fuente de taninos para curtir

pieles, obtención de extractos medicinales, especialmente para la cura de afecciones de

la garganta, preservar la salud del cabello y efecto repelente (Von Prahl y col.,1990;

Sánchez, 1994; Altarejos, 1994; Field, 1995; Thangam y col., 1997). En este ecosistema

se desarrolla una amplia actividad apícola y acuícola, protección de especies que se

encuentran en vías de extinción; además representa sitios de interés para grupos

dedicados al ecoturismo (MINAGRI, 1984; Jiménez, 1992; Pizarro, 1994; Rajendron,

1996; Ellison y col., 1996).

Los manglares proveen las necesidades básicas en alimento (peces, flora y fauna

y mariscos), recursos forestales (leña, madera, postes y carbón), recursos no maderables

(tanino, miel), y también una flora y fauna silvestres abundantes para uso indirecto o

directo (turismo, recreo). Los manglares de América Central también desempeñan

funciones ecológicas importantes y proveen servicios importantes a la economía local y

nacional, tales como agua potable, agua para regadío y apoyo para actividades externas.

Además de su importancia ecológica, se puede mencionar los beneficios de estos

ecosistemas para los seres humanos, entre ellos: la protección de la línea costera y

control de la erosión, su función como barrera contra huracanes, retención de

sedimentos, nutrimentos y tóxicos, fuente de productos naturales, medio de transporte,

recreación y turismo, significancia socio-cultural (Tabilo-Valdivieso 1999).

Aparte de las investigaciones biológicas realizadas, los ecosistemas de

manglares no recibieron mucha atención en la región sino hasta finales de la década de

los 80, cuando la UICN creó un Programa Regional de Humedales para llamar la

atención acerca de la situación de los manglares y promover la investigación, el uso

sostenible, la capacitación y la difusión y otras actividades que buscan la conservación

de estos valiosos ecosistemas.

Los manglares son sistemas ecológicos al flujo de materia y energía, factores de

los cuales, a su vez, dependen. Reaccionan sensiblemente a cualquier influencia

29

anormal externa. Su dinamismo lo expresan cambios en su estructura y composición

florística y faunística, los procesos de transformación continua de los suelos, su

capacidad de fijar energía y de sintetizar materia orgánica, bajo la influencia reguladora

de factores ambientales particulares de su hábitat (Rodríguez, 1984).

Según Rodríguez, (1984), los manglares se caracterizan por su alta

homogeneidad. Las extremas limitaciones del medio en que se desarrollan, determinan

un número relativamente bajo de especies de mangle en relación con su distribución en

las costas tropicales.

2.6.1 Importancia Ecológica y Económica

Gracias a su condición de ambientes costeros y ecosistemas terminales de las

cuencas hidrográficas, los manglares presentan varias características particulares

(CONABIO, 2009):

2.6.1.1 Ecosistema de alta productividad y riqueza biológica.

2.6.1.2 Ecosistemas que dependen en buena medida de factores externos de gran escala

como las corrientes oceánicas, la conexión con el mar, el clima y los cambios en

la cobertura y usos del terreno a un nivel de paisaje, hábitat de especies

residentes permanentes y temporales de moluscos, cangrejos, jaibas, langostinos,

camarones, erizos, insectos, peces, aves, mamíferos, bromelias, orquídeas,

bejucos y otras especies.

2.6.1.3 Hábitat de estadíos juveniles de fauna marina.

2.6.1.4 Hábitat de aves migratorias y de colonias de reproducción.

2.6.1.5 Fuente de nutrientes para ecosistemas vecinos como pastos marinos y arrecifes

de coral.

2.7 Beneficios que Proporcionan los Manglares Los manglares además proporcionan una serie de beneficios como (CONABIO,

2009):

2.7.1 Barrera natural de protección que contiene la erosión de vientos y mareas. En

aquellos sitios en donde los manglares se han mantenido, el impacto de

fenómenos naturales, como ciclones y tsunamis, ha sido menor al de aquellos

sitios en donde se destruyeron o no existen estas barreras naturales.

2.7.2 Ecosistemas altamente productivos, ya que generan una gran cantidad de

nutrientes que son exportados por las mareas a las aguas marinas cercanas a la

costa, donde son aprovechados por pastos marinos, arrecifes de coral y una

variedad de peces que tienen importancia comercial.

2.7.3 Zona de protección y crianza de especies comerciales como peces (bagre, lisa,

mojarras, pargos, robalo, sábalo, etc.), camarones, cangrejos, langostinos y

moluscos.

30

2.7.4 Amortiguamiento de los impactos del acarreo de tierra y contaminantes por las

corrientes de agua de ríos y arroyos sobre los arrecifes de coral. Mantenimiento

de la línea de costa y sostenimiento de las arenas sobre las playas.

2.7.5 Filtro biológico, retención y procesamiento de algunos contaminantes utilizados

en la agricultura; filtración de agua y abastecimiento de mantos freáticos.

2.7.6 Captura de gases de efecto invernadero y sumideros de bióxido de carbono;

producción de leña y carbón por las comunidades rurales.

2.7.7 Material de construcción en viviendas rurales y en la fabricación de cercos para

la delimitación de los terrenos o el confinamiento de animales para el consumo

doméstico; industria de la construcción como puntales para las cimbras.

2.7.8 Fabricación de artes de pesca como los tapos, en la elaboración de espigas y

puntales para la locomoción de pequeñas embarcaciones en zonas someras de las

lagunas costeras y los esteros.

2.7.9 Zona de desarrollo de actividades cinegéticas.

2.7.10 Zona de desarrollo de la creciente industria asociada al ecoturismo, avistamiento

de aves migratorias, vida silvestre y paisajes.

Debido a lo anterior, las actividades productivas de las costas deben ser

compatibles con la protección y conservación de los manglares, y establecerse

estrategias que permitan que estos ecosistemas mantengan su composición, estructura y

función, para brindar los insustituibles servicios ambientales que prestan (CONABIO,

2009).

2.8 Los Manglares y el Patrón Hidrológico Una de las características más importantes de los elementos arbóreos del mangle

es su adaptación a condiciones específicas de periodicidad de inundación y exposición

al aire, diferente para cada especie. Esto determina la distribución y zonación de los

manglares e incluso influye en la sucesión.

Estas condiciones resultan de las situaciones hidrológicas netas de la zona en

particular y son producto de la combinación de las mareas, aportes fluviales,

escurrimientos terrestres, precipitación-evaporación, viento, profundidad y

geomorfología del cuerpo de agua adyacente, tasa de sedimentación (y hundimiento o

subsidencia) y la extensión de su nivel topográfico óptimo. Todos estos son los factores

de gran importancia que determinan el éxito de los programas de reforestación o

forestación (Agraz-Hernández, 2006).

2.9 Estudios sobre los Manglares Existe limitada información cuantitativa sobre el análisis histórico de los usos de

estos ecosistemas. Igualmente se conoce muy poca información orientadora del manejo

de los mismos, por ejemplo productividad primaria, regeneración y reforestación entre

otros.

31

Es importante contar con mayor información acerca de la productividad general

de los manglares y sus recursos asociados en la región y acerca de la estructura, tamaño,

crecimiento y capacidad sostenible de cosecha de las diferentes poblaciones de especies

con uso y valor comerciales.

No son frecuentes los estudios biológicos de las especies de los ecosistemas de

manglares, pero casi no hay ninguno acerca de la relación entre características de la

población y el uso, y son precisamente éstos los que más se necesitan para lograr el uso

sostenible. Nunca se enfatizará lo suficiente la importancia de estos estudios y de

integrar equipos multidisciplinarios para unir los campos de la ecología y del uso

sostenible. Debe evaluarse la cosecha permanente de estos bosques con el fin de

ponderar su potencial para un uso sostenible.

2.10 Riesgo de los manglares Las actividades humanas constituyen la principal amenaza para los manglares.

Entre las principales actividades humanas están la destrucción del hábitat, la

contaminación y la sobreexplotación de los recursos. La falta de planificación del

desarrollo urbano, industrial y turístico, así como del desarrollo agrícola, ganadero y

acuícola, han desplazado y reducido extensiones considerables de manglares. Los

desechos sólidos urbanos, contaminantes industriales, pesticidas y fertilizantes

agrícolas, derrames de petróleo, etc., así como las modificaciones a las condiciones

hidrológicas han tenido un gran impacto sobre los manglares. La sobreexplotación de

algunas especies altera substancialmente la composición, estructura y función de este

ecosistema (CONABIO, 2009).

Los ecosistemas de manglares no escapan a estos procesos de degradación

ambiental. Estas áreas, definidas como zonas de frontera agrícola o zonas marginales se

caracterizan por una baja densidad poblacional, poca o ninguna presencia institucional,

ausencia de mercados establecidos, falta de organizaciones rurales fuertes, indefinición

en la tenencia de la tierra, limitaciones a facilidades crediticias, alta heterogeneidad

social, difícil acceso y una alta diversidad de componentes productivos en los sistemas

de producción. Bajo estas circunstancias, la orientación de las acciones para promover

un desarrollo sostenible se dificulta. Esta situación es más evidente en los ecosistemas

de manglar por la variedad y complejidad de los sistemas de producción.

Entre las causas de la degradación y destrucción del manglar se pueden

mencionar: El alto consumo de la madera para distintos fines (leña, cercos,

construcción, postes, agricultura), el cambio de uso de la tierra a pastos y cultivos, el

desarrollo de la acuicultura y los incendios accidentales y provocados. Es importante

mencionar que los recursos del manglar también son utilizados fuera de la región

costera.

Considerando el alto consumo de productos del mangle, que no permite la

regeneración natural del bosque y el acelerado cambio de uso de la tierra han surgido

los primeros ensayos de reforestación, los cuales iniciaron en Tilapa Ocós, en el

departamento de San Marcos, al suroeste de Guatemala, en el año 1984 como iniciativa

del personal local del Instituto Nacional Forestal (INAFOR) actual Dirección General

de Bosques y Vida Silvestre (DIBEBOS), la Asociación Amigos del Bosque y los

pobladores de la región.

32

En el año de 1985, se inicia otro ensayo de reforestación en la localidad de San

José Churinin, departamento de Mazatenango. Al igual que el anterior, fue efectuado

por el personal de INAFOR con apoyo de la comunidad local. El área reforestada fue de

1 Ha, se sembraron 50,000 propágulos.

Posteriormente a estos ensayos, se han realizado pruebas de reforestación en

varias áreas del litoral pacífico, por iniciativa de las distintas instituciones que laboran

en la región o de los pobladores. Las reforestaciones se han llevado a cabo con la

especie Rhizophora sp. (mangle colorado), por ser la más utilizada y apreciada para

construcción porque sus propágulo facilita la recolección y siembra.

El manejo productivo de los ecosistemas de manglar implica el uso sostenible de

sus distintos recursos. Estos incluyen los recursos forestales, faunísticos, estéticos y

otros, que idealmente deberían englobarse bajo un esquema único al que se denomina

manejo integrado. Cabe destacar la importancia del componente arbóreo para el

funcionamiento general del manglar, en términos de provisión de hábitats específicos

para otras especies y de funciones ecológicas críticas como estabilidad de las orillas,

circulación de materia orgánica y nutrientes entre otras.

Pese a la importancia ecológica y productiva del componente arbóreo en los

ecosistemas de manglar, poco es lo que se conoce sobre su crecimiento y

aprovechamiento. No se han encontrado en América Latina metodologías o experiencias

exitosas sobre aspectos como metodologías de inventarios forestales o planes de

manejo. Este tipo de antecedentes existen en otras partes del mundo, especialmente el

sudeste asiático, pero las grandes diferencias ecológicas y sociales hacen que las

mismas no puedan adoptarse directamente en nuestra región.

La presión de uso que las comunidades ejercen sobre el manglar provoca una

degradación, tanto en composición florística como en estructura, deteriorando o

imposibilitando en algunos casos la capacidad natural de regeneración de las especies.

Además la preferencia de los leñadores por árboles con fuste recto y bien formado, por

la facilidad de rajado, conlleva a una selección negativa de individuos en la asociación

vegetal, que contribuye al deterioro paulatino del bosque, ya que quedan en pie los

árboles de menor condición genotípica para la reproducción. Degradación de

consecuencias incalculables, ya que la permanencia del bosque en condiciones

aceptables es requisito para la existencia de los otros recursos del manglar.

2.10.1 Alteraciones del Flujo del Agua Dentro del ecosistema de manglar los flujos de agua fresca llevan consigo

nutrientes y sedimentos. Se trata de un factor importante que mantiene los procesos

naturales, propios de humedad. La interrupción normal del flujo de las aguas por

factores como la construcción de caminos, estanques de camarones y represamientos,

son situaciones que afectan el equilibrio ecológico y biológico del manglar.

Algunos indicadores que pueden reflejar la alteración de los flujos de agua son

árboles, muertos en pie, cambios en la distribución de las especies, así como la invasión

de especies como por ejemplo el helecho Acrosthichum sp. En este sentido, la alteración

de estas variables pueden ser clasificadas de la siguiente manera:

33

2.10.1.1 Alta: la alteración de los flujos es evidente por obras como la construcción de

calles, construcción de represas y desarrollos urbanos que provocan la muerte

de especies haciendo peligrar el equilibrio de todo el ecosistema y se incician

procesos de invasión de especies no exclusivas del manglar.

2.10.1.2 Media: se observa la muerte de especies en determinados sitios, por

interrupción del flujo de agua. Ocurren cambios localizados en la composición

de especies, pero sin afectar todo el ecosistema.

2.10.1.3 Baja: no hay presencia de alteraciones o interrupciones en los flujos naturales

de aguas.

2.10.2 Alteraciones del Sustrato

La erosión, deposición y consolidación de sedimentos son regulados por

actividades estacionales, pero influyen también flujos de agua fresca, las mareas, los

vientos y el oleaje. Los efectos provocados por el aprovechamiento de los recursos

forestales sobre las márgenes de los esteros, canales y ríos dentro del manglar

intensifican los daños en la estabilidad del suelo. La variable seleccionada para

caracterizar el elemento substrato es la erosión de las márgenes. Los indicadores a

evaluar son la muerte en pie de los árboles, la presencia de cárcavas y surcos.

La alteración del estado de conservación del suelo puede ser:

2.10.2.1 Alta: en condiciones severas de erosión del suelo, las raíces enterradas de los

árboles empiezan a aparecer, siendo evidente la caída del mismo o la muerte en

pie. El efecto tiene lugar en un amplio rango de los márgenes, con notable

pérdida d vegetación a consecuencia de este efecto.

2.10.2.2 Media: la erosión por cárcavas provoca por la intensificación del arrastre de

sedimentos con efectos claros en la desestabilización y transformación de los

márgenes en sitios determinados del manglar, pero sin efectos notables sobre

los cauces de los esteros o canales.

2.10.2.3 Baja: erosión por surcos debido a que el agua concentra el poder erosivo a lo

largo de un canal. Los surcos están localizados en pocos sitios y no son

frecuentes en el recorrido por el área. Las consecuencias en la estabilidad del

suelo y los árboles en los márgenes son leves.

2.10.3 Alteración de Elementos de Fauna La fauna silvestre es asociada principalmente con la cubierta vegetal y con

intercambios de los flujos de agua. El indicador a considerar en esta variable es la

condición de las tallas de las especies aprovechadas por los pobladores, comparándola

con la talla de la edad reproductiva reportada en la literatura para las mismas especies.

Un análisis rápido de esta variable se realiza con las especies de mayor extracción

dentro del manglar. La alteración del estado de la fauna silvestre puede ser:

2.10.3.1 Alta: el bajo rendimiento el aprovechamiento no hace atractivo mantener la

actividad por la disminución de los volúmenes de pesca, por efectos de

sobrepesca. No hay medidas de control o regulación o no se cumplen. Los

informes vertidos por conocedores son medios que pueden contribuir a evaluar

la situación.

34

2.10.3.2 Media: las especies están sujetas a niveles de sobre explotación, pero aun

mantienen niveles productivos para los que la explotan. Existen medidas de

control para su explotación (vedas, reglamentación).

2.10.3.3 Bajo: el promedio de extracción de las especies se encuentra por encima de la

talla reproductiva reportada, lo que es indicativo de que la actividad es aun

sostenible. Para evaluar esta situación, los informes de fuentes secundarias

sobre niveles de captura de fauna comercial son útiles.

2.11 Interacciones Funcionales de los Manglares-Pastos Marinos-Arrecifes de

Coral Las interacciones de los manglares con las praderas de pastos marinos y con

arrecifes de coral se han descrito desde un punto de vista ecológico, biológico-pesquero

e hidrológico. El grado de interacción está en función de la comunicación de los

manglares con el mar, la dinámica de las corrientes y la distancia entre estos

ecosistemas. Con base en su geomorfología, las interacciones pueden ser clasificadas en

dos grupos (Agraz-Hernández, 2006):

Los manglares con influencia de mareas con comunicación continua con el mar

tienen un acoplamiento funcional con los ecosistemas costeros adyacentes, como las

praderas de pastos marinos y arrecifes de coral. Esta interacción se efectúan porque la

materia orgánica producida en el manglar es exportada a la zona de pastos marinos y

arrecifes de coral. Otro vínculo de importancia es la presencia de organismo que

realizan alguna etapa de su ciclo de vida en los manglares del Caribe y el Pacífico

Occidental están funcionalmente relacionados con los ecosistemas lagunares costeros,

pastos marinos y corales. La más clara evidencia de la conectividad funcional entre

ecosistemas es la existente entre las lagunas costeras, los manglares y la zona marina en

relación a los cuerpos pesqueros. Los juveniles de crustáceos, peces y moluscos se

alimentan y crecen en los complejos lagunares estuarinos, incluyendo manglares, para

posterior emigrar a la zona marina adyacente a desovar.

En el Caribe, la etapa juvenil de las langostas transcurre entre manglares y pastos

marinos y su etapa adulta en la barrera de coral. Por ejemplo, en el Caribe se demostró

que la pesquería del pez lora (especie típica de ecosistema de coral) es de más del doble

en arrecifes de coral asociados a manglares.

Los manglares con comunicación estacional o restringida al mar y comunicación

indirecta a las vías fluviales funcionan como una trampa de carbono y nutrientes al

concentrar éstos en su interior. Diversos autores consideran que del 85 al 90% de

carbono total se queda en el bosque o el cuerpo de agua adyacente, aunque estos

depósitos de detritus pueden ser exportados ocasionalmente a los sistemas marinos

adyacentes durante eventos excepcionales como huracanes, notes o tormentas

tropicales.

Normalmente, este tipo de mangares y pastos marinos funciona como trampas de

sedimentos, materia orgánica y nutrientes, permitiendo el crecimiento de los corales en

el mar al protegerlos de la sedimentación y de la eutrofización (exceso de nutrientes). El

acoplamiento funcional entre estos ecosistemas y los arrecifes coralinos se atribuye,

principalmente, a procesos hidrodinámicos.

35

2.12 Plan Maestro para la Reserva de Monterrico La Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico –RNUMM-, es una reserva

natural cuyos objetivos están dirigidos a la conservación y uso sostenible de la

biodiversidad (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999), algunos de los objetivos primarios

pretenden:

2.12.1 Promover la producción de madera y productos pesqueros sobre la base de su

aprovechamiento sostenible, de manera que satisfaga las necesidades de sus

habitantes; elaborar, promover y aplicar programas de educación ambiental en la

población residente y visitantes; fomentar y desarrollar programas de

interpretación de la naturaleza para los visitantes al área protegida; apoyar y

permitir el desarrollo de turismo de bajo impacto; desarrollar programas

orientados a la conservación de la diversidad biológica representada en la

Reserva y fomentar y apoyar el desarrollo de programas y proyectos de

investigación científica.

2.12.2 Las poblaciones humanas necesitan de los recursos que se conservan para poder

subsistir. De manera que directa o indirectamente la subsistencia de las

comunidades está estrechamente vinculada con el aprovechamiento de los bienes

y servicios que provee dicha reserva. Las cinco comunidades asentadas en la

RNUMM son: Monterrico, El Pumpo, La Curvina, La Avellana y Agua Dulce, y

dos ubicadas en el área de influencia: El Cebollito y Las Quechas, dichas

poblaciones se benefician de los recursos que proveen el sustento y permiten la

sobrevivencia en el lugar (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).

Según el plan maestro de la RNUMM (1999) existen algunas zonas críticas

como las comunidades vegetales de Tul (tulares) dicha área está ubicada al Noroeste de

la RNUMM, y entre las principales amenazas que sufre esta área es que anualmente se

producen incendios y es utilizada como sitio de pastoreo para ganado vacuno durante la

estación seca. Sin embargo, se considera que es un hábitat clave para refugio y

reproducción de especies de fauna silvestre.

Uno de los más importantes hábitats presente en la reserva es el manglar que se

localiza al Noreste de la reserva y es uno de los hábitats de mayor extensión dentro de la

misma. “Esta es considerada como uno de los principales remanentes de hábitat de vida

silvestre, particularmente para especies amenazadas o en peligro de extinción”

(Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999). El vértice que limita esta área colinda con áreas de

pastoreo para ganado vacuno, y debido a que la reserva carece de zona de

amortiguamiento la actividad ganadera ejerce un impacto considerable sobre el área

protegida.

Aunado a esta problemática las talas ilegales de mangle han degradado

gradualmente dicho hábitat. Un ejemplo de esta circunstancia es el área talada y dragada

a inmediaciones de la aldea Agua Dulce por la Municipalidad de Guazacapán (Santa

Rosa) en enero de 1998 para establecer el “Balneario La Curvina”.

El quinel (área talada) tiene 4 Km. de largo total y 60.60 m de ancho en los

primeros 2 Km. y 30.60 m en los últimos 2 Km. La valoración económica de los daños

realizada por técnicos de CONAP, INAB y CECON indicó que el área total devastada

36

fue de 182,400 m². El total de árboles talados fue de 20,041 (7,636 de mangle rojo y

12,405 de mangle blanco) con un valor de Q.1,422,170.00 (aproximadamente US $

189,622.00). Lo que determina la falta de criterio en el uso y manejo de los recursos

naturales en el área, que en muchos de los casos va de la mano con la falta de

información que permita la toma de decisiones adecuadas para el manejo de las mismas.

