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CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT- SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –SENACY T-

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –FONACYT- UNIVERSIDAD GALILEO

INFORME FINAL

EVALUACIÓN DE PRE-FACTIBILIDAD TÉCNICO-ECONÓMICA DE LAS

POTENCIALIDADES ENERGÉTICAS DE LAS MICROALGAS QUE

CONTAMINAN EL LAGO AMATITLÁN PARA LA OBTENCIÓN DE

BIODIESEL

PROYECTO FODECYT No. 049-2009

INGA. JUDITH MARÍA DÍAZ CABRERA

Investigadora Principal

GUATEMALA, AGOSTO DEL 2011

2

AGRADECIMIENTOS

La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del

Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría

Nacional de Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y

Tecnología -CONCYT-.

3

INDICE

ABREVIATURAS ............................................................................................................ 11

Resumen ............................................................................................................................ 12

Abstract ............................................................................................................................. 13

PARTE I............................................................................................................................ 14

I.1 Introducción ................................................................................................................. 15

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ................................................................... 18

I.2.1 Antecedentes en Guatemala .................................................................................. 18

I.2.1.1 Contaminación del lago de Amatitlán ............................................................ 18

I.2.1.2 Los Biocombustibles ...................................................................................... 21

I.2.2 Justificación .......................................................................................................... 27

I.2.2.1 Ventajas .......................................................................................................... 27

I.2.2.2 Desventajas .................................................................................................... 29

I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS ...................................................................................... 30

I.3.1 Objetivo General ................................................................................................... 30

I.3.2 Objetivos Específicos............................................................................................ 30

I.3.3 Hipótesis ............................................................................................................... 31

1.4 METODOLOGIA ...................................................................................................... 31

I.4.1 Variables ............................................................................................................... 31

I.4.1.1 Variables Dependientes .................................................................................. 31

I.4.1.2 Variables Independientes ............................................................................... 31

I.4.2 Indicadores ............................................................................................................ 31

I.4.3 Estrategia Metodológica ....................................................................................... 32

I.4.3.1 Población y Muestra ....................................................................................... 32

I.4.3.2 Método ........................................................................................................... 32

I.4.4 La Técnica Estadística .......................................................................................... 47

I.4.5 Los Instrumentos a utilizar.................................................................................... 47

I.4.5.1 Equipo: ........................................................................................................... 47

I.4.5.2 Material .......................................................................................................... 49

I.4.5.3 Reactivos ........................................................................................................ 49

4

PARTE II .......................................................................................................................... 52

II.1 Hábitat y nicho ecológico:......................................................................................... 53

II.2 Fitoplancton .............................................................................................................. 54

II.3 Contaminación .......................................................................................................... 54

II.4 Eutrofización ............................................................................................................ 57

II.5 Microalgas ................................................................................................................. 59

II.5.1 Ficología .............................................................................................................. 59

II.5.2 Biología y Ecología ............................................................................................. 60

II.5.3 Chlorophyta (Algas Verdes) ................................................................................ 61

II.5.3.1 Usos comerciales .......................................................................................... 67

II.5.4 Bacillariophyta (Diatomeas) ................................................................................ 72

II.6 Medios de cultivo para microalgas dulceacuícolas .................................................... 75

II.6.1 Materiales usados en la preparación de medios de cultivo .................................. 75

II.6.1.1 Reactivos químicos ....................................................................................... 75

II.6.1.2 Equipo ........................................................................................................... 76

II.6.1.3 Cristalería ...................................................................................................... 76

II.6.1.4 Agua .............................................................................................................. 77

II.6.1.5 Agar .............................................................................................................. 77

II.6.1.6 Suelo ............................................................................................................. 77

II.6.1.7 Soluciones Madre.......................................................................................... 78

II.6.1.8 Macronutrientes ............................................................................................ 79

II.6.1.9 Elementos traza ............................................................................................. 79

II.6.1.10 Vitaminas .................................................................................................... 80

II.6.2 Métodos generales para la preparación de medios de cultivo ............................. 81

II.6.2.1 Medios sintéticos .......................................................................................... 81

II.6.2.2 Medios enriquecidos ..................................................................................... 82

II.6.2.3 Medios Suelo-Agua ...................................................................................... 83

II.6.2.4 Medio solidificado (agar) .............................................................................. 83

II.7. Floculación ............................................................................................................... 84

II.7.1 Coagulantes ......................................................................................................... 85

5

II.7.1.1 Tipos de Coagulantes .................................................................................... 85

II.7.2 Coadyuvantes de la floculación ........................................................................... 88

II.7.2.1 Oxidantes ...................................................................................................... 88

II.7.2.2 Adsorbentes .................................................................................................. 88

II.7.2.3 Sílice activa ................................................................................................... 89

II.7.3 Factores que influyen en el proceso de coagulación ........................................... 89

II.7.3.1 Influencia del pH........................................................................................... 89

II.7.3.2 Influencia de Temperatura ............................................................................ 89

II.7.3.3 Tipo de Coagulante ....................................................................................... 90

II.7.3.4 Dosis del Coagulante .................................................................................... 90

II.7.3.5 Punto y forma de aplicación del coagulante ................................................. 90

II.7.3.6 Intensidad y tiempo de mezcla rápida ........................................................... 90

II.8 Sistema de Recuperación de la Biomasa ................................................................... 91

II.8.1 Bomba de Vacio .................................................................................................. 92

II.8.2 Centrifugado ........................................................................................................ 92

II.8.3 Separación por Gravedad..................................................................................... 94

II.8.4 Filtrado por Membrana ........................................................................................ 94

II.8.5 Método del CO2 en estado crítico ........................................................................ 95

II.9. Secado de Biomasa................................................................................................... 95

II.9.1 Secador solar........................................................................................................ 95

II.9.2 Secado por Aspersión .......................................................................................... 96

II.9.3 Tambor de Secado ............................................................................................... 96

II.9.4 Liofilización......................................................................................................... 96

II.10 Extracción de aceites ............................................................................................... 96

II.10.1 Aceite de microalgas ....................................................................................... 102

II.10.2 Ácidos Grasos .................................................................................................. 103

II.10.2.1 ÁCIDO PALMÍTICO (C16:0): CH3(CH2)14COOH ................................. 104

II.10.2.2 ÁCIDO OLEICO (cis C18:1): CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH ............ 104

II.10.2.3 ÁCIDO LINOLÉICO (cis C18:2): CH3(CH2)4CH=CHCH2CH=CH(CH2)7COOH.................................................... 105

6

II.10.2.4 ÁCIDO gamma-LINOLENICO (C18:3n6): CH3-CH2-CH=CH-CH2-CH=CH-CH2-CH=CH-(CH2)7-COOH .................................................................... 105

II.10.3 Biodiesel .......................................................................................................... 107

PARTE III ....................................................................................................................... 113

III.1 RESULTADOS....................................................................................................... 114

III.1.1 Análisis físico-químico del cuerpo de agua ..................................................... 114

III.1.2 Identificación y diversidad de microalgas en los sitios de muestreo ............... 120

III.1.3 Crecimiento de cinco especies de microalgas en cinco medios de cultivo ...... 124

III.1.4 Filtrado y Secado de microalgas ...................................................................... 129

III.1.5 Extracción de aceite. ........................................................................................ 133

III.1 6 Perfil de ácidos grasos de microalgas aisladas ................................................. 135

III.1.7 Estimación de aceite obtenido por muestra de microalgas y biomasa del lago 139

III.1.8 Evaluación de pre-factibilidad técnico-económica de las potencialidades energéticas de las microalgas que contaminan el Lago Amatitlán, para la obtención de biodiesel ...................................................................................................................... 141

III.1.8.1 Consumo de energía final para la preparación del medio de cultivo........ 141

III.1.8.2 Consumo de energía final en un sistema de cultivo. ................................ 142

III.1.8.3 Consumo de energía final para el proceso de filtrado y secado ............... 144

III.1.8.4 Consumo de energía final para el proceso de extracción de aceite. ......... 145

III.2 DISCUSIÓN DE RESULTADOS. ....................................................................... 147

PARTE IV ...................................................................................................................... 156

IV.1 CONCLUSIONES .................................................................................................. 157

IV.2 RECOMENDACIONES......................................................................................... 160

IV.4.1 ESPECIES DE MICROALGAS ANALIZADAS ........................................... 170

IV.4.2 IMÁGENES DE TRABAJO DE CAMPO. ..................................................... 175

7

FIGURAS

Figura No. 1. El Río Villalobos que alimenta el lago, es uno de los principales desagües de aguas servidas domésticas, industriales y agroindustriales del área metropolitana de la ciudad de Guatemala

20

Figura No. 2. Identificación de los puntos de muestreo 33

Figura No. 3 Equipo de filtrado 45

Figura No. 4 Ingreso del Río Villalobos al Lago de Amatitlán 55

Figura No. 5 Exceso de microalgas en el lago Amatitlán por eutrofización de sus aguas

56

Figura No. 6. Aireadores en el lago de Amatitlán para oxigenar el agua 57

Figura No. 7. Eutrofización de Lago de Amatitlán 58

Figura No. 8. Bomba de vacio utilizada para filtrado 92

Figura No. 9. Biomasa de microalgas antes y después del centrifugado 93

Figura No. 10. Primera Reacción de reacción de transesterificación para la síntesis de Biodiesel

109

Figura No. 11. Segunda Reacción de reacción de transesterificación en la síntesis de Biodiesel

109

Figura No. 12. Tercera Reacción de reacción de transesterificación en la síntesis de Biodiesel

109

Figura No. 13. Análisis in-situ de las condiciones físico-químicas del agua en los puntos de muestreo.

175

Figura No. 14. Colecta de muestras de fitoplancton con red de plancton 175

Figura No. 15. Preparación de tubos de cultivo con medio de cultivo estéril para el aislamiento y propagación de cepas de microalgas.

176

Figura No. 16. Análisis químico en laboratorio de muestras de agua provenientes de los sitios de muestreo.

176

Figura No. 17. Cosecha de biomasa de microalgas cultivadas mediante filtración.

177

Figura No. 18. Observación de muestras de fitoplancton para la identificación de las especies de microalgas.

177

8

CUADROS

Cuadro No.1. Usos de suelos en la cuenca del Lago Amatitlán. 20

Cuadro No. 2. Emisión y reducciones en Vehículos que utilizan biodiesel

22

Cuadro No. 3. Rendimiento de etanol y biocombustibles de diferentes cultivos.

23

Cuadro No. 4. Resumen de puntos de muestreos en el Lago de Amatitlán.

34

Cuadro No. 5. Medio de cultivo chu # 10 37

Cuadro No. 6. Medio de cultivo chu # 10 fuerza media 38

Cuadro No. 7. Medio de cultivo combo 39

Cuadro No. 8. Medio de cultivo WC 40

Cuadro No. 9. Medio de cultivo Fraquil 41

Cuadro No. 10. Clasificación taxonómica de algunas especies verdes 68

Cuadro No. 11. Clasificación biológica y taxonómica (diatomeas) 73

Cuadro No. 12. Principales cultivos oleaginosos y sus características agronómicas

96

Cuadro No. 13. Contenido de lípidico en especies de microalgas de algunas microalgas

100

Cuadro No. 14. Comparación de las distintas fuentes de biomasa para la producción de biodiesel

102

Cuadro No. 15. Porcentajes de ácidos grasos saturados, monoinsaturados

103

Cuadro No. 16. Estructura y porcentaje de ácido grasos presente en mayor

104

Cuadro No. 17. Ácidos grasos saturados y sus principales características

107

Cuadro No. 18. Resumen de las características típicas del biodiesel y el diesel de petróleo

110

Cuadro No. 19. Estándar ASTM 6791 para biodiesel 111

Cuadro No. 20. Resultados Análisis físico-químico de muestras de agua del Lago de Amatitlán

116

9

Cuadro No. 21. Valores promedio de la evaluación fisicoquímica del cuerpo de agua

116

Cuadro No. 22. Especies de microalgas identificadas por sitio de muestreo

121

Cuadro No. 23. Análisis de agrupamiento de sitios de muestreo 123

Cuadro No. 24. Evaluación del crecimiento microalgas en diferentes medios de cultivo.

125

Cuadro No. 25. Pruebas de floculación de la biomasa de microalgas 130

Cuadro No. 26. Parámetros proceso de secado de microalgas 132

Cuadro No. 27. Proceso de filtrado de la biomasa húmeda 133

Cuadro No. 28. Parámetros y resultados obtenidos del proceso de extracción de aceite

134

Cuadro No. 29. Análisis del perfil de ácidos grasos 136

Cuadro No. 30. Precio de un litro de medio de cultivo para el enriquecimiento de microalgas

141

Cuadro No. 31. Consumo y costo de energía final en un sistema de cultivo de microalgas aisladas con capacidad de 126 litros

143

Cuadro No. 32. Consumo y costo de energía final en los procesos de secado y filtrado de la biomasa de microalgas aisladas

144

Cuadro No. 33. Consumo y costo de energía final en el proceso de extracción de aceite

145

Cuadro No. 34. Costo y consumo total de energía 146

10

GRÁFICOS

Gráfico No. 1. Reducción de CO2 22

Gráfico No. 2. Producción mundial de biodiesel 24

Gráfico No. 3. Productividades de aceite de microalgas y cultivos oleaginosos

106

Gráfico No. 4. Proceso de producción de biodiesel 112

Gráfico No. 5. Concentraciones de ssólidos suspendidos 117

Gráfico No. 6. Concentraciones de oxígeno disuelto (OD) 118

Gráfico No. 7 Demanda química de oxigeno (DQO) 119

Gráfico No. 8. Demanda biológico de oxigeno (DBO) 120

Gráfico No. 9. Evaluación de la densidad celular de la microalga Selenastrum capricornutun en diferentes medios

126

Gráfico No. 10. Evaluación de la densidad celular de la microalga Navicula sp, en diferentes medios

127

Gráfico No. 11. Evaluación de la densidad celular de la microalga Monoraphidium griffithii , en diferentes medios

127

Gráfico No. 12. Evaluación de la densidad celular de la microalga Chlorella sp, en diferentes medios

128

Gráfico No. 13. Evaluación de la densidad celular de la microalga Scenedesmus cf. acutus, en diferentes medios

128

Gráfico No. 14. Metodología de filtrado de microalgas 131

Gráfico No. 15. Biomasa de microalgas por litro de cultivo COMBO 135

Gráfico No. 16. Composición por control de ácidos grasos por muestras analizadas

138

Gráfico No. 17. Composición por categoría de ácidos grasos 139

Gráfico No. 18. Porcentaje de aceite obtenido en la extracción por Soxhlet

140

Gráfico No. 19. Consumo de energía por proceso, en sistema de cultivo abierto de 126 L.

146

Gráfico No. 20. Proceso de la Investigación 152

11

ABREVIATURAS

AMSA Autoridad para el Manejo de Lago de Amatitlán

AEA Alianza de Energía y Ambiente

MEM Ministerio de Energía y Minas

MARN Ministerio de Ambiente y Recursos Naturales

MAGA Ministerio Agricultura Ganadería y Alimentació n

12

Resumen

El incremento del precio del petróleo en los últimos años, la contaminación ambiental que sus combustibles derivados producen, y el cambio climático, son tres razones fundamentales que han impulsado la apertura a tecnologías emergentes en el campo de las energías renovables. Entre ellas, el biodiesel, biocombustible producido primordialmente a partir de aceites provenientes de semillas oleaginosas, es actualmente incapaz de sustituir el mercado de diesel fósil mundial. En años recientes la idea de utilizar biomasa de microalgas cultivadas para la obtención de biodiesel, apoyada por la alta productividad en términos de área de cultivo, ha generado expectativas y confianza en una solución que podría sustituir a corto plazo, de forma parcial el uso de diesel.

En esta investigación se identifican las especies de microalgas presentes en el lado oeste del Lago de Amatitlán y se evalúa su potencial para el aprovechamiento energético. Las especies identificadas se agruparon en tres grupos: cianobacterias, clorofíceas y diatomeas. Se inició la formación de un cepario utilizando la técnica del aislamiento por micromanipulación, estableciendo así cultivos puros con cepas de las especies: Chlorella sp., Monoraphidium griffithii, Selenastrum capricornutum, Scenedesmus acutus y Navicula sp., entre otras. La determinación del medio de cultivo idóneo para las especies cultivadas se realizó mediante la estimación periódica de densidades celulares. Se determinó el medio COMBO, como el más adecuado para la producción de biomasa de cuatro especies de algas verdes. De la biomasa se extrajeron los componentes liposolubles utilizando hexano mediante el método Soxhlet. Los extractos se analizaron por cromatografía de columna para conocer su perfil de ácidos grasos. De las cepas cultivadas, los aceites de Chlorella sp. y Monoraphidium griffithii mostraron un perfil que se acerca al optimo para la producción de biodiesel, presentando un porcentaje de ácidos grasos mono-insaturados mayor que el de los saturados y poli-insaturados. La biomasa recolectada en el lago, compuesta principalmente por Microcystis aeruginosa, no posee características óptimas para utilizarse como fuente de aceites para biodiesel, pues posee un alto contenido de ácidos grasos saturados. Sin embargo, esta particularidad podría no ser un impedimento para su aprovechamiento como biocombustible en climas cálidos.

El análisis de consumo total de energía realizado indicó que no es factible la conversión de aceite a biodiesel, a escala de laboratorio, por el elevado consumo de energía implicado equivalente a 455.98 kWh y que correspondiente a Q 569.98 para obtener una muestra de 5 gramos de aceite de microalgas, no permitiendo su viabilidad en el mercado nacional de combustibles. Sin embargo, se deben sustituir o reemplazar la tecnología existente, no así la metodología básica, para lograr un aprovechamiento máximo de la biomasa de microalgas y disminuir los costos de consumo energético.

13

Abstract

Raises in the cost of petroleum in the last years, the atmospheric pollution produced by the fuels derived from it, and climatic change, are three fundamental reasons that have propelled the opening to emerging technologies in the field of renewable energies. In the recent years the idea of using cultured microalgal biomass to obtain biodiesel, supported by the high productivities in terms of cultivated area, has generated expectations and reliance in a solution that could partially substitute, in short term, the use of diesel.

In this research, microalgae species from the west side of Amatitlán Lake were identified, and their potential for energetic exploitation was evaluated. The identified species were grouped as cyanobacteria, green algae and diatoms. A strain bank was initiated by isolating species strains by micromanipulation, establishing pure cultures of Chlorella sp., Monoraphidium griffithii, Selenastrum capricornutum, Scenedesmus acutus and Navicula sp., among others. The determination of the best culture media for the selected cultivated species was evaluated through the periodic estimation of cellular densities. COMBO medium was selected as the most appropriate within others for biomass production of four species of green algae. From the biomass produced, liposoluble components were extracted with hexane by the Soxhlet method. Extracts were analyzed by column chromatography to develop their fatty-acid profiles. From the strains cultured, the oils of Chlorella sp. and Monoraphidium griffithii showed a profile most similar to the optimum for biodiesel production, with a percentage of mono-unsaturated fatty acids higher than that of saturated and poly-unsaturated fatty acids. The biomass collected from the lake, composed mostly of Microcystis aeruginosa, does not possess optimum characteristics to be used as a source of oils for biodiesel, as it shows a high content of saturated fatty acids. Nevertheless, this particularity might not be a handicap for its application as a biofuel in hot climates.

The analysis for total energy consumption revealed that it is not feasible to convert microalgae oil to biodiesel due to the high energy demand, equivalent to 455.98 kWh, corresponding to Q.569.98 to obtain a 5 gram sample of oil from microalgae, which restricts its viability in the national fuel market. Nevertheless, it is possible to substitute the technology used at present, though not the basic methods, to achieve a maximum exploitation of microalgal biomass, and reduce the costs of energy consumption.

14

PARTE I

15

I.1 Introducción

Es urgente la necesidad de explorar nuevos caminos para la obtención de

biocombustibles. Enfrentamos un grave problema mundial ante la situación del deterioro

ambiental causado por una explotación no sostenible del petróleo, fuente de energía en

la cual se sustenta el desarrollo de la civilización actual. El calentamiento global por el

aumento de los gases de efecto invernadero, contaminación de suelos y agua, el

incremento de precios en combustibles fósiles, entre otros son varios de los temas por los

cuáles el mundo requiere de un cambio en su matriz energética actual; esto aunado al

incremento de la demanda mundial de la energía. Son poco alentadoras las perspectivas

que presentan los combustibles fósiles. Por esta razón ha surgido en las últimas décadas

la búsqueda e implementación de nuevas tecnologías provenientes de fuentes de energía

capaces de mantener o superar la efectividad de los hidrocarburos fósiles, pero enfocada

en la preservación y conservación de nuestra biosfera, utilizando para esto recursos

naturales no contaminantes. Unido a esto y al interés por contribuir a la disminución del

alto grado de contaminación que hoy día presenta el Lago de Amatitlán, se realiza esta

investigación de las potencialidades de las microalgas que crecen en este cuerpo de agua

dulce de naturaleza eutrófica, para la obtención de biodiesel.

El Lago Amatitlán tiene un área superficial de 15.2 km2 y un volumen de 286

millones m3. El área que influye sobre el lago tiene 382 km2, con una población mayor de

1, 102,000 de habitantes de los cuales la mayoría vive en la ciudad capital. La densidad

de población en la cuenca del lago de Amatitlán es una de las mayores en el mundo:

2,700 hab/km2 y se estima que más 15,000 que viven en las orillas del lago.

Entre los usos que actualmente se le dan al Lago y sus aguas están: fuente de agua

potable y para aseo personal, pesca artesanal, recreación, fuente de turismo, irrigación,

actividades culturales, generación de energía eléctrica y sumidero de desechos. Al lago

llegan 60,300 m3 al día de aguas servidas y 1,550 toneladas de sólidos sedimentos

producidos principalmente por 1, 102,000 personas, 655 industrias, 23 fincas, 1 ingenio

de azúcar y 440 chalets. Todos estos factores sumados a la deforestación masiva en el

área de influencia han provocado una acumulación de compuestos tóxicos por

16

contaminación química, entre ellos metales pesados como plomo, mercurio, cobre y

cromo; biácidos como los pesticidas clorados y los herbicidas, así como residuos de

combustión e hidrocarburos. Desde el punto de vista ecológico el impacto más

importante es la eutrofización artificial de sus aguas, es decir, un desarrollo exagerado de

algas debido a la presencia de sales minerales llamadas nutrientes, en particular de

nitrógeno y de fosforo, así como la presencia de dióxido de carbono y luz, lo cual tiende a

reducir sus usos y acelerar su desaparición, aumentando considerablemente el tiempo

necesario para su recuperación. Guatemala: valoración económica del lago de

Amatitlán. Edgar Pape y Luis Ixcot, Flacso, Guatemala.

Por otra parte según datos estadísticos de Hidrocarburos del Ministerio de Energía y

Minas de Guatemala, MEM, 2010, los precios locales, de la gasolina y el diesel sufrieron

incrementos de hasta un 33% en comparación con el primer semestre del 2009. Si

analizamos el comportamiento del consumo de derivados del petróleo crudo acumulado

hasta el mes de Octubre del 2010 asciende a 17.72 millones de barriles con un costo del

precio del barril a la fecha actual de 81.79 usd, lo que equivaldría a 1, 449.32 millones de

dólares,

Avizorando los pronósticos del comportamiento de los precios del petróleo y sus

derivados vemos que esta situación es insostenible para el país. La creación y aplicación

de una Política Nacional de Biocombustible es un reto para el MEM en el periodo 2008-

2015.

El biodiesel es un combustible de origen vegetal que reemplaza al diesel. Se elabora

a partir de aceites vegetales obtenidos de semillas, plantas o algas oleaginosas y

reciclando aceites usados. Este recurso tiene como ventaja que es menos inflamable y

toxico que el diesel. Además es biodegradable en su totalidad y no es peligroso para el

medio ambiente por lo que es seguro y fácil de transportar (Larrosa, 2001).

En Guatemala actualmente el Biodiesel ha tenido un desarrollo incipiente aunque en

ascenso. Fundamentalmente la materia prima utilizada ha sido a partir de Jatropha curcas,

actualmente se están haciendo esfuerzos con los aceites reciclados. No cabe duda que la

17

mayor limitante para la obtención de biodiesel es la poca cantidad de materia prima

(aceite) disponible para su producción.

Las microalgas presentan características promisorias como potencial para la

producción de biodiesel. Ellas además de ser los primeros microorganismos fotosintéticos

y responsables principalmente de la actual atmosfera, pueden ser encontradas en casi

todos los ambientes. Estos organismos unicelulares tienen la misma capacidad que las

plantas vasculares de convertir la luz en energía química mediante la fotosíntesis.

Algunas especies de microalgas son capaces de canalizar esta energía química hacia

la biosíntesis de lípidos, siendo una excelente fuente para la producción de biodiesel, el

cual es altamente biodegradable, no es toxico, no emite CO2, no contiene productos

orgánicos y reduce significativamente las emisiones de monóxido y dióxido de carbono al

ambiente. Las microalgas pueden tener contenidos de aceite entre el 50 y 80 por ciento de

su peso seco.

Con esta investigación se pretende contribuir a la generación del conocimientos que

enriquezca la información científica que se tiene hasta el momento y que orienten

definitivamente a la producción de biodiesel a partir del aceite de las microalgas.

Por todo lo antes expuesto nuestro proyecto se basa en el aprovechamiento del

problema que hoy constituye el exceso de población de microalgas en el lago Amatitlán,

utilizándolas para un bien común, teniendo en cuenta las ventajas antes enunciadas en su

potencial como productora de aceite para la obtención del biodiesel y el desarrollo de la

matriz energética del país.

18

I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

I.2.1 Antecedentes en Guatemala

I.2.1.1 Contaminación del lago de Amatitlán

El lago de Amatitlán se ubica al sur de la ciudad capital a 20 kilómetros de la misma.

En una altitud de 1,188 msnm. El lago tiene una superficie de 15.2 km2 y se estima un

volumen de 0.286 km3 de agua. La profundidad máxima es de 33 m, la media es de 18 m.

El principal afluente es el río Villalobos. Estudios técnicos recientes indican que la

temperatura anual media es de 24.5º C, la precipitación pluvial es de 1,124 mm, el

número de horas de brillo solar es de 1716 horas/año, la radiación solar de 18.6 MJ/m2–

día y las altas concentraciones de nitrógeno y fosforo disueltos proporcionan un medio de

cultivo ideal para microalgas de varios géneros que han ido adaptándose y creciendo en

sus aguas.

El crecimiento continuo de microalgas en el lago impide el desarrollo de la fauna

porque las algas tienden a crecer en la superficie y absorben la luz solar la cual ya no

llega con la misma intensidad a las partes más profundas. Esto, aunado a la gran cantidad

de sólidos que son arrastrados diariamente por el río Villalobos, provoca el fenómeno de

eutrofización que consiste en la producción de lodos en la parte inferior, eliminando la

fauna y por consiguiente, el secado del lago pudiendo llegar a convertirse en un pantano

en el futuro

Es el cuarto cuerpo de agua dulce más grande de Guatemala. El lago es directamente

afectado por los impactos crecientes del área a través de: el crecimiento de la población,

la tala de los árboles a su alrededor, el uso inadecuado de la tierra, el desarrollo industrial

en el área de la cuenca, la falta de educación sobre el medio ambiente, la falta de

protección del medio ambiente por parte de las empresas y la ausencia de previsión

apropiada y programas de dirección.

19

Las actividades beneficiadas con el lago son:

• Fuente de agua

• Navegación.

• Transporte.

• Turismo unos 10 mil visitantes por año.

• Recreación (natación, deporte de pesca).

• Pesquerías.

Principalmente el tipo y composición de los desechos que llegan al Lago de Amatitlán

son:

• Fósforo y nitrógeno provenientes de la fertilización de las plantaciones agrícolas del

café, el tabaco, etc., que provocan la muerte del agua.

• Aguas negras, domésticas, de chalet y de viviendas alrededor del lago y en su cuenca.

• Aguas residuales de origen industrial que desembocan en los ríos afluentes del lago.

• Lago como letrina pública.

• La deforestación masiva de la cuenca y alrededores del lago.

• Residuos de los motores de gasolina de las lanchas, así como los derramamientos de

aceite y gasolina en el lago por irresponsabilidad.

• Basura como: papeles, cartones, bolsas, llantas usadas, plásticos, latas, vidrios, etc.

El río Villalobos para fines de la década de los 70 ya presentaba una elevada

contaminación de sólidos en suspensión y altas concentraciones de plomo, fósforo,

potasio, sodio, nitrato y nitrito. Se ha marcado una alta contaminación con excretas,

evidenciada a través de la presencia de coliformes fecales, provenientes de la descarga de

aguas negras. El Río Villalobos arrastra al lago cerca de 75,515.33 toneladas de desechos

por año. Entre los años 2000 al 2005 se estima que el lago ha perdido aproximadamente

26 mil metros cuadrados de extensión; las algas, ninfas, hierba de clavo y el tul se han

reproducido en exceso debido a las grandes cantidades de fósforo y nitrógeno que llegan

al lago.

20

FIGURA 1. El Río Villalobos que alimenta el lago, es uno de los principales desagües de aguas servidas domésticas, industriales y agroindustriales del área metropolitana de la ciudad de Guatemala.

FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009

Por sus características topográficas y de suelo, el 74% de la cuenca del lago Amatitlán

es de vocación forestal, aunque sólo el 22% se dedica a ese fin, en tanto que la ocupación

urbana abarca el 43% del territorio, lo que evidencia una importante divergencia en el uso

del suelo.

CUADRO 1. Usos de los suelos en la cuenca del Lago Amatitlán. Se denota el área ocupada por cada categoría de uso en km2 y porcentajes. Categoría de uso Área (km2) Porcentajes

Total 381.31 100

Uso urbano habitacional 157.40 41

Uso urbano industrial 11.87 2

Agrícola 114.65 31

Área de bosque 30.05 8

Áreas de pastos naturales 52.23 14

Área del lago 15.11 4

FUENTE: Girón – Muñiz, 1995 por CCAD/BID, “programa de armonización de los marcos regulatorios ambientales en la región de Centroamérica, 2002

La Autoridad de Manejo Sustentable del Lago Amatitlán (AMSA) y la del Ministerio de

Agricultura (MAGA) determinaron en un estudio de campo que en el territorio de la

21

cuenca se ubicaban 818 empresas industriales. Casi el 28% de estas industrias

corresponden al sector de productos químicos, que generan residuos altamente

contaminantes, como metales pesados (cromo, zinc, plomo, estroncio, cobalto y otros),

ácidos orgánicos oleagenados, amoníaco, sales de cianuro, aceites, grasas y lubricantes.

Según AMSA, la industria textil produce anualmente 9,030 toneladas de residuos, 518

toneladas de los cuales son residuos peligrosos, como hipoclorito de sodio, ácidos,

metales pesados, tintes con cianuro y lodos de teñido de textiles.

El crecimiento industrial de los municipios ha generado una gran expansión urbana. Esos

municipios no cuentan con sistemas de tratamiento de los efluentes industriales ni de las

aguas negras domésticas, lo que provoca un nivel de contaminación de los ríos y de la

cuenca del lago superior a las normas permitidas, de tal forma que la vida acuática no es

sustentable.

I.2.1.2 Los Biocombustibles

Los biocombustibles líquidos en general se clasifican en:

• de tipo alcohol,-también llamado bioetanol, derivados principalmente de maíz y

de la caña de azúcar.

• de tipo diesel, o biodiesel, a partir de los componentes oleaginosos de los

vegetales y aún de la grasa animal.

El biodiesel es un combustible alternativo a los combustibles fósiles, la reducción de

CO2 en este tipo de biocombustible, como se muestra en la grafica 1, ha motivado un

fuerte crecimiento del uso de combustibles renovables a nivel mundial, debido a la

preocupación cada vez mayor de los países en disminuir su dependencia del petróleo

como combustible y sus emisiones de compuestos dañinos a la atmósfera. El petróleo

constituye hoy la primera fuente de energía en el mundo pero las incertidumbres que

pesan sobre la continuidad de su abastecimiento en el tiempo motivan a los gobiernos

para encontrar otras fuentes de energía.

22

GRÁFICA 1. Reducción de CO2. Comparación de las emisiones de CO2 producidas por diferentes fuentes de biocombustibles en relación a las emisiones producidas por combustibles fósiles.

FUENTE. Venecia G. energías renovables del siglo XXI

El biodiesel puede usarse en su forma pura (B100) o en mezclas con diesel fósil que

pueden ser del 2% (B2), 5% (B5) y 20% (B20). Las propiedades del biodiesel varían de

acuerdo a la materia prima y entre las más sobresalientes y atractivas están su bio-

degradabilidad y no toxicidad, comparado con el diesel fósil.

En el cuadro 2, se registran las reducciones e incrementos de emisiones en vehículos que

operan con biodiesel producido, utilizando como materia prima soya, girasol y colza, ya

sea en forma pura o mezclado con diesel fósil.

CUADRO 2. Emisión y reducciones en vehículos que utilizan biodiesel. Comparación de la reducción de emisiones comparando diferentes calidades de biodiesel.

FUENTE: California Enviromental Protection Agency, National Biodiesel Conference. San Diego Estados

Unidos 2006.

23

El biodiesel se elabora a partir de aceites vegetales utilizando semillas, plantas o

microalgas oleaginosas y reciclando aceites usados. Los aceites vegetales son la principal

materia prima para la producción de biodiesel, razón por la cual el uso de cultivos de alto

contenido oleaginoso ha sido estudiado exhaustivamente. Los principales materiales

oleaginosos utilizados derivan de la palma, colza y soya, además del girasol, coco,

cacahuate, oliva, entre otros.

En forma general, en el cuadro 2 se presentan los rendimientos que se están

alcanzando en la producción de etanol y biodiesel con el uso de diferentes cultivos, bajo

condiciones favorables. La productividad es muy variable y dependerá de las condiciones

del clima, el suelo, la humedad, las técnicas agronómicas utilizadas, las variedades de

especies entre otros factores.

CUADRO 3. Rendimiento de etanol y biocombustibles de diferentes cultivos. Rendimiento en L/Ha en la producción de biodiesel y etanol de cultivos agrícolas, en comparación con cultivos de microalgas.

FUENTE: Instituto Interamericano de Cooperación a la Agricultura. IICA. 2007. www.ica.int

El empleo de biodiesel ha estado creciendo en todo el mundo, como se puede

observarse en la gráfica 2, extraído del documento Perspectivas para el biodiesel en

Centroamérica: Costa Rica, El Salvador, Guatemala y Honduras elaborado por CEPAL

en el año 2007. Este crecimiento ocurre de forma diferente en cada país debido a las

24

condiciones económicas locales, las definiciones de políticas públicas, las decisiones

acerca de impuestos y tasas, la disponibilidad de tierras y otros factores que favorezcan la

producción.107

GRÁFICA 2. Producción mundial de biodiesel. Porcentajes de la producción de biodiesel por los principales países productores.

FUENTE: Basado en datos del European Biodiesel Board.

En Guatemala el Biodiesel ha tenido un desarrollo incipiente fundamentalmente la

materia prima utilizada ha sido Jatropha curcas y Palma africana (Elaeis guineensis),

actualmente se están haciendo esfuerzos con los aceites reciclados, en el país es necesaria

una Política Nacional de Biocombustibles y es uno de los retos para el Ministerio de

Energía y Minas en el periodo 2008-2015.

La palma africana hasta el año 2006 era cultivada en 31,000 hectáreas de terreno,

según información obtenida del Banco de Guatemala. Según datos del Ministerio de

Agricultura y Ganaderia y Alimentacion (MAGA), la participación porcentual de los

Departamentos en la producción es de: 43% en Izabal, 23% en San Marcos, 23% en el

Petén y 8% en Escuintla. La empresa referente de la cual se tiene mayor información es

Biocombustibles de Guatemala, ubicada en Ciudad de Guatemala con capacidad instalada

hasta 3000 galones /día. El biodiesel ya producido fue empleado en vehículos propios

(B100), en una flota de camiones (mezcla B10), y probado en calderas que trabajan en

ambientes cerrados, hornos de panaderías y generadores eléctricos estacionarios. La

materia prima principal hasta ahora es el aceite usado pues no existe producción

suficiente de Jatropha. Según el representante de la empresa, alrededor del 80% del

25

biodiesel producido fue originado de aceites usados y alrededor del 20% de Jatropha

curcas. (Ribeiro Gallo, 2007)

En Guatemala existe la Asociación de Combustibles Renovables (ACR) y está

formada básicamente por productores de caña de azúcar sin embargo consideran

necesario que el biodiesel se introduzca en la matriz energética de Guatemala a mediano

o a largo plazo.

A corto plazo, la ACR ve problemas con los precios del aceite de palma y dificultad

para la obtención de otras materias primas en cantidades necesarias para introducir en el

mercado el uso de biodiesel. La Asociación defiende que se empleen especies

oleaginosas que no sean propias para alimentación y que se empleen tierras menos

valorizadas y sin producción.

El biodiesel es una oportunidad para fortalecer el sector agrícola pero a la vez

representa un riesgo para los sectores más vulnerables al acceso de alimentos. El elevado

costo de la materia prima, que contribuye del 50 al 90% del precio de producción del

biodiesel, ha obstaculizado la comercialización del biocombustible, motivo por el que se

ha propuesto el uso de aceites de desecho y de grasas animales, alternativa que no ha sido

satisfactoria a causa de los gastos adicionales necesarios para el refinamiento y la

transesterificación del material.

La obtención de biodiesel a partir de plantas oleaginosas (comestibles y no

comestibles) está limitada por varios inconvenientes tales como los largos periodos de

producción agrícola, el rendimiento lipídico restringido (menor al 5% del peso seco

total), la dependencia a las condiciones climáticas, la ubicación geográfica, la fertilidad

de los suelos, la variedad cultivada y principalmente la extensa superficie de cultivo

requerida y el enorme volumen de agua necesario para el riego.

La sustentabilidad de la industria del biodiesel requiere de materias primas alternas

que permitan operar continuamente y superar las limitaciones señaladas una alternativa

prometedora es la obtención de aceites a partir de cultivos de microalgas.

26

En la actualidad existe en los medios de información masiva la difusión sobre una

nueva fuente de energía; la biomasa de microalgas cultivadas para la obtención de

biodiesel, creando expectativas sobre una posible solución a corto plazo para los

problemas que ocasionan los biocombustibles a partir de aceites comestibles y no

comestibles o una solución a la sustitución de combustibles fósiles.

La producción de biodiesel a partir de microalgas no es una solución a corto plazo, sin

embargo puede ser esta una alternativa a futuro, de tal forma que se hace necesaria la

investigación en Guatemala de las diferentes especies de microalgas con potencial

energético y desarrollar una metodología sistemática que enriquezca el conocimiento

técnico-científico sobre el cultivo de microalgas para la producción de biocombustibles.

El cultivo de microalgas es una actividad que se realiza en la acuicultura (cultivo de

especies acuáticas vegetales y animales en medios naturales y artificiales), el tratamiento

de aguas residuales, la obtención de sustancias químicas finas, la producción de

farmacéuticos, más de 60 años avalan las diferentes técnicas que se utilizan en el cultivo

de las microalgas de distintas especies, de tal forma que el cultivo de microalgas no es un

tema de investigación reciente. No obstante debido a las crisis de carácter político y

económico de los combustibles fósiles, incremento de los precios del petróleo y

calentamiento global como consecuencia de la acumulación de gases de invernadero, el

panorama para la producción de bioenergía a partir de microalgas entre otras es alentador

y promete ser una solución bio-energética.

27

I.2.2 Justificación

I.2.2.1 Ventajas

Las microalgas son un conjunto heterogéneo de microorganismos fotosintéticos

unicelulares procariontes (cianobacterias) y eucariontes, que se localizan en hábitats

diversos tales como aguas marinas, dulces, salobres, residuales, bajo un amplio rango de

temperaturas, pH y disponibilidad de nutrientes; se les considera responsables de la

producción del 50% del oxígeno y de la fijación del 50% del carbono en el planeta. Su

biodiversidad es enorme, se han identificado alrededor de 40,000 especies aunque se

estima que existen más de 100,000, de las cuales con frecuencia se desconoce su

composición bioquímica y metabolismo. Las microalgas se clasifican de acuerdo a varios

parámetros tales como pigmentación, ciclo de vida, morfología y estructura celular. Las

especies estudiadas para aplicaciones biotecnológicas corresponden a las algas verdes y a

las diatomeas.

El uso de lípidos microalgales para la producción de biodiesel es una tecnología

prometedora dadas las ventajas que ofrece en contraste con las plantas oleaginosas

comestibles o no comestibles, tales como: mayor eficiencia fotosintética, mayor

eficiencia en la asimilación de nutrientes, periodos cortos de producción sostenida

durante todo el año debido a los crecimientos exponenciales de las microalgas. Los

cultivos microalgales son independientes de la estacionalidad inherente a los cultivos

agrícolas y de la fertilidad del suelo, condición que posibilita prescindir de herbicidas y

pesticidas y además, permite emplear territorios marginales e inclusive zonas no aptas

para la agricultura, ganadería, industria y turismo.

Asimismo, en contraste con los cultivos tradicionales, requieren de menores

cantidades de agua y son flexibles ante el tipo y la calidad de ésta, por lo que prosperan

convenientemente tanto en aguas marinas, como dulces, salobres y residuales.

Igualmente, el contenido oleaginoso y el perfil de composición lipídica de las microalgas,

puede ser controlado en función de las condiciones de cultivo, principalmente mediante

la limitación de nutrientes.

28

Una aplicación a largo plazo de esta tecnología es que puede ser acoplada al reciclaje

del CO2 liberado en las emisiones industriales, especialmente por las plantas

termoeléctricas. Una ventaja adicional se encuentra en la posibilidad de obtener

subproductos (biomasa residual compuesta por: proteína, carbohidratos o biogás a partir

de un tratamiento anaerobio.) a partir de la biomasa microalgal residual una vez que los

lípidos han sido extraídos. Inclusive, resulta factible el empleo de algunos de estos

residuos en la alimentación animal y en la producción de fertilizantes o de otros

biocombustibles.

El lago Amatitlán es un foco de crecimiento continuo de microalgas debido a los altos

índices de contaminación que presenta, una densa capa de color verdoso cubre la

superficie del lago y resta atractivo desde el punto de vista turístico. La evaluación del

potencial energético de las diferentes especies que habitan en el lago se hace necesaria

contribuyendo de esta forma a brindar una posible solución que ayude a la

descontaminación de este cuerpo de agua dulce.

Disminuyendo los niveles de contaminantes se consigue la reducción absoluta de las

cianobacterias así como otras especies de microalgas que se han dispersado a lo largo y

ancho del lago y que por su alta densidad han alterado el equilibrio ecológico de todo su

entorno. Se logra un restablecimiento de la calidad del agua la cual paulatinamente se

volverá más apta para ser usada para su consumo en actividades que hasta ahora no es

posible realizar con ese recurso hídrico. Además con la recuperación de la calidad del

agua se puede recuperar o introducir especies de peces en el lago que de manera

supervisada puedan aumentar la diversidad y contribuir con el restablecimiento del lago.

Al existir nuevamente condiciones adecuadas en el lago para el desarrollo de

especies de peces se abre la brecha para que la industria pesquera pueda empezar a

explotarlos siempre y cuando sea de manera sustentable.

Con la participación mancomunada de todas las partes en el proceso de

descontaminación se logra crear una conciencia en los sectores o zonas de impacto

directo a fin de que partiendo de lo hecho, se pueda continuar manejando los recursos

hídricos así como los desechos de manera que no puedan alterar las condiciones del lago

nuevamente.

29

El desarrollo de sistemas de manejo de aguas residuales provenientes de la actividad

industrial puede ser un punto de partida para que muchas empresas se puedan interesar

por impactar positivamente en el manejo sustentable de los recursos hídricos que

alimentan al lago y de esa manera ganar un reconocimiento de parte de la sociedad en

general.

El desarrollo de técnicas para la descontaminación se convierte en la puerta para que

se investiguen y empleen metodologías que en el futuro se puedan implementar en otros

sectores para los mismos fines; igualmente estas técnicas se pueden perfeccionar con el

pasar de los años ya que con seguridad siempre surgirán pequeños proyectos o ensayos a

escala de laboratorio o escala piloto que como ya se menciono antes puedan ser

mejorados y escalados para aplicaciones de más envergadura.

I.2.2.2 Desventajas

En Guatemala, el ecosistema más afectado por la contaminación industrial es la

cuenca del lago Amatitlán, que recibe una descarga de 46.68 m3 por minuto de desechos

líquidos provenientes de la zona urbana industrial vecina. Lograr la descontaminación

total del lago a partir de esta investigación es ilusorio, sin embargo se pueden sentar las

bases de procesos metodológicos sistematizados para que en un corto plazo se pueda

mejorar y llevar a una escala mayor un proceso de descontaminación parcial o total del

lago.

En este tipo de investigación donde los procesos biotecnológicos son fundamentales se

hace necesaria utilizar tecnología precisa y apropiada. El equipamiento puede ser un

factor limitante en esta investigación y los altos costos del mismo.

Un problema que se puede arrastrar cuando se desarrolla este tipo de proyecto es que

se deben emplear técnicas así como tecnología probada y que garantice la recuperación

del ecosistema en todo su conjunto sin afectar a terceros para obtener los resultados

deseados; cuando se habla de terceros nos referimos a especies de flora o fauna que

podrían verse afectados por alguna metodología que pretenda recuperar algunos

elementos del lago.

30

I.3 OBJETIVOS E HIPÓTESIS

I.3.1 Objetivo General

Evaluar la pre-factibilidad técnico-económica de las potencialidades energéticas de las microalgas que contaminan el Lago Amatitlán, para la obtención de biodiesel.

I.3.2 Objetivos Específicos

a) Contribuir a la descontaminación del lago Amatitlán, evaluando la disminución de la población de las microalgas que lo contaminan.

b) Aprovechar el potencial energético de las microalgas y evaluar la obtención de aceites que permita la producción de biodiesel.

c) Evaluar las potencialidades energéticas de las especies de microalgas que se encuentran en el Lago Amatitlán como productoras de aceite.

d) Evaluar los procesos de producción y extracción de aceite a partir de microalgas

e) Instalar, evaluar e implementar un laboratorio para el manejo de las algas y su extracción de bioaceite

f) Diseñar y evaluar un sistema que permita la separación de microalgas del medio de cultivo y filtrado del lago.

g) Determinar y evaluar los procesos tecnológicos de secado de microalgas

h) Establecer los procesos tecnológicos de extracción de bioaceite a partir de microalga.

i) Determinar y desarrollar una metodología sistemática que permita realizar y validar la conversión energética de bioaceite a biodiesel.

j) Divulgar a las autoridades, actores sociales e instituciones en el campo de su competencia la información obtenida de la investigación.

31

I.3.3 Hipótesis

La diversidad de especies de microalgas que habitan en el lago Amatitlán son una

fuente biológica que contienen ácidos grasos en sus estructuras y pueden utilizarse como

materia prima para la obtención de biodiesel.

1.4 METODOLOGÍA

I.4.1 Variables

I.4.1.1 Variables Dependientes

- Tasa de crecimiento celular

- Medios de cultivo

- Cultivo y producción

I.4.1.2 Variables Independientes

- Tiempo de crecimiento de la población de microalgas

- Especies de microalgas oleaginosas aisladas

I.4.2 Indicadores

a. Análisis físico-químico del cuerpo de agua.

b. Evaluación del crecimiento de microalgas en medio de cultivo.

c. Aislamiento e identificación de microalgas oleaginosas

d. Graficas de crecimiento de las especies aisladas

e. Filtración y floculación de las especies aisladas

f. Evaluación del perfil de ácidos grasos de las especies

g. Prueba de extracción de aceite

h. Prueba de conversión de aceite a biodiesel.

32

I.4.3 Estrategia Metodológica

I.4.3.1 Población y Muestra

a) Población

Parte Oeste del lago Amatitlán. En esta parte se ubica la playa pública del lago, recibe

toda la contaminación que viene de la región sur de la capital y de la cuenca del Río

Villalobos. El agua de la misma porción del lago es drenada al Río Michatoya.

b) Muestra

Se realizaron 4 visitas al lago para identificar los puntos de muestreo. La selección de los

puntos corresponde a una muestra no probabilística, se considero el trabajo que realiza el

departamento técnico de AMSA y la observación directa de la calidad y color de la

superficie del cuerpo de agua.

I.4.3.2 Método

El estudio central de este proyecto se ha llevado a cabo, básicamente, en las

instalaciones del Instituto de Investigación y Desarrollo de la Universidad Galileo. A

continuación se detalla cada una de las etapas de la investigación:

a) Selección de los Puntos de Muestreo

Los puntos de muestreo fueron seleccionados en base a la observación de características

macroecológicas que producen variaciones en la calidad del agua y, por lo tanto, en la

diversidad y abundancia de especies de microalgas que pueden ser sustentadas y

encontrada en los muestreos. Las características principales en que se basó la selección

fueron las siguientes: la distancia a la desembocadura del afluente contaminante (Río

Villalobos), el aislamiento producido por accidentes geográficos como bahías, las

variaciones locales de temperatura ocasionadas por fuentes geotérmicas. Tomar en cuenta

la influencia de factores físicos del ecosistema es importante si lo que se desea es

encontrar la mayor diversidad de especies, las cuales pueden ser aisladas, cultivadas y

evaluadas en el laboratorio en relación a la producción de aceites fijos. La distancia entre

el efluente contaminante y los puntos de muestreo es un factor que se puede asociar con

33

la variación de la composición química del agua. El volumen de agua que se encuentra

entre el efluente y un punto de muestreo determinado, actúa como una planta de

tratamiento de agua que absorbe parte de los nutrientes, transformando las condiciones

químicas del agua. De este modo es en los sitios más alejados del efluente donde las

condiciones habrán cambiado en mayor porcentaje.

b) Colecta de fitoplancton

Se visitó cada punto de colecta en el Lago de Amatitlán, a cada uno de los cuales se llega

por lancha. Se utilizó una lancha provista por AMSA para accesar a todos los puntos de

muestreo. Para realizar las colectas se contó con redes de plancton, recipientes para

almacenar las muestras, lugol fuerte, hielera con hielo, y otros implementos menores. Las

muestras se obtuvieron por barrido de la red de plancton justo por debajo de la superficie

del agua, navegando a baja velocidad. Cada muestra se almacenaba en un recipiente de

250 ml apropiadamente rotulado cuando se observaba una cantidad significativa de

fitoplancton colectado en el recipiente contenedor de la red de plancton. Se colectaban

dos muestras por cada punto de muestreo, una de las cuales era fijada con lugol para su

preservación y posterior observación. La otra se mantuvo conservada en una hielera fría

para ser cultivada en soluciones de enriquecimiento y poder realizar los aislamientos por

micromanipulación.

FIGURA 2. Identificación de los puntos de muestreo. Se muestra la localización

geográfica donde se realizaron los muestreos de fitoplancton.

FUENTE: www.google.es/intl/es/earth/index.h

34

CUADRO 4. Resumen de puntos de muestreos en El Lago de Amatitlán y coordenadas. Se muestra cada punto de muestreo con la distancia media entre este y el punto de referencia (Playa Pública), sus coordenadas geográficas y algunas observaciones particulares.

Punto estratégico de monitoreo *Distancia media Observaciones:

1. Playa Pública 0 km Es el punto de partida para los monitoreos permanentes.

2. Rio Michatoya 0.35 km El agua del lago sale a través del río Michatoya, utilizado para generación por una hidroeléctrica, en este lugar hay un crecimiento acelerado de microalgas.

3. Caballo 2.84 km Es un punto aislado, no tiene acceso por tierra, en este lugar hay crecimiento de microalgas fundamentalmente diatomeas.

4. Río Villalobos 4.00 km Sus aguas registran altos índices de contaminación, por las descargas domiciliares e industriales de la zona metropolitana.

5. Bahía Playa de Oro 5.00 km Es un punto aislado del lago. No tiene acceso por tierra y sus condiciones físicas son adecuadas para el crecimiento de microalgas.

Sitio Nombre

Coordenadas Geográficas

Altura

Norte Oeste

Grados Minutos Segundos Grados Minutos Segundos

1 Playa Publica 14 29 21.2 90 36 38.3 1200

2 Rio Michatoya 14 29 25.47 90 36 48.79 1200

3 El Caballon 14 28 48 90 34 52.8 1200

4 Río Villalobos 14 28 44.09 90 34 30.94 1200

5 Bahía Playa de Oro 14 29 14.1 90 34 15.2 1200

Fuente: www.google.es/intl/es/earth/index.html

c) Identificación de microalgas

La identificación de las especies de microalgas se realiza mediante la observación en

microscopio óptico de las muestras de fitoplancton. Se utilizan claves dicotómicas para

algas dulceacuícolas, entre ellas las publicaciones de Bellinger (2010) y Prescott (1954).

Además se utiliza de referencia publicaciones en sitios de internet para acercarse a la

taxonomía de las especies, principalmente Guiry et al (2011) (www.algaebase.org),

35

además de Silva (2009), FytoPlankton.cz (2011), The Royal Botanic Gardens & Domain

Trust (2011), Wagner (2011), y Oyadomari (2011). Se toman fotografías de cada especie.

Se observan también los cultivos de enriquecimiento durante los días siguientes para

buscar especies que no hayan sido detectadas en las muestras originales. Los especímenes

de microalgas fueron fotografiados para preparar un catálogo de especies de microalgas

del Lago de Amatitlán, en relación a los puntos de muestreo. Estas se tomaron durante la

identificación de microalgas y durante el monitoreo de los cultivos en soluciones de

enriquecimiento. Se han utilizado como referencia para la identificación de las especies

cuando esta no se ha logrado durante los períodos de observación al microscopio.

d) Medios de Cultivo

Un medio de cultivo provee al organismo de interés los nutrientes minerales y orgánicos,

y el sustrato necesario para su reproducción y desarrollo.

e) Selección de Medios de Cultivo

Se seleccionaron los medios de cultivo que serían utilizados en base al libro “Algal

Culturing Techniques” (Andersen, 2005). Se escogieron los siguientes medios de cultivo:

Medio Chu #10 (Chu, 1942), Medio Chu #10 Fuerza Media (Nalewajko y O’Mahony,

1989), Medio COMBO (Kilham et al., 1998), Medio Fraquil (Morel et al., 1975) y Medio

WC (Guillard y Lorenzen, 1972).

f) Preparación de Soluciones Madre.

Se prepararon las soluciones madre de minerales requeridas para los medios de cultivo

Chu# 10, Chu # 10 Fuerza Media, Combo, Fraquil y WC. Estas soluciones incluyen

macronutrientes, micronutrientes (metales traza) y vitaminas. Las soluciones madre para

cada medio de cultivo se prepararon mediante el siguiente procedimiento:

• Se limpió la superficie para trabajar y se reunió el equipo y los reactivos a utilizar,

incluyendo balanza digital, hornilla con agitador magnético, cajas de Petri plásticas,

balones aforados de 500 ml, frascos de vidrio de 500 ml y 240 ml, embudo de vidrio,

probetas de 500 y 250 ml, agitadores magnéticos, espátula de acero inoxidable y agua

desmineralizada.

36

• Se requirió de la receta de cada medio de cultivo para conocer la concentración de

cada solución madre a preparar. Se prepararon las soluciones de un reactivo para todos

los medios de cultivo, partiendo desde la más concentrada hasta la menos concentrada,

Fue utilizada la de mayor concentración para preparar las siguientes, soluciones

posteriores:

C1V1=C2V2 ;

Donde C1 es la concentración más alta y C2 es la concentración deseada después de la

dilución, V1 es el volumen requerido de la solución inicial (C1) para preparar el volumen

de solución V2, que es el volumen del balón aforado.

• Se taró la balanza digital con la tapadera de una caja de Petri que serviría para

contener los reactivos a pesar.

• Se agregó el reactivo a pesar por pequeñas cantidades, dentro de la caja de Petri sobre

la balanza hasta llegar al peso requerido para preparar 500 ml de solución.

• Se colocó el volumen de reactivo pesado en un beaker de 100 ml para ser diluido con

una pequeña cantidad de agua, después de lo cual se trasladó al balón aforado a través

de un embudo. Se lavó el beaker con suficiente agua desmineralizada para verter los

residuos de reactivo.

• Se colocó un agitador magnético dentro del balón aforado y se inició la agitación sobre

la hornilla con agitador, agregándose más agua a medida que el reactivo se iba

disolviendo, completando en la línea de aforo al disolverse completamente.

• Se sacó el agitador magnético valiéndose de otro de mayor tamaño para atraerlo

magnéticamente hasta la boca del balón aforado.

• Se completó el volumen aforando con una pileta con agua desmineralizada.

• Se tapó el balón y se agitó con el brazo.

La solución se vertió en un recipiente de vidrio de 500 ml etiquetado con la información

del reactivo contenido, la concentración y el medio de cultivo para el cual está indicado.

• Se realizaron los cálculos para conocer el volumen requerido de la primera solución

para la preparación la siguiente, de una menor dilución, en caso que otro medio de

cultivo la requiriera.

37

• Utilizando pipetas volumétricas se midió y vertió el volumen requerido de la solución

inicial dentro del balón aforado.

• Se aforó con agua desmineralizada para completar la concentración deseada.

• Se procedió de la misma manera en caso que hubiera necesidad de preparar otra

solución de menor dilución para otro medio de cultivo.

• Las soluciones de macronutrientes se almacenaron en frascos de vidrio transparente de

500 ml en refrigeración.

• Las soluciones de micronutrientes se almacenaron en frascos de vidrio ámbar de 240

ml en refrigeración.

g) Preparación de Medios de Cultivo

Los medios de cultivo se prepararon utilizando las soluciones madre de macronutrientes,

micronutrientes y vitaminas. Para la preparación de un litro de medio de cultivo se utilizó

agua desmineralizada y los volúmenes de soluciones madre indicados en las recetas

presentadas en las tablas 5, 6,7, 8 y 9. El medio de cultivo se sirvió en frascos de 500 ml

y se esterilizó en autoclave durante 45 minutos. La solución de vitaminas, en los casos

requeridos, se agregó posteriormente a la esterilización para evitar su desnaturalización.

CUADRO 5. Medio de cultivo CHU # 10. Receta química para la preparación de

soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.

Compuesto Solución Madre Volumen Concentración final en el medio (M)

(NO3)2 40.0 gr/Lt H2O 1 ml 2.44 * 10-4

K2HPO4 5.0 gr/Lt H2O 1 ml 2.87 * 10-5

MgSO4 · 7H2O 25.0 gr/Lt H2O 1 ml 1.01 * 10-4

Na2CO3 20.0 gr/Lt H2O 1 ml 1.89 * 10-4

Na2SiO3 25.0 gr/Lt H2O 1 ml 2.05 * 10-4

FeCl3 0.8 gr/Lt H2O 1 ml 4.93 * 10-6

FUENTE: Andersen, 2005.

38

CUADRO 6. Medio de cultivo CHU # 10 Fuerza Media. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.


Ca(NO3)2 20.0 gr/Lt H2O 1 ml 1.22 * 10-4

K2HPO4 2.5 gr/Lt H2O 1 ml 1.44 * 10-5

MgSO4 · 7H2O 12.5 gr/Lt H2O 1 ml 5.07 * 10-5

Na2CO3 10.0 gr/Lt H2O 1 ml 9.43 * 10-5

Na2SiO3 12.5 gr/Lt H2O 1 ml 1.02 * 10-4

FeCl3 0.4 gr/Lt H2O 1 ml 2.47 * 10-6

Solución de elementos traza

Ver receta 1 ml ------------------

Solución de vitaminas Ver receta 1 ml ------------------


H3BO3 2.48 gr/Lt H2O 4.01 * 10-8

MnSO4 · H2O 1.47 gr/Lt H2O 8.70 * 10-9

ZnSO4 · 7H2O 0.23 gr/Lt H2O 8.00 * 10-10

CuSO4 · 5H2O 0.10 gr/Lt H2O 4.01 * 10-10

(NH4)6Mo7O24 · 4H2O

0.07 gr/Lt H2O 5.66 * 10-11

Co(NO3)2 · 6H2O 0.14 gr/Lt H2O 4.81 * 10-10

Solución de Vitaminas

Tiamina --------- 50 mg 1.48 * 10-7

Biotina 2.5 1 mL 1.02 * 10-8

Cianocobalamina 2.5 1 mL 1.84 * 10-9

FUENTE: Andersen, 2005

39

CUADRO 7. Medio de cultivo COMBO. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.


NaNO3 85.01 gr/Lt H2O 1 ml 1.00 * 10-3

CaCl2 · 2H2O 36.76 gr/Lt H2O 1 ml 2.50 * 10-4

MgSO4 · 7H2O 36.97 gr/Lt H2O 1 ml 1.66 * 10-4

NaHCO3 12.60 gr/Lt H2O 1 ml 1.50 * 10-4

Na2SiO3 · 9H2O 28.42 gr/Lt H2O 1 ml 1.00 * 10-4

K2HPO4 8.71 gr/Lt H2O 1 ml 5.00 * 10-5

H3BO3 24.00 gr/Lt H2O 1 ml 3.88 * 10-4

KCl 7.45 gr/Lt H2O 1 ml 1.00 * 10-4


Ver receta 1 ml ---------------------

Solución de vitaminas

Ver receta 1 ml ---------------------

Solución de Elementos Traza

Na2EDTA · 2H2O --------------------- 4.36 g 1.17 * 10-5

FeCl3 · 6H2O --------------------- 1.00 g 3.70 * 10-6

CuSO4 · 5H2O 1.0 gr/Lt H2O 1 ml 4.01 * 10-9

ZnSO4 · 7H2O 22.0 gr/Lt H2O 1 ml 7.65 * 10-8

CoCl2 · 6H2O 12.0 gr/Lt H2O 1 ml 5.04 * 10-8

MnCl2 · 4H2O 180.0 gr/Lt H2O 1 ml 9.10 * 10-7

Na2MoO4 · 2H2O 22.0 gr/Lt H2O 1 ml 9.09 * 10-8

H2SeO3 1.6 gr/Lt H2O 1 ml 1.24 * 10-8

Na3VO4 1.8 gr/Lt H2O 1 ml 9.79 * 10-9


Tiamina --------------------- 100 mg 2.96 * 10-7

Biotina 0.50 gr/Lt H2O 1 ml 2.05 * 10-9

Cianocobalamina 0.55 gr/Lt H2O 1 ml 4.06 * 10-10


40

CUADRO 8. Medio de cultivo WC. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.


Glicilglicina (buffer)

---------------- 500 mg 3.78 * 10-3

NaNO3 85.01 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-3

CaCl2 · 2H2O 36.76 gr/Lt H2O 1 ml 2.50 * 10-4

MgSO4 · 7H2O 36.97 gr/Lt H2O 1 mL 1.50 * 10-4

NaHCO3 12.60 gr/Lt H2O 1 ml 1.50 * 10-4

Na2SiO3 · 9H2O 28.42 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-4

K2HPO4 8.71 gr/Lt H2O 1 ml 5.00 * 10-5


Ver receta 1 ml ---------------------

Solución de vitaminas

Ver receta 1 ml ---------------------


Na2EDTA · 2H2O ------------------- 4.36 g 1.17 * 10-5

FeCl3 · 6H2O ------------------- 3.15 g 1.17 * 10-5

CuSO4 · 5H2O 10.0 gr/Lt H2O 4.01 * 10-8

ZnSO4 · 7H2O 22.0 gr/Lt H2O 7.65 * 10-8

CoCl2 · 6H2O 10.0 gr/Lt H2O 4.20 * 10-8

MnCl2 · 4H2O 180.0 gr/Lt H2O 9.10 * 10-7

Na2MoO4 · 2H2O 6.0 gr/Lt H2O 2.48 * 10-8

H3BO3 ------------------- 1.00 g 1.62 * 10-5


Tiamina 100 mg 2.96 * 10-7

Biotina 0.5 1 mL 2.05 * 10-9



41

CUADRO 9. Medio de cultivo Fraquil. Receta química para la preparación de soluciones madre y los volúmenes requeridos para un litro de medio de cultivo.


CaCl2 · 2H2O 36.80 gr/Lt H2O 1 mL 2.50 * 10-4

MgSO4 · 7H2O 37.00 gr/Lt H2O 1 mL 1.50 * 10-4

NaHCO3 12.60 gr/Lt H2O 1 mL 1.50 * 10-4

Na2SiO3 · 9H2O 3.55 gr/Lt H2O 1 mL 1.25 * 10-5

NaNO3 8.50 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-4

K2HPO4 1.74 gr/Lt H2O 1 mL 1.00 * 10-5


--------------------- 1 mL ------------------------

Solución de Vitaminas --------------------- 0.5 mL ------------------------


CuSO4 · 5H2O 0.249 gr/Lt H2O 1 mL 9.97 * 10-10

(NH4)6Mo7O24 · 4H2O 0.265 gr/Lt H2O 1 mL 2.14 * 10-10

CoCl2 · 6H2O 0.595 gr/Lt H2O 1 mL 2.50 * 10-9

MnCl2 · 4H2O 4.550 gr/Lt H2O 1 mL 2.30 * 10-8

ZnSO4 · 7H2O 1.150 gr/Lt H2O 1 ml 4.00 * 10-9

Na2EDTA · 2H2O 1.860 g 5.00 * 10-6

FeCl3 · 6H2O 0.122 g 4.51 * 10-7


Tiamina ---------------------

200 mg 2.96 * 10-7

Biotina 1.0 1 mL 2.05 * 10-9


FUENTE: Andersen: 2005.

h) Cultivos de enriquecimiento.

Esta metodología tiene como objetivo mantener una provisión duradera de colonias de

microalgas que se utilizan en la fase de aislamiento. Si se utiliza más de un medio de

cultivo para cultivar cada muestra, se estimula a un crecimiento diferencial de cada

especie. Así se evalúa el efecto del medio de cultivo en la selección de especies.

Diferentes especies son favorecidas según la composición del medio de cultivo. Las

muestras de fitoplancton conservadas en agua fría son utilizadas para inocular medio de

42

cultivo Chu # 10 en frascos de vidrio de 500 ml. Cada frasco contiene cerca de 350 ml de

medio de cultivo Chu # 10 estéril, y son inoculados con 50 ml de una muestra de

fitoplancton. Se realizan cuatro repeticiones para cada muestra. Los cultivos se colocan

bajo iluminación artificial provista por lámparas dobles de luz fluorescente fría de 32W a

un fotoperíodo de 12 a 16 horas de luz. Cada frasco recibe aireación mediante una

manguera de acuario que está conectada a una bomba de acuario a través de una válvula

multiplicadora de cinco salidas, que alimenta de aire a cinco cultivos. Estos cultivos son

monitoreados cada dos días para observar la abundancia relativa de cada especie, y se

buscan especies que no hayan sido encontradas en las muestras originales.

i) Aislamiento por micromanipulación.