El impacto causado en esta área ha tenido un efecto negativo en las áreas

aledañas de manglar y sobre la fauna y flora asociada. Uno de los principales resultados

es el cambio en las características hidrológicas del área, interrumpiendo los flujos

acuíferos que inundan los bosques de manglar provocando la muerte de la vegetación

por la apertura y eliminación de áreas considerables de mangle. Se ha estimado que al

menos 15 m de cada lado de bosque de manglar en los primeros 2 km se secaron debido

a las bordas provocadas por el dragado (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).

Otro factor de riesgo para el área es la infraestructura turística que se ha

realizado desordenadamente, y debido a que no se conoce la capacidad de carga de la

Reserva la integridad de la misma se encuentra en riesgo inmediato. Además de esto la

agricultura, se ha desarrollado de una forma desordenada en suelos relativamente pobres

y con un uso inadecuado de agroquímicos y junto con esto algunas casas han sido

ubicadas en áreas de manglar representando una amenaza para este hábitat en cuanto al

desarrollo futuro de caseríos en dichas áreas sin que se haya realizado el catastro

correspondiente y la normativa para reubicar los asentamientos humanos (Sigüenza y

Ruíz-Ordoñez, 1999).

Las estrategias de planificación costera actuales requieren como base

fundamental un conocimiento de la ecología costera, y específicamente, de la diversidad

de comunidades vegetales que cubren la interfase terrestre-oceánica, las cuales cumplen

importantes funciones de estabilización y conservación costera. Para llenar este

requisito, y llenar vacíos existente en el conocimiento de la estructura espacial de las

asociaciones o comunidades vegetales es de importancia relevante generar información

de línea base para la gestión de áreas protegidas.

Bajo la problemática actual, el significado de las proyecciones del cambio

climático para este particular tipo de comunidades costeras, y del rol que éstas

desempeñan dentro del metabolismo global de nutrientes el estudio de dichas

comunidades vegetales constituye una posibilidad para apoyar el manejo de la reserva a

la luz de los procesos que actualmente se están llevando a cabo en Guatemala.

Guatemala es signataria de una serie de convenios y acuerdos internacionales

relacionados con el medio marino costero, entre los que se encuentran principalmente el

Convenio de Diversidad Biológica CDB, convenio internacional que compromete a

Guatemala a velar por el uso y manejo sostenible de los recursos marinos vivos, así

como a realizar las acciones necesarias para garantizar la sostenibilidad de los recursos

naturales marinos (CONAP, 2009).

A raíz de este convenio se ha establecido la Estrategia Nacional para la

Conservación de la Biodiversidad (ENB), que promueve el llenado de vacíos de

información y la búsqueda de zonas críticas mediante el proceso de identificación de

vacíos, este proceso llamado National Implementation Support Partnership (NISP) con

el cual se ha identificado a la RNUMM y sus zonas aledañas como sitios críticos e

37

importantes para la conservación de la diversidad biológica y manejo de la

biodiversidad marino costera en Guatemala, (CONAP Y MARN, 2009) ha definido

entre sus estrategias actualizar los planes maestros de las áreas protegidas para lo cual se

necesita generar información de base para la posterior actualización.

De manera que una interpretación tentativa de los patrones de distribución de

este tipo de comunidades vegetales en términos de respuestas fisio-ecológicas y

estructurales de sus especies que responden a las características ambientales servirán de

valiosos insumos para su futuro manejo, aprovechamiento y toma de decisiones para la

reserva que al final servirá como fundamento para la actualización de su plan maestro.

En este contexto, conscientes de la extrema escasez de datos experimentales

disponibles en relación a las comunidades vegetales representadas en la Reserva y

considerando la inconsistencia de la gestión de la misma, se requiere un afinamiento de

la información existente. La necesidad de lograr desarrollar un esquema de manejo para

las áreas marinas protegidas, en defensa de la conservación de la biodiversidad y su

manejo para un aprovechamiento sostenible, es lo que hace más importante este estudio.

2.13 Manejo Forestal del Bosque de Mangle El manejo productivo de los ecosistemas de manglar implica, por su propio

nombre, el uso sostenible de sus distintos recursos. Éstos incluyen los recursos

forestales, faunísticos, estéticos y otros, que idealmente deberían englobarse bajo un

esquema único al que se denomina manjeo integrado (CATIE, 1999).

Pese a la importancia ecológica y productiva del componente arbóreo en los

ecosistemas de manglar, poco es lo que se conoce sobre su crecimiento y

aprovechamiento. No se han encontrado en América Latina metodologías o experiencias

exitosas sobre aspectos como metodologías de inventarios forestales o planes de

manejo. Este tipo de antecedentes existen en otras partes del mundo, especialmente en

el sudeste asiático, pero las grandes diferencias ecológicas y sociales hacen que las

mismas no puedan adoptarse directamente en nuestra región (CATIE, 1999).

Ya tres siglos antes de Cristo, comunidades asentadas cerca de la desembocadura

del río Sierpe, en Costa Rica, colectaban moluscos del manglar aledaño, que constituían

parte importante de su dieta. Durante la época precolombina, grupos indígenas

habitantes de la costa pacífica de Centroamérica extraían del manglar productos como la

sal, moluscos, peces y crustáceos, utilizados para consumo interno o como bienes de

intercambio con poblados más grandes, ubicados en lugares cercanos o en otras

regiones costeras. Actualmente, el manglar provee de leña, carbón, madera de

construcción, corteza para extracción de tanino, animales silvestres, peces, conchas,

cangrejos, camarones, sal y miel a una población de escasos recursos e influencia

política, y a la vez ofrece sitios propicios para la camaronicultura, desarrollada por

grandes empresas propiedad de grupos política y económicamente influyentes (CATIE,

1999).

Para satisfacer sus necesidades los campesinos de la región del manglar extraen

de manera desordenada y sin consideraciones de sostenibilidad, leña y otros productos

maderables del manglar para generar unos pobres ingresos monetarios. Sus prácticas

tradicionales no contemplan regulaciones en cuanto a cantidad de leña extraída ni

tratamientos silvícolas de regeneración en rodales intervenidos (CATIE, 1999).

38

La presión de uso que las comunidades ejercen sobre el manglar provoca una

degradación, tanto en composición florística como en estructura, deteriorando o

imposibilitando en algunos casos la capacidad natural de regeneración de las especies.

Además, la preferencia de los leñadores por árboles con fuste recto o bien formado (por

facilidad de rajado), conlleva a una selección negativa de individuos en la asociación

vegetal, que contribuyen al deterioro paulatino del bosque, ya que quedan en pie los

árboles de menor condición genotípica para la reproducción. Degradación de

consecuencias incalculables, ya que la permanencia del bosque en condiciones

aceptables es requisito para la existencia de todos los otros recursos del manglar

(CATIE, 1999).

La falta de experiencia técnica en la región, en cuanto al manejo forestal de

manglares por comunidades locales, y el sesgo biológico en el conocimiento del

ecosistema obligaron a los proyectos a desarrollas una metodología conducente a los

siguientes aspectos (CATIE, 1999):

a) Fomentar que comunidades piloto adopten medidas de autorregulación de la

cosecha de leña en los bosques de manglar.

b) Proveer a las comunidades piloto de conocimiento técnico-forestales sobre los

bosques de manglar, relevantes para la toma de decisiones sobre la gestión de la

producción de leña.

c) Acompañar a las comunidades piloto a legalizar su derecho de acceso al recurso

forestal.

d) Sugerir al Estado adecuaciones a la reglamentación forestal vigente para su

aplicación en las condiciones del manglar y de las comunidades allí asentadas.

2.13.1 Organización Comunitaria de los Ecosistemas de Manglar En el contexto de manejo productivo de los ecosistemas de manglar el tema de la

organización comunitaria es central para un abordaje exitoso del manejo. Por definición

el manejo productivo implica intervención humana, y en todas las áreas de manglares de

la región esta intervención es hecha por los integrantes de las comunidades locales

vecinas a los manglares (CATIE, 1999).

También es importante recordar que en la región la mayoría de las áreas de

manglares son tierras del Estado bajo distintas categorías de manejo, que van desde

reservas forestales y áreas protegidas hasta tierras baldías. En este contexto, la mayor

parte de los usuarios de los recursos del manglar no tienen derecho de propiedad sobre

éstos y en muchos casos pagan por el derecho de usufructo a través de permisos,

derechos, tasas, etc. (CATIE, 1999).

Como todo bien común, los manglares de la región sufren de la conocida

“tragedia de los comunes”, es decir que por pertenecer al Estado, o sea a todos, no son

de nadie y cualquier tipo de actividad puede realizarse en ellos, independientemente del

grado de daño o destrucción que generen. En muchos casos se han pretendido enfrentar

este problema mediante el establecimiento de áreas protegidas estrictas, en las que se

impide todo uso de los recursos, lo cual ha sido bueno para la preservación de estos

39

ecosistemas, pero que ha afectado seriamente las formas de vida de las poblaciones

locales (CATIE, 1999).

En este punto conviene tal vez recordar que nadie prefiere trabajar en los

manglares, por lo que la gente que vive de ellos lo hace porque realmente no tiene

ninguna otra opción. Este hecho permite visualizarlos entre los sectores más

postergados de cualquiera de nuestras sociedades. Las experiencias reales de nuestra

región confirman eso; así, por ejemplo, cuando se reactivó la actividad bananera en el

suroeste de Costa Rica, la población próxima a los manglares de Térraba-Sierpe emigró

masivamente hacia estas fuentes de trabajo, dejando sus actividades extractivas en los

manglares (CATIE, 1999).

Esta conjunción de factores es la que hace de los manglares áreas

particularmente complicadas para el manejo, ya que se combinan regímenes de

tendencia poco claros, son poblaciones cuya subsistencia depende de la explotación de

estos recursos, y con un uso de degradación a los ecosistemas produciendo su

destrucción y privando a sus usuarios de su fuente de sustento (CATIE, 1999).

Una de las pocas esperanzas de salida a estas situaciones es el acuerdo. Acuerdo

en el sentido de conjunción de voluntades de las comunidades locales, las instituciones

de gobierno y las instancias técnicas, con la finalidad de crear un sistema de uso y

garantías de acceso que permitan seguir usando los recursos, pero en forma sostenible, y

que genere alternativas que cubran las necesidades no satisfechas de la población local

(CATIE, 1999).

40

III.1 RESULTADOS

Colecta de material vegetal:

Durante el primer trimestre se realizaron los trámites, en el Consejo

Nacional de Áreas Protegidas (CONAP), para la licencia de investigador y la

licencia de colecta requisitos para poder hacer las extracciones de materia prima

(hoja y corteza) de mangle rojo (R. mangle) dentro de la Reserva Natural de

Usos Múltiples Monterrico (RNUMM), la cual es administrada por ésta

institución y coadministrada por el Centro de Estudios Conservacionistas

(CECON) de la Universidad de San Carlos de Guatemala.

Como resultado se está en la fase final del trámite de la licencia de

colecta. La papelería, para los trámites de las licencias, fue enviada a la regional

Sur-oriente de CONAP. El Director general de la regional, en el segundo mes

del trimestre se nos informó que el trámite de la licencia estaba en su fase final y

que se podía comenzar con la colecta de mangle.

En la Reserva se trabajaron cinco transectos. En cada transecto se

colectaron hojas y corteza de mangle, se tomaron datos de campo (coordenadas

geográficas y altitud), se colectaron muestras botánicas para referencia de

Herbario y se midieron algunas variables como el DAP de los árboles (el cual

sirvió como un indicador aproximado de la edad de la población dentro del

transecto) y vegetación acompañante.

El tipo de transecto fue lineal, el cual se tomó una longitud de 100 m.

Dentro del transecto, primero se procedió a medir el DAP. Para obtener el DAP

se escogieron 10 árboles de manera aleatoria. A cada uno con la ayuda de una

cinta métrica se midió el perímetro de cada uno (a 1.30 m de la base); el

resultado luego se dividió entre π para darnos el diámetro a la altura del pecho o

DAP.

Para la vegetación acompañante, se anotó en la libreta de campo las

especies vegetales que acompañan al mangle rojo y que están dentro de cada

transecto. La materia prima (hoja y corteza) se secó en el horno del Laboratorio

de Productos Naturales (Lipronat). Las muestras botánicas, para referencia de

Herbario, fueron secadas en el horno del Laboratorio Farmaya y almacenadas en

el Herbario CFEH de dicho laboratorio. En el Cuadro 1 se detalla la información

de la colecta.

41

Cuadro 1. Información de los transectos de colecta.

Datos/Punto Punto 1 Punto 2 Punto 3 Punto 4 Punto 5

Coordenadas

geográficas

13º54’18.2’’ N

90º28’02.4’’ O

13º54’12.2’’ N

90º27’12.6’’ O

13º53’47.1’’ N

90º26’43.2’’ O

13º53’50.8’’ N

90º26’26.5’’ O

13º54’23.5’’N

90º28’05.2’’O

Altitud (m) 14 13 13 14 6

No. muestras

botánicas 4 4 4 4 4

No. Voucher

Herbario CFEH 1183 CFEH 1184 CFEH 1185 CFEH 1186 CFEH 1190

Peso fresco

aproximado de hoja

(kg)

6.0 7.0 5.0 5.0 4.5

Peso fresco

aproximado de

corteza raíz (kg)

3.5 1.5 1.5 1.0 2.5

Peso fresco

aproximado de

corteza de rama (kg)

1.0 3.0 1.5 2.0 2.0

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Entre otras de las actividades a realizar en el proyecto fue la de colectar

información sobre la vegetación acompañante y la edad de los individuos de los

cinco puntos de colecta. La información se detalla a continuación:

Vegetación acompañante. Se tomaron los datos de vegetación acompañante de

los cinco puntos muestreados.

En el punto 1 la vegetación acompañante fue muy escasa, solamente era

un área de mangle rojo. La única vegetación observada fueron ninfas. En el

punto 2, la mayoría de la vegetación era mangle, pero se observaron unas 2

plantas de mangle blanco y ninfas. La vegetación acompañante de los puntos 3

y 4 fue muy similar, se pudo observar una gran cantidad de ninfas y pocos

especímenes de mangle blanco y en menor cantidad de tul y árbol de zapotón

(Pachira aquatica). En el punto 5 se observó una mayor cantidad de mangle

blanco; además se observaron leguminosas del género Acacia sp., tul, ninfas,

morro (Crescentia sp.), entre otras.

Medición del DAP. En el transecto lineal se escogieron unos 10 especímenes al

azar. La medición del DAP se hizo a 1.30 m arriba de las raíces aéreas. Con la

ayuda de una cinta métrica se midió el perímetro de cada árbol y al dividir este

valor entre π nos da el diámetro. En el cuadro 2 se detallan los resultados de

DAP obtenidos.

42

Cuadro 2. Datos DAP

DAP (m)

Punto 1 Punto 2 Punto 3 Punto 4 Punto 5

E1 20 40 25 21 18

E2 18 35 31 18 24

E3 15 52 28 18 37

E4 20 37 18 25 40

E5 22 24 34 34 20

E6 40 20 25 26 18

E7 35 38 24 35 34

E8 21 32 20 20 25

E9 23 40 31 36 24

E10 35 21 24 21 20 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Secado y molienda de material vegetal

El material vegetal recolectado se prosiguió a secarlo para evitar su

descomposición, por el crecimiento de mohos, posteriormente al secado, se

molió para su almacenamiento y posterior procesamiento.

Como se observa en el cuadro 3 el material vegetal recién colectado

presenta una elevada cantidad de humedad, por lo que para eliminarla se empleó

horno de convección a 400C durante tres días aproximadamente y con ello se

logró una humedad por debajo al 10% y se molió y almacenó para poder realizar

después extractos y pruebas de caracterización fitoquímica.

Cuadro 3. Secado de material vegetal recolectado.

Material vegetal Humedad de inicio Humedad final

Hoja primer punto 60.18% 9.68%

Corteza primer punto 50.04% 9.61%

Raíz primer punto 40.99% 9.43%

Raíz segundo punto 45.29% 8.80%

Hoja tercer punto 65.48% 9.21%

Corteza tercer punto 58.04% 8.41%

Raíz tercer punto 48.99% 8.23%

Hoja cuarto punto 62.76% 8.05%

Corteza cuarto punto 58.83% 7.36%

Raíz cuarto punto 49.99% 9.28%

Hoja quinto punto 61.38% 8.98%

Corteza quinto punto 55.98% 9.36%

Raíz quinto punto 49.27% 8.38% Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Determinación de cenizas totales y cenizas ácido insolubles.

La determinación de cenizas totales se realizó en la mufla incinerando a

6000C por tres horas llevándose hasta peso constante, como se puede observar

en el cuadro 4, el porcentaje de cenizas totales se encuentra entre 5-10%; siendo

43

mayor en las hojas; esto indica que en las mismas se encuentra una mayor

cantidad de compuestos inorgánicos como sales que no se eliminan durante el

proceso de incineración.

Está establecido que el porcentaje de cenizas totales se encuentra por

debajo del 5%, pero se pudo establecer que para el mangle se encuentra por

debajo del 10%, a excepción de las hojas del quinto punto que presenta un valor

de 12.31%; esto se puede deber al hábitat el cual es rico en minerales.

La determinación de cenizas insolubles en ácido se realizó sobre el

material previamente incinerado, el obtenido de la determinación de cenizas

totales, y se realizó un proceso de digestión con ácido clorhídrico 3N por 5

minutos, después se filtró con papel libre de cenizas y se incineró a 6000C hasta

peso constante. Como se observa la corteza presenta la mayor cantidad de

cenizas insolubles en ácido en comparación a la hoja y raíz, lo que indica que en

la corteza se presenta una cantidad de sustancias inorgánicas que no son solubles

en ácido, las proporciones de cenizas insolubles en ácido entre los diferentes

puntos se mantienen; a excepción de las hojas del quinto punto que presentaron

un valor de 2.03%

Se establece que el porcentaje de cenizas insolubles en ácido no debe ser

mayor del 2%, el cual corresponde a material inorgánica extraña. Como se

observa todas las muestras cumplen ya que se presentó el porcentaje de cenizas

insolubles en ácido por debajo del 2%.

Cuadro 4. Porcentaje de cenizas totales y cenizas insolubles en ácido

Parte Cenizas Totales (%) Cenizas Ácido Insolubles (%)

Hoja primer punto 9.63 ± 0.03 1.93±0.16

Raíz primer punto 5.09±0.22 0.83±0.01

Corteza primer punto 5.81±0.18 1.14±0.11

Hoja segundo punto 7.63 ±0.18 0.41 ±0.14

Raíz segundo punto 5.86 ±0.36 0.77±0.06

Corteza segundo punto 5.48±0.13 1.02±0.19

Hoja tercer punto 8.83±0.05 1.37±0.06

Raíz tercer punto 4.74±0.14 0.48±0.03

Corteza tercer punto 6.48 ±0.23 1.54±0.25

Hoja cuarto punto 9.4±0.16 1.17±0.01

Raíz cuarto punto 5.89±0.06 0.82±0.20

Corteza cuarto punto 6.75±0.22 1.72±0.30

Hoja quinto punto 12.31±0.33 2.03±0.13

Raíz quinto punto 6.32±0.14 0.66±0.06

Corteza quinto punto 8.99±0.65 1.82±0.09 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Prueba de mejor solvente de etanol y obtención de extractos fraccionados del material

vegetal.

Se obtuvieron extractos fraccionados, comenzando el lavado con hexano,

seguido de diclorometano, acetato de etilo y etanol; para este último se realizó la

prueba de mejor solvente, como se observa en el cuadro de resultados 5 fue el

44

etanol al 50%, tanto para raíz y hoja; y en etanol al 70% para corteza, esto indica

que los metabolitos presentes tienen características polares y por ello en dicho

solvente, se presentó el mayor porcentaje de extracción.

Los resultados del rendimiento de extracto con los diferentes solventes se

puede observar que en la raíz se obtuvo un promedio de rendimiento del 0.20%;

mientras que en las hojas se obtuvo un rendimiento mayor con los mismos

solventes por arriba del 1%; en corteza se obtuvo un promedio de 0.40%, se

pude observar que en los diferentes puntos de colecta los rendimientos de

extractos fueron muy similares.

Los mejores rendimientos se obtuvieron con los extractos etanólicos,

dando un rendimiento promedio en hoja de casi 40%, en raíz de 30% y en

corteza de 35% en los diferentes puntos de colecta. Con esto se puede observar

que la mayor cantidad de metabolitos son de características polares y la hoja es

la que mayores rendimientos presentó con cada uno de los solventes utilizados

en los diferentes puntos de colecta.

Únicamente el quinto punto presentó los rendimientos más bajos en

etanol, esto se puede deber a la época de colecta en dicho punto y posiblemente

a los metabolitos que allí se puedan presentar.

Cuadro 5. Resultados de prueba de mejor solvente en etanol.

Parte Etanol 50% Etanol 70% Etanol 95%

Raíz 0.22% 0.18% 0.04%

Hoja 0.47% 0.28% 0.33%

Corteza 0.32% 1.54% 0.03% Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Cuadro 6. Rendimiento de extractos con diferentes solventes.

Parte Punto Solvente % Rendimiento

Raíz Primer Punto

Hexano 0.24

Diclorometano 0.22

Acetato de Etilo 0.20

Etanol 50% 29.72

Hoja Primer Punto

Hexano 1.81

Diclorometano 2.13

Acetato de Etilo 0.72

Etanol 50% 38.36

Corteza Primer Punto

Hexano 0.42

Diclorometano 0.39

Acetato de Etilo 0.30

Etanol 70% 43.97

Hoja Segundo

Punto

Hexano 1.63

Diclorometano 2.14

Acetato de Etilo 0.51

Etanol 50% 43.38

45

Parte Punto Solvente % Rendimiento

Corteza Segundo

punto

Hexano 0.39

Diclorometano 0.29

Acetato de Etilo 0.26

Etanol 70% 35.16

Raíz Segundo

punto

Hexano 0.19

Diclorometano 0.20

Acetato de Etilo 0.24

Etanol 50% 36.56

Hoja Tercer punto

Hexano 2.39

Diclorometano 2.30

Acetato de Etilo 0.80

Etanol 50% 41.48

Raíz Tercer punto

Hexano 0.34

Diclorometano 0.32

Acetato de Etilo 0.18

Etanol 50% 33.02

Corteza Tercer punto

Hexano 0.55

Diclorometano 0.22

Acetato de Etilo 0.43

Etanol 70% 28.34

Hoja Cuarto punto

Hexano 2.35

Diclorometano 1.94

Acetato de Etilo 0.98

Etanol 50% 40.71

Raíz Cuarto punto

Hexano 0.38

Diclorometano 0.25

Acetato de Etilo 0.35

Etanol 50% 36.19

Corteza Cuarto punto

Hexano 0.59

Diclorometano 0.51

Acetato de Etilo 0.29

Etanol 70% 30.88

Hoja Quinto punto

Hexano 0.92

Diclorometano 1.95

Acetato de Etilo 0.73

Etanol 50% 22.90

Raíz Quinto punto

Hexano 0.20

Diclorometano 0.14

Acetato de Etilo 0.27

Etanol 50% 34.16

Corteza Quinto punto

Hexano 0.68

Diclorometano 0.29

Acetato de Etilo 0.29

Etanol 70% 20.99 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

46

Cromatografía en capa fina para identificación de flavonoides en material vegetal de

mangle.

Como se observa en el cuadro 7 fueron varias las bandas marcadas en

cada una de las partes de mangle analizadas, en donde las hojas presentan una

mayor cantidad de bandas, dando de 4 a 6 en cada una de las muestras de

mangle. Cada una de las bandas identificadas en las hojas de mangle coincide en

color con los estándares y con unos Rf muy cercanos. Se evidencia la presencia

de rutina, ácido clorogénico y ácido caféico en todas las muestras; quercetina en

las muestras del tercer y cuarto punto e hiperósido en la muestras del primer,

tercer y cuarto punto.

Por otra parte en la corteza presenta de 3 a 4 bandas de color celeste de

las cuales una coincide con el estándar de ácido clorogénico y en ácido caféico

en color y Rf muy similares. Solo la muestra de corteza del segundo punto

presentó un Rf y color parecido a quercetina; esto da un indicio que puede haber

una variación de metabolitos según el punto de colecta por la flora acompañante

o el tipo de sales en dichos puntos de colecta.

Por último en la raíz se detectaron de 2 a 4 bandas de las cuales coinciden

en color y Rf muy similares a los estándares de ácido clorogénico y ácido

caféico.

El material vegetal del quinto punto presenta una menor cantidad de

bandas representativa de flavonoides, en comparación con los otros puntos; esto

indica que en dicho punto hay una marcada disminución de flavonoides pero se

observan los característicos con los otros puntos como lo es el ácido

clorogénico. Con esto se puede determinar que los flavonoides presentes en el

mangle son varios y se distribuyen de diferente manera en cada una de sus

partes; y el flavonoide que es común tanto en hoja, corteza y raíz es el ácido

clorogénico y ácido caféico. En las muestras de hojas y corteza en detectaron

otros flavonoides que no coinciden con los estándares empleados lo que hace

notar la gran variabilidad de flavonoides distribuidos en cada una de las partes

del mangle.

Cuadro 7. Cromatografía en capa fina de flavonoides en material vegetal

Muestra Marca Color Rf

Hoja primer punto

1 Naranja 0.51

2 Celeste 0.63

3 Naranja 0.76

4 Celeste 0.94

Corteza primer

punto

1 Celeste 0.60

2 Celeste 0.76

3 Celeste 0.84

4 Naranja 0.88

5

Celeste

0.93

47

Raíz primer punto

1 Celeste 0.62

2 Celeste 0.78

3 Celeste 0.85

4 Celeste 0.93

Hoja segundo

punto

1 Naranja 0.49

2 Naranja 0.60

3 Naranja 0.71

4 Celeste 0.76

5 Celeste 0.85

6 Celeste 0.93

Corteza segundo

punto

1 Celeste 0.60

2 Celeste 0.79

3 Celeste 0.87

4 Celeste 0.93

Raíz segundo

punto

1 Celeste 0.60

2 Celeste 0.76

3 Celeste 0.84

4 Celeste 0.93

Hoja tercer punto

1 Naranja 0.50

2 Celeste 0.60

3 Naranja 0.71

4 Naranja 0.78

5 Celeste 0.85

6 Celeste 0.91

Corteza tercer

punto

1 Celeste 0.59

2 Celeste 0.76

3 Celeste 0.84

4 Celeste 0.91

Raíz tercer punto 1 Celeste 0.60

2 Celeste 0.93

Hoja cuarto punto

1 Naranja 0.49

2 Celeste 0.59

3 Naranja 0.71

4 Naranja 0.78

5 Celeste 0.84

6 Celeste 0.93

Corteza cuarto

punto

1 Celeste 0.60

2 Celeste 0.84

3 Celeste 0.93

Raíz cuarto punto

1 Celeste 0.60

2 Celeste 0.76

3 Celeste 0.84

4 Celeste 0.93

Hoja quinto punto 1 Naranja 0.38

Corteza quinto

punto

1 Celeste-verde 0.72

2 Celeste-verde 0.75

3 Celeste-verde 0.81

4 Celeste-verde 0.87

Raíz quinto punto 1 Celeste-verde 0.55

2 Celeste 0.96

48

Rutina

Est

ándar

es Naranja 0.50

Quercetina Naranja 0.81

Hiperósido Naranja 0.71

Ácido clorogénico Celeste-verde 0.59

Ácido cáfeico Celeste 0.94 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Cromatografía en capa fina para identificación de flavonoides.

La cromatografía en capa fina para la identificación de flavonoides,

evidenció la presencia de flavonoides en cada uno de los extractos.

Cuadro 8. Identificación de flavonoides en 15 extractos de mangle por

cromatografía en capa fina.

Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol

Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf

R1

1 Celeste 0.92 1 Rojo 0.90 1 Celeste 0.50 1 Celeste 0.56

2 Rojo 0.98 2 Rojo 0.91 2 Celeste 0.72 2 Celeste 0.71

3 Celeste 0.81 3 Celeste 0.96

C1

1 Celeste 0.95 1 Celeste 0.87 1 Celeste 0.46 1 Naranja 0.25

2 Rojo 0.96 2 Celeste 0.69 2 Naranja 0.34

3 Celeste 0.82 3 Celeste 0.50

4 Celeste 0.91 4 Naranja 0.62

5 Naranja 0.74

6 Celeste 0.96

H1

1 Rojo 0.95 1 Verde 0.47 1 Naranja 0.28 1 Naranja 0.24

2 Celeste 0.59 2 Celeste 0.44 2 Naranja 0.34

3 Rojo 0.81 3 Naranja 0.54 3 Celeste 0.49

4 Rojo 0.96 4 Naranja 0.62 4 Naranja 0.62

5 Celeste 0.71 5 Naranja 0.74

6 Celeste 0.94 6 Celeste 0.81

7 Celeste 0.94

R2

1 Celeste 0.89 1 Celeste 0.80 1 Celeste 0.46 1 Celeste 0.50

2 Rojo 0.95 2 Rojo 0.87 2 Celeste 0.63 2 Celeste 0.68

3 Celeste 0.76 3 Celeste 0.97

C2

1 Celeste 0.88 1 Celeste 0.81 1 Celeste 0.44 1 Celeste 0.49

2 Rojo 0.94 2 Rojo 0.87 2 Celeste 0.62 2 Celeste 0.65

3 Celeste 0.69 3 Celeste 0.79

4 Celeste 0.79 4 Celeste 0.96

5 Celeste 0.88

H2

1 Rojo 0.95 1 Verde 0.47 1 Naranja 0.29 1 Celeste 0.47

2 Celeste 0.59 2 Amarillo 0.37 2 Celeste 0.63

3 Rojo 0.91 3 Naranja 0.53 3 Celeste 0.81

4 Celeste 0.62 4 Celeste 0.96

5 Celeste 0.71

6

Celeste 0.93

49

Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol

Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf

R3

1 Rojo 0.95 1 Rojo 0.79 1 Celeste 0.43 1 Celeste 0.50

2 Rojo 0.86 2 Celeste 0.66 2 Celeste 0.66

3 Celeste 0.78 3 Celeste 0.81

4 Celeste 0.91 4 Celeste 0.94

C3

1 Celeste 0.78 1 Celeste 0.79 1 Celeste 0.43 1 Celeste 0.49

2 Celeste 0.91 2 Rojo 0.86 2 Celeste 0.60 2 Celeste 0.66

3 Celeste 0.75 3 Celeste 0.81

4 Celeste 0.85

H3

1 Celeste 0.95 1 Rojo 0.34 1 Naranja 0.29 1 Naranja 0.32

2 Celeste 0.41 2 Celeste 0.37 2 Celeste 0.49

3 Verde 0.47 3 Naranja 0.54 3 Naranja 0.62

4 Rojo 0.80 4 Naranja 0.63 4 Naranja 0.72

5 Naranja 0.74 5 Naranja 0.84

6 Celeste 0.78 6 Celeste 0.93

7 Celeste 0.91

R4

1 Celeste 0.93 1 Rojo 0.86 1 Celeste 0.40 1 Celeste 0.49

2 Celeste 0.60 2 Celeste 0.66

3 Celeste 0.65 3 Naranja 0.88

4 Celeste 0.78 4 Celeste 0.96

C4

1 Verde 0.88 1 Celeste 0.80 1 Celeste 0.41 1 Celeste 0.44

2 Rojo 0.87 2 Celeste 0.63 2 Celeste 0.66

3 Celeste 0.76 3 Celeste 0.78

4 Celeste 0.93

H4

1 Rojo 0.95 1 Celeste 0.21 1 Naranja 0.28 1 Naranja 0.32

2 Verde 0.40 2 Celeste 0.37 2 Celeste 0.46

3 Verde 0.46 3 Naranja 0.57 3 Naranja 0.60

4 Celeste 0.57 4 Naranja 0.71 4 Celeste 0.78

5 Rojo 0.71 5 Celeste 0.76 5 Celeste 0.91

6 Rojo 0.80

7 Rojo 0.87

R5 1 Celeste 0.85 1 Celeste 0.79 1 Celeste 0.41 1 Celeste 0.49

2 Rojo 0.93 2 Rojo 0.84 2 Celeste 0.79 2 Celeste 0.93

C5

1 Celeste 0.87 1 Celeste 0.79 1 Celeste 0.75 1 Celeste 0.63

2 Celeste 0.80 2 Celeste 0.84 2 Celeste 0.79

3 Rojo 0.86 3 Celeste 0.93

H5

1 Celeste 0.88 1 Celeste 0.49 1 Celeste 0.74 1 Naranja 0.31

2 Rojo 0.95 2 Rojo 0.80

3 Celeste 0.80

4 Rojo 0.99

Rutina

Est

ándar

es Naranja 0.01

Est

ándar

es Naranja 0.01

Est

ándar

es Naranja 0.28

Est

ándar

es Naranja 0.31

Quercetina Naranja 0.01 Naranja 0.01 Naranja 0.74 Naranja 0.76

Ac.

Clorogénico Celeste 0.01 Celeste 0.01 Celeste 0.40 Celeste 0.43

Ácido

cafeico Celeste 0.04 Celeste 0.04 Celeste 0.94 Celeste 0.96

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

50

Cromatografía en capa fina para identificación de aceites esenciales.

Los aceites esenciales son metabolitos que presentan gran afinidad hacia

los solventes apolares, esto se comprobó ya que los solventes de hexano,

diclorometano y acetato de etilo (medianamente apolar) presentaron una gran

variedad de marcas en dichos extractos característicos de los aceites esenciales,

de las cuales algunas se relacionan en color y Rf con el estándar de mirceno.

Cuadro 9. Identificación de aceites esenciales en 15 extractos por CCF.

Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol

Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf

R1

1 Morado 0.25 1 Verde 0.13 1 Morado 0.23

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.38 2 Verde 0.18 2 Verde 0.32

3 Morado 0.68 3 Roja 0.26 3 Verde 0.36

4 Morado 0.99 4 Roja 0.50 4 Morado 0.50

5 Morado 0.67

6 Morado 0.84

7 Morado 0.93

C1

1 Morado 0.23 1 Verde 0.16 1 Morado 0.23

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.35 2 Roja 0.22 2 Verde 0.30

3 Morado 0.99 3 Verde 0.31 3 Morado 0.35

4 Roja 0.41 4 Morado 0.80

5 Morado 0.91 5 Morado 0.90

H1

1 Morado 0.23 1 Morado 0.09 1 Morado 0.25

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.35 2 Morado 0.15 2 Verde 0.30

3 Morado 0.54 3 Verde 0.19 3 Verde 0.36

4 Morado 0.55 4 Roja 0.22 4 Morado 0.43

5 Morado 0.94 5 Verde 0.26 5 Morado 0.55

6 Morado 0.32 6 Morado 0.80

7 Morado 0.35 7 Morado 0.93

8 Morado 0.43

9 Roja 0.50

10 Morado 0.99

R2

1 Morado 0.16 1 Verde 0.16 1 Morado 0.25

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.23 2 Morado 0.22 2 Verde 0.30

3 Morado 0.30 3 Verde 0.28 3 Verde 0.35

4 Morado 0.36 4 Verde 0.32 4 Morado 0.97

5 Roja 0.97 5 Rojo 0.35

6 Morado 0.94

C2

1 Roja 0.23 1 Morado 0.12 1 Morado 0.22

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.36 2 Verde 0.16 2 Verde 0.29

3 Roja 0.52 3 Morado 0.22 3 Verde 0.35

4 Roja 0.59 4 Verde 0.28 4 Morado 0.51

5 Roja 0.91 5 Morado 0.34 5 Morado 0.58

6 Morado 0.50 6 Morado 0.72

7 Rojo 0.57 7 Morado 0.84

8 Morado 0.78

9 Morado 0.93

51

Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol

Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf

H2

1 Roja 0.23 1 Morado 0.15 1 Verde 0.19 No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.35 2 Morado 0.24 2 Morado 0.23

3 Morado 0.43 3 Morado 0.34 3 Verde 0.29

4 Morado 0.52 4 Morado 0.41 4 Verde 0.35

5 Morado 0.61 5 Rojo 0.50 5 Morado 0.75

6 Morado 0.94 6 Morado 0.91

R3

1 Morado 0.23 1 Morado 0.22 1 Verde 0.20

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.35 2 Verde 0.28 2 Morado 0.25

3 Morado 0.97 3 Morado 0.32 3 Verde 0.32

4 Rojo 0.35 4 Verde 0.36

5 Morado 0.96 5 Morado 0.87

C3

1 Azul 0.09 1 Morado 0.24 1 Morado 0.23

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.23 2 Morado 0.35 2 Morado 0.36

3 Morado 0.35 3 Morado 0.47 3 Morado 0.46

4 Morado 0.51 4 Morado 0.91 4 Morado 0.91

5 Morado 0.58

6 Morado 0.62

7 Azul 0.78

8 Morado 0.91

H3

1 Rojo 0.23 1 Morado 0.16 1 Verde 0.30

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.35 2 Rojo 0.24 2 Verde 0.35

3 Morado 0.42 3 Verde 0.28 3 Morado 0.91

4 Azul 0.52 4 Verde 0.32

5 Morado 0.96 5 Morado 0.35

6 Morado 0.43

7 Morado 0.97

R4

1 Azul 0.10 1 Verde 0.16 1 Verde 0.32

No se observó

presencia de aceite

2 Rojo 0.22 2 Rojo 0.22 2 Verde 0.36

3 Morado 0.35 3 Verde 0.28 3 Morado 0.94

4 Morado 0.52 4 Verde 0.32

5 Morado 0.91 5 Rojo 0.35

6 Morado 0.96

C4

1 Azul 0.12 1 Rojo 0.22 1 Verde 0.30

No se observó

presencia de aceite

2 Rojo 0.23 2 Rojo 0.34 2 Verde 0.36

3 Rojo 0.36 3 Rojo 0.44 3 Morado 0.46

4 Morado 0.58 4 Morado 0.94 4 Morado 0.69

5 Morado 0.62 5 Morado 0.84

6 Morado 0.88

H4

1 Rojo 0.23 1 Morado 0.15 1 Morado 0.25 No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.35 2 Rojo 0.22 2 Verde 0.32

3 Morado 0.43 3 Verde 0.26 3 Verde 0.36

4 Rojo 0.49 4 Morado 0.34

5 Morado 0.55 5 Morado 0.41

6 Morado 0.61 6 Morado 0.96

7 Morado 0.94

52

Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol

Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf

R5

1 Azul 0.12 1 Morado 0.22 1 Morado 0.23 No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.16 2 Verde 0.28 2 Azul 0.75

3 Morado 0.23 3 Verde 0.31

4 Morado 0.36 4 Fusia 0.35

5 Azul 0.78 5 Morado 0.87

6 Morado 0.88

C5

1 Azul 0.10 1 Fusia 0.22 1 Morado 0.25

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.23 2 Rojo 0.28 2 Morado 0.32

3 Morado 0.35 3 Fusia 0.43 3 Morado 0.38

4 Morado 0.46 4 Fusia 0.47 4 Morado 0.49

5 Rojo 0.51 5 Morado 0.76 5 Morado 0.81

6 Azul 0.62 6 Morado 0.93

7 Morado 0.88

H5

1 Azul 0.17 1 Morado 0.16 1 Morado 0.23

No se observó

presencia de aceite

2 Morado 0.25 2 Verde 0.22 2 Verde 0.32

3 Morado 0.35 3 Verde 0.26 3 verde 0.38

4 Morado 0.43 4 Morado 0.34

5 Morado 0.61 5 Morado 0.41

6 Morado 0.70 6 Morado 0.79

7 Azul 0.81 7 Morado 0.96

8 Morado 0.94

Mirceno

Est

ándar

es Morado 0.25

Est

ándar

es Morado 0.25

Est

ándar

es Morado 0.25

Est

ándar

es Morado 0.25

Limoneno Morado 0.61 Morado 0.60 Morado 0.52 Morado 0.62

Nerol Violeta 0.42 Violeta 0.42 Violeta 0.32 Violeta 0.35

Terpineol Violeta 0.36 Violeta 0.38 Violeta 0.30 Violeta 0.38 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Cromatografía en capa fina para identificación de cumarinas.

En Cuadro 10 se muestran los resultados de cumarinas en los extractos,

confirmándose la presencia de las mismas de acuerdo al Rf y fluorescencia mostrada en

las bandas. Se observaron de 1-2 bandas en los extractos apolares y medianamente

polar. Los extractos etanólicos no evidenciaron la presencia de cumarinas.

53

Cuadro 10. Identificación de cumarinas en 15 extractos de mangle por

cromatografía en capa fina.

Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol

Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf

R1 1 Verde 0.35 1 Verde 0.32 1 Verde 0.29 No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.74

C1 1 Verde 0.30 1 Verde 0.37 1 Verde 0.28 No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.74

H1 1 Verde 0.32 ---- ---- -- ---- --- -- No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.41

R2 1 Verde 0.32 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció

cumarinas

C2

1 Verde 0.33 1 Verde 0.37 1 Verde 0.26 No se evidenció

cumarinas

2 Azul 0.70

H2 1 Verde 0.32 ---- ----- --- --- ---- --- No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.41

R3 1 Verde 0.37 ---- ----- --- ---- ---- ---- No se evidenció

cumarinas

C3 1 Verde 0.32 1 Verde 0.37 1 Verde 0.26 No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.46

H3 1 Azul 0.32 --- ---- --- ---- ----- --- No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.42

R4 1 Verde 0.32 ---- ---- ---- ---- ----- --- No se evidenció

cumarinas

C4 1 Verde 0.31 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció

cumarinas

H4 1 Azul 0.33 --- ---- ---- ---- ----- --- No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.42

R5 1 Celeste 0.33 1 Verde 0.38 1 Verde 0.29 No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.38

C5

1 Celeste 0.33 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció

cumarinas 2 Azul 0.38

3 Azul 0.51

H5 1 Celeste 0.33 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció

cumarinas

Umbeliferona

Est

ándar

es Celeste 0.07

Est

ándar

es Celeste 0.07

Est

ándar

es Celeste 0.06

Est

ándar

es Celeste 0.05

Ác. p-

cumárico Azul 0.03 Azul 0.03 Azul 0.03 Azul 0.05

Cumarina Verde 0.48 Verde 0.49 Verde 0.38 Verde 0.42

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

54

Cromatografía en capa fina para identificación de alcaloides

Con la cromatografía en capa fina para alcaloides se comprobó que dicho

metabolito se encuentra ausente en la planta, ya que dio negativo la prueba para

cada uno de los extractos probados en los diferentes solventes.

Cuadro 11. Identificación de alcaloides en 15 extractos de mangle por

cromatografía en capa fina.

Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol

Código Marca Color Rf Marca Color Rf Marca Color Rf Marca Color Rf

R1 No se evidenció presencia de alcaloides

C1 No se evidenció presencia de alcaloides

H1 No se evidenció presencia de alcaloides

R2 No se evidenció presencia de alcaloides

C2 No se evidenció presencia de alcaloides

H2 No se evidenció presencia de alcaloides

R3 No se evidenció presencia de alcaloides

C3 No se evidenció presencia de alcaloides

H3 No se evidenció presencia de alcaloides

R4 No se evidenció presencia de alcaloides

C4 No se evidenció presencia de alcaloides

H4 No se evidenció presencia de alcaloides

R5 No se evidenció presencia de alcaloides

C5 No se evidenció presencia de alcaloides

H5 No se evidenció presencia de alcaloides

Atropina St.*

Naranja 0.03 St.*

Naranja 0.03 St.*

Naranja 0.03 St.*

Naranja 0.03

Papaverina Naranja 0.78 Naranja 0.80 Naranja 0.79 Naranja 0.75 Fuente: Datos Experimentaleses FODECYT 24-2011. St = Estándar

Cromatografía en capa fina para identificación de antraquinonas

En el cuadro 12 se muestran los resultados de antraquinonas en los

extractos etanólicos, en ninguno de los órganos evaluados se identificó

antraquinonas.