El aislamiento por micromanipulación es una técnica utilizada para obtener cultivos

puros de especies de microalgas seleccionadas. Es la técnica más directa para este

propósito; otras técnicas, tal como el estriado en caja de Petri y el aislamiento por

dilución son menos específicas. Esta técnica se utilizó para obtener cultivos puros de las

especies que se reproducen en los cultivos de enriquecimiento de las muestras del Lago

de Amatitlán. La técnica se inicia preparando la cámara de flujo laminar, desinfectándola

para luego introducir el material, equipo y cultivos o muestras de microalgas a utilizar. La

técnica procede de la siguiente manera. Se observa una porción de la muestra escogida al

microscopio invertido, buscando células de la especie deseada. Se toma el tubo de

micromanipulación con el capilar de punta fina y se captura la célula elegida. Se prepara

un portaobjetos con gotas de medio de cultivo estéril, y se coloca la célula capturada en

una de ellas. Se lava la célula pasándola por cada una de las gotas hasta obtener una

célula limpia. Esta célula ya puede ser inoculada en un tubo de cultivo con medio de

cultivo líquido. Se repite el proceso para obtener varios cultivos de cada una de las

especies que se desean aislar. Es necesario practicar en cada caso la técnica estéril, para

obtener cultivos puros. Los tubos de cultivo se colocan en gradillas y se mantienen bajo

iluminación a un fotoperíodo de 12 a 16 horas de luz. Los cultivos se observan cada

semana para verificar si las células se han reproducido, y si los cultivos están puros. Los

cultivos puros son subcultivados periódicamente para mantener su viabilidad.

43

j) Evaluación de tasa de crecimiento de especies aisladas

A partir de los cultivos aislados se prepararon subcultivos en tubos que se renovaron

periódicamente para asegurar la supervivencia de las cepas. Se utilizaron de tres a 5

cultivos en tubos para realizar los conteos celulares y elaborar una curva de crecimiento

de cada cepa evaluada. Los conteos se realizaron desde el día de la inoculación,

habiéndose utilizado 1 ml de cultivo para realizar los subcultivos en tubo, y se continuó

durante cuatro semanas en días alternos. El conteo se realizó con un hematocitometro de

0.1 mm de profundidad (Neubauer mejorado). Se contaron los cuatro cuadros grandes de

las esquinas de las dos cámaras, para dar 4mm2 por cada cámara. Se promedió el

resultado de cada una para obtener la densidad celular (células/volumen). Este resultado

se tabuló; se hizo un promedio entre las réplicas para producir una curva de crecimiento

hasta la etapa de muerte. El objetivo principal fue conocer la densidad celular máxima de

la cepa según condiciones de cultivo específicas. Es útil para evaluar la efectividad de los

medios de cultivo para diferentes especies.

k) Evaluación del desarrollo de cinco especies en cinco medios de cultivo.

Se establecieron cultivos de las especies Scenedesmus dimorphus, Selenastrum

capricornutum, Closterium sp., Chlorella sp. y Navicula sp. con cinco medios de cultivo

(Chu # 10, Chu # 10 Fuerza Media, Combo, WC y Fraquil) en frascos de 500 ml. Se

colocaron bajo luz artificial a un fotoperíodo de 16 horas de luz y aireación continua. Se

contó la densidad celular de cada cultivo en días alternos y se construyeron las curvas de

crecimiento para cada especie bajo cada tratamiento (medio de cultivo). A partir de los

resultados se decidió qué medio de cultivo se utilizaría para la producción de biomasa de

cada especie. Este sería el que produjera mayores densidades celulares en el menor

tiempo.

l) Producción de biomasa de cultivos puros

Se utilizaron cultivos de las especies seleccionadas (Scenedesmus dimorphus,

Selenastrum capricornutum, Closterium sp., Chlorella sp y Navicula sp., entre otras)

para inocular medio de cultivo Chu # 10 estéril en frascos de 500 ml. Se utiliza un cultivo

en tubo para cada frasco, pudiéndose inocular unos veinte frascos por especie. Estos

cultivos se mantuvieron en cultivo bajo luz artificial (lámparas dobles fluorescentes de

44

32W de luz fría) a un fotoperíodo de 16 horas y aireación constante mediante bombas de

acuario. Los cultivos se mantuvieron durante dos semanas, o el tiempo necesario para

llegar a la densidad celular máxima, antes de la etapa de estancamiento, para poder

obtener la biomasa.

Cultivos abiertos: se utilizaron cultivos puros en frasco de 500 ml como inoculo para

cultivos abiertos. Estos cultivos se establecieron en peceras esféricas de 18 Lts de

capacidad y peceras rectangulares de 36 Lts. Se preparó el medio de cultivo COMBO en

los mismos recipientes de cultivo, agregándosele las soluciones de macronutrientes,

micronutrientes y vitaminas. Se colocaron bajo iluminación artificial (luz fluorescente

32W) y aireación constante durante dos semanas. Se midió la densidad celular en días

alternos para construir sus curvas de crecimiento y conocer el momento apropiado para

cosechar, siendo este el pico de su densidad celular.

m) Obtención de biomasa seca de microalgas

La biomasa se obtuvo a partir de cultivos maduros en su máxima densidad celular. En

especies donde la biomasa se sedimenta naturalmente es apropiado permitir este proceso

para facilitar su obtención. Mientras esto ocurre se puede instalar el equipo de filtración

al vacío. Cuando los cultivos han sedimentado se procede a eliminar el exceso de agua,

dejando solo el precipitado. Se utiliza un filtro de fibra de vidrio de 1µm. Se enciende la

bomba de vacío y se inicia a verter el precipitado. Cada cierto tiempo se recoge la

biomasa húmeda, que ha formado una pasta, y se va colocando sobre un vidrio de reloj

donde, finalmente, se pesa con el residuo de agua que contiene.

45

FIGURA 3. Equipo de filtrado. Consiste en una bomba de vacío, matraz con manómetro, kitasato y embudo de filtración de acero inoxidable.

FUENTE: www.acefesa.es

En el momento de efectuar el proceso de separación se coloca el fluido en la parte

superior del embudo permitiendo que la gravedad efectué su parte llevando al liquido así

como a las partículas a hacer contacto con el filtro y de esta manera ya puede la bomba

empezar a efectuar el vacio para dejar toda la parte solida en la parte superior del filtro

mientras que el fluido succionado es depositado en un recipiente para su posterior

desecho.

En la manipulación de la bomba de vacio se debe tener mucho cuidado de no exceder

los niveles de presión de trabajo ya que ello podría ocasionar daños en el papel filtro o

finalmente la realización de un proceso de filtrado pobre.

Ahora bien, si nos remitimos a la parte correspondiente a las microalgas, se debe

señalar que este procedimiento es muy efectivo para su separación ya que al ser partículas

de orden microscópico no pueden ser manipuladas con otros métodos conocidos y el

filtrado con bomba de vacio proporciona una gama de ventajas en esta aplicación ya que

la técnica del vacío permite tanto la succión del fluido y al mismo tiempo el arrastre de

las partículas solidas hasta el filtro en donde finalmente serán manipuladas para procesos

posteriores según sea la aplicación.

46

Cuando los cultivos no sedimentan naturalmente es necesario utilizar el método de

floculación. Para esto se prepara una solución al 25% de FeSO4, la cual es agregada a los

cultivos en una proporción de 1ml por cada 100ml (floculante/cultivo). La adición de esta

sal inicia la formación de flóculos que eventualmente precipitan, en un tiempo que

depende en parte del tamaño celular. Luego se procede de la misma manera descrita

anteriormente para recuperar la biomasa y eliminar el exceso de agua.

La biomasa así obtenida es colocada sobre papel encerado y secada en un secador

solar. Es necesario reunir suficiente biomasa entre 20 y 30 gr para realizar la extracción

de los aceites mediante un aparato de extracción Soxhlet.

n) Extracción de aceites de biomasa de microalgas

Para realizar una extracción es necesario reunir entre 20 y 30 gr. de biomasa seca a partir

de cultivos monoespecíficos (de una sola especie) y triturarlos con un mortero hasta

obtener un polvo fino. Este se empaca en un disco de papel filtro de 150mm de diámetro

y se asegura con grapas, formando un cilindro que se pueda introducir fácilmente dentro

del contenedor del extractor Soxhlet.

Se procede a instalar el equipo, utilizando un sujetador universal, en el que se sujeta cada

elemento del sistema de extracción: balón de fondo plano de 250 ml, extractor Soxhlet y

condensador en espiral. Se agregan 250 ml de hexano en el balón junto con algunas

perlas de ebullición, se conecta el Soxhlet con la muestra de microalgas y se coloca sobre

este el condensador. Este sistema es sujetado por dos pinzas al poste del sujetador,

dejando el espacio necesario bajo el balón para introducir la hornilla eléctrica. A

continuación se conecta el condensador a una fuente de agua con flujo lento y continuo,

se enciende la hornilla y mantiene en ebullición lenta durante tres horas, manteniendo el

reflujo del solvente por acción del ciclo de ebullición y condensación.

El sistema se detiene cuando se ha realizado la última extracción, apagando la hornilla,

aunque manteniendo el reflujo hasta que el sistema se enfríe. Se desconectan los

elementos y se vierte el residuo de extracto del extractor Soxhlet dentro del balón. Este

extracto se puede almacenar hasta el momento en que se vaya a realizar la destilación

para la recuperación del solvente por destilación. Esta destilación puede realizarse usando

el mismo sistema sin incluir la muestra de biomasa de microalgas, extrayendo del sistema

47

el solvente recuperado cada vez que el contenedor del Soxhlet se llena de solvente, o

mediante un aparato de destilación. Se procura que el extracto permanezca diluido con

una pequeña cantidad del solvente para que pueda ser transferido del balón a un

recipiente más pequeño (como un tubo de ensayo con tapadera de rosca) con facilidad.

El extracto se analiza para evaluar las cualidades en relación a la composición de sus

ácidos grasos.

I.4.4 La Técnica Estadística

- Los datos y valores provenientes de las observaciones y experimentos son

evaluados a partir de la estadística descriptiva. Específicamente se utiliza

una distribución de frecuencias absolutas y acumuladas de datos no

agrupados, para la descripción e interpretación de los datos y valores

obtenidos de las diferentes variables que son objeto de estudio. Para ello

se emplean representaciones gráficas de diagramas de barra, ojivas y

gráficas de aritmética simple, (curvas de crecimiento).

- Se relaciona el número de casos, frecuencias y acumuladas o eventos y el

número total de observaciones para establecer una tasa o razón que

permita explicar un experimento.

I.4.5 Los Instrumentos a utilizar

I.4.5.1 Equipo:

- Acuarios esféricos de 18L

- Aparato de extracción Sohxlet (balón 250 ml, condensador, extractor)

- Autoclave tipo olla 25 lts

- Balanza digital

- Bomba de vacío

- Bombas aireadoras para acuario

48

- Cable paralelo calibre 14

- Cámara de flujo laminar horizontal clase 100

- Cámara fotográfica

- Contador de mano

- Embudo para filtración al vacío

- Estantería de metal con 4 tramos

- Gradillas para tubos de cultivo

- Hematocitómetro (Neubauer mejorado)

- Hornilla eléctrica con agitador magnético

- Lámparas para tubos fluorescentes 32W luz fría

- Mechero de alcohol

- Microscopio biológico invertido

- Microscopio óptico

- Pinzas para soporte universal

- Pipetas digitales de 10, 100 y 1000 µL

- Pipeteadores de 25 ml

- Red de plancton

- Refrigerador

- Soporte universal

- Timer

- Tubos fluorescentes 32W luz fría

- Válvulas de 5 salidas para manguera de acuario

- Vidrio de reloj

49

I.4.5.2 Material

- Algodón

- Beakers de 1Lt

- Cubreobjetos

- Filtros de fibra de vidrio 1µm, 47mm diá

- Filtros de papel Whatman No.1

- Frascos de 500 ml

- Manguera de látex para condensador

- Manguera para acuario

- Manguera Tygon 1.6 mm diá.

- Marcador permanente

- Papel aluminio

- Papel encerado

- Pipetas de 1ml, 5 ml, 10ml y 25 ml

- Pipetas Pasteur

- Portaobjetos

- Tubos capilares sin heparina

- Tubos de cultivo de 25 mm × 150 mm

I.4.5.3 Reactivos

- (NH4)6Mo7O24 · 4H2O

- (NH4)6Mo7O24 • 4H2O

- Agua desmineralizada

- Biotina

- Ca(NO3)2

50

- CaCl2 · 2H2O

- Cianocobalamina

- Co(NO3)2 · 6H2O

- CoCl2 · 6H2O

- CuSO4 · 5H2O

- Etanol 70%

- Etanol 95%

- Fe2SO4 grado industrial

- FeCl3 · 6H2O

- Glicilglicina

- H2SeO3

- H3BO3

- Hexano

- K2HPO4

- KCl

- Lugol fuerte

- MgSO4 · 7H2O

- MnCl2 · 4H2O

- MnSO4 · H2O

- Na2CO3

- Na2EDTA • 2H2O

- Na2MoO4 · 2H2O

- Na2SiO3 · 9H2O

- Na3VO4

51

- NaHCO3

- NaNO3

- Peróxido de hidrógeno

- Tiamina

- ZnSO4 · 7H2O

52

PARTE II

MARCO TEÓRICO

53

II.1 Hábitat y nicho ecológico:

El término hábitat hace referencia al lugar o ambiente natural donde vive, y donde es más

posible encontrar, un organismo o población biológica de una especie en particular. Un

individuo de la especie presentará unas adaptaciones fisiológicas, anatómicas,

morfológicas, y de comportamiento para sobrevivir y aprovechar los elementos provistos

por el hábitat. Hasta cierto punto, son las características del hábitat las que determinan

que especies que pueden habitarlo y desarrollarse exitosamente (Begon, 2006).

A diferencia del hábitat, un nicho ecológico es una idea que resume las tolerancias y

requerimientos de un organismo. Un hábitat provee muchos nichos diferentes, cada uno

con potencial para ser ocupado para diferentes especies. El nicho, por lo tanto, describe

cómo el organismo vive en su hábitat, qué elementos le afectan, y de qué forma los

aprovecha o los tolera. La temperatura, por ejemplo, limita el crecimiento y reproducción

de todos los organismos, pero diferentes organismos toleran diferentes rangos de

temperatura. Este rango es una dimensión del nicho ecológico de un organismo. La

tolerancia a rangos las condiciones de humedad relativa, pH, salinidad, intensidad

lumínica, la velocidad del viento, corriente del agua, profundidad, y sus requerimientos

de otros recursos, son otras dimensiones del nicho ecológico de una especie. El verdadero

nicho de una especie es multidimensional; es definido por las barreras que limitan dónde

puede vivir, crecer y reproducirse, siendo más un concepto que un lugar. Siendo una

localidad caracterizada por condiciones dentro de los límites para una especie dada, y

dado que este también contenga todos los recursos necesarios, entonces la especie puede,

potencialmente, existir y persistir en esta. Esto depende de dos factores adicionales.

Primero, la especie debe ser capaz de llegar a la localidad, lo que depende de su

capacidad de colonización y el grado de aislamiento de la localidad. Segundo, su

presencia puede estar determinada previamente por la acción de individuos de otras

especies que compiten con esta o la depredan. Una especie suele tener un mayor nicho

ecológico en la ausencia de competidores o depredadores que si estos están presentes.

Existen ciertas combinaciones de condiciones y recursos que permiten a una especie

mantener una población viable, pero únicamente si esta no se encuentra adversamente

afectada por sus enemigos naturales. De aquí deriva la diferencia entre un nicho

fundamental y uno realizado; el primero describe las potenciales de una especie, mientras

54

el segundo describe un espectro más limitado de condiciones y recursos que le permiten

persistir, aún en la presencia de competidores y depredadores (Begon, 2006).

II.2 Fitoplancton

El fitoplancton se define como una comunidad o comunidades de organismos diminutos,

microscópicos y fotosintéticos (microalgas, cianobacterias, flagelados heterótrofos y

otros grupos sin clorofila), que viven suspendidas en masas de agua generalmente en

reposo.

En muchas investigaciones y estudios de grandes masas de agua se emplea el fitoplancton

como indicador de calidad para el establecimiento del estado ecológico de lagos; así

como de potenciales ecológicos en embalses o pequeños ríos (Confederación

Hidrográfica del Ebro, 2005).

II.3 Contaminación

La contaminación es un cambio indeseable en las características físicas, químicas o

biológicas del ambiente natural, producido sobre todo por la actividad humana, (Travis

Wagner, 1996), en la actualidad hay pocos intentos por mejorar las eficiencia de los

procesos energéticos, esto debido a la aparente abundancia de recursos y también porque

deshacerse de los desperdicios ha resultado siempre menos costoso que mejorar la

eficiencia de un sistema. Pero a medida que disminuyen los recursos, es inevitable

avanzar hacia procesos más eficientes y, por lo tanto, hacia una menor contaminación.

La contaminación de las aguas de superficie, es la presencia de contaminantes en ríos,

arroyos, lagos y estuarios en cantidad y tiempo suficiente para perjudicar la salud humana

o el ambiente (Travis Wagner, 1996).

El agua en movimiento continuo es un rasgo sobresaliente de ríos y arroyos, en este caso

se tiene mayor posibilidad de degradar los contaminantes en forma natural, los ríos y

arroyos pueden purificarse por sí solos, en el caso de algunos contaminantes, gracias a la

descomposición natural de la materia orgánica por acción de bacterias (biodegradación),

el tiempo que tarda una sustancia en biodegradarse depende del grado de contaminación

y de las características del agua. Una corriente rápida y saturada de oxígeno, elemento

necesario para la biodegradación, se auto purifica con mayor rapidez que una corriente

55

lenta. Sin embargo, sí la carga de contaminantes aparece en todo el curso de una masa de

agua, la purificación natural se reduce por la constante adición de contaminantes a un

sistema que ya se encuentra en tensión.

FIGURA 4. Ingreso del Rio Villalobos. Desembocadura del río en el Lago de Amatitlán.

Fuente: Proyecto FODECYT 049-2009.

Los lagos son cuencas de depósito, los que reciben considerables cantidades de

contaminantes y sedimentos sufriendo cambios físicos visibles. Aunque se produce cierta

dilución de los contaminantes, éstos no se degradan o dispersan con tanta rapidez como

en el agua con corriente, pues en los lagos hay menos oxígeno y menos movimiento.

Las aguas residuales municipales que provienen de hogares y edificios púbicos se

componen principalmente de desperdicios humanos, los cuales contienen mucha materia

orgánica, nutrientes, sólidos suspendidos, gérmenes patógenos y aguas grises, además las

sustancias tóxicas utilizadas en el hogar entre ellos productos limpiadores, detergentes,

pintura y pesticidas se eliminan en el sistema de alcantarillado.

La materia orgánica es en general cualquier sustancia natural de origen animal, humano o

vegetal, cuando cantidades excesivas de materia orgánica se vierte en aguas de superficie

y se descomponen se agota la concentración de oxígeno disuelto del medio receptor, en el

caso de los lagos que no se reabastecen de oxígeno con rapidez, se convierte en una

situación crítica porque los organismos acuáticos necesitan oxígeno para sobrevivir.

56

Los nutrientes incluyen sustancias químicas, como el nitrógeno, el fósforo y el potasio.

Aunque son esenciales para el desarrollo de los organismos vivos, se le considera

contaminantes cuando se concentran en tal cantidad que provocan un crecimiento

excesivo de microalgas. La acumulación de nutrientes, sobre todo fósforo y nitrógeno,

puede ocasionar un proceso conocido como eutrofización, que es el envejecimiento

prematuro de un sistema acuático. El exceso de nutrientes propicia el crecimiento de las

microalgas que absorben el oxígeno disuelto en el agua e impiden el paso de la luz solar,

estos factores son básicos para sobrevivencia de las especies acuáticas. Cuando las

microalgas mueren por falta de oxígeno u otras causas, su descomposición reduce la

cantidad de oxígeno disuelto.

FIGURA 5. Exceso de microalgas en el Lago de Amatitlán por eutrofización de sus aguas. Algunas de las especies de cianobacterias y microalgas que proliferan en el lago.

FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.

57

FIGURA 6. Aireadores en el Lago Amatitlán para oxigenar el agua. Funcionamiento de un aireador que ayuda a contrarrestar los efectos de la eutrofización mediante la aceleración de la descomposición de la materia orgánica.


II.4 Eutrofización

La Eutrofización es el enriquecimiento en nutrientes de las aguas. Produce un

crecimiento excesivo de algas, las cuales al morir se depositan en el fondo de los ríos o

lagos, generando residuos orgánicos que, al descomponerse, consumen gran parte del

oxígeno disuelto y de esta manera pueden afectar a la vida acuática y producir la muerte

por asfixia de la fauna y flora, hasta el punto de matar el río o lago por completo. Las

algas se desarrollan cuando encuentran condiciones favorables: temperatura, sol y

nutrientes. (Ing. Mynor Romero, 2010).

Los nutrientes que más influyen en este proceso son los fosfatos y los nitratos. Los

aportes de éstos son de naturaleza muy diversa. Las aguas residuales domésticas

contienen nitrógeno y fósforo procedente, principalmente, de las deyecciones humanas y

de los productos de limpieza, mientras que algunas industrias también producen vertidos

más o menos ricos en estas sustancias. La actividad agraria es una fuente importante,

especialmente por los abonos aportados a los cultivos y los residuos originados por la

ganadería.

58

FIGURA 7. Eutrofización en el Lago Amatitlán. Afloramiento de fitoplancton propiciado por la excesiva acumulación de nutrientes.


La industria utiliza el agua principalmente para enfriar o limpiar maquinaria, procesar

materia prima o alimentos y controlar la contaminación del aire. Todas estas aplicaciones

contaminan el agua en diverso grado. En general los principales contaminantes que

suelen transportar las aguas residuales industriales son:

• Petróleo y grasa

• Ácidos y álcalis

• Sólidos suspendidos

• Metales pesados (plomo, cromo, níquel, mercurio)

• Sales

• Detergentes

• Solventes halogenados

• Cianuro

• Materia Orgánica

• Nutrientes

• Gérmenes patógenos

• Plásticos

59

• Sustancias químicas orgánicas diversas

• Calor

(Agencia de protección ambiental APA, 1988).

Estas aguas afectan a los organismos acuáticos, causando envenenamiento de estos. La

reglamentación de las aguas negras industriales ha exigido en los últimos años a la

industria que trate adecuadamente el agua utilizada. El método empleado para tratar las

estas aguas depende del contaminante y del proceso industrial, entre los métodos de

tratamiento figuran:

a. La aireación: consiste en inyectar aire al agua o rociar esta en el aire. Se aplicar

para suprimir las sustancias orgánicas volátiles que se evaporan con rapidez al

airear el agua.

b. La sedimentación: consiste en añadir un coagulante químico para que los

contaminantes se aglutinen y se asienten en el fondo de un depósito.

c. La neutralización consiste en agregar cal y otras sustancias químicas para elevar o

abatir el pH de las aguas residuales.

d. La filtración utiliza filtros para separar tanto las partículas grandes como las

micropartículas. Los filtros pueden consistir en coladores, arena o membranas

sintéticas.

II.5 Microalgas

II.5.1 Ficología

Ficología es el estudio de las algas, término derivado del griego “phykos” que significa

monte marino. La ficología estudia las algas, un amplio grupo de organismos

fotosintéticos, desde las microscópicas diatomeas cuyos esqueletos poseen intrincados

patrones y variaciones estructurales, a las enormes kelps que proliferan en los océanos

fríos de latitudes norte. Su diversidad les ha permitido ser exitosas en un rango amplio de

hábitats. Las algas forman la base de las redes tróficas marinas y dulceacuícolas (Lee,

2008).

60

II.5.2 Biología y Ecología

Las algas son talofitas (plantas que carecen de raíces, tallos y hojas) que poseen clorofila

a como su principal pigmento fotosintético, y carecen una cubierta estéril de células

alrededor de sus células reproductivas. La definición abarca grupos biológicos que no

están cercanamente emparentadas (Lee, 2008).

Estas son principalmente acuáticas, ya sean marinas, salobres o dulceacuícolas, aunque

también las hay terrestres, litofíticas, las que crecen en la nieve, en aguas termales y las

que forman asociaciones simbióticas con hongos, llamadas líquenes. Estos organismos

son los productores primarios de la red trófica en la mayoría de hábitats acuáticos,

produciendo materia orgánica a partir de la luz del sol, dióxido de carbono y agua.

Además, forman el oxígeno necesario para el metabolismo de los organismos

consumidores (Lee, 2008).

Dos tipos básicos de células se pueden encontrar entre los diferentes grupos de algas,

procariotas y eucariotas. El primer tipo se encuentra únicamente en cianobacterias, y se

caracterizan por la ausencia de plástidos, mitocondrias, núcleo, aparatos de Golgi y

flagelos. El resto de grupos de algas si poseen organelos (Lee, 2008).

Las algas son talofitas (plantas que carecen de raíces, tallos y hojas) contienen clorofila a

como su pigmento fotosintético principal. Esta definición incluye a un gran número de

formas vegetales que no están cercanamente relacionadas. Las algas se encuentran

principalmente en el agua, ya sea en cuerpos marinos, salobres o dulceacuícolas. Sin

embargo, también se pueden encontrar en medios terrestres y en asociación con hongos

para formar líquenes.

Estas cumplen la función ecológica de ser productores primarios en la red trófica,

produciendo materia orgánica a partir de luz solar, dióxido de carbono y agua. Las hay

dentro del dominio de las procariotas así como las eucariotas. Las primeras se

caracterizan por ausencia de organelos membranosos, tal como plástidos, mitocondrias,

núcleo, aparato de Golgi y flagelos. Las algas eucariotas si poseen organelos. En

referencia a su tamaño se han clasificado como microalgas y macroalgas. Entre las

primeras se encuentran especies unicelulares solitarias, filamentosas y coloniales, no

poseyendo una marcada diferenciación de tejidos, aunque si diferenciación de células

61

reproductivas en el caso de especies con reproducción sexual. Estas son distinguibles

únicamente bajo observación microscópica. Las macroalgas si poseen diferenciación de

tejidos, entre vegetativos y sexuales, y son de mayor tamaño, variando desde unos

milímetros a varios metros de longitud (Lee, 2008). Las especies más estudiadas para

aplicaciones como biocombustibles son las Chlorophyta (Algas Verdes) y las

Bacillariophyta (Diatomeas) (Sheehan et al, 1998).

II.5.3 Chlorophyta (Algas Verdes)

Chlorophyta, las algas verdes, constituye el grupo más diverso de algas, con más de

7,000 especies que habitan gran variedad de hábitats. Las algas verdes contienen dos

formas de clorofila, que utilizan para capturar la energía de la luz y utilizarla para

fabricar azucares. A diferencia de las plantas, estas son principalmente acuáticas (Speer,

2006). Las clorofíceas pueden ser unicelulares, coloniales o filamentosas; nadadoras,

flotantes o adheridas y estacionarias; las células contienen plástidos donde predomina la

clorofila, y usualmente poseen un cuerpo brillante donde almacenan almidón, el

pirenoide. En la mayoría de los casos se puede detectar el almidón mediante lugol. El

núcleo es definido aunque pequeño e inconspicuo. Su pared celular es relativamente

gruesa y definida, compuesta de celulosa y pectosa. Las células móviles o gametos

poseen de 2 a 4 flagelos de igual longitud adheridos al extremo anterior. La reproducción

se lleva a cabo mediante iso-, aniso- y heterogametos (Prescott, 1954).

Las clorofíceas o algas verdes se caracterizan por la presencia de los pigmentos

fotosintéticos clorofila a y b; forman almidón por medio de los cloroplastos, que

usualmente están asociados a un pirenoide. Las sustancias de reserva se almacenan dentro

de los cloroplastos, a diferencia del resto de algas eucariotas (Lee, 2008). La mayoría

crecen en cuerpos de agua dulce, siendo solo un 10% marinas (Smith, 1995). Son estas el

segundo grupo más abundante, especialmente en aguas continentales. Pueden ser

unicelulares o coloniales. Las reservas son el almidón (la mayoría) y algunos aceites

(Lee, 2008).

En Chlorophyta las paredes celulares están compuestas principalmente por celulosa

(Huizing et al, 1979). Entre los pigmentos, el carotenoide más común es la luteína, y en

algunas especies se encuentra y β-caroteno y astaxantina (Lee, 2008). Los mecanismos

62

metabólicos para la producción de almidones son muy similares a los de las plantas

superiores. Algunas especies unicelulares presentan manchas oculares, movimiento por

flagelos o secreción de mucílago, que utilizan para movilizarse en respuesta a la luz (Lee,

2008). La reproducción asexual se lleva a cabo por fragmentación de colonias, en las

formas más simples, generando nuevas colonias. En la reproducción sexual, el tipo de

gametos formados sigue la línea general de evolución (isogámica, anisogámica u

oogámica), siendo la reproducción oogámica la más especializada. Las clorofíceas se

clasifican en cuatro clases: Prasinophyceae: algas verdes primitivas flageladas, con

husos interzonales que persisten durante la citokinesis; Charophyceae: predominantes en

agua dulce, el fragmoplasto produce nuevas paredes después de la división, con dos

flagelos en posición lateral; Ulvophyceae: predominantemente marinas, la pared celular

se produce por un pliegue durante la división celular, con flagelos en el extremo anterior

de la celula; Chlorophyceae: predominantemente dulceacuícolas, el ficoplasto produce

una nueva pared celular en la división celular, los flagelos están adheridos al extremo

anterior de la célula (Ver Tabla I).

Existe un amplio rango de diferenciación dentro de las Chlorophyta, desde flagelados

unicelulares hasta talos multicelulares complejos, diferenciados en órganos

macroscópicos (Barsanti et al, 2006). El alga Micromonas, el organismo eucariótico más

pequeño que se conoce, mide 1 µm de diámetro, aunque la mayoría de clorofíceas

unicelulares son más grandes (Stern, 2003). El nivel de diferenciación de la organización

del talo consituye la base para la clasificación de esta división. Las Prasinophyceae son

algas móviles unicelulares cubiertas por escamas orgánicas no minerales, en las cuales no

se ha observado reproducción sexual. Chlorophyceae incluye células flageladas que

pueden estar desnudas o cubiertas por una pared celular llamada teca. Las Ulvophyceae

son organismos sésiles con células vegetativas con paredes. Exceptuando algunas

especies, sus talos son usualmente multicelulares o cenocíticos durante, por lo menos,

una parte de su ciclo de vida. Muchas especies poseen talos filamentosos microscópicos,

pero son hierbas marinas microscópicas, capaces de una diferenciación morfológica

considerable. Cladophorophyceae forma filamentos ramificados o no ramificados de

células multinucleadas con paredes periódicas. En Briopsidophyceae la organización del

talo es sifonoso, lo cual le permite formar tejidos relativamente complejos. Las especies

63

de Zygnematophyceae pueden ser cocoides o fillamentosas. En todas las

Trentepohliophyceae el talo consiste en filamentos ramificados o no ramificados con

células uninucleadas. Klebsormidiophyceae poseen formas cocoides o filamentosas

ramificadas o no ramificadas. Charophyceae tiene talos macroscópicos con niveles de

organización filamentoso y sifonoso. Dasycladophyceae posee talos sifonosos y muchas

especies con una cubierta de carbonato de calcio (Barsanti et al, 2006).

Las Chlorophytas muestran una amplia variedad en cuanto al número y disposición de

los flagelos asociados con células individuales. Los gametos son biflagelados. Estas algas

se encuentran en agua dulce, marina y hábitats terrestres. Contienen clorofilas a y b, en

las mismas proporciones a las plantas superiores, caroteno a y g, y algunas xantofilas

como pigmentos accesorios. Los cloroplastos están rodeados por un envoltorio de doble

membrana. Dentro de los cloroplastos, los tilacoides están apilados formando grana. Los

pirenoides, cuando están presentes, están embebidos dentro del cloroplasto y

comúnmente penetrados por los tilacoides. El polisacárido de reserva más importante es

el almidón, el cual se encuentra como granos dentro de los cloroplastos. También

almacenan aceites y grasas como en las plantas superiores. El componente principal de su

pared celular es la glucosamina. Las Chlorophytas son fotoautotróficas, pero existen

casos son heterotrófismo (Barsanti et al, 2006).

Las Chlorophyta se reproducen principalmente sexualmente, pero también por

reproducción asexual. La reproducción asexual ocurre por fisión binaria, fragmentación o

zoosporas. La reproducción sexual puede ser isogámica, anisogámica u oogámica. Las

especies varían entre sus fases haploides y diploides a través de su ciclo de vida. La fase

haploide forma gametos en órganos reproductores llamados gametangios; la fase diploide

forma zoosporas (móviles). Para las especies sin alternancia de generaciones la meiosis

ocurre en el zigoto, siendo este la etapa diploide de su ciclo de vida (MicrobeWiki, 2011).

Los désmidos, grupo de unas 2,500 especies de algas con formas elípticas, estrelladas o

de media luna, son principalmente flotantes y unicelulares, reproduciéndose por

conjugación. Los cloroplastos se encuentran entre los más bellos entre las algas verde

(Stern et al, 2003).

64

Las algas verdes son antiguas, sus orígenes pudiéndose datar hasta 900 millones de años

atrás. En el transcurso del tiempo el ancestro evolutivo unicelular de las algas verdes se

diversificó para formar otras especies unicelulares, además de formas multicelulares más

complejas (Plant Diversity, Gibson, 2007).

Las Prasinofitas son uno de los más antiguos linajes de algas verdes, por lo que

representan el primer grupo de algas verdes que evolucionaron. Las clorofíceas son un

grupo de cerca de 7,500 especies de algas verdes marinas, dulceacuícolas y terrestres.

Varían desde formas unicelulares flageladas como Chlamydomonas, formas filamentosas

como Oedogonium, cenobiales esféricas como Volvox, y las delicadas formas filoides

como la lechuga de mar, Ulva. Las Chlorophytas son principalmente dulceacuícolas o

terrestres, algunas creciendo en agua salobre. En el grupo se encuentran formas

unicelulares y multicelulares. Spirogyra es un género dulceacuícola que forma filamentos

multicelulares (Plant Diversity, Gibson, 2007).

Las algas verdes comparten varias características con las plantas, aunque difieren en

detalles importantes. Se cree que algas en el linaje de Chara son los descendientes

vivientes de un ancestro común compartido entre las algas verdes y las algas. Aún ante

esta evidencia se continúan clasificando las plantas y las algas verdes en grupos

taxonómicos separados (Plant Diversity, Gibson, 2007).