Cuadro 12. Identificación de antraquinona en 15 extractos de etanol de

mangle por cromatografía en capa fina

Extracto Etanol

Código Marca Color Rf

R1 No se evidenció presencia de antraquinona

C1 No se evidenció presencia de antraquinona

H1 No se evidenció presencia de antraquinona

R2 No se evidenció presencia de antraquinona

C2 No se evidenció presencia de antraquinona

H2 No se evidenció presencia de antraquinona

R3 No se evidenció presencia de antraquinona

C3 No se evidenció presencia de antraquinona

H3 No se evidenció presencia de antraquinona

55

Extracto Etanol

Código Marca Color Rf

R4 No se evidenció presencia de antraquinona

C4 No se evidenció presencia de antraquinona

H4 No se evidenció presencia de antraquinona

R5 No se evidenció presencia de antraquinona

C5 No se evidenció presencia de antraquinona

H5 No se evidenció presencia de antraquinona

Antraquinona Estándar

Azul/Celeste 0.88

Antrona Amarillo 0.94 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Identificación de taninos.

La identificación de taninos se realizó mediante la técnica macrométrica

de tubos, para los diferentes extractos. Por medio de dicha técnica se pudo

evidenciar la presencia de taninos en cada uno de los extractos, tanto apolares

como polares; debido a la formación de precipitado o el cambio de color en el

medio.

Todas las muestras dieron positivo, lo que evidencia la abundancia de

taninos de diferentes características (apolares y polares) que fueron extraídos por

los diferentes solventes.

Cuadro 13. Identificación de taninos en 15 extractos por pruebas macro y

semimicro

Extractos Hexano Diclorometano

Código Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

R1 Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C1 Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H1 Verde

musgo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Café-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

R2 Verde Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C2 Amarillo

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H2 Amarillo Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

R3 Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Café-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C3 Amarillo

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Café-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H3 Verde-

café

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Café-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

56

Extractos Hexano Diclorometano

Código Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

R4 Amarillo

verde

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Café

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C4 Amarillo

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+) Amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H4 Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

R5 Verde Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Café-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C5 Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H5 Café

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Verde-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+) Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Cuadro 14. Identificación de taninos en 15 extractos por técnicas macro y

semimicro

Extractos Hexano Diclorometano

Código Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

R1 Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

ladrillo

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C1 Verde-

café

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Naranja

claro

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H1 Verde-

café

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Naranja

oscuro

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

R2 Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

claro

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C2 Verde-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

claro

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H2 Verde-

café

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

claro

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

R3 Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Naranja

fuerte

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C3 Naranja

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

intenso

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H3 Verde-

café

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Naranja-

amarillo

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

R4 Verde-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Naranja

claro

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

C4 Verde-

amarillo

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

intenso

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H4 Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Naranja

claro

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

R5 Amarillo Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

intenso

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

57

Extractos Hexano Diclorometano

Código Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

Tubo

control

Tubo 1

(gelatina)

Tubo 2

(gelatina/sal)

Tubo 3

FeCl3

C5 Verde

claro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Rojo

intenso

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

H5 Verde

oscuro

Precipitado

(+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+)

Amarillo-

verde

Cambió

color (+)

Precipitado

(+)

Precipitado

gris (+) Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Cuantificación de flavonoides en base a ácido clorogénico:

En base a los resultados obtenidos en la cromatografía en capa fina se

observó que el flavonoide característico en el cada una de las partes del mangle

analizadas es el ácido clorogénico y ácido caféico, la cuantificación de los

mismos se realizó bajo el estándar de ácido clorogénico montándose el método

de cuantificación, en el anexo 2 se puede observar la gráfica de la curva de ácido

clorogénico realizada para la cuantificación; y se está revisando metodología

para realizar la cuantificación también en base al ácido caféico y poder comparar

resultados.

Cuadro. 15 Cuantificación de flavonoides en base a ácido clorogénico.

Parte Punto ppm de ácido clorogénico

Hoja

Primer

115.45±0.86

Corteza 43.14±0.77

Raíz 73.77±1.20

Hoja

Segundo

110.11± 0.61

Corteza 42.86 ±0.92

Raíz 90.21±0.61

Hoja

Tercer

90.21±0.33

Corteza 54.11±0.82

Raíz 82.35±2.08

Hoja

Cuarto

67.29±0.44

Corteza 36.09±147

Raíz 30.44±0.27

Hoja

Quinto

24.86±0.84

Corteza 15.47±0.33

Raíz 36.77±1.21 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Cuantificación de taninos totales en el material vegetal.

En el Cuadro 16 se muestran los resultados de cuantificación de taninos totales,

en el cual se demuestra que la corteza y raíz presenta los valores más altos de taninos.

58

Cuadro. 16 Cuantificación de taninos totales por el método de tungsto-

molíbdico-fosfórico.

Parte Punto Porcentaje de Taninos

Hoja

Primer

2.69±0.09

Corteza 6.01±0.05

Raíz 3.8±0.02

Hoja

Segundo

4.49±0.02

Corteza 4.24±0.09

Raíz 5.45±0.16

Hoja

Tercer

2.9±0.11

Corteza 4.21±0.06

Raíz 4.20±0.04

Hoja

Cuarto

2.33±0.08

Corteza 3.84±0.03

Raíz 4.83±0.03

Hoja

Quinto

0.52±0.05

Corteza 2.33±0.05

Raíz 4.59±0.05 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Extracción de aceites

El proceso de extracción de aceite se realizó por hidrodestilación,

empleando neoclevenger, como se observa en el cuadro de resultados el

rendimiento de aceite fue bajo, la cantidad que se obtuvo no permite la

realización de pruebas ya que es una cantidad muy pequeña.

En base a esto se determina que la especie no presenta una cantidad significante

de aceite por lo que pierde interés en el estudio.

Cuadro 17. Porcentaje de rendimiento de extracción de aceite

Parte Punto % rendimiento

Hoja Primer 0.006

Raíz Primer 0.01

Corteza Primer 0.01

Hoja Segundo 0.14

Corteza Segundo 0.03

Raíz Segundo 0.27

Hoja Tercer 0.11

Corteza Tercer 0.22

Raíz Tercer 0.11

Hoja Cuarto 0.02

Corteza Cuarto 0.15

Raíz Cuarto 0.11

Hoja Quinto 0.34

Corteza Quinto 0.21

Raíz Quinto 0.25 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

59

Determinación de la actividad antioxidante por el método cualitativo de cromatografía

en capa fina con revelador de DPPH

Se determinó la actividad antioxidante de forma cualitativa de 60

extractos de mangle, no se determinó una actividad antioxidante de interés en

los extractos de hexano y diclorometano ya que presentaron una escasa actividad

antioxidante.

Mientras que de los 15 extractos de acetato de etilo únicamente tres

extractos, raíz primer punto, corteza tercer y cuarto punto; fueron los que

presentaron una actividad moderada. Por otra parte la mejor actividad

antioxidante la presentaron los extractos de etanol, una actividad muy elevada y

parecida a los estándares; así mismo se puede observar que en el quinto punto

hay una leve disminución de la actividad antioxidante, este dato se verificara al

momento de realizar la cuantificación de dicha actividad (Ver fotografías de

cromatografía en anexo 9).

Cuadro 18. Actividad antioxidante por CCF con revelador de DPPH

Material Vegetal Punto Hexano Diclorometano Acetato Etilo Etanol

Raíz

Primer

± ± +++ ++++

Corteza ± ± ± ++++

Hoja ± ± + +++

Raíz

Segundo

± ± ± ++++

Corteza ± ± + ++++

Hoja ± ± + ++++

Raíz

Tercer

± ± + ++++

Corteza ± ± ++ ++++

Hoja ± ± ± ++++

Raíz

Cuarto

± ± + ++++

Corteza ± + ++ +++

Hoja ± ± ± +++

Raíz

Quinto

± ± ± +++

Corteza ± ± ± +++

Hoja ± ± ± ++

Rutina

Est

ándar

++ ++ ++ ++

Ácido clorogenico ++ ++ ++ ++

TBHQ +++ +++ +++ +++

Trolox +++ +++ +++ +++ Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

±: Escasa actividad, +: Leve actividad, ++: Moderada, +++: Elevada actividad, ++++: Muy elevada actividad

Cuantificación de actividad antioxidante de extractos etanólicos de mangle y estándares

en base al método de DPPH, ABTS y determinación de actividad antioxidante

equivalentes de Trolox (TEAC) en los extractos.

En el cuadro 19 de resultados se puede observar los IC50 reportados por

los extractos etanólicos de hoja, raíz y corteza de todos los puntos, para obtener

un 50% de actividad antioxidante se requiere una muy pequeña cantidad de

extracto, lo que demuestra el gran potencial antioxidante que se presenta en la

60

especie; observándose una mejor actividad en los diferentes extractos del

segundo punto de colecta con respecto al primero.

Los valores de IC50 de actividad antioxidante de los extractos se

mantuvieron muy similares en los diferentes puntos, a excepción del quinto

punto en donde se presentó un leve aumento de IC50 lo que implica menos

actividad antioxidante en especial en el extracto de hoja; esto indica que hay

algún factor que provoca una disminución de actividad en dicho punto, dicha

razón puede ser la época de colecta.

Al comparar los resultados de IC50 obtenidos por el método de ABTS y

DPPH en los extractos se puede observar una mejor actividad según el método

de DPPH, ya que el IC50 fue menor, esto indica que los metabolitos responsables

de la actividad tienen características polares y por ello dieron mejor actividad

con el método de DPPH, el cual determina la actividad antioxidante de

moléculas polares.

En relación con la actividad antioxidante equivalente al trolox (TEAC),

comparada entre cada uno de los extractos, se puede observar que los que

presentaron mejor actividad antioxidante por el método de DPPH y ABTS

fueron los que mejores resultados presentaron. Este dato es importante ya que

relaciona que tantos equivalentes en mmol/g de troloxhay en la muestra, se

busca este dato ya que el trolox es un antioxidante sintético de referencia, y con

ello tener una mejor idea de la actividad antioxidante que presente el extracto

comparado con un patrón químico.

Con respecto a la muestra H5-E presenta un TEAC por arriba de 3, pero

este dato no puede ser comparado con el resto de las muestras, ya que para dicha

muestra se empleó una concentración mayor para lograr determinar el TEAC, ya

que la dilución igual a las otras muestras reportaba no quedaban por dentro de la

ecuación de la curva de trolox y daba valores negativos; es por ello que se tomó

en cuenta una mayor concentración para poder reportar. Además se puede

observar la buena correlación entre ambos métodos ya que el potencial de

actividad antioxidante presentada por cada estándar y extracto es parecido para

las dos metodologías de cuantificación.

Cuadro 19. Cuantificación de la actividad antioxidante de extractos

etanólicos

Código Muestra DPPH

(IC50 mg/ml)

ABTS

(IC50 mg/ml)

TEAC*

(mmol/g)

H1-E Hoja 1er punto 0.310±0.003 0.490±0.018 0.48±0.02

R1-E Raíz 1er punto 0.179±0.001 0.348±0.012 0.70±0.07

C1-E Corteza 1er punto 0.297±0.010 0.414±0.010 0.51±0.01

H2-E Hoja 2do punto 0.151±0.002 0.265±0.004 1.01±0.02

R2-E Raíz 2do punto 0.219±0.010 0.348±0.012 0.88±0.04

C2-E Corteza 2do punto 0.243±0.014 0.322±0.008 0.81±0.03

H3-E Hoja 3er punto 0.2918±0.0004 0.515±0.008 0.39±0.01

R3-E Raíz 3er punto 0.326±0.002 0.321±0.009 0.72±0.02

C3-E Corteza 3er punto 0.212±0.004 0.342±0.008 0.73±0.04

61

Código Muestra DPPH

(IC50 mg/ml)

ABTS

(IC50 mg/ml)

TEAC*

(mmol/g)

H4-E Hoja 4to punto 0.420±0.004 0.747±0.003 0.21±0.01

R4-E Raíz 4to punto 0.196±0.013 0.323±0.003 0.75±0.02

C4-E Corteza 4to punto 0.273±0.003 0.398±0.006 0.61±0.03

H5-E Hoja 5to punto 2.624±0.007 2.708±0.176 3.45±0.32**

R5-E Raíz 5to punto 0.258±0.007 0.345±0.006 0.78±0.02

C5-E Corteza 5to punto 0.316±0.004 0.389±0.016 0.64±0.01

Vitamina C

Estándares

0.14±0.0003 4.04±0.03

Vitamina E 0.72±0.01 0.1923±0.003

Quercetina 0.16±0.0004 0.10±0.004

Rutina 0.16±0.001 0.05±0.0002

TBHQ 0.29±0.002 0.0996±0.001 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * TEAC (Actividad antioxidante equivalente a trolox) ** Muestra

empleada a una mayor concentración.

Cuantificación de fenoles totales en base a ácido gálico en extractos de mangle.

En el cuadro 20, se puede observar la cuantificación de fenoles totales

presentes en los extractos, esta cantidad presenta relación con la actividad

antioxidante que presentan los extractos, debido a que a mayor cantidad de

compuestos fenólicos se presenten en el extracto, mayor será la actividad

antioxidante.

Al observar los resultados y comprarlos con los IC50 de actividad

antioxidante, se puede evidenciar la relación que tienen debido que los extractos

que mejor actividad antioxidante presentaron se les cuantificó una mayor

cantidad de fenoles totales; y el extracto que menor actividad presentó (H5-E),

también fue el que presentó la menor cantidad de fenoles totales. Esto sirve para

corroborar la actividad antioxidante de los extractos y la relación que guardan

cada uno de los métodos.

Cuadro 20. Cuantificación de fenoles totales en base a ácido gálico de

extractos etanólicos.

Código Muestra µg de ácido gálico/mg de extracto

H1-E Hoja 1er punto 281.17±15.32

R1-E Raíz 1er punto 499.37±18.43

C1-E Corteza 1er punto 403.55±37.56

H2-E Hoja 2do punto 637.34±31.35

R2-E Raíz 2do punto 598.57±71.75

C2-E Corteza 2do punto 538.88±40.29

H3-E Hoja 3er punto 309.04±13.20

R3-E Raíz 3er punto 447.58±20.89

C3-E Corteza 3er punto 540.97±5.70

H4-E Hoja 4to punto 237.65±9.61

R4-E Raíz 4to punto 494.90±11.52

C4-E Corteza 4to punto 494.93±11.16

H5-E Hoja 5to punto 50.07±3.71

R5-E Raíz 5to punto 456.21±11.58

C5-E Corteza 5to punto 281.86±11.03

62

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Determinación del color del material vegetal empleando un pantone de comparación.

Como se observa en el cuadro 14 se determinó el color en el material

vegetal, empleando pantone marca Comex y un papel de observación, fueron

diferentes entre cada punto de colecta entre las diferentes partes del material

vegetal. Lo que indica que la tonalidad puede variar por los puntos de colecta así

como el procedimiento de secado del material vegetal

Cuadro 21. Determinación de color en material vegetal empleando pantone

Punto Hoja Corteza interna Raíz

Primero Nopal K4-14 Azufre F3-14 Natuzzi F3-09

Segundo Militar L4-12 Africa G3-12 Orgánico G4-12

Tercero Maguey L4-13 Granada G3-13 Chabacano H2-09

Cuarto Sushi K4-12 Tamarindo E4-14 Puebla G2-14

Quinto Alcaparra K4-13 Peruanao F4-14 Golden H2-13 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Elaboración de tinturas y barrido en el espectro para la determinación de presencia de

compuestos con capacidad colorante.

El barrido se puede observar que las muestras presentan una primera

absorbancia entre 240-285 nm y una segunda entre 300-500 nm; estas longitudes

de onda son la región en donde los flavonoides presentan sus máximos de

absorción. Se puede observar que algunos extractos requirieron diluciones de

0.05/25mL para poder leerse en el espectrofotómetro adecuadamente, esto da un

indicio de que en dicho extracto hay abundante cantidad de capacidad colorante.

Cuadro 22.Barrido colorimétrico de tinturas etanólicas de mangle.

Código Muestra Dilución de

Lectura

Longitud de

onda (nm) Absorbancia

Tipo de

flavonoide**

H1-T Hoja 1er punto 0.1/25mL 282 0.73477 Isoflavonas,

dihidroflavonoles 328 0.48136

R1-T Raíz 1er punto 0.1/25mL 281 0.76663 Isoflavonas,

dihidroflavonoles -----* -----*

C1-T Corteza 1er punto 0.05/25mL 281 0.61080 Flavonoles (3-OH

libre) / Auronas 395 0.027964

H2-T Hoja 2do punto 0.1/25mL 282 0.94539 Isoflavonas,

dihidroflavonoles 328 0.54306

R2-T Raíz 2do punto 0.05/25mL 281 0.38827 Isoflavonas,

dihidroflavonoles 325 0.11702

C2-T Corteza 2do punto 0.1/25mL

281 0.63549 Isoflavonas,

dihidroflavonoles 396 0.031594

324 0.64084

R3-T Raíz 3er punto 0.1/25mL

281 0.83076 Isoflavonas,

dihidroflavonoles

326 0.23281

63

Código Muestra Dilución de

Lectura

Longitud de

onda (nm) Absorbancia

Tipo de

flavonoide**

C3-T Corteza 3er punto 0.05/25mL 281 0.55880 Isoflavonas,

dihidroflavonoles -----* -----*

H4-T Hoja 4to punto 0.1/25mL 280 0.79452 Isoflavonas,

dihidroflavonoles 325 0.40116

R4-T Raíz 4to punto 0.1/25mL 280 0.63758 Flavonoles (3-OH

libre) / Auronas 392 0.041157

C4-T Corteza 4to punto 0.05/25mL 281 0.85288 Isoflavonas,

dihidroflavonoles 321 0.19109

H5-T Hoja 5to punto 0.05/25mL 279 0.13790 Flavonoles (3-OH

libre) / Auronas 398 0.037962

R5-T Raíz 5to punto 0.1/25mL 280 0.91942 Flavonoles (3-OH

libre) / Auronas 392 0.039999

C5-T Corteza 5to punto 0.25/25mL 280 0.96688 Flavonoles (3-OH

libre) / Auronas 398 0.076904 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011---*: Muestras que deben ser concentradas, ** Fuente: Colorantes

Naturales, (Lock, O. 1997)

Determinación de pH de tinturas de hoja, raíz y corteza de mangle de diferentes puntos.

La determinación del pH de las muestra permitió observar que las

tinturas elaboradas se encuentran a un pH ácido, este valor de pH era de

esperarse debido a que el solvente para la elaboración de la tintura fue

Etanol:HCl 0.1N, por el tipo de solvente y el pH de las tinturas se espera la

presencia de flavonoides, los cuales son los responsables del color que presenta

la muestra.

Cuadro 23. pH de tinturas de mangle

Código Muestra pH

H1-T Hoja 1er punto 4.68

R1-T Raíz 1er punto 5.64

C1-T Corteza 1er punto 4.70

H2-T Hoja 2do punto 4.45

R2-T Raíz 2do punto 4.41

C2-T Corteza 2do punto 4.40

H3-T Hoja 3er punto 3.87

R3-T Raíz 3er punto 4.33

C3-T Corteza 3er punto 4.21

H4-T Hoja 4to punto 4.88

R4-T Raíz 4to punto 4.76

C4-T Corteza 4to punto 4.30

H5-T Hoja 5to punto 4.44

R5-T Raíz 5to punto 4.13

C5-T Corteza 5to punto 4.27 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

64

Barrido colorimétrico de las tinturas de mangle con buffer a diferentes pH.

Al preparar diluciones de las tinturas a diferentes pH se pudo observar

una diferencia con respecto a la absorbancia que habían presentado (ver cuadro

22), esto se pudo deber a los cambios producidos por el pH que provocaron la

pérdida del color de la solución (pH 3, 4 y 5), lo que da una idea de la

inestabilidad de los metabolitos responsables del color a dicho pH. Por lo que es

necesario aumentar la concentración de la tintura en solución para determinar si

ello favorece a la estabilidad de la muestra y que la misma mejore su

absorbancia. Se observa que en el pH 7 se presentaron buenas absorbancias, lo

que indica que el color presenta estabilidad a dicho pH.

Cuadro 24. Barrido colorimétrico de tinturas de mangle sometidas a

diferente pH

Código Muestra Buffer pH 3 Buffer pH 4 Buffer pH 5 Buffer pH7

λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia

H1-T Hoja 1er

punto

306 0.70939 323 0.64353 322 0.59707 208 3.9292

322 0.67800 --- --- --- --- 279 0.84044

--- --- --- --- --- --- 32 0.56952

R1-T Raíz 1er

punto 306 0.30292 --- --- 305 0.26447 280 0.75903

C1-T

Corteza

1er

punto

305 0.23538 --- --- 305 0.17508 279 0.64482

H2-T

Hoja

2do

punto

322 0.63680 323 0.64397 322 0.64545 279 1.03880

--- --- --- --- --- --- 322 0.62956

R2-T Raíz 2do

punto

585 0.0032845 --- --- 305 0.14561 208 2.87920

--- --- --- --- --- --- 280 0.40314

--- --- --- --- --- --- 318 0.14196

C2-T

Corteza

2do

punto

306 0.29293 --- --- 305 0.25057 210 3.48130

--- --- --- --- --- --- 280 0.73116

H3-T Hoja 3er

punto

306 1.13100 323 1.03060 322 1.16170 280 1.40470

323 1.10490 --- --- --- --- 320 1.02100

R3-T Raíz 3er

punto

585 0.0077028 --- --- 305 0.28164 280 0.83031

--- --- --- --- 318 0.26309 320 0.27689

--- --- --- --- --- --- 485 0.025843

C3-T

Corteza

3er

punto

306 0.22097 --- --- 305 0.17910 210 3.29840

--- --- --- --- --- --- 280 0.59344

H4-T Hoja 4to

punto

306 0.54522 --- --- --- --- 278 0.87568

--- --- --- --- --- --- 319 0.47393

R4-T Raíz 4to

punto

585 0.0082922 --- --- 433 0.029587 209 3.88150

--- --- --- --- --- --- 280 0.84788

C4-T

Corteza

4to

punto

306 0.22792 --- --- 305 0.18025 209 3.66530

--- --- --- --- 441 0.039408 279 0.6678

65

Código Muestra Buffer pH 3 Buffer pH 4 Buffer pH 5 Buffer pH7

λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia

H5-T Hoja 5to

punto

489 0.023580 307 0.31010 305 0.24087 200 0.91429

585 0.013113 585 0.011305 485 0.015547 276 0.12217

592 0.012909 --- --- 592 0.0079670 --- ---

R5-T Raíz 5to

punto

306 0.27903 --- --- 433 0.040092 279 0.82253

--- --- --- --- 441 0.039693 485 0.032444

C5-T

Corteza

5to

punto

306 0.51878 308 0.45613 306 0.48887 278 1.14750

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Prueba de tinción en lana de tinturas

Se observa en el cuadro siguiente las diferentes coloraciones obtenidas en

las soluciones de tinturas de mangle obtenidas durante el proceso de tinción en

lana; en casi todas las muestras el color de la solución eran de una tonalidad

naranja a roja; pero la tinción provocada en la lana era diferentes.