Las algas verdes poseen además de los pigmentos fotosintéticos ya mencionados, los

carotenoides luteína, violaxantina, neoxantina, entre otros. El metabolismo, los pigmentos

fotosintéticos y la ultraestructura muestran gran similitud con las plantas vasculares y las

briofitas. En sus orígenes, la clasificación de las Chlorophyta se basó principalmente en

el grado de desarrollo del talo y, cuando presente, el tipo de reproducción sexual. Ahora

la clasificación se basa en la ultraestructura y bioquímica comparativa. Sin embargo, la

forma del cloroplasto sigue siendo útil, al ser una estructura considerablemente

observable. En algunos géneros estos son particularmente grandes y se encuentran

solitarios o en pequeños números en cada célula (Bell et al, 2000).

Prasinophyceae: Clase que consiste principalmente de organismos planctonicos

unicelulares. No se conoce ningún tipo de reproducción sexual en este grupo. La

organización del genoma del DNA cloroplástico del flagelado Mesostigma viride es

65

notable por su similitud al genoma del ADN de las Chlorophytas y las plantas terrestres.

Esto ha conducido a sugerir que Mesostigma representa al ancestro de la línea que

evolucionó hacia las plantas que colonizaron los hábitats terrestres (Bell et al, 2000).

Chlorophyceae incluye algunos Órdenes claramente definidos. Volvocales varía desde

especies unicelulares hasta formas multicelulares únicas como Volvox, siendo la célula

biflagelada el elemento estructural común en el orden. En el género Chlamydomonas,

que incluye unas 400 especies principalmente dulceacuícolas, las células contienen un

cloroplasto en forma de cuenco que ocupa cerca del 40% del volumen de la célula, y una

o más mitocondrias. Hacia un lado se encuentra un pirenoide conspicuo, siendo este el

sitio donde se encuentra la enzima Rubisco (ribulosa bisfosfato-1,5- carboxilasa

oxigenasa), cuya actividad metabólica consiste en la fijación del CO2 a una forma

orgánica, y como oxigenasa en la fotorrespiración, siendo esta la enzima más abundante

en la naturaleza. En el cloroplasto se encuentra una mancha ocular o estigma, asociada a

rodopsina y pigmentos carotenoides. Aunque esta asiste a la fotosensibilidad, esta

propiedad no se restringe a esta estructura celular. Cada célula contiene dos vacuolas

pulsátiles que descargan su contenido a cortos intervalos, cumpliendo un papel

importante en la osmoregulación celular. Ambos flagelos están insertados en dos

hendiduras en el ápice de la célula, la porción emergente siendo como cabellos finos. La

pared celular carece de celulosa y consiste en varias capas, algunas de las cuales toman la

forma de una retícula cristalina de unidades de glicoproteína. Las azúcares que la

componen son manosa, arabinosa y galactosa (Bell et al, 2000).

Chlamydomonas se reproduce asexualmente por fisión. Los flagelos de la célula madre

son resorbidos y el núcleo se divide. La citocinesis implica la formación de un ficoplasto.

Las divisiones pueden ser sucesivas, resultando hasta en ocho células hijas o

aplanosporas. Estas secretan paredes celulares y regeneran sus flagelos de las bases

flagelares replicadas antes de ser liberadas. Cuando son cultivadas en agar estas pueden

carecer de flagelos. La reproducción sexual implica la formación y fusión de gametos.

Estos son estructuralmente similares a las células vegetativas, aunque más pequeñas. La

gametogénesis o producción de gametos pude inducirse mediante cultivos en medio

deficiente en nutrientes (especialmente nitrógeno). Las estructuras reproductivas,

66

reconocibles como áreas levemente protruidas se diferencian entre las bases de los

flagelos. La fusión de gametos morfológicamente similares (isogamia), es el método más

simple de combinar la informaciónnuclear, es característico de algunas especies de

Chlamudomonas, pero otras especies muestran anisogamia, y pocas, oogamia. En las

especies estudiadas dos cepas opuestas se aparean solamente cuando. La fusión entre dos

células ocurre en los ápices de los flatelos. Una enzima es activada que digiere la pared

celular interna, liberando a los protoplastos. A medida que las células se alinean, crece un

tubo de fertilización, desde la estructura copulatoria de la cepa + hacia la estructura de la

cepa -. Se forma un puente protoplásmico que forma entre las células y los flagelos dejan

de estar en contacto. El puente se ensancha y las células se transforman en un único

cigoto cuadriflagelado. La fusión se completa en unos 15 a 20 minutos. Los cigotos

continúan nadando y luego se sedimentan. Este proceso va acompañado por la pérdida de

los flagelos y la secreción de una pared gruesa. Con la germinación del cigoto se lleva a

cabo la meiosis, la cual produce cuatro nuevos individuos (Bell et al, 2000).

Dentro del orden Volvocales existen también colonias móviles, compuestas por células

idénticas, cada una similar en morfología a Chlamydomonas. Gonium forma un disco

aplanado de 4 o 16 células dispuestas regularmente y contenidas dentro de una rígida

matriz mucilaginosa. Pandorina consiste en 16 células cónicas dispuestas en una esfera.

En la reproducción asexual y la gametogénesis, todas las células de estas colonias se ven

implicadas simultáneamente. En Volvox existe evidencia de la coordinación de las

actividades y división del trabajo entre las células constituyentes. El organismo toma la

forma de una esfera hueca, el número de células que forman su superficie siendo siempre

una potencia de 2, lo que indica la división sincronizada durante el crecimiento. Las

células, que individualmente asemeja a Chlamydomonas, son mantenidas por mucílago.

Las células se mantienen conectadas por hebras citoplásmicas, una característica

relacionada con la coordinación de su actividad. Los flagelos ondulan al unísono,

produciendo un movimiento constante de rotación. A pesar de su simetría radial, el

organismo presenta una región frontal y una posterior, siendo al frente, más conspicuos

los estigmas (Bell et al, 2000).

67

II.5.3.1 Usos comerciales

En Australia se produce β-caroteno a partir del alga hipersalina Dunaliella salina,

cultivada en estanques masivos. El caroteno ha resultado ser altamente efectivo en la

prevención de ciertos tipos de cáncer, incluyendo el cáncer de pulmón. Algunas especies

de macroalgas, como Caulerpa, se cultivan para decoración de acuarios. El género de

algas dulceacuícolas unicelulares Chlorella se cultiva de manera acelerada en

bioreactores microbiológicos. Se puede ingerir en forma de tabletas o cápsulas, o

agregada a alimentos. Esta incrementa el valor nutricional de la dieta humana (Guiry,

2011).

Chlorella es un alga muy fácil de cultivar, lo que la hace un organismo predilecto para la

investigación científica. Se ha utilizado para estudiar la fotosíntesis y la respiración,

además de su importante potencial en la nutrición humana. Se ha mostrado interés en las

aplicaciones de esta alga en la creación de sistemas cerrados auto-perpetuados para la

producción de alimento y regeneración del oxígeno en naves espaciales (Stern et al,

2003).

68

CUADRO 10. Clasificación taxonómica. Especies de algas verdes (Chlorophyta) identificadas y aisladas a partir de los muestreos realizados en el Lago de Amatitlán.

Chlorophyta (Algas Verdes):

Chlorella vulgaris

Beijerinck

Dominio: Eukaryota

Reino: Plantae

Subreino: Viridaeplantae

Phylum: Chlorophyta

Clase Trebouxiophyceae

Orden: Chlorellales

Familia: Chlorellaceae

Género: Chlorella

Fuente: Fotografía FODECYT 049-2009, Taxonomía www.algaebase.org

Descripción del género: Células solitarias o agregadas en pequeños grupos, globosas o elipsoides. Paredes celulares lisas sin una capa acetoresistente, conteniendo glucosamina. Núcleo único y excéntrico Cloroplasto único y parietal. Pirenoide único y cubierto con envoltorio de almidón. Estroma del pirenoide penetrado por 2 o 3 tilacoides estrechamente adpresos. Reproducción asexual por autosporas, de 2 a 8 por célula; liberados por la ruptura de la pared celular parental. Estadíos flagelados y reproducción sexual desconocidos. Prolifera en todo tipo de hábitats acuáticos; esencialmente cosmopolitas en hábitats marinos y dulceacuícolas. Se han fcolocado cerca de 100 especies en el género, aunque algunos se han sinonimizado, asignado a otros géneros o requieren verificación (Guiry et al, 2011).

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Dictyosphaerium

pulchellum H.C.Wood

Dominio: Eukaryota

Reino: Plantae


Phylum Chlorophyta

Clase: Chlorophyceae

Orden: Chlorococcales

Familia: Botryococcaceae

Género: Dictyosphaerium


Descripción del género: Talo formando colonias esféricas a irregulares flotantes con 4 a 64 células embebidas dentro de un envoltorio común, de 10 a 100 µm de diámetro. Células perpendiculares a la superficie de la colonia, adheridas a los extremos de finos filamentos que emergen del centro de la colonia y se ramifican dicotómica o tetratómicamente. Células esféricas a ovaladas a elipsoides o cilíndricas, de 1 a 10 µm en diámetro o longitud. Paredes celulares típicamente lisas, ásperas en una especie, espinas ausentes. Células uninucleadas; cloroplastos parietales y en forma de copa, generalmente solitarios en células vegetativas, frecuentemente dos en células maduras o en división; pirenoides solitarios por cloroplasto. Reproducción asexual por autosporas, 2 o 4 como máximo por esporantio. Células madre típocamente se dividen en dos planos perpendiculares a la superficie del talo. Las esporas se liberan luego de la ruptura de la célula parental y se adhieren a los restos de la pared parental; los remanentes de la pared celular se transforman en filamentos mucilaginosos. Las colonias grandes resultan de múltiples ciclos de formación de autosporas. La reproducción sexual se ha reportado únicamente en D. indicum. El género es común y probablemente cosmopolita en una variedad de hábitats dulceacuícolas y el suelo. En cuerpos de agua eutróficos y estanques pueden propiciarse afloramientos. Al final de la estación de crecimiento, las colonias se separan, formando células solitarias que posteriormente generan nuevos talos (Guiry et al, 2011).

70


Scenedesmus cf. acutus

Hortobágyi

Dominio: Eukaryota

Reino: Plantae


Phylum: Chlorophyta


Orden: Sphaeropleales

Familia: Scenedesmaceae

Género: Scenedesmus


Descripción del género: Talo unicelular o colonial, formando cenobios de 2 a 32, usualmente 4 a 8 células; matriz mucilaginosa presente o ausente. Células dispuestas linearmente, alternantes o en 2 a 3 filas, tocándose con las paredes laterales o solamente en la región subpolar. Células de 3-78 x 2-10 µm, subesféricas a elipsoidales, elongadas o fusiformes a elongadas fusiformes; polos celulares capitados, obtusos, agudos o estrechándose hasta una punta. Pared celular con una capa hemicelulósica y esporopolenínica, usualmente lisa, o con estructuras submicroscópicas. Células sin espinas. Excreción de credas proteináceas. Células uninucleadas; coloroplastos solitaries y parietals con un único pirenoide. Reproducción asexual por autosporas; 2 a 32 por esporangios, usualmente organizados en un cenobio o desintegrándose en células separadas; liberación de esporas por ruptura de la pared celular parental. Reproducción sexual extremadamente rara. Scenedesmus es planctónico principalmente en estanques y lagos eutróficos de agua dulce, raramente en aguas salobres; reportado en todo el mundo en todos los climas.Producen carotenoides secundarios en condiciones de deficiencia de nitrógeno. Las especies toleran o prefieren aguas eutróficas con una leve acidéz pero solo una baja salinidad, en un óptimo de temperatura entre 28 y 30 °C. Algunas especies son altamente polimórficas en cultivo, las variaciones inducidas por variadas condiciones de cultivo. Esta variabilidad incluye el número de células por cenobio, disposición de las células, tamaño celular y especialmente la expresión de la ornamentación. Las especies se distinguen principalmente por sus diferencias en tamaño celular y forma, morfología del cenobio y patrones de la ornamentación de la pared celular (Guiry et al, 2011).

71


Selenastrum capricornutum

Printz

Dominio: Eukaryota

Reino: Plantae


Phylum: Chlorophyta

Clase: Trebouxiophyceae

Orden: Oocystales

Familia: Oocystaceae

Género: Selenastrum


Descripción del género: Células raramente solitarias, principalmente en colonias de 4 a 16 células. Esféricas a amorfas y sin estructura, con o sin envoltorio mucilaginoso. Células dispersas en una matriz aunque formando grupos adheridas dorsalmente; en colonias maduras las células suelen desprenderse. Células fuertemente curvas y a veces levemente sigmoideas, lunadas a subcirculares con puntas agudas; 7-42 x 1.5-8 µm. Paredes celulares lisas. Células uninucleadas; cloroplasto único, parietal y en forma de cinta; pirenoides parecen estar ausentes. Reproducción asexual por formación de autosporas y fragmentación de colonias; 2-4-8 (-16) esporas por esporangio. Esporas formadas en grupos paralelos que permanecen más o menos diferenciados luego de su liberación. Liberación de esporas por rasgado transversal de la pared central de la pared del esporangio; los fragmentos de la pared celular se descartan o disuelven. Estados flagelados y reproducción sexual desconocidos. Selenastrum es planctónico en estanques, lagos y ríos de agua dulce, cosmopolita. La mayoría de las especies en aguas templadas a cálido templadas (Guiry et al, 2011).

72


Monoraphidium griffithii

(Berkeley) Komárková-Legnerová

Dominio: Eukaryota

Reino: Plantae


Phylum: Chlorophyta


Orden: Sphaeropleales

Familia: Ankistrodesmaceae

Género: Monoraphidium


Descripción del género: Talo unicellular, no envuelto en mucílago. Células de 2-182 x 1-8 µm, rectas a lunadas a sigmoides o helicoidalmente retorcidas, comúnmente con terminaciones alargadas. Paredes celulares

lisas. Células uninucleadas; cloroplasto singular y parietal; pirenoide ausente o cuando presente, compuesto y sin envoltorio de almidón. Reproducción asexual por autosporas, 2-16 por esporangio, producidas en una o dos series paralelas; liberadas por ruptura longitudinal o transversa de la pared parental. Estadios flagelados y reproducción sexual desconocidos. Monoraphidium es planctónico o adherido en agua dulce o en suelo. Reportado en Europa, Asia, Norte América. Especies adheridas sin diferenciación en los polos. Las especies se distinguen en base al tamaño y forma de sus células. El género se diferencia de Ankistrodesmus en base a su naturaleza unicelular y desarrollo seriado de las autosporas (Guiry et al, 2011).

FUENTE: Fotografías Proyecto FODECYT 049-2009, Taxonomia www.algaebase.org

II.5.4 Bacillariophyta (Diatomeas)

Son algas unicelulares y coloniales que se encuentran casi en cualquier hábitat acuático,

principalmente como autótrofos fotosintéticos de vida libre (Schmaljohann et al, 1978).

Se encuentran como plancton o perifiton sobre rocas o plantas acuáticas. Sus células

están rodeadas por una pared celular rígida de sílice, similar a una caja de dos piezas,

llamada frústula. Los cloroplastos contienen clorofilas a, c1 y c2, y fucoxantina, la cual les

provee su característico color café dorado (Lee, 2008). Su reproducción generalmente se

realiza por división celular. Las cubiertas se separan y cada mitad segrega otra un poco

más pequeña, que encaja con la anterior. Las divisiones celulares sucesivas siempre

producen células hijas de menor tamaño, hasta que se alcanza una talla mínima.

73

Periódicamente se originan células de la talla del organismo original por reproducción

sexual mediante la fecundación de gametos haploides. Hay unas 20.000 especies de

diatomeas, principalmente en cuerpos de agua dulce o en las capas superficiales de los

océanos, donde constituyen un componente principal del plancton del que depende la

vida marina. Clasificación: se dividen en los órdenes Biddulphiales: con ornamentación

radial, varios cloroplastos, sin rafe, con esporas de latencia, espermatozoides móviles con

un flagelo y reproducción sexual oogámica, predominantemente marinas; Bacillariales:

con ornamentación penada, uno o dos cloroplastos, rafes presentes, sin espermatozoides

flagelados, reproducción sexual por conjugación, marinas y dulceacuícolas (Lee, 2008).

(Cuadro 11)

Hay unas 20.000 especies de diatomeas, principalmente en cuerpos de agua dulce o en las

capas superficiales de los océanos, donde constituyen un componente principal del

plancton del que depende la vida marina.

CUADRO 11. Clasificación biológica o taxonómica de las especies encontradas y estudiadas de Bacillariophyta (Diatomeas). Algunas especies de diatomeas identificadas a partir de los muestreos realizados en el Lago de Amatitlán.

Bacillariophyta (Diatomeas)

Navicula sp.

Dominio: Eukaryota

Reino: Chromista

Subreino: Chromobiota

Infrareino: Heterokonta

Phylum: Bacillariophyta

Subphylum: Bacillariophytina

Clase: Bacillariophyceae

Orden: Naviculales

Familia: Naviculacea

Género: Navicula


Descripción del género: Células con valvas lanceoladas que poseen un área axial angosta rodeada por finas estrías ligeramente radiadas al centro y paralelas hacia los ápices celulares. El rafe está anclado en los ápices con los extremos apuntando hacia los mismos. Las células generalmente son móviles (movimiento

74

naviculoide). Poseen un cloroplasto en forma de H. Los ápices celulares pueden ser angostamente redondeados o subcapitados. Dos cloroplastos en forma de placa están presentes a ambos lados del eje apical. Es un género ampliamente distribuido y común, encontrado en arroyos, ríos, estanques y lagos (Bellinger et al, 2010).

Aulacoseira granulata (Ehrenberg)

Simonsen

Dominio: Eukaryota

Reino: Chromista

Subreino: Chromobiota

Infrareino: Heterokonta

Phylum: Bacillariophyta

Clase: Coscinodiscophyceae

Subclase: Coscinodiscophycidae

Orden: Aulacoseirales

Familia: Aulacoseiraceae


Descripción del género: Células enlazadas estrechamente para formar filamentos largos, rectos, curveados e incluso enrollados. Plástidos discoides. Es un género planctónico dulceacuícola previamente identificado como Melosira. Valvas circulares. Faz de la valva plana o con poroides dispersos, que se restringen a la periferia. Manto de la valva profundo, formando un ángulo recto a la faz planar de la valva de la cual se diferencia definidamente; con filas verticales o curveadas de areolas. Orilla del manto plana. Unión entre el manto y faz de la valva con espinas, que se expanden en los ápices y cazan con las espinas de las células adjacentes para formar una unión que solo se puede quebrar rompiendo las espinas (Guiry et al, 2011). Los cloroplastos tienen forma de disco y de color pardo-dorado. Varias especies dulceacuícolas, algunas más comunes en lagos eutróficos (Bellinger et al, 2010).

Fuente: Fotografias Proyecto FODECYT 049-2009, Taxonomia www.algaebase.org

Las microalgas presentan características promisorias como potencial para la producción

de biodiesel. Estos organismos unicelulares tienen la misma capacidad que las plantas

vasculares de convertir la luz en energía química mediante la fotosíntesis. El uso de esta

alternativa no afectará la agricultura pues son cultivadas en agua y requieren de muy poco

espacio para reproducirse. Mientras que en otros cultivos se utiliza sólo el fruto, en la

microalga todas las células son aprovechadas y no es preciso deforestar áreas ni competir

con la producción de alimentos. Además, entre otras de sus ventajas se les considera

responsables de la producción del 50% de oxigeno y de la fijación del 50% del carbono

del planeta por lo que ayudan a combatir los gases que generan el efecto invernadero al

necesitar el dióxido de carbono para reproducirse; es decir, se genera energía limpia. Sin

embargo la tecnología para la producción de biodiesel a partir de microalgas, tiene

75

grandes retos que enfrentar para llevarlo al siguiente paso, la producción con fines

comerciales , de tal forma que algunos de los obstáculos a superar son: selección de cepas

con mayores productividades de biomasa y de lípidos y mejor adaptación a condiciones

de cultivo a escala mayor, estrategias de cultivo efectivas para lograr la mayor

concentración de biomasa, optimizar los procesos tecnológicos para la extracción de

lípidos y transesterificación de ácidos grasos para disminuir sus altos costos.

II.6 Medios de cultivo para microalgas dulceacuícolas

Se conoce muy bien que los cuerpos de agua dulce presentan una gran variedad de

ambientes y floras algales. La distribución de las especies de algas en agua dulce no

depende únicamente de la acción selectiva del ambiente fisicoquímico, sino también de la

capacidad del organismo para colonizar un ambiente en particular. Por lo tanto, se han

desarrollado varios medios de cultivo y usado para el aislamiento y cultivo de algas

dulceacuícolas. Algunos de estos son modificaciones de recetas previas para cumplir con

algún propósito en particular, algunos son derivados del análisis del agua del hábitat,

otros son formulados luego de estudios detallados de los requerimientos nutricionales de

un organismo, y otros establecidos luego de considerar los parámetros ecológicos

(Andersen, 2005).

II.6.1 Materiales usados en la preparación de medios de cultivo

II.6.1.1 Reactivos químicos

Los constituyentes químicos necesarios para la preparación de los medios deben ser

generalmente de la mayor calidad disponible para el investigador. La calidad es

determinada por el fabricante, y cada uno utiliza su propio código para designar el grado.

Se ha descubierto recientemente que la mayoría de sales y nutrientes de grado reactivo

contienen niveles de metales traza u otros contaminantes que pueden inhibir las especies

oligotróficas. Además, las impurezas de metales traza en las soluciones de elementos

mayores preparados a partir de compuestos de grado reactivo pueden exceder la

concentración nominal de metales en algunos medios. En estos casos, es necesario

remover las impurezas de los reactivos químicos pasando los macronutrientes y algunos

micronutrientes a través de una columna de resina Chelex 100 (Andersen, 2005).

76

II.6.1.2 Equipo

Un mínimo de equipo es necesario para preparar las soluciones madre y medios de

cultivo, tal como, cristalería, envases plásticos, balanza analítica con sensibilidad de 1

mg, potenciómetro y agitador magnético. Un autoclave es esencial para la esterilización.

Un equipo de filtración se utiliza para esterilizar sustancias termolábiles, usando filtros de

membrana desechables. Se debe utilizar agua esterilizada cuando se preparan las

soluciones esterilizadas por filtración, debido a que los filtros de poro de 0.22µm no son

suficientes para eliminar virus y algunas bacterias pequeñas. Un lavador ultrasónico es

útil para lavar cristalería y recipientes plásticos con suciedad impregnada. También es

necesario un refrigerador con congelador para mantener las soluciones madre y medios

de cultivo (Andersen, 2005).

II.6.1.3 Cristalería

Una gran variedad de artículos de cristalería (e.g., beakers, matraces Erlenmeyer, frascos

para reactivos, pipetas, tubos, ampollas, cajas de Petri, espátulas, embudos, filtros,

jeringas, varillas de agitación, pisetas, balones aforados y buretas) son utilizados para la

preparación de los medios de cultivo. Algunos de estos artículos también se pueden

conseguir en plástico desechable o reusable, incluyendo envases cubiertos de Teflón.

Para el mantenimiento de cultivos algales, los tubos de ensayo con tapadera de rosca o

matraces Erlenmeyer con tapones de silicón son suficiente y ampliamente usados. Estos

permiten el intercambio de aire.

Una gran variedad de tipos de cristalería se encuentra disponible, no toda apropiada para

la preparación de medios de cultivo y para el cultivo. Cristalería de vidrio duro,

termoresistente, hecha de borosilicato, tal como Pyrex, DURAN y HARIO, son lo más

apropiado para preparar soluciones madre y medios de cultivo. El vidrio borosilicato no

afecta el pH del contenido y no se corroe fácilmente.

Muchos investigadores enfatizan la importancia de usar únicamente cristalería

químicamente limpia. Hay varias soluciones que se pueden utilizar. Después de lavarse,

la cristalería debe ser remojada en HCl o HNO3 1N y luego lavarse con agua del chorro,

seguido de agua desmineralizada. La cristalería debe ser secada y almacenada protegida

del polvo.

77

Para almacenar soluciones madre individuales de metales traza, soluciones combinadas

de metales traza y soluciones madre de silicato deben usarse recipientes de polietileno,

policarbonato o plásticos cubiertos de Teflón. Pequeñas cantidades de metales pueden

adsorberse a las paredes de los recipientes de vidrio, y ácido silícico se disolverá del

frasco de vidrio. Estos eventos cambiarán la concentración de la solución hasta que se

desconozca su concentración (Andersen, 2005).

II.6.1.4 Agua

El aparato de destilación de agua fue introducido por Pringsheim (1912) para cultivar

algas debido a que los alambiques de metal proveían toxicidad debido al contenido de

cobre. Actualmente se puede obtener agua de calidad mediante un aparato de doble

destilación con un condensador de Pyrex o un sistema de deionización de agua que luego

es purificada mediante carbón y filtros de membrana. También se utiliza agua de

destilación simple y desmineralizada. El nivel de calidad es determinado por la

sensibilidad del alga y de la aplicación (Andersen, 2005).

II.6.1.5 Agar

Los agares ordinarios consisten de agarosa y agaropectina que están contaminados con

varias impurezas, y algunos agares contienen agentes líticos hidrosolubles que afectan a

las cianobacterias. Para la mayoría de algas cultivadas corrientemente, el agar de uso

general puede ser utilizado sin purificación. Para las algas sensibles, es necesario lavar el

agar para remover las impurezas. Sin embargo también se puede conseguir agarosa

altamente purificado para biología molecular para cultivar organismos sensibles

(Andersen, 2005).

II.6.1.6 Suelo

Un extracto líquido de suelo o tierra sólida particulada son utilizados para cultivar

especies de algas cuando no se requiere un conocimiento preciso de los requerimientos

nutricionales y cuando es crítico mantener la morfología celular normal. El éxito con una

solución de extracto de suelo o un medio suelo-agua depende de la selección de un suelo

apropiado, lo cual no siempre es fácil. Las fuentes recomendadas para suelos son

jardines, invernaderos donde la tierra no ha sido expuesta a fertilizantes y pesticidas,

78

bosques deciduos inalterados, pastizales que no han sido arados y forrajeados. El suelo

debe ser del tipo franco; suelos con alto contenido de arcilla no son apropiados. Para

ciertas algas raras o sensibles, es a veces posible obtener un buen suelo cerca del lago o

estanque donde crecen naturalmente. Sin embargo, el suelo debe colectarse arriba del

nivel del agua, ya que los sedimentos del fondo son anóxicos y contienen materiales

tóxicos acumulados.

Luego de removerse cualquier material extraño obvio, el suelo debe ser secado al sol o a

baja temperatura. Ya seco, este debe poderse hacer polvo fino con facilidad. Se puede

usar un mortero y pistilo para triturar el suelo. Este luego se pasa por un cernidor para

remover partículas grandes y materiales extraños, y luego almacenado en un ambiente

seco.

Para preparar el extracto de suelo, se agrega una parte de suelo a dos de agua

desmineralizada y se pasteuriza o autoclavea durante dos horas. Se deja sedimentar y se

filtra el líquido. El extracto debe pasteurizarse o autoclavearse nuevamente para

establecer una solución estéril, la cual debe taparse con fuerza y almacenarse a 4°C.

Un método alternativo de extracción se realiza combinando 2 partes de agua

desmineralizada con 1 parte de suelo. Se agrega 2 a 3 gr/L NaOH, se autoclavea durante

2 horas, enfría y filtra. El extracto concentrado se diluye 50:1 con agua desmineralizada

para obtener la solución madre final (Andersen, 2005).

II.6.1.7 Soluciones Madre

Los medios de cultivo están compuestos generalmente de tres componentes:

macronutrientes, elementos traza y vitaminas, los cuales se preparan como soluciones

madre. Estas se preparan en concentraciones de 100 a 1,000 veces mayores a las

requeridas para los medios de cultivo. Para su uso, una cantidad es removida

asépticamente y usada. Las soluciones madre son útiles por varias razones: toma mucho

tiempo pesar los reactivos que se utilizan para preparar los medios de cultivo, además que

aumenta la posibilidad de cometer errores; la solución madre solo se prepara

ocasionalmente, siendo una fuente consistente de minerales. Un litro de solución madre

puede utilizarse para la preparación de 1,000 L de medio de cultivo. La preparación de

estas soluciones se realiza de la siguiente manera:

79

1. Agregar entre el 80 y 90% del volumen de agua destilada requerido en un beaker.

2. Disolver la cantidad exacta del nutriente mientras se agita continuamente, para lo

cual se utiliza el agitador magnético. En algunos casos puede ser necesario aplicar

calor.

3. Diluir hasta el volumen final con agua destilada o desmineralizada.

4. Almacenar en recipientes herméticos de vidrio o plástico según lo indicado, para

evitar la alteración de la concentración inicial debida a la evaporación. Refrigerar

o congelar las soluciones cuando no estén en uso.

Las soluciones madre que contienen sustratos para estimular el crecimiento bacterial o

fúngico deben ser esterilizadas, y varias otras soluciones madre también. Si una solución

madre presenta un micelio fúngico o un crecimiento bacterial opaco, debe ser descartada

y vuelta a preparar. Es importante evitar la evaporación del agua, ya que si ocurriera, esto

aumentaría la concentración de las soluciones a una magnitud desconocida (Andersen,

2005).

II.6.1.8 Macronutrientes

Las soluciones madre de macronutrientes deben prepararse de manera separada a

concentraciones de 100 a 1000 veces la concentración final del medio de cultivo, de

modo que se utilicen 10 o 1 ml por 1000ml de medio. Las soluciones madre de fosfato

nunca deben mantenerse en botes de polietileno, ya que los iones de fosfato se adsorben

fuertemente al polietileno. Las soluciones madre de silicato no se deben almacenar en

recipientes de vidrio debido a la disolución del ácido silícico de los recipientes. Si se

experimentará en medios libres de silicato, ninguna de las soluciones madre puede ser

almacenada en vidrio (Andersen, 2005).

II.6.1.9 Elementos traza

Estos se suelen preparar como soluciones madre separadas o soluciones madre mixtas. En

pocos casos se agregan directamente al medio a concentraciones de 0.1 mg a 20 mg por

litro. En muchos, aunque no todos, medios de agua dulce, el Na2EDTA se utiliza como

80

un agente quelante. Cuando se usa, este debe disolverse primero, seguido por la adición

de los metales (Andersen, 2005).

II.6.1.10 Vitaminas

Tres vitaminas (vitamina B1 o tiamina HCL, vitamina B12 o cianocobalamina, y vitamina

H o Biotina) son comúnmente utilizadas para el cultivo de microalgas. Varias algas

requieren solo una o dos de las vitaminas, pero parece no haber daño alguno al agregarse

una vitamina no esencial. Algunos medios de cultivo requieren la adición de alguna otra

vitamina utilizada menos comúnmente.

Frecuentemente se autoclavean las vitaminas con el medio de cultivo, lo que resulta

indudablemente en algún grado de descomposición, pero las fracciones resultantes en la

mayoría de los casos son igualmente efectivas. Sin embargo es recomendable agregar las

vitaminas de manera aséptica al medio de cultivo después del autoclaveado.

Para la Biotina y cianocobalamina es necesario preparar soluciones madre separadas, y

por conveniencia, especialmente si se prepararán varios medios de cultivo con diferentes

requerimientos vitamínicos, una solución madre de tiamina HCl debe prepararse. La

concentración de las soluciones madre debe ser de 100 a 1000 veces la necesaria para su

uso en soluciones madre combinadas. Las soluciones madre separadas pueden ser

esterilizadas por filtración y servidas de manera aséptica en pequeños volúmenes en

recipientes estériles (tubos Eppendorf, crioviales, tubos de policarbonato). De manera

alternativa, las soluciones madre primarias pueden ser vertidas en tubos pequeños y luego

autoclaveadas como soluciones acidificadas (pH 4.5 a 5.0).

Para preparar una solución madre mixta, que suele contener todas las vitaminas, se

descongela y diluye una alícuota de cada solución madre separada en 100 o 1000 ml de

agua desmineralizada o deionizada. El volumen final de la solución madre mixta varía

según la aplicación, y el volumen de la solución madre separada es diluído para obtener

la concentración correcta. La solución madre mixta es esterilizada y guardada en

pequeños volúmenes de la manera descrita y almacenada en congelación (Andersen,

2005).

81

II.6.2 Métodos generales para la preparación de medios de cultivo

Los medios de agua dulce son divididos ampliamente en tres categorías: sintéticos,

enriquecidos y suelo-agua. Los medios sintéticos están diseñados principalmente para

proveer medios simplificados y definidos, para estudios cuidadosos y mantenimiento

rutinario de cepas. Algunos medios comunes de este tipo son: Medio Basal de Bold, BG-

11, Chu # 10, WC y V. Pueden ser preparados en forma líquida y sólida (agar). Dentro de

los límites prácticos, estos medios son definidos, aunque debe recordarse que el agua

destilada y deionizada poseen trazas de contaminantes, e incluso los reactivos ultrapuros

poseen cantidades en nanogramos o picogramos de elementos contaminantes.

Los medios enriquecidos se preparan mediante la adición de nutrientes al agua natural de

lago o río, o mediante el enriquecimiento de un medio sintético con extracto de suelo, de

plantas o levadura, entre otros. Estos medios no son definidos, ya que el agua de lagos y

ríos posee concentraciones variadas de diversos compuestos orgánicos e inorgánicos; la

composición química de los extractos tampoco es conocida y definida. En general, los

medios enriquecidos no son utilizados en experimentos fisiológicos, pero las algas crecen

con una morfología normal en estos medios. El agua natural debe estar relativamente

libre de contaminación. Algunos medios de este tipo son el medio de agua de lago “Alga-

Gro”, medio Audouinella, medio Diatomea, medio VS, medio modificado

Porphyridium, medio Malta, y medio Polytoma.