Las tinturas de raíz y corteza de mangle tiñeron la lana con tonalidades

entre rojizas, anaranjadas, corintas y un poco café. Por otra parte las hojas

proporcionaron tonalidades de color amarillo.

En todos los casos el poder de tinción aumento con la aplicación de calor

y el uso de mordiente. Con estos resultados se puede observar que las muestras

presentan una actividad de tinción interesante y que las mismas deben ser

estudiadas para ver su equivalencia con los colorantes artificiales rojo No. 40 y

amarillo No.5; para ver su viabilidad de uso en la industria de cosméticos o

fitomedicamentos, como sustituyente de colorantes artificiales.

66

Cuadro 25. Resultados de prueba de tinción de lana de tinturas de mangle

Código Muestra Condición Color

solución Foto Color lana Foto

H1-T Hoja 1er

punto

Frio Tejocote

H2-12

Araján J3-

12

Caliente Oaxaca

E2-14

Marañón

J3-13

Mordiente Zanahoria

F1-14

Limón

Real J3-11

R1-T Raíz 1er

punto

Frio Andalucía

F2-12

Chocolate

G4-11

Caliente Jakarta

D2-1

Dalí

I3-11

Mordiente Paprika

F2-13

Australia

H3-11

C1-T

Corteza

1er

punto

Frio Pozole

D3-12

Mink

G4-07

Caliente Tabaco

D4-12

Antílope

I3-09

Mordiente Mandarina

G1-12

Kimono I3-

12

H2-T

Hoja

2do

punto

Frio Ámbar

I2-09

Trigo

I2-08

Caliente África

G3-12

Manzanilla

I1-06

Mordiente

San

Miguel

Allende

I2-12

Marañón

J3-13

67

Código Muestra Condición Color

solución Foto Color lana Foto

R2-T Raíz 2do

punto

Frio Mandarina

G1-12

Scott

F3-05

Caliente Andalucía

F2-12

Alabastro

H4-08

Mordiente Chalo

F1-12

Polen

J3-07

C2-T

Corteza

2do

punto

Frio Chalon

F1-12

Venado

G4-06

Caliente Tomate

E2-13

Hermes

G3-09

Mordiente Tejocote

H2-12

Australia

H3-11

H3-T Hoja 3er

punto

Frio Aragón

J3-12

Verona

I2-05

Caliente Aragón

J3-12

Piña J2-07

Mordiente

San

Miguel

Allende

I2-12

Cabo de

Hornos

I3-14

R3-T Raíz 3er

punto

Frio Santa

E2-12

Patzcuato

J3-06

Caliente Jakarta

D2-12

Salamandra

K3-12

Mordiente Oaxaca

E2-14

Leopardo

J3-09

68

Código Muestra Condición Color

solución Foto Color lana Foto

C3-T

Corteza

3er

punto

Frio Pozole

D3-12

Crema

inglesa

H4-07

Caliente Enchilado

D3-13

Camello

H4-11

Mordiente Guajillo

D3-13

Ebano

H4-10

H4-T Hoja 4to

punto

Frio

San

Miguel

Allende

I2-12

Nuez

H4-04

Caliente Azabache

I2-13

Cabo de

Hornos

I3-14

Mordiente Miel

I2-14

Marañón

J3-13

R4-T Raíz 4to

punto

Frio Chalo

F1-12

Casiopea

I1-04

Caliente Bombero

E1-14

Macarroni

I1-03

Mordiente Cajón

F1-13

Bellota I4-

12

C4-T

Corteza

4to

punto

Frio Arcoíris

E1-13

Calindres

I4-06

Caliente Cátsup

D2-13

Jabalí

I4-09

Mordiente Paprika

F2-13

Terraz

F3-13

H5-T Hoja 5to

punto

Frio Terrazo

F3-13

Limón

Real J3-11

Caliente Fuego

E3-14

Marañón

J3-13

Mordiente Golden

H2-13

Aragón

J3-12

69

Código Muestra Condición Color

solución Foto Color lana Foto

R5-T Raíz 5to

punto

Frio Oaxaca

E2-12

Dulce de

leche

H4-06

Caliente Santa

E2-12

Taxco

G3-10

Mordiente Andalucía

F2-12

Carey

G3-14

C5-T

Corteza

5to

punto

Frio Pozole

D3-12

Arnie

H2-03

Caliente

Blody

Mary

C2-14

Bacalao

H2-06

Mordiente Guajillo

D3-14

Ocre

H3-12

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Barrido colorimétrico de colorantes de referencia en Etanol:HCl 0.1N y con buffer a

diferentes pH.

El barrido colorimétrico de los estándares permitió visualizar cual es la

mayor absorbancia de los mismo dependiendo con la solución en que fue

preparaban. Con el fin de comparar los barridos de las muestras y poder

determinar cuáles presentaban una absorbancia similar a los estándares, lo que

indicaría que presentan similares características.

Como se observa en la tabla de resultados la longitud de onda varia con

respecto a la solución con la que se diluyo, lo que indica directamente que el pH

determina la estabilidad del estándar y con ello el poder de tinción que pueda

presentar.

En base a estos resultados del barrido de la muestras con el barrido de los

estándares se determinó cuales presentaron longitud de onda similar; ya que las

muestras que presentaron longitud de onda similar a los estándares fueron

probadas para determinar su estabilidad.

En base a estos resultados se preparó curvas de calibración de cada de los

estándares de colorantes en base a su longitud de onda máxima en cada una de

las soluciones. (Ver en curvas en anexos)

70

Cuadro 26. Barrido colorimétrico de estándar colorimétricos en Etanol:HCl

0.1N y buffer a diferentes pH

Estándar Etanol:HCl 0.1N Buffer pH 3 Buffer pH4 Buffer pH5 Buffer pH 7

λ Absor λ Absor λ Absor λ Abs λ Abs

Amarillo 5

260 0.0513 306 0.05397 429 0.0396 256 0.48797 258 0.04683

430 0.0414 429 0.04154 ---- ---- 305 0.04775 424 0.04587

--- ---- ---- ---- --- ---- 430 0.037485 213 0.01368

Amarillo 6

225 0.1011 486 0.05231 483 0.0537 306 0.05683 484 0.04618

482 0.0490 ---- ----- --- ---- 484 0.05013 240 0.04497

313 0.0265 ---- ----- ---- ---- ---- ----- 262 0.03055

Rojo 40

335 0.0754 306 0.07529 511 0.0471 306 0.04821 506 0.05127

507 0.0603 510 0.05432 --- ---- 509 0.04565 243 0.03931

315 0.0259 430 0.01485 --- ---- 430 0.01072 217 0.03496

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Coloración de cosméticos con extractos etanólicos de mangle.

La primera prueba de coloración de los extractos de mangle se inició con

una loción; se emplearon los extractos tomando en cuenta las buenas

propiedades antioxidantes que presentaron y si se emplean las tinturas las

mismas se tenían que usar en concentraciones muy elevadas, por esas dos

razones se trabajó con los extractos.

Cuadro 27. Coloración de loción con extractos de mangle a diferentes

concentraciones

Código Muestra Concentración Color solución Foto

H1-E Hoja 1er punto

1% Plátano I3-10

3% Azabache I2-13

5% San Miguel de

Allende I2-12

R1-E Raíz 1er punto

1% Flor de Loto I3-10

3% San Miguel de

Allende I2-12

5% Paprika F2-13

71

Código Muestra Concentración Color solución Foto

C1-E Corteza 1er punto

1% Tequila I3-07

3% Plátano I2-11

5% Miel I2-14

H2-E Hoja 2do punto

1% Abejorro I2-10

3% Mandarina G1-12

5% Halloween G1-14

R2-E Raíz 2do punto

1% Ambar I2-09

3% Mandarina G1-12

5% Cajún F1-13

C2-E Corteza 2do punto

1% Abejorro I2-10

3% San Miguel

Dueñas I2-12

5% Tejocote H2-12

H3-E Hoja 3er punto

1% Tequila I3-07

3% Azabache I2-13

5% Miel I2-14

72

Código Muestra Concentración Color solución Foto

R3-E Raíz 3er punto

1% Plátano I2-11

3% Azabache I2-11

5% San Miguel de

Allante I2-12

C3-E Corteza 3er punto

1% Olmeca H2-14

3% Tejocote H2-12

5% Golden H2-13

H4-E Hoja 4to punto

1% Flor de loto I3-10

3% Travesura H1-14

5% San Miguel

Allende I2-12

R4-E Raíz 4to punto

1% Abejorro I2-10

3% Azabache I2-13

5% Golden H2-13

73

Código Muestra Concentración Color solución Foto

C4-E Corteza 4to punto

1% Azabache I2-13

3% Jarabe H1-13

5% Chalo F1-12

H5-E Hoja 5to punto

1% Piña J2-07

3% Julio J2-11

5% Aragón J3-12

R5-E Raíz 5to punto

1% Plátano I2-10

3% Noviembre H1-12

5% Nierman G1-12

C5-E Corteza 5to punto

1% Travesura H1-14

3% Mandarina G1-12

5% Andalucía F2-12

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

74

La otra formulación cosmética que se elaboró fue un gel en el cual se

emplearon las soluciones de extractos a las mismas concentraciones, que en la

loción, con el fin de determinar los tonos que color que proporciona el extracto

sobre el gel y poder determinar si puede ser empleado como colorante.

Cuadro 28. Coloración de gel con extractos de mangle a diferentes

concentraciones

Código Muestra Concentración Color solución Foto

H1-E Hoja 1er punto

1% Tequila I3-07

3% Plátano I2-11

5% Ámbar I2-09

R1-E Raíz 1er punto

1% Amazona H1-08

3% Maracuya H1-09

5% Puebla G2-14

C1-E Corteza 1er punto

1% Flor de loto I3-10

3% Amatista I3-11

5% Antilope I3-09

H2-E Hoja 2do punto

1% Olmeca H2-14

3% Tejocote H2-12

5% Mandarina G1-12

75

Código Muestra Concentración Color solución Foto

R2-E Raíz 2do punto

1% Plátano I2-11

3% Azabache I2-13

5% San Miguel

Allende I2-12

C2-E Corteza 2do punto

1% Abejorro I2-10

3% San Miguel

Allende I2-12

5% Tejocote H2-12

H3-E Hoja 3er punto

1% Peque K1-03

3% Leo J2-10

5% San Miguel

Allende I2-12

R3-E Raíz 3er punto

1% Macarroni I1-03

3% Ámbar I2-09

5% Olmeca H2-14

C3-E Corteza 3er punto

1% Piedra del sol H2-

11

3% Naranjosa H2-10

5% León J2-12

76

Código Muestra Concentración Color solución Foto

H4-E Hoja 4to punto

1% Tequila I3-07

3% Maracuya H1-09

5% Tejocote H2-12

R4-E Raíz 4to punto

1% Amazona H1-08

3% Cabo de hornos I3-

14

5% Kimono I3-12

C4-E Corteza 4to punto

1% Naranjosa H1-08

3% Tepozitlan G3-13

5% Africa G3-12

H5-E Hoja 5to punto

1% Galleta H2-08

3% Olmeca H2-14

5% Tejocote H2-12

R5-E Raíz 5to punto

1% Naranjosa H2-10

3% Tejocote H2-12

5% Tejocote H2-12

77

Código Muestra Concentración Color solución Foto

C5-E Corteza 5to punto

1% Morgan J2-08

3% León I2-11

5% Plátano J2-12

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Cuantificación de estándares de color en tinturas de mangle.

En base a los barridos de cada uno de los estándares, en las diferentes

soluciones, se determinó la longitud de onda de mayor absorbancia para cada

uno. Como se observa en el cuadro 29 esa fue la longitud de onda de mayor

absorbancia.

La determinación de la longitud de onda de mayor absorbancia fue la

base para la realización de las curvas de concentración de los estándares (ver en

anexos); las cuales fueron la base para la determinación de la concentración de

equivalentes de colorantes en partes por millón (ppm) en gramo de material

vegetal.

La cuantificación se realizó en las tinturas que presentaron, en los

barridos en cada solución, una longitud de onda igual o similar (±20nm) a la que

presentaron los estándares en dicha solución.

Cuadro 29. Longitud de onda mayor de cada uno de los estándares de color

en diferentes soluciones

Estándar Etanol:HCl

(λ)

Buffer pH3

(λ)

Buffer pH4

(λ)

Buffer pH5

(λ)

Buffer pH 7

(λ)

Rojo No. 40 335 316 314 315 217

Amarillo No. 5 260 428 429 430 258

Amarillo No. 6 225 486 483 484 484 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Como se puede observar en el cuadro de resultados No. 30 y 31, no todas

las muestras presentaron absorbancia similar a los estándares en cada una de las

soluciones. Además con las soluciones de etanol: ácido clorhídrico, buffer a pH

5 y 7 fue donde las muestras presentaron mayor similitud con los estándares.

Esto indica que los colores de las muestras pueden ser más estables en los pH

menos ácidos llegando a neutros; esto tiene relación con los pH que presentaron

cada una de las tinturas (ver cuadro No. 23) los cuales se encuentran por arriba

de pH 4 casi llegando a 5.

78

Cuadro 30. Cantidad de colorante expresados en ppm/g de material vegetal

en muestras de tinturas de mangle en solución etanol: ácido clorhídrico

0.1N, solución buffer pH3 y buffer pH4

Código Muestra EtOH:HCl (ppm/g) Buffer pH3 (ppm/g) Buffer pH4 (ppm/g)

R40* A5 R40 A6* R40 A5*

H1-T Hoja 1er.

punto 353.46±2.33

84.07±0.37 155.65±1.28 --- 141.03±3.93 17.16±0.82

R1-T Raíz 1er

punto ---

+ 59.58±0.22 70.34±0.61 --- --- ---

C1-T Corteza

1er punto --- 106.62±0.39 89.34±0.40 --- --- ---

H2-T Hoja 2do

punto 382.39±2.82 96.23±0.46 166.45±1.02 --- 155.34±3.21 18.89±0.69

R2-T Raíz 2do

punto 115.95±2.47 46.79±0.54 --- --- --- ---

C2-T Corteza

2do punto --- 68.30±0.26 71.37±0.82 --- --- ---

H3-T Hoja 3er

punto 181.50±1.66 41.03±0.20 91.87±0.38 --- 109.29±0.78 14.37±0.24

R3-T Raíz 3er

punto 158.90±1.73 56.17±0.20 --- --- --- ---

C3-T Corteza

3er punto --- 156.77±0.65 79.87±0.59 --- --- ---

H4-T Hoja 4to

punto 257.14±0.78 86.53±0.38 120.60±2.30 --- --- ---

R4-T Raíz 4to

punto --- 53.98±0.20 --- --- --- ---

C4-T Corteza

4to punto 116.92±0.36 120.41±0.44 79.07±0.61 --- --- ---

H5-T Hoja 5to

punto 206.89±1.34 19.90±0.72 --- 6.51±0.05 43.37±0.30 5.69±0.41

R5-T Raíz 5to

punto --- 101.67±0.50 71.84±0.81 --- --- ---

C5-T Corteza

5to punto 206.89±2.14 43.97±0.53 46.34±0.32 --- 47.77±0.45 6.49±0.35

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * R40= Rojo No.40, A5= Amarillo No.5, A6= Amarillo No.6.

+ Muestras no presentaron longitud de onda similar al estándar.

Se pudo determinar que conforme se iba cambiando el pH de las

soluciones las muestras de tintura de raíz y corteza fueron aumentando

equivalencia de color con el rojo No. 40; ya que se puede observar que en las

soluciones buffer de pH 5 las concentraciones se encontraban entre 60-90

ppm/g; cuando se encontraron en buffer pH 7 presentaron valores por arriba de

las 200 ppm/g.

Las hojas fueron las que mayor cantidad de equivalente de amarillo No 5 y 6

presentaron, dando una mayor cantidad en la solución de pH 7. Dicho dato es

muy interesante ya que se puede tomar de parámetro para saber que órgano

emplear como sustituto de colorante rojo No. 40, amarillo No. 5 o 6 según el pH

final del producto y la tonalidad que se le desee dar.

79

Cuadro 31. Cantidad de colorante expresados en ppm/g de material vegetal

en muestras de tinturas de mangle en solución buffer pH5 y buffer pH7

Código Muestra Buffer pH5 (ppm/g) Buffer pH7 (ppm/g)

R40* A5* A6* R40* A5* A6*

H1-T Hoja 1er.

punto 200.44±0.49 ---

+ --- 235.75±2.03 95.17±2.43 ---

R1-T Raíz 1er

punto 60.03±0.31 --- --- --- 69.13±1.71 ---

C1-T Corteza

1er punto 86.22±0.22 --- --- --- 99.79±2.34 ---

H2-T Hoja 2do

punto 198.12±0.48 --- --- --- 87.38±2.00 ---

R2-T Raíz 2do

punto 75.56±0.16 --- --- 310.14±3.65 57.32±1.16 ---

C2-T Corteza

2do punto 53.28±0.20 --- --- 300.75±2.36 68.74±1.70 ---

H3-T Hoja 3er

punto 90.38±0.46 --- --- --- 47.49±1.10 ---

R3-T Raíz 3er

punto 82.84±0.50 --- --- --- 72.84±1.81 ---

C3-T Corteza

3er punto 90.18±020 --- --- 395.34±4.08 113.94±2.73 ---

H4-T Hoja 4to

punto ---- --- --- --- 88.17±2.02 ---

R4-T Raíz 4to

punto ---- 4.37±0.03 --- 357.04±2.65 77.28±1.93 ---

C4-T Corteza

4to punto 88.78±0.24 13.74±0.08 --- 540.49±4.82 127.22±3.10 ---

H5-T Hoja 5to

punto 33.57±0.14 --- 3.68±0.01 71.89±0.78 28.22±0.68 ---

R5-T Raíz 5to

punto ---

6.31±0.04

--- --- 84.84±2.14 3.38±0.04

C5-T Corteza

5to punto --- --- --- --- 50.41±1.18 ---

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * R40= Rojo No.40, A5= Amarillo No.5, A6= Amarillo No.6.

+ Muestras no presentaron longitud de onda similar al estándar.

Análisis de estabilidad de tinturas de mangle en diferentes soluciones en comparación

con estándares de color

Se realizaron las pruebas de estabilidad de las muestras de tinturas de

mangle, para ello se seleccionaron las muestras que presentaron una similar

longitud de onda en la solución de prueba con los diferentes estándares. A las

muestras se les midió su absorbancia en días seguidos, hasta que las mismas

presentaron una variación de ±20% de su absorbancia; se mantuvieron en

cámara de estabilidad en condiciones extremas de 40°C durante todo el análisis.

80

Grupo de gráficas No. 1. Estabilidad de hojas de mangle en solución de

Etanol: ácido clorhídrico 0.1N, comparadas con diferentes estándares de

color

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

50

100

150

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

1.1 Estabilidad en EtOH:HCl de Hoja Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

H1-T

H2-T

H3-T

H4-T

0

50

100

150

200

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

1.2 Estabilidad en EtOH:HCl de Hojas Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

H1-T

H2-T

H3-T

H4-T

H5-T

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

0 5 10 15 20

Ab

sorc

ión

Dias

1.3 Estabilidad en EtOH:HCl de Raíz Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

R2-T

R3-T

81

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

50

100

150

200

250

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

1.4 Estabilidad en EtOH:HCl de Raíz Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

R1-T

R2-T

R3-T

R4-T

R5-T

0

50

100

150

200

250

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

1.5 Estabilidad en EtOH:HCl de Corteza Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

C4-T

0

50

100

150

200

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

1.6 Estabilidad en EtOH:HCl de Corteza Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

C1-T

C2-T

C3-T

C4-T

C5-T

82

Grupo de gráficas No. 2. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer

pH 3, comparadas con diferentes estándares de color

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

20

40

60

80

100

120

0 5 10 15

Ab

sorb

anci

a

Días

2.1 Estabilidad en pH 3 de Hoja Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

H1-T

H2-T

H3-T

H4-T

0

20

40

60

80

100

120

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

2.2 Estabilidad a pH 3 de Hojas Vrs. Amarillo No. 6

Amarillo No. 6

H5-T

0

20

40

60

80

100

120

140

0 5 10 15

Ab

sorb

anci

a

Días

2.3 Estabilidad en pH 3 de Raíz Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

R1-T

R5-T

83

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Grupo de gráficas No. 3. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer

pH 4, comparadas con diferentes estándares de color

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

20

40

60

80

100

120

140

160

0 5 10 15

Ab

sorb

anci

a

Días

2.4 Estabilidad a pH 3 de Corteza Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

C1-T

C2-T

C3-T

C4-T

C5-T

0

20

40

60

80

100

120

140

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

3.1 Estabilidad a pH 4 de Hoja Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

H1-T

H2-T

H3-T

H5-T

0

20

40

60

80

100

120

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

3.2 Estabilidad a pH 4 de Hojas Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

H1-T

H2-T

H3-T

H5-T

84

0

20

40

60

80

100

120

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

3.3 Estabilidad en pH 4 de Corteza Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

C5-T

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Grupo de gráficas No. 4. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer

pH 5, comparadas con diferentes estándares de color

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

20

40

60

80

100

120

140

0 5 10 15 20

Ab

sorb

anci

a

Días

3.4 Estabilidad a pH 4 de Corteza Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

C5-T

0

20

40

60

80

100

120

140

0 2 4 6 8 10 12 14

Ab

sorb

anci

a

Días

4.1 Estabilidad a pH 5 de Hoja Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

H1-T

H2-T

H3-T

H5-T

0

50

100

150

200

250

300

0 1 2 3 4 5 6 7

Ab

sorb

anci

a

Días

4.2 Estabilidad a pH 5 de Hojas Vrs. Amarillo No. 6

Amarillo No. 6

H5-T

85

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

20

40

60

80

100

120

140

0 2 4 6 8 10

Ab

sorb

anci

a

Días

4.3 Estabilidad a pH 5 de Raíz Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

R1-T

R2-T

R3-T

0

50

100

150

200

250

0 2 4 6 8

Ab

sorb

anci

a

Días

4.4 Estabilidad a pH 5 de Raíz Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

R4-T

R5-T

0

50

100

150

0 2 4 6 8 10

Ab

sorb

anci

a

Días

4.5 Estabilidad a pH 5 de Corteza Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

C1-T

C2-T

C3-T

C4-T

C5-T

86

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Grupo de gráficas No. 5. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer

pH 7, comparadas con diferentes estándares de color

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

50

100

150

200

0 2 4 6 8

Ab

sorb

anci

a

Días

4.6 Estabilidad a pH 5 de Corteza Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

C4-T

0

20

40

60

80

100

120

0 1 2 3 4 5 6

Ab

sorb

anci

a

Días

5.1 Estabilidad a pH 7 de Hoja Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

H1-T

H5-T

0

50

100

150

200

0 2 4 6 8 10 12

Ab

sorb

anci

a

Días

5.2 Estabilidad a pH 7 de Hoja Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

H1-T

H2-T

H3-T

H4-T

H5-T

87

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

0

20

40

60

80

100

120

0 2 4 6 8 10

Ab

sorb

anci

a

Días

5.3 Estabilidad en pH 7 de Raíz Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

R2-T

R4-T

0

50

100

150

200

250

0 1 2 3 4 5 6 7

Ab

sorb

anci

a

Días

5.4 Estabilidad a pH 7 de Raíz Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

R1-T

R2-T

R3-T

R4-T

R5-T

0

100

200

300

400

500

0 0.5 1 1.5 2 2.5

Ab

sorb

anci

a

Días

5.5 Estabilidad a pH 7 de Raíz Vrs. Amarillo No. 6

Amarillo No. 6

R5-T

88

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011

Determinación de la actividad insecticida contra cuatro estadios de Aedes

Los extractos de mangle de los diferentes puntos de colecta no

presentaron actividad contra los diferentes estadios de Aedes aegypti, debido a

que no se presentó ninguna mortalidad en las larvas durante el ensayo a la

concentración de 1mg/mL de extracto por lo que la concentración letal 100

(CL100) está por arriba de dicho valor.