Los medios suelo-agua se preparan colocando de 1 a 2 cm de tierra seca y cernida en el

fondo de un tubo de cultivo (o bote), al que se le agrega agua. Esto asemeja a un lago o

estanque, donde los nutrientes son provistos por los sedimentos del fondo por actividad

bacteriana y mezclado del agua. En un medio suelo-agua, la difusión, así como la

actividad bioquímica de las bacterias (en cultivos xénicos) y las algas en la interface

suelo-agua, imitan el ejemplo de la naturaleza. La composición del medio de cultivo es

determinada por el suelo, por lo que es bueno e importante utilizar un buen suelo. Las

algas que crecen en medio suelo-agua usualmente poseen una morfología normal, y las

algas pueden ser mantenidas fielmente (Andersen, 2005).

II.6.2.1 Medios sintéticos

1. Se agrega entre 80 y 90% del volumen requerido de agua destilada a un beaker.

82

2. Si un amortiguador es requerido, se disuelven las cantidades apropiadas del buffer

(Tris, glicilglicina, HEPES, TAPS, Bicina o MES) mientras se agita de manera

continua.

3. Se agregan los nutrientes requeridos individualmente a partir de las soluciones

madre o cantidades pesadas, agitando continuamente.

4. Se diluye al volumen final con agua desmineralizada.

5. Se ajusta el pH, si es necesario, con NaOH 1N o HCl 1N (cuando existen un

amortiguador), o HCl y NaOH 0.1N (cuando no hay un amortiguador).

6. Se vierte el medio de cultivo en los recipientes de cultivo. Se autoclavea o

esteriliza por filtración.

7. Si se autoclavea, permita que el medio se enfríe y repose durante 24 horas después

del autoclaveado para permitir el establecimiento del equilibrio de las especies

inorgánicas de carbono. Para recipientes grandes, se puede burbujear aire filtrado

al medio para acelerar el establecimiento del equilibrio (Andersen, 2005).

II.6.2.2 Medios enriquecidos

1. Se agrega entre 80 y 90% del volumen necesario de agua destilada o agua natural

al beaker. Si se usa agua natural, debe ser colectada en el sitio donde las algas

fueron colectadas y autoclavearla o pasteurizarla. También se puede esterilizar

por filtración (tamaño de poro 0.22 µm), pero esto no remueve los virus.

2. Se disuelven los componentes individualmente: macronutrientes, microelementos,

vitaminas y extractos o nutrientes orgánicos.

3. Se diluye para llegar al volumen final con agua destilada o natural.

4. Se ajusta el pH, si es necesario, con NaOH 1N o HCl 1N (cuando existen un

amortiguador), o HCl y NaOH 0.1N (cuando no hay un amortiguador).

5. Se vierte el medio de cultivo en los recipientes de cultivo. Se autoclavea o

esteriliza por filtración.

83

6. Si se autoclavea o pasteuriza, enfríe el medio y deje reposar durante 24 horas para

permitir que las especies inorgánicas de carbono alcancen un nuevo equilibrio

(Andersen, 2005).

II.6.2.3 Medios Suelo-Agua

1. Coloque una capa de 1 a 2 cm de tierra seca y cernida en el fondo de un tubo de

cultivo.

2. Agregue agua destilada o deionizada hasta que el recipiente esté lleno hasta tres

cuartos y coloque la tapadera.

3. Hierva durante 1 hora en dos días consecutivos. No se requiere autoclaveado

porque no se pretende alcanzar una verdadera esterilización, aunque para muchas

algas el medio autoclaveado funciona eficientemente.

4. Enfríe durante 24 horas y almacene en refrigeración hasta que esté listo para ser

utilizado.

Algunas variaciones del medio pueden hacerse agregando materiales adicionales al fondo

del tubo antes de agregar el suelo:

1. Una pizca de CaCO3 en polvo para muchas algas fototróficas dulceacuícolas.

2. Auna pizca de NH4MgPO4 para Botryococcus, Synechococcus, y algunas

euglenoides.

3. 1/8 de arveja, remojada 12 horas antes de usarse, para algunas euglenoides, el

flagelado verde Astrephomene, y otras algas mixotróficas.

4. ½ cucharada de turba orgánica y la mitad de suelo para la mayoría de algas

acidófilas (Andersen, 2005).

II.6.2.4 Medio solidificado (agar)

Este tipo de medio se ha utilizado desde 1896 para cultivar algas, y el agar

nutrificado sigue siendo muy útil para cultivar la mayoría de algas dulceacuícolas. Se

84

esparce un pequeño inóculo de células sobre la superficie del agar, produciendo un

crecimiento lento de colonias. El agar se suele usar a concentraciones de 1 a 2%.

1. Se calienta un matraz Erlenmeyer de 2L con 1L de medio de cultivo, cerca a los

95°C.

2. Lentamente, se agrega la cantidad requerida de agar mientras se agita

continuamente de modo que todo el agar se disperse en una solución.

3. Para servir en cajas de Petri, primero se esteriliza el agar nutrificado en autoclave

(120°C, durante 20 minutos). Se saca el recipiente del autoclave, y cuando la

temperatura ha bajado entre 50 y 60°C, se vierte el agar en las cajas de Petri. La

temperatura del agar puede mantenerse si se coloca en baño María entre el llenado

de cada caja. La temperatura al llenar no debe ser muy alta para evitar la

condensación del agua sobre las tapaderas de las cajas de Petri. Cuando el agar ha

gelificado, las cajas de Petri deben voltearse y guardarse en contenedores

herméticos a 4°C.

4. Para hacer agar en “slant” en tubos de cultivo, se vierte el agar en los tubos y se

esteriliza en autoclave (120°C, durante 20 minutos). Luego de autoclavear se

sacan los tubos y se dejan enfriar colocados en el ángulo apropiado (Andersen,

2005).

II.7. Floculación

En el campo del tratamiento de aguas, la coagulación es, por definición, el fenómeno de

desestabilización de las partículas coloidales, el cual puede conseguirse especialmente

por medio de la neutralización de sus cargas eléctricas. Las cargas eléctricas de dichas

partículas se anulan o atacan con un elemento llamado coagulante.

La floculación es un proceso químico mediante el cual, con la adición de sustancias

denominadas floculantes, se aglutinan las sustancias coloidales presentes en el agua,

facilitando de esta forma su decantación y posterior filtrado. Es un paso del proceso de

potabilización de aguas de origen superficial y del tratamiento de aguas servidas

domesticas, industriales y de la minería. El objetivo principal de la floculación es reunir

85

las partículas desestabilizadas para formar aglomeraciones de mayor peso y tamaño que

sedimenten con mayor eficiencia (Unda, 1969).

El proceso de floculación es precedido por la coagulación, por eso se suele hablar de los

procesos de coagulación-floculación. La coagulación es facilitar o hacer posible la

sedimentación de partículas finamente divididas al estado coloidal, mediante el agregado

de substancias químicas (Unda, 1969).

II.7.1 Coagulantes

Un coagulante es un agente químico que se agrega al agua y cuyas propiedades hacen

posible la sedimentación de materias suspendidas, finamente divididas o al estado

coloidal. Coagulación. Es el proceso o tratamiento que envuelve una serie de operaciones

mecánicas y químicas mediante las cuales el agente coagulante se torna efectivo (Unda

Opazo Francisco, México 1969).

El proceso coagulación abarca tres fases: a) agregado de sustancias químicas b) mezcla o

difusión, etapa en la cual es agua cruda, y c) floculación, proceso que comprende una

agitación lenta del agua por un periodo relativamente largo, durante el cual las partículas

finamente divididas o al estado coloidal, van neutralizándose, juntándose o

aglomerándose para formar un floculo hidratado de tamaño tal que puedan sedimentar

bajo la acción de la fuerza de gravedad. Sin embargo los floculos más finos no son

eliminados por sedimentación, y por lo tanto hay que recurrir a la filtración como proceso

complementario posterior a la coagulación. No obstante. Cuando la cantidad de materia

finamente dividida o al estado coloidal, arcilla, limo, materia orgánica, algas y bacterias

no excedan de ciertos límites, se puede eliminar la coagulación, requiriéndose en este

caso la filtración lenta.

II.7.1.1 Tipos de Coagulantes

a) Coagulantes metálicos

Con el pasar de los años y después de diversas investigaciones, los coagulantes metálicos,

sales de Hierro y Aluminio, han sido los más utilizados en la clarificación de aguas y

86

eliminación de DBO y fosfatos de aguas residuales. Tienen la ventaja de actuar como

coagulantes-floculantes al mismo tiempo. Sin embargo tienen el inconveniente de ser

muy sensibles a un cambio de pH. Si éste no está dentro del intervalo adecuado la

clarificación es pobre y pueden solubilizar Fe ó Al y generar problemas.

A continuación vemos los más utilizados:

• Sulfato de Alúmina: Es un coagulante efectivo en intervalos de pH 6 a 8.

Produce un flóculo pequeño y esponjoso por lo que no se usa en precipitación previa de

aguas residuales por la alta carga contaminante del agua. Sin embargo, su uso está

generalizado en el tratamiento de agua potable y en la reducción de coloides orgánicos y

fósforo.

Entre los coagulantes a partir de aluminio tenemos:

1. Sulfato de aluminio (forma líquida o sólida):

Al2 (SO

4)3 + 3 Ca (HCO

3)2 → 3 CaSO

4 + 2 Al (OH)

3 + 6 CO

2

Dosis: en clarificación, 10 a 150 g/m3

(expresada en producto comercial) según la

calidad del agua bruta.

En tratamiento de aguas residuales, de 100 a 300 g/m3, según la calidad del agua

residual y la exigencia de calidad.

2. Cloruro de aluminio (forma líquida):

De empleo excepcional.

2 AlCl3 + 3 Ca (HCO

3)2 → 2 Al (OH)

3 + 3 Ca Cl

2 + 6 CO

2

3. Sulfato de aluminio + cal:

Al2 (SO

4)3 + 3 Ca (OH)

2 → 3 CaSO

4 + 2 Al (OH)

3

Dosis: en clarificación, se necesita, de cal Ca (OH)2, un tercio de la dosis de sulfato

de alúmina comercial Al2 (SO

4)3, 18 H

2O.

En tratamiento de aguas residuales urbanas, se necesitan 100 a 200 g/m3

de cal por

150 a 500 g/m3 de sulfato de alúmina comercial.

4. Sulfato de aluminio + sosa cáustica:

Al2 (SO

4)3 + 6 NaOH → 2 Al (OH)

3 + 3 Na

2SO

4

87

Dosis: En clarificación, se necesita, de sosa cáustica NaOH, el 36 % de la dosis de

sulfato de aluminio comercial Al2 (SO

4)3, 18 H

2O.

• Sulfato Férrico: Funciona de forma estable en un intervalo de pH de 4 a 11, uno

de los más amplios conocidos. Producen flóculos grandes y densos que decantan

rápidamente, por lo que está indicado tanto en la precipitación previa como en la

coprecipitación de aguas residuales urbanas o industriales. Se emplea también en

tratamiento de aguas potables aunque en algún caso puede producir problemas de

coloración.

Entre los más empleados o conocidos tenemos:

1. Cloruro férrico (generalmente en forma líquida, a veces cristalizado)

2 FeCl3 + 3 Ca (HCO

3)2 → 3 CaCl

2 + 2 Fe (OH)

3 + 6 CO

2

Dosis: En clarificación, 5 a 150 g/m3

de cloruro férrico comercial FeCl3, 6 H

2O. En

tratamiento de aguas residuales urbanas, 100 a 500 g/m3

de cloruro férrico comercial

FeCl3, 6 H

2O.

2. Cloruro férrico + cal:

2 FeCl3 + 3 Ca (OH)

2 → 3 CaCl

2 + 2 Fe (OH)

3

Dosis: En tratamiento de aguas residuales urbanas, se necesitan 100 a 800 g/m3 de cal

para dosis de 100 a 600 g/m3 de cloruro férrico comercial FeCl

3, 6 H

2O.

3. Sulfato férrico:

Fe2 (SO

4)3 + 3 Ca(HCO

3)2 → 2 Fe (OH)

3 + 3 CaSO

4 + 6 CO

2

Dosis: En clarificación, se necesitan 10 a 150 g/m3

de reactivo comercial Fe2(SO

4)3,

9 H2O.

4. Sulfato férrico + cal:

Fe2 (SO

4)3 + 3 Ca (OH)

2 → 2 Fe(OH)

3 + 3 CaSO

4

88

Dosis: En clarificación, se necesita, de cal Ca (OH)2, el 40 % de la dosis de sulfato

férrico Fe2 (SO

4)3, 9 H

2O.

II.7.2 Coadyuvantes de la floculación

Las dificultades que pueden presentar algunos coloides desestabilizados para formar

flóculos pesados que sedimentan bien han dado lugar a la búsqueda de sustancias que

ayudan a la formación de estos flóculos.

Entre las dificultades que se pueden presentar en un proceso de floculación están:

• Formación de flóculos pequeños de lenta sedimentación.

• Formación lenta de flóculos.

• Flóculos frágiles que fragmentan en los procesos de acondicionamiento del

lodo.

• Formación de microflóculos que pasan por los filtros.

Para eliminar estas dificultades y lograr flóculos grandes y bien formados de fácil

sedimentación se han utilizado sustancias y procedimientos muy variados. Los más

usados son los siguientes:

II.7.2.1 Oxidantes

Como la per cloración, que en parte oxida la materia orgánica y rompe enlaces en los

coloides naturales, ayudando a una mejor floculación posterior.

II.7.2.2 Adsorbentes

Las aguas muy coloreadas y de baja mineralización en que los flóculos de aluminio ó

hierro tienen muy poca densidad, coagulan muy bien al añadir arcilla que da lugar a que

se adsorba y origine flóculos pesados de fácil sedimentación. Otros adsorbentes son la

caliza pulverizada, sílice en polvo y carbón activo.

89

II.7.2.3 Sílice activa

Algunos compuestos inorgánicos pueden ser polimerizados en agua para formar

polímeros floculantes inorgánicos. Este es el caso de la sílice activa que presenta una alta

efectividad como auxiliar del tratamiento con Alumbre (Sulfato de Alúmina).

II.7.3 Factores que influyen en el proceso de coagulación

La coagulación es el corazón o mejor dicho, la parte más importante en un proceso de

tratamiento de aguas y por lo tanto dicha etapa debe ser cuidadosamente estudiada,

diseñada y ejecutada ya que cualquier error que se cometa en algún punto de la misma

repercutirá negativamente en el resto del proceso restante quedando poco o nada por

hacer para revertir alguna situación desfavorable que se presente. Por lo tanto, se deben

considerar previamente una serie de factores que pueden influir en el proceso de

coagulación y floculación dentro del tratamiento de aguas. A continuación haremos

mención de los más relevantes:

II.7.3.1 Influencia del pH

En los procesos de tratamiento de aguas se busca ajustar los niveles de pH en el agua para

buscar los equilibrios que permitan sea aplicable para alguna labor en especial; en este

campo se conoce de un proceso llamado neutralización, el cual consiste en la eliminación

de acidez del agua por adición de químicos que logran llevar el pH a un valor de 7 y

dicho valor se encuentra dentro del rango de pH que debe tener el efluente previo a la

descarga.

El volumen, cantidad y tipo de acido a neutralizar son elementos a considerar al momento

de la selección de un agente químico.

II.7.3.2 Influencia de Temperatura

La temperatura es una variable clave que también se debe regular con mucho rigor en

vista que variaciones de la misma ya sea en incremento o decremento perjudicara el

proceso de coagulación y floculación ya que la energía cinética de las partículas de un

sistema es directamente proporcional a la temperatura de dicho sistema y como

consecuencia existe una variación de la viscosidad del agua la que finalmente hará que la

coagulación y floculación sea mas lenta o se lleve a cabo rápidamente lo que significaría

90

una pérdida del agente coagulante, el cual no estaría realizando su labor con la eficiencia

deseada.

II.7.3.3 Tipo de Coagulante

El tipo de coagulante actúa de modo distinto según sean las características y calidad de

las aguas en mención; por lo tanto, debe efectuarse un riguroso análisis a nivel de

laboratorio de los posibles agentes coagulantes a emplear y establecer matrices de

comparación que desnuden ventajas y desventajas de los mismos entre si para finalmente

hacer la selección del agente que reúna las condiciones para operar en el proceso.

II.7.3.4 Dosis del Coagulante

La dosis de coagulante inyectada a un volumen de agua tiene influencia directa en el

proceso de coagulación; poca cantidad de coagulante no neutraliza la carga de la partícula

y por lo tanto habrá escasez de microfloculos y como consecuencia la masa final de agua

presentara un alto índice de turbidez; por otro lado, una alta concentración de coagulante

provocaría una inversión en la carga de la partícula llevando a la formación excesiva de

microfloculos que al final no podrán sedimentar a la velocidad deseada lo que finalmente

deja al sistema con un alto valor de turbiedad; para este caso, la prueba de jarra es vital

para la selección y dosis en pequeñas escalas de los agentes coagulantes.

II.7.3.5 Punto y forma de aplicación del coagulante

Según los estudios y la experiencia de expertos, lo ideal es encontrar diversos puntos

donde poder aplicar el agente ya que experimentalmente se sabe que se requiere más

cantidad de agente coagulante cuando se deposita en la superficie del agua que si se

aplica cerca de la paleta agitadora.

Se recomienda emplear dispersores para lograr una distribución uniforme del coagulante

y buscar los puntos del sistema donde se presente mayor turbulencia.

II.7.3.6 Intensidad y tiempo de mezcla rápida

Se desea que la mezcla sea lo más eficiente posible en todo el sistema debido a que las

reacciones que dan origen a la formación de microflóculos se dan en tiempos menores a

91

un segundo si la coagulación es por adsorción y menos de 8 segundos si es por

precipitación de hidróxidos.

La mezcla rápida es una operación empleada en el tratamiento de aguas para la dispersión

de químicos y gases sobre todo en la zona de mayor turbulencia, esto con el objetivo de

evitar la formación de e incremento de productos químicos.

En consideración a que la mayoría de las microalgas oleaginosas son pequeñas o no

filamentosas, la filtración no es un método fácilmente aplicable a la producción de

biodiesel a partir de microalgas. El tamaño de las microalgas oscila entre 3 y 30 µm (

Loera-Quezada y Olguín, 2010).

En el proceso de recolección masiva donde se agrega un floculante a las células de

microalgas con el fin de incrementar el tamaño de partícula. La floculación es un paso

preparatorio a otros métodos de cosecha, como la filtración, la flotación o sedimentación

por gravedad [Molina et al., 2003]. Los floculantes más comunes son polivalentes, como

el cloruro férrico (FeCl3), sulfato de aluminio (Al2(SO4)3) y sulfato férrico (Fe2(SO4)3).

Varios métodos de floculación han sido probados. Knuckey et al. [Knuckey et al., 2006]

desarrollaron un proceso que implica el ajuste del pH de entre 10 y 10,6 utilizando

NaOH, seguido por la adición de un polímero no iónico. La eficiencia de floculación fue

mayor a un 80%, para una amplia gama de especies de algas. Divarakaran y Pillai

[Divakaran & Pillai, 2002] utilizaron con éxito el quitosano como un bio-floculante,

aunque la eficiencia del método es muy sensible al pH.( I Simposio Internacional de

Oleaginosas Energéticas, Brasil , 2010 )

II.8 Sistema de Recuperación de la Biomasa

En el presente documento se hará un énfasis a los distintos métodos existentes y de hecho

los más comunes que son empleados para realizar la separación de biomasa solida

contenida en una mezcla liquida.

Dentro de los métodos que se abordaran se tienen:

• Bomba de vacio

• Centrifugado

• Por gravedad

92

• CO2 en estado critico

Dentro de cada aplicación antes mencionada existen diferentes criterios así como

variables que se deben tomar en cuenta para obtener una alta eficiencia a la hora de

efectuar el proceso de separación. Por lo cual a continuación se hace una reseña a manera

de descripción de cada uno de los métodos.

II.8.1 Bomba de Vacio

La Filtración por bomba al vacio es un método físico que se utiliza para separar mezclas

heterogéneas de un sólido en un solvente o mezcla de reacción líquida. La mezcla se

vierte en un embudo a través de un papel filtro, el sólido de la mezcla queda en el filtro y

el líquido es atraído hacia un recipiente colocado abajo, gracias al vacío que se le aplica a

éste con dicha bomba. Lo que interesa recolectar en este tipo de filtración es el sólido

cristalizado que queda en el papel filtro, el líquido filtrado se desecha. El sólido se

cristaliza gracias a que el efecto de vacío que causa la bomba, enfría la solución.

Cabe mencionar que este método es muy práctico en situaciones donde se tiene una

mezcla casi homogénea en la cual se hace difícil poder reconocer los elementos sólidos o

partículas que se encuentran ya sea en suspensión como también precipitadas en el

medio. Los problemas de filtración que se presentan a gran escala es el bloqueo de los

filtros lo que genera altos costes de mantenimiento.

FIGURA 8. Bomba de vacio utilizada para filtrado.


II.8.2 Centrifugado

La centrifugación es un método por el cual se pueden separar sólidos de líquidos de

diferente densidad mediante una fuerza rotativa, la cual imprime a la mezcla con una

93

fuerza mayor que la de la gravedad, provocando la sedimentación de los sólidos o de las

partículas de mayor densidad.

El fundamento primordial de la centrifugación es separar sólidos insolubles, es decir

partículas muy pequeñas difíciles de sedimentar de un líquido.

La base física de la separación es la acción de la fuerza centrífuga sobre las partículas en

rotación, que aumenta con el radio del campo rotacional y con la velocidad de rotación.

La velocidad de sedimentación se determina por la densidad de las partículas.

Las partículas densas sedimentan primero, seguida de las partículas más ligeras. En

función de las condiciones existentes, las partículas muy ligeras pueden incluso

permanecer en suspensión.

Diferentes estudios muestran que la centrifugación puede contribuir hasta el 34 % de los

costes de equipamiento y emplea hasta el 48.8 % del consumo total de energía (BPE,

2011). Sin embargo es uno de los procesos más ampliamente utilizados porque separa la

biomasa de forma eficiente y sin necesidad de añadir compuestos químicos, como se

muestra a continuación en la figura 9.

FIGURA 9. Biomasa de microalgas antes y después del centrifugado. Comparación visual entre un cultivo de microalgas y la separación de la biomasa y el agua como resultado de la centrifugación.

FUENTE: Gómez Jiménez Olga en su presentación: Separación de la biomasa y extracción de Aceite.

94

II.8.3 Separación por Gravedad

En muchas aplicaciones técnicas de nuestros días, la gravedad es empleada o

aprovechada para sacar adelante diversos procesos que son útiles para obtener al final

bien sea un producto o solventar un impase de cualquier índole.

Dentro de los métodos usados en la separación por gravedad tenemos:

El cribado: Consiste en pasar una mezcla por una serie de mallas de distinto tamaño las

cuales van reteniendo en su estructura aquellas partículas cuyo tamaño es mayor al de la

criba; este proceso puede tener cuantas etapas sean necesarias para obtener el producto

final. Este proceso presenta la limitante de que no se puede trabajar a escalas

microscópicas ya que su eficiencia reduce considerablemente.

Decantación: Este método se emplea para separar elementos o sustancias que no se

puedan mezclar o combinar entre sí; En el caso de líquidos inmiscibles, se deja reposar la

mezcla y, por acción de la gravedad, uno de los líquidos se situará sobre el otro (el menos

denso se colocará sobre el de mayor densidad. Disponiéndolos en un recipiente con un

grifo en su parte inferior, al abrir el grifo saldrá el líquido más denso. Cuando haya salido

todo, cerramos el grifo y dejamos en el recipiente el líquido menos denso.

II.8.4 Filtrado por Membrana

Cuando una de las sustancias que se desean separar es líquida y la otra es sólida se puede

hacer pasar la mezcla por una especie de tamiz fino que se denomina filtro. Este proceso

se llama filtrado, y es similar al tamizado o cribado.

Dependiendo del tamaño del sólido que se desea separar se pueden emplear filtros más o

menos finos. Así, para filtrar el zumo de una naranja de la pulpa que contiene basta un

colador, ya que el tamaño de la pulpa es mayor que el agujero del colador y no lo

atraviesa. Pero para filtrar café no se puede emplear un colador, ya que los granos

molidos de café lo atravesarían. Usamos entonces papel filtrante, un papel especial muy

poroso (y por eso absorbe muy bien el agua) que impide que el café molido lo atraviese.

Conforme se filtra, los granos van tapando los poros del papel, por eso cada vez el

filtrado es más lento.

95

Anteriormente hemos hablado del método de filtrado al vacio empleando un papel

filtrante; en este caso la bomba de vacio es omitida ya que se emplea solo la acción de la

gravedad para lograr la separación del liquido y su parte solida; cabe señalar que el

proceso por gravedad es menos eficiente que el método por bomba de vacio ya que este

ultimo logra un mayor aprovechamiento de la materia útil que se pueda encontrar en los

fluidos.

II.8.5 Método del CO2 en estado crítico

Un fluido supercrítico (FSC) es un estado de la materia en el que esta tiene un

comportamiento intermedio entre un gas y un líquido. Se comporta como un gas

adquiriendo la forma de su contenedor pero tiene la densidad de un líquido. Es una forma

de materia en el que los estados líquidos y gas son indistinguibles entre sí. Cualquier

sustancia sometida a presión y temperatura por encima de sus condiciones críticas se

encuentra en estado supercrítico. Pero sin duda alguna el fluido más utilizado tanto a

nivel de investigación como en aplicaciones industriales es el dióxido de carbono, CO2.

El CO2 es un gas inocuo que en condiciones supercríticas (CO2 supercrítico) se convierte

en un disolvente muy potente y sirve como elemento separador eficaz. Entre otras

aplicaciones, la tecnología de fluidos supercríticos se dirige a la obtención de extractos

herbales a partir de plantas aromáticas, la mejora de propiedades de alimentos

(desgrasado, extracción de colesterol de aceites, carnes y lácteos), operaciones de

desinfección, impregnación, micro encapsulación, descontaminación de aguas residuales,

en la actualidad se realizan pruebas para la separación y extracción de aceite de

microalgas (Gómez, 2010).

II.9. Secado de Biomasa

Para realizar el secado de la biomasa de microalgas existe una variedad de secadores, los

cuales se enumeran a continuación:

II.9.1 Secador solar

Se utiliza para deshidratar frutas. Estos secadores que utilizan la radicación solar tienen

un bajo costo de fabricación comparado con los secadores industriales. Presentan la

dificultad que puede contaminarse la muestra de biomasa debido a los largos períodos de

96

exposición solar. El secador solar como deshidratador de frutas tiene un rango

determinado de temperatura el cual está entre 65 y 75ºC” (Gutiérrez et al, 2005).

II.9.2 Secado por Aspersión

En una cámara de secado se inyecta la biomasa la cual se rosea con gas o aire caliente en

donde las gotas del líquido se dispersan y se evaporan rápidamente y la biomasa seca cae

a un colector donde luego se extrae.

II.9.3 Tambor de Secado

Es el proceso el cual son dos tambores girando los cuales en la parte interna se encuentra

la biomasa y se calientan los tambores de la parte externa la cual esta a grandes

temperaturas, luego que la biomasa esta seca se extrae por medio de una Cuchilla.

II.9.4 Liofilización

En este proceso la biomasa y se coloca en una cámara de vacío, por sublimación se

separan los sólidos de los líquidos. Para acelerar el proceso se utiliza el proceso de

congelación- sublimación con lo que se consigue separar el líquido de la biomasa.

II.10 Extracción de aceites

Conocemos como vegetales oleaginosos a los vegetales que contienen grandes cantidades

de aceite en sus frutos o semillas. Las regiones tropicales son las que albergan la mayor

cantidad de cultivos oleaginosos. En el cuadro que se presenta a continuación podemos

observar los cultivos oleaginosos que se producen comúnmente en el mundo y sus

principales características (Castro, 2007).

CUADRO 12. Principales cultivos oleaginosos y sus características agronómicas.

Cultivos, particularidades, rendimiento, requerimientos agronómicos y sus principales

usos.

Nombre Común y Científico

Parte Oleaginosa

Contenido de Aceite (%)

Rendimiento Promedio kg/ha/año

Requerimientos Agronómicos Generales

Principales Usos Principales Productos

Palma Pulpa del fruto (aceite de

Pulpa: 45- Pulpa: 5 mil Palmera de climas tropicales, requiere mínimo 1600 mm de lluvia anual y 2-4 meses

Palma: Margarina, grasas para cocinar, productos

Malasia, Indonesia, Nigeria,

97

Aceitera palma) Semilla (aceite de palmaste)

55

Semilla: 44-57

Semilla: 800 secos. Soporta inundaciones temporales, y requiere bastante luz y humedad del suelo adecuada. Se desarrolla mejor en áreas bajas. Temperaturas máximas medias de 30-32, y mínimas de 21-24 °C. Demora 4-5 años en empezar a dar fruto, y alcanza su mayor productividad poco antes de los 20 años.

alimentarios, jabones, velas, cosméticos, lubricantes, jebes. Palmiste: Grasas alimentarias, helados, mayonesa, repostería, jabones, detergentes, biodiesel.

Tailandia, Colombia, Brasil.

Soya Glycine max

Semilla 18-20 280- 580 Herbácea anual adaptada a climas desde los trópicos hasta los subtrópicos húmedos. No resiste calor excesivo o inviernos severos, su temperatura óptima es 24-25 °C, pero resiste temperaturas medias anuales entre 5.9 y 27 °C. Requiere días cortos, aunque esta característica depende del cultivar. Crece mejor en suelos fértiles y bien drenados. Leguminosa, en asociación con Rhizobium puede fijar nitrógeno y no requiere fertilización con N. Se ha reportado que tolera precipitaciones entre 310 y 4100 mm. El período de crecimiento es de 4 a 5 meses. Se usa en rotación con maíz, granos pequeños, otras legumbres, algodón, arroz. Puede plantarse después de papas tempranas y vegetales, o después de granos de invierno.

Aceite para ensaladas, margarinas, productos alimenticios, jabones, pinturas, insecticidas, desinfectantes, biodiesel. Lecitina extraída del aceite se usa como emulsificante en la industria de alimentos y farmacéutica. La torta es una fuente importante de proteína para alimento animal y humano.

Estado Unidos, Brasil, Argentina, China, India, Paraguay, Canadá.

Colza y canola Brassica napus, Brassica rape

Semilla 40 700-1500 Planta anual o bianual de flores amarillas, adaptada a climas fríos. Requiere suelos fértiles y bien drenados, y responde favorablemente a la fertilización con N y P. Días soleados y noches frescas favorecen su crecimiento; el clima seco durante la cosecha es esencial. Tolera precipitaciones anuales entre 300 y 2800 mm y temperaturas medias entre 5 y 27 °C. Puede ser plantada luego de granos, maíz, papas, remolacha o después del barbecho, pero no después de colza, mostaza o girasol. La canola es una variedad de colza con bajo contenido de ácido erúdico (<2%) apta para consumo humano y con características agronómicas mejoradas,

Productos alimentarios, lubricantes, jabones, biodiesel.

India, China, Canadá, Alemania, Francia.

98

desarrollada mediante ingeniería genética en Canadá.

Girasol Hellanthus annuus

Semilla 45-55 600- 950 Planta herbácea anual mejor adaptada a climas cálidos o temperados. Puede crecer desde el Ecuador hasta los 55 ° de latitud. En los trópicos, crece mejor en elevaciones medias y altas, intolerante a la sombra pero tolerante a le sequedad y la sequía, excepto cuando está floreciendo. Puede crecer en suelos pobres, siempre que sean profundos y bien drenados. No resiste suelos ácidos o inundados. Tolera precipitaciones anuales entre 200 y 4000 mm y temperatura entre 6 y 28 °C. En zonas cálidas, las variedades enanas maduran 2.5-3 meses después de la siembra. No debe de ocurrir en rotación más de una vez cada 4 años, y no debe estar en rotación con papas.

Aceite para ensalada y para cocinar, margarina, lubricantes jabones, pinturas y esmaltes.

Federación Rusa, Ucrania, India, China, Argentina, Estados Unidos.

Algodón Gossyplum hirsutum

Semilla 18-25 300 Arbustiva anual adaptada a regiones tropicales a temperadas. Tolera precipitaciones anuales entre 290 (con irrigación) y 2780 mm y temperatura entre 7 y 27.8 °C. Es sensible a las heladas y requiere un mínimo de 180- 200 días de temperaturas uniformemente altas. Se cultiva en altitudes entre 0 y 1200 m. Requiere luz solar directa. Requiere lluvia moderada durante el período vegetativo y un período seco para permitir a los copos que maduren. Se desarrolla mejor en suelos profundos, friables, con alta retención de humedad y buena cantidad de humus. Se recomienda rotar, aunque es

Aceite para ensalada y para cocinar, margarina y para coberturas protectoras.

India, China, Estados Unidos, Pakistán, Uzbekistán, Brasil

99

posible cultivarlo sólo.

Ricino o higuerilla Ricinus communis

Semilla 45-55 1200 Árbol o arbusto perenne de zonas tropicales, pero se puede comportar como anual en regiones temperadas. Se ha reportado que tolera precipitaciones entre 200 y 4290 mm anuales y temperaturas entre 7 y 27.8 °C, pero los óptimos están en 750- 1000 mm y 20-25 °C. Crece mejor con altas temperaturas, y muere con las heladas. Es bastante tolerante a las sequías. Se desempeña mejor en suelos fértiles y bien drenados, no alcalinos ni salinos. Limo arenoso y arcilloso es el mejor.

En coberturas protectoras, lubricantes, tintas, tintes textiles, preservación del cuero, fibras sintéticas, pinturas, ceras, velas, crayones.

China, India, Brasil

Piñón Jatropha Curcas

24-34 (incluyendo cáscara)

1590 Arbusto o árbol de hasta 6 m, esta planta es originaria de zonas tropicales. Tolera precipitaciones anuales entre 480 y 2380 mm, y temperaturas entre 18 y 28.5 °C.

Iluminación, velas, jabón

FUENTE: Castro, 2007

Los aceites extraídos de semillas oleaginosas se denominan brutos o crudos. Esto se debe

a que contienen además de triglicéridos otras sustancias como: ácidos grasos libres,

proteínas, fosfolípidos, fosfátidos, ceras, resinas y pigmentos. Todas estas sustancias se

encuentran en pequeñas cantidades pero al producir biodiesel, algunas son desfavorables

y otras pueden permanecer sin alterar su calidad o estabilidad. (Castro, 2007)

Las mejores alternativas bioenergéticas parecen ser los biocombustibles de segunda

generación, ya que estos reducen el uso de la tierra debido a su potencial en rendimiento

por hectárea debido a que no requieren tierras cultivables y no son empleados para el

consumo humano. Como biocombustibles de segunda generación podemos mencionar los

residuos ligno-celulósicos, residuos agrícolas, la atropha curcas y las microalgas. (Loera-

Quezada y Olguín, 2010)

Las microalgas son una fuente biológica de lípidos, contienen ácidos grasos en los

componentes de sus membranas. Los lípidos son sustancias de origen biológico que al ser

poco solubles en agua pueden ser extraídos con solventes orgánicos de baja polaridad.

100

Las grasas son mezclas de triglicéridos, formados por 3 moléculas de ácidos grasos y una

de glicerol y las diferencias entre ellas dependen fundamentalmente de su diferente

composición en ácidos grasos que, a su vez, se diferencian por el número de átomos de

carbono y de dobles enlaces. Durante las primeras etapas de crecimiento de los cultivos

de microalgas, producen un alto monto de lípidos polares y ácidos grasos. En la

microalgas los principales componentes de lípidos son triacilgliceroles, ácidos grasos

libres, ceras, esteroles, hidrocarburos, glicolípidos y fosfolípidos entre otros. Los

principales componentes de ácidos grasos en la microalgas incluye moléculas lineales de

12 y 22 átomos de carbono en número par, saturadas e insaturadas, los ácidos de 16

carbonos y 18 carbonos son los más frecuentes. Los lípidos y ácidos grasos contenidos en

las microalgas varían de acuerdo a ciertas condiciones del cultivo(Tabla XIII), como son

la fase de crecimiento, temperatura, PH, disponibilidad y clase de nutrientes, intensidad

de la luz entre otros (Cohen, 1986).

Una de las ventajas más importante del biodiesel a partir de microalgas es su alto

rendimiento de lípidos por unidad de área. Los lípidos contenidos en las microalgas

constituyen del 20 al 50% de su peso seco (Cuadro 13).

CUADRO 13. Contenido de lípidos en especies de microalgas. Porcentajes (peso/peso) de aceite obtenidos de variedad de especies de microalgas marinas y dulceacuícolas.

Especie % Lípidos Especie % Lípidos

Anabaena cylindrica 4 4-7 Nannochloropsis sp. 1 31-68

Ankistrodesmus sp. 3 24-31 Nannochloropsis sp. 3 12-53

Botryococcus braunii ,1,3 25-75 Nannochloropsis sp. F&M-M24 2 30.9

Chaetoceros calcitrans CS 178 2 39.8 Nannochloropsis sp. F&M-M26 2 29.6

Chaetoceros muelleri 3 33 Nannochloropsis sp. F&M-M27 2 24.4

Chaetoceros muelleri F&M-M43 2 33.6 Nannochloropsis sp. F&M-M28 2 35.7

Chlamydomonas reinhardtii 3,4 21 Nannochloropsis sp. F&M-M29 2 21.6

Chlorella emersonii 3 25-63 Neochloris oleoabundans 1 35-54

Chlorella minutissima 3 57 Neochloris oleoabundans 3 29-65

Chlorella protothecoides 3 14-57 Nitzschia sp. 1,3 45-47

Chlorella pyrenoidosa 4 2 Paeodactylum tricornutum 1 20-30

Chlorella sorokiniana 3 19-22 Pavlova lutheri 3 35

Chlorella sorokiniana IAM -212 2 19.3 Pavlova lutheri CS 182 2 35.3

Chlorella sp. 3 10-48 Pavlova salina 3 30

Chlorella sp. F&M-M482 18.7 Pavlova salina CS 49 2 30.9

Chlorella sp.1 28-32 Phaeodactylum tricornutum 3 18-57

101

Especie % Lípidos Especie % Lípidos

Chlorella vulgaris 3 5-58 Phaeodactylum tricornutum F&M-M26 2 18.7

Chlorella vulgaris 4 14-22 Porphyridium cruentum 2 9.5

Chlorella vulgaris CCAP 211/11b 2 19.2 Porphyridium cruentum 4 9-14

Chlorella vulgaris F&M-M49 2 18.4 Prostanthera incisa 3 62

Chlorococcum sp. UMACC 112 2 19.3 Prymnesium parvum 3 22-39

Crypthecodinium cohnii 1 20 Prymnesium parvum 4 22-38

Crypthecodinium cohnii 3 20-51 Pyrosia laevis 3 69.1

Cylindrotheca sp.1 16-37 Scenedesmus dimorphus 3,4 16-40

Dunaliella bioculata 4 8 Scenedesmus obliquus 3 11-55

Dunaliella primolecta 1,3 23 Scenedesmus obliquus 4 12-14

Dunaliella salina 3 6-25 Scenedesmus quadricauda 2 18.4

Dunaliella salina 4 6 Scenedesmus quadricauda 4 1.9

Dunaliella sp. 3 17-67 Scenedesmus sp. DM 2 21.1

Dunaliella tertiolecta 3 16-71 Scenedesmus sp. F&M-M19 2 19.6

Elipsoidon sp. 3 27 Schizochytrium sp. 1,3 50-77

Ellipsoidion sp. F&M-M31 2 27.4 Skeletonema costatum 3

Eublena gracilis 3,4 14-20 Skeletonema costatum CS 181 2 13-51

Haematococcus pluvialis 3 25 Skeletonema sp. CS 252 2 21.1

Isochrysis galbana 3 7-40 Spirogyra sp. 4 31.8

Isochrysis sp. (T-ISO) CS 177 2 22.4 Spirulina máxima 4 11-21

Isochrysis sp. 1 25-33 Spirulina platensis 4 6-7

Isochrysis sp. 3 7-33 Synechococcus sp. 4 4-9

Isochrysis sp. F&M-M37 2 27.4 Tetraselmis maculata 4 11

Monallanthus salina 1 20 Tetraselmis sp. F&M-M34 2 3

Monallanthus salina 3 20-22 Tetraselmis suecica 1 14.7

Monodus subterraneus 3 16 Tetraselmis suecica F&M-M33 2 15-23

Monodus subterraneus UTEX 151 2 16.1 Tetraselmis suecica F&M -M35 2 8.5

Nannochloris sp. 1 20-35 Thalassiosira pseudonana 3 12.9

Nannochloris sp. 3 20-56 Thalassiosira pseudonana CS 173 2 20

Nannochloropsis CS 246 2 29.2 Thalassiosira pseudonana CS 173 2 20.6

Nannochloropsis oculata 3 22-29

FUENTE: Chisti, 2007.1, Rodolfi et al (2008)2, Becker (1994) 3, Becker (1994) 4.

En el cuadro 13 se muestra el contenido de lípidos de algunas microalgas. Y a

continuación en el cuadro 14 se refleja el contenido lipidico de las microalgas con las

materias primas más utilizadas actualmente en la producción de biodiesel.

102

CUADRO 14. Comparación de las distintas fuentes de biomasa para producción de biodiesel. Productividad de aceite para diferentes cultivos oleaginosos en comparación con el cultivo de microalgas.

Biomasa Producción de aceite (Litro/hectárea) Área (Millones de hectáreas)

Maiz 172 1540

Soya 446 594

Canola 1190 223

Jatropha 1892 140

Coco 2689 99

Palma 5950 45

Microalga a 136900 2

Microalga b 58700 4.5

Microalgaa: 70% de aceite en Biomasa y Microalgab:30% de aceite en Biomasa

FUENTE: Chisti, Y. 2007. Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances. 25 (2007) 294–306.

II.10.1 Aceite de microalgas

En cuanto a las ventajas de producir biodiesel a partir de micro algas, podemos

mencionar las siguientes: a) Poseen un rendimiento de aceite mucho mayor que cualquier

cultivo convencional (10-20 veces mayor que el derivado del aceite de palma y de 200-

400 veces mayor que el derivado del aceite de soya); b) requieren de una superficie muy

pequeña para cubrir la demanda actual de diesel de petróleo; c) debido a que se pueden

cultivar en el mar, agua dulce o en aguas residuales, se disminuye la competencia en el

uso de agua dulce requerida para la producción de alimentos; d) son excelentes

captadoras de CO2 (100 toneladas de micro algas consumen 103 ton de CO2). Las micro

algas son consideradas los organismos fotosintéticos más eficientes, ya que absorben más

CO2 y liberan más O2 que cualquier otra planta y crecen mucho más rápido (algunas

llegan a duplicar su biomasa en 24 h) (Loera-Quezada y Olguín, 2010).

Para su crecimiento, las microalgas captan y almacenan carbono del CO2 atmosférico

(Schenk et al, 2008), pueden crecer en agua salada o residual, en suelos inadecuados para

el crecimiento de otros tipos de vegetales (Schenk et al, 2008), su producción de aceite

por unidad de área cultivada puede ser hasta 300 veces mayor que la de las plantas

terrestres oleaginosas (Chisti, 2007).

103

Los ácidos grasos en el aceite de la microalgas Chlorella Vulgaris cultivada a la

intemperie reportados por Petkov y Garcia (2006) son agrupados según el grado de

insaturación de los mismos. Así, 14:0, 16:0 y 18:0 fueron agrupados como ácidos grasos

saturados y su porcentaje másico en la mezcla se calculo igual a 13%. De igual forma, se

agruparon 16:1 y 18:1 como mono–insaturados, 16:2 y 18:2 como di–insaturados y 16:3

y α-18:3 como tri–insaturados.

CUADRO 15. Porcentajes de ácidos grasos saturados, mono-insaturados, di-insaturados y tri-insaturados presentes en el aceite de Chlorella Vulgaris cultivada a la intemperie.

Ácido graso %

Saturados 13

Mono-insaturados 20

di-insaturados 28

tri-insaturados 39

FUENTE: A. Barajas1, 2009

II.10.2 Ácidos Grasos

Los ácidos grasos son compuestos orgánicos de carbono, hidrógeno y oxígeno, que sirven

al organismo como fuente de energía, y como precursores de la síntesis de grasas, ceras y

otras moléculas. Hablamos de ácidos grasos poli-insaturados de cadena larga cuando

éstos están formados por cadenas de más de 18 átomos de carbono y dos o más dobles

enlaces.

En este sentido, la producción de ácidos grasos poli-insaturados a partir de microalgas

presenta grandes ventajas frente a otras fuentes: permite alcanzar niveles de producción

elevados en condiciones altamente controladas y con un bajo riesgo de contaminación; es

una actividad de una baja demanda de energía que no requiere suelo fértil ni agua de

calidad, no compite, por tanto, con otras actividades agrarias. En la actualidad ciertas

microalgas son la base de una floreciente industria biotecnológica. (Chisti, 2007). En el

siguiente cuadro 16 se muestra la estructura y porcentaje de ácidos grasos presentes en

104

mayor proporción tras un análisis al extracto de microalgas Chlorella sp, en las que el

ácido palmítico, oleíco, linoléico y linolenico se presentan en mayor proporción.

CUADRO 16. Estructura y porcentaje de los ácidos grasos presentes en mayor proporción en el extracto de microalgas Chlorella sp.

Ácido graso Carbonos Enlaces dobles Fórmula

química Contenido (%) Estructura

Palmítico 16 0 C16H32O2 30.34

Oleíco 18 1 C18H34O2 34.31

Linoléico 18 2 C18H32O2 12.62

Gamma-Linolénico

18 3 C18H30O2 13.37

FUENTE: (Zamora, 2008)

II.10.2.1 ÁCIDO PALMÍTICO (C16:0): CH 3(CH2)14COOH

Es un ácido graso saturado, formado por dieciséis carbonos. Su nombre IUPAC es ácido

hexadecanóico. Es el ácido graso más abundante en las carnes, grasas lácteas y en los

aceites vegetales (Luna, 2007). Es insoluble en agua y soluble en alcohol y éter. Se utiliza

en la manufactura de productos alimenticios y farmacéuticos, para la elaboración de

aceites lubricantes, materiales impermeables y en la fabricación de jabón.

II.10.2.2 ÁCIDO OLEICO (cis C18:1): CH3(CH2)7CH=CH(CH 2)7COOH

Es un ácido graso monoinsaturado. Su nombre IUPAC es ácido cis-9-octadecanoico. La

fuente principal de ácido oleico es el aceite de oliva que comprende de 55-80%, en el

aguacate con aproximadamente 70% y en el aceite de girasol en un 80%. Es un ácido

105

estable que se descompone lentamente. No es soluble en agua pero soluble en benceno,

alcohol, éter u otros disolventes orgánicos. A partir de este se obtiene el ácido esteárico

saturado (Luna, 2007). Se utiliza principalmente en la fabricación de jabones,

cosméticos, industria textil y para limpieza de metales.

II.10.2.3 ÁCIDO LINOLÉICO (cis C18:2): CH3(CH2)4CH=CHCH2CH=CH(CH2)7COOH

Ácido graso que contiene dos instauraciones. Su nombre IUPAC es ácido cis-9, cis-12-

octadecadienoico. Es soluble en disolventes orgánicos. Es esencial para el organismo

humano pero éste no puede sintetizarlo. Sus derivados son el ácido gamma-linolénico, el

ácido araquidónico y el ácido docosapentaenoico. El ácido linoleico y sus derivados

forman parte de los ácidos grasos omega 6, por contener su primer doble enlace en el

sexto carbono. Se encuentra en aceites de semillas vegetales, tales como la linaza, soja,

girasol y algodón. Se utiliza ampliamente en la industria alimenticia en la producción de

grasas hidrogenadas (Luna, 2007).

II.10.2.4 ÁCIDO gamma-LINOLENICO (C18:3n6): CH 3-CH2-CH=CH-CH 2-CH=CH-CH 2-CH=CH-(CH 2)7-COOH

Ácido graso poliinsaturado. Su nombre IUPAC es ácido cis-6,9,12-octadecatrienoico. Sus

principales fuentes son el aceite de onagra, aceite de borraja, aceite de semilla de grosella

y la leche materna. Es utilizado ampliamente en la industria alimentaria y farmacéutica.

Existen muchas especies de micro algas que son capaces de producir grandes cantidades

de lípidos pero frecuentemente, las altas condiciones de lípidos se obtienen cuando

sometemos a las microalgas a condiciones físicas y/o químicas que las estresan,

frecuentemente se limitan los nutrientes en el medio de cultivo y esto produce una baja

productividad de biomasa. (Loera-Quezada y Olguín, 2010) A continuación, se muestra

una grafica con el contenido de aceite de algunas especies de microalgas y cultivos

oleaginosos.

106

GRÁFICA 3. Productividad de aceites de microalgas y cultivos oleaginosos. Comparación gráfica del la productividad de aceite en L/Ha entre varios cultivos oleaginosos y cultivos de microalgas.

FUENTE: Loera-Quezada y Olguín, 2010

Los ácidos grasos constituyen la parte predominante y químicamente activa de los

triglicéridos y debido a esto, determinan las propiedades fisicoquímicas de los mismos.

(Castro, 2007) A continuación, se presenta un cuadro 17 con los ácidos grasos comunes.

107

CUADRO 17. Ácidos grasos saturados y sus principales características. Se presenta el número de carbonos, la fórmula molecular, el punto de ebullición y de fusión para ácidos grasos de cadenas de entre 4 y 24 carbonos.

Ácido

graso

Número de átomos de Carbono

Fórmula Punto de ebullición a 16

mm (°C)

Punto de fusión (°C)

Butírico 4 C3H7COOH 163

( a 760 mm) -8

Caproico 6 C5H11COOH 107 -3.4

Caprílico 8 C7H15COOH 135 16.7

Caprico 10 C9H19COOH 159 31.6

Láurico 12 C11H23COOH 182 44.2

Mirístico 14 C13H27COOH 202 54.4

Palmítico 16 C15H31COOH 222 62.9

Esteárico 18 C17H35COOH 240 69.6

Aráquico 20 C19H39COOH - 75.4

Behénico 22 C21H43COOH - 80.0

Lignocérico 24 C23H47COOH - 84.2

FUENTE: Castro, 2007.

II.10.3 Biodiesel

La ASTM (Sociedad Americana para Pruebas y Materiales) define al biodiesel como:

ésteres monoalquílicos de ácidos grasos de cadena larga derivados de lípidos renovables,

tales como aceites vegetales o grasa de animales. El sufijo "bio" representa su fuente

biológica y renovable en comparación con los combustibles tradicionales derivados del

petróleo; "diesel" se refiere a su uso en motores diesel (ASTM, 2002).

108

El biodiesel es un biocombustible de origen renovable que se obtiene a partir de aceites

vegetales y grasas animales. Estos poseen un contenido de triglicérido los cuales pueden

ser saturados e insaturados y este a su vez es el que le da las cualidades del biodiesel. El

biodiesel se obtiene mediante la transesterificación de los triglicéridos con un alcohol de

cadena corta en presencia de un catalizador obteniendo biodiesel y glicerol con dos fases

liquidas separadas. Para la realización del biodiesel se deben cumplir con ciertos

estándares de calidad como los son la densidad, viscosidad cinemática, punto de nube,

punto de inflamación, residuos carbonosos, número de Cetano, azufre, contaminación

total, contenido de agua y sedimentos por mencionar los más importantes.

El biodiesel es una de las alternativas amigables con el ambiente ya que es un

combustible menos contaminante. Dentro de sus ventajas podemos citar que no contiene

aromáticos polinucleares, no contiene sulfuros, el contenido de combustible no quemado

y el monóxido de carbono presente en los gases de escape es menor ya que se puede

observar menores gases de combustión en los automóviles, posee mejores características

de lubricidad, al ser un derivado de ácidos grasos contiene un mayor número de cetano,

es cuatro veces más biodegradable que el combustible convencional y no es tóxico.

El biodiesel puede convertirse en el sustituto a largo plazo del diesel derivado del

petróleo debido a la similitud existente entre las propiedades químicas físicas de ambos

combustibles, las investigaciones actuales van orientadas en esa dirección.

El biodiesel es un combustible líquido renovable que funciona como sustituto del gas-oil

para motores de diesel, el cual puede ser producido a partir de diferentes tipos de aceites

vegetales, grasas animales o aceites residuales de la industria de los alimentos haciéndolo

reaccionar con metanol o etanol (alcoholes de baja masa molecular), obteniéndose

glicerina como subproducto.

La reacción química llevada a cabo es la trans-esterificación, que consiste en tres

reacciones reversibles; en la primera el triglicérido es convertido en diglicérido (Figura

10), el cual, en la segunda reacción da como resultado un monoglicérido (Figura 11), que

durante la última fase produce glicerina (Figura 12). En cada una de las tres reacciones se

109

libera un mol de éster. Posterior a la reacción completa de la formación del producto

final, este es llevado a la fase de separación y por último a una fase de purificación.

FIGURA 10. Primera reacción para la síntesis de Biodiesel. Liberación del primer ácido graso y formación del primer éster metílico en la reacción con metanol.

FUENTE: FODECYT 049-2009.

FIGURA 11. Segunda reacción en la síntesis de Biodiesel. Liberación del segundo ácido graso y formación del segundo éster metílico en la reacción con metanol.


FIGURA 12. Tercera reacción en la síntesis de Biodiesel. Liberación del tercer ácido graso y formación del tercer éster metílico en la reacción con metanol, y generación de glicerina.


En las reacciones de trans-esterificación presentadas anteriormente, el triglicérido se

rompe para dar paso a tres ésteres, formados a partir de la cadena aniónica de los ácidos

grasos unida a la cadena alifática del alcohol y a una molécula de glicerol, que son

formados por la introducción de los grupos hidroxilo del alcohol en sustitución de los

residuos acilo graso.

110

Las condiciones de reacción de la trans-esterificación son sensibles a diversos

parámetros: “entre los más influyentes sobre la conversión de los triglicéridos en

biodiesel son el tipo de alcohol, la relación molar alcohol/aceite, la cantidad de

catalizador, la temperatura de reacción y la velocidad de agitación. Cada uno de estos

parámetros debe mantenerse dentro de cierto rango de operación con el objetivo de

garantizar una conversión alta”. (Plata, 2009). Uno de los puntos de control en la

producción es que las grasas utilizadas como materia prima y el alcohol, deben ser

anhidras, pues de lo contrario al utilizar álcali se favorece a una reacción de

saponificación en lugar de trans-esterificación.

En general, la utilización de este biocombustible representa grandes ventajas desde el

punto de vista medioambiental y energético.

CUADRO 18. Resumen de las características típicas del biodiesel y el diesel de petróleo. Comparación de algunas características físicas y químicas del diesel fósil y el biodiesel.

Parámetro Unidades Diesel Biodiesel

Poder Calorífico Kcal/ L 8.74 7.795

Densidad (15°C) g/ cm3 0.820- 0.845 0.860- 0.900

Punto de inflamación °C 55 (mínimo) 101 (mínimo)

Azufre ppm 350 (máximo) 10 (máximo)

Contaminación Total ppm 24 (máx.) -

Agua ppm 200 (máx.) 500 (máx.)

Viscosidad Cinemática cSt 2.0 – 4.5 3.5 – 5.0

FUENTE: Ciria, 2007. Propiedades y características del diesel y biodiesel.

111

CUADRO 19. Estándar ASTM 6751 para biodiesel. Normas y métodos de prueba para evaluación de las propiedades y certificación del biodiesel.

Propiedad Método de Prueba Límites Unidades

Punto de inflamación D 93 130 min. °C

Agua y sedimentos D 2709 0.05 máx. % volumétrico

Viscosidad cinemática (40°C) D 445 1.9 – 6.0 mm2/s

Cenizas sulfatadas D 874 0.02 máx. % másico

Contenido de azufre D 5453 0.0015 máx. (S15)

0.05 máx. (S500)

% másico (ppm)

Corrosión en lámina de cobre D 130 No. 3 máx.

Punto de nube D 2500 Reportar °C

Carbón residual D 4530 0.05 máx. % másico

Número ácido D 664 0.5 máx. mg KOH/g

Glicerina libre D 6584 0.02 % másico

Glicerina total D 6584 0.24 % másico

Contenido de fósforo D 4951 0.001 máx. % másico

Temperatura de destilación D 1160 360 máx. °C

Número de cetano D 613 47 min.

FUENTE: Knothe, G. (2006). Analyzing Biodiesel: Standards and Other Methods.

112

GRÁFICA 4. Proceso de producción de biodiesel. Pasos requeridos para obtener un biodiesel óptimo.

FUENTE: FODECYT 049-2009

ACEITE

TRANSESTERIFICACION

PRUEBAS DE CERTIFICACION DE BIODIESEL

ESTERES GLICERINA

AGUA

LAVADO

BIODIESEL

ALCOHOL + CATALIZADOR

DECANTACIÓN

DECANTACION

113

PARTE III

114

III.1 RESULTADOS

III.1.1 Análisis físico-químico del cuerpo de agua

El monitoreo de la calidad del cuerpo de agua se realizó en los meses de mayo, junio y

julio del año 2010. Se identificaron 11 parámetros base para la evaluación físico-química

del lago. Temperatura, pH, TDS, O2 disuelto, DQO, DBO5, N, Si, PO3, Sólidos

suspendidos, clorofila. Los puntos seleccionados corresponden al lugar donde se colectan

las muestras de fitoplancton.

Se identificaron 11 parámetros base para la evaluación físico-química del lago a

continuación se describen cada uno de ellos:

� Temperatura; Toma de temperatura realizados en época seca por lo que los resultados

sugieren una temperatura inferior a la temperatura ambiente. La temperatura resulta

importante, ya que influye directamente en la solubilidad y disociación de las sales,

gases, por consiguiente en la conductividad eléctrica y pH del agua. Por otro lado la

temperatura de aguas superficiales es importante cuando respecta al desarrollo de

seres vivos, en éste caso a los peces los cuales pueden verse afectados a altas

temperaturas. Existe una estrecha relación entre la densidad del agua y su

temperatura, por lo que cualquier alteración de ésta modifica los movimientos de

mezcla de diferentes masas de agua.

� pH; la medición de éste parámetro es la concentración de iones hidrógeno presentes

en el cuerpo de agua, los rangos aceptables para éstos oscilan entre 6.5 y 8.5. Un

valor alto indica una baja concentración de iones hidronio, y por lo tanto un cuerpo de

agua alcalino.

� Oxígeno disuelto; La cantidad de oxígeno disuelto presente en el cuerpo de agua

representa el oxígeno presente en el agua, la oxidación de los compuestos orgánicos

para formar anhídrido carbónico y agua, implica un consumo del oxígeno que

contiene el agua, mismo que es renovado a partir del O2 presente en el aire.

� DQO; La medida de la DQO es una estimación de las materias oxidables presentes en

el agua, cualquiera que sea su origen, orgánico o mineral, como nitritos, hierro

ferroso, amoníaco, sulfuros y cloruros. La DQO no diferencia entre materia

115

biodegradable y el resto, y no suministra información sobre la velocidad de

degradación en condiciones naturales. La DQO no es confiable como indicador

cuando hay presencia de cloruros.

� DBO5; En la práctica, permite apreciar la carga del agua en materias putrescibles y su

poder autodepurador, y de ello se puede deducir la carga máxima aceptable. La DBO

expresa la cantidad de oxígeno gaseoso (O2), necesaria para biodegradar la materia

orgánica.

� Nitrógeno; Existe una gran variedad de compuestos del nitrógeno que son nutrientes

esenciales. Su presencia en exceso en los cuerpos de agua causa eutrofización. El

nitrógeno orgánico presente en el agua, se encuentra formando parte de compuestos,

como proteínas, polipéptidos y aminoácidos.

� Silicio; El silicio como elemento electropositivo es el más abundante en la corteza

terrestre. Es importante su control ya que aunque en pequeñas proporciones se

encuentra en la naturaleza su exceso causa efectos visibles en la salud.

� Fosfatos; Como nutriente de naturaleza inorgánica en el agua un exceso de éste

nutriente. causa eutrofización de los cuerpos de agua por lo que resulta importante su

medición y control.

� Sólidos suspendidos; En el caso de aguas superficiales, el origen de estos materiales

es consecuencia de las actividades humanas y la erosión acelerada de los suelos que

sigue a un proceso de deforestación, pastoreo excesivo, o mala práctica agrícola,

dando lugar a la obstrucción de los cursos de agua y/o la colmatación de embalses.

� Clorofila; la clorofila son familias de pigmentos que se encuentran en las

cianobacterias y en todos aquellos organismos que contienen cloroplastos en sus

células, por lo que su presencia en exceso es indicador de algas y microalgas.

116

CUADRO 20. Resultados del análisis fisicoquímico de muestras de agua del Lago de

Amatitlán. Valores para temperatura, sólidos disueltos totales (TDS), oxígeno disuelto,

pH, demanda química de oxígeno, demanda biológica de oxígeno, nitrógeno total (NT),

fosfato, silicato, sólidos suspendidos y clorofila, para los meses de mayo, junio y julio.


El siguiente cuadro (21) muestra los valores promedio partiendo de las mediciones

registradas en el cuadro anterior (20) de los diferentes puntos de muestreo.

CUADRO 21. Valores promedio de la evaluación fisicoquímica del cuerpo de agua. Promedio de los parámetros fisicoquímicos evaluados durante los meses de mayo, junio y julio.


117

El potencial de hidrógeno (pH) medio encontrado se mantuvo sobre el límite superior de

los límites máximos aceptables (LMA), establecidos en la norma COGUANOR NGO

29001 que es de 7.0 a 7.5.

La concentración de fosfatos en los puntos muestreados es superior al LMP establecido

por COGUANOR el cual establece un límite permisible de 0.1 mg/L. Se observa que en

Playa Bahía de Oro el valor encontrado es de 0.2 mg/L que corresponde al valor más bajo

entre los puntos muestreados.

La concentración de los sólidos totales disueltos es alto en los puntos monitoreados , los

valores máximos aceptables (LMA) para fines de agua potable según la norma

COGUANOR 29001 es de 500 mg/l, sí bien los puntos no sobrepasan este valor se

observa que su valor es de alta contaminación y disminución de su calidad para consumo

humano.

El río Villalobos es un cuerpo hídrico que recibe las descargas residuales de tipo

doméstico, industrial, agrícola, hospitalario entre otros de la parte sur de la ciudad capital

así como de los municipios de San Miguel Petapa, Villa Canales, Villa Nueva y Mixco.

La gráfica 5 muestra la cantidad de sólidos suspendidos en comparación con el resto de

puntos monitoreados.

GRÁFICA 5. Concentraciones de sólidos suspendidos. Comparación en mg/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados. FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009

118

El oxígeno disuelto en el agua (OD), es un indicador de la contaminación del agua, sí este

valor es demasiado bajo la vida acuática de peces y otros organismos se ve limitada. El

límite recomendable para ecosistemas acuáticos es de 8mg O2/l. La gráfica 6 muestra

valores por debajo de este valor por el grado de contaminación del lago, excepto en oeste-

centro donde la contaminación no es tan marcada. Puede observarse el bajo valor de O2

disuelto en rio Villalobos.

GRÁFICA 6. Concentraciones de oxígeno disuelto (OD). Comparación en mg/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados.


La demanda química de oxígeno (DQO) presenta valores altos, el límite máximo

permisible por la OMS es de 10mg O2 /l, los siguientes valores en la grafica 7 indican

que la materia orgánica susceptible a oxidación en estos cuerpos de agua es elevada y

representa una amenaza al ecosistema acuático y condiciones de salud de las poblaciones

alrededor de la cuenca.

119

GRÁFICA 7. Demanda química de oxígeno (DQO). Comparación en mgO2/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados.


La demanda biológica de oxígeno (DBO) es un parámetro que mide la cantidad de

oxigeno que requieren los microorganismos para efectuar la oxidación de la materia

orgánica presente en aguas superficiales, el límite definido por la OMS es 5mg O2 /l, los

datos de DBO5, pueden considerarse aceptable para un valor máximo de 30 mg O2/l, sin

embargo al observar la gráfica 8 los valores en los puntos de muestreo del río Villalobos

muestra valores superiores hasta por 6 veces al límite establecido.

120

GRÁFICA 8. Demanda biológica de oxígeno (DBO). Comparación en mgO2/L entre cuatro puntos de muestreo evaluados.


Los valores obtenidos indican un alto grado de contaminación y descomposición. Estos

nutrientes provocan un acelerado crecimiento de las microalgas de diferentes especies.

III.1.2 Identificación y diversidad de microalgas en los sitios de muestreo

La colecta de muestras de diferentes especies de microalgas realizada en el lago

Amatitlán fue identificada en el laboratorio, para la colecta de microalgas se utilizó el

medio Chu No. 10 en volumen de 500 ml. El cuadro 22 enumera las microalgas

encontradas.

121

CUADRO 22. Especies de microalgas identificadas por sitio de muestreo. Las especies

encontradas en cada punto de muestreo se muestran con una X, haciendo un total de 22

especies.

Sitio de muestreo

Especie* El Niño Villa-lobos

Bahía Playa de Oro 1

Micha-toya

Playa Públi-ca

Caba-llo Caba-llòn

Cen-tro Lago

Bahìa Playa de Oro 2

CIANOBACTERIAS

Anabena sp.

X X X X X X X X

Romeria sp. X X X X X X X

Arthrospira sp.

X X X X

Microcystis aeruginosa

X X X X X X X X X

Microcystis sp.2

X X X

Oscillatoria limosa

X X X X X X X X X

Planktothrix aghardii

X X X X X X X X X

Synechococcus sp.1 X X X X X X

Synechococcus sp. 2 X X X X X X

ALGAS VERDES

Chlamydomonas sp. X X

Chlorella vulgaris

X X X X X X X X X

Closterium aciculare

X X X X X

Dictyosphaerium pulchellum

X X X

Chlorella sp.

X X


X X X X X X X

Schroederia spiralis

X X

DIATOMEAS

Aulacoseira granulata X X X X X

Cyclotella sp. X X X X X X

Synedra ulna

X X X X X X X

Navicula sp.

X X X X X X X X X

Navicula sp. (var. Grande)

X

Total: 22especies 14 14 11 10 10 15 13 17 15

Fuente: FODECYT 049-2009.

122

El total registrado es de 22 especies, la X en la cuadro 22 indica la presencia de la

microalga en el punto muestreado. Las microalgas con mayor presencia, encontradas en

todos los puntos muestreados, son: Microcystis sp.1, Oscillatoria sp.1, Chlorella sp,

Navicula sp.

En la etapa de identificación y diversidad de las especies de microalgas en los sitios de

muestras, se observó que las especies que más respondieron al medio Chu #10 son:

• Del grupo de las Cianobacterias, Oscillatoria limosa (sp1), Oscillatoria (sp.2),

Anabaena sp.

• Del grupo de las Clorofíceas, Chlorella sp. y Scenedesmus dimorphus.

• Del grupo de las Diatomeas, Navícula sp.1

123

CUADRO 23. Análisis de agrupamiento de sitios de muestreo. El dendrograma muestra los agrupamientos formados mediante el análisis de similitud entre los sitios de muestreo en relación a la presencia y ausencia de especies.