Cuadro 32. Actividad insecticida contra los cuatro estadios de Aedes aegypti de

diferentes de extractos etanólicos de mangle.

Código Mx 1er. 2do. 3er. 4to. CL 100

(mg/mL)

H1-E Primer

punto

0/10* 0/10 0/10 0/10 >1

R1-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1

C1-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1

H2-E

Segundo

punto

0/10 0/10 0/10 0/10 >1

R2-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1

C2-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1

0

20

40

60

80

100

120

0 2 4 6 8 10

Ab

sorb

anci

a

Días

5.6 Estabilidad a pH 7 de Corteza Vrs. Rojo No. 40

Rojo No.40

C2-T

C3-T

C4-T

0

50

100

150

200

250

0 2 4 6 8

Ab

sorb

anci

a

Días

5.7 Estabilidad a pH 7 de Corteza Vrs. Amarillo No. 5

Amarillo No. 5

C1-T

C2-T

C3-T

C4-T

C5-T

89

Código Mx 1er. 2do. 3er. 4to. CL 100

(mg/mL)

H3-E Tercer

punto

0/10 0/10 0/10 0/10 >1

R3-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1

C3-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1

H4-E Cuarto

punto

0/10 0/10 0/10 0/10 >1

R4-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1

C4-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1

H5-E Quinto

punto

0/10 0/10 0/10 0/10 >1

R5-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1

C5-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * Muertos/Vivos

Determinación de la actividad insecticida contra cuatro estadios de Anopheles

Según los resultados obtenidos los extractos no presentaron actividad

insecticida contra Anopheles albimanus en los diferentes extractos, se evidenció

una mayor sensibilidad contra el segundo estadio larvario a una concentración

de 1mg/mL, pero no una mortalidad total para considerarlo activo.

Cuadro 33. Actividad insecticida contra cuatro estadios de Anopheles

albimanus de diferentes de extractos etanólicos de mangle.

Código Mx 1er.

Estadio

2do.

Estadio

3er.

Estadio

4to.

Estadio

CL 100

(mg/mL)

H1-E Primer

punto

Hoja 0/10 1/10 0/10 2/10 >1

R1-E Raíz 0/10 4/10 1/10 2/10 >1

C1-E Corteza 0/10 4/10 1/10 1/10 >1

H2-E Segundo

punto

Hoja 0/10 4/10 0/10 2/10 >1

R2-E Raíz 0/10 5/10 0/10 0/10 >1

C2-E Corteza 0/10 5/10 0/10 3/10 >1

H3-E Tercer

punto

Hoja 0/10 1/10 0/10 2/10 >1

R3-E Raíz 0/10 5/10 0/10 4/10 >1

C3-E Corteza 0/10 5/10 0/10 2/10 >1

H4-E Cuarto

punto

Hoja 0/10 2/10 0/10 0/10 >1

R4-E Raíz 0/10 2/10 0/10 0/10 >1

C4-E Corteza 1/10 2/10 1/10 0/10 >1

H5-E Quinto

punto

Hoja 0/10 1/10 0/10 3/10 >1

R5-E Raíz 0/10 0/10 0/10 4/10 >1

C5-E Corteza 0/10 1/10 0/10 3/10 >1

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * Muertos/Vivos

Determinación de la actividad citotóxica contra nauplios de Artemia salina.

Con respecto a la actividad citotóxica se determinó que la dosis letal

media (DL50) en 6 extractos fue un valor bajo, menor del 0.1; por otra parte en 9

extractos no se evidenció actividad citotóxica, debió a que no se presentó

mortalidad contra ningún nauplio en las tres repeticiones y a las diferentes

90

concentraciones utilizadas, por lo que se requiere concentraciones mayores a

1mg/mL.

Cuadro 34. Actividad citotóxica a tres concentraciones diferentes de

extractos etanólicos

Código Muestra 100µL 50 µL 25 µL %

Mortalidad

DL50

(mg/mL)

H3-E Hoja 3er punto 0/10* 0/10 0/10 0 >1

R3-E Raíz 3er punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

C3-E Corteza 3er punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

H4-E Hoja 4to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

R4-E Raíz 4to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

C4-E Corteza 4to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

H5-E Hoja 5to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

R5-E Raíz 5to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

C-5E Corteza 5to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1

Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * Muertos/Vivos

91

Cuadro 33.Análisis probit para actividad citotóxica de extractos etanólicos de mangle.

Se reportan únicamente los que NO mostraron mortalidad total (30 de 30), o mortalidad de nauplios ensayados >80%.

Modelo de regresión estimado

(máxima probabilidad)

Análisis de desviación Test de radio de Probabilidad

Modelo

Nauplios de

A. salina Có

di

go

Parámetro

Est

i

mac

i

ón

Err

or

está

n

dar

Des

v

iaci

ó

n

gl

val

or

p % de

desviación Fac

to

res

chi-

cuad

r

ado

gl

val

or

p

Decisión

nivel de

confianz

a

Percentil

50

AR

TE

MIA

H1-E Constante

Concentración

-1.41044

14.7674

0.596699

12.1385

1.5072 1 0.21

96 50.4181 Concentración 1.5072 1 0.2196

Dado que p0.10, no

hay relación

estadísticamente

significativa

90% 0.0955104

R1-E Constante

Concentración

-3.2371

46.773

0.916462

16.7385

10.2097 1 0.00

14 48.6168 Concentración 10.2097 1 0.0014

Dado que p0.01, hay

una relación

estadísticamente

significativa

99% 0.0692088

C1-E Constante

Concentración

-0,939988

-5.69271

0.657083

14.1932

0.162216 1 0.68

71 4.37643 Concentración

0.16221

6 1 0.6871

Dado que p 0.10, no

hay relación

estadísticamente

significativa

90% -0.165121

H2-E Constante

Concentración

-2.37925

29.2721

0.74782

14.3476

4.57663 1 0.03

24 30.5439 Concentración 4.57663 1 0.0324

Dado que p0.05, hay

una relación

estadísticamente

significativa

95% 0.0812804

R2-E Constante

Concentración

-0.681373

11.3561

0.521515

10.9277

1.08952 1 0.29

66 23.3174 Concentración 1.08952 1 0.2966

Dado que p 0.10, no

hay relación

estadísticamente

significativa

90% 0.0600006

C2-E Constante

Concentración

-0.931423

6.78378

0.560113

11.6442

0.341596 1 0.55

89 9.82331 Concentración

0.34159

6 1 0.5589

Dado que p 0.10, no

hay relación

estadísticamente

significativa

90% 0.137301

92

Fuente: Datos experimentales

Determinación de la actividad antibacteriana de extractos etanólicos de mangle

Como se puede observar en el cuadro de resultados la actividad

antibacteriana de los extractos etanólicos de mangle fue marcada para dos

bacterias Salmonella typhi y Escherichia coli, lo cual es de interés ya que estas

son bacterias patógenas al humano.

Sin embargo la concentración inhibitoria mínima (CIM), para los dos

microorganismos patógenos fue de 1mg/ml, lo cual no fue tan activo,

considerándose una actividad moderada.

Los metabolitos secundarios de características polares, que se encuentran

en los extractos etanólicos, son los que están presentando están actividad

antibacteriana.

Cuadro No. 34 Determinación de la actividad antibacteriana de 15 extractos

etanólicos de mangle

Código Mx A* B

* C

* D

* E

* G

* H

*

H1-E Hoja 1er punto +**

+ + + + + +

R1-E Raíz 1er punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

C1-E Corteza 1er punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

H2-E Hoja 2do punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

R2-E Raíz 2do punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

C2-E Corteza 2do punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

H3-E Hoja 3er punto + 1mg/mL + + + + +

R3-E Raíz 3er punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

C3-E Corteza 3er punto + + + + + + +

H4-E Hoja 4to punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

R4-E Raíz 4to punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

C4-E Corteza 4to punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL

H5-E Hoja 5to punto + + + + + + +

R5-E Raíz 5to punto + 1mg/mL + + - + 1mg/mL

C5-E Corteza 5to punto + + + + + + 1mg/mL Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011 ** (+) Crecimiento (-) Inhibición de crecimiento

*: Staphylococcus aureus = A, Salmonella typhi = B, Mycobacterium smegmatis= C, Bacillus subtilis = D,

Pseudomonaaeruginosa= E,,Bacillussubtilissubsp. spizizenii= G, Escherichiacoli = H

Determinación de la actividad antilevadura de extractos etanólicos de mangle.

Ninguno de los 15 extractos etanólicos de mangle presentaron actividad

antilevadura, ya que como se observa en el cuadro de resultados ninguno inhibió

el crecimiento de las levaduras.

93

Cuadro No. 35 Determinación de la actividad antibacteriana de 15 extractos

etanólicos de mangle

Código Mx Candida albicans

H1-E Hoja 1er punto +

R1-E Raíz 1er punto +

C1-E Corteza 1er punto +

H2-E Hoja 2do punto +

R2-E Raíz 2do punto +

C2-E Corteza 2do punto +

H3-E Hoja 3er punto +

R3-E Raíz 3er punto +

C3-E Corteza 3er punto +

H4-E Hoja 4to punto +

R4-E Raíz 4to punto +

C4-E Corteza 4to punto +

H5-E Hoja 5to punto +

R5-E Raíz 5to punto +

C5-E Corteza 5to punto + Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011 ** (+) Crecimiento (-) Inhibición de crecimiento

Determinación de la actividad antimicótica de extractos etanólicos de mangle.

La actividad antimicótica de los extractos etanólicos de mangle se

determinó sobre cinco hongos, como se observa en el cuadro de resultados,

después de los 21 días de incubación, todos los hongos crecieron en el agar

planta. Esto indica que los extractos etanólicos de mangle no presentan actividad

antimicótica contra los hongos estudiados.

Cuadro No. 36 Determinación de la actividad antimicótica de extractos de

etanol de mangle.

Código Mx M. canis M. gypsum A. oryzae A. flavus A niger

H1-E Hoja 1er punto + + + + +

R1-E Raíz 1er punto + + + + +

C1-E Corteza 1er punto + + + + +

H2-E Hoja 2do punto + + + + +

R2-E Raíz 2do punto + + + + +

C2-E Corteza 2do punto + + + + +

H3-E Hoja 3er punto + + + + +

R3-E Raíz 3er punto + + + + +

C3-E Corteza 3er punto + + + + +

H4-E Hoja 4to punto + + + + +

R4-E Raíz 4to punto + + + + +

C4-E Corteza 4to punto + + + + +

H5-E Hoja 5to punto + + + + +

R5-E Raíz 5to punto + + + + +

C5-E Corteza 5to punto + + + + + Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011 ** (+) Crecimiento (-) Inhibición de crecimiento

94

Capacitación y divulgación de resultados del proyecto en Monterrico.

El objetivo de la actividad fue dar una capacitación a las personas que

trabajan en la reserva de Monterrico, así como autoridades del lugar; con el fin

de darles a conocer el valor ecológico, económico, turístico y de investigación

que tiene el manglar.

Para poder cumplir con este objetivo fue necesario determinar cuál era el

conocimiento de la población sobre el mangle y el manglar. Como se puede

observar en las gráficas del grupo No. 6, resultado de la evaluación diagnóstica

(ver anexos), el conocimiento de la población sobre el manglar es bueno. Ellos

saben que es el manglar, en donde se encuentra y los beneficios que se pueden

obtener de él. Al determinar este conocimiento de la población sobre el manglar

permitió que ellos tomaran conciencia de la importancia que tiene y poder

divulgar los resultados del estudio que se realizó.

Grupo de graficas No. 6 Resultados de la evaluación diagnóstica realizada

en la capacitación y divulgación de resultados.

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

0

2

4

6

8

10

12

BuenConocimiento

RegularConocimiento

Desconoce

6.1 ¿Qué es el Mangle?

0

2

4

6

8

10

12

BuenConocimiento

RegularConocimiento

Desconoce

6.2 ¿Dónde se encuentra el Mangle?

95

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

Al finalizar la actividad de capacitación y divulgación de resultados se

realizó una evaluación de la actividad (ver encuesta en anexos); la misma

permitió observar que la mayoría considero que la actividad fue buena, les gusto

el video que se les paso.

Lo más importante fue que consideran que es importante dar a conocer la

valor que tiene el manglar con el objetivo de motivar a la conservación y uso

sostenible del mismo; así mismo están dispuestos a participar en futuras

actividades sobre preservación, conservación y uso sostenido del mangle; así

como actividades que se organicen para beneficio de la comunidad y del

manglar.

Dentro de las actividades que se realizaron en la capacitación están:

- Realización de encuesta diagnóstica

- Demostración de video realizado sobre la importancia y características del

mangle.

0

2

4

6

8

10

12

14

BuenConocimiento

RegularConocimiento

Desconoce

6.3 ¿Qué nos ofrece el Mangle?

0

5

10

15

BuenConocimiento

RegularConocimiento

Desconoce

6.4 ¿Por qué están en peligro los Manglares?

96

- Presentación de los resultados generados en el proyecto FOECYT 24-2011

- Entrega de trifoliares informativos y de resultados preparados

- Realización de encuesta de evaluación de la actividad.

Grupo de gráficas No. 7 Resultados de la evaluación de la actividad de la

presentación de resultados preliminares.

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

0

1

2

3

4

5

6

7

8

Bueno Regular Malo

7.1 ¿Cómo considera la información que se dio a conocer en la actividad?

0

2

4

6

8

10

12

Bueno Regular Malo

7.2 ¿Qué le pareció el video?

97

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

Implementación de un Manejo forestal sostenible del manglar:

Condiciones sociales e institucionales

Mantener la productividad y capacidad de regeneración del bosque y no alterar sus

funciones ecológicas y sociales relevantes para el hoy y el futuro, lo que significa

adoptar medidas de autorregulación del volumen de cosecha, velando por el futuro del

recurso. Este cambio de actitud, no se dará mientras el usuario no tenga asegurado un

derecho de acceso y usufructo del recurso a largo plazo. Por ende el Estado debe decidir

con transparencia y consenso cuales tierras en el manglar son de uso forestal, para

camaronicultura o áreas protegidas.

Requerimiento técnico básico

Regular el volumen de cosecha para mantener la productividad y capacidad de

regeneración del bosque exige conocer las existencias de producto cosecha y su

0

5

10

15

Sí No

7.3 ¿Cree qué es importante dar a conocer la importancia del Mangle?

0

5

10

15

Sí No

7.4 ¿Le gustaría participar en el futuro en otras actividades parecidas a estas?

98

producción en el tiempo. Para ello, se debe trabajar en dos grandes campos de acción:

El ordenamiento del ambiente de producción y el crecimiento de los rodales.

Esta decisión de gestión del uso de sus bosques y recursos madereros se plasmará en un

plan de manejo forestal, entendido como el instrumento de gestión del usuario-

empresario. En el caso del manejo forestal comunitario de manglares, la primera

decisión concierne a la definición del área por manejar. Esta decisión no puede ser solo

la de un técnico, debe ser tomada necesariamente de acuerdo con el grupo de leñadores

usufructuarios.

Análisis del plan maestro de la reserva de usos múltiples Monterrico.

El objetivo del Plan Maestro es la actualización de la composición

florística y estructural de la vegetación en el cual se identificaron y

caracterizaron las asociaciones o comunidades de éstas, presentes en la

Reserva de Usos Múltiples Monterrico (RNUMM), para proveer información

más detallada para adecuar las estrategias de manejo de los recursos y el

manejo del agua.

El 65% del área está formado por cuerpos de agua, formando así el

sistema estuarino conocido como Canal de Chiquimulilla, que cuenta con

canales anexos y lagunas que cambian su salinidad dependiendo de la acción de

las mareas. Este sistema representa un importante hábitat de fauna y flora que en

la mayoría de los casos se encuentran en vías de extinción, como por ejemplo la

iguana verde, el caimán, tortugas terrestres y tortugas marinas, y de pérdida

significativa de su funcionalidad como en el caso de los ecosistemas de manglar

(Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).

La Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico –RNUMM-, es una

reserva natural cuyos objetivos están dirigidos a la conservación y uso sostenible

de la biodiversidad (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999), algunos de los objetivos

primarios pretenden:

Promover la producción de madera y productos pesqueros sobre la base de su

aprovechamiento sostenible, de manera que satisfaga las necesidades de sus

habitantes.

Elaborar, promover y aplicar programas de educación ambiental en la población

residente y visitantes.

Fomentar y desarrollar programas de interpretación de la naturaleza para los

visitantes al área protegida.

Apoyar y permitir el desarrollo de turismo de bajo impacto.

Desarrollar programas orientados a la conservación de la diversidad biológica,

fomentar y apoyar el desarrollo de programas así como proyectos de

investigación científica.

Las cinco comunidades asentadas en la RNUMM son: Monterrico, El

Pumpo, La Curvina, La Avellana y Agua Dulce y dos ubicadas en el área de

influencia que son El Cebollito y Las Quechas.

99

Guatemala es signataria de una serie de convenios y acuerdos

internacionales relacionados con el medio marino costero, entre los que se

encuentran principalmente el Convenio de Diversidad Biológica (CDB),

convenio internacional que compromete a Guatemala a velar por el uso y manejo

sostenible de los recursos marinos vivos, así como a realizar las acciones

necesarias para garantizar la sostenibilidad de los recursos naturales marinos

(CONAP, 2009). A raíz de este convenio se ha establecido la Estrategia

Nacional para la Conservación de la Biodiversidad (ENB), que promueve el

llenado de vacíos de información y la búsqueda de zonas críticas mediante el

proceso de identificación de vacíos, entre sus estrategias es actualizar los

planes maestros de las áreas protegidas.

Conocer la distribución y las especies vegetales a escala detallada es de

suma importancia para proponer acciones específicas de manejo en la RNUMM,

que permitan un adecuado aprovechamiento de los recursos vegetales y la

conservación de los mismos garantizando su viabilidad para el futuro.

El impacto causado en esta área ha tenido un efecto negativo en las áreas

aledañas de manglar y sobre la fauna y flora asociada. Uno de los principales

resultados es el cambio en las características hidrológicas del área,

interrumpiendo los flujos acuíferos que inundan los bosques de manglar

provocando la muerte de la vegetación por la apertura y eliminación de áreas

considerables de mangle.

Otro factor de riesgo para el área es la infraestructura turística y la

agricultura, que se han desarrollado desordenadamente. Así como el uso

inadecuado de agroquímicos que ha representado una amenaza para este hábitat.

Según el plan maestro de la RNUMM (1999) existen algunas zonas críticas

como las comunidades vegetales de Tul (tulares) entre las principales amenazas

que sufre es que anualmente se producen incendios y es utilizada como sitio de

pastoreo para ganado vacuno durante la estación seca. Sin embargo, se considera

que es un hábitat clave para refugio y reproducción de especies de fauna

silvestre.

Dentro de la metodología utilizada en el estudio fue:

Confeccionar el Mapa de Vegetación por medio del levantamiento detallado de

las asociaciones vegetales, en esta etapa se realizaron análisis bioclimáticos para

establecer las condiciones térmicas y de humedad del área. Esto permitió la

identificación de los diferentes usos del suelo y establecer las áreas de muestreo

y delimitar las distintas asociaciones vegetales identificadas.

Fotointerpretación de las fotografías aéreas en infrarrojo y cartografía, en el

cual se actualizó el mapa de uso del suelo mediante análisis de imágenes y

visitas de reconocimiento de campo para la georeferenciación de polígono, que

permitió establecer las áreas de muestreo y delimitar las distintas asociaciones

vegetales identificadas.

Se muestreó la vegetación para obtener información detallada sintaxonómica de

la vegetación de la RNUMM, tanto cualitativa como cuantitativa, basándose en

el método fitosociológico.