Fuente: FODECYT 049-2009.

El dendrograma del cuadro 23 muestra la similitud de los sitios de muestreo en relación

a las especies de microalgas identificadas (cianobacterias, algas verdes y diatomeas)

presentes. Los casos (sitios de muestreo) que se interceptan más cerca al 0 muestran las

mayores similitudes. La similitud entre grupos disminuye mientras más se acerca al 25.

Dendrograma utilizando enlazado promedio entre grup os

Combinado de Agrupamientos con Distancia a Escala

C A S O 0 5 10 15 20 25

Num +---------+---------+-- -------+---------+---------+

Bahía Playa de oro 1 4 -+-------------------- -----------------+

Salida RíoMichatoya 8 -+ +---------+

Playa Pública 9 ---------------------- -----------------+ |

Villalobos 2 -------+-------------- -------+ |

Centro Lago 7 -------+ +---+ |

Caballón 3 -+-----------+ | | |

Bahía Playa de oro 2 5 -+ +-------- -------+ +---------------+

El Niño 1 -------------+ |

Caballo 6 ---------------------- -----------+

124

III.1.3 Crecimiento de cinco especies de microalgas en cinco medios de cultivo

Se realizaron cultivos de las especies de algas verdes Scenedesmus cf. Acutus,

Selenastrum capricornutum, Chlorella sp. (Diminuta), Monoraphidium griffithii, y la

diatomea Navicula sp., utilizando los siguientes medios de cultivo: Chu#10, Chu#10

Half-Strength, COMBO, Fraquil y WC. Los cultivos se mantuvieron en frascos de 500 ml

con aireación constante e iluminación a un fotoperíodo de 16 horas de luz continua. Se

determinó la densidad celular mediante conteos en hematocitómetro de Neubauer con

profundidad de 0.1 mm realizados aproximadamente cada 4 días hasta no observar mayor

aumento en la densidad celular, lo cual consistió en tres mediciones por especie para cada

medio de cultivo.

Los resultados de la evaluación del crecimiento de la densidad celular de las diferentes

especies que se muestran en el cuadro 24.

125

CUADRO 24. Evaluación del crecimiento de microalgas en diferentes medios de cultivo. Se muestran las densidades celulares alcanzadas para cada especie bajo cultivo en cada medio de cultivo, durante los días que éstos se monitorearon, mostrando con fondo rosado los medios de cultivo que propiciaron las mayores densidades celulares para cada especie de microalga.

Densidad Celular en células /ml en cultivos en frasco con aireación Especie Día

Medio de Cultivo


Chu # 10 Chu#10 H-S COMBO Fraquil WC

4 80,000 75,000 166,250 80,000 235,000 7 130,000 280,000 850,000 170,000 1,287,500 13 242,500 100,000 2,612,500 67,500 1,032,500

Navícula sp. Chu # 10 Chu#10 H-S COMBO Fraquil WC

3 112,500 10,000 5,000 5,000 5,500 6 82,500 17,500 6,500 11,250 22,500 13 127,500 7,500 19,500 26,250 36,250



4 770,000 182,500 980,000 355,000 907,500 7 1,912,500 912,500 3,385,000 370,000 2,630,000 11 2,457,500 852,500 4,927,500 357,500 3,950,000

Chlorella sp. (diminuta)


4 1,000,000 2,260,000 3,440,000 1,367,500 1,100,000 7 5,396,670 2,573,000 15,410,000 1,965,000 ------------------ 12 10,840,000 8,880,000 20,510,000 2,247,500 2,040,000



4 172,500 467,500 252,500 295,000 295,000 7 562,500 1,115,000 1,465,000 875,000 1,035,000 12 1,487,500 1,192,500 4,930,000 740,000 1,557,500


Como se observa en el cuadro 24, el medio de cultivo COMBO produjo las mayores

densidades celulares a los 13 días de cultivo, para las cuatro especies de algas verdes. La

mayor densidad celular se logró en Chlorella sp. (diminuta) (20,510,000 cel/ml), lo cual

está relacionado con el reducido tamaño celular (menor a 5µm). Para la diatomea,

Navícula sp., el medio que produjo mayores densidades fue Chu # 10, un medio que

asemeja las condiciones minerales de un lago eutrófico, y no contiene vitaminas

agregadas. En base a estos resultados se eligió el medio de cultivo COMBO para

126

mantenimiento y producción de inoculo y biomasa de las especies de algas verdes. Para

Navícula sp., se eligió el medio Chu#10 para los mismos propósitos.

El crecimiento de la densidad celular de las microalgas aisladas por medio de cultivo se

ilustra en las Graficas (9, 10, 11, 12, y 13). Los períodos de tiempo de mayor

producción de cada especie es variable. Las microalgas aisladas crecen en un período que

oscilar entre 11 días y 13 días, hasta ahora no se ha encontrado una microalga bajo

creciendo bajo condiciones controladas que registre un crecimiento máximo en menos de

11 días. Es importante indicar que la microalga Monoraphidium griffithii , produce la

mayor cantidad de unidades celulares por mililitro en el menor tiempo de 11 días.

GRÁFICA 9. Evaluación de la densidad celular de la microalga Selenastrum capricornutum en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.


127

GRÁFICA 10. Evaluación de la densidad celular de la microalga Navicula sp, en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.


GRÁFICA 11. Evaluación de la densidad celular de la microalga Monoraphidium griffithii en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.


128

GRÁFICA 12. Evaluación de la densidad celular de la microalga Chlorella sp en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.


GRÁFICA 13. Evaluación de la densidad celular de la microalga Scenedesmus cf. acutus en diferentes medios de cultivo. Las curvas representan el desarrollo de los cultivos bajo cada tratamiento de cultivo.


129

III.1.4 Filtrado y Secado de microalgas

Para optimizar el proceso de secado se utilizo floculantes en la biomasa obtenida de las

especies de microalgas aisladas en recipientes abiertos de 9.00- 18.00 litros luego de que

estas tuvieron un crecimiento exponencial en un tiempo que oscila entre 11 y 14 días

máximos.

Se realizaron pruebas a diferentes concentraciones con diferentes sustancias floculantes,

preparándose las soluciones: FeSO4, Al2(SO4)3 a diferentes concentraciones. Iniciándose

con la floculación de un cultivo de Chlorella sp., del cual se midieron volúmenes iguales

en cuatro probetas de 250 ml. Los resultados con esta especie llevaron a la aplicación de

los mismos tratamientos para las especies Monoraphidium griffithii., Scenedesmus

dimorphus y Selenastrum capricornutum, todas cultivadas en el laboratorio en sistemas

abiertos.

El pH del volumen de cultivo fue ajustado entre 11.8 y 12 para favorecer la floculación,

utilizando NaOH para elevarlo y H2BO3 para disminuirlo, según fuera necesario. A cada

probeta se le agregó un volumen diferente de floculante, 0.5ml, 1 ml, 2.5 ml y 5ml, para

evaluar la concentración mínima necesaria de compuesto para realizar una separación

eficaz de la biomasa de la parte líquida. En las especies mencionadas se realizaron las

pruebas con FeSO4 o Al2(SO4)3 bajo las concentraciones mencionadas. A continuación se

resumen los resultados obtenidos en el cuadro 11.

130

CUADRO 25. Pruebas de floculación de la biomasa de microalgas. Se indica la concentración de floculante utilizado para precipitar la biomasa de las especies mencionadas, y el resultado de la biomasa sedimentada como un porcentaje.

Especie Floculante Volumen/100ml Concentración (gr/ml)

Resultado (% floculado)

Chlorella sp. FeSO4 0.5 ml 0.00025 75%

1 ml 0.0005 100%

2.5 ml 0.0012 100%

5 ml 0.0024 100%

Al2(SO4)3

0.5 ml 0.00025 25%

1 ml 0.0005 25%

2.5 ml 0.0012 25%

5 ml 0.0024 25%

Monoraphidium

Griffithii

FeSO4 0.5 ml 0.00025 100%

1 ml 0.0005 100%

2.5 ml 0.0012 100%

5 ml 0.0024 100%

Scenedesmus dimorphus

Al2(SO4)3

0.5 ml 0.00025 100%

1 ml 0.0005 100%

2.5 ml 0.0012 100%

5 ml 0.0024 100%


FeSO4 0.5 ml 0.00025 75%

1 ml 0.0005 100%

2.5 ml 0.0012 100%

5 ml 0.0024 100%


131

La biomasa microalgal concentrada de las diferentes especies aisladas a partir de la

floculación, aun contienen un contenido acuoso considerable que es eliminado a través de

un proceso de filtrado efectuado en una bomba de vacio con una capacidad máxima de

100mL. Las diferentes especies de microalgas y la biomasa del lago luego fueron

filtradas y posteriormente llevadas al secador.

GRÁFICA 14. Metodologia de filtrado de microalgas. Se muestran los pasos realizados para obtener biomasa seca a partir de cultivos maduros de microalgas.


El secador utilizado suministra una potencia total de 750W empleando 3 bombillas de

250W. Para establecer el tiempo de secado de la microalga se procedió a calcular la

eficiencia del secador. Los valores que se tomaron como base para cálculo de la

eficiencia se muestran en el cuadro 26.

Decantación de biomasa + floculante + medio de cultivo en recipientes cónicos

Extracción de biomasa floculada del recipiente cónico

Sistema de Filtrado

Floculante + medio de Cultivo

Sistema de secado

Biomasa Húmeda

132

CUADRO 26. Parámetros del proceso de secado de microalgas. .

Volumen de la muestra 38.0mL Masa de la muestra 3.35g = 0.035Kg Temperatura ambiente 22ºC Temperatura crítica 100ºC Tiempo de secado 960 s


Para determinar la eficiencia del método de secado utilizado, en base a las tablas de las

propiedades termodinámicas de las sustancias puras en sus distintas fases (Çengel, 2007),

se obtuvieron los valores de entalpía correspondientes a los valores: hf1@22ºC = 94.5 kJ /

Kg, hf2@100ºC = 419.2 kJ / Kg, hfg@100ºC = 2256.4 kJ / Kg.

Se realizaron las operaciones para calcular la cantidad de calor extraída de la muestra tal

como se explica a continuación:

Q1 = m (hf2@100ºC - hf1@22ºC ) = (0.035Kg) (324.5 KJ / Kg) = 11.35 kJ.

Q2 = m (hfg@100ºC) = (0.035Kg) (2256.4KJ/Kg) = 78.97KJ

QT = Q1 + Q2 = 11.35KJ + 78.97KJ = 90.32KJ

El calor total que se utilizó para poder secar la muestra es de 90.32kJ.

El porcentaje de eficiencia del secador es un número menor a la unidad, este valor

obtenido es una referencia que nos permite evaluar el aprovechamiento de la energía

eléctrica en el secado de las microalgas.

Eficiencia = QT / (Wn x t) = (90.32 KJ * 1000) / (750 W * 960s) = 0.125

En conclusión se puede observar que la eficiencia en el secador utilizando energía

eléctrica es del 12.5 %.

Este secador solar puede utilizarse empleando los rayos del sol con incidencia normal

sobre la muestra de biomasa a secar. Las primeras pruebas se realizaron aprovechando la

energía solar, este procedimiento presentó el inconveniente que la exposición solar

directa contaminaba las muestras de biomasa de microalgas debido al tiempo de

133

exposición por largos períodos de tiempo. El cuadro 26 muestra los resultados obtenidos

al secar la biomasa con energía eléctrica o energía solar térmica, con una muestra de

biomasa en estado líquido de 38.00mL y 3.35 gramos de masa.

CUADRO 27. Proceso de filtrado de la biomasa húmeda. Comparación del secado de biomasa de microalgas en secador eléctrico y secador solar.

Experimento Tiempo de secado

Horario de trabajo Presentación final de la muestra

Secador utilizando Energía eléctrica

16 minutos No presenta inconveniente

Sin contaminación por agentes externos.

Secador Solar 4.00 horas

En horario de mayor exposición 10:00 horas a 14:00 horas

Presenta contaminación por agentes externos.


La masa seca que se obtuvo al final del proceso de secado de la biomasa húmeda,

corresponde a un estimado de 0. 400 g, de lo cual se puede concluir que gran cantidad de

la muestra estaba en fase líquida.

El procedimiento de filtrado y secado se ilustra en la grafica 14.

III.1.5 Extracción de aceite.

La extracción de componentes liposolubles se realizó con el aparato de extracción

Soxhlet.

Se preparó la muestra de biomasa seca por trituración, colocándose luego en un sobre de

papel filtro, el cual se introdujo dentro del contenedor de muestras del extractor Soxhlet.

Se utilizó hexano como solvente para todas las muestras, en un tiempo de extracción que

varió desde 4 a 8 horas, dependiendo del color del solvente dentro del contenedor de la

muestra. Al finalizar, se recuperó el solvente por destilación, concentrando el extracto,

134

dejando solo la cantidad mínima de solvente para poder transferir el extracto a un

recipiente más pequeño.

Los resultados obtenidos después de analizar cada muestra, los parámetros medidos se

indican en el cuadro 28.

CUADRO 28. Parámetros y resultados del proceso de extracción de aceite. Se muestra el peso de biomasa seca obtenido de un volumen determinado de cultivo, el tiempo de extracción con hexano y características físico-químicas del extracto.

Especie Volumen de cultivo

bio-masa seca (g)

Tiempo de extracción (hexano)

Color Textura Ácidos grasos

principales

Chlorella sp. (diminuta) (primera muestra) 80 L 21 4 horas

Verde intenso

Grasoso viscoso.

- Palmítico - Oléico - Linolénico - Linoléico

Chlorella sp. (diminuta) (segunda muestra)

100L 23.15 5 horas

Verde intenso

Grasoso viscoso.

- Oleico - Palmítico - Linolénico - Linoleico


100 L 22.7 5 horas

Verde intenso

Grasoso viscoso.

- Oléico - Palmítico - Linolénico - Linoléico

Selenastrum capricornutum 180 L 33.76 5 horas

Verde muy oscuro

Aceitoso - Palmítico - Oléico - Linoléico

Microcystis aeruginosa (biomasa del Lago)

80L 31.02 4 horas Verde-café

Aceitoso viscoso

- Palmítico (75.26%)


Los extractos lipídicos de biomasa de microalgas contienen aceites y pigmentos

fotosintéticos (clorofila y carotenoides) que los caracterizan, aunque estos últimos no

fueron analizados.

La Gráfica 15 muestra el rendimiento de las diferentes especies utilizando la razón

biomasa seca filtrada contra biomasa cultivada en medio líquido. La microalga que

presenta mayor rendimiento bajo condiciones de cultivo controladas es Chlorella sp., sin

embargo puede observarse que la especie Monoraphidium griffithii presenta un

rendimiento similar. Es interesante observar que la mayor cantidad de biomasa seca

obtenida se encuentra en la biomasa del lago, sin embargo se debe considerar que la

concentración de esta en su mayoría corresponde a cianobacterias.

135

GRÁFICA 15. Biomasa de microalgas por litro de médio de cultivo COMBO. Se

muestra el rendimiento de los cultivos para cuatro especies en términos de mg de biomasa

seca por litro de cultivo.


III.1 6 Perfil de ácidos grasos de microalgas aisladas

Los Resultados del análisis de perfil de ácidos grasos por cromatografía gaseosa y

detector de llama de ionización, reportados por el laboratorio del Instituto de

Investigaciones Químicas, Biológicas, Biomédicas y Biofísicas de Universidad Mariano

Gálvez se presentan el cuadro 29 Los resultados muestran los diferentes ácidos grasos

encontrados en tres especies aisladas y biomasa del lago. Las tres especies de microalgas

fueron seleccionadas por su crecimiento masivo y adaptación a las condiciones

artificiales del cultivo.

136

CUADRO 29. Análisis del perfil de ácidos grasos. Se muestran los porcentajes de ácidos grasos presentes en extractos lipídicos obtenidos de biomasa de cuatro especies de microalgas.

Serie de Prueba. HC-89-0056-2011

HC-89-0059-2011

HC-89-0058-2011

HC-89-0057-2011

Especie de microalga Chlorella sp. Selenastrum Monoraphidium Biomasa del Lago

Ácido Caproico (Hexanoico) 0 0 0 0.77 Metil éster del Ácido Cáprico 0 0.26 0 0 Ácido Láurico 0.22 1.42 0.87 0.15 Ácido Mirístico 0.37 5.57 0.68 0.63 Ácido Pentadecanoico 0.07 0.72 0 0 Ácido Palmítico 23.18 46.04 19.44 75.26 Ácido Palmitoleico 4.73 3.31 3.7 3.38 Ácido Margárico 0.14 0.49 0 0.19 Ácido Esteárico 0.99 3.52 1.06 1.81 Ácido Oleico 36.42 22.31 47.14 4.1 Ácido Linoleico 11.3 9.22 9.2 4.6 Metil éster y-Linolénico 0.15 0.78 0 6.38 Ácido Araguídico 0.15 0 0 0.14 Ácido Linolenico 21.32 4.47 17.91 2.45 Acido cis-11-Eicosenoico 0.42 0 0 0

Metil éster del Ácido cis-11,14-Eicosadienoico 0 0 0 0.16 Ácido Behénico 0.2 0 0 0 Ácido Lignocérico 0.35 1.39 0 0

Metil éster del Ácido Nervónico 0 0.51 0 0

Fuente: Análisis realizado en el Laboratorio de Química Analítica del Instituto de investigaciones Químicas, Biológicas, Biomédicas y Biofísicas de Universidad Mariano Gálvez

El perfil de ácidos grasos es diverso; se realizó una selección de los ácidos grasos en

mayor proporción, estos se encuentran sombreados en el cuadro 29 y mostrado en la

grafica 16, en las diferentes muestra analizadas.

Del análisis de esta grafica se observa que el ácido graso abundante es el ácido palmítico

(CH3(CH2)14COOH), formado por dieciséis carbonos y es un ácido graso saturado. Se

utiliza en la manufactura de productos alimenticios y farmacéuticos, para la elaboración

137

de aceites lubricantes, materiales impermeables y en la fabricación de jabón. Este

presente en los aceites vegetales como el aceite de coco y el aceite de palma.

El ácido oleico (cis C18:1) CH3 (CH2)7CH=CH (CH 2)7COOH, es otro ácido graso

abundante y es un ácido graso mono insaturado. Es un ácido estable que se descompone

lentamente. No es soluble en agua pero soluble en benceno, alcohol, éter u otros

disolventes orgánicos. Se utiliza principalmente en la fabricación de jabones, cosméticos,

industria textil y para limpieza de metales.

El ácido linoleico CH3(CH2)4CH=CHCH2CH=CH(CH2)7COOH, se encuentra

presente en menor proporción y es importante debido a que se encuentra presente en

aceites de semillas vegetales, tales como la linaza, soja, girasol y algodón. Se utiliza

ampliamente en la industria alimenticia en la producción de grasas hidrogenadas.

El ácido linolénico CH3-CH2-CH=CH-CH 2-CH=CH-CH 2-CH=CH-(CH 2)7-COOH es

poliinsaturado. Es utilizado ampliamente en la industria alimentaria y farmacéutica.

Es un ácido graso esencial poli insaturado presentando una proporción mayor en las

microalgas Chlorella vulgaris y Monoraphidium griffithii

Los lípidos de las microalgas son principalmente ésteres de glicerol formados por ácidos

grasos con cadenas constituidas de 14-20 átomos de carbono. Estos ácidos grasos pueden

ser saturados o insaturados, y es justamente la presencia de ácidos grasos poli insaturados

como: ácido palmítico, ácido linoléico, ácido linolénico que permiten una investigación

profunda e interesante del cultivo de estos microorganismos. Los resultados indican que

las tres microalgas seleccionadas son consideradas oleaginosas por el alto porcentaje de

ácidos grasos identificados.

La biomasa del lago es el conjunto de microalgas que co-habitan en el mismo medio de

cultivo y que fueron extraídas del lago y cultivadas posteriormente en el laboratorio, la

presencia de acido graso palmítico es abundante comparada con las otras tres especies

aisladas. Este resultado es considerado en esta investigación un elemento básico y la

biomasa fue utilizada para la extracción de aceite por método químico.

138

La composición de los ácidos grasos en las muestras indican la presencia de ácidos grasos

saturados en un 78.94% en la biomasa del lago. Los ácidos grasos saturados, mono

insaturados y poli insaturados están presentes en distintas proporciones, como se muestra

en la grafica 16.

Los ácidos grasos están presentes en vegetales como maíz, soja, girasol, estos son

utilizados en la producción de biocombustibles de primera generación, las microalgas

aisladas presentan un alto porcentaje de estos ácidos grasos.

GRÁFICA 16. Composición porcentual de ácidos grasos. Se comparan los principales ácidos grasos encontrados en los extractos analizados.


139

GRÁFICA 17. Composición por categorías de ácidos grasos. Se comparan de manera integrada ácidos grasos saturados, mono-insaturados y poli-insaturados para los extractos analizados. FUENTE: Proyecto FODECYT 049-2009.

III.1.7 Estimación de aceite obtenido por muestra de microalgas y biomasa del lago

Las microalgas oleaginosas pueden almacenar en sus estructuras una fracción de lípidos

en promedio correspondiente al 25.1%, este valor es asociado generalmente a las algas

verdes y diatomeas. Las cianobacterias por su parte presentan bajos contenidos lipídicos

en promedio se considera que almacenan 9.8%. A partir de esta información se obtuvo

un estimado del porcentaje de aceite obtenido en las pruebas realizadas con extracción

Soxhlet. Para la obtención de estos resultados se utilizaron los datos obtenidos de mili

gramos de biomasa seca por litro de cultivo representados en la grafica 15.

La grafica 18 registra los resultados obtenidos del aceite extraído a las microalgas

aisladas y a la biomasa del lago. Los resultados indican que el mayor porcentaje de aceite

se obtiene de la especie Chlorella sp. La biomasa del lago presenta el menor porcentaje

de aceite debido a la presencia de cianobacterias en su composición.

140

GRÁFICA 18. Porcentaje de aceite obtenido en la extracción por Soxhlet.


La tecnología microalgal presenta limitaciones diversas, siendo las más destacadas la

dificultad para mantener monocultivos con altos rendimientos de biomasa, la selección de

cepas de microalgas oleaginosas, la escasez de información relativa al escalamiento de

sistemas de producción y el consumo elevado de energía por procesos de aireación,

transferencia de gases, mezclado, recolección y deshidratación de la biomasa.

En el laboratorio se estableció que la microalgas aisladas presentan un perfil de ácidos

grasos con similar concentración al encontrado en semillas vegetales oleaginosas como la

Palma africana y la Jatropha curcas o Piñón, por lo que se deben considerar oleaginosas.

Sin embargo la producción de aceite de microalgas obtenido en el laboratorio no es

suficiente para realizar pruebas de reacción de transesterificación y convertir a biodiesel

la muestra. En el caso de la Monoraphidium griffithii el contenido de aceite es de

52.5mg/L esta cantidad no permite realizar la conversión de bio-aceite a biodiesel.

141

III.1.8 Evaluación de pre-factibilidad técnico-económica de las potencialidades energéticas de las microalgas que contaminan el Lago Amatitlán, para la obtención de biodiesel

El uso de los diferentes equipos, materiales e insumos que son útiles para llevar a cabo

esta investigación tienen un valor monetario que se refleja en el mercado guatemalteco, a

continuación se presenta un modelo de consumo final de energía que permite identificar

los diferentes procesos de esta investigación y el costo generado en su utilización

expresado en moneda nacional.

III.1.8.1 Consumo de energía final para la preparación del medio de cultivo.

Uno de los procesos importantes en esta investigación es el medio de cultivo para el

enriquecimiento de las microalgas, el anexo IV.4.3 presenta un listado con el precio de

los reactivos que se utilizan para la preparación del medio COMBO y el costo asociado al

gasto de energía eléctrica necesaria para obtener un litro de medio de cultivo, el cuadro

30 registra los precios obtenidos en este análisis.

CUADRO 30. Precio de un litro de medio de cultivo para el enriquecimiento de microalgas. Se consideran los costos de los reactivos para la preparación del medio de cultivo con agua desmineralizada comercial.

No Descripción del precio para preparar un litro de medio de

cultivo

Precio.

(quetzales)

Consumo

kWh 1 Insumos necesarios para preparar un 1 litro de medio de

cultivo

0.97 0.776

2 Consumo de energía eléctrica medido en kWh 0.65 0.520 3 Valor

Total

Q. 1.62 1.296

Para el cálculo del precio de 1kWh en quetzales se consideró el precio de oportunidad

diario que el Administrador del Mercado Mayorista presenta en su página electrónica

(AMM, 2010). El precio diario para un MWh oscila dependiendo de la hora. Sin

142

embargo, para este análisis se considera un valor medio de $ 160 /MWh para el segundo

trimestre del año 2010. Tomando como referencia este valor se procede a realizar la

conversión de $/MWh a Q /kWh, el tipo de cambio vigente según el Banco Guatemala

para final del segundo trimestre, según la página http://www.banguat.gob.gt/cambio/,

consultada, un dólar americano a quetzales se establece en 1$ = Q 7.81342. El anexo

IV.4.3 describe la conversión.

Para la esterilización del medio de cultivo se utiliza una autoclave de 1050 W que opera

durante 45 minutos para el acondicionamiento libre de contaminación de 1. 5 litros de

medio de cultivo. Se establece entonces que el consumo de energía para esterilizar un

litro de medio es 0.520 kWh multiplicado por Q 1.25 se obtiene Q 0.65 en consumo

energético.

III.1.8.2 Consumo de energía final en un sistema de cultivo.

Los sistemas de cultivo llevan implícito una serie de procesos los cuales representan un

gasto de energía, para convertir este gasto de energía final en moneda nacional se

consideran únicamente los insumos y materiales funcionando durante 14 días, para

evaluar el consumo eléctrico necesario para la obtención de la biomasa de microalgas.

El cuadro 31 representa el costo independiente del tipo de microalgas, para que

posteriormente esta pueda secarse en su totalidad.

143

CUADRO 31. Consumo y costo de energía final en un sistema de cultivo de microalgas aisladas con capacidad de 126 litros.

Cantidad Descripción

Potencia total

(W)

Días de

operación

Horas

/día

Consumo

kWh

Costo

1kWh =Q 1.25

10 Juegos de lámparas

y materiales de conexión

800 14 14 156.8 196.0

8 Bombas y

suministros de aireación

3.5 14 14 0.686 0.856

1 Aislamiento e identificación

900 10 5 45.00 57.25

202.486 Q 253.11

El sistema de cultivo está integrado por tres grupos fundamentalmente: la iluminación

que representa el mayor gasto y que es necesario debido a que las microalgas son de

naturaleza fotosintética, la aireación que tiene la función de enviar de forma indirecta

CO2 al cultivo y mezclar los nutrientes en todo el sistema y el aislamiento e

identificación que se realiza previo a la instalación del sistema de cultivo y durante el

crecimiento de las microalgas, en esta parte deben incluirse además el consumo de

energía de un microscopio e insumos básicos que en total suman la cantidad de energía

de 45.00 kWh como se indica anteriormente.. Este sistema de cultivo está formado por

tres tipos de recipientes: 15 botellas de vidrio de 0.4 litros de medio de cultivo que suman

en total 6 litros, 6 peceras redondas con una capacidad de 10 litros cada y suman 60

litros, 2 peceras cuadradas con una capacidad de 30 litros cada una y suman 60 litros, de

tal forma que en total se tiene un sistema de 126 litros de cultivo.

144

III.1.8.3 Consumo de energía final para el proceso de filtrado y secado

La filtración y el secado de la biomasa de microalgas tienen asociado un consumo de

energía en el cuadro 32 siguiente se establecen los costos directos asociados al consumo

de energía final en estos procesos.

CUADRO 32. Consumo y costo de energía final en los procesos de secado y filtrado de la biomasa de microalgas aisladas.

cantidad Descripción

Potencia Total

(W)

Días de operación

Horas

/día

Consumo

kWh

Costo

1kWh = Q1.25

1 Secador eléctrico 1500 5 3.2 24 30.00 1 Sistema de

filtrado 400 7 4 11.2 14.00

1 Accesorios eléctricos

secundarios

150 7 4 4.2 5.25

Insumos necesarios para el filtrado de las microalgas. Cantidad Descripción Precio

unitario Precio total

Equivalencia a kWh

1 kWh = Q1.25 10 Filtros de fibra de vidrio

(47mm) 2.00 20.00 16.00

1 1/10 de Libra de sustancias floculantes

5.00 5.00 4.00

El costo total en el cual se incurre en los procesos de secado y filtrado de la biomasa suman en total Q 74.25 (valor que se obtiene al sumar la columna correspondiente a precio total), equivalente a un consuno de energía de 59.4 kWh, el precio estimado anteriormente corresponde a la obtención de 20 gramos de biomasa seca y que es necesaria para la evaluación de perfil de ácidos grasos. Es importante mencionar que la potencia nominal del secador eléctrico es de 750 W, sin embargo para evitar la contaminación de las muestras se utiliza un sistema compuesto por 1500 W.

145

III.1.8.4 Consumo de energía final para el proceso de extracción de aceite.

La extracción soxhlet se realiza utilizando solvente hexano, este proceso es continuidad del anterior y según se establece en el cuadro No. 28, “PARAMETROS Y RESULTADOS DEL PROCESO Y EXTRACCION DE ACEITE” el tiempo empleado es de 5 horas máximo. Para el cálculo del consumo energético se identificaron todos aquellos equipos, materiales e insumos necesarios y se detallan en el cuadro 33.

CUADRO 33. Consumo y costo de energía final en el proceso de extracción de aceite.

Cantidad Descripción Potencia Días de

Operación horas /día

Consumo

kWh

Costo

1kWh = Q1.25

1 Plancha térmica

1600 1 5 8 10.00

200 ml

Solvente hexano. costo unitario de Q 10 por 100 ml.

---- 1 --- 16 20.00

1 Recuperación de hexano con

plancha 1600 1 3 4.8 6.00

200 Agua pura --- 1 5 2.00 2.50

Valor Total Q 38.50

El valor total establecido en el cuadro 33 corresponde a la extracción de ácidos grasos

de una muestra de 20 gramos de biomasa seca. En este trabajo de investigación se

determinó que las microalgas verdes tienen un rendimiento de aceite del 25.1 % sobre

biomasa seca, en este modelo puede entonces estimarse que el aceite obtenido es de 5

gramos y la obtención del mismo tiene un valor de Q38.50 y equivalen a 30.8 kWh de

consumo energético.

La gráfica No 19 muestra el consumo de energía por proceso, expresada en kWh, para

dar continuidad al modelo de consumo de energía final planteado, el consumo energético

corresponde a un sistema de cultivo de 126 litros.

146

GRÁFICO 19. Consumo de energía por proceso, en sistema de cultivo abierto de 126 L.

El mayor consumo de energía se obtiene en el sistema de cultivo abierto y en el orden en

la preparación del medio de cultivo, es oportuno indicar que es necesario optimizar estos

procesos para obtener mayores cantidades de biomasa para mejorar la extracción de

aceite.

El costo total para la obtención de 5 gramos de aceite de microalga, se muestran en el

cuadro 34

CUADRO 34. Costo y consumo total de energía.

No. Procesos Energía

consumida.

Costo

(Q)

1 Preparación del medio de cultivo 163.296 204.12

2 sistema de cultivo 202.486 253.11

3 filtrado y secado de la muestra 59.4 74.25

4 Extracción de aceite. 30.8 38.50

Total: 569.98

Fuente: Proyecto FODECYT 049-2009

147

Es importante indicar que a través de esta metodología no es factible la producción de

aceite, ya que el precio es considerado elevado y no puede competir en un mercado de

combustibles. Sin embargo la parte valiosa de esta investigación se encuentra en la

identificación y elaboración de las distintas actividades que permiten el desarrollo de los

procesos involucrados en la extracción de aceite de microalgas oleaginosas. Es necesario

entonces sustituir o emplear tecnología eficiente que permita reducir los costos en la

extracción de aceite de microalgas.

III.2 DISCUSIÓN DE RESULTADOS.

1. Los resultados obtenidos de los análisis físico químico realizados en el Lago (Graficos

6, 7, 8,9, 10, 11, 12 y 13) en los distintos puntos de muestreo, muestran los bajos niveles

disueltos de oxigeno (OD) en el agua y la excesiva demanda química y biológica de

oxígeno (DQO y DBO), respecto a los límites permisibles según la norma COGUANOR,

fundamentalmente en el área de la desembocadura del Rio Villalobos; estos valores son

un indicador de los altos niveles de contaminación de este cuerpo de agua. El aumento

de las concentraciones de minerales disueltos en el agua, fundamentalmente fosfatos y

nitratos, propicia el aumento de las densidades de fitoplancton, plantas macrofitas

superficiales y sumergidas, generando un exceso de materia orgánica. La capa vegetal

excesiva mencionada limita la entrada de luz hacia profundidades mayores restringiendo

la capa de organismos fotosintéticos a pocos metros de profundidad desde la superficie,

mientras la materia orgánica, en el proceso de descomposición, consume el oxigeno

disponible requerido por los demás organismos del ecosistema. Este proceso reduce la

diversidad biológica, propiciando la proliferación de aquellas especies que están

adaptadas a condiciones extremas o habitas altamente perturbados. Demostrándose así la

actual y critica condición eutrófica del Lago Amatitlán.

2. El análisis de agrupamiento jerárquico (Cuadro 23) muestra la formación marcada de

dos grupos principales, el primero de los cuales presenta alta similitud entre dos sitios de

muestreo: Bahía Playa de Oro 1 y Salida del Río Michatoya. Esto indica similitud en la

diversidad de microalgas de los dos sitios. Aunque estos están separados entre sí por una

gran distancia, las condiciones del agua entre ambos puede determinar la presencia de las

148

especies que los hacen similares. El lago funciona como un filtro o trampa de nutrientes

que, desde su afluente (Río Villalobos) hasta su efluente (Río Michatoya), a través de la

biota microalgal, integra a una matriz biológica los componentes nutritivos (y tóxicos)

que entran en exceso al lago. Así, la calidad del agua que sale del lago posee un mayor

grado de pureza que la que entra. De manera similar, los sitios aislados del lago, donde

no hay una entrada directa y masiva del afluente, y además existen afloramientos de

vegetación superficial, como en Bahía Playa de Oro, presentan menores concentraciones

de sólidos disueltos, y propician el desarrollo de una mayor diversidad de microalgas más

susceptibles a la contaminación, como por ejemplo las diatomeas, y no solamente las

especies invasoras como Microcystis aeruginosa. Estos aspectos parecen justificar la

similitud entre estos dos sitios que, aunque distantes entres sí, propician la proliferación

de una biota microalgal similar.

A partir del nivel 18 de la escala se forma otro grupo de sitios con laxa cohesión. Dentro

de este se distinguen parejas de sitios con alta similitud, especialmente Caballón y Bahía

Playa de Oro 2 que, por su cercanía geográfica poseen concentraciones de nutrientes

altamente similares. El Niño se encuentra en la misma orilla que los dos sitios anteriores.

Los sitios Villalobos y Centro Lago son adyacentes entre sí, lo cual explica su alta

similitud.

Sin embargo, las poblaciones de microalgas en el lago cambian estacionalmente, según

variaciones climáticas y del movimiento de los nutrientes, así que los resultados de este

análisis presentan un momento estático dentro del movimiento perpetuo entre los

componentes abióticos y bióticos de este ecosistema. El conocimiento de las variaciones

espacio-temporales de la biota algal (comunidades de microalgas) ayudaría a tomar

decisiones acerca de los sitios y momentos adecuados para la cosecha de biomasa natural

más apropiada para la producción de biodiesel o biogás. Un panorama más claro de la

diversidad microalgal y su distribución en el lago puede revelarse a partir de monitoreos

periódicos de la biota algal y de las condiciones fisicoquímicas del agua en sitios de

muestreo estratégicos.

149

3. El aumento de la densidad celular en el tiempo se utilizó como un indicador directo de

la eficacia del medio de cultivo para promover el crecimiento y la producción de biomasa

de especies específicas de algunas algas verdes y diatomeas (Cuadro 24). En el caso de

Navicula sp. el medio de cultivo Chu # 10 propició la mayor densidad celular, aunque el

conteo fue inexacto debido a la tendencia de las células de esta especie a agrumarse

mediante una sustancia mucilaginosa (Lee, 2008). Sin embargo, fue observable el

aumento de la biomasa a nivel micro y macroscópico, formándose grumos como un

resultado del reducido flujo del cultivo dentro del recipiente. Esta no es una cualidad

apreciada en los cultivos de microalgas de microalgas, ya que reduce la incidencia

homogénea de luz en todas las células en crecimiento, limita la disponibilidad de

nutrientes y aumenta la anaerobiosis localizada en células estancadas, alentando la

división celular algal y promoviendo el desarrollo de bacterias (Andersen, 2005). Las

microalgas que muestran esta particularidad deben ser cultivadas en sistemas de flujo

constante. Las especies de reducido tamaño celular se mantienen en dispersión en el

medio líquido, siendo más eficientemente cultivadas en recipiente cerrado sin incurrir en

un estancamiento celular.

El medio de cultivo COMBO produjo las mayores densidades celulares con las cuatro

especies de algas verdes evaluadas (cuadro 24), razón por la cual se utilizó para la

producción de biomasa de dichas especies.

El parámetro de densidad celular es útil para estimar la tasa de crecimiento de una

especie, evaluando de esta manera la eficiencia de las condiciones particulares de cultivo.

Es necesario hacer una aclaración en relación a la densidad celular y el rendimiento de

biomasa seca en términos del volumen. Si bien una especie de volumen celular reducido

puede alcanzar una densidad celular varias veces mayor a una especie de gran volumen

celular, esto no significa que el rendimiento de la primera sea mayor. Un rendimiento de

biomasa (gramos de biomasa seca por litro de cultivo) determinado será alcanzado por la

especie pequeña a una densidad celular proporcionalmente mayor a la especie grande. De

esta manera, las densidades celulares en cultivos de microalgas pueden usarse para

obtener un estimado del rendimiento de biomasa seca (g/L) de una especie, y pueden

realizarse comparaciones únicamente entre cultivos de la misma especie. Es más

150

adecuado hablar en términos de rendimiento de biomasa seca cuando se comparan

especies. Se considera como referencia el valor de 700 mg/L de biomasa seca como un

rendimiento alto para cultivos abiertos, mientras que en cultivos en fotobiorrreactor

3000 mg/L es un valor alto. Sin embargo, pueden alcanzar valores de “muy alta

densidad” (3000 a 15 000 mg/L) y “ultra alta densidad” (15 000 a 80 000 mg/L)

solamente en fotobiorreactores finamente optimizados. En este trabajo de investigación la

producción de biomasa seca se realizó a partir de cultivos abiertos obteniéndose los

resultados que se indican en la gráfica 14, los valores registrados se encuentran dentro del

intervalo 190 mg/litro hasta 370 mg/litro estos se encuentran por debajo del valor de

referencia, sin embargo es importante señalar que el trabajo se realizó bajo condiciones

mínimas de aireación, no se utilizó la inyección directa CO2 por los altos costos que este

involucra y además un control permanente de la disminución de los nutrientes en el

medio COMBO.

4. Para elegir un aceite apropiado para la síntesis de biodiesel es necesario basarse en el

perfil óptimo de ácidos grasos. Según Pinzi et al (2009) el perfil de ácidos grasos idóneo

de origen vegetal para una ideal transesterificación y óptimo rendimiento en motores

diesel presenta un porcentaje elevado de ácidos mono-insaturados, un mínimo de ácidos

poli-insaturados y una cantidad controlada de ácidos saturados. Los ácidos grasos mono-

insaturados mantienen su fluidez a bajas temperaturas, a diferencia de los saturados, que

se solidifican, dificultando el flujo del combustible. Además, estos son más estables a la

oxidación, por lo que pueden almacenarse por tiempos más prolongados, en contraste con

los poli-insaturados que, aunque mantienen su estado líquido a bajas temperaturas, son

fácilmente oxidables. Considerando estos parámetros, podemos evaluar la calidad del

aceite obtenido de las cuatro especies de microalgas analizadas, en relación a sus perfiles

de ácidos grasos. En la grafica 17 se observa que el aceite de Monoraphidium griffithii

posee una composición de 50.84% de ácidos grasos mono-insaturados, 22.05% de

saturados y 27.11% de poli-insaturados, mostrando un mejor perfil en comparación con

las demás especies. El perfil de ácidos grasos de Chlorella sp. presenta una calidad

menor al de Monoraphidium griffithii debido a la reducción del contenido de ácidos

mono-insaturados y el aumento en los ácidos grasos saturados. El aceite extraído de la

151

biomasa del lago, compuesta principalmente por Microcystis aeruginosa, contiene cerca

del 80% de ácidos grasos saturados y 7.48% de ácidos grasos poli-insaturados, lo cual

reduce sustancialmente su potencial para su uso en la producción de biodiesel.

5. Es posible generalizar que las microalgas oleaginosas de grupos diversos presentan,

bajo condiciones normales de cultivo, una fracción lipídica promedio del 25.1%,

magnitud que es superior hasta 45% en situaciones de estrés. Esto, de acuerdo con en el

artículo Microalgal triacylglycerols as feedstock for biofuel production (Hu et al, 2008),

para el caso de una diversidad de algas verdes y diatomeas. La ubicuidad de las algas

verdes (clorofitas) en hábitats diversos, además de la facilidad para su aislamiento y

desarrollo en condiciones de laboratorio, ha favorecido la identificación de numerosas

especies oleaginosas. En el caso de las cianobacterias, como es el caso de Microcystis

aeruginosa, esta se encuentra presente en todos los puntos muestreados del lago según se

indica en el cuadro 22, por otro lado esta presenta un porcentaje alto por arriba de 75%

de acido graso palmítico, sin embargo en la actualidad se estima que la fracción lipídica

se encuentra en un porcentaje de 9.8% razón por la cual la cantidad de aceite extraído de

esta biomasa es baja aunque está presente la mayor cantidad de biomasa seca obtenida a

partir de un litro de cultivo (Grafica 18). Sin embargo esta situación puede cambiar

debido a la alta producción de lípidos y la adaptación o manipulación genética que

ofrece en contraste con las otras especies oleaginosas, de tal forma que su aplicación en la

producción de biodiesel no se encuentra descartada según Rittmann en su libro

Opportunities for Renewable Bioenergy using Microorganisms, (2008).

6. La tecnología microalgal presenta limitaciones diversas, siendo las más destacadas la

dificultad para mantener monocultivos con altos rendimientos de biomasa, la selección de

cepas de microalgas oleaginosas, la escasez de información relativa al escalamiento de

sistemas de producción y el consumo elevado de energía por procesos de aireación,

transferencia de gases, mezclado, recolección y deshidratación de la biomasa. La gráfica

19 presenta un diagrama donde se presenta el proceso de la investigación que es

considerado un aporte valioso en esta investigación porque se establecen las actividades

específicas en los procesos de preparación de medios de cultivo, el medio de cultivo

óptimo, el secado y filtrado de la biomasa de microalgas y la extracción de aceite.

152

El análisis de pre- factibilidad donde se determina el consumo energético en estos

procesos reflejan que el contenido de aceite extraído 5 gramos presentan un valor elevado

correspondiente a Q 569.98, situación que no hace viable su competencia en el mercado

nacional de combustibles. Sin embargo se deben sustituir o reemplazar la tecnología, no

así la metodología, para lograr un aprovechamiento máximo de la biomasa de microalgas

y disminuir los costos de consumo energético.

GRÁFICO 20. Procesos de la investigación. Diagrama de flujo que muestra los procesos

que conlleva la obtención de biodiesel a partir de microalgas del Lago de Amatitlán.

Fuente: Proyecto FODECYT 049-2009.

Para llevar a cabo cada uno de los procesos se debe considerar que el consumo de

energía, los costos de los reactivos y soluciones utilizadas en la preparación del medio, el

equipamiento y la limitada tecnología para producir suficiente biomasa algal, son un

obstáculo para escalar la producción de biodiesel a partir de microalgas a nivel industrial.

Sin embargo se debe señalar que los procesos, indicados en la gráfica 19 se encuentran

establecidos y es necesario entonces optimizar cada uno de estos procesos para

aprovechar el potencial energético de la microalgas a nivel industrial.

153

En el laboratorio se estableció que la microalgas aisladas posee un perfil de ácidos grasos

con similar concentración al encontrado en semillas vegetales oleaginosas como la Palma

africana y la Jatropha curcas o piñón, por lo que se deben considerar oleaginosas. Sin

embargo la producción de aceite de microalgas obtenido en el laboratorio no es

suficiente para realizar pruebas de reacción de transesterificación y convertir a biodiesel

la muestra. En el caso de la Monoraphidium griffithii , establecida como la microalga

con el mejor perfil al compararla con otras especies, el contenido de aceite es de

52.5mg/L esta cantidad no permite realizar la conversión de bio-aceite a biodiesel y

obtener una muestra significativa para evaluar la calidad del biodiesel.

7. La producción de biodiesel de microalgas oleaginosas depende de su competitividad

con los combustibles fósiles, de manera tal que los costos de producción resultan

decisivos. En esta investigación el análisis de consumo de energía final realizada en los

procesos de preparación de medio de cultivo, sistema de cultivo, filtrado-secado de la

biomasa y extracción de aceite indican que no es viable la conversión de aceite a

biodiesel por el elevado consumo de energía equivalente a 455.98 kWh con un valor en el

mercado nacional de Q 569.98 para obtener una muestra de 5 gramos de aceite de

microalgas. Debido a la limitada cantidad de bio-aceite obtenido (5.0 gramos de bio-

aceite), no fue posible realizar la conversión de bio-aceite a biodiesel mediante la

transesterificación debido a que para llevar a cabo este proceso es necesario emplear 1

litro de aceite de microalgas que representan 900 gramos y esto eleva el nivel de

consumo de energía de 455.98 kWh a 82,076.4 kWh esto significa un aumento de 180

veces el consumo de energía, situación no viable sí se compara con el precio de 1 litro de

biodiesel que en el mercado nacional tiene un valor estimado de Q8.72.

El análisis demuestra que los procesos que generan mayor consumos energético son la

preparación del medio de cultivo y el sistema de cultivo, estos representan el 64% del

gasto por gramo de aceite obtenido, esto se justifica si se considera que se utilizan

reactivos de alta pureza para la preparación del medio y el tiempo de cosecha equivalente

a un período de 11 a 14 días eleva el consumo de energía eléctrica. Para disminuir los

costos en estos dos procesos se deben implementar estanques cerrados, denominados

fotobioreactores utilizando cepas de alta productividad, esto significa obtener

154

rendimientos de aceite de biomasa microalgal con un contenido lipídico del 55% (Chisti,

2008). En esta investigación se establece que el contenido lipídico para la microalga

Monoraphidium griffithii es de 23% y para la microalga Chlorella sp. el contenido

lipidico es 25%. Ambos valores se encuentran por debajo del contenido lipidico máximo

recomendado anteriormente. En este punto es importante indicar que las cepas de

microalgas crecieron en cultivos abiertos donde se presenta menor producción si se

compara con sistemas cerrados con circulación continua y la inyección al sistema de CO2

así como un mejor control de los nutrientes. Por lo tanto se deben buscar alternativas para

optimizar estos procesos que permitan disminuir los costos de energía.

El dióxido de carbono es un gas de invernadero que se produce como resultado de la

combustión y la degradación de la materia orgánica. Es la fuente de carbono para la

síntesis de carbohidratos en las células vegetales, en cuyos enlaces se almacena la energía

solar. Es importante, por lo tanto, agenciarse de una fuente económica de este gas, pues la

productividad de un cultivo de microalgas es limitada por la disponibilidad de este. Sus

fuentes principales son depósitos minerales, combustión de combustibles fósiles por

ejemplo las plantas térmicas generadoras de electricidad que queman carbón e industrias

que poseen calderas de combustión pueden ser útiles para la captura del CO2 del aire o

emplear la digestión anaeróbica bacteriana y la fermentación por levaduras. Las fuentes

más apropiadas son las que utilizan la combustión y la digestión (Feinberg et al, 1990).

El filtrado y secado de la muestra y la extracción de aceite representan un 36% del

consumo de energía por gramo de aceite obtenido, este resultado no debe indicar que los

costos son bajos sí los comparamos con los procesos preparación del medio de cultivo y

el sistema de cultivo que presentan un gasto de energía del 64% como se mencionó

anteriormente. La explicación a este consumo radica en que la biomasa de microalgas en

medio líquido es menor o igual a 24 gramos por 80 litros de cultivo, esta cantidad

extraída del sistema de cultivo explica la razón del bajo consumo energético y establecer

que existe una relación directamente proporcional entre biomasa de microalgas y

consumo energético, es decir a menor cantidad de biomasa entonces menor consumo

energético.

Como se ha demostrado con el análisis de costos la producción de aceite a partir de

biomasa de microalgas cultivadas en condiciones de laboratorio, no es económicamente

155

rentable, de tal forma que para disminuir los costos y llevar a escala industrial la

generación de biodiesel a partir de esta materia prima deben considerarse los siguientes

aspectos:

• Selección de cepas de microalgas con alto porcentaje de aceites y alta tasa de crecimiento

• Utilización de medios de cultivo completos pero económicos

• Aprovechamiento de áreas no aptas para la agricultura

• Aprovechamiento de zonas con un promedio alto de irradiación solar

• Cultivo en estanques abiertos de poca profundidad o uso de fotobioreactores • Fijación de dióxido de carbono emitido como un desecho de procesos industriales

Es importante enfatizar que no es factible la producción de aceite de la biomasa de

microalgas debido al precio elevado estimado en Q 114.00 para obtener 1 gramo de

aceite. Sin embargo debe considerarse valiosa esta investigación por la identificación y

elaboración de la metodología que permite la extracción de aceite de las cepas de

microalgas oleaginosas. Es necesario implementar tecnología eficiente que reduzca el

consumo energético de los procesos para escalar la producción a nivel industrial.

156

PARTE IV

157

IV.1 CONCLUSIONES

1. La pre- factibilidad técnico- económica basada en un análisis de consumo de energía

final para la obtención de biodiesel a partir de microalgas en la actualidad no es posible,

debido al elevado consumo de energía utilizado equivalente a 455.98 kWh con un costo

de Q 569.98 para obtener una muestra de 5 gramos de aceite de microalgas. Esto significa

que para obtener 1.00 gramo aceite de microalga es necesario invertir Q 114.00, situación

que no hace viable su producción a corto plazo a escala de laboratorio.

2. El análisis químico realizado en los diferentes puntos de muestreo indica que la

perturbación de este ecosistema acuático es debido al aumento en disolución de los

macronutrientes fosfato y nitrato, provenientes de las constantes descargas residuales

domesticas e industriales que recibe este cuerpo de agua dulce, generando una reacción

en cadena que cataliza el sistema biológico. El mantenimiento sostenido de tales

condiciones modifica el componente biótico del Lago y conduce a una proliferación de

las diferentes especies de microalgas con mayor presencia tales como: Microcystis

aeruginosa, Oscilatoria Limosa, Aulacoseira Granulata Chlorella vulgaris y Navicula

sp. Ante tal situación se concluye que la diversidad de microalgas que habitan en el Lago

Amatitlán son producto de la contaminación y no deben considerarse causantes de tal

situación. Mientras no se controle esta contaminación externa no es posible controlar o

disminuir el crecimiento de la población de la diversidad de microalgas que habitan el

Lago.

3. Se identificaron y aislaron 22 especies de microalgas de las cuales según los estudios

realizados las cepas con potencial energético para ser utilizadas como materia prima en

la producción de biodiesel son: Chlorella vulgaris, Selenastrum capricorutrum y

Monoraphidium griffithii, estos monocultivos se mantienen aislados en un cepario para

la posterior masificación de la biomasa de microalgas.

4. El análisis de cromatografía de gases realizado a los extractos lipídicos de los

monocultivos de microalgas demuestran que estos contienen aceite en sus estructuras y

que los ácidos grasos de mayor presencia son: acido palmítico, ácido palmitoleico, acido

158

oleico, ácido linoleico, ácido linolenico y palimitoleico. Por lo que se debe considerar que

las microalgas aisladas poseen un perfil de ácidos grasos similar al perfil de las semillas

vegetales oleaginosas y que estas son aptas para la producción de aceite.

5. Los procesos de extracción de aceite de los monocultivos de microalga a base de

hexano permitió establecer que el aceite que se obtiene presenta una apariencia verde

oscuro y textura grasosa-viscosa y que las microalgas verdes Chlorella vulgaris,

Selenastrum capricorutrum y Monoraphidium griffithii tienen una producción de aceite

de un 25.2% sobre biomasa seca por litro de cultivo.

6. La instalación de un laboratorio para el manejo de un sistema de cultivo controlado

para el enriquecimiento de las microalgas productoras de aceite es posible sí se emplea

los medios de enriquecimiento de cultivo Chu#10 y COMBO, una aireación constante

para inyectar CO2 de forma indirecta y completarlo con iluminación de 16 horas de luz

continua para acelerar el crecimiento de las diferentes especies y obtener una

concentración de lípidos en la estructura interna de la microalga para la extracción de

bioaceite con un rendimiento optimo estimado en un 25.2% sobre biomasa seca por litro

de cultivo.

7. La aplicación de sustancias floculantes en concentraciones controladas de 0.0005

gramos/ml al medio de cultivo y la filtración con bomba de vacio permitió la separación

de las microalgas del medio de cultivo obteniendo un rendimiento estimado de 0.21

gramos de biomasa por litro de cultivo. Sin embargo no se encontró un método apropiado

para el filtrado de las microalgas directamente del lago.

7. La evaluación del empleo de dos tipos de secadores, demuestra que el secado de

microalgas con exposición directa al Sol no es un procedimiento adecuado debido a la

contaminación del ambiente exterior que la biomasa seca presenta. Los resultados

obtenidos demuestran que para evitar la descomposición de la biomasa se debe utilizar un

secador eléctrico que reduzca el tiempo de exposición y se determina que a escala de

159

laboratorio la manipulación de muestras de 30 gramos de biomasa por un período de

secado de 2.5 horas permite el uso eficiente del secado eléctrico.

8. El solvente hexano se utilizó para la extracción de los lípidos de las diferentes

especies de microalgas y la biomasa del Lago Amatitlán. Se estableció un proceso de

manejo y recuperación del hexano después de la extracción y se concluye que este

solvente se puede recuperar después de la extracción y posee alta selectividad en la

extracción de los ácidos grasos de los diferentes monocultivos de microalgas que se

manipularon a nivel de laboratorio.

9. Se determinó que los procesos fundamentales que permiten la extracción de bioaceite a

partir de microalgas son: obtención de cepas de microalgas, identificación de microalgas

con rendimientos productivos mayores o iguales a 25.2% de biomasa seca por litro de

cultivo, preparación de medios de cultivo COMBO y Chu No 10, filtrado y secado de

biomasa con cantidades iguales o menores a 0.0005 gramos/ml de sustancias floculantes

y el proceso de extracción de aceite a base solvente hexano con recuperación.

10. Se estableció que la conversión del aceite de las microalgas aisladas a biodiesel puede

realizarse debido que el perfil de ácidos grasos que poseen es similar al perfil de ácidos

grasos de las semillas oleaginosas como Jatropha curcas, soya, palma africana, sin

embargo debido a la limitada cantidad de bio-aceite obtenido no fue posible realizar la

conversión de bio-aceite a biodiesel debido a que 1 litro de aceite de microalgas

representan 900 gramos y esto eleva el nivel de consumo de energía a 82,076.4 kWh,

situación que no permite la conversión de aceite a biodiesel por el alto costo que implica

este proceso.

160

IV.2 RECOMENDACIONES

1. La preparación de medio de cultivo y el sistema de cultivo representan un gasto del

64% de la energía total consumida por lo que se deben mejorar las condiciones del

cultivo en la aireación del cultivo con inyección de CO2, el control de los nutrientes y un

sistema de circulación continua que permita la homogenización de los nutrientes en el

medio y de esta forma lograr el máximo crecimiento de las microalgas y colectar la

biomasa microalgal en base húmeda hasta un 65% por litro de cultivo. Para obtener

mejores resultados y disminuir los costos se recomiendan fotobioreactores controlados

para la producción de la biomasa de microalgas.

2. La disminución de la contaminación en lago es viable sí se regula y mejora el manejo

de los desechos industriales, esto mediante plantas de tratamiento de aguas residuales con

énfasis en los elementos que contribuyen a la eutrofización de las aguas como lo son:

nitratos, fosfatos y sustancias toxicas, fundamentalmente aguas arriba del Rio Villalobos,

acoplando a estas plantas de tratamiento sistemas de producción de biomasa del tipo:

microalgas y plantas acuáticas (ninfas) para su aprovechamiento en biogás, abonos

orgánicos y biorremediación. Esto disminuiría la entrada constante y ascendente de

nutrientes al lago, lo cual junto al control de la erosión mediante la reforestación de la

cuenca, contribuiría a disminuir paulatinamente los niveles de contaminación en el

mismo, recuperando la vida del ecosistema de este cuerpo de agua.

3. Para aprovechar al máximo el potencial energético de las microalgas se recomiendan

sistemas híbridos que consisten en una etapa inicial de producción de biomasa en

fotobioreactores cerrados, en la cual los microorganismos son mantenidos en crecimiento

continuo bajo condiciones de suficiencia de nutrientes y circulación continua, etapa que

es seguida por una fase de acumulación de producto (lípidos en sus estructuras) en

estanques abiertos. Una vez que la biomasa de microalgas ha sido producida en los

sistemas descritos, se da inicio a la etapa de cosecha o recolección, cuyo propósito es el

de remover el agua y concentrar las células microalgales para su posterior procesamiento.

161

4. Es necesario completar el análisis del perfil de ácidos grasos de las microalgas

aisladas, con unas evaluaciones de los pigmentos fotosintéticos como clorofilas y

carotinoides así como también los diferentes agentes tóxicos presentes en el aceite

extraído en las diferentes especies de microalgas y biomasa del lago. Estos dos estudios

que se recomiendan pueden orientar la investigación para lograr el mayor

aprovechamiento en cultivo de microalgas y obtención de aceite.

5. Para lograr un mayor rendimiento en el contenido lipidico de las microalgas, se

sugiere el acoplamiento a los cultivos de microalgas los flujos ricos en CO2 derivados

de emisiones industriales y al tratamiento de aguas residuales, con ellos se reducen los

costos al utilizar CO2 en sistemas artificiales. El aislamiento y selección de especies

oleaginosas realizada en esta investigación debe complementarse con la modificación

mediante procedimientos de ingeniería genética y metabólica con propósitos diversos,

tales como incrementar la eficiencia fotosintética, mejorar la productividad, aumentar la

fracción oleaginosa, reducir los fenómenos de foto- inhibición y daño foto-oxidativo.

Los componentes restantes de la biomasa microalgal después de extraer los lípidos,

pueden ser transformados en productos comercializables tales como: alimento para

ganado, extracción de pigmentos naturales y el uso de la digestión anaerobia para obtener

biogás o metano

6. En el diseño de un sistema de cultivos se recomienda utilizar recipientes de vidrio

transparente, de pared delgada y ancho no mayor a 40 centímetros con el propósito que el

medio en su totalidad reciba en forma permanente la iluminación directa, la capacidad no

debe exceder los 80 litros para evitar la contaminación. Para la iluminación artificial

deben emplearse tubos fluorescentes de color blanco entre 32 a 40 W. Es importante

mencionar que los sistemas de cultivos deben estar en constante agitación para mantener

un medio homogéneo para que los nutrientes se distribuyan en todo el volumen del

recipiente. Todas estas recomendaciones permiten obtener microalgas con una alta

concentración de aceite hasta del 25% por peso seco.

7. Para la separación de las microalgas del medio de cultivo se sugiere la utilización de

una centrifugadora de flujo continuo que permita disminuir el tiempo y mayor capacidad

162

del filtrado de la biomasa. El filtrado directo de las microalgas del lago Amatitlán no es

posible porque la biomasa de este cuerpo de agua dulce se encuentra con altos niveles de

contaminación.

8. Para el secado de biomasa a escala industrial se debe diseñar un sistema que permita

secado de la biomasa en el menor período de tiempo posible para evitar contaminación de

la muestra. En esta investigación se evaluó el secado a partir de muestras no mayores a

30 gramos de biomasa húmeda. Para mayores cantidades de biomasa es importante

considerar otra tecnología de secadores utilizando como fuente energética gas propano o

un sistema de colectores solares térmicos que por transferencia de calor permitan

optimizar el secado de la biomasa.

9. Se deben considerar otras tecnologías para la extracción de aceite y no limitar este

proceso al uso continuo del solvente hexano u otro químico. En la actualidad se están

realizando pruebas a nivel de laboratorio con ultrasonido, microondas y fluidos súper

crítico para aumentar la eficiencia y obtener mayores cantidades de aceite. Se recomienda

buscar otras alternativas tecnológicas que aumenten la producción de bioaceite.

10. En esta investigación los procesos: filtrado, secado y extracción de aceite pueden

llevarse a cabo empleando otros equipos y tecnología eficiente. Se recomienda para el

proceso de filtrado una centrifuga de flujo continuo, para el proceso de secado un

sistemas de transferencia de calor a gas o utilizando colectores solares térmicos y para el

proceso de extracción de aceite el ultrasonido a escala de laboratorio para comparar y

establecer comparaciones de rendimiento sustituyendo la tecnología presente.

11. La extracción de aceite es uno de los pilares fundamentales en el desarrollo de

tecnológico de este biocombustible. Por lo tanto se deben buscar alternativas para la

sustitución parcial o total de la tecnología de extracción por solvente químico por

tecnologías emergentes como lo son ultrasonido o microondas y complementar el

proceso con cepas de microalgas con altos contenidos de aceite.

163

12. Informar y divulgar la metodología empleada en esta investigación con otros centros

de investigación nacional e internacional para unificar criterios e intercambiar

experiencias que permitan desarrollar los protocolos de trabajo para escalar la

producción de aceite y biodiesel de microalgas a escala industrial.

164

IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

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169

IV.4 ANEXOS

170

IV.4.1 ESPECIES DE MICROALGAS ANALIZADAS

Nombre científico: Chlorella sp. (diminuta) Aumento: 1000X Clasificación

Imperio: Eukaryota Reino: Plantae Subreino: Viridaeplantae Phylum: Chlorophyta Clase: Trebouxiophyceae Orden: Chlorellales Familia: Chlorellaceae Género: Chlorella M.Beijerinck

171

Nombre científico: Monoraphidium griffithii (Berkeley) Komárková-Legnerová Aumento: 1000X Clasificación

Imperio: Eukaryota Reino: Plantae Subreino: Viridaeplantae Phylum: Chlorophyta Clase: Chlorophyceae Orden: Sphaeropleales Familia: Ankistrodesmaceae Género: Monoraphidium Komárková-Legnerová

172

Nombre científico: Selenastrum capricornutum Printz Aumento: 1000X Clasificación Imperio: Eukaryota Reino: Plantae Subreino: Viridaeplantae Phylum: Chlorophyta Clase: Trebouxiophyceae Orden: Oocystales Familia: Oocystaceae

173

Nombre científico: Navicula sp. Aumento: 1000X Clasificación:

Imperio: Eukaryota Reino: Chromista Subreino: Chromobiota Infrareino: Heterokonta Phylum: Bacillariophyta Clase: Bacillariophyceae Orden: Naviculales Familia: Naviculaceae Género: Navicula Bory de Saint-Vincent

174

Scientific name: Microcystis aeruginosa (Kützing) Kützing

Aumento: 1000X

Clasificación

Imperio: Prokaryota Reino: Bacteria Subreino: Negibacteria Phylum: Cyanobacteria Clase: Cyanophyceae Subclase: Oscillatoriophycideae Orden: Chroococcales Familia: Microcystaceae Género: Microcystis Lemmermann

175

IV.4.2 IMÁGENES DE TRABAJO DE CAMPO.

FIGURA 13. Análisis in-situ de las condiciones físico-químicas del agua en los puntos de muestreo.


FIGURA 14. Colecta de muestras de fitoplancton con red de plancton.


176

FIGURA 15. Preparación de tubos de cultivo con medio de cultivo estéril para el aislamiento y propagación de cepas de microalgas.


FIGURA 16. Análisis químico en laboratorio de muestras de agua provenientes de los sitios de muestreo.


177

FIGURA 17. Cosecha de biomasa de microalgas cultivadas mediante filtración.


FIGURA 18. Observación de muestras de fitoplancton para la identificación de las especies de microalgas.


178

IV.4.3

A continuación se presenta un listado de los reactivos que se utilizan para la preparación del medio COMBO, es importante indicar que los precios corresponden al año 2010 en el mercado guatemalteco.

• Precio de los insumos necesarios para la preparación de un litro de medio de cultivo COMBO.

No.

Reactivo Presentació

n

Precio del reactivo

(Quetzales)

Cantidad para 1Litro de medio COMBO

Precio de reactivo

(Quetzales)

Precio de reactivo por

litro de medio Combo

(Quetzales) 1 Nitrato de sodio 500 gr 310.00 0.08501 gr 0.62/gr 0.0527 2 Cloruro de calcio

2H2O 500 gr 230.00 0.03676 gr 0.46/gr 0.0169

3 Sulfato de magnesio 7 H20

500 gr 350.00 0.03797 gr 0.7/gr 0.0265

4 Bicarbonato de sodio

1 kg 343.33 0.01260 gr 0.34/gr 0.00428

5 Silicato de sodio 9H2O

500 ml (41°Baume)

296.78 0.00863 ml 0.59/ml 0.00509

6 Fosfato ácido de potasio

500 gr 234.30 0.00871 0.47/gr 0.00409

7 Ácido bórico 1 kg 474.04 0.024 gr 0.47/gr 0.0113 8 Cloruro de

potasio 1 kg 242.11 0.00745 gr 0.24/gr 0.00179

9 EDTA sodio 2H2O

500 gr 265.54 0.00436 gr 0.53/gr 0.00231

10 Cloruro férrico 6H2O

500 gr 369.41 0.001 gr 0.74/g 0.00074

11 Sulfato de cobre 5H2O

1 kg 596.67 0.000001 gr 0.60/gr 0.0000006

12 Sulfato de zinc 7H2O

500 gr 325.49 0.000022 gr 0.65/gr 0.0000143

13 Cloruro de cobalto 6H2O

100 gr 1550.20 0.000012 gr 15.50/gr 0.000186

179

14 Cloruro de manganeso 4H2O

100 gr 170.00 0.00018 gr 1.70/gr Q. 0.000306

15 Molibdato de sodio 2H2O

100 gr 748.19 0.000022 gr 7.48/gr 0.000165

16 Tiamina 100 gr 750.00 0.0001 gr 7.50/gr 0.00075 17 Biotina 100 gr 626.40 0.0001 gr 6.26/gr 0.000626 18 Cianocobalamina 10 gr 1939.19 0.00055 gr 193.92/gr 0.106656 19 Agua

desmineralizada Garrafón 5 galones (18.927 L)

14.00 1 L 0.74/L 0.74

Total: Q 0.97

• El Consumo energético en kWh expresado en quetzales

El precio de 1 MWh en el mercado de oportunidad según el Administrador del mercado mayorista para el segundo trimestre se estima en $ 160 /Mwh, entonces para expresar este valor en kWh se procede de la siguiente forma:

kWh

QQ

kWh

MWh

MWh

25.1

$1

81342.7*

1000

1*

160$ =

180

PARTE VIII

181

5.1 INFORMES FINANCIEROS

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