100

Al realizar la evaluación de la Composición florística y estructural de la

vegetación y caracterización de las asociaciones vegetales de la RNUMM, se

registraron 172 especies, 138 géneros y 69 familias de plantas.

Se determinó la formación de cinco grandes grupos denominados

comunidades vegetales, siendo estos la comunidad de Mangle Rojo, Mangle

Blanco, Tular-Carrizal, Bosque Seco y Dunas. Todas presentaron una diferente

diversidad, estructura y distribución, existiendo muchas especies compartidas

entre las comunidades. Las comunidades de Mangle Blanco son más diversas en

cuanto a familias, géneros y especies, continuando con las comunidades de

Mangle Rojo que presentan una menor diversidad. Las comunidades de Bosque

Seco son los siguientes más diversos, a pesar que presentan áreas muy reducidas

en la reserva. Por último las comunidades de Tular-Carrizal y Dunas son los

menos diversos. La comunidad de Tular y Carrizal son las menos tolerantes a la

salinidad y más asociada a sitios de agua dulce; son sitios que se mantienen con

condiciones de agua dulce todo el año facilitando su establecimiento y

desarrollo.

Para el análisis de la estructura de la vegetación se tomaron datos de

cobertura, altura promedio y cantidad de estratos presentes en cada comunidad.

En términos de cobertura vegetal la comunidad Tular - Carrizal es el que posee

una mayor cobertura con respecto al área mínima de la parcela utilizada para el

muestreo de este ecosistema, presentando en la mayoría de los casos una

cobertura del 84.04%, este ecosistema presenta tres estratos siendo estos

hidrófitas enraizadas emergentes, hidrófitas flotadoras y heliófitas. El ecosistema

de Dunas es el siguiente con la mayor cobertura vegetal presentando una

cobertura del 89% en su área mínima de muestreo.

El ecosistema de Manglar Rojo presentó una cobertura vegetal de

78.68% respecto a su área mínima de muestreo utilizada, presentando al menos

un estrato de dosel y arbustos. El ecosistema de Mangle Blanco presentó una

cobertura del 75% de cobertura promedio en su unidad de muestreo, presentando

tres estratos presentes siendo estos, dosel y el sotobosque formado por arbustos

y hierbas. El Bosque Seco presentó una cobertura de 68.64%, siendo este el

ecosistema que posee la menor cobertura con respecto a su área mínima utilizada

para el muestreo de la vegetación, este presenta la mayor cantidad de estratos

siendo estos el dosel y el sotobosque que comprende arbustos, plantas leñosas y

hierbas.

La comunidad de mayor extensión es la de Mangle Rojo con un 40%

aproximadamente del total de la reserva. Esto importante mencionar para las

futuras acciones de aprovechamiento del recurso y garantizar el suministro y

supervivencia de la especie y otras asociadas a esta comunidad.

Las comunidades de Dunas se encuentran seriamente amenazadas y constituyen

un bajo porcentaje en la representación de las comunidades vegetales, pero a

pesar de eso, todavía conservan las características que las definen.

Esto es importante tener en cuenta pues se requieren de medidas urgentes para

frenar la probable desaparición de estas comunidades y sus especies. Una de las

medidas podría ser la de restaurar áreas sin construcción con especies propias de

101

estas comunidades así como introducir varias de estas especies en la

jardinización de áreas de descanso y recreación.

Las Conclusiones que se obtuvieron fueron:

Se encontró que existen 172 especies, 138 géneros y 69 familias.

Se identificaron cinco comunidades vegetales a escala detallada, siendo estas

comunidad de Mangle Rojo, Mangle Blanco, Tular y Carrizal, comunidad de

Bosque Seco y Dunas.

La comunidad más diversa por el número de especies, géneros y familias es la

comunidad de Mangle Blanco, seguida por la comunidad de Mangle Rojo, el

Bosque Seco, el Tular-Carrizal y por último las Dunas.

Las comunidades amenazadas por comunidad con mayor extensión territorial es

la comunidad de Mangle Rojo

Se identificaron 3 clases, 3 órdenes y 3 alianzas sintaxonómicas a las cuales

pertenecen las comunidades encontradas en Monterrico.

Las Recomendaciones que se determinaron fueron:

Utilizar el criterio de las comunidades identificadas para realizar acciones de

manejo, conservación y restauración. Reforestar en base a la composición propia

de cada comunidad.

Aplicar varios tratamientos de restauración y decidir cuál es el más factible para

aplicar en cada comunidad de acuerdo a sus condiciones originales y presentes.

Darle un manejo a cada asociación en base a sus características.

Iniciar los ensayos a pequeña escala, para luego determinar cuál método y

tratamiento es el más adecuado y replicarlo en áreas mayores. De acuerdo a la

verificación de cómo se comporta el ecosistema y que lo impacta produciendo

modificaciones.

Dentro de las propuestas que se podrían aportar al Plan Maestro son:

Programar constantemente la actualización de la información sobre los

componentes de la vegetación del Plan Maestro de la RNUMM, por lo que se

debe de realizar esfuerzos para apoyar la generación y sistematización de

información, para caracterizar el estado actual de los ecosistemas.

Definir pautas de aprovechamiento y manejo integrado sostenible de los recursos

costeros por parte de las comunidades vecinas.

El uso sostenible de los recursos naturales involucrando el compromiso positivo

de la población, se debe iniciar con la educación ambiental, y ofrecer

102

alternativas reales de desarrollo que no sean dañinas para el recurso. Ya que la

falta de alternativas económicas favorecen una explotación desmedida de los

recursos naturales como a extracción de mangle para leña y madera para la

construcción.

Es conveniente brindar información a la comunidad sobre los valores del

ecosistema, tanto aquellos valores directos derivados de sus recursos

individuales (suelo, agua, madera, plantas medicinales, leña, pesca, caza, miel)

además de las funciones que presta como el control de contaminación, barrera

de protección contra las mareas, refugio para animales y tormentas, turismo. Así

como los valores indirectos que se deben tomar en cuenta como es el

mantenimiento de la pesca y la reducción de la erosión.

Evaluar los niveles de contaminación e identificar las fuentes de contaminación

y establecer programas de monitoreo de la calidad del agua de las distintas

comunidades.

Realizar estudios sobre el impacto ambiental causados por actividades

productivas vinculadas en la industria, agricultura, ganadería y turísticas; como

la contaminación por químicos vertidos al ecosistema.

Presentar propuestas para el Tratamiento y control de desechos sólidos de los

centros urbanos, para evitar la contaminación de las aguas.

103

III.1 Discusión de Resultados

Se realizó la colecta de hoja y corteza de mangle en cinco transectos de la

Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico, ubicado en Santa Rosa. Esta

reserva es parte del Sistema Nacional de Áreas Protegidas y es administrada por

la Universidad de San Carlos de Guatemala, por medio del Centro de Estudios

Conservacionistas –CECON-. El tipo de transecto fue lineal, de una longitud de

100 m. Se midió el diámetro de altura de pecho (DAP) de 10 árboles de manera

aleatoria. En el punto uno se presentaron mediciones de DAP entre 15-40 m, en

el punto 2 mediciones entre 20-52, en el punto 3 se registraron mediciones de

DAP entre 18-34, en el punto 4 de 18-36 y el punto 5 presentó mediciones entre

18-40.

Se registraron las coordenadas geográficas de la colecta, se colectó en

promedio de 4.0 a 7.0 Kg de peso fresco en hoja, de 1.0 a 3.5 Kg de peso fresco

de la corteza y de 1.0 a 3.0 Kg de corteza de la rama. De acuerdo al porcentaje

de humedad, se observó que la hoja presentó la mayor cantidad de humedad,

sobre todo en el tercer punto que llegó hasta el 65% de humedad, seguida de la

corteza que presentó un promedio del 56% y la raíz que presentó el menor % de

humedad siendo éste de 45% en el segundo punto de colecta.

Se observó que la vegetación acompañante en el transecto uno

predominaba el mangle rojo, mientras que en el transecto 2 se observó mangle

blanco y ninfas, en el transecto 3 y 4 se observó además tul y zapotón (Pachira

aquatica), y en el transecto 5 se observaron leguminosas del género Acacia, tul,

ninfas y especies de Crescentia. En el plan maestro de la Reserva se indica que

hay alrededor de 172 especies, 138 géneros y 60 familias de plantas.

Las asociaciones identificadas reportados en el análisis de los inventarios son 5:

Comunidad de mangle rojo, comunidad de mangle blanco, comunidad de tular y

carrizal, comunidad de bosque seco y comunidad de dunas y playa.

La comunidad más diversa por el número de especies, géneros y familias

es la comunidad de mangle blanco, seguida por la comunidad de mangle rojo, la

comunidad de bosque seco, comunidad de tular-carrizal y por último las

comunidades de dunas como menos diversas.

El patrón de distribución de estas comunidades vegetales o fitocenosis está

influenciado por la salinidad y la inundabilidad de la Reserva Monterrico. La

comunidad con mayor extensión territorial es la comunidad de mangle rojo con

cerca del 40% del total para la Reserva. Las comunidades menos representadas y

por tanto con riesgo de desaparecer, son las comunidades de bosque seco y de

dunas y playa.

Dentro de los parámetros de calidad se determinó el porcentaje de

cenizas totales y cenizas ácido insolubles en los árboles de mangle colectados,

en hoja, corteza y raíz, según los resultados obtenidos se observó la mayor

cantidad de cenizas en las hojas, lo cual nos indica mayor concentración de

compuestos inorgánicos y metales en las mismas. Mientras que en la corteza se

presentó el mayor porcentaje de cenizas ácido insolubles, sin embargo ninguna

104

sobrepasa los valores límite establecidos por normas farmacopeicas, las cuales

indica que no debe ser mayor al 2%.

Según la prueba de mejor solvente en etanol tanto la raíz y hoja presentaron la

mayor cantidad de sólidos en el etanol al 50%, mientras que la corteza en el

etanol al 70%.

Se realizó la obtención de extractos empleando hexano, diclorometano,

acetato de etilo y etanol al 50%, se presentaron los mejores rendimientos en el

etanol al 50%, lo cual nos indica que todos los órganos de los árboles de mangle

presentan metabolitos de características polares, presentando rendimientos entre

30-44%. Siendo la raíz del primer punto, la que presentó el menor rendimiento,

mientras que la corteza del mismo punto presentó el mayor rendimiento.

De acuerdo al tamizaje fitoquímico realizado para la identificación de

metabolitos secundarios se observó la presencia de flavonoides en todas las

muestras, presentando el mayor número de bandas en la hoja, dichos metabolitos

son de características polares, están ampliamente distribuidos, presentan

solubilidad en agua y en etanol, su carácter fenólico y su intensa absorción en la

región ultravioleta y visible es debida a la presencia de sistemas aromáticos y

conjugados, los cuales ha reportado actividad antioxidante, fragilidad capilar,

dilatadores coronarios, antihepatotóxicos, coleréticos, estrógenicos y diuréticos

(Lock, 1997).

La cromatografía en capa fina evidenció la presencia de flavonoides en

cada uno de los extractos, la cantidad de flavonoides detectados fue mayor en los

extractos de características polares (acetato de etilo y etanol), lo que es

característico para este tipo de metabolitos.

Al comparar los colores y Rf de las marcas de las muestras con los

estándares se puede evidenciar una marcada presencia del color celeste y Rf muy

cercanos a 0.40-0.43, que coincide con el estándar de ácido clorogénico; por lo

que se pudo determinar que flavonoides con características similares al ácido

clorogénico se encuentran en los extractos de mangle, además existe correlación

en algunos extractos con el estándar de rutina y quercetina.

Muchas de las bandas marcadas en las muestras no presentan relación con

ninguno de los estándares probados lo que evidencia la gran variedad de

flavonoides que se encuentran distribuidos en todo la planta del mangle.

Los aceites volátiles o esencias químicamente están formados en su

mayoría por monoterpenos, algunos sesquiterpenos y compuestos aromáticos.

Los extractos etanólicos no presentaron ninguna banda característica de aceites

volátiles, esto debido a que el etanol es un solvente polar, el cual no es capaz de

extraer dichos metabolitos, sin embargo los extractos con características apolares

tales como el hexano, diclorometano presentaron bandas características, sin

embargo las especies de Rhizophora no presentan una cantidad considerable de

aceite esencial para ser considerados como constituyentes importantes, ya que

sus rendimientos son muy bajos. Según Sanchéz (1998) reporta la presencia de

componentes volátiles o semivolátiles (70 compuestos) con un rendimiento de

0.0205 % y aromas o aceites esenciales no volátiles.

105

En la identificación de cumarinas se pudo evidenciar la presencia de las

mismas en los extractos de raíz y corteza de los extractos de hexano,

diclorometano y acetato de etilo; mientras que en las hojas solo se evidenció en

el extracto de hexano; esto indica que las cumarinas presentes en el mangle

presentan afinidad hacia los solventes apolares. En el extracto de etanol no se

evidenció la presencia de cumarinas en ninguno de los extractos.

Muchas de las bandas marcadas por los extractos coinciden con la marca

y el color del estándar de cumarinas, lo que confirma la identificación de dichos

metabolitos en los diferentes extractos.

Las cumarinas son compuestos ampliamente distribuidos en las plantas, se

encuentran en todas las partes de la planta, han reportado propiedades

anticoagulante, antibacterial, estrogénica, insecticida y algunas también tienen

aplicaciones como saborizantes y en perfumería (Lock, 1994).

De acuerdo a los resultados obtenidos no se evidenció la presencia de

alcaloides en ninguno de los extractos. Según estudios previos no se ha

reportado la presencia de alcaloides en especies de Rhizophora.

Las antraquinonas son metabolitos que presenta una afinidad hacia los

solventes polares, por lo que se buscó la presencia de las mismas en los

diferentes extractos etanólicos; la presencia de las mismas no fue detectada

según las pruebas realizadas, por lo que se concluye que no hay presencia de

antraquinonas en la muestras.

Al no estar presente en el extracto más polar con que se trabajó no se

buscó en los otros solventes, ya que por las características de las misma no iban

a estar presentes en los otros solventes menos polares y más apolares.

Según los resultados obtenidos de las pruebas macro y semimicro se

identificaron taninos en todos los extractos. De acuerdo a lo reportado en la

literatura se destaca la presencia de polifenoles (54,78 %), representados en su

mayoría por taninos poliméricos (80 %) y taninos hidrolizables (20 %),

destacándose la presencia en estos últimos de epicatequina, catequina, ácido

clorogénico, ácido gálico y ácido elágico, además se reportan galotaninos y

elagitaninos.

En cuanto a la caracterización físico-química de R. mangle no aparecen

reportes en la literatura sobre los principios activos que justifiquen su

potencialidad como medicamento y solo se ha referido la existencia en sus

cortezas de taninos totales, ácido quercetánico y una oleorresina llamada

bálsamo de mangle (Morton, 1981; Sánchez et al., 1998), sin embargo estudios

físico- químicos realizados en otras especies del género reportan la existencia de

las estructuras taraxerol y carcaborina y el triterpeno, taraxeryl cis-p-

hidroxicinamato (Rhizophora apiculata, hojas), empleado en Medicina Popular

como astringente, antiséptico y en fiebres crónicas tifoidea (Kokpol y col.,

1990); Laskhmi y col. (1995); aislaron el compuesto hidrocarbonado 1-hidroxi-

5-oxo biciclo [6.4.0] dodecano de Rhizophora mucronata y Rafii y col., 1996

reportan la presencia de hidrocarburos y triterpenos en el género Rhizophora.

106

Según la cuantificación de flavonoides en base a ácido clorogénico se

muestra la mayor cantidad en las hojas en todos los puntos de colecta, seguido

de la raíz y la de menor cantidad fue la corteza. Esto tiene relación con la

cantidad de flavonoides detectados en la CCF donde en la hoja se observaron

una mayor variedad de flavonoides que en corteza y raíz.

Se observa que la cantidad del flavonoides va disminuyendo según cada

punto de colecta, esto se puede deber a la edad del árbol, el sitio de colecta,

cantidad de luz recibida por las especies, la flora asociada, la época de colecta y

a la salinidad del agua en cada uno de los puntos de colecta.

Los resultados determinados para la hoja, corteza y raíz del quinto punto

coincide con lo determinado en la CCF de flavonoides sobre material vegetal, en

la que hay una disminución de bandas de flavonoides y se observa los valores de

cuantificación más bajos en dicho punto.

Se cuantificaron los taninos en base al método de tungsto-molíbdico-

fosfórico en el material vegetal, se pudo observar que la mayor cantidad de

taninos están presentes en la que es la corteza y raíz, y se mantuvieron

constantes en los diferentes puntos.

Por otra parte se pudo observar que en la hoja los valores fueron

disminuyendo, en especial en el último punto esto se puede deber a la época de

colecta y la flora acompañante; dicho resultado tiene correlación con la

cuantificación de flavonoides en donde el último punto presentó los valores más

bajos.

Los taninos están representados en la naturaleza mediante mezclas muy

complejas, a las cuales se atribuyen efectos farmacológicos como potentes

antioxidantes, antivirales, anticancerígenos y sobre enfermedades

cardiovasculares (Gee & Jonson, 2001).

Sánchez, et al., demostraron la presencia en el extracto acuoso de mangle un alto

porcentaje de estructuras polifenólicos o taninos.

Se determinó el color del material vegetal empleando una carta de color

marca Comex, en la cual se determinó que dependiendo el punto de colecta y las

partes de material vegetal varía la tonalidad de color, así mismo se determinó

mediante espectrofotómetro la presencia de compuestos con capacidad

colorante, empleando para la medición tinturas de los diferentes órganos de

mangle.

En base a lo longitud de onda obtenida, reportada por cada extracto, y la

longitud de onda teórica reportada en Lock (1997), el tipo de flavonoide

presente en la mayoría de extractos son isoflavonas y dihidroflavonoles, a estos

compuestos son a los que les podemos atribuir la actividad colorante que

presenta la muestra.

107

Se realizaron pruebas de tinción en lana empleando tinturas. Las tinturas

de raíz y corteza de mangle tiñeron la lana con tonalidades entre rojizas,

anaranjadas, corintas y un poco café. Por otra parte las hojas proporcionaron

tonalidades de color amarillo.

En todos los casos el poder de tinción aumento con la aplicación de calor

y el uso de mordiente. Con estos resultados se puede observar que las muestras

presentan una actividad de tinción interesante y que las mismas deben ser

estudiadas para ver su equivalencia con los colorantes artificiales rojo No. 40 y

amarillo No.5; para ver su viabilidad de uso en la industria de cosméticos o

fitomedicamentos, como sustituyente de colorantes artificiales.

Se realizaron pruebas de coloración en cosméticos con extractos

etanólicos de mangle. Según los resultados obtenidos la mayoría de las lociones

que se prepararon presentaron tonos amarillos en las diluciones bajas; conforme

se aumentaron las concentraciones las tonalidades se fueron tornando naranjas.

Esto es importante ya que dan las coloraciones que se obtienen con los

colorantes amarillo 5 y amarillo 6, lo que indica que los extractos presentan un

posible potencial como sustituyentes de estos colorantes.

Las pruebas en gel presentaron tonalidades de un color amarillo hasta un

naranja, al igual que en las lociones presentaron colores estables, considerándose

igualmente potenciales como posibles sustitutos de los colorantes artificiales

amarillo 5 y amarillo 6.

El colorante sintético rojo 40, presentó la longitud de onda máxima a 335

nm, variando su longitud a diferentes pH, el amarillo 5 presentó su longitud de

onda máxima a 260 nm y el amarillo 6 presentó su longitud máxima a 225 nm.

Se puede observar que la mayoría de las muestras presentaron similitud

de absorbancia en casi todas las soluciones con el rojo 40; mientras con el

amarillo 5 todas las muestras presentaron similitud en la solución de etanol:

ácido clorhídrico y buffer pH 7. En cuando al estándar de amarillo 6 casi solo las

muestras de hoja presentaron similitud.

Casi todas las tinturas de hojas presentaron una absorbancia similar, en

casi todas las soluciones, con el estándar rojo 40; como se observan en los

cuadros de resultados son las que mayor cantidad en ppm presentan de

equivalente de rojo 40 en las soluciones de etanol: ácido clorhídrico, solución

buffer pH 3, 4 y 5; estando por arriba de las 100 ppm/g, siendo una

concentración mayor que las muestras de corteza y raíz que presentaron

absorbancia similar al rojo 40 en dichas soluciones.

Se pudo determinar que conforme se iba cambiando el pH de las

soluciones las muestras de tintura de raíz y corteza fueron aumentando

equivalencia de color con el rojo No. 40; ya que se puede observar que en las

soluciones buffer de pH 5 las concentraciones se encontraban entre 60-90

ppm/g; cuando se encontraron en buffer pH 7 presentaron valores por arriba de

las 200 ppm/g.

Las hojas fueron las que mayor cantidad de equivalente de amarillo No 5

y 6 presentaron, dando una mayor cantidad en la solución de pH 7. Dicho dato

108

es muy interesante ya que se puede tomar de parámetro para saber que órgano

emplear como sustituto de colorante rojo No. 40, amarillo No. 5 o 6 según el pH

final del producto y la tonalidad que se le desee dar.

Como se puede observar en las gráficas del grupo No. 1 las tinturas de

hojas, raíz y corteza en solución de etanol: ácido clorhídrico 0.1N, presentaron

absorbancias similares con el rojo No. 40 y amarillo No. 5. Se puede observar

que los dos estándares fueron estables por casi los 20 días, mientras que las

muestras tuvieron un comportamiento similar, ya que al compararlas con el rojo

No. 40 casi todas las muestras de hoja tuvieron una estabilidad de 5 días,

mientas que las de corteza y raíz una estabilidad de dos días.

Por otra parte todas las muestras en comparación con el amarillo No. 5 la

estabilidad fueron únicamente de 2 días. Las muestras al ver su estabilidad en

buffer de pH 3 fueron más estables al compararlas con el rojo No. 40, sobre todo

las de hoja y raíz; casi todas pasaron de los 5 días, una de hoja (punto 4)

presento una estabilidad muy parecida al estándar cayendo en el día 15 y las

otras muestras de corteza y raíz presentaron estabilidad de 10 días.

Así mismo la tintura de hoja del punto 5 presentó una estabilidad de 4

días, comparándose con el amarillo No.6. Siendo esto una mayor estabilidad que

la que se observó en solución de etanol: ácido clorhídrico. Aunque no se

compararon con el mismo estándar de color amarillo.

Se puede determinar que en esta solución las muestras presenta una

mayor estabilidad. En solución de buffer pH 4 solo las muestras de hoja y

corteza presentaron similitud de longitud de onda con los estándares (rojo No.

40 y amarillo No. 5). Se observó una mayor estabilidad de las diferentes

muestras de hojas, fueron más estables tanto en cantidad de muestras como días,

en comparación con el rojo No. 40; siendo dos muestra muy similar en su

estabilidad con el estándar. Mientras que la muestra de corteza solo tuvo

estabilidad de 2 días. En comparación con el amarillo No. 5 tanto las muestras

de hoja y corteza presentaron una estabilidad de casi los 5 días, fueron más

muestras de hojas que presentaron similitud con este estándar.

Con esto se puede ir observando que las muestras fueron presentando una

mayor estabilidad, en comparación con los estándares, con forme el pH de las

soluciones fue aumentando. En la solución de buffer pH 5 se pudo observar que

las muestras de hojas y corteza que se compararon con el rojo No. 40 fueron

varias, y que la mayoría presentaron buena estabilidad. Dos muestras de hojas

presentaron mayor estabilidad que el estándar, mientras que una muestra de

corteza presento la misma estabilidad que el estándar. Por otro lado las muestras

de raíz no sobrepasaron los tres días de estabilidad, aunque fue más estabilidad

que la que se presentó con las otras soluciones.

Un punto de las muestras de hojas presentó similitud con el amarillo No.

6, pero se determinó una estabilidad muy baja. Por otra parte la raíz y la corteza

presentaron similitud con el amarillo No. 5, pero se evidencio una estabilidad

baja, igual a la evidencia en la hoja con el amarillo No. 6. En esta solución se

pudo comparar los tres estándares con las muestras, aunque no en todas las

109

muestras, esto es diferente ya que en las otras soluciones solo se habían

comparado con dos de los estándares.

En solución de pH 7 al comparar las tinturas de hoja, raíz y corteza con el

estándar de rojo 40 se pudo observar una mayor estabilidad de las muestras que

el estándar en dicha solución. Por otra parte al comparar con los estándares de

amarillo 5 y 6 se pudo observar que los estándares presentan mayor estabilidad

que las muestras.

Los extractos de mangle no presentaron actividad insecticida contra

larvas de Aedes aegypti y Anopheles albimanus. Los taninos son compuestos

polifenólicos que desempeñan acciones defensivas en las plantas frente a los

insectos, sin embargo a pesar de la presencia de taninos en corteza de mangle no

se evidenció una actividad insecticida contra las larvas evaluadas, posiblemente

por el tipo de tanino presente o debido a factores propios de la planta.

De acuerdo a los resultados obtenidos en la prueba de citotoxicidad

contra Artemia salina, los extractos no presentaron mortalidad a 1 mg/mL, por lo

que se consideran potencialmente seguros. Según estudios publicados por

Sanchéz et al., (2008), la dosis tóxica del extracto acuoso seco de R. mangle es

superior a 2 000 mg/kg en estudio de dosis única y no es tóxico a dosis repetida

en la dosis máxima terapéutica en un período de 14 d, por lo que se garantiza un

amplio margen de seguridad.

Se plantea que toxicidad del mangle es baja en principio, pero por la

presencia de taninos pueden ocasionar intolerancias gástricas y estreñimiento,

los taninos hidrolizables son los que mayor toxicidad encierran, su mecanismo

de acción puede estar relacionado con su capacidad para inactivar adhesinas

microbianas, enzimas, proteínas transportadoras en la célula, formar complejos

con la pared celular, etc. También pueden ligar las proteínas de la piel y de la

mucosa, las cuales transforman en sustancias insolubles

Los extractos presentaron actividad moderada contra Salmonella typhi y

Escherichia coli. No se evidenció actividad antifúngica ni antilevadura en

ninguno de los extractos. En general la presencia de taninos confiere a las

plantas acción astringente, antimicrobiana, antifúngica, inhibitoria enzimática,

curtir la piel y como antídoto de alcaloides y metales pesados.

Lo cual podría explicar cierta actividad antimicrobiana, al igual que la

presencia de flavonoides, los cuales han reportado actividad antioxidante y

antimicrobiana en muchas especies vegetales.

Algunos estudios han reportado en la corteza de mangle actividad antifúngica,

antibacteriana, antiulcerogénico gástrico y eficaz en la cicatrización de heridas

(Sánchez, et al., 2006).

En cuanto a la aplicación del mangle rojo en Cuba se destacan los aportes

realizados por Rojas (1978), el que reporta el efecto antimicrobiano de extractos

acuosos y alcohólicos de las hojas, tallos y raíces de R. mangle frente a

determinados microorganismos: Streptococcus, Staphylococcus, Salmonella, E.

coli, Corynebacterium, Pseudomona y Micoplasma.

110

PARTE IV.

IV.1 CONCLUSIONES

4.1.1 Se determinó y evaluó el potencial de mangle distribuido en la Reserva

detectándose actividad antioxidante importante y colorante para su

aprovechamiento.

4.1.2 Se seleccionaron poblaciones de mangle en cinco puntos de la Reserva de Usos

Múltiples de Monterrico y se identificaron los metabolitos secundarios presentes

en hoja, raíz y corteza y se evaluó su actividad biológica.

4.1.3 Según los análisis fisicoquímicos todas las muestras presentaron valores de

cenizas totales por arriba del 5% y el mejor solvente para las muestras de raíz y

hoja fue el etanol al 50% ya que presento mayor cantidad de soluto extraído;

mientras que para la corteza el mejor solvente fue etanol al 70%.

4.1.4 Los mejores porcentajes de rendimiento de extracto se obtuvieron con el etanol,

dando porcentajes en la mayoría por arriba del 30%, lo que indica que los

metabolitos tienen elevadas características polares; así mismo se visualiza un

extracto muy rentable por sus elevados porcentajes de rendimiento.

4.1.5 Los metabolitos secundarios que se identificaron según pruebas cualitativas en

todos los extractos de mangle fueron los flavonoides y los taninos.

4.1.6 Se determinó que las muestras de hojas presentaron la mayor cantidad de

flavonoides expresadas como ácido clorogénico. Así mismo la cantidad

determinada fue disminuyendo según el punto de colecta, esto se puede deber

por factores ambientales como humedad, cantidad de flora acompañante que

pueda afectar la cantidad de flavonoides en las muestras.

4.1.7 La mayor cantidad de taninos cuantificados se encontraron en las muestras de

corteza y raíz siendo constante en todos los puntos de muestreo.

4.1.8 El porcentaje de aceites esencial en la muestra es muy bajo, ya que da

rendimiento en la mayoría de los casos por abajo del 0.1%.

4.1.9 Las pruebas cualitativas de actividad antioxidante evidenciaron que los extractos

etanólicos fueron los que presentaron una mayor actividad, en comparación con

los otros extractos.

4.1.10 Las pruebas cuantitativas de actividad antioxidante por DPPH y ABTS

mostraron una muy buena actividad, ya que se determinaron valores bajos de

IC50, siendo los extractos de raíz y hoja lo que mejores resultados presentaron

0.179 mg/ml y 0.151 mg/ml respectivamente.

4.1.11 La cuantificación de fenoles totales permitió correlacionar la actividad

antioxidante, ya que los extractos que mejor actividad antioxidante presentaron

fueron los que mayor cantidad de fenoles totales evidenciaron. Así mismo los

111

extractos de raíz y hoja presentaron los mejores valores de fenoles totales en

las muestras.

4.1.12 Mediante barrido colorimétrico de tinturas etanólicas se pudo determinar los

flavonoides característicos en la mayoría de muestras los cuales fueron

isoflavonas, dihidroflavonoles, flavonoles y auronas.

4.1.13 Las tinturas de mangle presentaron un buen poder de tinción, ya que las

diferentes muestras en frio, caliente y mordiente tiñeron la muestra con tonos

amarillos y naranja. Aumentándose se tonalidad con el calor y el uso de

mordiente.

4.1.14 Las pruebas en cosméticos evidenciaron el uso como colorante de los extractos

de mangle, empleándose en concentraciones de 1, 3 y 5%; con dichas

concentraciones se obtuvieron coloraciones en lociones y geles de amarillo a

naranja. Esto evidencia posible sustituyentes para los colorantes artificiales

amarillo No. 5 y No. 6.

4.1.15 La cuantificación de colorantes en las muestras en las diferentes soluciones

evidenció un predominio del colorante rojo No. 40, pero una mayor cantidad de

muestras presentan equivalentes al amarillo No. 5 y No. 6 en especial en las

soluciones de etanol:HCl 0.1N y buffer de pH 7.

4.1.16 La estabilidad de la mayoría de las tinturas fue mayor en buffer de pH 3, 5 y 7;

esto hace factible el uso de estos colorantes en productos farmacéuticos con

dichos pH, ya que se puede ver una estabilidad del colorante natural.

4.1.17 La muestras no presentaron actividad insecticida contra ninguno de los cuatro

Aedes aegypti y Anopheles albimanus, y tampoco evidenciaron actividad

citotóxica contra Artemia salina.

4.1.18 La actividad antibacteriana se determinó sobre siete cepas de bacterias, se pudo

determinar que únicamente sobre dos bacterias los extractos presentaron una

CIM de 1mg/mL, siendo estas Salmonella tiphy y Escherichia coli, por lo que se

determina que tienen una actividad moderada.

4.1.19 Ninguno de los extractos presentaron actividad antifúngica ni antilevadura

contra las cepas evaluadas.

4.1.20 Con la capacitación se pudo determinar que la población tiene conocimiento

sobre el manglar y los beneficios que se obtienen de su conservación.

4.1.21 La población de Monterrico tiene interés sobre la protección de la reserva del

manglar así como de obtener capacitaciones para obtener mayor beneficio del

mismo y colaborar en su protección.

112

IV.2 RECOMENDACIONES

4.2.1 Trabajar en conjunto con la comunidad en proyectos para el aprovechamiento del

mangle, tanto para fines medicinales como en la organización de cooperativas

que elaboren productos en base al mangle de una forma sostenible.

4.2.2 Elaborar un producto cosmético, una crema, para evaluar el posible uso del

extracto de mangle tanto como colorante como preservante debido a su potente

actividad antioxidante.

4.2.3 Realizar otras determinaciones de DL50 para poder tener la certeza si los

extractos de mangle presentan algún tipo de toxicidad, esto para poder

determinar las concentraciones máximas en que se pueden utilizar los extractos.

4.2.4 Realizar el aislamiento de los diferentes flavonoides que presentaron los

extractos para determinar exactamente de qué tipo son, y determinar cuál es el

que presenta la mayor actividad antioxidante.

4.2.5 Comparar en productos el poder de tinción de los extractos de mangle contra el

de los estándares, para determinar si dan tonalidades parecidas, concentraciones

en que se usan, y estudio de estabilidad de color a largo plazo.

4.2.6 Comparar las especies de mangle que se encuentran en la reserva de Monterrico,

con las de otras reservas para determinar si presentan las mismas características

fitoquímicas, o si existe alguna característica del hábitat que pueda alterar la

producción de metabolitos secundarios.

4.2.7 Emplear los extractos de mangle como colorante en algún producto alimenticio,

para determinar si no altera las propiedades de sabor y si da la coloración

esperada.

4.2.8 Evaluar posible potencial astringente del mangle, atribuido a los taninos que

presente, para la elaboración de cremas con potencial cicatrizante.

113

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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Costa Rica, NOAA / NMFS Silver Spring MD USA. 380

119

IV.4 ANEXOS

120

1. Fotos de material vegetal:

Hoja, Corteza y Hojas en el horno de secado

2. Curva de Ácido Clorogénico:

Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011

3. Fotos del procedimiento de cuantificación de flavonoides en base a ácido

clorogénico:

4. Fotos de elaboración de extractos

y = 0.0503x - 0.0037 R² = 0.9984

0

0.5

1

1.5

0 5 10 15 20 25

Ab

sorb

anci

a

Concentración (mg/Lt)

Ácido Clorogénico

121

5. Foto del proceso de incineración de muestra en crisoles para prueba de cenizas

totales

6. Fotos de Colecta en Monterrico:

7. Gráficas de la actividad antioxidante determinada por DPPH en uno de los

extractos.

y = 174.5x - 3.664 R² = 0.997

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5

Po

rce

nta

je d

e In

hib

ició

n

Concentración (mg/ml)

Actividad Antioxidante de Raíz de Mangle

122

8. Fotos del proceso de cuantificación de taninos por el método de tungsto-

molíbdico-fosfórico

9. Fotografía de determinación de actividad antioxidante por el método de

cromatografía en capa fina con el revelador de DPPH

Extractos de hexano

Extracto de diclorometano

Extracto de acetato de etilo

Extracto de etanol

123

10. Cromatografía en capa fina de flavonoides

Extractos de hexano

Extractos de diclorometano

Extractos acetato de etilo

Extractos de etanol

11. Cromatografía en capa fina aceites esenciales

Extractos de hexano

Extractos de diclorometano

Extracto de acetato de etilo

Extracto de etanol

12. Cromatografía en capa fina de cumarinas

Extracto de hexano

Extracto de diclorometano

124

Extracto de acetato de etilo

Extracto de etanol

13. Cromatografía en capa fina de alcaloides

Extracto de hexano

Extracto de diclorometano

Extracto de acetato de etilo

Extracto de etanol

14. Pruebas en tubos para identificación de taninos

Extracto de hexano

Extracto de diclorometano

125

Extracto de acetato de etilo

Extractos de etanol

15. Proceso de determinación de color de tinturas y lana empleando pantone

16. Diluciones de barrido colorimétrico a diferentes pH

Buffer de pH 5

126

Buffer de pH 7

17. Imagen del espectro de barrido colorimétrico de tinturas de mangle a pH 7

18. Gráficas de la determinación de la actividad citotóxica de los extractos

etanólicos, por el programa estadísticos Statgraphics.

127

19. Proceso de determinación de actividad antibacteriana

20. Diluciones de extractos empleados para la elaboración de cosméticos

21. Procedimiento de elaboración de loción

128

22. Curva de estándares colorimétricos en diferentes soluciones

y = 0.0078x - 0.004 R² = 0.9998

0.00000

0.20000

0.40000

0.60000

0.80000

1.00000

0 20 40 60 80 100 120

AB

SOR

BA

NC

IA

Concentración (ppm)

ROJO NO.40 ETANOL/HCL 0.1 N (85/15)

y = 0.0186x - 0.0082 R² = 0.9998

0.00000

0.20000

0.40000

0.60000

0 5 10 15 20 25 30 35

AB

SOR

BA

NC

IA

Concentración (ppm)

ROJO NO.40 Buffer PH 3

y = 0.019x - 0.0169 R² = 0.9967

0.00000

0.10000

0.20000

0.30000

0.40000

0.50000

0.60000

0.70000

0 5 10 15 20 25 30 35 40

AB

SOR

BA

NC

IA

Concentración (ppm)

ROJO NO.40 Buffer PH 4

129

y = 0.0183x + 0.0169 R² = 0.9998

0.00000

0.20000

0.40000

0.60000

0.80000

0 5 10 15 20 25 30 35 40

AB

SOR

BA

NC

IA

Concentración (ppm)

ROJO NO.40 Buffer PH 5

y = 0.0669x - 0.0175 R² = 0.995

0.00000

0.20000

0.40000

0.60000

0.80000

1.00000

1.20000

0 2 4 6 8 10 12 14 16

abso

rban

cia

Concentración (ppm)

ROJO NO.40 Buffer PH 7

y = 0.0354x + 0.0282 R² = 0.9991

0.00000

0.10000

0.20000

0.30000

0.40000

0.50000

0.60000

0.70000

0.80000

0 5 10 15 20 25

abso

rcan

cia

Concentración (ppm)

AMARILLO NO.5 ETANOL/HCL 0.1 N

130

y = 0.0367x + 0.0175 R² = 0.9993

0.00000

0.20000

0.40000

0.60000

0.80000

0 5 10 15 20 25

abso

rban

cia

Concentración (ppm)

AMARILLO NO.5 Buffer PH 3

y = 0.0452x + 0.0004 R² = 0.9998

0.00000

0.10000

0.20000

0.30000

0.40000

0.50000

0.60000

0.70000

0.80000

0 2 4 6 8 10 12 14 16

abso

rban

cia

Concentración (ppm)

AMARILLO 5 Buffer pH 4

y = 0.0378x + 0.0063 R² = 1

0.00000

0.20000

0.40000

0.60000

0.80000

0 5 10 15 20 25

abso

rban

cia

Concentración (ppm)

AMARILLO No. 5 Buffer pH 5

131

y = 0.0462x - 0.0444 R² = 0.9977

0.00000

0.20000

0.40000

0.60000

0.80000

1.00000

0 5 10 15 20 25

abso

rban

cia

Concentración (ppm)

AMARILLO No. 5 Buffer pH 7

y = 0.0472x + 0.1821 R² = 0.989

0.00000

0.50000

1.00000

1.50000

0 5 10 15 20 25

Tíab

sorb

anic

a

Concentración (ppm)

AMARILLO NO.6 ETANOL/HCL 0.1 N

y = 0.0479x + 0.0051 R² = 0.9987

0.00000

0.10000

0.20000

0.30000

0.40000

0.50000

0.60000

0.70000

0.80000

0 2 4 6 8 10 12 14 16

abso

rban

cia

Concentración (ppm)

AMARILLO No. 6 Buffer pH 3

132

y = 0.0452x + 0.0004 R² = 0.9998

0.00000

0.10000

0.20000

0.30000

0.40000

0.50000

0.60000

0.70000

0.80000

0 2 4 6 8 10 12 14 16

abso

rban

cia

Concentración (ppm)

AMARILLO No. 6 Buffer pH 4

y = 0.0473x + 0.0112 R² = 0.9998

0

0.2

0.4

0.6

0.8

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Ab

sorb

anci

a

Concentración (ppm)

Amarillo No. 6 Buffer pH5

y = 0.0444x + 0.0219 R² = 0.9997

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1

0 5 10 15 20 25

Ab

sorb

anci

a

Concentración (ppm)

Amarillo No. 6 Buffer pH7

133

23. Encuestas pasadas en la capacitación, prueba diagnóstica y evaluación de la

actividad.

24. Trifoliar informativo elaborado

134

25. Trifoliar de resultados del proyecto elaborado

135

26. Fotos de la actividad de capacitación

136

PARTE V

V.1 INFORME FINANCIERO

. AD-R-0013

Nombre del Proyecto:

Numero del Proyecto: 024-2011

Investigador Principal y/o Responsable del Proyecto:LICDA. SULLY MARGOT CRUZ VELÁSQUEZMonto Autorizado: Q333,550.00 Orden de Inicio (y/o Fecha primer pago):

Plazo en meses 24 meses 01/08/2011

Fecha de Inicio y Finalización: 01/08/2011 al 31/07/2013

Menos (-) Mas (+)

1 Servicios no personales

181

Estudios, investigaciones y proyectos de

factibilidad 129,000.00Q 127,250.00Q 1,750.00Q

122 Impresión, encuadernación y reproducción 2,000.00Q 2,000.00Q

133 Viáticos en el interior 5,000.00Q 1,750.00Q 3,240.00Q 10.00Q

163

Mantenimiento y reparación de equipo

médico-sanitario y de laboratorio 1,750.00Q 750.00Q 1,000.00Q

189 Otros estudios y/o servicios 8,000.00Q 8,000.00Q

2 MATERIALES Y SUMINISTROS

214

Productos agroforestales, madera,

corcho y sus manufacturas 1,000.00Q 181.84Q 818.16Q

241 Papel de escritoiro 500.00Q 424.80Q 75.20Q

243 Productos de papel o cartón 500.00Q 138.15Q 638.15Q -Q

244 Productos de artes gráficas 250.00Q 4.80Q 254.80Q -Q

249

Otros productos de papel, cartón e

impresos 300.00Q 33.40Q 266.60Q

261 Elementos y compuestos químicos 29,000.00Q 23,491.87Q 5,508.13Q

262 Combustibles y Lubricantes 3,000.00Q 1,450.00Q 1,550.00Q

267 Tintes, pinturas y colorantes 2,000.00Q 1,694.94Q 305.06Q

268 Productos plásticos, nylon, vinil y pvc 5,000.00Q 550.80Q 744.01Q 3,705.19Q

272 Productos de vidrio 10,000.00Q 9,648.34Q 351.66Q

273 Productos de loza y porcelana 550.80Q 550.80Q -Q

283 Productos de metal 46.15Q 46.15Q -Q

286 Herramientas menores 2,000.00Q 351.88Q 397.34Q 1,250.78Q

291 Útiles de oficina 355.78Q 355.78Q -Q

292

Útiles de limpieza y productos

sanitarios 1,000.00Q 200.00Q 647.85Q 152.15Q

295

Útiles menores, médico-quirúrgicos y

de laboratorio 15,000.00Q 1,991.99Q 13,008.01Q

299 Otros materiales y suministros 188.84Q 188.84Q -Q

3

PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO

E INTANGIBLES

323

Equipo médico-sanitario y de

laboratorio 120,000.00Q 53,553.48Q 57,738.12Q 8,708.40Q

329 Otras maquinarias y equipos 53,553.48Q 53,553.48Q -Q

GASTOS DE ADMÓN. (10%)

333,550.00Q 56,588.00Q 56,588.00Q 285,090.66Q 48,459.34Q

MONTO AUTORIZADO 333,550.00Q Disponibilidad 48,459.34Q

(-) EJECUTADO 285,090.66Q

SUBTOTAL 48,459.34Q

(-) CAJA CHICA

TOTAL POR EJECUTAR 48,459.34Q

Ejecutado Pendiente de

Ejecutar

FICHA DE EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA

LINEA:

FODECYT

"Evaluación del potencial agroindustrial de Mangle (Rhizophora mangle L.) como

colorante, antioxidante y biocida distribuidos en la reserva Monterrico para su

aprovechamiento sostenible y conservación"

Grupo Renglon Nombre del Gasto Asignacion

Presupuestaria

TRANSFERENCIA

LINEA: